1 Medicina en Cetáceos para Zoo and Wild Animal Medicine 5th ed

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Medicina en Cetáceos
para
Zoo and Wild Animal Medicine 5th ed.
Thomas H. Reidarson DVM, Dipl. ACZM
SeaWorld de California, San Diego
Traducido por Tania Monreal Pawlowsky, DVM y Tenesoya Pawlowsky Santana, DVM
Introducción
La medicina se define literalmente como el arte y la ciencia del diagnóstico y tratamiento de
la enfermedad y el mantenimiento de la salud. Como es difícil describir el arte de la medicina
con palabras, este capítulo trata sobre la ciencia y espera del lector que sea un veterinario
competente. La vida en un medio acuático crea varios retos para un cetáceo. Este capítulo
subraya varios de estos retos y, donde resulta apropiado, el autor intenta introducir rasgos y retos
médicos.
Biología
Cetacea (ballenas, marsopas y delfines), carnivora (osos polares, nutrias, focas, leones
marinos y morsas), y sirenia (manaties y dugongs) son los tres órdenes de mamíferos marinos.
Utilizando técnicas moleculares, varios biólogos han propuesto el insertar a los cetáceos dentro
del orden Artiodactyla (ungulados de pezuña plana). Hasta el momento 78 especies de cetáceos
vivos forman dos subórdenes, el de los Misticetos (ballenas barbadas) y el de los Odontocetos
(ballenas dentadas).
Desde una perspectiva anatómica, los cetáceos están modificados en un grado mayor que
cualquier otro mamífero. Para adaptarse a un medio totalmente acuático, poseen diferencias
morfológicas obvias y fisiológicas algo más sutiles. Pueden moverse libremente en el agua,
regular el intercambio de calor y visualizar la presa en un medio oscuro.
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Misticetos y odontocetos comparten muchas características pero pueden diferenciarse gracias a
la presencia de barbas (aparato filtrador) compuestas por queratina, dos espiráculos externos,
mandíbula no sinfiseal y “dimorfismo sexual inverso” (hembras adultas más grandes) en los
misticetos.
Este capítulo trata del delfín mular (Tursiops truncatus) y la orca (Orcinus orca), cetáceos de la
familia Delphinidae, ya que los conocimientos médicos son mayores en estas especies.
Anatomía y fisiología únicas
Los cetáceos están adaptados a moverse en un ambiente que es: (1) 3 órdenes de magnitud
más denso o 60 veces más viscoso que el aire (2) el coeficiente de conductividad térmica es 25
veces mayor en el agua que en el aire (por ejemplo: el calor del cuerpo de un mamífero se pierde
25 veces más rápido en el agua) y, (3) el medio acuático atenúa la energía lumínica (en total
oscuridad al cabo de pocos metros).
Algunos de los rasgos externos de los cetáceos diseñados para disminuir la resistencia en el
medio acuático incluyen cuerpos fusiformes alineados a las corrientes y ausencia de pabellón
auricular, órganos reproductores externos, apéndices pélvicos y pelo (aunque todas las especies
tienen un manto de pelo durante el desarrollo fetal y algunos poseen algo de pelo en la zona
facial en la vida adulta). La aleta pectoral es una modificación de la extremidad anterior de un
mamífero, con una red fibrorcartilaginosa de densidad extrema entre los huesos de la falange
para crear una especie de remo. La cola a su vez es no ósea y se utiliza primordialmente para la
propulsión. La mayoría posee una aleta dorsal fibrorcartilaginosa que facilita la termorregulación
y la estabilidad dinámica.
Para regular un flujo térmico en un ambiente altamente conductor, los cetáceos han
desarrollado unas “ventanas térmicas”. Poseen estructuras únicas que ayudan en la
termorregulación como las anastomosis arteriovenosas (AAV), canales vasculares que conectan
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una arteria y una vena proximal al lecho capilar. Existen en la piel, superficialmente a la grasa,
en las aletas y en la cola. Las AAV juegan un papel determinante en la termorregulación global
del cuerpo, regulando la pérdida de temperatura al medio exterior, manteniendo la temperatura
en el núcleo corporal elevada y permitiendo el acceso de sangre fría a testículos, epidídimos,
ovarios y útero. Los testículos de los cetáceos son crípticos, y como tales son termorregulados
por un sistema contracorriente situado en la cavidad abdominal caudal que recibe la sangre de las
aletas dorsales y la cola. Han sido descritas redes venosas similares en las hembras para prevenir
traumas reproductivos hipertérmicos. También existe la hipótesis que regulan la temperatura del
feto en desarrollo.
Para conservar el calor, los cetáceos mantienen un parámetro superficie:volumen que les permite
disminuir el área relativa en la que el calor es transferido al medio acuático. Esta “solución”
morfológica disminuye por tanto la pérdida de calor del cuerpo del mamífero marino al agua.
Los cetáceos mantienen a su vez una conductividad térmica baja gracias a una gruesa hipodermis
rica en grasas que aporta más del 30% del peso vivo del animal. Esta capa aísla a los mamíferos
marinos del medio exterior.
Para deshacerse del calor excesivo, los mamíferos marinos han desarrollado varios
métodos. La capa grasa está muy vascularizada por unas arteriolas capaces de vasoconstreñirse y
vasodilatarse para “llevarse” el exceso de temperatura lejos del centro del cuerpo. A su vez, estos
animales pueden utilizar sus aletas dorsales y la cola, que no están aisladas, como ventanas
térmicas que disipan calor a través de dos sistemas venosos de retorno. Uno de estos sistemas
está cerca de la superficie y el otro forma un sistema contracorriente con las arterias provenientes
de las aletas y la cola.
El sistema respiratorio de los cetáceos es único en comparación al de los mamíferos terrestres y
se caracteriza por tener los nostrilos posicionados en lo alto de la cabeza, bipartidos en las
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ballenas barbadas y únicos en las dentadas. Los odontocetos también poseen 4 pares de sacos
asociados a la parte final del conducto nasal, que utilizan para la producción de sonido. La
laringe está compuesta por un marco cartilaginoso que comprende la epiglotis y un cartílago
corniculado que se mantienen unidos por un conjunto de músculos llamado llamado tubo
aritenoepiglótico. El esfínter palatofaríngeo mantiene el cartilago de forma piramidal firmemente
sellado en una posición intranarial, asegurando que no entre agua ni comida en el sistema
respiratorio durante la deglución.
Los pulmones están nada o poco lobulados, formando esencialmente dos lóbulos. Desde el punto
de vista anatómico puede hablarse de un aumento de estructuras de soporte como pueden ser
cartílago, colágeno, músculo liso y tejido elástico a nivel de los bronquiolos terminales, lo que
facilita una apnea prolongada y el rápido intercambio de aire al emerger.
Los cetáceos bucean con los pulmones llenos de aire. Para evitar la narcosis por nitrógeno (una
condición potencialmente mortal causada por la absorción de aire rico en nitrógeno durante una
inmersión y la liberación de este nitrógeno en forma de gas a la sangre durante el ascenso), los
cetáceos son capaces de colapsar los alveolos gracias a una especie de esfínter que poseen en los
bronquiolos terminales. De esta forma el colapso alveolar aisla el nitrógeno de la sangre,
forzándolo a subir a las vías superiores del árbol bronquial. Dado que el intercambio de aire no
se da durante la inmersión, el oxígeno debe ser almacenado y transportado uniéndolo de forma
reversible a la hemoglobina de los eritrocitos y a la mioglobina muscular.
El sistema digestivo consta de tres cámaras que funcionalmente corresponden al único estómago
de la mayoría de mamíferos. La primera cámara es el pre-estómago distendible, esencialmente
un ensanchamiento del esófago distal. La segunda es el estómago glandular principal o fundus, el
lugar de la digestión química. La tercera tiene forma de “U” y es la región pilórica, conectada
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por el canal conector. La parte inicial del duodeno es una especie de saco que se confunde
comúnmente con una cuarta cámara.
La mayoría de los mamíferos marinos poseen riñones multilobulados formados por unidades
pequeñas e independientes denominadas renículas. Ya que un riñón multilobulado posee más
superficie que uno unilobulado puede filtrarse más volumen sanguíneo por unidad de tiempo,
produciéndose por tanto un mayor volumen de orina y una importante diuresis postpandrial. No
se sabe si pueden formar una orina más concentrada que los mamíferos terrestres, entonces, ¿cuál
es la ventaja de poseer un riñón multilobulado?. Ya que muchos mamíferos terrestres de gran
tamaño poseen a su vez riñones multilobulados, puede especularse que son una adaptación al
tamaño del animal.
Instalaciones especiales
Las directrices para el mantenimiento de cetáceos en cautividad son estipuladas por el Animal
Welfare Act (AWA), bajo la dirección del U.S. Department of Agriculture (USDA). El AWA
asegura que animales mantenidos para su uso en la investigación y exhibición pública son
tratados correctamente. La Animal and Plant Health Inspection Service (APHIS) se asegura del
cumplimiento de las normas vigentes mediante inspecciones no anunciadas de inspectores de la
USDA. Estos inspectores pueden exigir los requisitos mínimos de espacio, alimentación,
sanidad, manejo, calificación de los empleados, asistencia veterinaria y transporte. Para más
información se remite al lector al Code of Federal Regulations (CFR), documento publicado en
el congreso.
El USDA y APHIS han establecido estándares mínimos para la calidad del agua. Los sistemas
pueden ser abiertos, semicerrados o cerrados. Los sistemas abiertos no precisan de filtración
mecánica mientras que los semicerrados se basan en un recambio periódico de agua y una
filtración granular (utilizando arena o una mezcla de antracita, arena y granate). Los sistemas
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cerrados son los que requieren el tratamiento de agua más intenso, ya que se reutiliza la totalidad
del agua. Los sistemas cerrados y semicerrados presentan también dificultades en el
mantenimineto de la salinidad, alcalinidad y pH. El agua de lluvia, de escapes y de la limpieza
mediante mangueras puede afectar a la salinidad. La alcalinidad y el pH disminuyen al añadir
ácidos orgánicos a través de heces, comida y orina. Se necesita bicarbonato o sales carbonadas
para corregir esta situación.
La filtración mecánica es utilizada para la extracción de partículas de deshechos y partículas
de carbón orgánico (PCO). La mayoría de filtros son tipo aspiradora, colocándose una bomba
detrás del filtro y pasando el agua a través de él. Los filtros granulados se definen por el tamaño
del grano filtrante y/o la composición del medio. Los filtros rápidos de arena contienen arena
fina (tamaño de grano <0,5 mm) o arena rugosa (tamaño de grano >5,0 mm), mientras que los
filtros de capacidad elevada contienen un medio dual, normalmente antracita y arena, o medios
múltiples, con antracita, arena, granate y/o ilemnita. En los filtros duales o múltiples los
materiales se colocan de rugosos (arriba) a finos (abajo) para conseguir una extracción óptima de
las partículas. Los filtros se limpian cuando se mide una gran diferencia de presión entre los
diferentes materiales que lo componen (de arriba a abajo). APHIS regula la cantidad de
coliformes en sistemas de mamíferos marinos mediante la obtención de muestras semanales. Las
piscinas no pueden exceder un número más probable (NMP) de 1000 coliformes /100 ml de
agua.
Para el control bacteriano se utilizan varios tipos de desinfectantes. Algunos son oxidantes
basados en cloro, ozono y ultravioleta. Los óxidos de cloro incluyen hipoclorito sódico (NaOCl),
en forma de gas (Cl2), mono y dicloramina (NH2Cl, HNCl2), y dióxido de cloro (ClOx), así
como sus productos de reacción. Las sales de hipoclorito reaccionan con el agua para producir
ácido hipoclórico y con el amoníaco para producir di- y tricloraminas. El primero es considerado
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el oxidante más potente contra virus, quistes protozooarios y bacterias entéricas. La formación de
ácido depende de la cantidad de cloro añadido, mientras que la de cloraminas depende de la
presencia de proteína residual añadida al sistema (proveniente de heces, orina y agua).
En la práctica, la mayoría de instituciones intentan mantener el total de cloro por debajo
de 1 ppm y el cloro libre en un 50% del total. Los oxidantes de cloro también reaccionan con
bromo en agua de mar tanto artificial como natural, formando ácido hipobrómico (HOBr) e iones
hipobrómicos (Obr-), ambos potentes oxidantes. El ozono también se utiliza comúnmente como
desinfectante. S produce haciendo pasar una corriente alterna de alto voltaje a través de un
espacio de descarga en presencia de oxígeno. Una vez generado se descompone rápidamente en
otros desinfectantes potentes, radicales libres, hidroperóxidos e intermediarios de ozónida. El
ozono reacciona a su vez con iones bromuro, presente de forma natural en el agua de mar,
produciendo oxidantes adicionales, ácido hipobromoso e iones de hipobromito.
Inmovilización y manejo
Los cetáceos pueden ser inmovilizados para extracción de sangre, radiografías, ecografías y
endoscopias con o sin la ayuda de anestesia general. Normalmente el animal es transportado
fuera del agua mediante una camilla con agujeros para las aletas pectorales. Para la mayoría de
procedimientos médicos el animal es posicionado lateralmente sobre un costado, retirándose la
camilla.
Los medicamentos utilizados para anestesia general y sedación se encuentran en la Tabla
1. Algunos de los agentes intravenosos utilizados con éxito son el tiopental, propofol y la
combinación de medetomidina y ketamina. Seis delfines mulares adultos fueron preanestesiados
con diazepam (0,15 mg/kg IM) y atropina (1,5 – 2,0 mg IM), inducidos con propofol (3,5 – 4,8
mg/kg IV hasta obtener el efecto deseado), y mantenidos con isoflurano (1,0 – 1,5 %) (B. Van
Bon y R. Linnehan, M. Walsh, J. McBain, S. Ridgway, com. personales). Otro delfín mular
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adulto fue anestesiado con medetomidina (40 mcg/kg IM) y ketamina (1,75 mg/kg IM) y
revertido con atipamezol (200 mcg/kg IM) (T. Reidarson, datos no publicados). La intubación se
consigue mediante la dislocación del tubo aritenoepiglótico (laringe modificada) del esfínter
nasofaríngeo del espiráculo. Se tira de la laringe anteroventralmente y se introduce un tubo
endotraqueal por la tráquea. Debido al gran tamaño de la tráquea de un animal adulto se
necesitan tubos equinos de entre 24 y 32 m de diámetro. Dado que en la mayoría de los cetáceos
la tráquea se bifurca cranealmente, no hay que preocuparse por intubar los bronquios principales
por error. Para un delfín mular de unos 240 kg de peso, no se debe pasar el tubo endotraqueal
más allá de los 20 cm de la abertura de la laringe.
La anestesia inhalatoria de elección es el isofluorano, aunque en el pasado también se han
utilizado halotano y óxido nitroso para intervenciones cortas efectos laterales. (Tabla 2). El grado
de profundidad de la anestesia se comprueba mediante los reflejos palpebral y corneal, lengua,
movimiento del espiráculo en respuesta al contacto y movimientos de ano y vagina. Aunque
antiguamente se creía necesario, el control del nivel apnéustico puede reemplazarse por
ventilación no apnéustica durante la anestesia general. En procedimientos largos es necesario
mantener ventilación asistida a un ritmo de 3 a 6 respiraciones por minuto.
Las opciones quirúrgicas en cetáceos son similares a las de los mamíferos terrestres, a excepción
de la laparatomía, que ha sido introducida recientemente. Las operaciones quirúrgicas más
comunes son odontología (extracción de piezas dentarias, tratamiento de encías y pulpotomías),
tratamiento de abscesos, tratamiento de heridas, biopsias superficiales (mediante endoscopia y
punciones dérmicas) y reparación de fracturas maxilares y mandibulares.
Diagnósticos
Los cetáceos no son los únicos en enmascarar los signos de enfermedad, sin embargo el autor
cree que lo han convertido en un arte. Cuando un cetáceo deja de comer, la situación es grave. A
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menos que sea obvio, hay que asumir que es neumonía hasta que se demuestre lo contrario.
Como humanos tendemos a ser optimistas cuando no entendemos del todo la situación, lo que
desafortunadamente muchas veces es la causa de la muerte de algunos cetáceos. Como regla a
seguir, si el clínico cree conveniente realizar alguna prueba, lo mejor es hacerla lo antes posible.
Por otra parte, si el clínico está convencido de que se tiene que hacer algo, puede ser demasiado
tarde.
Los cetáceos presentan varios retos en el exámen clínico. Primero tener en cuenta que son
animales muy sociales. Si se sienten enfermos, en vez de separarse del resto del grupo, tienden a
quedarse cerca de otros animales enfermos. Debido al ambiente acuático en el que viven, es
difícil observar vómitos, diarrea, hematuria y descargas de abscesos.
Como con todas las demás especies, lo más importante es obtener un buen historial. Aunque
el conocimiento de la cantidad de comida ingerida y del apetito es importante, la interacción con
los entrenadores y sus compañeros de piscina es igualmente importante para detectar la
enfermedad. Visualmente se pueden examinar la condición de la piel y los ojos y la condición
corporal. Aunque no resulta muy usual, el clínico puede no detectar la pérdida de peso gradual de
un animal. A menos que se puedan pesar los animales u observarlos a través de un panel acrílico
o directamente fuera del agua, es difícil determinar cambios sutiles en el peso.
La flotabilidad es uno de los rasgos clínicos más importantes en cetáceos. Una neumonía
puede aumentar o disminuir la flotabilidad. Una disminución está asociada a una menor
capacidad pulmonar, ya sea debida a una masa o a la acumulación de fluido pleural. Una
flotabilidad aumentada se da al acumularse gas en el tracto gastrointestinal, abdomen o tórax. La
inclinación puede ser difícil de determinar. Se debe principalmente a neumonía unilateral o
problemas de SNC. Lo mejor para observar una inclinación del animal es observarlo en la
superficie del agua, cuando está descansando, ya que pueden compensar cualquier tipo de
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anormalidad en la flotabilidad cuando están nadando. A pesar de que existen excepciones, los
individuos con neumonía tienden a compensar, mientras que los que padecen problemas del SNC
no son capaces de hacerlo. Mantener en mente que una cierta inclinación es normal en delfines
que están mirando hacia arriba, tal y como ocurre cuando se vacía el agua de la piscina porque
girar hacia un lado permite observar mejor lo que pasa por encima de la superficie.
El examen físico
Hay limitaciones debido al tamaño, incapacidad para llevar a cabo la palpación abdominal y
la auscultación torácica debido al grosor de la grasa que atenúa la transmisión del sonido.
Aunque frecuentemente se pasa por alto, el peso corporal es esencial en un examen fisico inicial.
Si el historial y los examenes visuales indican una posible enfermedad, lo habitual es obtener una
muestra de sangre en primer lugar. El sitio más frecuente para realizar venipunción es la vena de
la aleta central aunque también puede obtenerse sangre de la aleta dorsal, la aleta pectoral, o del
pedúnculo. Las muestras de orina pueden obtenerse mediante sondaje utilizando catéteres
urinarios flexibles del 5 a 8 Frances (French). Las muestras fecales se recogen insertando un tubo
tipo Levin Frances del No. 16 (Professional Medical Products, Inc., Greenwoood, SC) y las
muestras de leche pueden obtenerse aplicando un embudo unido a una jeringa de 60 ml con
punta para cateter (catheter tip syringe) con una longitud de tubo corta. Tomando una muestra
del paso nasal con una torunda o exponiendo una placa de agar durante la exhalación, se
consiguen muestras de espiráculo para cultivo y citología. Estas muestras son útiles para evaluar
enfermedad del tracto respiratorio superior pero no son de mucha ayuda en el caso del tracto
respiratorio inferior.
Otras modalidades diagnósticas
La ultrasonografía y la endoscopia (gastroscopia, broncoscopia, cistoscopia, colonoscopia)
son modalidades diagnósticas utilizadas comúnmente en cetáceos. La gastroscopia de cetáceos es
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fácil de realizar después de un ayuno de 6 horas. Los cetáceos no entrenados para una
endoscopia dentro del agua se introducen en una camilla o se colocan sobre un cojín de espuma.
La técnica preferible es colocar al animal bien en recumbencia lateral derecha o bien en
recumbencia esternal. Colocar toallas de algodón en la boca y apartar el hocido permite dominar
la cabeza del animal. Se pasa el endoscopio por el esófago con insuflación contínua. La primera
cámara (pre-estómago) es de color más claro que el esófago y tiene un grueso epitelio escamoso.
La segunda cámara (fúndica), localizada en la porción craneal ventral izquierda del preestómago, no es distendible y tiene una mucosa de color rojo oscuro con aspecto aterciopelado
organizada con una distribución distinta de criptas circulares rugosas. La tercera cámara
(pilórica) está conectada a la cámara fúndica mediante un canal y es imposible observarla
endoscópicamente con la tecnología actual.
Para la endoscopia, puede insertarse fácilmente un broncoscopio estándar de 5,6 mm de
diámetro y 60 cm de longitud a través del espiráculo , la nasofaringe y la glotis, pasar los
bronquios accesorios y más allá de la carina hasta los bronquilos de 3ª a 4ª generación. Las
muestras de lavados broncoalveolares (LBA) (para citología y cultivo) y las biopsias
endobronquiales obtenidas de estos sitios son de mucha ayuda en la evaluación de la enfermedad
del tracto respiratorio inferior. Recientemente se han introducido examenes exploratorios por
laparoscopia para la visualización y biopsia de órganos abdominales. Los aspirados de médula
ósea y las biopsias pueden obtenerse de los cuerpos vertebrales centrales de la cola o del esternón
utilizando técnicas estándar.
Hematología y bioquímicas (Tabla 2)
El tamaño de los eritrocitos y las concentraciones de hemoglobina son más altas y el número
de eritrocitos inferior en la mayoría de mamíferos marinos si se comparan con sus congéneres
terrestres. Los recuentos de eritrocitos son superiores en neonatos que en adultos y decrecen a
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medida que el animal crece y aprende a bucear. El número de eosinófilos circulantes es
significativamente mayor en los cetáceos libres que en los cautivos, debido presumiblemente a
la presencia de parásitos internos en los primeros.
La alanina aminotransferasa (ALT), la aspartato aminotransferasa (AST), y la lactato
deshidrogenasa (LDH) son indicadores de desórdenes en el sistema hepatobiliar. Además de por
daños infecciosos y tóxicos al hígado, estos enzimas también son liberados al sistema
circulatorio debido a inyecciones intramusculares así como por heridas traumáticas del músculo
liso y esquelético. Estas distintas condiciones clínicas en cetáceos produce patrones de isoenzima
LDH que difieren significativamente, facilitando información bioquímica concluyente cuando
están limitadas otras modalidades diagnósticas.
La fosfatasa alcalina (FA-ALP) es producida por una variedad de tejidos que incluye el
hígado, riñón, hueso, corazón y músculo esquelético. Se observan niveles séricos elevados de
ALP en cetáceos jóvenes, sanos y de crecimiento rápido. A diferencia de sus colegas terrestres,
en cetáceos, los niveles elevados de FA raramente se asocian a patología hepática, entre las que
se incluyen colangiohepatitis fibrosante, cirrosis hepática, hepatitis vírica crónica activa y
hemocromatosis hepática. En el delfín mular, la actividad sérica de la FA es un indicador de
pronóstico útil de enfermedad inflamatoria. Los niveles séricos disminuyen drásticamente con
enfermedades infecciosas y aumentan cuando la infección mejora. Los niveles de FA también
pueden utilizarse para evaluar el estado nutricional de los cetáceos. El mecanismo por el cual los
niveles de FA caen de forma muy predictiva cuando los individuos pierden peso y aumenta
cuando lo recuperan, es desconocido.
Los niveles séricos de sodio y cloro son en cetáceos aproximadamente un 10% superiores en
comparación con sus colegas terrestres debido al consumo obligatorio de agua salada y peces que
contienen elevados niveles de sal. Se desconoce el mecanismo por el cual los cetáceos controlan
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elevadas cantidades de sal, aunque la hormona antidiurética y el sistema renina-aldosterona
parecen jugar un papel fundamental.
El tiempo parcial de protrombina (TPP) es anormalmente largo en los odontocetos debido a la
falta del factor Hageman (Factor XII) y del factor Fletcher (precalicreína) que aparentemente
contribuyen en la funcionalidad de la vía intrínseca de la cascada de la coagulación. La
importancia de esto no está claro ya que los cetáceos parecen no sufrir desórdenes hemostáticos.
Debido a que la mayoría de las enfermedades de los odontocetos son infecciosas y por ello de
naturaleza inflamatoria, el conocimiento de los marcadores hematológicos y bioquímicos de la
inflamación es esencial. Estos son el recuento de reticulocitos, recuento de glóbulos blancos,
recuento diferencial, tasa de sedimentación de los eritrocitos, fibrinógeno plasmático, albúmina
sérica, fosfatasa alcalina sérica y hierro sérico. Para una discusión profunda de estos parámetros
se refiere al lector al capítulo sobre Medicina de cetáceos de J. McBain en el CRC Handbook of
Marine Mammal Medicine.
Enfermedades infecciosas de los cetáceos (Tabla 3)
Enfermedades víricas
A lo largo de la década pasada, el morbillivirus ha emergido como el patógeno de mayor
importancia en los cetáceos salvajes. Las especies afectadas incluyen los defines mulares de la
costa atlántica de los Estados Unidos y del Golfo de Méjico, la foca común (Phocoena
phococena) de la costa Irlandesa, delfines listados (Stenella coeruleoalba) del Mediterráneo,
ballenas piloto o calderones (Globicephala melas y G. macrorhynchus) del Atlántico oeste,
delfines comunes (Delphinus delphis), delfines oscuros (Lagenorhynchus obscurus) y delfines
mulares costeros (T. truncatus) del Pacífico este. Los signos clínicos incluyen mala condición
física, enfermedad respiratoria (neumonía broncoinstersticial), encefalitis, y fuertes cargas de
ecto y endoparásitos.
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Los papilomas cutáneos y de mucosas y/o fibropapilomas han sido identificados en orcas
(Orcinus orca), papilomas genitales en cachalotes (Physeter macrocephalus), papilomas
gástricos en belugas (Dephinapterus leucas), papilomas cutáneos en foca común (Phocoena
phocoena), y verrugas genitales en delfines oscuros y marsopas de Burmeister (Phocoena
spinipinnis). En las dos últimas especies, la más probable es la transmisión venérea, mientras
que la transmisión de las formas cutáneas y gástricas es desconocida.
Se han aislado poxvirus de delfines mulares del Atlántico, delfines listados del Atlántico, una
orca, delfines oscuros, delfines de hocico largo (Delphinus capensis), delfín de Hector
(Cephalorhynchus hectori) y marsopas de Burmeister. Las presentaciones clínicas más
frecuentes varían desde lesiones en forma de anillo o redondeadas a formas negras, puntiformes
(“tatuaje”) en cualquier parte del cuerpo. Las lesiones persisten desde meses hasta años sin
efectos dañinos aparentes en el animal.
Se han aislado herpesvirus del cerebro de una marsopa común varada, la mucosa peneana de una
marsopa común macho, úlceras esofágicas en belugas y marsopa común, dermatitis generalizada
en hembras de belugas juveniles varadas, y puntos negros en el hocico de delfines oscuros en
libertad. Excepto en la encefalitis por herpesvirus en la marsopa común, las otras lesiones
estaban localizadas en piel y mucosa solamente, sin evidencia de diseminación sistémica.
Otros virus observados con menor frecuencia incluyen el virus de la influenza A, adenovirus,
calicivirus, virus de la hepatitis B, y un virus parecido al rabdovirus. El virus de la Influenza A
fue aislado de una ballena piloto (Globicephala melas) varada en la costa de Maine y ballenas
Minke en el Pacífico Sur. La primera presentaba emaciación con dificultad extrema para
maniobrar y presentaba bronquitis y bronquiolitis necrotizante, además de alveolitis hemorrágica
en la necropsia. Se ha aislado adenovirus de muestras de colon de dos ballenas (Balaena
mysticetus) y de los instestinos de una beluga del estuario de St. Lawrence. Hasta ahora la
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enfermedad clínica no ha sido atribuida a la presencia de adenovirus en ninguna de las especies
de cetáceos. Se han aislado calicivirus (virus del león marino de San Miguel) de delfín mular, en
el que producia lesiones tipo “tatuaje” parecidas a las producidas por el poxvirus. Se ha
diagnosticado infección por hepatitis B (hepadnavirus) en un delfín listado del Pacífico
produciendo una hepatitis crónica persistente parecida a la que se observa en mamíferos
terrestres. Finalmente, un virus parecido al rabdovirus (relacionado pero no idéntico al virus de la
rabia) fue aislado de los pulmones y riñones de un delfín de hocico blanco.
Enfermedades bacterianas (En la tabla 4 se detallan muchos de los productos farmacéuticos
utilizados comúnmente en cetáceos)
Se ha obtenido Brucella de un feto abortado de delfín mular y del pulmón de un delfín mular
adulto. Ha sido documentada la evidencia serológica de exposición a Brucella en una marsopa
común, delfín mular, orcas, delfín común, calderones, y delfines listados.
Erysipelothrix rhusiopathiae ha producido numerosas enfermedades y muertes en delfines
mulares, beluga, orcas, un delfín de hocico blanco (Lagenohynchus albirustris), y falsas orcas
(Pseudorca crassidens). La enfermedad es más frecuente en cetáceos juveniles no vacunados y
se caracteriza por signos clínicos no específicos de anorexia y debilidad produciendo septicemia
aguda o formas dérmicas (enfermedad del mal rojo). El organismo es una bacteria residente de
la capa mucosa de muchas especies marinas de peces. Capaz de sobrevivir a la congelación y
descongelación, es difícil eliminar la bacteria por procedimientos tradicionales.
La nocardiosis ha sido descrita en nueves especies de cetáceos. Norcardi asteroides y N.
brasiliensis son las especies más frecuentemente descritas y producen enfermedad pulmonar y/o
cutánea. El único método diagnóstico antemortem son la biopsia y el cultivo, y todas las formas
de terapia convencionales han fallado en la resolución de la infección.
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Staphylococcus aureus y Pseudomonas aeruginosa son dos de las más frecuentemente
aisladas en infecciones del tracto respiratorio inferior y superior y producen septicemia y muerte.
El autor conoce al menos cinco casos de septicemia por S. aureus asociadas a flebotomía en
delfines mulares.
Otras bacterias observadas de forma menos frecuente es Mycobacteria marinum , aislada de
una lesion profunda de piel de una beluga, una única especie marina de Helicobacter aislada de
muestras de mucosa gástrica (asociada o no con ulceración gástrica), Pasteurella multocida
causante de enteritis hemorrágica y traqueitis que acaban en septicemia y muerte en muchos
delfines mulares, y un sobrecrecimiento de Clostridium perfringens del tipo A que produce
vómitos, diarrea, flatulencia y calambres en varios cetáceos.
La tabla 5 incluye muchos de los agentes antimicrobianos utilizados comúnmente en cetáceos.
Enfermedades micóticas
Un estudio reciente de infecciones fúngicas en mamíferos marinos ha descrito la aspergilosis
pulmonar como la enfermedad fúngica más común en cetáceos, afectando a 10 especies con el
mayor número observado en delfines mulares varados infectados con morbillivirus. Otros hongos
oportunistas incluyen infecciones sistémicas y locales por Candida albicans en 7 especies de
mamíferos marinos, infecciones por Cryptococcus neoformans en 3 especies de cetáceos,
infecciones sistémicas por zigomicetos en 9 especies de cetáceos, e infecciones por dermatofitos
incluyendo Fusarium, Malassezia, Microspoum, Spoothrix, Trichophyton, y Trichospoon en 4
especies de cetáceos.
Las infecciones con participación de hongos endémicos incluyen Blastomyces dermatitidis
sistémico en un delfín mular, Coccidioides immitis sistémico en un delfín mular, infecciones
diseminadas de Histoplasma capsulatum en delfín mular, una falsa orca, y un delfín listado del
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Pacífico, y Loboa loboi (blastomicosis queloide) en un delfín de agua dulce (Sotalia guianensis)
y un delfín mular.
El hallazgo de hongos oportunistas como Aspergillus, Candida, o Zygomycetes spp. en un
cultivo de una membrana respiratoria mucosa puede ser de interés. Si no hay un elevado índice
clínico de sospecha de invasión, el hongo debe considerarse saprofito ya que son transportados
fácilmente por el aire y puede demostrarse durante el muestreo tanto de aire interior como
exterior. La demostración de enfermedad invasiva por parte de estos organismos suele requerir la
identificación de los agentes fúngicos directamente en la muestra clínica o el crecimiento de
organismos de más de una muestra obtenida de un lugar normalmente estéril.
Las presentciones clínicas de las enfermedades micóticas son frustrantemente inespecíficas,
variando de crónicas a fulminantes, al igual que la enfermedad bacteriana o vírica. Una
enfermedad que inicialmente parece responder a los antibióticos y se cambia a una situación en
la que aparentemente no hay respuesta, podría ser evidencia de un cambio a una etiología
fúngica. Los hallazgos de laboratorio de individuos con infecciones fúngicas oportunistas suelen
producir cambios hematológicos y bioquímicos no distinguibles de infecciones bacterianas o
víricas. La radiografía, la ultrasonografía y la endoscopia ayudan en la localización de las
lesiones.
Con la excepción de la prueba de inhibición competitiva con Aspergillus, la aglutinación por
latex en criptococos, el método del antígeno ELISA para histoplasmosis y los tests para
coccidioidomicosis útiles desde el punto de vista diagnóstico y pronóstico, el uso de la serología
para el diagnóstico de las micosis es por lo general desalentador. Se han utilizado varias drogas
antifúngicas para tratar las infecciones fúngicas en mamíferos marinos (Tabla 5). Los azoles
fungistáticos (fluconazol, Pfizer; itraconazol, Janssen Pharmaceutica; ketoconazol, Janssen
Pharmaceutica; posaconazol, Schering Pharmaceuticals; voiconazol, Pfizer Pharmaceuticals),
18
flucitosina (Ancobon, Hoffman-LaRoche), la combinación de itraconazol y flucitosina y varios
agentes fungicidas como el escualeno inhibidor de la epoxidasa, Terbinafin (Syoz
Pharmaceuticals), la dispersión coloidal microencapsulada de amfotericina B (Sequus
Pharmaceutical, Inc.), y una forma liposomal de nistatina, Nyotran (Aronex Pharmaceuticals,
Inc.) han sido utilizados con éxito variable.
Enfermedades parasitarias de los cetáceos (Tabla 5)
Se sabe que los parásitos son una caussa importante de enfermedad en cetáceos salvajes pero
presentan pocos problemas para aquellos mantenidos en cautividad. Esto es debido en parte a la
ausencia de hospedadores intermedios y el uso adecuado de antihelmínticos. La tabla 6 es una
lista muy completa de protozoos, apoicomplexanos, nematodos, cestodos, acantocéfalos,
trematodos y ectoparásitos aislados de varias especies de cetáceos.
Kyaroikeus cetarius es el único protozoo importante observado en el moco nasal, lesiones de
piel y nódulos limfáticos de varias especies de cetáceos. Descubierto por lo general como un
hallazgo ocasional en muestras citológicas del espiráculo, este parásito tiene poca importancia
clínica.
De los nematodos, Anisakis, Contracaecum y Pseudoterranova se sabe que producen gastritis
y ulceración mientras que Halocercus, Pharurus, Pseudalius, y Stenurus infectan el tracto
respiratorio de los cetáceos. Pseudalius es el único que se sabe afecta a los senos craneales de los
odontocetos.
De los cestodos que viven en el tracto gastrointestinbal de los cetáceos, solamente produce
patología Strobilocephalus triangularis, introduciéndose en la pared del colon y produciendo
úlceras necróticas. Se encuentran formas adultas de Phyllobothrium delphinii y Monoygma
grimaldii en la grasa, tejido conectivo y libre en el peritoneo, no produciendo patología alguna o
19
muy leve. Como los cestodos adultos también infectan peces, los odontocetos son considerados
hospedadores finales o intermedios.
A excepción de Nasitrema, todos los demás trematodos infectan el hígado y los conductos
hepáticos y/o pancreáticos de los odontocetos. Las formas adultas de Nasitrema residen en los
sacos nasales de los odontocetos y se han observados huevos en el moco nasal. Aunque no se ha
resuelto el ciclo vital, se sospecha que las formas larvarias se encuentran en peces hospedadores
intermediarios. En algunas ocasiones, formas adultas de Nasitrema migran de forma aberrante a
través de las paredes de los senos nasales y causan encefalitis y necrosis cerebral. Por ello se ha
pensado que Nasitrema juega un papel en el varamiento de odontocetos.
Enfermedades no infecciosas de los cetáceos
Enfermedades nutricionales
Aunque los desórdenes asociados a las vitaminas liposolubles A, D, y E no han sido descritos
en cetáceos, la suplementación de cada una de ellas es esencial en el mantenimiento de los
cetáceos en cautividad. (Tabla 6) Un kilogramo de arenque provee aproximadamente 2.000 UI
(mg) de vitamina A, 8.000 UI de vitamina D y de 40 a 60 UI de vitamina E. Mientras el pescado
se mantenga fresco, están presentes los niveles adecuados de todas las vitaminas liposolubles,
aunque cada uno de ellos disminuye fácilmente si el pescado pierde su frescura. La vitamina E
es la más lábil, conduciendo a la acumulación de peróxidos en los tejidos y produciendo
esteatitis, degeneración muscular, necrosis hepática y anemia. El pescado debería almacenarse a
–2 ºC (30 ºF) por periodos máximos de 4 meses para la caballa, de 6 a 7 meses para el arenque y
9 meses para el eperlano. La dosificación de vitamina A y E puede ser complicada ya que existe
la evidencia de que la suplementación con vitamina A resulta en una disminución de los niveles
de vitamina E en el suero y los tejidos. Los mamíferos marinos tienen una elevada capacidad de
almacenamiento de vitamina D en la grasa por lo que la probabilidad de deficiencia es mínima.
20
La deficiencia de ácido ascórbico (vitamina C) ha sido descrita en el delfín mular y delfines
listados del Pacífico. Los signos clínicos incluyen estomatitis necrotizante, anorexia y pérdida de
peso que responden a la suplementación. A diferencia de muchas especies de pinípedos, parece
ser que los cetáceos son incapaces de sintetizar vitamina C in vivo.
La defiencia de tiamina ha sido descrita en el delfín mular del Atlántico alimentado con
arenque y eperlano que contenían elevados niveles de enzima tiaminasa (White, 1970, pág 813
JAVMA 157: 559, 1970). Véase la documentación de White para signos clínicos y
recomendaciones de suplementación.
El envenenamiento por escombroides ha sido descrito en delfín mular y orcas en cautividad.
Esta enfermedad ocurre cuando se utilizan para la alimentación escombroides (caballa o atún)
mal conservados durante un largo periodo de tiempo. Los signos clínicos incluyen disnea,
rechazo a actuar y “dolor de gargante.”
Neoplasias en cetáceos (Tabla 7)
La etilogía de la mayoría de los tumors en mamíferos marinos es desconocida. Los mamíferos
marinos están expuestos a una variedad de carcinógenos potenciales que incluyen virus
oncogénicos (p.ej. gammaherpes y virus del papiloma), nucleótidos radiactivos y contaminantes
xenobióticos (p.ej. organohalidas, bifenilos policlorados y metales pesados). Solamente han
mostrado tener una etiología infecciosa los papilomas gástricos en belugas y el carcinoma de
células escamosas en el delfín mular.
Defectos congénitos en cetáceos (Tabla 8)
La mayoría de defectos congénitos descritos en cetáceos se detectaron en fetos presentes en el
útero durante la necropsia de animales gestantes. Desafortunadamente, no han sido determinadas
ni la prevalencia ni la etiología de ninguno de los defectos congénitos en mamíferos marinos.
21
Reproducción (Tabla 9)
El tracto reproductivo de las hembras de cetáceos es bicornuado (doble cuerno) y el feto suele
desarrollarse en uno de los cuernos. La vagina es un invaginación de la pared vaginal llamada
pseudocérvix, que algunos piensan es una barrera medioambiental. La placentación es de tipo
epiteliocorial difusa y ninguna gammaglobulina, o algunas de tamaño muy pequeño, pasan al
feto a través de la placenta.
La mayoría de las hembras de delfín mular en cautividad alcanzan la madurez sexual a la
edad de 6 años, con la mayoría concibiendo por primera vez entre los 7 y los 10 años de edad.
Son poliéstricas estacionales con actividad predominante entre la primavera y el otoño, aunque
han habido nacimientos a lo largo de todo el año. La longitud del ciclo estral oscila de 21 a 42
días, basándose en los niveles de hormona en suero. La gestación dura 12 meses y la lactación se
da hasta los 2 años, produciéndose un intervalo en los partos de entre 3 y 4 años. La patología
más frecuente asociada a la reproducción en el delfín mular es el nacimiento de fetos muertos.
Por otro lado, las orcas son poliéstricas con concepciones que ocurren a lo largo de todo el año
con un incremento estacional no significativo de la actividad estral durante los meses de marzo a
agosto. La duración del ciclo estral varía de 19 a 49 días (media de 41,2 días), la fase folicular
alrededor de 18 días, la fase luteal alrededor de 20 días y la gestación es de 17 meses de
duración.
Se sabe que ocurre pseudogestación en el delfín mular, orcas, y falsas orcas. La causa no está
clara pero parece ser más frecuente en hembras que viven en ausencia de machos. En orcas es
independiente de la edad y aparece de forma más frecuente en hembras que han ciclado múltiples
veces (más de cuatro ciclos) sin haber quedado preñadas.
El parto ocurre por lo general de 1 a 4 horas después de la presentación de las colas en el
delfín mular y orcas. El hecho de que primero salga la cola es beneficioso para la cría ya que
22
permite que la cola entre en el agua, se extienda y solidifique, haciendo la natación mucho más
efectiva después del nacimiento. La expulsion de la placenta suele ocurrir en las 12 horas
después del parto y aunque se ha observado amamantamiento a continuación del parto, los
tiempos de amamantamiento tienden a incrementarse de forma drástrica una vez expulsada la
placenta.
Aunque las distocias son poco comunes, se han observado tanto causas maternas como
fetales. Las causas maternas incluyen enfermedad, metritis y fatiga mientras que las causas
fetales incluyen cola doblada o malformada, aleta pectoral malformada y gran tamaño del feto.
Debido a la amplia variación de las duraciones gestacionales entre especies, y los poco claros
datos sobre la concepción, la inducción de partos “pasados de tiempo” nunca está indicada. Si es
necesaria la inducción del parto, ha sido utilizada de forma exitosa la prostaglandina F2α (PgF2α)
en una beluga. En este caso se administraron 40 mg de PgF2α via IM, dos veces al día (BID)
durante 4 días, lo que causó el descenso de los niveles de progesterona y el comienzo del parto 7
días después de la última inyección.
El único producto farmacéutico utilizado para la contracepción de una hembra de delfín
mular y orcas es Altrenogest (Rugu-Mate, Hoechst Roussel vet, Melbourne, Australia), y
progestina oral a dosis de 0,05 mg/kg y día. Para producir azoospermia en machos, ha sido
utilizado con éxito el acetato de leuprolida (Lupron, Tap Pharmaceuticals, Inc., Deerfield, IL) a
dosis de 0,075 mg/kg, vía IM, cada 28 días.
23
Referencias
1.
Zoo and Wild Animal Medicine IV. Fowler, M and Miller, ER (eds). W. B. Saunders,
Orlando, 1999.
2.
Reidarson, TH, Duffield, D, and McBain, J. Normal hematology of marine mammals. In:
Fifth Edition Schalm’s Veterinary Hematology, Feldman, BF, Zinkl, JG, and Jain, NC (eds),
Labiopincott Williams and Wilkins, Philadelphia, PA. 2000. 1164-1173.
3.
CRC Handbook of Marine Mammal Medicine. Dierauf, L (ed). W. B. Saunders, Borca
Raton, Florida, 1990.
4.
CRC Handbook of Marine Mammal Medicine. Dierauf, L, and Gully, M. Borca Raton,
Florida, 2001.
24
Tabla 1. Sedación y anestesia en cetáceos
Generic name
(Trade name)
Diazepam
(Valium)
Midazolam
(Versed)
Meperidina
(Demerol)
Propofol
(PropoFlo)
Medatomadina‡
(Domitor)
Ketamina
(Ketaset)
Delfín mular
dosis
0,15 – 0,2 mg/kg PO
0,20 – 0,3 I mg/kg IM
0,05 – 0,1 mg/kg IM
Orca
Dosis
0.1 /kg PO
0.2 mg/kg IM
0,025 – 0,05 mg/kg IM
2,0 mg/kg IM
3,5 – 4,8 mg/kg IV
1,0 mg/kg IM
0,5 – 1,0 mg/kg PO
N.D.
40 mcg/kg IM
N.D.
1,75 mg/kg IM
N.D.
N.D. – no determinado.
‡
Un único caso
N.D. – not determined
Agente
reversible
Flumazenil
(Romazicon)
Flumazenil
(Romazicon)
Naloxona
(Narcan)
ninguno
Delfín mular
Dosis
0,002 – 0,004 mg/kg IM/IV
Orca
Dosis
0,002 mg/kg IM/IV
0,002 – 0,004 mg/kg IM/IV
0,002 mg/kg IM/IV
0,004 – 0,009 IM/IV
0,004 – 0,009 IM/IV
Atipamezol
(Antisedan)
ninguno
200 mcg/kg IM
N.D.
1,75 mg/kg IM
N.D.
ninguno
25
Tabla 2. Valores hematológicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautividad
Delfín de Commerson
(Cephalohynchus
a
commersoni)
Delfín común
a
(Delphinus delphis)
En cautividad
Beluga
a
(Delphinapterus leucas)
En libertad
Beluga
b
(Delphinapterus leucas)
Calderones
(Globicephala
a
macrohynchus)
Delfín listado del Pacífico
a
(Lagenohynchus obliquidens)
(n=10, muestra=196)
(n=2, muestra=44)
(n=13, muestra=216)
(n=145; muestra=145)
(n=2, muestra=74)
(n=9, muestra=373)
4,3 – 5,5
4,6 – 4,9
3,0 – 3,4
3,5 – 3,7
3,3 – 3,7
4,5 – 5,3
Hb (g/dL)
15,0 – 19,0
16,1 – 19,4
19,0 – 22,0
21,2 – 21,9
15,1 – 16,0
17,0 – 20,0
HCT (%)
43 – 53
46 – 55
50 – 60
58 – 60
43 – 45
47 – 57
MCV (fl)
94 – 104
100 – 114
163 – 185
159 – 164
123 – 129
90 – 98
MCH (pg)
33 – 37
35 – 40
59 – 66
58 – 61
43 – 46
32 – 36
Parámetro
6
3
RBC (10 /mm )
MCHC (g/dL)
34 – 36
34 – 36
36 – 38
36 – 37
34 – 36
35 – 37
Plaquetas (10 /mm3)
120 – 250
55 – 100
60 – 130
N.D.
70 – 90
100 – 150
Reticulocitos (%)
0.6 – 2.4
0.8 – 1.4
0.3 – 0.8
N.D.
0.7 – 1.2
0.8 – 2.5
0–3
0
0–1
N.D.
0
0–2
3
nRBC
ESR (@ 60 min)
Leucocitos/µL
Neutrófilos (by)
0
0
0–9
N.D.
16 – 52
0
4.000 – 8.000
4.570 – 4.900
5.000 – 9.500
9.200 – 10.900
4.720 – 6.500
3.000 – 7.000
0
0
0
0
0
0
Neutrófilos (maduros)
1.150 – 3.250
2.590 – 4.150
2.580 – 5.520
3.700 – 4.400
2.930 – 4.360
1.250 – 3.730
Limfocito
1.260 – 2.420
380 – 850
1.100 – 4.150
3.600 – 4.700
660 – 2.080
390 – 1.390
Monocito
150 – 270
120 – 350
220 – 780
370 – 530
190 – 460
80 – 240
Eosinófilo
890 – 2.200
620 – 1280
90 – 640
2.400 – 3.300
240 – 870
720 – 1.910
0
0
0
0
0
0
5,6 – 7,0
6,3 – 7,3
5,7 – 7,3
7,9 – 8,2
5,3 – 6,0
5,8 – 6,8
3,4 – 4,0
3,9 – 4,7
4,1 – 4,7
4,1 – 4,3
2,9 – 3,3
3,0 – 3,8
2,0 – 3,3
1,8 – 3,0
1,6 – 2,8
3,7 – 4,0
2,2 – 3,0
2,4 – 3,0
Basófilo
Proteínas plasmáticas
(g/dL)
albúmina (g/dL)
globulina (g/dL)
a
datos obtenidos por el laboratorio de Sea World
datos obtenidos de St. Aubin, D. y Deguise, S.
*N.D. = no determinado
b
26
Tabla 2. Valores bioquímicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautividad
Parámetro
Glucosa (mg/dL)
Delfín de Commerson
(Cephalohynchus
a
commersoni)
Delfín común
a
(Delphinus delphis)
En cautividad
Beluga (
a
Delphinapterus leucas)
En libertad
Beluga
b
(Delphinapterus leucas)
Calderones
(Globicephala
a
macrohynchus)
Delfín listado del Pacífico
a
(Lagenohynchus obliquidens)
(n=10, muestra=196)
(n=2, muestra=44)
(n=13, muestra=216)
(n=145; muestra=145)
(n=2, muestra=74)
(n=9, muestra=373)
80 – 130
91 – 119
84 – 124
108 – 114
98 – 106
90 – 130
BUN (mg/dL)
33 – 43
22 – 46
47 – 59
52-55
46 – 55
30 – 43
Creatinina (mg/dL)
0,5 – 0,9
0,9 – 1,3
1,2 – 1,6
0,3 – 3,0
2,0 – 2,4
0,7 – 1,1
T. Bilirubin (mg/dL)
0,1 – 0,2
0,1 – 0,9
0,1
0,2 – 0,4
0,1
0,1 – 0,2
Colesterol (mg/dL)
130 – 200
130 – 200
170 – 260
174 – 194
187 – 288
100 – 175
Alkaline phos (U/L)
90 – 290
202 – 580
100 – 220
166 – 211
143 – 243
200 – 570
ALT (U/L)
40 – 140
49 – 84
3 – 10
7 – 15
26 – 69
30 – 90
AST (U/L)
160 – 300
191 – 236
45 – 80
70 – 83
170 – 317
180 – 270
GGT (U/L)
28 – 50
37 – 44
16 – 36
15 – 18
39 – 41
25 – 70
CK (U/L)
130 – 300
N.D.*
80 – 180
149 – 175
55 – 80
80 – 150
LDH (U/L)
300 – 500
354 – 568
100 – 220
218 – 574
425 – 505
350 – 550
Calcio (mg/dL)
8,0 – 9,5
8,8 – 9,6
9,1 – 10,6
10,4 – 10,8
7,8 – 8,4
7,8 – 8,8
Fósforo (mg/dL)
3,5 – 6,0
2,8 – 5,3
4,5 – 5,8
7,9 – 8,3
4,3 – 4,8
3,0 – 6,0
Sodio (mEq/L)
154 – 159
152 – 159
153 – 159
162 – 165
153 – 154
153 – 158
Potasio (mEq/L)
3,5 – 4,6
4,0
3,5 – 4,1
4,5 – 4,8
3,7 – 4,2
3,3 – 3,8
Cloruro (mEq/L)
118 – 123
120 – 121
111 – 120
113 – 114
118 – 119
112 – 120
Hierro (mcg/dL)
120 – 230
184 – 270
195 – 380
438 – 551
108 – 179
120 – 240
Fibrinógeno (g/dL)
150 – 250
N.D.
70 – 130
N.D.
280 – 445
163 – 240
a
datos obtenidos por el laboratorio de Sea World
datos obtenidos de St. Aubin, D. y Deguise, S.
*N.D. = no determinado
b
27
Tabla 2. Valores hematológicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautiverio
Parámetro
6
3
RBC (10 /mm )
Hb (g/dL)
Orcas
a
(Orcinus orca)
Falsa orca
a
(Pseudorca crassidens)
En cautividad
delfín mular
a
(Tursiops truncatus)
En libertad
delfín mular
c
(Tursiops truncatus)
Ballena gris
a
(Eschrictius robustus)
(n=19,muestra=1761
)
(n=5, muestra=81)
(n=38, muestra=1150)
(n=36, muestra=36)
(n=1, muestra=14)
3,5 – 4,3
3,4 – 4,6
3,0 – 3,7
3,1 – 4,0
3,0 – 4,0
13,5 – 15,5
13,7 – 17,6
13,5 – 15,5
12,7 – 15,5
13,0 – 16,0
HCT (%)
40 – 46
39 – 51
38 – 44
37 – 47
39 – 47
MCV (fl)
105 – 115
112 – 119
115 – 135
111 – 127
129 – 142
MCH (pg)
35 – 40
40 – 42
38 – 48
36 – 43
43 – 48
MCHC (g/dL)
34 – 36
34 – 36
34 – 36
32 – 35
33 – 34
Plaquetas (10 /mm3)
120 – 230
78 – 150
80 – 150
92 – 217
60 – 304
Reticulocitos (%)
0,7 – 2,5
0,5 – 0,8
1,0 – 2,3
N.D.*
0–2
3
nRBC
0
0–1
1–4
0
0
0–2
3 – 29
4 – 17
N.D.
48 – 100
Leucocitos/µL
4.000 – 8.000
5.000 – 9.000
5.000 – 9.000
5.600 – 12.400
2.700 – 10.710
Neutrófilos (by)
0
0
0
0
0 – 30
ESR (@ 60 min)
Neutrófilos (maduros)
2.380 – 8.080
2.280 – 5.040
3.234 – 4.854
2.537 – 6.143
1.670 – 9.250
Limfocito
520 – 1.850
990 – 2.490
839 – 1.664
523 – 2.423
300 – 1.120
Monocito
140 – 420
120 – 400
144 – 348
81 – 611
40 – 910
Eosinófilo
8 – 160
410 – 1.540
527 – 1.020
743 – 4.533
0 – 30
0
0
0
0 – 33
0
5,5 – 7,5
5,6 – 6,6
6,0 – 7,8
6,4 – 8,8
4,0 – 7,0
3,0 – 3,7
3,5 – 3,9
4,3 – 5,3
2,9 – 3,7
3,0 – 4,0
2,0 – 3,4
2,2 – 2,8
1,3 – 2,5
3,1 – 5,5
1,0 – 3,0
Basófilo
Proteínas plasmáticas
(g/dL)
albúmina (g/dL)
globulina (g/dL)
a
datos obtenidos por el laboratorio de Sea World
datos obtenidos de by Wells, R. y Rhinehart, H., Sarasota Dolphin Research Program, Chicago Zoological Society
*N.D. = no determinado
b
28
Tabla 2. Valores bioquímicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautividad
Parámetro
glucosa (mg/dL)
Orcas
a
(Orcinus orca)
False orcas
a
(Pseudorca crassidens)
En cautividad
delfín mular
a
(Tursiops truncatus)
En libertad
delfín mular
c
(Tursiops truncatus)
Ballena gris
a
(Eschrictius robustus)
(n=19,muestra=1761)
(n=5, muestra=81)
(n=38, muestra=1150)
(n=36, muestra=36)
(n=1, muestra=14)
110 – 135
94 – 134
90 – 170
62 – 139
47 – 147
BUN (mg/dL)
30 – 50
32 – 43
42 – 58
45 – 72
21 – 75
Creatinina (mg/dL)
0,8 – 2,0
1,0 – 2,1
1,0 – 2,0
1,0 – 2,1
1,0 – 2,0
T. Bilirubin (mg/dL)
0,1 – 0,2
0,1
0,1 – 0,2
0,1 – 0,4
0-0,2
Colesterol (mg/dL)
140 – 280
170 – 400
150 – 260
137 – 235
136 – 1.470
Alkaline phos (U/L)
100 – 700
380 – 700
300 – 1.300
51 – 610
1.263 – 3.017
ALT (U/L)
10 – 40
6 – 16
28 – 60
9 – 33
3 – 12
AST (U/L)
35 – 60
130 – 230
190 – 300
133 – 318
41 – 113
GGT (U/L)
8 – 25
25 – 46
30 – 50
17 – 31
2 – 52
CK (U/L)
60 – 230
59 – 143
100 – 250
N.D.*
107 – 255
LDH (U/L)
280 – 400
260 – 370
350 – 500
324 – 538
120 – 584
Calcio (mg/dL)
8,0 – 9,5
7,6 – 8,8
8,5 – 10,0
8,2 – 9,4
8,0 – 11,0
Fósforo (mg/dL)
5,0 – 7,0
4,4 – 6,4
4,0 – 6,0
3,2 – 7,2
3,7 – 9,0
Sodio (mEq/L)
154 – 158
152 – 157
153 – 158
151 – 158
146 – 154
Potasio (mEq/L)
3,5 – 4,5
3,7 – 4,4
3,2 – 4,2
3,2 – 4,4
4,0 – 5,0
Cloruro (mEq/L)
115 – 125
120 – 124
113 – 125
108 – 118
106 – 115
Hierro (mcg/dL)
50 – 130
100 – 200
120 – 340
74 – 176
54 – 328
Fibrinógeno (g/dL)
170 – 330
230 – 320
170 – 400
N.D.
277 – 517
a
datos obtenidos por el laboratorio de Sea World
datos obtenidos de by Wells, R. y Rhinehart, H., Sarasota Dolphin Research Program, Chicago Zoological Society
*N.D. = no determinado
b
29
30
Tabla 3. Enfermedades infecciosas de cetáceos
Enfermedad
Viral
Mobillivirus
Etilogía
Epizootiología
Signos
Diagnóstico
Manejo
Paramyxoviridae,
morbillivirus de
delfín y marsopa
Enfermedad viral más
común en cetáceos en
libertad Diseminada
por contacto o
aerosoles
respiratorios
Diseminada por
contacto por cortes o
abrasiones
Delgadez, enfermedad
respiratoria, encefalitis,
gran cantidad de
parásitos. Enfermedad
bacteriana o fúngica
secundaria común
Proliferación epidérmica
creando masas
verrucosas
neutralización vírica,
cultivo,
inmunocitoquímica,
PCR, histopatología,
microscopía electrónica
Lesión “tatoo” en forma
de anillo, puntiforme o
variable
Histopatología
De soporte, pero no
hay tratamiento ni
vacuna efectivos
Cuarentena necesaria
para prevenir nuevos
casos
Normalmente
autolimitante y
afectado por
temperatura del agua
Normalmente
autolimitante
zonas de piel circulares
hundidas y lesiones de
esófago
microscopía electrónica autolimitante, de
inmunocitoquímica
soporte en
enfermedad sistémica
Histopatología
Papilomavirus
Papoviridae,
Papilomavirus spp.
Poxvirus
Poxviridae,
Parapoxvirus spp.
Herpesvirus
Herpesviridae,
herpesvirus spp.
Enfermedad vírica
más común.
Diseminada por
contacto
Diseminada por
contacto
Brucella marinum
Transmisión venérea
Aborto, osteomielitis
Microbiología, ELISA
serología
Erysipelothrix
rhusiopathiae
residente en
mucosidad de peces
de agua dulce y
salada
Forma septicémica
aguda: muerte
Forma dermatológica:
placas grises romboides
ELISA, extracción de
sangre
Bacteriana
Brucella
Erysipelothrix
ELISA de animales
que crían y animales
nuevos
ELISA de cetáceos
jóvenes, vacunación
(?)
31
Tabla 3. Enfermedades infecciosas de cetáceos
Enfermedad
Bacteriana
Norcardia
Etilogía
Epizootiología
Signos
Diagnóstico
Norcardia
asteroides y N.
brasiliensis
transmitida por aire o
en partículas de polvo
a pulmón o piel
heridas
Prónostico malo,
ELISA, histología y
microbiología (acid fast respuesta antibiótica
variable
organismos)
Staphylococcal
septicemia
Staphylococcus
aureus
bacteria residente en
piel y vías nasales
Pseudomonas,
Burkholderia
septicemias
Pseudomonas
aeruginosa,
Burkholderia
pseudomallei
Residente o
transmisión por
aerosol
Neumonía pulmonar
granulomas cutáneos
sistémica-de lesiones
pulmonares o cutáneas,
causando enfermedad
multisistémica
neumonía, abscesos en
heridas o lugar de
phlebotomía
Neumonía, coagulación
intravascular diseminada
Aspergillus flavus
Residente en vías
aéreas, transmitida
por aerosol
Residente en vías
aéreas y tracto GI
Micótica
Aspergillus
Cyidiasis
Cyida albicans
Zygomycetes
Apophysomyces
elegans, Saksenaea
vasofomis
Lacazia loboi
Lobomycosis
organismo del suelo,
residente orcasional
de vías aéreas
Transmisión
desconocida
Neumonía, encefalitis
Microbiología
Microbiología
Microbiología,
histopatología,
serología
ulceración oral y gástrica, Microbiología,
diarrea, neumonía
histopatología,
serología
Microbiología,
Neumonía, encefalitis,
histopatología
fallo orgánico
multisistémico
Infecciones de piel
Histopatología,
granulomatosas
microscopía electrónica
Manejo
terapia antibiótica y
antinflamatoria
agresiva
terapia antibiótica y
antinflamatoria
agresiva
Pronóstico malo pero
puede responder a
terapia antifúngica
terapia antifúngica
terapia de soporte
Pronóstico malo,
respuesta antifúngica
variable
De crecimiento lento
y pobre respuesta a la
terapia
32
Tabla 4. Medicamentos recomendados para cetáceos
Nombre genérico
Nombre comercial
Sulfato de amikacina
Amoxicilina
Amoxicilina/ Ácido
clavulánico
Ampicilina
Sulfato de atropina
Azitromicina dihidrato
Amiglyde-V
Amoxi-Tabs
Clavamox
Omnipen
Atropine sulfate
Zithromax
Ceftriaxone sodio
Cefuroxime axetil
Carbenicilina sodio
Cefalexina monohidrato
Cloramfenicol
Cimetidina HCL
Ciprofloxacina HCL
Clindamicina HCL
Dexametasona
Doxiciclina
Enrofloxacina
Epinefrina
Fenbendazol
Florfenicol
Rocephin
Ceftin
Geocillin
Cephalexin
Chloamphenicol
Tagamet
Cipro
Cleocin HCL
Decadron
Vibramycin
Baytril
Epinject
Panacur
Nuflo
Delfín mular
dosis (mg/kg)
14 mg/kg IM SID
5 mg/kg PO BID
5-10 mg/kg PO BID
Orca
dosis (mg/kg)
4,8 mg/kg BID
2,5 mg/kg PO BID
7 mg/kg PO BID
11-22 mg/kg PO BID
0,2 mg/kg IM
inico; 6,7 mg/kg PO
mantenim.; 5,3 mg/kg PO
SID
20 mg/kg SID
20 mg/kg PO BID
22-44 mg/kg PO TID
22 mg/kg PO BID
22 mg/kg PO BID
6 mg/kg PO TID
15-29 mg/kg PO BID
7,7-9,6 mg/kg PO BID
0,11-0,5 mg/kg PO, IM
4 mg/kg PO SID, BID
5 mg/kg PO SID
0,02 mg/kg IM
11 mg/kg
20 mg/kg IM Q48h,
<20mL po sitio
10 mg/kg PO BID
0,2 mg/kg IM
inicio; 3,7 mg/kg PO
mantenim.; 1,7 mg/kg PO
BID
N.D.
10 mg/kg BID PO
11 mg/kg PO TID
11 mg/kg PO TID
N.D.
3 mg/kg PO TID
8-13 mg/kg PO BID
4,5-5,5 mg/kg PO BID
0,05-0,25 mg/kg PO, IM
1,5 mg/kg PO BID
2,5 mg/kg PO BID
N.D.
N.D.
N.D.
33
Tabla 4. Medicamentos recomendados para cetáceos
Nombre genérico
Fluconazol
Flucitosina
Acido fólico
Furosemida
Gonadotropina coriónica
humana
Imipenem
Itraconazol
Ivermectina
Ketoconazol
Acetato de Megestrol
Metronidazol
Minociclina
Nistatina
Ofloxacina
Penicilina G Procaína
Penicilina G Benzatina,
Penicilina G Procaína
Praziquantel
Prednisolona
Nombre comercial
Mycostatin
Floxin
Crysticillin
Duo-Pen
Delfín mular
dosis (mg/kg)
2 mg/kg PO BID
20 mg/kg PO TID
25 mg daily PO BID
2-4 mg/kg IM
1.000-3.000 IU IM SID
durante 5 días
7,7-11,6 mg/kg BID
2,5 mg/kg PO BID
200 mg/kg
5 mg/kg PO BID
0,3-0,5 mg/kg PO BID
7 mg/kg PO TID
loading; 4 mg/kg PO
maint.; 2 mg/kg PO BID
600.000 IU PO TID
5 mg/kg PO BID
47.000 IU IM
10-20.000 IU IM
Biltricide
Prednisolone
1-10 mg/kg PO
1-10 mg/kg IM, IV
Diflucan
Ancobon
Folic 20
Furoject
Pregnyl
Primaxin
Spoanox
Ivomec
Nizoal
Megace
Flagyl
Minocin
Orca
dosis (mg/kg)
N.D.
N.D.
75 mg daily PO BID
N.D.
N.D.
N.D.
1,25 mg/kg PO BID
N.D
N.D.
N.D.
N.D.
N.D.
2,5 millones IU PO TID
N.D.
N.D.
N.D.
N.D.
0,5-2 mg/kg IM
34
Tabla 4. Medicamentos recomendados para cetáceos
nombre genérico
nombre comercial
Delfín Mular
dosis (mg/kg)
Ranitidina hydrocloruro
Zantac
2 mg/kg PO BID
Rifampicina
Rifadin
2,5 mg/kg PO BID PO
Sulfato de estreptomicina Streptomycin sulfate 11 mg/kg IM SID
Sucralfato
Carafate
1 g PO QID
Hidrocloruro de tetraciclina Sumycin
55-65 mg/kg PO BID
Tiabendazol
Mintezol
45-70 mg/kg PO
Q14d fo 2 dosiss
Trimetoprim/sulfadiazina Tribrissen
16-22 mg/kg PO SID
Vancomicina Hidrocloruro Vancocin HCL
1-1,5 mg/kg TID
Orca
dosis (mg/kg)
1,5 mg/kg PO BID
2,2 mg/kg PO BID
N.D.
N.D.
22-35 mg/kg PO BID
N.D.
7,7-11 mg/kg PO SID
1,1 mg/kg BID
Tabla 5. Enfermedades parasitarias de cetáceos
Nombre
Protozoos
Ciliados
Kyaroikeus
cetarius
Chilodonella sp.
Haematophagus
megapterae
Apicomplexos
Sarcocystis sp.
Toxoplasma
gondii
Cystoisospoa
delphini
Flagelados
Chilomastix/
Hexamita
Bodonidae
flagelados
Sarcodina
Entamoeba sp.
Nematodos
Anisakis,
Contracaecum,
Pseudoterranova
Crassicauda
Halocercus,
Pharurus
Stenurus
Pseudalius,
Especie
Localización
Enfermed
ad
Tt, Oo, Pc, Espiráculo, piel Ninguna
Dl
nódulos
limfáticos,
Tt
Espiráculo, piel Ninguna
Mn, Bp,
piel
Ninguna
Bm
Tratamiento
Ninguno
Ninguno
Ninguno
Bb, Dl,
Lb, Gm,
Sc, Pm
Tt, Gp, Sl,
Músculo
esquelético
Ninguna
Ninguno
SNC
Ninguna
Ninguno
Tt
Gastrointestinal Enteritis
Ninguno
Bm
Colon
Ninguna
Ninguno
Tt, Kb
espiráculo
Ninguna
Ninguno
Bm
Colon
Ninguna
Ninguno
Mayoría
de
cetáceos
Mayoría
de
cetáceos
Mayoría
de
cetáceos
Gastrointestinal Gastritis,
ulceración
mamario,
riñón, genitales
Pulmón, senos
aéreos vasos
pulmonares
Fenbendazol,
Ivermectina
Ivermectina
volumen
de leche
disminuido
Enfermeda Fenbendazol,
d pulmonar ivermectina
Tt-Tursiops truncatus (delfín mular); Oo-Orcinus orca (orca); Pc-Pseudorca crassidens (falsa
orca); Dl-Delphinapterus leucas (beluga); Mn-Megaptera novaeangliae (humpback whale); BpBalaenoptera physalus (fin whale); Bm-Balaenoptera musculus (ballena azul); Bb-Balaenoptera
boealis (sei whale); Lb-Lissodelphis boealis (nothern right whale dolphin); Gm-Globiecephala
macrohynchus (pilot whale); Sc-Stenella coeruleoalba (striped dolphin); Pm-Physeter
macrocephalus (sperm whale); Gp-Grampus griseus (Risso’s dolphin); Sl-Stenella longirostris
(spinner dolphin)
Tabla 5. Enfermedades parasitarias de cetáceos
Nombre
Cestodos
Strobilocephalus
triangularis
Diphyllobothrium
Phyllobothrium
delphini,
Monoygma
grimaldii
Trematodos
Campula,
Oschmarinella,
Zalophotrema
Nasitrema/
Hunterotrema
Ectoparásitos
Cyamidae
Acanthocephalas
Coynosoma
Bolbosoma
Especie
Lorcalización
Enfermedad
Tratamiento
Mayoría de
cetáceos
Mayoría de
cetáceos
Mayoría de
cetáceos
Colon distal
Ulceración
colon
Ninguna
Praziquantel
Peritoneo, grasa, tejido
conectivo
Ninguna
Ninguno
odontocetos
Hígado y conductos
pancreáticos
hepatopatía
Praziquantel
Mayoría de
cetáceos
senos nasales y cerebro
Enfermedad
de SNC
Praziquantal
ballenas
barbadas
piel
Ninguna
Ninguno
Mayoría de
cetáceos
Er
Gastrointestinal
Ninguna
Ninguno
Gastrointestinal
Absceso
Ninguno
Er- Eschrichtius robustus (ballena gris)
Intestino
Praziquantel
Tabla 6. Suplemento de vitaminas liposolubles e hidrosolubles por 2,2 kg de
pescado
Vitamina
Vitamina A
Vitamina E
Vitamina C
Mononitrato de tiamina
Riboflavina
Piridoxina
Ácido Pantoténico
Ácido Fólico
Biotina
Cantidad
suplementada
16.000 IU
250 IU
250 mg
200 mg
15 mg
15 mg
15 mg
500 mcg
250 mcg
Tabla 7. Lesiones neoplásicas descritas en cetáceos (impreso con el permiso de F.
Gully)
Especie
Balaena mysticetus
Ballena de Groenlandia
Balaenoptera boealis
Ballena Sei
Balaenoptera physalus
Rorcual común
Balaenoptera musculus
Ballena Azul
Megaptera novaeangliae
Jorobada
Delphinapterus leucas
Beluga
Tumo
Lipoma
Hígado
Melanoma
Labio
Lipoma
Fibroma (papiloma?)
de células de la Granulosa
Carcinoma (? células de la
Granulosa)
Neurofibroma
Ganglioma
Papiloma
Lipoma
de células de la Granulosa
Cistadenoma
Fibromioma
Lipoma
Papiloma
carcinoma céls. transicionales
Músculo dorsal
piel, lengua
Ovario
Ovario
Adenorcarcinoma
Monodon monoceros
Narwhal
Órgano
Carcinoma
Papiloma
Hemangioma
Condroma
Feocromocitoma
de células de la Granulosa
Papiloma
Cerebro
Mediastino
Lengua
Estómago, intestino
Ovario
Ovario
Utero
Cerebro
Lengua
Vejiga de la oina
estómago, intestino,
glándula mamaria,
utero, glándula salivar,
hígado, estómago,
pene, vejiga de la orina
Pulmón
Adrenal
Ovario
Bazo
Pulmón
Tiroides
Piel
Tabla 7. Lesiones neoplásicas descritas en cetáceos (impreso con el permiso de F.
Gully)
Especie
Mesoplodon densirostris
Ballena de Blainville
Globicephala macrohynchus
Falso calderón
Globicephala malaena
Calderón
Physeter catodon
Cachalote
Orcinus orca
Orca
Phorcaena phorcaena
Marsopa
Lagenohyncus acutus
Delfín Listado del Atlántico
Lagenohyncus obliquidens
Delfín Listado del Pacífico
Stenella frontalis
Atlantic spotted dolphin
Delphinus delphis
Delfín Común
Tursiops truncatus
Delfín Mular
Inia geoffrensis
Boto
Tumo
Órgano
Fibroma
Vagina
Tumor celular granulosa
Leiomioma
Leiomioma
Ovario
Utero
Utero
Fibroma
Papiloma
Hemangioma (o sarcoma?)
Papiloma
Utero, mandíbula
Pene
Hígado
Pene, Piel
Adenorcarcinoma
Papiloma
Adenoma
Leiomioma
Papiloma
Fibroma
carcinoma de células
escamosas
Limfosarcoma
Desconocido
Pene, piel
Adrenal
Intestino
Pene, lengua
Encía
Piel
Leucemia
Limfoma
Leiomyoma
De células de Leydig
Adenoma
Reticuloendoteliosis
Limfosarcoma
Limfoma
carcinoma de céls.
escamosas
Desconocido
Carcinoma
carcinoma de céls.
escamosas
Bazo, nódulos
limfáticos
Hígado, múltiple
Múltiple
Estómago
Testículo
Riñón
Pulmones
Bazo
Múltiple
mucosa oral
Testículo
Páncreas
Pulmón
Tabla 8. Defectos congénitos descritos en cetáceos (impreso con el permiso de F.
Gully)
Especie
Tursiops truncatus
Delfín Mular
Stenella coerueoalba
Delfín Listado
Delphinus delphis
Delfín Común
Globicephala malaena
Calderón
Megaptera novaeangliae
Jorobada
Delphinapterus leucas
Beluga
Physeter catodon
Cachalote
Balaena mysticetus
Ballena de Groenlandia
Balaenoptera boealis
Ballena Sei
Balaenoptera acutoostrata
Rorcual aliblanco
Balaenoptera physalus
Rorcual común
Misticeto fósil
Defecto
Defecto ventricular septal
Polidactilia
Transposición arteria pulmonar y aota
Hermafroditismo
Extremidades posterioes rudimentarias
Gemelos unidos
Riñón policístico
Bloque vertebral
Gemelos unidos
Extremidades posteriroes rudimentarias
Hermafroditismo
Extremidades posteriores rudimentarias
Pseudohermafroditismo
Gemelos unidos
Gemelos unidos
Pseudohermafroditismo
Espina bífida
42
Tabla 9. Características reproductivas de varias especies
Parámetro
Pubertad hembra,
edad
Pubertad macho,
edad
Estro
Patrón reproductivo
Gestación
Determinación de
gestación
Placentación
Lactación
De nacimiento a
primer pescado
Delfín Mular
(Tursiops truncatus)
7 – 10 años
Orca
(Orcinus orca)
5,8 – 12 años
Beluga
(Delphinapterus leucas)
6 – 7 años
8 – 10 años
10 – 12 años
8 – 9 años
29 – 35 días
Poliestro
12 meses
Ecografía
39 – 45 días
Poliestro
17 meses
Ecografía
desconocido
Poliestro estacional
14,5 meses
Ecografía
Corioepitelial difusa
18 – 36 meses
2,5 – 27 meses
Corioepitelial difusa
15 – 24 meses
3 – 6 meses
Corioepitelial difusa
24 – 36 meses
6 – 23 meses