MP Parasitología - Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia

Transcripción

Manual de prácticas de laboratorio
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia
Área de Docencia Salud Pública
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DEL ESTADO DE MEXICO
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
MANUAL DE PRÁCTICAS DE
PARASITOLOGÍA
UNIDAD DE APRENDIZAJE PARASITOLOGÍA
M en C Jorge Estrada Botello
[Escriba texto]
PREFACIO
La Parasitología Veterinaria es una de las asignaturas más importante en cualquier plan de
estudios de Medicina Veterinaria, por lo que es imprescindible contar con un Manual de Prácticas
de Laboratorio que contenga información básica para el estudiante, facilitándole el aprendizaje, la
comprensión y la aplicación de las técnicas de diagnóstico, así como la identificación de los
diversos estadios evolutivos de los parásitos que afectan los animales domésticos, esto con la
finalidad de que sea capaz de reconocer y solucionar los problemas parasitarios, a los que se
enfrentará en su actividad profesional, aplicando las exploraciones parasitológicas mas habituales
con el fin de prevenir, controlar y dar el tratamiento de las enfermedades que afectan con mayor
frecuencia a los animales domésticos.
En 1980, se elaboró un “Manual de Prácticas de Parasitología Clínica Veterinaria”, con el objetivo
de obtener el grado de Medico Veterinario Zootecnista, el MVZ. Valente Velázquez Ordoñez,
utilizándose como material de consulta hasta la fecha, durante el año 2011 se inicio el desarrollo
de un nuevo manual cuyo título es: “Manual de Técnicas Diagnósticas en Parasitología” con el
objetivo de la obtención del título de Médico Veterinario Zootecnista, presentando su evaluación
profesional el día viernes 11 de enero de 2013, el MVZ Abraham Romero Marmolejo.
Conscientes de la necesidad de contar con un manual acorde al plan de estudios vigente y con la
finalidad de complementar varios aspectos de los documentos mencionados se dio a la tarea de
incluir una amplia gama de material fotográfico y la estructuración de cada práctica tomando en
consideración la viabilidad del desarrollo de dichas prácticas.
El manual consta de 12 prácticas; las dos primeras prácticas dedicadas a las generalidades de
parasitología, donde se aborda la identificación del material y equipo del laboratorio a utilizar en
parasitología y al uso adecuado de los microscopios y la medición de microorganismos; la práctica
tres, cuatro y cinco esta relacionada a la toma, conservación y envió de nuestras al laboratorio, de
la práctica seis a la once se lleva a cabo el desarrollo de diversas técnicas diagnósticas en el
laboratorio y la práctica doce contempla la detección de parásitos externos en abejas., posterior al
desarrollo de las prácticas se tiene un anexo que contiene fotografías inéditas de diversos estadios
de los parásitos.
El proceso de elaboración de material didáctico requiere de constante actualización, seguramente
el presente material presenta algunas deficiencias, sin embargo, es deseo del autor
complementarlo en todos sus aspectos, con el único objetivo de seguir mejorando el proceso de
enseñanza-aprendizaje de la parasitología veterinaria.
FMVZ-UAEM, Toluca, Estado de México, Junio, 2013
M en C Jorge Estrada Botello
Profesor de la FMVZ-UAEM
ii
Agradecimientos:
Quiero manifestar un sincero reconocimiento por la participación activa y desinteresada del MVZ
Abraham Romero Marmolejo cuyo objetivo principal fue el de obtener el título, y de que estuviera
de acuerdo en que se elaborará el presente documento
A los M. en C. Trinidad Beltrán León y M. en C. Benjamín Valladares Carranza por su empeño en
la revisión del presente manual, aportando sus valiosos comentarios y sugerencias, siempre con la
finalidad de mejorar la calidad del documento que repercutirá, en mejores profesionistas en un
futuro cercano.
Al personal que labora en el Departamento de Prácticas de la FMVZ-UAEM, por las oportunidades
y facilidades brindadas para el desarrollo de algunas de las prácticas en ese espacio académico,
especialmente a la Ing. María Lourdes García Bello.
iii
Contenido
Pág.
PREFACIO ........................................................................................................................................................ ii
Agradecimientos: ............................................................................................................................................. iii
PRÁCTICA 1. IDENTIFICACIÓN DE MATERIAL Y EQUIPO DE USO EN EL LABORATORIO
PARA ESTUDIOS DE PARASITOLOGÍA .................................................................................................... 1
PRÁCTICA 2. MANEJO DEL MICROSCOPIO COMPUESTO (ÓPTICO) Y ESTEREOSCÓPICO .. 6
CALIBRACIÓN DEL MICROSCOPIO COMPUESTO Y MEDICIÓN DE PARÁSITOS Y
ESTRUCTURAS PARASITARIAS ................................................................................................................. 8
CONSEJOS PRÁCTICOS PARA EL USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO: ........................................10
PRÁCTICA 3, 4 Y 5. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS AL LABORATORIO DE
PARASITOLOGÍA. .........................................................................................................................................12
OBTENCIÓN DE ECTOPARÁSITOS .........................................................................................................20
PRÁCTICA 6. FROTIS DIRECTO EN HECES. .........................................................................................23
PRÁCTICA 7: TÉCNICA DE FLOTACIÓN PARA LA DETERMINACIÓN DE PARASITOSIS
OCASIONADAS POR PROTOZOARIOS Y NEMATODOS ....................................................................25
PRÁCTICA 8: DIAGNÓSTICO DE LAS PARASITOSIS OCASIONADAS POR TREMATODOS Y
CESTODOS ....................................................................................................................................................28
PRÁCTICA 9:TÉCNICA DE COPROCULTIVO (CULTIVO DE LARVAS DE NEMATODOS). ..........30
PRÁCTICA 10. TÉCNICA DE MIGRACIÓN LARVARIA (BAERMANN) ...............................................33
PRÁCTICA 11. TÉCNICA DE MC MASTER..............................................................................................36
PRÁCTICA 12. DETECCIÓN DE Varroa destructor (EXAMEN DE ABEJAS ADULTAS Y
DETRITUS). ....................................................................................................................................................39
ANEXO: Fotos a color ...................................................................................................................................42
LITERATURA REVISADA .............................................................................................................................46
iv
UNIDAD DE COMPETENCIA I
PRÁCTICA 1. IDENTIFICACIÓN DE MATERIAL Y EQUIPO DE USO EN EL LABORATORIO
PARA ESTUDIOS DE PARASITOLOGÍA
OBJETIVO: El discente conocerá y utilizará de manera adecuada los materiales, reactivos y
equipo de acuerdo a la técnica de diagnóstico a desarrollar.
INTRODUCCIÓN: El laboratorio de parasitología, es una herramienta útil para la realización y
confirmación de la posible presencia de parásitos, en muestras obtenidas adecuadamente, de
acuerdo al diagnóstico presuntivo. El laboratorio de parasitología cuenta con material de cristalería
y diverso, así como soluciones, colorantes y equipo esencial para llevar a cabo las técnicas
diagnósticas más comunes en parasitología veterinaria. El reconocimiento de material y equipo de
laboratorio permitirá llevar a cabo las técnicas parasitoscópicas de mayor utilidad, más
eficientemente, dicho material y equipo es el siguiente:
MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL:
El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión
práctica.
De seguridad personal: Bata u overol, cubre bocas, guantes.
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Fig. 1. Material de cristalería
MATERIAL DE LABORATORIO (CRISTALERÍA). Descripción de materiales de acuerdo a
numeración (Fig. 1).
1. Caja Petri: En forma de plato plano con bordes elevados que consta de una base y
una tapa. En el área de parasitología nos sirve de apoyo para el depósito de
parásitos, cultivo de larvas y como depósito de heces para la identificación de
huevecillos de elevado peso específico.
2. Cubreobjetos: Placa de vidrio delgada, de forma cuadrada o rectangular que sirve
para colocarlo sobre frotis húmedos o fijos.
1
3. Embudo: Instrumento empleado para trasvasar principalmente líquidos y otros
materiales sólidos granulares a recipientes con bocas estrechas.
4. Matraz Erlen Meyer: Tiene forma acampanada con el fondo plano, graduado, sirve
para preparar medios de cultivo, reactivos, colorantes, soluciones o para mantener
en medio líquido una gran cantidad de microorganismos.
5. Pipeta: Tubo de vidrio o plástico de punta larga o corta, que es utilizada para separar
muestras líquidas y además, permite depositar sustancias de volumen variable.
6. Portaobjetos: Placa de vidrio rectangular indispensable en la realización de frotis.
7. Probeta graduada: Son cilindros de diámetro variable. La base de la probeta es
amplia y plana y en el extremo superior generalmente tiene doblado el borde en
forma de pico. Su capacidad es variable ya que las hay desde 10 mL hasta 2000 mL
o más. Son utilizados para medir volúmenes variables.
8. Termómetro: El termómetro es un instrumento que se usa para medir la temperatura.
Su presentación más común es de vidrio, el cual contiene un tubo interior con
mercurio, que se expande o dilata debido a los cambios de temperatura. Para
determinar la temperatura, el termómetro cuenta con una escala debidamente
graduada, que la relaciona con el volumen que ocupa el mercurio en el tubo.
9. Tubos de ensayo: Tubo de cristal con base convexa, y en el otro extremo una
abertura que puede ser lisa o con rosca, hay en diversos tamaños, sirven para
contener sustancias líquidas, sólidas o semisólidas.
10. Varilla de vidrio: Instrumento que consiste en un fino cilindro macizo de vidrio (puede
ser de punta roma), que sirve para agitar soluciones.
11. Vaso de precipitado: Tiene forma cilíndrica con base plana, y en su borde superior
una ranura triangular, que sirve para verter líquidos, son graduados y los hay de
diferentes capacidades.
12. Vidrio de reloj: Permite contener sustancias, se utiliza principalmente para cubrir
recipientes, pesar y transferir sólidos.
SOLUCIONES:
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Fig. 2. Soluciones de uso en Parasitología.
Descripción de soluciones de acuerdo a numeración (Fig. 2).
1. Agua destilada: Es aquella que como todo tipo de agua, su composición se basa en
la unidad de moléculas H2O, solo que se le han eliminado los iones e impurezas
mediante la destilación.
2
2. Alcohol: El alcohol etílico, es un producto que se obtiene a partir de la melaza, uno
de los subproductos de la caña de azúcar, actualmente tiene diferentes usos y
aplicaciones.
3. Formol (al 5 y 10%): Es el aldehído fórmico, obtenido por oxidación catalítica del
alcohol metílico. El formol es un líquido incoloro, con olor sofocante, miscible en
agua, acetona, benceno, cloroformo, alcohol y éter etílico.
4. Solución glucosada: Solución isotónica (entre 275 y 300 miliosmoles/L) de glucosa.
Para su elaboración se requiere de 1280 g. de azúcar, 1000 mL de agua caliente y
20 g de fenol
5. Solución saturada de sal (S.S.NaCl): Es aquella en la que se ha disuelto la máxima
cantidad de soluto que pueda disolverse, a una temperatura determinada (25˚C).
Está compuesta de la siguiente manera: NaCl = 331 g, H2O = 1000 mL.
6. Sulfato de zinc (ZnSO4). Compuesto químico, cristalino, incoloro y soluble en agua,
aunque siempre va acompañado de un determinado número de moléculas de agua.
COLORANTES:
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Fig. 3. Colorantes de uso en Parasitología
Descripción de colorantes de acuerdo a numeración (Fig. 3).
1. Azul de metileno: Colorante cargado positivamente.
2. Giemsa: Es un colorante compuesto ya que es una mezcla de colorante Giemsa,
azul de metileno fosfatado y buffer fosfatado gota gruesa “Giemsa”.
3. Lugol: Es una disolución de yodo molecular y yoduro potásico en agua destilada.
4. Violeta de genciana (Cloruro de metilrosanilina): Colorante de anilina, utilizada para
teñir núcleos. También tiene propiedades bactericidas, bacteriostáticas y actividad
fungicida.
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Fig. 4. Materiales utilizados en Parasitología
Descripción de materiales de acuerdo a numeración (Fig. 4).
1. Coladera: Instrumento que sirve de filtro, evitando la introducción de partículas
mayores al tamaño de los orificios de éste.
2. Cuchara: Utensilio que consiste, en una pequeña cabeza cóncava, en el extremo de
un mango. Que sirve para la obtención de la muestra.
3. Frascos de diferentes tamaños: Recipiente de forma circular, que permite el
transporte, almacenamiento y conservación de la muestra.
4. Gasas: Malla de algodón de uso múltiple.
5. Guantes: Prenda que cubre la mano, adaptándose a su forma y que tiene una funda
para cada uno de los dedos; se usa para proteger esta parte del cuerpo.
6. Jeringas: Consiste en un embolo insertado en un tubo que tiene una pequeña
abertura en uno de sus extremos por donde se expulsa el contenido de dicho tubo,
las hay en diversos volúmenes.
7. Vasos de plástico: Recipiente destinado a contener líquidos.
EQUIPO DE LABORATORIO:
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Fig. 5. Equipo de uso en Parasitología
Descripción del equipo de uso en laboratorio, de acuerdo a numeración (Fig. 5)
4
1. Balanza granataria: Es un tipo de balanza, utilizada para determinar o pesar la masa
de objetos. Suelen tener capacidades de 2 ó 2,5 kg y medir con una precisión de
hasta 0,1 ó 0,01 g.
2. Centrífuga: Aparato que pone en rotación, una muestra para separar por fuerza
centrifuga sus componentes o fases (generalmente una sólida y una líquida), en
función de su densidad.
3. Equipo Mc Master (cámara y tubo): Consiste en una cámara de conteo, que posibilita
el examen microscópico de un volumen conocido de suspensión de materia fecal (2 x
0.15 mL). También se integra un tubo que permite la correcta homogenización, y
equilibrio de la muestra fecal, con la solución glucosada.
4. Microscopio Estereoscópico: Instrumento que hace posible la visión tridimensional de
los objetos.
5. Microscopio Compuesto (Óptico): Se trata de un instrumento óptico, que contiene
una o varias lentes u objetivos, que permiten obtener una imagen aumentada del
objeto y que funciona por refracción
6. Pinza Möhr: Es un instrumento metálico, que se utiliza para obstruir el paso de un
líquido o gas, a través del tubo látex.
7. Soporte universal: Es un utensilio de hierro que permite sostener varios recipientes.
Pieza básica en el montaje de los sistemas y aparatos como pinzas y anillos de
metal.
práctica.
De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, y guantes
CUESTIONARIO:
1. Menciona los materiales de cristal útiles para medir volúmenes
2. Menciona el material necesario para trasvasar líquidos o soluciones
3. Equipo necesario para llevar a cabo el desarrollo práctico en la parasitología
4.- Equipo de uso para el pesaje de las muestras
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UNIDAD DE COMPETENCIA I
PRÁCTICA 2. MANEJO DEL MICROSCOPIO COMPUESTO (ÓPTICO) Y ESTEREOSCÓPICO
OBJETIVO: Identificar las estructuras que integran a cada uno de los microscopios, así como su
correcta manipulación.
INTRODUCCIÓN: Los microscopios son aparatos que, en virtud de las leyes de formación de
imágenes ópticas, aumentadas a través de lentes convergentes, permiten la observación de
pequeños detalles de una muestra dada que a simple vista no se percibirían. Para un manejo
eficaz del microscopio, es necesario conocer cómo está constituido; por lo que a continuación se
hace una descripción de las partes que lo integran, tanto el microscopio compuesto como el
estereoscópico.
práctica.
De seguridad personal: Bata u overol.
PARTES QUE INTEGRAN EL MICROSCOPIO COMPUESTO.
Fig. 6. Microscopio compuesto
Descripción de las partes que integran al microscopio compuesto, basado en la numeración de la
imagen (Fig. 6).
6
1. Oculares. Los oculares están constituidos generalmente por dos lentes, dispuestas sobre
un tubo corto.
2. Cabeza. Permite el soporte, entre los oculares y el brazo.
3. Brazo. Sostiene el tubo en su porción superior, y por el extremo inferior se adapta al pie.
4. Revolver: Pieza giratoria provista de orificios, en los cuales se enroscan los objetivos: lente
panorámico (4x), seco débil (10x), seco fuerte (40x), lente de inmersión (100x).
5. Pinzas sujetadoras de la preparación. Estructura que permite la fijación de la muestra, o
preparación a observar.
6. Platina móvil. Es una pieza metálica plana, en la que se coloca la preparación u objeto que
se va a observar. Presenta un orificio en el eje óptico del tubo, que permite el paso de los
rayos luminosos a la preparación.
7. Tornillo micrométrico. Mediante el movimiento casi imperceptible, que se produce al
deslizar el tubo o la platina, se logra el enfoque exacto y nítido de la preparación.
8. Tornillo macrométrico. Girando este tornillo, asciende o desciende el tubo del microscopio,
deslizándose en sentido vertical gracias a una cremallera. Estos movimientos largos
permiten el enfoque rápido de la preparación.
9. Tornillo de desplazamiento de la platina. Tornillo que permite desplazar la preparación,
sobre la platina, en sentido longitudinal y transversal.
10. Palanca o tornillo del diafragma: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
11. Diafragma. Se encuentra sobre el reflector de la fuente de iluminación, y abriéndolo o
cerrándolo permite graduar la intensidad de la luz.
12. Condensador. El condensador está formado por un sistema de lentes, cuya finalidad es
concentrar los rayos luminosos sobre el plano de la preparación. El condensador se halla
debajo de la platina.
13. Pie. Constituye la base sobre la que se apoya el microscopio, y en él se encuentra la
fuente de iluminación.
PARTES QUE INTEGRAN AL MICROSCOPIO ESTEREOSCÓPICO
Fig. 7. Microscopio estereoscópico.
Descripción de las partes que integran al microscopio estereoscópico, de acuerdo a la numeración
de la imagen (Fig. 7).
7
1. Oculares: Son los sistemas de lentes, más cercanos al ojo del observador, situados en la
parte superior del microscopio.
2. Cabeza: Estructura en la que se incrustan los oculares.
3. Tornillo de enfoque: Permite obtener la visibilidad precisa, de la muestra a estudiar.
4. Perilla de ajuste de zoom: Permite ajustar la visibilidad de la muestra, de acuerdo al
objetivo seleccionado.
5. Brazo: Constituye el soporte del microscopio.
6. Objetivo: Permite observar la imagen, a diferentes tamaños.
7. Base: Es la base del microscopio y tiene forma rectangular.
8. Estructura móvil, de coloración oscura en uno de sus lados y en otro de coloración blanca
para ser utilizada de la mejor manera que se requiera durante la observación.
CALIBRACIÓN DEL MICROSCOPIO COMPUESTO Y MEDICIÓN DE PARÁSITOS Y
ESTRUCTURAS PARASITARIAS
OBJETIVO: Al término de la práctica, el alumno, aplicará el método para la calibración del
microscopio compuesto, con la finalidad de realizar la medición de parásitos y/o estructuras
macroscópicas y microscópicas
INTRODUCCIÓN: La determinación del tamaño de las estructuras parasitoscópicas o de parásitos
adultos, es de gran utilidad tanto para el parasitólogo como para el profesor o investigador, para
tener el tamaño preciso, de los diferentes estadios de los parásitos, y así poder establecer las
características morfológicas diferenciales de cada una de las fases. Para las mediciones
micrométricas se utilizan dos instrumentos: el micrómetro ocular y el micrómetro objetivo, siendo la
unidad básica de medida la micra (0.001).
Para llevar a cabo la medición de parásitos microscópicos y macroscópicos, es necesario el
material y equipo que a continuación se enlista:
Microscopio compuesto
Escalas objetiva y ocular micrométrico
Preparaciones fijas de parásitos o huevecillos
Charola plana para disección
Regla metálica o de plástico
Cestodos y nematodos adultos
Ocular micrométrico:
Es una pieza de vidrio que se adapta al ocular ordinario, la que contiene una escala grabada que
no tiene valor absoluto, su valor depende del objetivo empleado, es decir, de los aumentos con
que se trabaje; se trata de unidades relativas, cuyo autentico valor únicamente debe determinarse
de acuerdo con el microscopio empleado, y con cada uno de los objetivos de dicho microscopio.
Objetivo micrométrico:
Consta de una placa de vidrio, sobre la cual se ha grabado 1 mm dividido en 100 partes iguales.
Por lo tanto cada división equivale a 10 µm.
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METODOLOGÍA PARA LA CALIBRACIÓN DEL MICROSCOPIO COMPUESTO:
1. Colocar en la platina del microscopio, la escala objetiva micrométrica y enfocar con el
objetivo que se desea calibrar 4x (lente panorámico),10x (seco débil), 40x (seco fuerte), y
100x (lente de inmersión)
2. Instalar la escala ocular micrométrica, en el tubo ocular correspondiente, enfocar y hacer
coincidir la primera línea de la escala objetiva (desplazándola), con la primera línea de la
escala ocular (girándola), observar donde vuelven a coincidir las líneas, tanto de la escala
objetiva como de la escala ocular
3. Contar el número de espacios, al punto de coincidencia de ambas escalas y aplicar la
siguiente fórmula:
Número de espacios de la escala objetiva x 10 = Factor en µ de la escala ocular
Número de espacios de la escala ocular
4. Retirar la escala objetiva micrométrica de la platina
5. Colocar sobre la platina y enfocar la preparación a medir
6. Contar el número de espacios, a lo largo y a lo ancho y multiplicar por el factor en µ del
ocular micrométrico, de acuerdo al objetivo calibrado (4x, 10x, 40x y 100x)
Ejemplo:

Calibración del objetivo 10x: 10 espacios de la escala micrométrica ocular (Esc. Oc.)
coinciden exactamente con 10 espacios de la escala micrométrica objetiva (Esc. Ob.), si
aplicamos la fórmula: número de espacios de la Esc. Ob. X 10µ dividido entre el número de
espacios de la Esc. Oc., obtenemos el valor del factor en µ, que para este objetivo es de
10µ
Fig. 8. Escala micrométrica con el objetivo 10x

Calibración del objetivo 40x: 20 espacios de la escala micrométrica ocular (Esc. Oc.),
coinciden exactamente con 5 espacios de la escala micrométrica objetiva (Esc. Ob.), si
aplicamos la formula: número de espacios de la Esc. Ob. X 10µ dividido entre el número de
espacios de la Esc. Oc., obtenemos el valor del factor en µ, que para este objetivo es de
2.5µ
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Fig. 9. Escala micrométrica con el objetivo 40x
Cabe hacer mención, que este método de calibración es exclusivo del microscopio que se calibra,
de ser necesario el uso de otros microscopios, se deberá calibrar cada microscopio por separado y
cada objetivo de este a utilizar.
Pasos para determinar el tamaño:
Colocar la muestra en la platina
Ubicar la muestra a medir, coloque la regla del objetivo paralela por el eje longitudinal o
transversal, de acuerdo a lo que se quiera medir
CONSEJOS PRÁCTICOS PARA EL USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO:




Se debe mantener apagada la luz del microscopio, siempre que no se esté utilizando, ya
que la vida media de la bombilla es corta.
Siempre se debe comenzar el enfoque con el objetivo de menor aumento.
Salvo que se indique lo contrario no utilizar nunca el objetivo de inmersión, ya que se
requiere un aceite especial sin el que, además de no enfocar bien, existe una gran
probabilidad de dañar la lente al rozar con el cubreobjetos.
Una vez enfocada la laminilla, procurar recorrer, con los tornillos de la platina, toda la
preparación, realizar movimientos en forma de almena, con la finalidad de cubrir todo el
campo
PASOS A SEGUIR PARA EL USO EFICAZ DEL MICROSCOPIO:
1. Enchufar el microscopio al regulador de corriente y éste a la red eléctrica (nunca enchufar
directamente a la red, y siempre que no se esté observando por el microscopio hay que
apagar la luz).
2. Colocar la preparación sobre la platina, de forma que la estructura a observar, quede en el
orificio central de la platina.
3. Ubicar el objetivo de menor aumento, cuyo amplio campo visual, facilita el hallazgo de
estructuras importantes.
4. Subir la platina accionando el tornillo macrométrico, y observando la preparación desde
fuera hasta alcanzar el tope superior. En ningún caso tocar la preparación con los objetivos.
5. Para observar la preparación a mayores aumentos cambiar de objetivo con un simple giro
del revólver.
6. Para observar otros campos, desplazar la preparación, moviendo los tornillos de la platina.
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7. Para cambiar la laminilla o preparación, primero se baja la platina, se coloca el objetivo de
menor aumento, después se quita la laminilla y se coloca otra.
8. Una vez terminada la sesión práctica, apagar el microscopio, desenchufar el regulador y
por último se guarda en su estuche
El microscopio estereoscópico hace posible la visión tridimensional de los objetos. Consta de dos
tubos oculares y dos objetivos pares para cada aumento. Este microscopio ofrece ventajas para
observaciones que requieren pequeños aumentos.
ILUMINACION DE KOHLER: Esta técnica tiene como objetivo regular el paso de los rayos de luz
del microscopio desde la propia fuente luminosa, facilitando una observación más clara y confiable.
La metodología es la siguiente:
1. Levantar el condensador hasta el tope y retirar los oculares del tubo, mover el foco hacia
adelante y atrás hasta que aparezca iluminado el lente posterior del objetivo. Poner una
preparación en la platina, colocar los oculares y enfocar con el objetivo 10x.
2. Cerrar casi por completo el diafragma de campo luminoso y llevar su imagen borrosa en la
preparación hasta el centro del campo visual, descender ligeramente el condensador para
enfocar nítidamente la preparación y el diafragma.
3. Abrir el diafragma de campo luminoso hasta quedar libre la totalidad del campo visual.
4. Cerrar ligeramente la posición de la montura de la lámpara de microscopía hasta quedar el
campo visual lo más uniformemente iluminado.
5. Abrir completamente el diafragma del condensador para que la imagen se vea muy
iluminada. Cerrarlo de nuevo sólo lo necesario para que las estructuras más importantes de
la imagen ya no estén sobre iluminadas, sino que aparezcan con buen contraste.
CUESTIONARIO:
1. Menciona los objetivos con los que cuenta el microscopio óptico
2. Qué estructura regula la cantidad de luz que entra en el condensador
3. Escriba la formula de la calibración del microscopio compuesto
4. Anote las características de la escala micrométrica objetiva
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UNIDAD DE COMPETENCIA I, III, IV, V, VI Y VII
PRÁCTICA 3, 4 Y 5. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS AL LABORATORIO
DE PARASITOLOGÍA.
OBJETIVO: Identificación de las técnicas más comunes de recolección, conservación y envió de
muestras al laboratorio
Reconocer los medios de conservación más adecuados para la conservación de muestras para
diagnóstico de parasitosis
El discente deberá manejar los criterios adecuados para que las muestras reúnan las condiciones
y características necesarias para ser utilizadas en el diagnóstico parasitológico.
INTRODUCCIÓN: La capacidad para confirmar la sospecha de una enfermedad, está
directamente relacionada con la calidad de las muestras remitidas, para el diagnóstico. El
profesional de campo tiene la responsabilidad de seleccionar, recolectar, preservar y enviar
adecuadamente las muestras convenientes, para el diagnóstico. Las muestras ideales, se obtienen
de animales vivos, en distintos estadios de la enfermedad. Para la recolección de cualquier tipo de
muestra, se debe utilizar material limpio y seco. Los envases utilizados para el envío de muestras
deben ser en lo posible irrompibles, herméticos y de dimensiones adecuadas. Las precauciones a
considerar, varían con la clase de muestra, temperatura ambiente y transporte
práctica.
De seguridad personal: Bata u overol, cubre bocas, guantes y gafas o googles,
CRITERIOS IMPORTANTES A TENER EN CUENTA INDEPENDIENTEMENTE
DEL TIPO DE MUESTRA
1.
2.
3.
4.
5.
Deben ser obtenidas, lo más frescas posibles y preservadas correctamente.
Cada muestra, debe ser identificada y rotulada.
Junto con la muestra, se debe incluir la historia clínica.
Determinar con claridad, el tipo de estudio que se requiere.
Mencionar si existe programa de desparasitación.
ENVIO DE MUESTRAS AL LABORATORIO.
Las muestras a enviar al laboratorio, deben ser colocadas en un recipiente hermético, de vidrio o
plástico. El recipiente debe estar correctamente empaquetado, para evitar que se rompa durante el
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Área de Docencia de Salud Pública
transporte (por ejemplo: con aserrín, papel o algodón). En los casos en que se requiera
refrigeración, ésta se puede realizar de diferentes formas, como serían:




Con hielo natural de un refrigerador, en un recipiente hermético, y el frasco de la muestra
colocarlo dentro del mismo (la conserva de 8 a 24 horas).
El uso de refrigerante, es de gran utilidad para la conservación de cualquier tipo de
muestra.
Otro método de refrigeración más prolongado, consiste en el empleo de hielo seco (bióxido
de carbono sólido).
En este caso, se coloca el recipiente que contiene la muestra, en una bolsa de plástico, la
que se rodea con hielo seco envuelto en papel. Nunca colocar el hielo seco en una caja
hermética, pues la volatización del bióxido de carbono, puede causar una explosión. El
recipiente ideal cuando se utiliza hielo seco, es una caja de unicel, para evitar el cierre
hermético
COLECTA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE HECES:
MATERIAL:
 Guantes de plástico.
 Bolsas de polietileno.
 Espátulas de madera.
 Recipientes de plástico con boca ancha, con tapa a rosca o tapa a presión.
 Formol al 10%.
 Marcadores o lápiz.
 Cinta adhesiva.
 Varilla de vidrio punta roma.
 Refrigerante o hielo.
 Dicromato de potasio al 2%
Tabla 1.Cantidad apropiada de heces por especie.
OVINOS Y CAPRINOS
30 g.
BOVINOS
80-100 g.
EQUINOS
80-100 g.
SUINOS
30-50 g.
PERROS Y GATOS
AVES Y CONEJOS
10-15 g.
Una muestra por lote
MÉTODO
 Obtención de heces.
En los bovinos y equinos es práctico e higiénico obtener la muestra del recto con un guante de
plástico.
13
Fig. 10. Sujeción del animal
Fig. 11 .Entrada al recto del animal
1. Cuando se obtiene la cantidad de heces suficiente el guante es volteado hacia adentro,
sirviendo de esta manera como recipiente de recolección.
Fig. 12. Colección de la muestra
Fig. 13. Involución del guante
2. Se cierra cuidadosamente tratando de eliminar todo el aire y se identifica con los datos
necesarios para su posterior envío al laboratorio.
Fig. 14. Muestra fecal obtenida.
Fig. 15. Identificación de la muestra.
14
En ovinos, caprinos y porcinos se toma la muestra directamente del recto, previo masaje en la
región perianal o bien, introduciendo los dedos índice y medio por vía rectal.
Fig. 16. Masaje en región perianal.
Fig. 17. Obtención de la muestra.
En caninos y felinos, se puede realizar la toma de la muestra introduciendo los dedos índice y
medio o bien una varilla de vidrio por vía rectal, de no ser posible lo anterior, colocar al animal en
un local o superficie limpia y colectar las heces inmediatamente después de la defecación o bien
de la parte superior de estas. La cantidad de heces requerida es de acuerdo a la especie, (Tabla
1).
En aves es posible obtener una muestra representativa colocando un papel marrón debajo de las
perchas (8 hojas de 1 m x 0.5 m) por cada 1000 animales seleccionados al azar. Por la mañana
las muestras cecales y heces intestinales son recolectadas separadamente.
COLECTA CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE SANGRE
Material:
 Tubos vacutainer con anticoagulante.
 Jeringas y agujas hipodérmicas de varios calibres.
 Alcohol metílico y del 96%
 Caja de poliuretano
 Hielo o refrigerantes
 Etiquetas auto adheribles y lápiz marcador.
MÉTODO:
En todos los casos el sitio de punción debe ser recortado y frotado con alcohol para eliminar el
riesgo de contaminación de la muestra.
15
Fig. 18. Rasurado región yugular de bovino
Fig.19. Rasurado región yugular de oveja
Fig. 20. Asepsia previa a la toma de muestra en bovinos y ovinos.
En caballos la sangre se extrae de las venas yugulares utilizando agujas finas (calibre 21) de 3.5
cm y una jeringa o por medio de vacutainer.
La extracción de sangre en perros y gatos puede hacerse utilizando aguja y jeringa de la vena
cefálica o tarsal recurrente que son elevadas utilizando una ligadura o bien por un asistente
haciendo presión digital.
En bovinos, ovinos y caprinos también se utiliza la vena yugular, que se eleva por presión digital y
se inserta una aguja de 5 cm, calibre 16 o 18 (o con el uso del vacutainer).
16
Fig. 21. Presión digital sobre vena yugular en bovinos, ovinos y equinos
Fig. 22. Preparación del material para la obtención de la muestra.
Fig. 23. Introducción de la aguja y extracción de la muestra en bovinos.
17
Fig. 24. Introducción de la aguja y extracción de la muestra en ovinos.
Fig. 25. Extracción de la muestra en equinos.
Cuando se cuenta con manga de manejo, el sitio más conveniente para muestrear es la vena
coccígea en la base de la cola. Se procede a elevar ésta última y se inserta la aguja dos a tres cm
directamente en la línea media, de acuerdo a la condición corporal del animal, a la altura del
segundo o tercer espacio intervertebral coccígeo.
Fig.26. Asepsia de región caudal.
Fig.27. Sujeción de la cola e introducción de la aguja.
18
Fig. 28. Extracción de la muestra en vena coccígea.
Después de obtenida la muestra en esta forma, se retira la aguja de la jeringa, y se procede a
depositar la muestra en un tubo guiando la sangre por las paredes de dicho tubo con el fin de
evitar la hemolisis.
Fig. 29. Jeringa sin aguja.
Fig. 30. Depósito de muestra por paredes de tubo.
Fig. 31. Cierre del tubo con la muestra.
19
OBTENCIÓN DE ECTOPARÁSITOS
OBJETIVO: Realizará la colecta, conservación, envió al laboratorio e identificación de parásitos
externos más comunes en los animales domésticos.
INTRODUCCIÓN: En muchas ocasiones es posible colectar parásitos directamente del cuerpo de
los animales, ya sea in vivo o durante la necropsia, en cualquiera de los casos la colecta deberá
realizarse de manera sistemática practicando un examen exhaustivo con la finalidad de no perder
material que podría resultar muy valioso para un diagnóstico final.
COLECTA DE ECTOPARÁSITOS:
Garrapatas: Debido al daño que les causan a los animales directamente (consumo de sangre), e
indirectamente (vectores de algunos microorganismos patógenos), causantes de enfermedades las
que originan pérdidas considerables a la ganadería en general, por lo que se deberá llevar a cabo
la obtención correcta de este parásito evitando dañar sus estructuras bucales ya que complicaría
su identificación en el laboratorio (ver Anexo).
MATERIAL Y EQUIPO:
Frascos con tapa con pequeñas perforaciones y sin perforaciones
Pinzas para la obtención adecuada de garrapatas
Papel filtro
Alcohol al 70%
Solución salina fisiológica
Técnica de obtención: Se colectan directamente del animal con pinzas especiales diseñadas para
este objetivo, y girando la mano como si llevará a cabo la acción de destapar una botella. Se debe
retirar el gnatosoma completo en cualquiera de las formas de obtención de la muestra; de acuerdo
al objetivo se pueden colectar las garrapatas y depositarlas en un frasco con alcohol al 70% o bien
enviarlas vivas en frascos cuyas tapas presenten pequeñas perforaciones, y se introduce papel
filtro en el fondo, humedecido con SSF para su posterior envío.
Técnica de raspado de piel para colecta de ectoparásitos (ver Anexo):
MATERIAL Y EQUIPO:
 Hoja de bisturí
 Glicerina o aceite mineral
 Portaobjetos
 Cubreobjetos
 Pinzas
 Alcohol
 Éter.
MÉTODO:
1. En las lesiones sugerentes de sarna se colocan una o dos gotas de glicerina.
20
Fig. 32. Aplicación de glicerina en la zona a realizar el raspado.
2.
Con una hoja de bisturí, sujetada entre el pulgar y el dedo índice y mantenida
perpendicularmente a la piel, se hace un raspado profundo de la misma o superficial.
Fig. 33. Forma correcta de sujetar el bisturí y realizar el raspado de piel.
3.
El material que se queda adherido en la hoja de bisturí se coloca entre el cubreobjetos y
portaobjetos y se examina en el microscopio compuesto (ver Anexo).
Fig. 34. Aplicación del material
Fig. 35. Presentación final.
Nota: se recomienda hacer varios raspados en diferentes partes del cuerpo. En este caso la
muestra se puede colocar en tubos de ensayo con hidróxido de sodio o de potasio al 10%. Se
centrifuga a 2000 rpm x 2 minutos y se observa el sedimento en el microscopio óptico.
práctica.
De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, y guantes
21
CUESTIONARIO
1. Mencionar dos técnicas de recolección de muestras en parasitología
2. Tipos de conservadores utilizados en muestras para diagnóstico parasitológico
3. Lugar indicado para la toma de muestras sanguíneas
4. Qué cantidad de muestra se envía para diagnóstico en:
a. Grandes especies
b. Pequeñas especies
22
UNIDAD DE COMPETENCIA III, IV, V Y VI
PRÁCTICA 6. FROTIS DIRECTO EN HECES.
OBJETIVO: El discente conocerá y aplicará las técnicas coproparasitoscópicas utilizadas en el
diagnóstico de las parasitosis (gastrointestinales, pulmonares y sistémicas), identificando distintas
formas de protozoos (trofozoitos, quistes u ooquistes), helmintos (proglótidas, huevos y adultos,
larvas), (ver Anexo).
INTRODUCCIÓN: Existe una variedad de técnicas que se utilizan según el agente parasitario que
se desea buscar, por lo que se deben conocer las ventajas y desventajas de cada una para
solicitarlas e interpretarlas en forma adecuada. Las técnicas directas se basan en el diagnóstico
morfológico de los distintos estadios de los parásitos.
práctica.
MATERIAL Y EQUIPO:
 Solución saturada de NaCl
 Lugol
 Portaobjetos
 Cubreobjetos
 Aplicadores de madera
 Microscopio óptico
 Heces
MÉTODO:
1. Depositar una gota de solución salina fisiológica en un cubreobjetos y en el otro extremo
una gota de lugol.
Fig. 36. Aplicación de solución salina y lugol.
2. Con la ayuda de un aplicador de madera se toma una muestra de aproximadamente 1 a 4
mg de heces, se mezcla con la solución salina y se repite la misma acción con el lugol.
23
Fig. 37. Muestra a observar en el microscopio.
3. Observar al microscopio a 10x y 40x.
Fig. 38. Observación al microscopio compuesto.
CUESTIONARIO
1. Ventajas y limitantes de ésta técnica
2. Desventajas de la técnica
3. Material y equipo para el desarrollo de la técnica
4. Cantidad de heces a utilizar
24
UNIDAD DE COMPETENCIA III Y VI
PRÁCTICA 7: TÉCNICA DE FLOTACIÓN PARA LA DETERMINACIÓN DE PARASITOSIS
OCASIONADAS POR PROTOZOARIOS Y NEMATODOS
OBJETIVO: Realizar esta técnica cualitativa, observar e identificar los elementos parasitarios
encontrados en las muestras fecales a estudiar. Interpretando la presencia de huevecillos u
ooquistes de los diversos géneros parasitarios
INTRODUCCIÓN: Esta técnica se basa en la diferencia que existe entre el peso específico del
liquido de dilución empleado y de los huevecillos presentes en la muestra (de menor peso
específico) de helmintos y ooquistes de coccidias. La densidad o peso específico de la solución a
utilizar deberá ser mayor de 1.200, considerando que la mayoría de huevos y quistes tienen
densidades entre 1.050 y 1.150; siendo una excepción los de trematodos y de algunos cestodos,
que requieren densidades de 1.300 a 1.350, utilizándose para este tipo de parásitos soluciones
con densidades mayores.
práctica.
MATERIALY EQUIPO:
 Vasos
 Cucharas
 Coladeras
 Tubos de ensayo
 Cubreobjetos
 Portaobjetos
 Aplicador de madera
 Solución
saturada
de sal (S.S.NaCl)
 Solución
saturada
de azúcar
 Asa de micromel
 Agua
 Centrifuga
 Lugol
 Heces
25
PROCEDIMIENTO:
1. Depositar una muestra de 3 a 4 gramos de heces a un vaso de plástico y homogenizar.
Fig. 39. Depósito de la muestra en el vaso.
2.
Administrar agua al vaso y con la ayuda de una cuchara de aluminio o plástico disolver la
muestra.
Fig. 40. Disolución de la muestra.
3. Depositar el contenido a otro vaso a través de una coladera.
4. Depositar la muestra en un tubo de ensaye, y enrasar con otro tubo para centrifugar
Fig. 41. Llenado de tubos.
5. Centrifugar a 2500 rpm durante 3 minutos, colocando frente a frente los tubos aforados
26
Fig. 42. Centrifuga con tubos para flotación.
6. Decantar los tubos y volver a aforar con solución saturada de Na Cl.
7. Volver a centrifugar a 2500 rpm durante 3 minutos.
8. Con la ayuda de un asa obtener unas gotas del sobrenadante, colocarlas sobre un
portaobjetos y cubrir con el cubreobjetos.
Fig. 43. Obtención del sobrenadante.
9. Observar al microscopio con el objetivo 10x y 40x.
10. Con el apoyo de imágenes de huevecillos, realizar la identificación de los parásitos que
pudieran estar presentes en las muestras (ver Anexo).
CUESTIONARIO
1. Cuál es el principio en el que se basa la técnica
2. Importancia de la presencia de diversos estadios parasitarios en la muestra
3. Géneros de parásitos que pueden identificarse con esta técnica
4. Puntos de interés a tener en cuenta al hacer uso de la centrífuga
27
UNIDAD DE COMPETENCIA IV Y V
PRÁCTICA 8: DIAGNÓSTICO DE LAS PARASITOSIS OCASIONADAS POR TREMATODOS Y
CESTODOS
OBJETIVO: Desarrollará la técnica de sedimentación para llevar a cabo la identificación y
diagnóstico de los trematodos y de cestodos en muestras (heces) obtenidas de animales
Diferenciará los mecanismos fisiopatológicos de los trematodos y de los cestodos hacia el
hospedero. Evaluar los daños ocasionados en hígados de decomiso (obtenidos en rastro), así
como la identificación de Fasciola hepática en sus diferentes fases.
INTRODUCCIÓN: Esta técnica se basa en la diferencia existente del agua pura (tibia) respecto al
peso específico de los huevecillos, los cuales al tener mayor peso tienden a depositarse en el
fondo del recipiente que los contiene. Con el uso de esta técnica se observan huevos pesados
como los de trematodos ejemplo, Fasciola hepática y Paramphistomum spp., o de nematodos
como serían nematodirus a los ascáridos (de elevado peso específico).
práctica.
De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, guantes y gafas o googles,
MATERIAL Y EQUIPO:
 Agua tibia, 37 °C
 Lugol o azul de metileno
 Cuchara
 Vaso
 Vidrio de reloj o caja Petri cuadriculada
 Coladera
 Heces
 Tamices de diferentes calibres
 Microscopio estereoscópico
 Microscopio compuesto
MÉTODO:
1. Depositar una muestra de 3 a 4 gramos de heces en un vaso y homogenizar.
2. Agregar agua tibia, con la ayuda de una cuchara de aluminio o plástico disolver la muestra
homogenizándola.
3. Depositar el contenido a otro vaso a través de la coladera de malla fina.
4. Dejar reposar la muestra hasta que exista una clara separación entre la parte líquida y el
sedimento (5 minutos aproximadamente).
5. Verter el líquido sobrenadante, dejando el sedimento solamente.
6. Volver a repetir esta acción hasta que la solución o muestra se encuentre lo más posible
libre de partículas que obstaculicen su observación.
28
Fig. 44. Técnica de sedimentación.
7. Decantar el líquido sobrenadante y el sedimento, depositarlo en una caja Petri ó vidrio de
reloj, agregar dos a tres gotas de lugol para hacer resaltar los huevos, y observar en el
microscopio estereoscópico o en el compuesto con el objetivo seco débil (10x) (ver Anexo).
8. Registrar los resultados
Fig. 45. Observación al microscopio estereoscópico de la muestra.
Cuestionario:
1.- Describir los diferentes estadios de desarrollo del ciclo biológico de Fasciolosis
2.- Describa la morfología del trematodo Paramphistomun en fase adulta
3.- Cestodos de mayor importancia económica que afectan los animales
29
UNIDAD DE COMPETENCIA VI
PRÁCTICA 9:TÉCNICA DE COPROCULTIVO (CULTIVO DE LARVAS DE NEMATODOS).
OBJETIVO: Proporcionar las condiciones adecuadas para la eclosión y desarrollo de larvas, a
larva 3 e identificación posterior de estas larvas.
INTRODUCCIÓN: El cultivo de larvas es el procedimiento por el cual se obtienen larvas de tercer
estadio (L3), de nematodos gastrointestinales; con el fin de identificar aquellos géneros y especies
parasitarias a partir de los huevos emitidos junto con las materias fecales. Se trata de proporcionar
a la materia en estudio las condiciones óptimas de temperatura, humedad y oxigenación, para la
eclosión de los huevos y su posterior desarrollo a larvas infectantes.
práctica.
MATERIAL Y EQUIPO:










Caja Petri
Agua tibia
Aserrín estéril y limpio
Pipeta Pasteur
Cuchara de aluminio
Aparato Baermann
Microscopio compuesto (óptico)
Microscopio estereoscópico
Pinza Möhr
Vidrio de reloj
30
Manual de parasitología
MÉTODO:
1. En una caja Petri depositar 5 gramos de materia fecal positiva a nematodos
gastrointestinales.
Fig. 51. Pesaje de la muestra.
2. Agregar una cucharada de aserrín estéril, adicionar unas gotas de agua y mezclar con la
ayuda de una cuchara, agregar pequeñas cantidades de agua, hasta que el contenido de la
caja se observe con suficiente humedad.
Fig. 52. Adición de aserrín estéril
Fig. 53. Adición de agua
Fig. 54. Medio propicio para el cultivo de larvas.
31
3. Etiquetar la caja Petri con los siguientes datos: (nombre del animal, fecha de entrada y
fecha de salida del coprocultivo).
4. Meter a la estufa de cultivo a una temperatura de 27˚C durante 10 o 12 días o el tiempo
suficiente para que se desarrollen a Lз. Se deberá checar diario la humedad presente y
remover la muestra para favorecer una adecuada oxigenación del cultivo.
5. Transcurrido los 10 a 12 días sacar el cultivo y todo su contenido y colocarlo en el aparato
de Baermann, en el que se deja reposar durante ocho horas.
6. Transcurrido el tiempo se retira la pinza Möhr y se obtiene la muestra (líquido)
depositándola en un vidrio de reloj y se observa con el microscopio estereoscópico para
identificar las Lз.
7. La identificación de las larvas es de acuerdo a sus características morfológicas; siguiendo
el proceso realizado para la técnica de Baermann (ver Anexo).
Fig. 55. Muestra para ser depositada en estufa de cultivo.
CUESTIONARIO
1. Antecedente de la muestra para llevar a cabo la técnica de coprocultivo
2. Cuál es el fundamento de la técnica
3. Tipo de larvas obtenidas durante esta técnica
32
UNIDAD DE COMPETENCIA VI
PRÁCTICA 10. TÉCNICA DE MIGRACIÓN LARVARIA (BAERMANN)
OBJETIVO: Realizar el cultivo de larvas en muestras positivas a nematodos y su posterior
identificación.
INTRODUCCIÓN: La técnica de Baermann tiene como principio el aprovechamiento del tactismo
biológico de las larvas (L1), tales como: el higrotropismo, el termotropismo y la gravedad que
permite que las larvas migren y se facilite su obtención o aislamiento de las muestras fecales. De
utilidad para lograr la concentración de larvas de nematodos pulmonares como son: Dictyocaulus
viviparus, D. filaria, Muellerius capillaris, en los rumiantes y D. arnfieldi en equinos.
práctica.
MATERIAL Y EQUIPO:















Agua tibia
Lugol
Heces
Gasas
Manguera de hule látex
Coladera de plástico
Embudo de plástico
Cuchara de aluminio
Pipeta Pasteur
Pinzas Möhr
Portaobjetos y cubreobjetos
Soporte Universal
Microscopio compuesto (óptico)
Microscopio estereoscópico
Vidrio de reloj
33
MÉTODO:
1. Estructurar el aparato Baermann, que consiste en un soporte universal, un aro metálico, un
embudo, una manguera de hule látex, una coladera y una pinza Möhr.
Fig. 46. Equipo Baermann
2.
Envolver de 3 a 5 gramos de heces con una gasa y colocarla sobre la coladera.
Fig. 47. Muestra para la ejecución de la técnica.
3. Agregar agua tibia (25˚C), por las paredes del embudo hasta que cubra la mitad de la
muestra, dejar reposar de 8 a 12 horas.
Fig. 48. Aplicación de agua tibia.
4. Obtener en un vidrio de reloj o caja Petri, de 0.5 a 1 mL del contenido, aflojando la pinza
Möhr y observar en el microscopio estereoscópico.
34
Fig. 49. Obtención de líquido observación de larvas.
5. Extraer con la pipeta Pasteur las larvas y depositarlas en un portaobjetos, agregar una gota
de lugol para su fijación y colocar un cubre objetos.
Fig. 50. Obtención de larvas
6. Observar en el microscopio compuesto con el objetivo (10x y 40x). La identificación se
realiza de acuerdo a las características morfológicas (ver Anexo).
CUESTIONARIO:
1. Formas de llevar a cabo la recuperación larvaria
2. Importancia del agua en el desarrollo de la técnica
3. Utensilio para extraer las larvas
35
UNIDAD DE COMPETENCIA III, VI
PRÁCTICA 11. TÉCNICA DE MC MASTER.
OBJETIVO: Conocerá y realizará la técnica de Mc Master con heces positivas de diferentes
especies de animales, llevando a cabo la identificación, conteo e interpretación de la presencia de
parásitos.
INTRODUCCIÓN: La técnica de Mc Master es usada para demostrar y contabilizar huevos de
helmintos y ooquistes de protozoarios en muestras fecales. Es el método más ampliamente
utilizado para este propósito. Esta técnica utiliza cámaras de conteo que posibilitan el examen
microscópico de un volumen conocido de suspensión fecal (2 x 0.15 mL). Dicha técnica al ser
cuantitativa busca determinar el número de huevecillos por gramo de heces
práctica.
MATERIAL Y EQUIPO:
 Solución saturada de glucosa
 Gotero
 Gasas
 Heces
 Equipo de Mc Master (tubo, tapa, cámara, gotero, portaobjeto y cubreobjeto).
PROCEDIMIENTO:
1. En un tubo Mc Master depositar solución saturada glucosada hasta la primera línea.
Fig. 56. Tubo con solución glucosada a la primera marca, técnica de Mc Master
2.
Depositar una muestra de heces hasta la segunda línea del tubo.
36
Fig. 51. Tubo con solución glucosada y heces, segunda marca.
3.
Depositar solución saturada hasta la tercera línea del tubo, cerrar y agitar hasta lograr un
homogenizado completo.
Fig. 52. Tubo con cantidad total de solución glucosada y heces.
4.
Introducir una gasa para que cumpla la función de filtro o colador.
Fig. 53. Introducción de la gasa.
5.
Con la ayuda de un gotero obtener el líquido que se encuentra dentro de la gasa y
depositarlo en la cámara Mc Master cuidando que no se formen burbujas.
Fig. 54. Obtención del líquido y deposición en cámara Mc Master.
37
6.
Colocar la cámara de Mc Master en el microscopio compuesto y enfocar las cuadriculas
con el objetivo seco débil (10x).
7. Para realizar la lectura e interpretación, enfocar el ángulo superior derecho del cuadro e ir
subiendo y bajando entre cada carril hasta completar el recorrido en las seis divisiones de
la primera cámara, registrar el número de ooquistes, quistes de protozoarios y huevecillos
de helmintos encontrados, realizar el mismo procedimiento con la siguiente cámara y al
terminar el conteo sumar el total de ooquistes, quiste y huevecillos encontrados en ambas
cámaras, multiplicar por 100 y dividir entre dos; el resultado será el número de quistes,
ooquistes o huevecillos por gramo de heces de la materia fecal (ver Anexo).
8. Interpretar los resultados.
Fig. 55. Observación en el microscopio
CUESTIONARIO
1. Qué determina la técnica de Mc Master
2. Cuáles son los componentes que integran el equipo Mc Master
3. Cuál es el volumen de las cámaras Mc Master
4. Qué función tiene la gasa en esta técnica
38
UNIDAD DE COMPETENCIA VII
PRÁCTICA 12. DETECCIÓN DE Varroa destructor (EXAMEN DE ABEJAS ADULTAS Y
DETRITUS).
OBJETIVO: Llevar a cabo la técnica e identificar morfológicamente al parásito.
INTRODUCCIÓN: La Varroa es un ácaro parásito externo de las abejas, que afecta tanto a las
crías como a las abejas adultas. Es una parasitosis que deteriora la salud de las abejas
favoreciendo la entrada de otros microorganismos y afecta la producción de miel.
La Varroasis es una parasitosis externa de las abejas del género Apis, causada por el ácaro
Varroa jacobsoni (Oudemaus), actualmente conocida como Varroa destructor.
La parasitosis se inicia cuando las hembras preñadas de Varroa se introducen en las celdillas de la
cría de abejas que están a punto de ser operculadas. Una vez dentro, empiezan a ovopositar,
primero un huevo del que se desarrollará un macho y posteriormente da origen únicamente a
hembras.
Las Varroas alcanzan su madurez sexual y se aparean dentro de la celda; de ésta salen las
hembras preñadas para continuar el ciclo.
La Varroasis ocasiona dos tipos de daño a la apicultura, que son:
a).- El ejercido por el ácaro sobre las abejas en forma directa e indirecta.
b).- Por erogación económica.
La Varroa se puede detectar mediante el examen de las abejas adultas, de la cría, o de de los
desechos de la colonia.
práctica.
De seguridad personal: Overol, cubre bocas, guantes, velo botas y gafas o googles,
MATERIAL Y EQUIPO:
 Abejas
 Frasco de plástico o vidrio
 Microscopio estereoscópico o lupa
 Caja Petri o Vidrio de reloj
 Aguja de disección
PROCEDIMIENTO:
1. Colectar de 50 a 100 abejas de un bastidor del centro de la colmena en un frasco, es
importante verificar que no se encuentre la reina entre estas.
Fig. 67. Abejas contenidas en frasco con alcohol
39
2. Se pueden utilizar cuatro métodos para determinar si las abejas colectadas tienen ácaros:
Por observación directa, por lavado, utilizando éter y observación de detritus de la colmena.
a) Observación directa. Las abejas se examinan mientras se encuentran anestesiadas con
éter. Las abejas adultas se examinan individualmente con una lupa o con un microscopio
estereoscópico (10x). La efectividad de este método, en comparación con el de “lavado”, es
poco mayor de 85% debido en parte a que las Varroas son difíciles de encontrar cuando
están adheridas entre los segmentos del cuerpo de la abeja
Fig. 68. Observación del parasito en microscopio estereoscópico.
b) Lavado. Los ácaros se desprenden del cuerpo de las abejas si estas se agitan dentro de
líquidos como agua caliente, alcohol al 70%, detergente, gasolina o hexano. Con agitación
de 20 minutos, se desprende el 100% de los ácaros, si el agitado es durante 1 minuto, se
desprenderá aproximadamente el 90%. La muestra se pasa por una malla de 8 a 10
cuadros por pulgada, para que las abejas sean retenidas en esta, de tal forma que solo
pasen los ácaros y el líquido; después el líquido se filtra a través de una tela blanca y limpia
de algodón, que retendrá a los ácaros si se encuentran presentes
c) Uso de éter. Se recolectan aproximadamente 100 abejas de los panales en un frasco de
vidrio de boca ancha y se hacen dos a tres descargas de éter en aerosol al interior del
frasco. Después el frasco se cierra, se agita por 10 a 15 segundos. El éter causa que los
ácaros se desprendan del cuerpo de las abejas y se adhieran a las paredes del frasco, con
lo que se hacen visibles
d) Observación de detritus de la colmena con charola caza Varroa: se coloca un papel
(cartulina), un cartón o una lámina de color blanco impregnada con aceite vegetal, aceite
comestible o con vaselina y se coloca en el interior de una trampa de recolección. La
trampa se coloca sobre el fondo de la colmena a tratar y se deja por espacio de 24 a 36
horas, al término de la cual se retira la cartulina con el detritus teniendo cuidado de que no
se tire nada, para posteriormente ser enviada al laboratorio con todos los datos del apiario
y del apicultor
e) Con la muestra en el laboratorio se lleva a cabo la revisión de ésta, identificando y
realizando el conteo de los ácaros presentes, si la muestra son abejas se realiza el conteo
de estas para obtener el grado de infestación de la colmena (ver Anexo).
40
Fig. 69. Colocación de la charola
Fig. 70. Retiro de la charola
CUESTIONARIO:
1. Describa el ciclo de la Varroasis
2. Mencione los daños ocasionados por la Varroa en la apicultura
3. Cuáles son los cuatro métodos para determinar si las abejas colectadas tienen ácaros
41
ANEXO: Fotos a color
Huevecillos de PROTOZOARIOS por técnica de flotación:
Eimeria spp
Tamaño 30-40 µ
Isospora
Tamaño: 22-23 x 10-19 µ
Huevecillos de NEMATODOS y larvas
Haemonchus spp
Tamaño: 44-78 µ
Toxocara vitulorum spp.
Tamaño: 81-103 µ
Trichostrongylus spp
Tamaño: 41-87 µ
Cooperia spp
Tamaño: 36-77µ
Strongyloides papillosus
Tamaño 25-56 µ
Ostertagia spp.
Tamaño: 40-79 µ
Nematodirus spp
Tamaño: 75-150 µ
42
Trichuris spp
Tamaño: 35-65 µ
Abertura tocológica de
Capillaria spp. (ID pichón)
Parascaris equorum
Tamaño: 90-100 µ
Capillaria hembra parte superior
Capillaria spp.macho parte inferior
Parte posterior de Capillaria
spp. (ID pichón)
Bursa copulatriz de un ♂
Capillaria spp.
Parte anterior de Capillaria
spp (ID pichón)
Porción bucal de un nematodo
Capillaria spp.
43
Parte bucal Haemonchus
Parte caudal Haemonchus
Ascaris suum
Huevecillos (por técnica de flotación) y parásitos adultos de CESTODOS (por observación directa
en pichones).
Huevecillo de Taenia
Tamaño: 35-40 µ (pichón)
Taenia spp (pichón)
Proglótidos grávidos Moniezia (bovino)
Proglotidos de cestodo
(pichón)
Huevecillo de Moniezia spp.
Tamaño 80-90 µ
44
Huevecillos (por técnica de sedimentación) y parásitos adultos de TREMATODOS:
Fasciola hepática (bovino) Heterophyidae spp. (pichón) Notocotylus spp (pichón)
Tamaño: 80-140 µ
Tamaño: 30 µ
Tamaño: 10-21 µ
ECTOPARÁSITOS
Varroa destrutor
Boophilus spp (macho)
Haematopinus suis
45
LITERATURA REVISADA
 Angus M. (1983): Helmintología Veterinaria. 2ª ed., Manual Moderno, México.
 Besné A, Figueroa J. A, Quiroz H, Ramírez A, Ramos E. (2005): Manual de Prácticas
de Laboratorio de Parasitología. UNAM, México.
 Bolaños
L.
(2005):
Estructura
y
manejo
del
microscopio
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MP Parasitología - Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia

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