INFORMACIÓN-TESIS DEL HONGO Pleurotus ostreatus

Transcripción

PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DEL ECUADOR
SEDE IBARRA (PUCE-SI)
ESCUELA DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y AMBIENTALES
(ECAA)
INFORME FINAL DE TESIS
“EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DEL HONGO Pleurotus ostreatus SOBRE
CINCO TIPOS DE SUSTRATOS (TAMO DE TRIGO, TAMO DE CEBADA,
TAMO DE VICIA, TAMO DE AVENA Y PAJA DE PÁRAMO); ENRIQUECIDOS
CON TUZA MOLIDA, AFRECHO DE CEBADA Y CARBONATO DE CALCIO”.
LÍNEA DE INVESTIGACIÓN A.G. 4.2
TESIS DE GRADO PREVIA A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERA
AGROPECUARIA
AUTORA:
CARVAJAL TOCAGÓN GRACE MARGOTH
ASESORA:
ING. MONROY ARAGÓN ANITA
IBARRA- ECUADOR
2010
PRESENTACIÓN
La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del
hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustratos (tamo de trigo, tamo de cebada,
tamo de vicia, tamo de avena y paja de páramo); enriquecidos con tuza molida, afrecho de
cebada y carbonato de calcio”, se encuentra formado por cinco capítulos: Introducción,
Marco Teórico, Materiales y Métodos, Resultados y Discusión, Conclusiones y
Recomendaciones.
En el primer capítulo se detalla las dificultades que surge en el entorno, en relación a la
alimentación de la población que es escasa y poco nutricional, especialmente en el campo,
lugar donde la tecnología no ha llegado. Además de ello por desconocimiento de los
habitantes no se ha dado un buen uso a los residuos de sus cosechas, generando con ello la
degradación del suelo.
De la misma manera se menciona como cultivo alternativo al hongo Pleurotus ostreatus,
destacando sus bondades tanto en lo nutricional como en lo ecológico.
Así mismo se describe los objetivos planteados en la presente investigación, mismos que
guían al trabajo a evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus, en los cinco tipos
de sustratos enriquecidos al 20% con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio,
con la finalidad de incrementar su rendimiento. También se plantea una hipótesis, que
pretende confirmar si el incremento del rendimiento del cultivo depende del sustrato.
En el segundo capítulo, se encuentra una recopilación teórica producto de la revisión
bibliográfica, donde se detalla la historia del hongo, su taxonomía, características
fisiológicas y morfológicas, ciclo reproductivo, importancia del cultivo, sustrato a
utilizarse, etapas del cultivo y finalmente los factores que afectan su crecimiento y
fructificación, los cuales permiten respaldar la presente investigación.
El tercer capítulo se refiere al lugar donde se desarrolla el experimento, los materiales y
métodos utilizados, el diseño experimental aplicado, sus variables y factores en estudio.
2
El cuarto capítulo se presenta los resultados obtenidos, mostrando tablas y gráficos,
conjuntamente con sus respectivas interpretaciones. Con la finalidad de determinar cuál de
los tratamientos generó los mejores resultados.
En el quinto capítulo se detallan las conclusiones y recomendaciones a las que se llegó
luego de terminar esta investigación.
3
DEDICATORIA
Esta investigación va dedicada con cariño a mis Padres Luis y Bersa, quienes nunca
dejaron de confiar y apoyarme.
Para mis hermanas; Marcia, Raquel y Lisley fieles amigas.
Para mi hijo Francis, quien complementa mi vida.
Y para todo aquel que persevera hasta alcanzar su meta.
4
AGRADECIMIENTO
A Dios por darme la vida, llena de bendiciones.
A mis Padres Luis y Bersa por brindarme todo su amor.
A mis hermanas Marcia, Raquel y Lisley, quienes apoyaron a cumplir este sueño tan
anhelado.
A mi hijo Francis, quien me dio fuerzas para ser constante.
A mi asesora Ing. Anita Monroy
A mis lectores Ing. Valdemar Andrade - Ing. Patricio Lozada.
5
CESIÓN DE DERECHOS DE AUTOR
Yo, Grace Margoth Carvajal Tocagón, declaro conocer y aceptar la disposición del Art. 66
Del instructivo de Trabajo de Grado de la Pontificia Universidad Católica del Ecuador
Sede Ibarra que en su parte pertinente textualmente dice: “Forman parte del patrimonio de
la Universidad la propiedad intelectual de investigaciones, trabajos científicos o técnicos y
tesis de grado que se realicen a través, o con el apoyo financiero, académico o institucional
(operativo) de la Universidad”.
.....................................................
Grace Carvajal
C.I. 100313615-5
6
RESUMEN
La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del hongo
Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustratos (tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de
vicia, tamo de avena y paja de páramo); enriquecidos con tuza molida, afrecho de cebada y
carbonato de calcio”, se desarrolla en dos fases. La primera se lleva a cabo en el
laboratorio de Microbiología de la Escuela de Ciencias Agrícolas y Ambientales (ECAA),
de la Pontificia Universidad Católica del Ecuador sede Ibarra (PUCE-SI), lugar donde se
realiza la proliferación del micelio primario (medio de soporte PDA) y secundario (granos
de trigo) de la cepa del hongo Pleurotus ostreatus, mediante una serie de inoculaciones.
La segunda fase se la ejecuta en la parroquia de González Suárez, cantón Otavalo,
provincia de Imbabura, en una habitación con condiciones ambientales controladas. Para
su desarrollo se utilizó el diseño completamente al azar (DCA), conformado con cinco
tratamientos y cuatro repeticiones. Los sustratos utilizados son tamo de avena, tamo de
cebada, paja de páramo, tamo de trigo y tamo de vicia; los cuales fueron enriquecidos al
20% con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio. El total de unidades
experimentales de esta investigación fue de 20; cada unidad experimental contiene 4
fundas y cada funda (65 x 42,5 centímetros) con 4 kilogramos de sustrato húmedo. Los
resultados demostraron que el mejor tratamiento en cuanto a rendimiento es el T2, llegando
a obtenerse 89,33% de hongo fresco por los 4 kilogramos de sustrato húmedo, el mismo
que estuvo basado en 80% Tamo de cebada + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada +
2% Carbonato de Calcio.
Palabras claves: Pleurotus ostreatus, tamo, micelio.
7
ABSTRACT
The present investigation identified with the theme "Evaluation of the production of the
mushroom Pleurotus ostreatus on five sustratos types (wheat fuzz, barley fuzz, vicia fuzz,
oats fuzz and paramo straw); enriched with milled corncob, barley bran and carbonate of
calcium", it is developed in two phases. The first one is carried out in the laboratory of
Microbiology of the Escuela de Ciencias Agrícolas y Ambientales (ECAA), from the
Pontificia Universidad Católica de Ecuador sede Ibarra (PUCE-SI), place where she is
carried out the multiplication of the primary (half of support PDA) and secondary (wheat
grains) of the micelio of mushroom Pleurotus ostreatus, by means of a series of
inoculations.
The second phase executes it to him in González Suárez parish, canton Otavalo, county of
Imbabura, in a room with environmental controlled conditions. For their development the
design was used totally at random, (DCA) conformed with five treatments and four
repetitions. The used sustratos is oats fuzz, barley fuzz, paramo straw, wheat fuzz and vicia
fuzz; which were enriched to 20% with milled corncob, barley bran and carbonate of
calcium. The total of experimental units of this investigation was of 20; each experimental
unit contains 4 cases and each case (65 x 42, 5 centimeters) with 4 kilograms of humid
sustrato. The results demonstrated that the best treatment as for yield is T2, ending up
being obtained 89,33% of fresh mushroom by the 4 kilograms of humid sustrato, the same
one that was based on 80% barley fuzz + 10% milled corncob + 8% barley Bran + 2%
Carbonate of Calcium.
Key words: Pleurotus ostreatus, mushroom, fuzz.
8
CONTENIDO
PORTADA.....................................................................................................................i
PRESENTACIÓN ....................................................................................................... ii
DEDICATORIA ......................................................................................................... iv
AGRADECIMIENTO .................................................................................................. v
RESUMEN ................................................................................................................. vi
ABSTRACT ...............................................................................................................vii
CONTENIDO ........................................................................................................... viii
ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................................ xii
ÍNDICE DE GRÁFICOS........................................................................................... xiii
ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS ................................................................................... xiii
ÍNDICE DE ANEXO .................................................................................................. xv
CAPÍTULO I
1.
INTRODUCCIÓN
1.1.
Planteamiento del Problema ........................................................................... 16
1.2.
Justificación ................................................................................................... 18
1.3
Objetivos ....................................................................................................... 20
1.3.1.
Objetivo General ............................................................................................ 20
1.3.2.
Objetivos Específicos..................................................................................... 20
1.4.
Hipótesis ....................................................................................................... 21
CAPÍTULO II
2.
MARCO TEÓRICO
2.3.2.
Historia del Hongo Pleurotus spp. ............................................................ 22
2.3.3.
Clasificación Taxonómica del Hongo Pleurotus ostreatus. ........................ 23
2.3.4.
Características Fisiológicas de Pleurotus ostreatus. ................................... 23
2.3.5.
Características Morfológicas de Pleurotus ostreatus. ................................. 24
2.3.6.
El Ciclo Reproductivo del Hongo Pleurotus ostreatus. .............................. 25
9
2.3.7.
Importancia del Cultivo del Género Pleurotus spp..................................... 26
2.6.1
Alimentación Humana ............................................................................... 26
2.6.1.1
Propiedades Nutricionales .......................................................................... 26
2.6.1.2
Propiedades Medicinales ............................................................................ 28
2.6.2
Alimentación de Ganado ............................................................................ 29
2.6.3
Control Biológico....................................................................................... 29
2.6.4
Degradación de Productos .......................................................................... 30
2.6.5
Potencial para usar los substratos agrícolas................................................. 30
2.7
Sustratos utilizados para el Cultivo de Pleurotus spp. ................................ 31
2.7.1
Generalidades del sustrato .......................................................................... 31
2.7.2
Nutrientes del sustrato ................................................................................ 32
2.7.3
Composición química de los residuos agrícolas (tamos) en estudio............ 33
2.8
Etapas del cultivo ....................................................................................... 34
2.8.1
Preparación de la Semilla. ......................................................................... 34
2.8.2
Preparación del Sustrato ............................................................................. 35
2.8.2.1
Picado ........................................................................................................ 35
2.8.2.2
Humectación ............................................................................................. 35
2.8.2.3
Pasteurización ............................................................................................ 35
2.8.2.4
Recipiente para el Sustrato ......................................................................... 36
2.8.3
Siembra...................................................................................................... 36
2.8.3.1
La tasa de Inoculación ................................................................................ 37
2.8.4
Incubación ................................................................................................. 37
2.8.5
Inducción .................................................................................................. 38
2.8.6
Producción ................................................................................................. 39
2.8.7
Cosecha ..................................................................................................... 39
2.8.8
Rendimiento............................................................................................... 40
2.9
Factores que afectan el crecimiento y la fructificación de Pleurotus spp. ... 41
2.9.1
La Temperatura .......................................................................................... 41
2.9.2
El pH ......................................................................................................... 41
2.9.3
La Humedad en el Sustrato......................................................................... 41
2.9.4
La Humedad del Aire ................................................................................. 42
2.9.5
Tamaño de Partícula................................................................................... 42
10
2.9.6
La Aireación .............................................................................................. 42
2.9.7
La Luz ....................................................................................................... 42
2.10.
Contaminantes, Plagas y Enfermedades...................................................... 43
2.10.1
Contaminantes ........................................................................................... 43
2.10.2
Plagas ........................................................................................................ 43
2.10.3
Enfermedades ........................................................................................... 44
CAPÍTULO III
3.
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1
Ubicación del Experimento ................................................................... 45
3.1.2.1
Infraestructura ....................................................................................... 46
3.2
Materiales, Equipos, Materia Prima ...................................................... 46
3.2.1
Materiales ............................................................................................. 46
3.2.2
Equipos ................................................................................................. 46
3.2.3
Materia Prima ....................................................................................... 47
3.2.4
Materiales de Oficina ............................................................................ 47
3.3
Método.................................................................................................. 48
3.3.1
Diseño Experimental ............................................................................. 48
3.3.2
Tratamientos ......................................................................................... 48
3.3.3
Repetición ............................................................................................. 48
3.3.4
Unidad Experimental............................................................................. 48
3.3.5
Análisis de Varianza (Adeva) ............................................................... 49
3.3.6
Prueba de Significancia ......................................................................... 49
3.3.7
Variables Evaluadas .............................................................................. 49
3.3.8
Métodos de Evaluación de las variables................................................. 50
3.3.8.1
Proliferación del micelio en el sustrato (Incubación) ............................. 50
3.3.8.2
Días a la Cosecha .................................................................................. 50
3.3.8.3
Diámetro del sombrero a la cosecha ...................................................... 50
3.3.8.4
Número de sombreros por racimo .......................................................... 51
3.3.8.5
Rendimiento Total ................................................................................. 51
11
3.3.8.6
Valor nutritivo del hongo/sustrato: ...................................................... 51
3.3.8.6.1
Materia Seca (%) ................................................................................... 51
3.3.8.6.2
Valor Nutritivo ...................................................................................... 51
3.3.9
Manejo Específico del Experimento ...................................................... 51
3.3.9.1
Fase I: Propagación de semilla primaria y secundaria del Hongo
Pleurotos ostreatus. .............................................................................. 51
3.3.9.1.1
Propagación de semilla primaria ........................................................... 52
3.3.9.1.2
Propagación de semilla secundaria ........................................................ 54
3.3.9.2
Fase 2: Cultivo del hongo Pleurotus ostreatus. ..................................... 56
3.3.9.2.1
Área de evaluación ................................................................................ 56
3.3.9.2.2
Desinfección de la habitación ................................................................ 56
3.3.9.2.3
Preparación del sustrato ......................................................................... 57
3.3.9.2.4
Pasteurización ....................................................................................... 58
3.3.9.2.5
Inoculación (siembra) ........................................................................... 58
3.3.9.2.6
Incubación............................................................................................. 59
3.3.9.2.7
Inducción .............................................................................................. 61
3.3.9.2.8
Cosecha................................................................................................. 63
CAPÍTULO IV
4.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4. 1
Días de proliferación del micelio en el sustrato (Incubación). ......................... 64
4.2
Días a la Cosecha ............................................................................................ 66
4. 3
Diámetro del sombrero a la cosecha (cm) ....................................................... 68
4. 4
Número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad) ............................... ..70
4. 5
Rendimiento total (kg) ................................................................................... 72
4. 6
Valor Nutritivo .............................................................................................. 73
4. 7
Costo de Producción ...................................................................................... 75
4.8
Comprobación de la Hipótesis......................................................................... 76
12
CAPÍTULO V
5.
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1.
Conclusiones ................................................................................................... 77
5.2.
Recomendaciones ............................................................................................ 80
CAPÍTULO VI
6.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
6.1
Libros ................................................................................................................ 82
6.2
Páginas de Internet............................................................................................. 85
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1
Análisis de varianza para la variable días de proliferación del micelio
en el sustrato (incubación) ...................................................................... 65
Tabla 2
Prueba de Tukey al 5% para la variable días de proliferación del micelio
en el sustrato (incubación) ........................................................................ 65
Tabla 3
Análisis de varianza para la variable días a la cosecha ............................. 66
Tabla 4
Prueba de Tukey al 5% para la variable días a la cosecha ......................... 66
Tabla 5
Análisis de varianza para la variable diámetro del sombrero a la cosecha
(cm) ....................................................................................................... 68
Tabla 6
Prueba de Tukey al 5% para la variable diámetro del sombrero a la
cosecha (cm) ........................................................................................... 68
Tabla 7
Análisis de varianza para la variable número de sombreros por racimo a
la cosecha (unidad) ................................................................................ 70
Tabla 8
Prueba de Tukey al 5% para la variable número de sombreros por racimo
a la cosecha (unidad) ............................................................................... 70
Tabla 9
Análisis de varianza para la variable del rendimiento total (%) ............... 72
Tabla 10
Prueba de Tukey al 5% para la variable del rendimiento total (%) ........... 72
13
Tabla 11
Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus .......................................... 73
Tabla 12
Costo variable, beneficio neto y % de eficiencia económica de los
tratamientos en estudio ........................................................................... .75
Tabla 13
Datos recopilados para la variable días de proliferación del micelio en el
sustrato (incubación). ............................................................................. 87
Tabla 14
Datos recopilados para la variable días a la cosecha ............................... .87
Tabla 15
Datos recopilados para la variable diámetro del sombrero a la cosecha ... .87
Tabla 16
Datos recopilados para la variable número de sombreros por racimo a la
cosecha (unidad) ................................................................................... .88
Tabla 17
Datos recopilados para la variable rendimiento total (%) ........................ 88
Tabla 18
Datos recopilados de materia seca en kg. ................................................ 88
Tabla 19
Datos recopilados sobre la cantidad de sustrato húmedo utilizado .......... .89
Tabla 20
Datos recopilados sobre el porcentaje de humedad de los diferentes tipos
de sustratos ............................................................................................. 89
Tabla 21
Datos recopilados sobre el ciclo total de producción del hongo,
considerando sus tratamientos ................................................................ .90
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1
Representación gráfica para la variable días de proliferación del micelio
en el sustrato (incubación) ..................................................................... .65
Gráfico 2
Representación gráfica para la variable días a la cosecha......................... 67
Gráfico 3
Representación gráfica para la variable diámetro del sombrero a la
cosecha (cm) ......................................................................................... 69
Gráfico 4
Representación gráfica para la variable número de sombreros por racimo
a la cosecha (unidad) .............................................................................. 71
Gráfico 5
Representación gráfica para la variable del rendimiento total (%) ........... 73
Gráfico 6
Representación gráfica del valor nutritivo del hongo Pleurotus spp…....74
Gráfico 7
Representación gráfica para el costo de producción ................................. 75
14
ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS
Fotografía 1
Repique de la semilla madre del hongo Pleurotus ostreatus sobre
Agar ............................................................................................... 52
Fotografía 2
Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus......... 53
Fotografía 3
Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus
contaminada .................................................................................... 53
Fotografía 4
Incubación secundaria del hongo Pleurotus ostreatus en granos de
trigo en una estufa a 22º C .............................................................. 55
Fotografía 5
Desinfección de la habitación con hipoclorito de sodio al 5.25% ..... 56
Fotografía 6
Sustrato de tamo de avena enriquecido con afrecho de cebada y
tuza molida ..................................................................................... 57
Fotografía 7
Pasteurización del sustrato por 2 horas ............................................ 58
Fotografía 8
Sustrato de paja de páramo pasteurizado con carbonato de calcio ... 58
Fotografía 9
Inoculación de la semilla del hongo Pleurotus ostreatus en paja de
páramo .......................................................................................... 59
Fotografía 1O
Sustratos con micelio en cuarto de incubación, controlado con un
termo higrómetro digital ................................................................. 59
Fotografía 11
Fotografía 12
Perforación en la parte superior de la funda .................................... 60
Colonización del sustrato por el micelio del hongo Pleurotus
ostreatus en tamo de cebada ........................................................... 60
Fotografía 13
Orificios en las fundas para el desarrollo del hongo ........................ 61
Fotografía 14
Lámpara infrarroja para mantener la temperatura ........................... 61
Fotografía 15
Conservación de la humedad relativa con riegos en la pared y en
los pisos.......................................................................................... 62
Fotografía 16
Cosecha del hongo “tipo ostra” ...................................................... 62
Fotografía 17
Visita al cultivo de hongo “tipo ostra” ......................................... ...89
Fotografía 18
Invernadero del cultivo de hongo “tipo ostra” ................................ 89
Fotografía 19
Tamos de vicia, avena, cebada, trigo y paja de páramo. .................. 90
Fotografía 20
Colonización del sustrato por el micelio del hongo Pleurotus
ostreatus en tamo de avena ............................................................. 91
Fotografía 21
Aparecimiento de primordios ........................................................ .91
Fotografía 22
Formación de carpóforos................................................................ 92
15
Fotografía 23
Desarrollo de los carpóforos .......................................................... 92
Fotografía 24
Carpóforos en estado de cosecha .................................................... 93
Fotografía 25
Racimo de hongos “tipo ostra”en estado de esporulación. ............. 93
Fotografía 26
Medición del diámetro del sombrero de un carpóforo .................... .94
Fotografía 27
Conteo del número de sombreros por racimo en la cosecha. .......... 94
Fotografía 28
Pesado de hongos frescos .............................................................. .95
Fotografía 29
Día de campo de la segunda fase .................................................... 95
Fotografía 30
Muestras de hongos deshidratados ................................................. 96
Fotografía 31
Sustratos de tamos contaminados después de la tercera cosecha ..... 96
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1
Croquis de la distribución de las unidades experimentales ...................... .98
Anexo 2
Gráfico del ciclo total de la producción del hongo seta (días) ................. 99
Anexo 4
Comparación del número de sombreros por racimo (unidad) con el diámetro
del sombrero del hongo seta. .................................................................. 99
Anexo 5
Tabla Nº 1 Contenido Nutricional del hongo comestible. ......................... 26
Anexo 6
Tabla Nº 2 Composición química de las pajas de cereales (% sms). ........ 33
Anexo 7
Tabla Nº 3 Composición química de las pajas de leguminosas (% sms) .. 33
Anexo 8
Tabla Nº 4 Composición química de salvado de cereales (% sms) .......... 34
Anexo 9
Tabla Nº 5 Porcentaje de carbono y nitrógeno total de tuza de mazorca . .34
16
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Actualmente los diferentes países del mundo como producto del cambio climático, están
sufriendo pérdidas en sus cosechas y Ecuador no es la excepción. Ello ha generado una
disminución en la disponibilidad de alimento suficiente para la población, ante esta
situación en el telégrafo se publica la noticia titulada como: Países piden fondos para
reducir hambre. En el cual se menciona según el último informe de la Organización de
Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO), el número de hambrientos
crónicos en el año 2009 fue de 1020 millones. Esta cifra hace notar que necesitamos
producir más alimento. Motivo por lo cual muchos años atrás ya se ha comenzado a
producir diversos alimentos. Dentro de los cuales se menciona al cultivo de hongos
comestibles, que tienen su inicio en Latinoamérica a finales de los años treinta, pero con un
crecimiento demasiado lento.
El desarrollo del cultivo de los hongos comestibles hasta este siglo XXI se ve limitado por
diversos factores, dentro de los cuales cabe mencionar lo siguiente; el hermetismo total de
los productores al no facilitarnos información técnica confiable de la propia zona para
poder comparar o adquirir tecnología adaptada a nuestro ecosistema, razón por la cual se
ha limitado a ejercer ciertas empresas de manera unilateral generando poca producción y
consumo de hongos “tipo ostra”, haciendo del cultivo de hongo un misterio. Además de
ello cabe mencionar que otra de las limitantes para la producción del hongo Pleurotus spp.
es por la disponibilidad de la semilla de muy dudosa calidad y como consecuencia se tiene
un producto de calidad y cantidad inconstante.
17
Otra realidad que se vive en el campo, es respecto a la decisión que toma el agricultor con
los residuos de sus cosechas, donde se menciona que en el Ecuador no se ha valorado la
potencialidad ecológica y económica de muchos subproductos agrícolas, que en la mayoría
de los casos son quemados o arrojados a los basureros, quebradas y ríos sin ningún
tratamiento previo y contribuyen de esta manera a la degradación del ecosistema. Donoso,
C., R. (2003). Donde el campesino no considera los efectos secundarios que conlleva esta
actividad y además no conoce otra alternativa para aprovechar sus residuos.
Tomando en cuenta que la población necesita otra fuente de alimento y sobre todo
aprovechar mejor sus residuos de las cosechas, la pregunta que ayuda a identificar el
problema es: ¿ QUÉ SUSTRATO ES EL INDICADO PARA PRODUCIR HONGOS
DEL GÉNERO Pleurotus ostreatus ADAPTADOS A NUESTRO MEDIO DE TAL
MANERA QUE SE APROVECHE LOS SUBPRODUCTOS AGRÍCOLAS?
18
1.2 JUSTIFICACIÓN
Ante el problema planteado surge la necesidad de buscar otra fuente alimenticia como
alternativa para la población. Frente a esta realidad se pretende producir hongos
comestibles del género Pleurotus por su fácil y masiva propagación en sustratos naturales.
Estudios realizados afirman sobre los beneficios que conlleva cultivar hongos del género
Pleurotus, dentro de los cuales mencionan que son potentes agentes biológicos que
convierten los subproductos orgánicos no comestibles en alimentos humanos de buena
palatabilidad. Su eficiencia de conversión de proteína por unidad de área y por unidad de
tiempo, es muy superior a las fuentes de proteína animal. Bermúdez, R., y otros autores
(2003). Otro de los aspectos que motiva al cultivo de hongos, es por las condiciones que
posee nuestro país, respecto a otros países Europeos y Norteamericanos, como al poseer
abundante materia prima para la elaboración de sustrato de este cultivo y su disponibilidad
durante todo el año.
Además cabe mencionar que una de las metas planteadas por los mandatarios mundiales,
es aumentar en un 70% la producción agrícola para el año 2050, con el fin de alimentar a
una población mundial que superará los 9000 millones de personas y combatiendo
además el cambio climático. Es por ello que surge la necesidad de crear nuevas fuentes de
alimento, pero sin alterar nuestro ecosistema. Por tal motivo estamos en la obligación de
investigar y aplicar alternativas ecológicas para producir alimentos a la población.
Bajo estas condiciones la producción de hongos está dirigida a una alimentación sana,
barata y disponible durante todo el año. Conjuntamente ello se ve argumentada por un
estudio realizado en Argentina con el tema: Pleurotus ostreatus, una opción en el menú,
donde recomiendan, su inclusión tanto en la dieta diaria de personas sin riesgos, como en
dietas balanceadas y bajas en calorías. Ciappini, C., Gatti., y López, L. (2004). Así mismo
19
afirman
Cedillo, D.,
Fragoso, M., y Vidal, A., (s/f)
respecto a que el hongo es
considerado como complemento alimenticio por ser rico en carbohidratos, vitaminas, fibra
y minerales, además de que posee un bajo contenido de grasa. Presenta entre el 57% y 61%
de carbohidratos en base a su peso seco, 26% de proteína y un 11.9% de fibra. Contiene
vitaminas: niacina, tiamina (B1), vitamina B12 , vitamina C y minerales como el potasio,
fósforo y calcio. Su contenido de grasa es de 0.9% a 1.8% con base a su peso seco. En
cambio Piqueras, J., (2004) considera al hongo como un alimento funcional; con un
consumo regular de setas se mejorará nuestras defensas, disminuyendo nuestro colesterol.
En la actualidad existen pocos estudios de la producción de hongos comestibles, por tal
razón implementar este tipo de alternativa cambiará el rumbo de la agricultura tradicional,
al aumentar los ingresos al productor.
Para realizar este estudio es necesario tener los métodos y herramientas necesarias; para
lograrlo se debe contar con un área para el estudio y los recursos necesarios para
implementar esta investigación; además de dar una solución para aprovechar los
subproductos agrícolas, se genera otra fuente de alimento para la población.
20
1.3 OBJETIVOS
1.3.1 Objetivo general
Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustrato: tamo
de avena, tamo de cebada, tamo de trigo, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos
con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio.
1.3.2 Objetivos específicos
1) Preparar el ambiente adecuado e inocular la cepa del hongo Pleurotus ostreatus
sobre los cinco tipos de sustratos; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena,
tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y
carbonato de calcio.
2) Comparar el rendimiento del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus sobre los cinco
tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y
paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio.
3) Determinar el valor nutritivo del hongo (Materia seca, grasa, proteína, fibra y
energía).
4) Dar a conocer los resultados preliminares de la investigación a través de un día de
campo.
21
1.4 HIPÓTESIS
Los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y
paja de páramo; enriquecidos al 20 % con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de
calcio, influyen directamente en el incremento del rendimiento del cultivo del hongo
Pleurotus ostreatus independientemente del tipo de sustrato utilizado.
22
CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
2.1 HISTORIA DEL HONGO Pleurotus spp.
Los hongos se distribuyen ampliamente por todo el mundo, existen aproximadamente
10,000 especies de las cuales solo el 10% son comestibles, Pleurotus es una de ellas.
Dentro de este género se distingue la especie P. ostreatus de origen húngaro, también
llamada Orellana, gírgola, seta de ostra, seta de chopo, entre otros. López, E. (2002).
El primer reporte de producción de Gírgolas fue realizado en Alemania en 1917 y
producido en tocones y troncos; a mediados de los años 50 se dio inicio a investigaciones
para la producción en sustrato artificial. Rodríguez, G. (2007).
Gaitán, R., y otros autores. (2006), en cambio mencionan que en México muchas especies
de hongos han sido reportadas como comestibles y algunas de ellas se consumen desde
tiempos prehispánicos, conocidos entre los aztecas como NANACATL, vocablo que
significa «carne». Por su parte México es pionero en el cultivo de setas en América Latina
ya que dicha actividad inició en los años 70, desde entonces el interés por su propagación y
consumo ha ido en aumento.
Según López, E. (2002), manifiesta que Pleurotus ostreatus se encuentra en la lista de 37
especies de hongos descritas, utilizadas en la medicina tradicional de Mesoamérica y
México. Existen reportes antiguos como el de la Pharmacopeia Sinica, donde se reporta a
los Pleurotus como hongos cuyas propiedades pueden utilizarse para disipar los
enfriamientos, relajar los tendones y las venas, su parte útil son los cuerpos fructíferos, los
cuales tienen un sabor dulzón y suave textura (Liu y Yun-Sun, 1980)(13).
En los comienzos de la década del '80, el champiñón representaba más del 70% de la oferta
mundial. Solamente el 2,8% de dicha producción correspondía a Pleurotus ostreatus
23
(gírgola) y el 14,3% a Shiitake. En tanto, las proyecciones actuales sitúan a la producción
de gírgolas en segundo lugar, representando el 20% de la producción mundial de hongos
comestibles. Rodríguez, G. (2007).
En Ecuador existe una producción de Pleurotus ostreatus, por parte de los Pequeños
Productores del Sumaco, quienes trabajan desde el 2007 en la producción de hongos “tipo
ostra” en pequeñas
instalaciones ubicadas en sus fincas en la Zona de
amortiguamiento de la reserva de biosfera de Sumaco y Cayambe–Coca (14).
2.2 CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA DEL HONGO Pleurotus ostreatus.
Reino: Fungi
Filo: Basidiomycota
Clase: Homobasidiomycetes
Orden: Agaricales
Familia: Pleurotaceae
Género: Pleurotus
Especie: P. ostreatus
Nombre binomial: Pleurotus ostreatus Champ. Jura. Vosg. 1: 112, 1872
Fuente: http://www.bedri.es/Libreta_de_apuntes/P/PL/Pleurotus_ostreatus.htm
Pleurotus, término que deriva del griego pleurá o pleurón (costado o lado) y del latín otus
(oreja). Gaitán, R., y otros autores, (2006).
2.3 CARACTERÍSTICAS FISIOLÓGICAS DE Pleurotus ostreatus.
Pleurotus ostreatus es un hongo degradador de materia orgánica que se alimenta
principalmente de lignina y celulosa. La lignina y celulosa son azúcares que se encuentran
disponibles en la materia muerta, por ejemplo la paja, rastrojo de maíz, caña, trigo, cebada,
etc. (2).
24
En cambio Rodríguez, G. (2007), menciona que el micelio debe tener a su disposición la
fuente de carbono que constituye la base nutricional. Todos los hongos necesitan este tipo
de fuente dado que están desprovistos de clorofila, y no pueden realizar la fotosíntesis. Por
ese motivo pueden vivir y prosperar sobre materia orgánica muerta.
2.4 CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE Pleurotus ostreatus.
El Cuerpo de las setas se constituye principalmente de: Sombrero (Pileo), Pie reducido
(Estípite) y Laminas (Himenio) (2).
Sombrero: Tiene forma de paraguas, más o menos circular, su desarrollo se da en forma
de una ostra u oreja, (Gráfico 1). Gaitán, R., y otros autores, (2006).
Por otro lado Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), indican que el sombrerillo de
esta seta (cuerpo fructífero), es redondeado, con la superficie lisa abombada y convexa. Su
tamaño depende de la edad, y oscila entre 5 y 15 cm de diámetro, aunque pueden
encontrarse ejemplares mucho más grandes. El color es muy variable, crema, blanco
grisáceo, pardo, etc. La carne blanca es de olor fuerte, tierno al principio y después
correoso.
Gráfico 1.
Fuente: http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130&chapter=12
25
Láminas: Están dispuestas radialmente como las varillas de un paraguas, que van desde el
pie o tallo que lo sostiene, hasta el borde. Son anchas, espaciadas unas de otras, blancas o
crema, a veces bifurcadas, y en ellas se producen las esporas destinadas a la reproducción
de la especie (6).
Pie: Es firme, blanco, algo peludo en la base. García, M. (1986). Muy corto, algo lateral
u oblicuo, ligeramente duro, con el principio de las laminillas en la parte de arriba. López,
E. (2002).
Esporada: Pálida, con ligero tono gris rosado. García, M. (1986).
Esporas (Gráfico 2): Son blancas a cremosas, cilíndricas de 8-11 x 3-4/µm., hialinas y
lisas. (6).
Gráfico 2
Esporas de Pleurotus ostreatus (Jacq.) Quél. (9).
2.5 EL CICLO REPRODUCTIVO DEL HONGO Pleurotus ostreatus
El ciclo reproductivo del hongo (setas) es de 7 a 8 semanas. Inicia cuando el hongo
maduro suelta sus esporas, las cuales son las células que van a dar origen al micelio, (o
semilla) éste a su vez va a dar origen a la seta (Gráfico 3). El ciclo concluye cuando el
hongo seta maduro termina de soltar las esporas e inicia a degradarse y muere (2).
26
Gráfico 3.
Fuente: http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130&chapter=12
2.6 IMPORTANCIA DEL CULTIVO DEL GÉNERO Pleurotus spp.
2.6.1 ALIMENTACIÓN HUMANA
El hongo ostra es casi desconocido por el consumidor nacional. Según el chef Cristian
Costales, del restaurante Yappa, expresa que tiene un sabor diferente al champiñón
tradicional. Además, ofrece más consistencia y se puede mezclar con otros sabores, porque
es neutro (15).
2.6.1.1 PROPIEDADES NUTRICIONALES
El valor nutritivo de Pleurotus spp. ha sido reconocido desde hace mucho tiempo (Tabla
Nº1).
Proteínas
Sus proteínas, las cuales contienen todos los ácidos aminados (alanina, el ácido glutámico
y la glutamina), son de valor nutritivo más alto que las proteínas de plantas, con una
27
calidad muy cercana a la proteína animal. Lelley, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D.
(2001).
TABLA Nº1. Contenido Nutricional del hongo comestible Pleurotus ostreatus.
Fuente: Romero y colaboradores, 2000.
Carbohidratos
En particular el Pleurotus ostreatus tiene un contenido elevado de carbohidratos de 57% y
14% de fibra cruda, de los cuales el 47% es fibra dietética. Dentro de los carbohidratos que
contienen dichos hongos, se encuentran pentosas, hexosas, sacarosa, azúcares-ácidos,
metil- pentosas y aminoazúcares como la quitina. Breene, 1990; Burns et al, 1994. (13).
Minerales:
Los hongos absorben todos los minerales que contiene el sustrato donde son cultivados,
por lo general contienen buena cantidad de fósforo, potasio y calcio en menor cantidad. En
el caso de Pleurotus, se han encontrado, además buenas cantidades de zinc, cobre,
magnesio, hierro y manganeso. (Breene, 1990). También se ha demostrado que la ingesta
28
de setas, permite una mejor absorción de minerales a nivel intestinal, esto debido a la
presencia de métaloproteínas. Hobbs C, 1996. (13).
Vitaminas
Los contenidos de ácido ascórbico (vitamina C) son muy altos, hasta de 90 a 144mg/100g.
del peso seco por lo que pueden ser una muy buena fuente de antioxidantes y agentes
reductores para el uso de medicamentos y complementos nutricionales, estos pueden ser
utilizados en el tratamiento del escorbuto, la diabetes, hipoglucemia, cáncer, etc. (Kang et
al, 1998) (7).
2.6.1.2 PROPIEDADES MEDICINALES
Al hongo P. ostreatus se le considera como probiótico, esto significa que ayuda al
organismo a combatir las enfermedades, restaurando el bienestar y el equilibrio natural,
haciendo que nuestro sistema inmune funcione correctamente para eliminar a los agentes
externos que pudieran desequilibrar nuestra salud. López, E. (2002).
Según Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), el bajo contenido de grasa y sodio,
unido al alto contenido de potasio (Tabla 1), hacen que este hongo además de su buen
sabor y valor nutritivo, tenga también importancia para padecimientos cardiovasculares y
estados de hipertensión, así como para combatir la obesidad.
Se ha demostrado que el consumo de basidiocarpos de P. ostreatus, que contiene varios
tipos de estatinas, previene el incremento de colesterol. Bobek y otros autores Citado por
Sánchez, J. y Royse, D. (2001). Estudios recientes en Europa y Asia muestran que el
Pleurotus ostreatus naturalmente produce una forma de Lovastatina: una medicina
aprobada por el FDA de los Estados Unidos en 1987, para tratar exceso de colesterol en la
sangre (10). Esto mejora el funcionamiento del sistema cardiovascular general,
produciendo una forma segura y no tóxica de Lovastatina, un reductor de colesterol
potente (11). En experimentos que se realizaron con ratas en laboratorio, a las que se
29
suministró setas deshidratadas en un 2%, con una dieta rica en grasa, durante 6 meses, se
demostró que lograron bajar los niveles de colesterol y triglicéridos en un 65-80% (13).
Efectos antitumorales: P. ostreatus contiene polisacáridos que son capaces de reducir o
retardar el crecimiento de células cancerosas. López, E. (2002). Seguramente el
mecanismo consiste en que estos polisacáridos actúan como potenciadores de las células de
defensa que posteriormente destruyen las células cancerosas sin ocasionar efectos
colaterales al enfermo. Miles y Shu-Ting, 1997 (13).
Efecto hepatoprotector, en otros experimentos las ratas fueron sometidas a una dieta con
alcohol etílico (ratas borrachas), y el resultado de los estudios demostró en las ratas que
consumieron Pleurotus (setas) lograron una protección de la estructura hepática de hasta el
40% (13).
Por otro lado López, E. (2002), argumenta sobre el efecto antioxidante: los Pleurotus o
setas, poseen sustancias con propiedades antioxidantes como la vitamina C, cuya utilidad
es retrasar el proceso de envejecimiento combatiendo la degeneración y muerte de las
células que provocan los radicales libres.
2.6.2 ALIMENTACIÓN DE GANADO
Después de cultivar y cosechar los hongos, el sustrato degradado tiene un mayor contenido
proteico comparado con el sustrato original, también tiene características mejoradas como
acarreador para nutrientes líquidos y retiene mejor el agua que el rastrojo. El sustrato
degradado puede ser reciclado, siempre y cuando esté libre de patógenos y micotoxinas.
Zadrazil y Rolz, Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
Por otra parte Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), sugieren que el sustrato
agotado, debe ser incorporado al alimento animal, después de un molinado adecuado.
30
2.6.3 CONTROL BIOLÓGICO
Los hongos que pudren la madera como P. ostreatus, P. cornucopiae, P. cystidiosus, P.
strigosus, P. subareolatus, han sido descritos por atacar y consumir nemátodos,
probablemente porque utilizan los nutrientes de su presa como suplemento, dados los bajos
niveles de N disponible en la madera. Las especies de Pleurotus producen pequeñas
gotitas de toxinas provenientes de sus glándulas secretoras espatuladas. Los nemátodos que
tocan dichas gotas muestran una inmediata y dramática respuesta y se vuelven más o
menos inmóviles. Estimuladas por productos provenientes excretados por el huésped
inmóvil, algunas hifas direccionales convergen en los orificios del cuerpo del nemátodo, lo
colonizan y lo digieren. Barron y Thorn, Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
2.6.4 DEGRADACIÓN DE PRODUCTOS
Los hongos de pudrición blanca son capaces de degradar pesticidas altamente tóxicos y
químicos xenobióticos. La habilidad de P. ostreatus para degradar el herbicida atrazina
fue demostrada por Masaphy en 1993. P. ostreatus es capaz de mineralizar el DDT, el
cual es uno de los insecticidas más persistentes en el ambiente. Bumpus y Higson(s/f).
Para sobrevivir en el suelo, el cual no es su hábitat natural, los hongos de pudrición blanca
necesitan un sustrato que contenga celulosa. Lang et al., Citado por Sánchez, J. y Royse,
D. (2001).
2.6.5 POTENCIAL PARA USAR LOS SUSTRATOS AGRÍCOLAS
Sánchez, J. y Royse, D. (2001), indican que un gran número de hongos comestibles tienen
la habilidad de colonizar el rastrojo,
degradar y utilizar la lignina, además de la
hemicelulosa y la celulosa. Estos tipos de hongos son considerados como agentes
primarios de descomposición porque son capaces de utilizar los desechos de las plantas en
su forma original sin que hayan sido sujetas a algún proceso de degradación bioquímica o
31
microbiológica. Entre los agentes de descomposición primaria más efectivos existen
hongos comestibles como las especies de Pleurotus. Después de cultivar y cosechar los
hongos, la relación C/N del sustrato es disminuida y puede ser utilizado como abono para
el suelo.
Por su parte Sañudo, B. y otros autores, (2003), mencionan que al final de la producción
comercial, el compost no está totalmente degradado, por lo que es interesante la
posibilidad de reciclarlo, con enriquecimiento de nutrientes principalmente Nitrogenados,
una fermentación corta y nueva pasteurización; antes de emplear como abono orgánico
para plantas cultivadas. Convertir todo el desperdicio en abono orgánico de muy buena
calidad ya que el hongo seta (Pleurotus ostreatus) es un remediador del suelo y le
proporciona mucha materia orgánica (4).
2.7 SUSTRATOS UTILIZADOS PARA EL CULTIVO DE Pleurotus spp.
2.7.1 GENERALIDADES DEL SUSTRATO
Un sustrato es conveniente para el crecimiento de un hongo, si contiene todos los
requerimientos nutritivos en cantidad suficiente para que éste sintetice sus metabolitos y
tome de él la energía que requiere. Sánchez, J. (2001).
Gaitán, R. y otros autores, (2006), manifiestan que en el grupo de las Gírgolas y el
Shiitake, la fuente de carbono está constituida por la lignina y la celulosa, presentes en
diversos esquilmos agrícolas (pajas, rastrojos), desechos agroindustriales (bagazos de caña
de azúcar, maguey tequilero, henequén, pulpa de café), y/o forestales (aserrín y viruta de
diversas maderas).
Las especies de Pleurotus spp. crecen de manera aceptable en diversos sustrato
lignocelulósicos, por lo que pudiera pensarse que una cepa dada crecerá bien en cualquier
sustrato posible. Esto no es cierto; existe una interrelación cepa-sustrato que debe
respetarse para obtener rendimientos óptimos. Cada cepa tiene sus capacidades y
requerimientos propios por lo que una vez que se han definido los componentes óptimos
32
del sustrato, deben evitarse los cambios, a menos que hayan sido investigados previamente
(5).
2.7.2 NUTRIENTES DEL SUSTRATO
Carbono
El carbono es necesario para los hongos porque es la fuente directa de energía para su
metabolismo; así mismo, es necesario para la formación de las diferentes partes y
estructuras celulares. El carbono puede ser utilizado por el hongo a partir de diferentes
fuentes como polímeros, carbohidratos, lípidos, etc.
Polímeros: Por su parte, Zadrazil (1974), observó que después de cosechar los cuerpos
fructíferos de P. ostreatus, las cantidades finales de holocelulosa, celulosa y lignina se
reducían en un 80% y concluyó diciendo que todos los materiales que contengan celulosa y
lignina (con excepción de los tóxicos y con metales pesados), pobres en nitrógeno pueden
ser usados como sustratos para Pleurotus spp.
Azúcares: En relación a este componente Raypeck, V. (s/f), manifiesta que la glucosa, la
manosa y la galactosa son buenos sustratos para esta especie, mientras que la xilosa y la
arabinosa producen un crecimiento deficiente.
Lípidos: La adición de aceites vegetales tiene un efecto benéfico para el crecimiento
micelial de P. sapidus y P. ostreatus. Sánchez, J. (2001).
Nitrógeno
Las especies de Pleurotus tienen la capacidad de crecer sobre fuentes inorgánicas de
nitrógeno, como el nitrato de potasio o la urea, aunque se observa que prefieren las fuentes
orgánicas para un crecimiento óptimo. De tal manera Rodríguez, G. (2007), indica que las
necesidades de nitrógeno pueden cubrirse por las proteínas y aminoácidos que resultan de
la descomposición químico-biológica de cuerpos orgánicos (harinas, granos de cereales,
estiércol).
33
Minerales
Manu-Tawiah y Martin, (s/f), llegaron a la conclusión de que P. ostreatus crece mejor
cuando hay KH2PO4 presente en el medio.
Vitaminas
P. ostreatus requiere tiamina para su crecimiento en una concentración óptima de 100 mg/l
y que cuando tal vitamina está presente, ninguna otra es necesaria. Hashimoto y Takahashi,
(s/f).
2.7.3 COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LOS RESIDUOS AGRÍCOLAS (TAMOS)
EN ESTUDIO
a) TABLA Nº2. Composición química de las pajas de cereales (%sms).
Material
Materia
orgánica
N total
Grasa bruta Fibra bruta
C/N
Paja de trigo
93,40
0,47
1,40
38,90
115.2
Paja de cebada
94,4
0,46
1,6
41,8
119.0
Paja de avena
92,5
0,58
1,8
31,1
92,5
Fuente: CIES citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
b) TABLA Nº 3. Composición química de las pajas de leguminosas (%sms).
Material
Paja de vicia
Materia
orgánica
93,10
N total
1,62
Grasa bruta Fibra bruta
2,20
47,0
C/N
33,3
Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
34
c) TABLA Nº4. Composición química de salvado de cereales (%sms).
Material
Materia
orgánica
N total
Grasa
Fibra
bruta
bruta
3,60
15,4
C/N
Salvado de
cebada
94,10
2,17
25,2
Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
d) TABLA Nº5. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de tuza de mazorca.
Material
Carbono Total (% p/p)
Tuza de mazorca
18,66
Nitrógeno Total (%p/p)
10,85
Fuente. Mojica y Molano (2006).
2.8 ETAPAS DEL CULTIVO
2.8.1 PREPARACIÓN DE LA SEMILLA
Se realiza en dos etapas:
Inóculo primario, es la propagación del micelio en semillas a partir de una cepa crecida en
medio de cultivo. Se incuba de 25-28°C en obscuridad hasta que el micelio cubra
totalmente la semilla; 15 ó 20 días después, el inóculo primario estará listo (6).
Inóculo secundario, es la propagación del micelio en semillas a partir del inóculo primario,
es el que se usa para la siembra y fructificación de las setas. Se pueden emplear semillas de
sorgo, trigo, centeno, cebada, avena, mijo y arroz, entre otros. Si el inóculo no se emplea
inmediatamente puede ser almacenado de preferencia en obscuridad y refrigeración a 5°C
hasta por tres meses, aunque lo recomendable es utilizarlo a la semana de estar en
refrigeración. Gaitán, R. y otros autores, (2006).
35
En cambio Sañudo, B. y otros autores, (2003), señalan si en el crecimiento micelial
aparecen zonas de coloración verde azulosa, gris, roja anaranjada, negra, etc., los frascos se
desechan porque hay contaminación de otros hongos. Así mismo se descartan aquellos
recipientes en los que el micelio blanco adquiere un aspecto gelatinoso, porque hay
invasión de bacterias.
Del mismo modo Fernández, F. (2004), indica que se debe sacar de refrigeración la
semilla un día antes de sembrar, para evitar un termoshock “Sustrato-Semilla” de (4ºC 26ºC) a (14ºC -22ºC).
2.8.2 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO
La preparación de sustrato a base de paja de cereales (centeno, trigo o cebada) requiere
los siguientes pasos:
2.8.2.1 PICADO
Un tamaño de partículas de 2 a 5 cm, son los valores más citados y los que proporcionan la
mejor estabilidad y proporciones. Muez, M. y Pardo, J. (s/f).
2.8.2.2 HUMECTACIÓN
Durante 1 ó 2 días, las pajas picadas humedecerlas mediante sistemas de riego por
aspersión. La humedad de la masa de paja deberá ser del 70-80 % (6).
2.8.2.3 PASTEURIZACIÓN
Gaitán, R. y otros autores (2006), informa que para utilizar los sustratos en el cultivo del
hongo seta, es necesario someterlos a un tratamiento previo, que consiste básicamente en
aplicarles calor para disminuir la flora microbiana nociva, que está presente en ellos y de
esta manera evitar que los microorganismos compitan por espacio y nutrientes con el
36
micelio de Pleurotus. Así mismo, nos indica que el sustrato debe someterse a una
pasteurización por inmersión en agua caliente a (75-80°C) durante 1 hora. (Cuadro 1).
Fuente: Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
2.8.2.4 RECIPIENTE PARA EL SUSTRATO
Muez, M. y Pardo, J. (s/f) citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), recomiendan usar
bolsas de polietileno y que se hagan perforaciones de tal manera que solo el 2% de la
superficie de la bolsa quede expuesta al aire. Esto evita la deshidratación del sustrato y
estimula la formación de carpóforos grandes.
En cambio Fernández, F. (2004), indica que los orificios en las bolsas estarán por ambos
lados por donde se quiere que las setas se produzcan. En este tema existe una creencia
equivocada al pensar que entre más orificios se le hagan a la bolsa, más será el número de
setas o de producción. No es así, la cantidad de setas será la misma con respecto a la
cantidad de paja seca contenida en la bolsa que corresponde al 25% del peso total de la
bolsa.
2.8.3 SIEMBRA
La siembra es la fase más importante ya que en esta se mezclan el micelio (o semilla) con
la paja (sustrato) que va a servirle como medio de desarrollo (2).
37
Cuando el sustrato pasteurizado tenga una temperatura de 20-25°C y una humedad del
70% (el sustrato apretado con la mano, deja salir pocas gotas de agua), el sustrato se
extiende sobre una mesa limpia. Sañudo, B. y otros autores, (2003). En este momento debe
adicionarse el carbonato de calcio 20gms / kilo de composta y 10 g. de sulfato de calcio /
kilo de composta, como neutralizante y revolverlo en la paja antes de sembrar. Fernández,
F. (2004).
Por su parte Velasco, J., y Vargas, E., (2004), manifiestan que no es recomendable sembrar
con niveles de humedad mayores que los indicados, porque el hongo necesita para su
crecimiento de ciertos espacios porosos, esto le permite que el intercambio de gases sea el
óptimo para su crecimiento, tanto de CO2 como de oxígeno, evitando así
la aparición de organismos que puedan vivir sin oxígeno y que ocasionan pudrición del
sustrato.
En cambio Gaitán, R. y otros autores, (2006), indica que en las bolsas de plástico se
procede a intercalar manualmente capas alternas de sustrato y semilla, tratando de que la
mezcla sea uniforme y evitando dejar áreas sin cubrir de semilla.
2.8.3.1 LA TASA DE INOCULACIÓN
Sánchez, J. y Royse, D. (2001), manifiestan que la tasa de inoculación es la cantidad de
semilla que se usa en función de la cantidad de sustrato que se pretende inocular. En
general, en la siembra comercial es común utilizar tasas de inoculación del 2-2.5%, lo que
es rentable. Y a la vez Domínguez, D. (2006), recomienda utilizar dosis de 20 g de semilla
por kilo de sustrato húmedo.
2.8.4 INCUBACIÓN
Durante la fase de incubación las bolsas que contienen la mezcla de micelio con la paja se
colocan en un lugar con una luminosidad nula, esto propicia que el hongo inicie el
consumo de nutrientes y la degradación de la materia muerta. El crecimiento durante las
primeras 24 horas es lento debido a que el hongo seta necesita adaptarse a su nuevo medio
38
de crecimiento (2). La temperatura será de 18 a 22º C y la ventilación de 1 metro cúbico de
aire por hora y por kilogramo de sustrato (6).
Sánchez, J. y Royse, D. (2001), argumentan que durante la incubación, cuatro o cinco días
después de haber efectuado la siembra, se hacen de 20 a 40 perforaciones perfectamente
distribuidas (con una aguja o navaja estéril) en la parte superior de la bolsa de polietileno y
de preferencia sin tocar al sustrato. Esto se hace porque inicialmente se requiere una
concentración alta en CO2 para estimular el crecimiento micelial (hasta niveles cercanos al
25%), pero pasados estos niveles, el CO2 limita el desarrollo y es necesario facilitar el
intercambio con aire fresco. Pero Gaitán, R. y otros autores, (2006), sugieren al día
siguiente de la siembra hacer pequeñas perforaciones, para favorecer la oxigenación del
hongo.
Durante un período de 15 días el hongo utiliza lignina y celulosa como fuente de energía
para la síntesis de proteína y otras sustancias metabólicas. En cuanto a nitrógeno es capaz
de incrementar el contenido de nitrógeno en el medio en que crece sintetizando proteínas y
fijando nitrógeno; en esta etapa de incubación tiene lugar la síntesis de proteínas para la
estructura micelial. Velasco, J. y Vargas, E. (2004).
2.8.5 INDUCCIÓN
En esta fase, las bolsas que han terminado su periodo de incubación y que se encuentran
totalmente invadidas por el hongo seta (pastel debe
tener una coloración blanca) se
trasladan al lugar de fructificación (2).
La aparición de primordios de cuerpos fructíferos requiere del manejo adecuado de los
factores ambientales; la temperatura va de los 18 a los 23 °C; la humedad del aire debe ser
del 80 al 95 %, se proporciona iluminación de 8 a 12 horas. Velasco, J., y Vargas, E.,
(2004). Para que la luz permita que broten los hongos (o cuerpos fructíferos) y alcancen su
madurez (2).
Si existe un exceso de humedad, se debe ventilar el sitio. Por lo contrario, si la humedad
disminuye, se puede regar el piso y las paredes dos o tres veces al día para elevar la
39
humedad o bien colocar en el cuarto botes de agua (tanto en la fase de incubación como en
la de fructificación) (3).
Gaitán, R. y otros autores (2006), recomiendan sólo realizar perforaciones de mayor
tamaño en dónde se presenten los primordios. Inicialmente éstos son masas algodonosas
que aparecerán pocos días después de la transferencia de las bolsas al área de producción y
que con el tiempo se diferenciarán en pequeñas protuberancias que salen del sustrato.
2.8.6 PRODUCCIÓN
Técnicamente se refiere al cambio de la fase vegetativa del micelio a la fase reproductiva.
La producción de setas se da en intervalos y a este momento de producción se le conoce
como “oleadas”. Fernández, F. (2004).
Así mismo Sañudo, B. y otros autores (2003), afirman que desde el momento en que se
siembra el micelio en el sustrato hasta cuando aparecen los primeros basidiocarpos, pasan
aproximadamente 90 días, con las siguientes condiciones ambientales: temperatura de 1418°C, humedad relativa de 90-95% y la humedad de los bloque de 70-75%.
2.8.7 COSECHA
La primera cosecha se realiza a partir del día 25 al 40 dependiendo de las condiciones
climáticas, cuando los frutos han alcanzado la madurez fisiológica que se caracteriza por
un diámetro de 10 cm y con un peso variable de 50 a 80 gramos, producto suculento y bien
definido, etapa en la cual contiene todos los elementos básicos que conforman el estado
nutricional del producto. Velasco, J., y Vargas, E., (2004).
Para Gaitán, R. y otros autores (2006), en cambio argumentan que están listo para
cosecharse cuando el sombrero se observe compacto, turgente, no flácido y antes de que
sus orillas se enrollen hacia arriba. No se debe permitir que el borde del píleo se ponga
40
totalmente plano porque se demerita la calidad y se propicia la diseminación de esporas.
Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
En promedio y dependiendo de la variedad de hongo y sustrato, las bolsas de setas
producen entre 2 a 4 cosechas (oleadas), pero las más importantes son las dos primeras, ya
que es donde se producen la mayor cantidad de fructificaciones (alrededor del 90 por
ciento). Gaitán, R. y otros autores, (2006).
Las cosechas son separadas por períodos de más o menos 10 días. Se recomienda solo
aprovechar la producción de las bolsas hasta la tercera producción ya que conforme pasa el
tiempo se producen malos olores y la atracción de insectos puede poner en peligro todo el
resto de la producción y la contaminación del lugar de producción (1).
La cosecha se hace cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en la unión
con el sustrato; aunque en algunos lugares se prefiere tomar delicadamente los hongos con
la mano, sin dañarlos y sin producir hoyos en el sustrato. Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
2.8.8 RENDIMIENTO
El parámetro de producción en este cultivo es el siguiente: el total de peso fresco de
hongos producidos de una bolsa de sustrato corresponderá al total del peso seco del mismo
sustrato. Este parámetro se le llama “Porcentaje de Eficiencia Biológica. Las producciones
se darán en los intervalos de las tres oleadas y se obtendrán según el tipo de semilla o cepa,
aunque es común que el 50% de la producción se dé en la primera oleada, el 30-35% en la
segunda oleada y el resto 20-15% en la última oleada. Fernández, F. (2004).
La calidad productiva de un sustrato se percibe como aceptable a partir de eficiencias
biológicas de 50%. Patra y Pani, (1995).
Según Villa et al. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), lograron obtener eficiencias
biológicas del 68-72% al preparar una mezcla 1:1 de olote de maíz y pulpa de café, a la
cual adicionaron 2% de cal y sometieron a un composteo de siete días, con humedad del
41
sustrato a 70% al inicio del composteo. Por otro lado Pleurotus se cultiva con una
eficiencia de 63 kg de basidiomas frescos por 100 kg de sustrato seco (6) tanto sobre
troncos cortados o tocones, como sobre paja (8).
2.9 FACTORES QUE AFECTAN EL CRECIMIENTO Y LA FRUCTIFICACIÓN
DE Pleurotus spp.
El cultivo de hongos se ve afectado por diversos factores entre ellos tenemos:
2.9.1 LA TEMPERATURA
A mayor temperatura de (16ºC - 18ºC) se tendrá un crecimiento acelerado y a menor
temperatura (4ºC-8ºC) se tendrá pérdida de tiempo por el lento crecimiento. Fernández, F.
(2004).
2.9.2 EL pH
Para el crecimiento de Pleurotus se han citado rangos de crecimiento entre 4 y 7 de pH.
Con un óptimo entre 5 y 6. Así, Zadrazil (1974) cita que los sustratos ácidos (pH 4)
inhiben el desarrollo de P. ostreatus y P. eryngii. Dado que la mayoría de los
contaminantes que se encuentran durante el proceso de cultivo son más sensibles a los
valores altos de pH que las especies de Pleurotus, actualmente al preparar el sustrato se
prefieren valores más elevados que los señalados como óptimos. Esto deriva de los
resultados obtenidos por diversos investigadores, entre ellos Stölzer y Grabbe (1991) por
ejemplo, quienes demostraron que Trichoderma hamatum reduce notablemente su
crecimiento a pH 7 y es totalmente inhibida a pH 8.5. Sánchez, J. (2001).
2.9.3 LA HUMEDAD EN EL SUSTRATO
El contenido de humedad no solo afecta la disponibilidad de nutrientes en el sustrato, sino
también la disponibilidad de oxígeno. En efecto, el agua ocupa espacios que pueden ser
ocupados por el aire. Así, los contenidos de humedad inferiores al 50% no serán propicias
42
y una humedad superior al 80% tendrá un efecto negativo en el crecimiento de Pleurotus
spp.
2.9.4 LA HUMEDAD DEL AIRE
Este es un factor de suma importancia para la adecuada fructificación de las especies de
Pleurotus. Debido a esto, la humedad relativa del ambiente donde crece el hongo debe ser
suficiente para evitar que tanto el sustrato como los cuerpos fructíferos se deshidraten.
Sánchez, J. (2001).
2.9.5 TAMAÑO DE PARTÍCULA
El tamaño de partícula afecta el crecimiento y la fructificación porque se relaciona con la
accesibilidad a los nutrientes, al agua y al aire por parte de las hifas del hongo. Los
tamaños de partícula muy pequeños dificultan la aireación necesaria para la respiración y
los tamaños muy grandes son inadecuados porque dificultan la compactación del sustrato y
el acceso del hongo a los nutrientes. Rajarathnam y Bano (1989), recomiendan tamaños de
partícula de 2-3 cm cuando se usa rastrojo de arroz para el cultivo de especies de
Pleurotus.
2.9.6 AIREACIÓN
El oxígeno es un elemento de gran importancia para el crecimiento de los basidiomicetos
porque son organismos aerobios. Estos organismos presentan requerimientos de oxígeno
diferentes según el estado fisiológico en que se encuentren. Para el caso de Pleurotus spp.,
se ha notado que la concentración alta en CO2 estimula la germinación de las esporas y el
crecimiento micelial pero inhibe la fructificación. La fructificación suele darse en
condiciones normales cuando se tiene un 20% de oxígeno y una concentración de CO2 no
mayor de 800 ppm en el ambiente que circunda al hongo. Sánchez, J. (2001).
43
2.9.7 LA LUZ
Según Eger, G. Citado por Sánchez, J. (2001), P. ostreatus no puede fructificar en
oscuridad continua. La luz controla la elongación del tallo y la formación de “carpóforos”.
La cantidad ideal varía de acuerdo a la especie, pero en general, una luz filtrada y tenue es
considerada la más adecuada. Para la mayoría de las especies, un nivel de intensidad de 50
a 1000 lux, se considera estimulante en la formación de primordios. Una exposición directa
o de alta intensidad es considerada dañina, pero una total ausencia de esta provocaría la
mal formación de los primordios en estructuras tipo coral. Arrúa, J. y Quintanilla, J.
(2007).
2.10 CONTAMINANTES, PLAGAS Y ENFERMEDADES
2.10.1 CONTAMINANTES
Gaitán, R. y otros autores (2006), mencionan que los contaminantes son hongos como
Trichoderma, Penicillium, Aspergillus Neurospora, Mycogone y Coprinus, entre otros.
Estos hongos aparecen en forma de manchas verdes, amarillentas, negras y/o anaranjadas
sobre el sustrato, invadiéndolo de forma rápida y evitando el crecimiento micelial de las
setas. Su presencia se ve favorecida por la alta humedad en el ambiente y en el sustrato, así
como por alta temperatura, luz directa y sustrato mal pasteurizado, entre otros.
Trichoderma spp. invade rápidamente el sustrato y obstaculiza el crecimiento del micelio
de Pleurotus spp. mediante la producción de toxinas y antibióticos, al tiempo que ocasiona
un descenso del nivel de pH hasta valores de 4-5, que son más favorables para su
desarrollo. Francisco, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
2.10.2 PLAGAS
Las plagas las constituyen insectos que atacan a los cultivos tanto en incubación como en
el área de producción, atraídos por el olor del sustrato, estos insectos son de las llamadas
«moscas de los hongos» como los Dípteros del género Lycoriella. Y catarinas»: pequeños
44
escarabajos de los géneros Mycotretus y Pseudyschirus que se comen los hongos en
desarrollo. Gaitán, R. y otros autores (2006).
Los daños causados se clasifican en dos grupos. Los daños directos originados por las
larvas, que se alimentan de micelio y destruyen las conexiones con los primordios, lo que
afecta directamente al rendimiento, o también excavan galerías tanto en el pie como en el
sombrero de los cuerpos fructíferos, depreciando la calidad comercial del producto. Los
daños indirectos ocasionados por los adultos, como vectores de hongos (Verticillium spp. y
Trichoderma spp.) y de ácaros pigmefóridos. Francisco, J. Citado por Sánchez, J. y Royse,
D. (2010).
2.10.3 ENFERMEDADES
Las enfermedades que se manifiestan en las fructificaciones son causadas en gran medida
por bacterias y virus. Las enfermedades se favorecen con la humedad excesiva, el calor y
una escasa ventilación, provocando que en los píleos de los hongos, aparezcan zonas de
color amarillo, anaranjado o café, que se pudren con rapidez y despiden un mal olor,
afectando los rendimientos de producción. Una de las principales bacterias que causan
estas manchas en las fructificaciones son las Pseudomonas. Gaitán, R. y otros autores
(2006).
45
CAPÍTULO III
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 UBICACIÓN DEL EXPERIMENTO
3.1.1 Primera fase: Se realizó la multiplicación de la semilla del
hongo Pleurotus
ostreatus en el laboratorio de Microbiología de la ECAA de la PUCE-SI, con la siguiente
ubicación:
Cantón:
Ibarra
Parroquia:
El Sagrario
Ciudadela:
La Victoria
Lugar:
PUCESI-Laboratorio de Microbiología
Longitud
0021´01”N
Latitud
78006`24”W
Altitud:
2221 msnm
Temperatura:
15, 350 C.
Fuente: Estación Meteorológica PUCE-SI, año 2009.
3.1.2 Segunda fase: Se ejecutó la producción del hongo en la parroquia de González
Suárez, con la siguiente ubicación.
Cantón:
Otavalo
Parroquia:
González Suárez
Longitud.
00013· 57·· N
Latitud:
078014· 25·· O
Altitud:
2823msnm
Temperatura
14oC
Fuente:http://www.oleoecuador.com/index2.php?option=com_content&do_pdf=1&id=15; año 2009.
46
3.1.2.1 INFRAESTRUCTURA
•
Habitación enlucida (4m x 3m x 2m de alto), cubierto de teja.
3.2 MATERIALES, EQUIPOS Y MATERIA PRIMA
3.2.1 MATERIALES
•
Cajas petri
•
frasco de vidrio con cierre térmico
•
costales de plástico
•
bolsas plásticas
•
equipo de protección (máscara, cofia, mandil, guantes y botas de caucho)
•
habitación (área:12 m2)
•
3 estanterías de madera
•
2 tanques metálicos (200 litros)
•
1 lanzallamas
3.2.2 EQUIPOS
•
Balanza de precisión
•
refrigerador
•
autoclave
•
cámara de flujo laminar
•
microscopio
•
termo higrómetro
•
balanza desecadora.
•
estufa
3.2.3 MATERIA PRIMA
•
Medio de soporte (PDA)
•
granos de trigo
•
cepa del hongo Pleurotus ostreatus
47
•
tamo de trigo
•
tamo de cebada
•
tamo de avena
•
tamo de vicia
•
paja de páramo
•
tuza molida
•
afrecho de cebada
•
•
cloro
48
3.3 MÉTODO
3.3.1 DISEÑO EXPERIMENTAL
En esta investigación se utilizó un Diseño completamente al azar (DCA).
3.3.2 TRATAMIENTOS
La investigación contiene los siguientes tratamientos:
TRATAMIENTOS
SUSTRATOS
80% Tamo de avena + 10% Tuza molida + 8%
T1
cebada + 2% Carbonato de Calcio.
80% Tamo de cebada + 10% Tuza molida + 8%
T2
80% Paja de páramo + 10% Tuza molida + 8%
T3
80% Tamo de trigo + 10% Tuza molida + 8%
T4
80% Tamo de vicia + 10% Tuza molida + 8%
T5
Afrecho de
Afrecho de
Afrecho de
Afrecho de
Afrecho de
3.3.3 REPETICIONES
La presente investigación consta de cuatro repeticiones.
3.3.4 UNIDAD EXPERIMENTAL
El total de unidades experimentales de esta investigación fue de
20; cada unidad
experimental contiene 4 fundas y cada funda (65 x 42,5 centímetros) con 4 kilogramos de
sustrato húmedo.
3.3.5 ESQUEMA DEL ANÁLISIS DE VARIANZA (ADEVA)
FV
GL
Total
19
Tratamientos
4
Erro experimental
15
49
3.3.6 PRUEBA DE SIGNIFICANCIA
Se utilizó la prueba de Tukey al 5%, para detectar las diferencias estadísticas entre los
tratamientos.
3.3.7 VARIABLES EVALUADAS
Las variables que se evaluaron fueron:
CUADRO Nº1 VARIABLES EVALUADAS E INDICADORES
Variables
Indicadores
Tiempo transcurrido a partir de la siembra
Días de proliferación del micelio en
hasta que las muestras son colocadas en
el sustrato (incubación).
condiciones de fructificación.
Tiempo transcurrido cuando las muestras
son colocadas en condiciones de
Días a la cosecha
fructificación hasta el primer corte de los
hongos en estado maduro.
A cada cuerpo fructífero se mide el
Diámetro del sombrero a la cosecha
diámetro de su sombrero en centímetros.
Número de sombreros por racimo a
Unidad
la cosecha.
[(kg de producción total / kg de sustrato
Rendimiento total (%)
seco) x 100]
Valor nutritivo del hongo/sustrato:
Materia seca
%
Grasa
%
Proteína
%
Fibra bruta
%
Energía
kcal
50
3.3.8 MÉTODOS DE EVALUACIÓN DE LAS VARIABLES
3.3.8.1 PROLIFERACIÓN DEL MICELIO EN EL SUSTRATO (INCUBACIÓN)
Se consideró el tiempo transcurrido a partir de la siembra hasta que las muestras fueron
colocadas en condiciones de fructificación (luminosidad).
3.3.8.2 DÍAS A LA COSECHA
Se tomó en cuenta el tiempo transcurrido, cuando las muestras se colocaron en condiciones
de fructificación (luminosidad) hasta el primer corte de los hongos en estado maduro.
3.3.8.3 DIÁMETRO DEL SOMBRERO A LA COSECHA
Para la determinación del tamaño del sombrero del hongo se llevo a cabo por medición de
su diámetro, en las tres cosechas.
3.3.8.4 NÚMERO DE SOMBREROS POR RACIMO
En esta variable se contó el número de sombreros por cada racimo producido del hongo
“tipo ostra”, en las tres cosechas.
3.3.8.5 RENDIMIENTO TOTAL
Se consideró la producción en kg de hongos frescos recolectados en las tres cosechas y
para su determinación se aplico la siguiente fórmula:
Rendimiento (%):
Peso (kg) de hongos frescos
Peso (kg) del sustrato seco
X 100 %
3.3.8.6 VALOR NUTRITIVO DEL HONGO/SUSTRATO:
Para realizar esta variable se mezcló por cada tratamiento, sus cuatro repeticiones para
obtener una sola muestra (125 g) por cada sustrato. En la determinación de grasa (%),
proteína (%), fibra bruta (%) y energía (kcal), se necesito de 10 g de muestra de hongo
seco por cada tratamiento. Para ello se hizo secar a 110oC en la estufa una muestra de 125
g de hongo fresco por cada tratamiento.
51
a) MATERIA SECA (%)
Para determinar este componente se utilizó una balanza desecadora, se tomó una
muestra de 5 g de cada tratamiento y se sometió a desecación a 110oC.
b) GRASA (%)
Se utilizó el método Soxhlet de extracción con solvente (éter de petróleo).
c) PROTEÍNA (%)
Se hizo por el método Kjeldahl, digestión con ácido sulfúrico (H2SO4) y
destilación.
d) FIBRA BRUTA (%)
Por el método de digestión con ácido sulfúrico (H2SO4) e hidróxido de potasio
(KOH).
e) ENERGÍA (kcal)
Se manejó el método calorimétrico, mediante la utilización
de una bomba
calorimétrica adiabática.
3.3.9 MANEJO ESPECÍFICO DEL EXPERIMENTO
3.3.9.1 FASE I: PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA Y SECUNDARIA DEL
HONGO Pleurotus ostreatus.
PRODUCCIÓN DEL MICELIO PRIMARIO Y SECUNDARIO
La primera fase se asignó a la obtención y multiplicación
del micelio primario y
secundario del hongo Pleurotus ostreatus. La cepa se adquirió mediante productores del
hongo fresco, ubicado en el cantón El Chaco, en la provincia de Napo.
La cepa del Pleurotus spp. tiene como lugar de origen México, este micelio fue llevado al
laboratorio, en un medio estéril dentro de un frasco de vidrio y aislado con papel periódico,
posteriormente esta cepa fue purificada mediante sucesivas inoculaciones, utilizando como
52
medio de soporte PDA para el micelio primario y granos de trigo para el micelio
secundario.
3.3.9.1.1 PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA
a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN
Se utilizó cajas petri, con Agar dextrosa patata (PDA). La dosis de preparación fue de 600
ml de agua destilada por cada 19,5g de PDA.
b) ESTERILIZACIÓN
Para la desinfección del medio de soporte se utilizó una autoclave, a una temperatura de
121oC y con una presión de 1,5 atm por un período de 20 minutos. Con ello damos mayor
posibilidad al micelio para su colonización.
c) INOCULACIÓN
El lugar donde se realizó la siembra, estuvo completamente aséptico, porque se hizo dentro
de una cámara de flujo laminar donde se aplicó alcohol al 96% y también se dio por 10
minutos luz UV, para una desinfección mejor. Para la siembra se toma 1 cm2 del micelio
(obtenido) y se inocula la cepa en las cajas petri preparadas ya anteriormente.
FOTOGRAFÍA Nº 1. Repique de la semilla madre del hongo Pleurotus ostreatus sobre agar.
53
d) INCUBACIÓN
Las cajas petri inoculadas, son colocadas en la estufa a una temperatura de 25oC, por un
tiempo de una semana, hasta que el micelio invada la caja petri, dándonos así la semilla
primaria.
FOTOGRAFÍA Nº 2. Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus
Durante la incubación las cajas petri fueron revisadas periódicamente, para determinar
posibles contaminantes. Las contaminadas fueron desechadas, pero antes de ello fueron
sometidas a una esterilización. Se hizo varias siembras hasta obtener 20 cajas petri libres
de patógenos.
FOTOGRAFÍA Nº 3. Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus contaminada.
54
3.3.9.1.2 PROPAGACIÓN DE SEMILLA SECUNDARIA
a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN
1) Se lavó los granos de trigo con abundante agua, los cuales estaban libres de
fungicidas y sobre todo frescos.
2) Por el lapso de 12 horas se dejó en remojo los granos.
3) Los granos fueron lavados nuevamente.
4) El exceso de humedad se eliminó mediante la distribución de las semillas sobre
papel periódico hasta conseguir una humedad del 50%.
5) Se hizo el pesado del grano en dosis de 200 g por frasco.
6) Y finalmente se llenaron los frascos de vidrio de boca ancha de 250 ml.
b) ESTERILIZACIÓN
Los frascos llenos son colocados en el autoclave, a una temperatura de 121oC y con una
presión de 1,5 atm, por un tiempo de 20 minutos.
c) INOCULACIÓN
Los frascos con granos de trigo esterilizados, son colocados dentro de la cámara de flujo
laminar para su enfriado. El micelio que se siembra proviene de las cajas petri de semilla
primaria, donde son transferidos a los frascos llenos de trigo estériles, en dosis de 1cm2 por
cada frasco.
d) INCUBACIÓN
Los frascos inoculados son trasladados a una estufa a 25oC, por el lapso de una semana,
hasta que el micelio blanco cubra por completo los granos de trigo. Paro ello se agitó los
frascos, cada cuatro días. Para obtener una mejor distribución del micelio en los granos de
trigo.
55
FOTOGRAFÍA Nº 4. Incubación secundaria del hongo Pleurotus ostreatus en granos de trigo en una estufa
a 25º C.
Periódicamente se observó a los frascos durante la incubación para detectar posibles
contaminaciones, y a la vez los frascos contaminados sea por bacterias u otros hongos
fueron desechados. Por lo tanto se hizo nuevas siembras hasta obtener 40 frascos con
semilla secundaria.
e) CONSERVACIÓN DE LA SEMILLA SECUNDARIA
Para prolongar la vida del hongo hasta su siembra en el sustrato definitivo (tamos), se lo
mantuvo en refrigeración donde cesa la velocidad de crecimiento y envejecimiento.
Para Gaitán, R. y otros autores (2006), manifiesta que si el inóculo no se emplea
inmediatamente puede ser almacenado de preferencia en obscuridad y refrigeración a 5°C
hasta por tres meses, aunque lo recomendable es utilizarlo a la semana de estar en
refrigeración. El inóculo almacenado más tiempo del recomendado puede ser utilizado si
no presenta contaminación y/o perforación de la bolsa, pero la invasión sobre el sustrato
será más lenta, retrasando la aparición de fructificaciones y disminuyendo la producción.
56
3.3.9.2
FASE 2: CULTIVO DEL HONGO Pleurotus ostreatus.
3.3.9.2.1 ÁREA DE EVALUACIÓN
a) El desarrollo de la segunda fase de esta investigación se ejecutó en una habitación
enlucida (4m x 3m x 2m de alto), cubierto de teja y recubierto internamente con
plástico negro el techo.
b) La incubación se hace en la misma habitación, cubriendo la ventana internamente
con plástico negro, dentro de lo cual se distribuyen aleatoriamente las fundas de
sustrato inoculadas con el micelio del hongo.
3.3.9.2.2 DESINFECCIÓN DE LA HABITACIÓN
La habitación, la estantería de madera y los materiales antes de su uso respectivo, fueron
desinfectadas en el siguiente orden.
a) Lavado con agua potable y detergente.
b) Limpiado paredes, techo, piso y estantería; con hipoclorito de sodio al 5,25 %.
c) Paredes, piso y estantería; flameados con lanzallamas.
d) Para la desinfección del calzado, en la puerta de la habitación del cultivo, se ubicó
un pediluvio que contenía disuelto hipoclorito de sodio al 5,25 %.
FOTOGRAFÍA Nº 5. Desinfección de la habitación con hipoclorito de sodio al 5.25%.
57
3.3.9.2.3 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO
a) Picado de cada uno de los tamos de avena, cebada, trigo, vicia y de paja de páramo,
en un tamaño de alrededor de 5 cm.
b) Las materias primas picadas fueron humedecidas durante dos días y posteriormente
lavadas.
c) Llenado de fundas previamente mezclados, según sus tratamientos. Con un peso de
4 kilogramos.
FOTOGRAFÍA Nº 6. Sustrato de tamo de avena enriquecido con afrecho de cebada y tuza molida.
3.3.9.2.4 PASTEURIZACIÓN
a) Lavado de los tanques metálicos.
b) Agregación de 30 litros de agua en los tanques.
c) Colocación de troncos de madera, de 30 cm de espesor en el fondo del tanque.
d) Hacinamiento de 9 fundas con sustrato en el tanque.
e) Se tapó el tanque con paja y tapa.
f) Pasteurización a una temperatura promedio de 90 a 100oC, por el lapso de 2 horas.
g) Enfriamiento de las fundas (sustrato) por un período de 12 horas.
58
FOTOGRAFÍA Nº 7. Pasteurización del sustrato por 2 horas.
3.3.9.2.5 INOCULACIÓN (SIEMBRA)
a) La limpieza de los materiales para la siembra y las manos se hizo con alcohol al
70%.
b) Pesaje del micelio en dosis de 80 gramos por cada funda de 4 kilogramos.
c) Colocación del sustrato pasteurizado en una tina, para la adición de 80 g de
FOTOGRAFÍA Nº 8. Sustrato de paja de páramo pasteurizado con carbonato de calcio.
d) Llenado de las fundas (65 x 42,5 centímetros) con capas alternas de sustrato y
micelio del hongo.
59
FOTOGRAFÍA Nº 9. Inoculación de la semilla del hongo Pleurotus ostreatus en paja de páramo.
e) Amarrado de las fundas, con paja plástica, dejando un espacio.
3.3.9.2.6
INCUBACIÓN
a) Terminada la inoculación del micelio, las fundas se distribuyeron en el cuarto de
incubación; de acuerdo a su diseño, por un lapso de tiempo de 30 a 46 días,
dependiendo su tratamiento. El control del ambiente se lo hace con un termo
higrómetro digital.
FOTOGRAFÍA Nº 1O. Sustrato con micelio en cuarto de incubación, controlado con un termo
higrómetro digital.
b) A los 5 días de incubación, se hace 40 perforaciones en la parte superior de cada
bolsa, para que el micelio respire.
60
FOTOGRAFÍA Nº 11. Perforación en la parte superior de la funda
c) Termina la etapa de incubación cuando se observa una coloración blanca de todo el
sustrato, es decir el micelio ha colonizado por completo.
FOTOGRAFÍA Nº 12. Colonización del sustrato por el micelio del hongo Pleurotus ostreatus en tamo
de cebada.
3.3.9.2.7 INDUCCIÓN
a) En esta etapa se dio luminosidad por un tiempo de 12 horas diarias, y a la vez se
hizo pequeñas aberturas (4cm de diámetro) alrededor de la funda, para la formación
de los primordios.
61
FOTOGRAFÍA Nº 13. Orificios en las fundas para el desarrollo del hongo.
b) Además se controló que la temperatura (20-25oC) y humedad relativa (85-90%)
estén dentro de los rangos óptimos que requiere el hongo para su desarrollo.
c) Para mantener la temperatura se
incorporó al cuarto 2 lámparas infrarrojas,
cubiertas con tela de color negro.
FOTOGRAFÍA Nº 14. Lámpara infrarroja para mantener la temperatura de la habitación.
d) Y en cambio para conservar la humedad relativa se dio riegos constantes al piso y a
las paredes. También se colocó 2 ollas en cada extremo de la habitación con agua
hervida, durante la etapa de incubación y producción periódicamente.
62
FOTOGRAFÍA Nº 15. Conservación de la humedad relativa con riegos en la pared y en los pisos.
3.3.9.2.8 COSECHA
a) Se realizó la cosecha cuando los hongos presentaron las siguientes características:
sombrero compacto y antes de que sus orillas se enrollen hacia arriba, con una
coloración cremosa.
FOTOGRAFÍA Nº 16. Cosecha del hongo “tipo ostra”.
63
b) La cosecha se hace cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en
la unión con el sustrato.
c) Dependiendo las variables se tomó los datos correspondientes.
64
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1
DÍAS
DE
PROLIFERACIÓN
DEL
MICELIO
EN
EL
SUSTRATO
(INCUBACIÓN).
F.V
GL
SC
TOTAL
19
602,18
TRATAMIENTOS
4
598,39
15
3,80
ERROR
EXPERIMENTAL
CM
F.cal
F.tab
5%
149,60 591,00 *
3,06
1%
** 4,89
0,25
Fuente: Libro de campo.
TABLA Nº1 Análisis de varianza para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato
(incubación).
C.V: 1,38 %
MEDIA: 36,51
Al realizar el análisis de varianza para la variable días de proliferación del micelio en el
sustrato (incubación), Tabla Nº1. Se observó que existen diferencias altamente
significativas para los tratamientos en estudio. Para determinar cual de los tratamientos
produjo mejores resultados, se procede a la realización de la Prueba de Tukey al 5%. La
media de proliferación del micelio es de 36,51 días, valor que se asemeja a los de la
literatura citada; el coeficiente de variación de 1,38%.
65
TRATAMIENTO
T1
T3
T5
T2
T4
MEDIA
45,63
39,06
35,75
31,25
30,88
RANGO
a
b
c
d
d
TABLA Nº 2 Prueba de Tukey al 5% para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato
(incubación).
Del análisis de la Prueba de Tukey al 5% para la variable días de proliferación del micelio
en el sustrato (incubación), Tabla Nº2; se identifica que existe cuatro rangos de
significancia; los mejores tratamientos son aquellos que en menor tiempo el micelio
coloniza al sustrato; siendo así que el tratamiento T4 necesitó alrededor de 31 días para
invadir por completo al sustrato, conjuntamente con el tratamiento T2. Mientras que el T1,
fue el tratamiento tardío, llegando a requerir de aproximadamente 46 días para la
proliferación del micelio en el sustrato.
Días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación).
50
a
45,63
45
b
39,06
40
c
35,75
DÍAS
35
d
31,25
d
30,88
T2
T4
30
25
20
15
10
5
0
T1
T3
T5
TRATAMIENTOS
Fuente: Libro de campo
GRÁFICO Nº 1 Representación gráfica para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato
(incubación).
66
4.2 DÍAS A LA COSECHA
F.V
GL
SC
TOTAL
19
103,20
TRATAMIENTOS
4
101,73 25,43 259,74
ERROR EXPERIMENTAL
15
1,47
CM
F.cal
F.tab
5%
*
1%
3,06 ** 4,89
0,10
TABLA Nº3 Análisis de varianza para la variable días a la cosecha.
C.V: 2,73%
MEDIA: 11,41
En el análisis de varianza, para la variable días a la cosecha (Tabla Nº 3), se observa que
existen diferencias altamente significativas para los diferentes tratamientos en evaluación.
Para conocer cual de los tratamientos dió el mejor resultado, se realiza la Prueba de Tukey
al 5%. La media general para los días a la cosecha del hongo en estado maduro es de
11,41; con un coeficiente de variación de 2,73%.
TRATAMIENTO
MEDIA
RANGO
T1
15,63
a
T3
11,81
b
T5
10,75
c
T2
9,63
d
T4
9,44
d
TABLA Nº 4 Prueba de Tukey al 5% para la variable días a la cosecha.
En la prueba de Tukey al 5%, para la variable días a la cosecha (Tabla Nº 4), se observa
que existen cuatro rangos de significancia; los mejores tratamientos son aquellos que
menor tiempo necesitan para formar y desarrollar el sombrero del hongo “tipo ostra”
obteniendo así como mejor resultado al tratamiento T4, conjuntamente con el tratamiento
67
T2, los cuales necesitaron cerca 9 días para la cosecha del hongo a partir de que fue
colonizado por completo y posteriormente colocado en condiciones adecuadas para la
fructificación, mientras que por otro lado el tratamiento T1 llegó a necesitar cerca de 16
días para la formación del sombrero y su posterior cosecha.
18
16
Días a la cosecha
a
15,63
14
b
11,81
DÍAS
12
c
10,75
10
d
9,63
d
9,44
T2
T4
8
6
4
2
0
T1
T3
T5
TRATAMIENTOS
GRÁFICO Nº 2 Representación gráfica para la variable días a la cosecha.
68
4. 3 DIÁMETRO DEL SOMBRERO A LA COSECHA (cm)
F.V
G.L
SC
CM
TOTAL
19
19,40
TRATAMIENTOS
4
17,78
4,44
ERROR EXPERIMENTAL
15
1,63
0,11
F.cal
F.tab
5%
41,02 *
3,06
1%
**
4,89
TABLA Nº5 Análisis de varianza para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm).
C.V: 4,77%
MEDIA: 6,90
En el análisis de varianza para la variable diámetro del sombrero a la cosecha en
centímetros (Tabla Nº 5), observamos que existe diferencias altamente significativas para
los distintos tratamientos en estudio. Para conocer cual de los tratamientos presentó el
mayor diámetro del sombrero de la seta, se realizó la prueba de Tukey al 5%.
El
coeficiente de variación es de 4,77% y la media del diámetro del sombrero es de 6,90 cm
lo cual indica que se encuentra dentro de los rangos citados por la literatura.
TRATAMIENTOS
MEDIA
RANGO
T2
7,84
a
T4
7,82
a
T5
6,81
b
T3
6,74
b
T1
5,27
c
TABLA Nº6 Prueba de Tukey al 5% para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm).
En la Prueba de Tukey al 5% para la variable diámetro del sombrero a la cosecha en
centímetros (Tabla Nº 6), se presentan tres grupos, otorgando el primer rango a los
69
tratamientos T2 y T4, con 7,80 cm de diámetro del sombrero; por el contrario el promedio
más bajo es de 5,27cm. De acuerdo con los valores de literatura (diámetro del sombrero
oscila entre 5 y 15 cm) podemos decir que los rangos a, b y c están dentro de estos
parámetros.
Diámetro del sombrero a la cosecha (cm)
9
8
a
7,84
a
7,82
b
6,81
DIÁMETRO(cm)
7
b
6,74
c
5,27
6
5
4
3
2
1
0
T2
T4
T5
TRATAMIENTOS
T3
T1
GRÁFICO Nº3 Representación gráfica para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm).
70
4. 4 NÚMERO DE SOMBREROS POR RACIMO A LA COSECHA (UNIDAD)
F.V
GL
SC
TOTAL
19
80,48
TRATAMIENTOS
4
73,25
18,31
15
7,23
0,48
ERROR
EXPERIMENTAL
CM
F.cal
F.tab
5%
37,99
*
3,06
1%
**
4,89
TABLA Nº 7 Análisis de varianza para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad).
C.V: 9,77%
MEDIA: 7,15
De acuerdo al análisis de varianza para la variable número de sombreros por racimo a la
cosecha (Tabla Nº 7), nos demuestra que existe diferencias altamente significativas para
los distintos tratamientos. Para determinar cual de los tratamientos generó los mejores
resultados se realizó la Prueba de Tukey al 5%. La media del número de sombreros por
racimo es de 7,15 valor que es semejante a los de la literatura; con un coeficiente de
variación de 9,77%.
TRATAMIENTO
MEDIA
RANGO
T4
9,68
a
T2
8,75
a
T5
7,31
b
T3
5,32
c
T1
4,70
c
TABLA Nº 8 Prueba de Tukey al 5% para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha
(unidad).
Con relación a la Prueba de Tukey al 5% para la variable número de sombreros por
racimo a la cosecha (Tabla Nº 8), se tiene presencia de tres rangos; el primer rango fue
71
para el tratamiento T4 con diez sombreros por racimo; seguido del tratamiento T2, con
alrededor de nueve sombreros por racimo. En cuanto a los tratamientos con menor número
de sombreros por racimo es para los tratamientos T1 y T3, con aproximadamente cinco.
Número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad)
12
10
a
9,68
ab
8,75
b
7,31
UNIDAD
8
c
5,32
6
c
4,7
4
2
0
T4
T2
T5
TRATAMIENTOS
T3
T1
GRÁFICO Nº 4 Representación gráfica para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha
(unidad).
72
4. 5 RENDIMIENTO TOTAL (%)
F.V
GL
SC
TOTAL
19
24792,47
TRATAMIENTOS
4
24504,16
6126,04
15
288,31
19,2208
ERROR
EXPERIMENTAL
CM
F.cal
F.tab
5%
318,72 *
3,06
1%
** 4,89
TABLA Nº 9 Análisis de varianza para la variable del rendimiento total (%).
C.V: 8,81 %
MEDIA: 49,78
En lo referente al análisis de varianza para la variable rendimiento total (%), Tabla Nº 9; se
asume que existe diferencias altamente significativas para los diferentes tratamientos.
Debiendo hacer la prueba de Tukey al 5% para corroborar los resultados de la tabla del
análisis de varianza. La media general del rendimiento total es de 49,78%, este valor bajo
se debe a que dos tratamientos T1 y T3 presentaron producciones muy bajas con relación a
los demás; con un coeficiente de variación de 8,81%.
TRATAMIENTO
MEDIA
RANGO
T2
89,33
a
T4
89,18
a
T5
47,32
b
T3
17,82
c
T1
5,26
d
TABLA Nº10 Prueba de Tukey al 5% para la variable del rendimiento total (%).
Del análisis de la Prueba de Tukey al 5%, para la variable rendimiento total (%), Tabla Nº
10; se observa que existe cuatro rangos de significancia; en el primer rango se encuentran
los mejores tratamientos para la variable rendimiento total siendo T2 y T4, con 89%
73
aproximadamente. Mientras que el tratamiento T1, produjo tan solo 5,26% considerando
así como el resultado más bajo en relación a los otros tratamientos.
Rendimiento total (%)
100
90
a
89,33
a
89,18
80
70
%
60
b
47,32
50
40
30
c
17,82
20
d
5,26
10
0
T2
T4
T5
TRATAMIENTOS
T3
T1
GRÁFICO Nº 5 Representación gráfica para la variable del rendimiento total (%).
74
4. 6 VALOR NUTRITIVO
TRATAMIENTOS
HUMEDAD
(%)
MATERIA
SECA (%)
FIBRA
BRUTA
(%)
PROTEÍNA
(%)
GRASA
(%)
ENERGÍA
(kcal)
T1
T2
T3
T4
T5
90,74
91,51
90,58
91,11
91,01
9,26
8,49
9,42
8,89
8,99
10,14
13,15
19,72
9,29
12,31
22,14
22,32
25,18
22,92
23,15
1,24
1,55
1,76
1,68
0,97
4,22
4,08
4,37
4,09
4,23
Fuente: Laboratorio ECAA
TABLA Nº 11 Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus
Al realizar el análisis del valor nutritivo del hongo (Tabla Nº11), se determina que no
existe diferencias relevantes en cuanto al porcentaje de humedad, teniendo como media
90,99 %. Pero en relación al contenido de materia seca, fibra bruta, proteína, grasa y
energía; el tratamiento T3 (80% Paja de páramo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de
cebada + 2% Carbonato de Calcio), presenta los valores más altos.
Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus
100
90
VALORES
80
70
Humedad(%)
60
Materia seca(%)
50
Fibra bruta(%)
Proteína(%)
40
Grasa(%)
30
Energía(kcal)
20
10
0
T1
T2
T3
TRATAMIENTOS
T4
T5
Fuente: Laboratorio ECAA
GRÁFICO N° 6 Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus.
75
4. 7 COSTO DE PRODUCCIÓN
TRATAMIENTOS
T1
T2
T3
T4
T5
COSTO VARIABLE
1,79
1,79
1,92
1,79
1,79
BENEFICO BRUTO
BENEFICIO NETO
%EFICIENCIA
ECONÓMICA
0,22
-1,57
0,12
3,76
1,97
2,10
0,88
-1,04
0,46
4,09
2,30
2,28
2,27
0,48
1,27
TABLA Nº 12 Costo variable, beneficio neto y % de eficiencia económica de los tratamientos en estudio.
Nota: Los costos están basados por cada 4 kg de sustrato húmedo y considerando la media
de su rendimiento.
En la TABLA Nº 12, se encuentra detallado el costo de producción del hongo seta, además
su beneficio neto generado
en cada uno de los tratamientos, donde se obtiene al
tratamiento T4 con un mayor porcentaje de eficiencia económica seguido del T2, debido a
que se obtuvieron mayores rendimientos en cada uno de ellos.
% Eficiencia Económica
2,5
2,28
2,1
2
%
1,5
1,27
1
0,5
0,46
0,12
0
T1
T2
T3
T4
T5
TRATAMIENTOS
Gráfico Nº 6 Representación gráfica para el costo de producción.
76
4.8 COMPROBACIÓN DE LA HIPÓTESIS
HIPÓTESIS
“Los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y
paja de páramo; enriquecidos al 20 % con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de
calcio, influyen directamente en el incremento del rendimiento del cultivo del hongo
Pleurotus ostreatus independientemente del tipo de sustrato utilizado.”
ANÁLISIS DE COMPROBACIÓN DE LA HIPÓTESIS
De acuerdo al análisis de cada una de las variables en estudio y con su posterior discusión,
se determina que el enriquecimiento al 20% con tuza molida, afrecho de cebada y
carbonato de calcio a los cinco tipos de sustrato si influye en el incremento del rendimiento
del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus dependiendo el tipo de sustrato utilizado.
Esta versión se fundamenta en los resultados obtenidos del rendimiento, que se ubica
dentro de los rangos citados en el marco teórico, que nos indica que la calidad productiva
de un sustrato se percibe como aceptable a partir de eficiencias biológicas de 50%. Patra y
Pani, (1995). Es decir el total de peso fresco de hongos producidos de una bolsa de sustrato
corresponderá al total del peso seco del mismo sustrato. Fernández, F (2004). Mientras que
los rendimientos (eficiencia biológica) obtenidos en esta investigación son de 5,26% hasta
el 89,33% según el tipo de sustrato.
De la misma manera se debe considerar que las especies de Pleurotus spp. crecen de
manera aceptable en diversos sustratos lignocelulósicos, pero a la vez se debe tomar muy
en cuenta, que existe una interrelación cepa-sustrato que debe respetarse para obtener
rendimientos óptimos. Cada cepa tiene sus capacidades y requerimientos propios (5).
Debido a esto los resultados de eficiencia biológica obtenidos de cada tipo de sustrato son
aceptables.
77
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
Al finalizar este trabajo experimental y a través de los cálculos estadísticos, se analizaron
los resultados obtenidos, mediante ello se concluye y conjuntamente se recomienda lo
siguiente.
5.1 CONCLUSIONES
•
Se da por confirmado que la metodología planteada y utilizada, durante todo el
desarrollo de la presente investigación es la adecuada para el cultivo del hongo
Pleurotus ostreatus en las condiciones de nuestra localidad, tomando en cuenta que
se maneje los rangos citados de Humedad relativa y Temperatura.
•
A partir de esta investigación realizada se verificó que existe diferencias altamente
significativas en relación a la variable días de proliferación del micelio en el
sustrato, obteniendo mejores resultados en los tratamientos T4 y T2 con alrededor
de 31 días, en cambio el tratamiento T1 necesitó de 46 días aproximadamente; a
una temperatura promedio de 20 oC y humedad relativa de 75% a 85%, por lo tanto
tal diferencia podría darse por la proporción de carbono y nitrógeno que poseen los
sustratos evaluados (Anexo Nº6) , donde el tamo de avena posee una menor
proporción de carbono/nitrógeno y por ende el micelio no dispone de un ambiente
óptimo para su crecimiento y desarrollo, que es con una mayor presencia de
carbono en el sustrato.
•
Por otro lado el tratamiento T1 (80% Tamo de avena + 10% Tuza molida + 8%
Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio), puede haber necesitado más tiempo
en la etapa de incubación, debido a que después de pasteurizarlo se volvió más
espeso y por lo tanto no ofreció espacios porosos al micelio para su óptimo
desarrollo y por ende no le permitió suficiente intercambio de gases (CO2 y O2),
78
para que respire el hongo. Además se debe considerar que todos los tratamientos
fueron sometidos al mismo proceso de pasteurización.
•
Al alargase el período de incubación del tratamiento T1 a 46 días
aproximadamente, este cultivo de hongo se hizo más susceptible a la presencia de
plagas ( mosquitos) y enfermedades (hongos, bacterias) durante la etapa de
producción, ocasionando un bajo rendimiento, al darnos una sola cosecha en un
período de 61 días.
•
En relación a la variable días a la cosecha los tratamientos T4 y T2, fueron los que
necesitaron de 9 y 10 días respectivamente para ser cosechados, a una temperatura
de 19 a 21 oC, humedad relativa de 75 a 90% y con luminosidad de 12 horas
diarias después de la etapa de incubación, encontrándose dentro de los rangos
óptimos citados por la literatura de 7 a 10 días, a estas condiciones ambientales.
•
En cuanto al diámetro del sombrero del hongo “tipo ostra” citado por la literatura
que va de 5 a 15 cm y mediante los resultados obtenidos se demuestra que los
cinco tratamientos se encuentran dentro de los rangos citados. Además los valores
altos de los tratamientos T2 y T4 pueden ser por la adaptabilidad en menor tiempo
de la cepa al sustrato utilizado. También se debe considerar el número de
sombreros por cada racimo, donde se observó que a mayor número de hongos por
racimo, el diámetro de su sombrero tiende a ser menor (Anexo Nº 4).
•
Los mejores resultados obtenidos en relación
al rendimiento son para los
tratamientos T2 y T4, que alcanzaron un 89% de producción en función de la
materia seca del sustrato, en un ciclo total de 67 días (tres cosechas), llegando a ser
dos sustratos adecuados y eficientes para el cultivo del hongo “tipo ostra”.
•
El tratamiento T5, produjo 47,32 % de hongos frescos en relación a la materia
seca del sustrato, en un período total de producción de 70 días, lo cual indica que
puede ser un sustrato alternativo. Además se debe considerar su valor nutritivo
donde se obtuvo un porcentaje menor de grasa (0,97%) y un valor alto de proteína
(23,15%), en relación a los otros tratamientos.
79
•
Los tratamientos T1 y T3, fueron los que dieron el menor porcentaje de
rendimiento, obteniendo un valor de 5,75% y 18,02% respectivamente; de igual
manera necesitaron un período de producción de 77 días para el tratamiento T3, en
cambio del T1 solo se obtuvo su primera cosecha en un período de 61 días, lo cual
hace que no se pueda recomendar como un sustrato rentable. Pero si se considera el
valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus obtenido del tratamiento T3, el cual
generó los valores más altos en relación a materia seca, fibra bruta, proteína, grasa
y energía; es eficiente para el cultivo del hongo “tipo ostra” destinado a un
segmento de mercado.
•
Con los rendimientos obtenidos de los tratamientos T1 (5,75%) y T3 (18,02%), nos
indica que estos tipos de tamos no suministran una fuente de carbono apropiada
para el crecimiento y desarrollo óptimo del hongo; en cambio para el tratamiento
T3, se debe tomar en cuenta que el micelio del hongo Pleurotus ostreatus
aprovecha de mejor manera los otros componentes del sustrato, dándonos así un
hongo más nutritivo. Y con ello se determina que el tipo de sustrato utilizado
contribuye de manera significativa en el aumento de la producción de los hongos y
así mismo en su valor nutritivo.
•
De esta manera se proporciona a la población información de la zona para
aprovechar de mejor manera los residuos agrícolas de las cosechas de la localidad,
al utilizarlo como sustrato en el cultivo del hongo Pleurotus ostreatus, y a la vez se
obtiene un alimento nutritivo, barato y ecológico.
80
5.2 RECOMENDACIONES
•
Para futuras producciones del hongo “tipo ostra” se recomienda realizar un análisis
para la determinación de la composición química de los residuos agrícolas de la
localidad, debido a que se observó que el micelio del hongo Pleurotus ostreatus
prefiere altas concentraciones de carbono.
•
En el caso del tratamiento T3 (80% Paja de páramo + 10% Tuza molida + 8%
Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio), se sugiere para próximos estudios
considerar el tamaño de la paja de páramo, en este experimento se utilizó paja
picada a 5 cm aproximadamente, pero para proporcionar mayor estabilidad al
sustrato dentro de la funda se propone tamaños de partícula de 1cm.
•
Para la distribución de la semilla (inóculo) del hongo “tipo ostra” durante la
siembra se sugiere realizar sobre y entre la paja, para que la invasión del micelio
sea uniforme y con ello no interferir en el período de incubación.
•
Se recomienda aprovechar la producción de las bolsas hasta la tercera cosecha,
debido a que con el tiempo se incrementa los malos olores y con ello la presencia
de insectos especialmente mosquitos.
•
El personal durante todo el proceso (propagación de semilla primaria y secundaria,
siembra, incubación, producción y cosecha), debe seguir estrictas normas de
higiene y utilizar su equipo de bioseguridad (mandil, guantes, botas de cauchos,
cofia y mascarilla), para alargar la vida útil del sustrato inoculado, generar mayor
rendimiento y calidad del hongo tipo “ostra”.
•
Es importante tomar en cuenta que al proporcionar luz al cultivo de hongo “tipo
ostra” después de la etapa de incubación, esta luz debe ser filtrada y tenue, para
ello se sugiere cubrir la ventana con plástico blanco.
81
•
Se recomienda realizar otras investigaciones en las que se incluya como sustrato
base paja de páramo enriquecido con mayores concentraciones de tuza molida y
afrecho de cebada, para mejorar su estabilidad dentro de la funda durante la fase de
incubación.
82
CAPÍTULO VI
6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
6.1. LIBROS
1) Arrúa, J. y Quintanilla, J. (2007). Producción del hongo ostra (Pleurotus ostreatus)
Partir de las malezas Paspplum fasciculatum y
a
Rottboellia Cochinchinensis. Costa
Rica. PDF.
2) Bermúdez, R., Morris, H., Donoso, C., Fernández., Martínez, C. y Ramos, E. (2003).
Influencia de la luz en la calidad proteica de Pleurotus ostreatus var.
Florida. Centro
de Estudios de Biotecnología Industrial. Disponible en Formato PDF.
3) Bohórquez, A., Bohórquez, N., Castelblanco, D., Merchán, P., y Quiroga, E. (2009).
CULTIVO DE ORELLANA SHITAKE. Institución Educativa Panamericano Puente
De Boyacá Ventaquemada. Disponible en PDF.
4) Carrillo, L. (2003). Microbiología Agrícola. Capítulo 7: Hongos. Disponible
en
Formato PDF.
5) Cedillo, D., Fragoso, M.,
y
Vidal, A., (s/f). Cultivo de Pleurotus ostreatus,
Biotecnología. Colegio francés hidalgo de México Clave 1026 Categoría: Biología
experimental y desarrollo tecnológico. Disponible en PDF.
6) Clyde, M. (1964). Los hongos y el hombre. Introducción al estudio de los hongos.
Editorial Interamericana, S.A. Segunda Edición. México.
7) Domínguez, D. (2006). Evaluación de la producción del hongo ostra (Pleurotus
ostreatus) en tres tipos de sustrato con tres densidades de siembra. Pontificia
Universidad Católica del Ecuador sede Ibarra.
Escuela de Ciencias Agrícolas y
Ambientales (ECAA), Ibarra-Ecuador.
8) El telégrafo, Agencias EFE/AFP (2009). Países piden fondos para reducir hambre.
Edición Nº45503. Sección-Mundo, Fecha: martes 17 de noviembre.
9) Escobedo, R., (s/f). Producción del hongo seta (Pleurotus ostreatus). Secretaria de
Agricultura,
Ganadería,
Desarrollo rural pesca
y
Alimentación.
México.
Disponible en PDF.
83
10) Fernández, F. (2004). Guía Práctica de
Producción de Setas (Pleourotus spp.).
Guadalajara, Jalisco. México. [Consultado 1 agosto 2010]. Disponible en Internet <
http://setascultivadas.com/manualescultivo.html>
11) Gaitán, R., Salmones, D., Pérez, R. y Mata, G. (2006), Manual práctico del cultivo
de Setas. Aislamiento, siembra y producción. Instituto de Ecología, A.C. Veracruz,
México. Disponible en PDF.
12) Galindo, J. (1996). Cultivo moderno del Champiñón. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid.
13) García, M. (1986). Manual para buscar setas. Ministerio de Agricultura, Pesca y
Alimentación. Tercera Edición. Madrid.
14) Hernández, R. y López, C. (s/f). Evaluación del crecimiento y producción de Pleurotus
ostreatus
sobre
diferentes
residuos
agroindustriales
del
Departamento
de
Cundinamarca. Pontificia Universidad Javeriana-Bogotá. Disponible en formato PDF.
15) López, E. (2002). Hongos comestibles. Orellanas: deliciosa medicina. Visión
Chamánica
Bogotá-
Colombia.
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22
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Disponible
en:
http://www.visionchamanica.com/alimentacion_sana/Orellanas.htm.
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Diversificación.
Nº52. Disponible en formato PDF.
17) Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f). Pleurotus ostreatus. Importancia y
Tecnología de cultivo. [Consultado 20 agosto 2010]. Disponible en PDF.
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Fructificación. El Colegio de la Frontera Sur, Chiapas México. Disponible en PDF.
19) Sañudo, S.B., Arteaga, O.M., Vallejo, C.W., Arévalo, F.R., Burbano, R.E., (2003).
Fundamentos de micología agrícola. Editorial universitaria Universidad
de Nariño,
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86
TABLAS
TABLA Nº13. Datos recopilados para la variable días de proliferación del micelio en
el sustrato (incubación).
T1
T2
T3
T4
T5
R1
45,5
31
39,5
30,5
35,5
R2
46
32
39
31
36,25
R3
45
31
39,75
31
35,5
R4
46
31
38
31
35,75
SUMA
182,5
125
156,25
123,50
143
730,25
PROMEDIO
45,63
31,25
39,06
30,88
35,75
36,51
TABLA Nº 14. Datos recopilados para la variable días a la cosecha.
T1
T2
T3
T4
T5
R1
15,5
9,5
11,75
9,25
11
R2
16
10
11,5
9,5
11
R3
15
9,5
12
9,5
10,75
R4
16
9,5
12
9,5
10,25
SUMA PROMEDIO
62,5
15,63
38,5
9,63
47,25
11,81
37,75
9,44
43
10,75
229
11,45
TABLA Nº15. Datos recopilados para la variable diámetro del sombrero a la cosecha
(cm).
T1
T2
T3
T4
T5
R1
5,09
7,86
6,83
7,95
7,55
R2
5,67
7,99
7,03
7,55
6,82
R3
5,18
7,57
6,74
7,76
6,25
R4
5,13
7,95
6,34
8,03
6,60
SUMA
21,07
31,37
26,95
31,29
27,22
137,90
PROMEDIO
5,27
7,84
6,74
7,82
6,81
6,90
87
TABLA Nº16. Datos recopilados para la variable número de sombreros por racimo a
la cosecha (unidad).
T1
T2
T3
T4
T5
R1
4,94
8,29
5,39
8,78
7,23
R2
4,71
8,52
5,32
11,38
8,45
R3
4,54
9,43
5,60
8,94
6,58
R4
4,63
8,75
4,97
9,61
6,97
SUMA PROMEDIO
18,81
4,70
34,99
8,75
21,27
5,32
38,72
9,68
29,24
7,31
143,02
7,15
TABLA Nº 17.Datos recopilados para la variable rendimiento total (%)
R1
T1
T2
T3
T4
T5
R2
6,52
85,33
17,37
86,57
48,04
R3
4,24
90,68
15,39
92,07
57,75
R4
4,89
93,27
20,87
86,99
37,28
5,38
88,03
17,65
91,08
46,20
SUMA PROMEDIO
21,02
5,26
357,31
89,33
71,28
17,82
356,70
89,18
189,26
47,32
995,58
49,78
TABLA Nº18. Datos recopilados de materia seca en kg utilizado por cada tipo de
sustrato.
Sustratos
T1: avena
T2: cebada
T3: páramo
T4: trigo
T5: vicia
0,64
0,77
0,88
0,8
0,85
Tuza
molida
0,11
0,11
0,11
0,11
0,11
Afrecho Materia seca
de cebada
total(kg)
0,12
0,87
0,12
1
0,12
1,11
0,12
1,03
0,12
1,08
88
TABLA Nº19. Datos recopilados sobre la cantidad de sustrato (kg) húmedo utilizado por
tratamiento.
Tratamientos
T1
T2
T3
T4
T5
Tuza
molida
(10%)
Tamos (80%)
Tamo de avena
Tamo de cebada
Paja de páramo
Tamo de trigo
Tamo de vicia
3,2
3,2
3,2
3,2
3,2
0,4
0,4
0,4
0,4
0,4
Afrecho
Carbonato
de
de calcio
cebada
(2%)
(8%)
0,32
0,08
0,32
0,08
0,32
0,08
0,32
0,08
0,32
0,08
Peso
Total/
funda
4 kg
4 kg
4 kg
4 kg
4 kg
TABLA Nº20. Datos recopilados sobre el porcentaje de humedad de los diferentes tipos
de sustrato antes y después del remojo, además la cantidad de agua absorbida por cada uno
de ellos.
Tipos de sustrato
Tamo de avena
Tamo de cebada
Paja de páramo
Tamo de trigo
Tamo de vicia
Tuza molida
Afrecho de cebada
Antes del
remojo
15,59
12,92
13,47
10,8
12,67
21,4
12,36
Humedad (%)
Después del
remojo (dos)
79,88
76,02
72,43
74,89
73,39
72,4
62,11
Cantidad de agua
absorbida
64,29
63,1
58,96
64,09
60,72
51
49,75
TABLA Nº21.
Datos recopilados sobre el ciclo total de producción del hongo,
considerando sus tratamientos.
TRATAMIENTOS
T3
T5
T2
T4
T1
Ciclo total (Días)
76,5
70,44
67,88
67,31
61,25
Nota: Ciclo total de la producción del hongo seta por tratamiento desde su etapa de
incubación hasta la tercera cosecha, excepto el tratamiento T1, que generó una sola
cosecha durante ese lapso de tiempo.
89
FOTOGRAFÍAS
FOTOGRAFÍA Nº 17. VISITA AL CULTIVO DE HONGO “TIPO OSTRA”.
PRODUCTORA: SRA. CONSUELO CUICHÁN; EN LA PARROQUIA SANTA
ROSA, CANTÓN EL CHACO, PROVINCIA DE NAPO, FECHA: LUNES 05 DE
ABRIL DE 2010.
FOTOGRAFÍA Nº 18. INVERNADERO DEL CULTIVO DE HONGO “TIPO
OSTRA”. PRODUCTORA: SRA. CONSUELO CUICHÁN.
90
FOTOGRAFÍA Nº 19. TAMOS DE VICIA, AVENA, CEBADA, TRIGO Y PAJA DE
PÁRAMO COMO SUSTRATO PARA EL CULTIVO DEL HONGO “TIPO
OSTRA”.
91
FOTOGRAFÍA Nº 20. COLONIZACIÓN DEL SUSTRATO POR EL MICELIO
DEL HONGO Pleurotus ostreatus EN TAMO DE AVENA
FOTOGRAFÍA Nº 21. APARECIMIENTO DE PRIMORDIOS.
92
FOTOGRAFÍA Nº 22. FORMACIÓN DE CARPÓFOROS
FOTOGRAFÍA Nº 23. DESARROLLO DE LOS CARPÓFOROS
93
FOTOGRAFÍA Nº 24. CARPÓFOROS EN ESTADO DE COSECHA
FOTOGRAFÍA Nº 25. RACIMO DE HONGO Pleurotus ostreatus EN ESTADO DE
ESPORULACIÓN.
94
FOTOGRAFÍA Nº 26. MEDICIÓN DEL DIÁMETRO DEL SOMBRERO DE UN
CARPÓFORO.
FOTOGRAFÍA Nº 27.CONTEO DEL NÚMERO DE SOMBREROS POR RACIMO
EN LA COSECHA.
95
FOTOGRAFÍA Nº 28. PESADO DE HONGOS FRESCOS.
FOTOGRAFÍA Nº29. VISITA TÉCNICA DE LA SEGUNDA FASE
96
FOTOGRAFÍA Nº 30. MUESTRAS DE HONGOS DESHIDRATADOS
FOTOGRAFÍA Nº 31. SUSTRATO DE TAMOS CONTAMINADOS DESPUÉS DE
LA TERCERA COSECHA
97
98
ANEXO Nº 1. Croquis de la distribución de las unidades experimentales.
CAMINO
T.2-R.1
T.1-R.2
T.4-R.1
T.3-R.2
T.5-R.3
T.1-R.4
T.4-R.4
T.4-R.2
T.1-R.1
T.1-R.3
T.5-R.2
T.2-R.3
T.3-R.1
T.3-R.4
CAMINO
CAMINO
T.5-R.4
T.2-R4
T.3-R.3
T.4-R.3
T.5-R1
T.2-R2
PUERTA
CAMINO
CAMINO
99
ANEXO Nº2 GRÁFICO DEL CICLO TOTAL DE LA PRODUCCIÓN DEL
HONGO “TIPO OSTRA” (DÍAS)
Ciclo total
90
76,5
80
70,44
67,88
70
67,31
61,25
DÍAS
60
50
40
30
20
10
0
T3
T5
T2
T4
T1
TRATAMIENTOS
Nota: Ciclo total de la producción del hongo seta por tratamiento desde su etapa de
incubación hasta la tercera cosecha, excepto el tratamiento T1, que generó una sola
cosecha durante ese lapso de tiempo.
ANEXO Nº3 COMPARACIÓN DEL NÚMERO DE SOMBREROS POR RACIMO
(UNIDAD) CON EL DIÁMETRO DEL SOMBRERO DE HONGO SETA.
Número de hongos por racimo (unidad) vs diámetro del sombrero(cm).
12
10
9,68
8,75
7,84
7,82
8
7,31
6,81
6,74
5,32
6
5,27
4,7
4
2
0
T4
T2
T5
T3
TRATAMIENTOS
Número de hongo/racimo
Diámetro del sombrero del hongo
T1

INFORMACIÓN-TESIS DEL HONGO Pleurotus ostreatus

Transcripción

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