nuevas tecnologías de vinificación basadas en la

Transcripción

María Jesús Cejudo Bastante
NUEVAS TECNOLOGÍAS DE
VINIFICACIÓN BASADAS EN LA
APLICACIÓN DEL OXÍGENO
Y USO DE SUSTITUTOS DEL
ANHÍDRIDO SULFUROSO
I.S.B.N. Ediciones de la UCLM
978-84-8427-790-3
Cuenca, 2010
UNIVERSIDAD DE CASTILLA-LA MANCHA
Facultad de Ciencias Químicas
Departamento de Química Analítica y Tecnología de Alimentos
NUEVAS TECNOLOGÍAS DE VINIFICACIÓN
BASADAS EN LA APLICACIÓN DEL OXÍGENO Y
USO DE SUSTITUTOS DEL ANHÍDRIDO
SULFUROSO
MARÍA JESÚS CEJUDO BASTANTE
TESIS DOCTORAL
Ciudad Real, 2009
DEPARTAMENTO DE
QUIMICA ANALÍTICA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS
NUEVAS TECNOLOGÍAS DE VINIFICACIÓN BASADAS
EN LA APLICACIÓN DEL OXÍGENO Y USO DE
SUSTITUTOS DEL ANHÍDRIDO SULFUROSO
por
MARÍA JESÚS CEJUDO BASTANTE
Visado en Ciudad Real, 24 de Abril de 2009
Fdo. Dra. Dª. María Soledad Pérez Coello
Profesora Titular del Dpto. de Química
Analítica y Tecnología de Alimentos.
Área de Nutrición y Bromatología.
Universidad de Castilla-La Mancha
Fdo. Dr. D. Isidro Hermosín Gutiérrez
Profesor Titular del Dpto. de Química
Analítica y Tecnología de Alimentos.
Área de Tecnología de Alimentos.
Escuela Universitaria de Ingeniería Técnica Agrícola
Universidad de Castilla-La Mancha
Trabajo presentado para optar al Grado de
Doctor en Ciencia y Tecnología de Alimentos
Fdo. María Jesús Cejudo Bastante
Licenciada en Ciencia y Tecnología de Alimentos
DEPARTAMENTO DE
QUIMICA ANALÍTICA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS
Dra. Dª ANTONIA GARCÍA RUIZ, Profesora Titular de Escuela
Universitaria y Secretaria del Departamento de Química Analítica y Tecnología de
Alimentos de la Universidad de Castilla-La Mancha.
CERTIFICA:
Que el presente trabajo de investigación titulado “NUEVAS TECNOLOGÍAS
DE VINIFICACIÓN BASADAS EN LA APLICACIÓN DEL OXÍGENO Y USO
DE SUSTITUTOS DEL ANHÍDRIDO SULFUROSO” constituye la Tesis Doctoral
que presenta Dª MARÍA JESÚS CEJUDO BASTANTE para aspirar al Grado de
Doctor en Ciencia y Tecnología de Alimentos, y ha sido realizado en los laboratorios de
este Departamento bajo la dirección de los profesores Dra. Dª. MARÍA SOLEDAD
PÉREZ COELLO y el Dr. D. ISIDRO HERMOSÍN GUTIÉRREZ.
Y para que así conste, expido y firmo el presente certificado en Ciudad Real a 24
de Abril de 2009.
VºBº
Fdo. José Antonio Murillo Pulgarín
Director del Departamento
Fdo. Antonia García Ruiz
Secretaria del Departamento
Antes de comenzar esta andadura, no pensaba que el vino pudiera ser una matriz tan
llena de equilibrios y modificaciones. Una serie de reacciones químicas en las que los
conocimientos adquiridos, catalizados por las personas que me han apoyado durante todo este
tiempo, han dado como resultado esta Tesis Doctoral.
Mi trayectoria predoctoral ha tenido lugar en un medio rico en apoyo, cariño y mucho
ánimo por parte de mi familia, muchos amigos y varios compañeros de laboratorio que ahora
son grandes amigos. Gracias porque estáis presentes en gran parte de este trabajo. Hacer una
mención especial a mis otras dos “familias” de Cádiz e Italia, que me han enriquecido no sólo
en conocimientos sino, ante todo, a nivel personal. Gracias por vuestro trato tan cercano y
gran hospitalidad, por hacerme sentir que el afecto no entiende de lenguas ni de geografía
(Grazie mille!!).
Quiero agradecer de manera especial a María Soledad Pérez Coello e Isidro Hermosín
Gutiérrez por haber confiado en mis posibilidades y darme una visión de la enología diferente
a la que inicialmente tenía.
Gracias principalmente a mis padres, porque gracias a ellos he llegado a este punto de
mi trayectoria académica; no existen palabras de agradecimiento que puedan plasmarse en
una simple hoja de papel.
Porque tu apoyo está presente en cada palabra de esta tesis y en cada momento
dedicado a ella, porque tengo mucho que agradecer a tu fuerza y a tu especial punto de vista
de la vida.
María Jesús Cejudo Bastante
“El vino lava nuestras inquietudes,
enjuaga el alma hasta el fondo
y asegura la curación de la tristeza."
Luccio Anneo Séneca
“La fe y la luz en forma de libro”
A mis padres y hermanos
A mis abuelos
A mi familia
A Enrique
Índice
ÍNDICE
JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS GENERALES ....................................................................................... 1
ENGLISH SUMMARY ........................................................................................................................ 3
1. New winemaking vinification techniques based on the use of oxygen: hyperoxygenation
and microoxygenation.............................................................................................................. 6
2. Replacement of sulphur dioxide by lysozyme and oenological tannins ............................ 32
CAPÍTULO I. HIPEROXIGENACIÓN DE MOSTOS ............................................................................. 39
I.1. INTRODUCCIÓN........................................................................................................... 41
I.1.1. Reactividad de mostos y vinos respecto al oxígeno ................................................. 43
I.1.1.1. Reacciones enzimáticas ..................................................................................................45
I.1.1.2. Reactividad de los compuestos fenólicos frente a la oxidación.................................. 46
I.1.1.3. Reactividad de los compuestos volátiles frente a la oxidación................................... 50
I.1.1.4. Mecanismo de acción del oxígeno..................................................................................51
I.1.2. Efectos de la hiperoxigenación en vinos blancos ..................................................... 52
I.1.3. Influencia del almacenamiento en los vinos............................................................. 55
I.2. MATERIAL Y MÉTODOS ............................................................................................ 60
I.2.1. Técnicas de elaboración............................................................................................ 60
I.2.1.1. Elaboración de vinos a escala bodega experimental .....................................................60
I.2.1.2. Elaboración de vinos a escala de laboratorio................................................................62
I.2.1.3. Elaboración de vinos blancos mediante la técnica de maceración pre-fermentativa y
posterior hiperoxigenación.........................................................................................................62
I.2.1.4. Condiciones de almacenamiento de vinos blancos.........................................................62
I.2.1.5. Envejecimiento acelerado...............................................................................................63
I.2.2. Técnicas de análisis utilizadas.................................................................................. 63
I.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales...................................................................63
I.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos....................................................................................63
I.2.2.3. Análisis de compuestos volátiles ....................................................................................70
I.2.3. Análisis sensorial...................................................................................................... 73
I.2.4. Análisis estadísticos.................................................................................................. 74
I.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................................... 75
I.3.1. Identificación de compuestos en vinos blancos........................................................ 75
I.3.1.1. Compuestos fenólicos .....................................................................................................75
I.3.1.2. Compuestos volátiles ......................................................................................................81
I.3.2. Estudio del efecto de la hiperoxigenación sobre la fracción polifenólica y cromática
de los vinos ........................................................................................................................ 84
I.3.2.1. Evolución durante la fermentación alcohólica de los vinos control e hiperoxigenados
Airén de la vendimia 2004 ..........................................................................................................84
I.3.2.2. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2004 ...............92
I.3.2.3. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2005 ...............96
I.3.2.4. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2006 .............101
I.3.2.5. Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Airén de las vendimias 2004-2006...........105
I.3.2.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005 .......109
I.3.2.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006 ..114
I.3.2.8. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en mostos de distintas variedades....118
I.3.2.9. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en vinos de distintas variedades ......122
Índice
I.3.3. Estudio del efecto de la hiperoxigenación sobre la fracción volátil de los vinos... 125
I.3.3.1. Evolución durante la fermentación y almacenamiento de los compuestos volátiles
mayoritarios en vinos procedentes de mostos hiperoxigenados Airén de la vendimia 2004....125
I.3.3.5. Efecto de la hiperoxigenación en vinos Airén de las vendimias 2004-2006. ...............138
I.3.3.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005 .......142
I.3.3.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006 ..146
I.3.3. Efecto de la hiperoxigenación en el perfil sensorial de los vinos........................... 155
I.3.3.1. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Airén de la vendimia 2006 .............156
I.3.3.2. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006 ..157
I.4. CONCLUSIONES......................................................................................................... 159
I.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ......................................................................... 162
I.6. ANEXO ......................................................................................................................... 185
CAPÍTULO II. MICROOXIGENACIÓN DE VINOS TINTOS ................................................................. 221
II.1. INTRODUCCIÓN ....................................................................................................... 223
II.1.1. Concepto y aplicaciones de la microoxigenación ................................................. 223
II.1.2. Efecto de la adición de oxígeno en los compuestos fenólicos responsables del color
de los vinos tintos ............................................................................................................ 228
II.1.2.1. Copigmentación ..........................................................................................................230
II.1.2.2. Condensación directa antociano-tanino y tanino-antociano ......................................232
II.1.2.3. Condensación mediada por acetaldehído entre antocianos y taninos ........................234
II.1.2.4. Formación de piranoantocianos .................................................................................237
II.1.3. Efecto de la adición de oxígeno a los compuestos volátiles responsables del aroma
de los vinos tintos ............................................................................................................ 244
II.1.4. Efecto combinado del oxígeno y del tratamiento con madera .............................. 245
II.1.5. Efecto de la microoxigenación en el perfil sensorial de los vinos tintos .............. 247
II.2. MATERIAL Y MÉTODOS ......................................................................................... 249
II.2.1. Elaboración de vinos tintos ................................................................................... 249
II.2.1.1. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 ...................................................250
II.2.1.2. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 ...................................................250
II.2.1.3. Vinos de la variedad Merlot y Petit Verdot de la vendimia 2007 ...............................251
II.2.2. Técnicas de análisis............................................................................................... 252
II.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales ...............................................................252
II.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos y características cromáticas de los vinos ..............253
II.2.2.3. Análisis de compuestos volátiles .................................................................................262
II.2.3. Análisis sensorial................................................................................................... 263
II.2.4. Análisis estadísticos .............................................................................................. 264
II.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.................................................................................. 265
II.3.1. Identificación de compuestos en los vinos tintos .................................................. 265
II.3.1.1. Compuestos fenólicos..................................................................................................265
II.3.1.2. Compuestos volátiles...................................................................................................271
II.3.2. Vinos Cencibel de la vendimia 2005..................................................................... 274
II.3.2.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales...................................274
II.3.2.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática ......................276
II.3.2.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil..................................................286
II.3.2.4. Análisis sensorial descriptivo......................................................................................293
Índice
II.3.3. Vinos Cencibel de la vendimia 2006..................................................................... 296
II.3.4. Vinos Merlot de la vendimia 2007........................................................................ 318
II.3.5. Vinos Petit Verdot de la vendimia 2007 ............................................................... 344
II.4. CONCLUSIONES ....................................................................................................... 365
II.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS......................................................................... 368
II.6. ANEXO........................................................................................................................ 401
CAPÍTULO III. SUSTITUCIÓN DE ANHÍDRIDO SULFUROSO POR LISOZIMA Y TANINOS ENOLÓGICOS
............................................................................................................................. 449
III.1. INTRODUCCIÓN ...................................................................................................... 451
III.2. MATERIAL Y MÉTODOS........................................................................................ 453
III.2.2. Elaboración de vinos blancos a escala laboratorio .............................................. 453
III.2.3. Análisis convencionales....................................................................................... 454
III.2.4. Análisis de ácidos orgánicos y lisozima mediante Cromatografía de Líquidos de
Alta Resolución (HPLC).................................................................................................. 454
III.2.5. Análisis de compuestos volátiles mediante Cromatografía de Gases (FID)........ 455
III.2.6. Análisis de compuestos volátiles mediante Cromatografía de GasesEspectrometría de Masas (GC-MS) ................................................................................. 455
III.2.7. Análisis sensorial descriptivo .............................................................................. 457
III.2.8. Análisis estadístico............................................................................................... 458
III.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................ 459
III.3.1. Parámetros generales de los vinos ....................................................................... 459
III.3.2. Caracterización de los compuestos volátiles de los vinos ................................... 460
III.3.2.1. Alcoholes....................................................................................................................460
III.3.2.2. Ésteres........................................................................................................................463
III.3.2.3. Ácidos.........................................................................................................................465
III.3.3. Evaluación sensorial ............................................................................................ 468
III.4. CONCLUSIONES ...................................................................................................... 470
III.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................ 471
GENERAL CONCLUSIONS ............................................................................................................ 477
JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS GENERALES
Justificación y objetivos generales
JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS GENERALES
La industria enológica, al igual que otras industrias alimentarias, ha sufrido una
transformación importante en los últimos años, que le ha llevado a realizar una gran inversión
orientada a la mejora en tecnología básica necesaria para la obtención de un producto que
ofrezca garantía de seguridad y de calidad del consumidor.
Una vez superada dicha etapa de demanda del mercado en el sector enológico, se está
derivando hacia una diversificación del mercado, donde el consumidor pueda hallar una gama
de productos diferentes entre los cuáles elegir el más adecuado a sus preferencias.
El mercado enológico se ha visto invadido en los últimos años por vinos blancos y
tintos de variedades muy diversas que se han ido introduciendo en los nuevos cultivos. Sin
embargo, en la región de Castilla-La Mancha, donde las variedades autóctonas tradicionales
suponen las mayores extensiones de uva blanca y tinta, se persigue el reto de la elaboración de
vinos diferentes a partir de estas mismas variedades.
Según lo expuesto, se pretende estudiar dos técnicas de vinificación basadas en la
aplicación del oxígeno, con el fin de conseguir vinos con nuevos matices que sean del agrado
del consumidor, a partir de las variedades tradicionales, respondiendo así a problemas
concretos del sector enológico.
El oxígeno ha sido considerado tradicionalmente un enemigo de la vinificación, salvo
excepciones tales como el sistema de crianza oxidativa de ciertos vinos de Jerez. El
oscurecimiento de los vinos blancos debido a mecanismos de oxidación o aparición de aromas
oxidados eran síntomas evidentes de una aireación excesiva del mosto y vino. De manera
contraria, muchos nuevos sistemas de vinificación de vinos tintos presentan problemas por
escasez de oxígeno. Así, la introducción de pequeñas cantidades de oxígeno para vinos tintos y
más elevadas para mostos de uva blanca, pueden mejorar la evolución durante la crianza y
estabilizar el color de vinos tintos, así como evitar el pardeamiento de los vinos blancos, sin
influir de manera negativa en el perfil de compuestos volátiles, además de tener implicaciones
sensoriales importantes.
1
Justificación y objetivos generales
En ambas técnicas, la aplicación del oxígeno debe ser cuidadosamente controlada, y
exige una investigación rigurosa del proceso. Así, el objetivo a perseguir es determinar y
concretar las variables de uso y el efecto de factores externos como la temperatura,
composición del vino, momento y dosis de aplicación del oxígeno, así como la evolución
química y sensorial de los vinos durante el proceso y la estabilidad el producto final frente al
almacenamiento.
Encaminado hacia la diversificación del mercado enológico, así como a favorecer las
condiciones de salubridad del consumidor, actualmente se están llevando a cabo protocolos de
elaboración de vinos libres en anhídrido sulfuroso, cuyo exceso podría suponer un riesgo en la
salud humana. De este modo, debido a su reciente aplicación, sería necesaria una profunda
investigación sobre el tema. En este sentido, el objetivo a perseguir es estudiar los efectos en la
fracción volátil de vinos con la adición pre-fermentativa de lisozima y/o tanino enológico a
mostos libres de SO2, así como comparar los perfiles volátiles de cada vino respecto de un vino
convencional con adición de sulfitos.
2
ENGLISH SUMMARY
English summary
JUSTIFICATION AND GENERAL OBJECTIVES
The main objective of this Doctoral Thesis is to cover the study of two novel
winemaking techniques based on the use of oxygen, such as microoxygenation, mainly applied
to red wines, and hyperoxygenation, applied to white musts. On the one hand, both
technologies respond to the need of diversifying the wine market by means of providing new
products with good and pleasant sensorial characteristics. On the other hand, they respond to
the problems of the oenological industry which, in case of red wines, is demanding solutions
for those wines that are not capable of being aged either in wood barrels, or in bottles, without
losing colour and body, due to their characteristics. Moreover, and continuing with the
tendency of new technologies applied to the oenological industry, it has been tried to reduce
the amounts of SO2 added, since an excess can have toxic effects on human health, through
different winemaking with the addition of lysozyme and tannins. The objective was to avoid
bacteria’s growth and to minimize white wines’ oxidations.
5
English summary
1. NEW WINEMAKING VINIFICATION TECHNIQUES BASED ON THE USE OF
OXYGEN: HYPEROXYGENATION AND MICROOXYGENATION
1.1. INTRODUCTION
1.1.1. WHITE MUSTS HYPEROXYGENATION
The hyperoxygenation prefermentative technique consists in treating the just obtained
musts without sulphur dioxide, with pure oxygen added externally. In this way, the natural
enzymatic oxidation is increased, and causes the formation and subsequent precipitation of
high molecular weight polymerized polyphenolic compounds (potentially oxidizable). These
compounds are removed from the medium in order to avoid their negative effect on wine
flavour and to produce a wine much more resistant to oxygen action (Guerzoni et al., 1981;
Cheynier et al., 1991; Macheix et al., 1991; Pérez-Juan et al., 1993; Schneider et al., 1998).
Hyperoxygenation allows to decrease sulphur dioxide doses employed in conventional
vinifications, as well as to correct negative effects of the use of the prefermentative pellicular
maceration technique applied to white wines. Furthermore, hyperoxygenation provides wines
with more stable and resistant colour against browning due to the disposal of a high percentage
of oxidizable phenolic precursor compounds. Moreover, a greater variety of final products is
achieved because wines with distinguishable sensorial characteristics can be obtained.
1.1.2. RED WINES MICROOXYGENATION
Microoxygenation technique consists in the controlled addition of oxygen to wine using
a microdiffusion system (Moutounet et al., 1995) which distributes the gas in the shape of little
bubbles that allow the oxygen dissolution in wine. Wine receives a minor quantity of oxygen
that what is capable of accept, in order to avoid over-oxidation phenomena (Glories et al.,
1987). Therefore, tanks must have 2 metres of minimum height, to guarantee the complete
dissolution of micro-bubbles in wine during their ascent.
Oxygen contribution can be made during alcoholic fermentation (Castellari et al.,
1998), with the objective of replacing the oxygenation traditionally obtained by means of the
classic pump-over system and avoiding the development of reducing aromas. It can be also
made during alcoholic fermentation, before malolactic fermentation (Pérez-Magariño et al.,
6
English summary
2007; Rivero-Pérez et al., 2008) and after malolactic fermentation (McCord, 2003; PourNikfardjam et al., 2003).
Several factors have some influence in the securing of the achievements, such us initial
wine structure (polyphenolic and tannic composition), time of application and applied oxygen
dose or length of application, among others.
The above technique is used to reproduce, or even accelerate, the stabilization process
of the colorant material, which takes place during wine ageing in wood barrels.
Acetaldehyde is a natural compound found in wines, and it is produced both by the
pyruvic acid decarboxylation of yeasts metabolism during fermentation (Wildenradt et al.,
1974), and by ethanol oxidation in the presence of phenolic compounds (Atanasova et al.,
2002). Thus, this compound participates actively in the colour stabilization, because takes part
of the pyroanthocyanins formation reaction (Vitisin B), as well as producing bonds between
anthocyanins and flavan-3-ols, mediated by acetaldehyde (ethyl bridge).
1.2. MATERIAL AND METHODS
1.2.1. OXYGENATION CONDITIONS
1.2.1.1. Hyperoxygenation
White wines from grapes of Vitis vinifera vars. Macabeo, Chardonnay and Airén,
harvested at the optimal maturity stage, were elaborated. Airén wines were fermented in three
different vintages. Macabeo and Airén white wines of the 2005 vintage were fermented in
laboratory and in the winery (Figure 1). All the analysis was carried out in duplicate. The
oxygen dose employed in the must hyperoxygenation for all the varieties was 50 mg/L.
The aim of this work was to study the effect of oxygen addition on the polyphenolic
and aromatic fraction and sensorial profile of musts and white wines, during alcoholic
fermentation, in final wines and during the storage, under light and dark conditions. In
addition, the vintage, the elaboration procedure and the combined effect of skin maceration and
hyperoxygenation effect were studied for Airén wines.
7
English summary
Airén 2004
Airén 2005
O2
O2
MA4 C
MA4 H
MA5 C
MA5 H
Airén 2006
O2
Chardonnay
2006
Macabeo 2005
O2
O2
O2
Skins
MA6 C
MA6 H
MA MH
WA6 C
WA6 H
WA6 MH
MMb5 C
MMb5 H
MCh6 C
MCh6 H
WCh6 C
WCh6 H
Evolución
fermentación
WA4 C
WA4 H
L
WA5 LC
Wn
WA5 WnC
L
WA5 LH
WA5 WnC-1
Wn
WA5 WnH
L
WMb5 LC
WA5 WnH-1
Wn
WMb5 WnC
WMb5 WnC-1
L
WMb5 LH
Wn
WCh6 C-1
WCh6 H-1
WMb5 WnH
WMb5 WnH-1
Figure 1. Scheme of fermentations. M.- must; W.- wine; A.- Airén; Mb.- Macabeo; Ch.- Chardonnay;
C.- control; H.- hyperoxygenated; MH.- maceration and hyperoxygenation; L.- laboratory; Wn.winery. 1.- one year of storage.
1.2.1.2. Microoxygenation
Red wine grapes of Vitis vinifera vars. Merlot, Petit Verdot and Cencibel (the latter in
two vintages), cultivated in Castilla-La Mancha region (Spain) and harvested at optimum
ripeness, were used for winemaking (Figure 2). Red wines were submitted to
microoxygenation, in different moments and oxygen dose, according to the Table 1. All the
analysis was carried out in duplicate.
A monitoring of the effect of a multi-step microoxygenation treatment for Cencibel
wines in 2005 vintage was made. It was also studied the effects of microoxygenation applied
after malolactic fermentation, over a period of five months of storage (Cencibel of the 2006
vintage) and also after an additional treatment with American oak wood chips (Quercus alba)
in the cases of Merlot and Petit Verdot wines.
8
English summary
Table 1. Scheme of varieties, oxygen application moment and oxygen dose.
Application moment
Flow (mL/L/mes)
Days
Total oxygen (mL/L)
Cencibel
2005
Cencibel
2006
Merlot
Petit
Verdot
after MLF
15
1
3
7
15 20
3,5 0,5 2
before MLF
15
20
10
before MLF
30
20
20
before MLF
45
20
30
Cencibel
2006
MLF
Merlot
2007
10 mL/L O2
3,5 mL/L O2
0,5 mL/L O2
2,0 mL/L O2
C
Cencibel
2005
Petit Verdot
2007
20 mL/L O2
30 mL/L O2
C
M
C
M
C
M
MLF
MLF
MLF
MLF
MLF
MLF
7 g/L chips
25 days
7 g/L chips
25 days
7 g/L chips
25 days
7 g/L chips
25 days
M
5 months 5 months
Figura 2. Scheme of fermentations and microoxygenation conditions. C.- Control; M.microoxygenated; MLF.- malolactic fermentation.
The aim of this work was to study the microoxygenation effect on wine characteristics
during the oxygen application, the different vintages, application moment and oxygen dose, as
well as the storage and the microoxygenation effect jointly by chips.
1.2.2. PHENOLIC FRACTION AND CHROMATIC CHARACTERISTICS OF RED
WINES
The study of phenolic fraction was carried out by spectrophotometry using a Hewlett
Packard 8452A apparatus. Total polyphenolics, flavonols, flavan-3-ols, tannins and
anthocyanins (only for red wines) families have been measured. Also, the chromatic
characteristics in the space CIELAB were calculated. For red wines, the contribution of
copigmentation to the total wine colour at pH 3.6 and the degree of anthocyanin polymerisation
were determinated following the method proposed by Boulton, 1996.
9
English summary
HPLC separation, identification and quantification of phenolic compounds were
performed on an Agilent 1100 series system (Agilent, Waldbronn, Germany), equipped with a
DAD photodiode detector (G1315B) and a LC/MSD Trap VL (G2445C VL) electrospray
ionization mass spectrometry (ESI/MSn) system, both coupled to an Agilent Chem Station
(version B.01.03) for data processing. The samples were injected on a reversed-phase column
Zorbax Eclipse XDB-C18 (4.6 x 250 mm; 5 μm particle; Agilent), thermostated at 40ºC.
For musts and white wines, the isolation of grape and wine phenolic compounds was
carried out by solid-phase extraction (SPE) on C18 cartridges. For the isolation of red wine
flavonols and hydroxycinnamic acid derivatives, free-anthocyanins extracts were obtained by
SPE on Oasis MCX cartridges, containing a mixture of reverse-phase and cationic-exchanger
materials, by the method proposed by Castillo-Muñoz et al. (2007). The anthocyanins and
flavan-3-ols study was carried out by direct injection of the must and wine samples.
On the one hand, the chromatographic method used by the polyphenolic compounds
determinations in musts and white wines and the anthocyanins and flavan-3-ols determination
in red wines, was that proposed by Castillo-Muñoz et al. (2007). On the other hand, the method
proposed by Castillo-Muñoz et al. (2009) was used for the flavonols and hydroxycinnamic acid
derivatives determination.
1.2.3. VOLATILE FRACTION OF MUSTS AND WINES
A Hewlett Packard 5890 gas chromatograph equipped with a flame ionisation detector
and a capillary column CP-Wax 57 CB Chromapack (50 m x 0.25 mm i.d. x 0.2 µm particle)
were used for major volatile compounds determination in wines. For quantification purposes,
calibration curves were used.
The free fraction of aroma was separated by adsorption/desorption on preconditioned
styrene-divinylbenzene cartridges (Bond Elut, Varian, 1g of phase) according to the method
proposed by Günata et al. (1985) and modified by Sánchez-Palomo et al. (2007b).
Subsequently, an Agilent gas chromatograph, model 6890N, coupled to a mass selective
detector, model 5973 inert, equipped with a BP-21 capillary column (60.0 m x 0.25 mm i.d. x
0.25 µm film thickness) was used for the identification and quantification, according to the
method proposed by Sánchez-Palomo et al. (2007a).
10
English summary
The identification was based on comparison of the GC retention times and mass spectra
with those provided for authentic standards by NBS75K and Wiley A libraries. The response
factor of standard volatile compounds to the internal standard was experimentally obtained and
applied to correct the peak area of each analyte. For compounds lacking reference standards,
the response factors of standards with similar chemical structures were used.
An acelerated ageing experience was carried out in Chardonnay wines, which were
maintained to a 50ºC during seven days, in hermetic conditions.
1.2.4. SENSORY ANALYSIS
White and red wines were tasted by a group of expert assessors possessing previous
experience in sensory analysis. Previously, assessors were training in descriptive sensory
analysis during several sessions, using discriminative tests. Assessment took place in a
standard sensory-analysis chamber (ISO, 8589-1998), equipped with separate booths, and
wine-testing glasses (ISO 3591-1997). The panellists used a 10 cm unstructured scale to rate
the intensity of each attribute.
1.2.5. STATISTICAL ANALYSIS
Statistical processes were carried out by using the SPSS version 15.0 for Windows
statistical package. The Student-Newman-Keuls test and Student’s test were applied to
discriminate among the means of chemical data. Furthermore, a Principal Component Analysis
(PCA) was carried out with the aim of highlighting the main contributors to the variance
among samples.
1.3. RESULTS AND DISCUSSION
1.3.1. HYPEROXYGENATION
Despite the high dependence of the variety (Nagel et al., 1988; Cheynier et al., 1989),
as well as the vintage year, hyperoxygenation produced severe looses of phenolic compounds
(Vaimakis et al., 1996; Schneider, 1998), especially hydroxycinnamic acid derivatives (tcaftaric acid and t- and c-coutaric acids) and flavan-3-ols (Cheynier et al., 1991; Vaimakis et
11
English summary
al., 1993; Aladren, 1995; Castro et al., 1995). This fact could be due to the susceptibility to
oxidation, caused by hyperoxygenation treatment, of phenolic compounds to quinones, which
polymerize and produce brown pigments which were removed during the precipitation process
(Ricardo da Silva et al., 1993; Zironi et al., 1997; Schneider, 1998) (Table 2).
In spite of the luminosity decrease (L*) and the browning produced in musts subjected
to oxygen’s action (high values reached for of the chromatic component b*), the resulting
wines were characterised by the rise of luminosity and they were more resistant to browning
than those produced in a conventional way (Fernández-Zurbano, 1995; Schneider, 1998; Castro
et al., 2000), showing greener and less yellow tonalities.
The maceration and subsequent hyperoxygenation of Airén musts produced an increase
in flavonols and total polyphenols compounds (Ricardo da Silva et al., 1993), as well as flavan3-ols and hydroxycinnamic acid derivatives.
The resulting wines had a higher yellow
contribution (higher b* values) than their respective only hyperoxygenated wines, and also
higher than control wines (Monedero et al., 2000; Romero-Cascales et al., 2005).
A marked effect referred to year vintage was observed for Airén variety, mainly in
hydroxycinnamic
acid
derivatives’
fraction.
For
all
the
three
studied
varieties,
hyperoxygenated wines were differentiated from their respective controls, using the fraction
regarding flavonols and hydroxycinnamic acid derivatives, and their concentrations were lower
for hyperoxygenated wines.
The wines derived from the three studied varieties showed significant differences
respect to polyphenolic profile. Chardonnay wines were richer in polyphenols, followed by
Macabeo and Airén. Greater differences between control and hyperoxygenated were found in
Chardonnay and Macabeo wines.
During wines storage, an increase in hydroxycinnamic acid derivatives’ concentration
was observed, as well as a decrease in several flavan-3-ols such as (+)-catechin and (-)epicatechin caused by polymerization processes (Benítez et al., 2003). Therefore, differences in
the vintage related to these compounds concentrations were found. Most changed wines during
storage were those of Airén variety, both control and hyperoxygenated. For all studied
12
English summary
varieties, stored hyperoxygenated wines underwent a much lower polyphenolic evolution than
their corresponding control wines (Figure 3).
6,0
Conc. (mg/L)
5,0
4,0
3,0
2,0
1,0
0,0
c
fei
caf
WCh6 C
d
aci
p
c
ar i
um
o
c
-
ac i
WCh6 Clight-1
d
ca
u li
fer
cid
RP
c-G
et
no
mo
WCh6 Cdark-1
l
hy
WCh6 H
ter
est
P
GR
3
et
no
mo
l
hy
ter
est
WCh6 Hlight-1
P
GR
4
WCh6 Hdark-1
Figure 3. Hydroxycinnamic acid derivatives and GRP derivates concentration in control (C) and
hyperoxygenated (H) Chardonnay (Ch) wines (W) of 2006 vintage, after one year of storage in light
and dark conditions.
After one year of storage, cis and trans-GRP isomers without tartaric acid were
identified, as well as monoethylic esters from GRP derivatives. These latter could be esterified
both in the tartaric acid part and in the glutathione one. Although the concentration of transGRP form was higher than its respective isomer, an increase of the cis-GRP form during
Chardonnay wines’ storage was observed, without significant differences between storage
conditions. Generally, hyperoxygenated wines presented lower concentrations of these
mentioned compounds, for all varieties, even if the oxygenation effect was different depending
of the compound and the employed variety.
Under dark storage conditions, no significant differences were observed in phenolic
compounds and in chromatic characteristics for control and hyperoxygenated wines. However,
under light conditions, rises of 3-fold and 4-fold monoethyl derivatives from t-GRP were
observed for both wines.
13
Table 2. Phenolic compounds concentration (mg/L) identified by spectrophotometry and chromatic characteristics of Airén (A) musts (M) and wines (W) of
the 2006 vintage, control (C), hyperoxygenated (H) and macerated-hyperoxygenated (MH), and standard deviations (n=2).
MA6 C
MA6 H
MA6 MH
WA6 C
A
B
172,09 ± 14,76
151,76 ± 11,18 A
296,74 ± 0,40
173,85 ± 10,62
Total phenolics
B
A
C
38,17 ± 3,70
92,89 ± 0,07
55,24 ± 3,65
HCAD
55,88 ± 5,53
A
A
B
flavonols
42,88 ± 5,48
39,49 ± 3,67
100,94 ± 0,13
43,56 ± 3,84
A
A
A
22,59 ± 2,67
22,31 ± 2,68
25,61 ± 1,45
15,87 ± 1,09
flavan-3-oles
A
A
A
81,13 ± 2,93
74,45 ± 2,62
47,28 ± 13,47
98,53 ± 0,18
L*
A
B
C
20,81 ± 0,34
35,34 ± 1,12
51,28 ± 6,82
5,20 ± 0,04
C*
B
B
A
86,40 ± 0,57
82,64 ± 0,55
75,13 ± 3,57
91,84 ± 1,39
h*
A
B
C
1,31 ± 0,23
4,53 ± 0,48
12,94 ± 1,34
-0,17 ± 0,13
a*
A
B
C
20,77 ± 0,32
35,05 ± 1,07
49,57 ± 7,40
5,19 ± 0,04
b*
HCAD.- hydroxycinnamic acid derivates. musts and wines have been treated independently.
Different letters on the same raw mean significant differences (p<0.05) according to Student-Newman-Keuls’s test.
WA6 H
B
B
A
A
A
A
A
A
A
143,45
36,23
36,38
11,82
99,03
5,10
95,82
-0,52
5,07
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,58
0,46
1,02
0,37
0,04
0,48
0,04
0,05
0,48
WA6 MH
A
A
A
A
A
A
B
A
A
175,46
59,90
51,94
13,84
98,38
6,52
94,61
-0,53
6,49
±
±
±
±
±
±
±
±
±
4,04
0,94
0,69
1,38
0,39
0,86
0,01
0,07
0,86
B
B
B
A
A
A
B
A
A
English summary
Effect of hyperoxygenation on volatile fraction considerably depended on the
employed variety and vintage year.
Hyperoxygenation produced a C6 alcohols increase in all varieties’ musts. This fact
was maintained in wine and during the storage, and caused an increment of herbaceous
character. The joint maceration and hyperoxygenation compared to only hyperoxygenation,
did not show significant differences on C6 alcohols concentrations in wines, although musts
had a lower concentration of these compounds.
Generally, hyperoxygenation produced an increase in global concentrations of esters,
alcohols, acids and terpenes, and did not show significant differences in lactones and C13norisoprenoids (Artajona et al., 1990) (Figure 4). It is worth mentioning the higher
concentration of 2-phenyl ethanol and its acetate, with a marked rose odour. It can be
observed that hyperoxygenation favoured mainly Chardonnay wines’ aromatic profile
(Cheynier et al., 1991; Schneider, 1998), also Macabeo’s and to a lesser extent, Airén’s.
Especially, 2006 Airén harvest was characterised by showing decreases in the mentioned
families’ concentrations for hyperoxygenated wines.
100%
90%
80%
70%
9320,41
387,35
351,90
8918,23
305,96
227,72
esters
alcohols
alcohols C6
13,18
3054,53
10,86
2763,67
terpens
acids
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
WCh6 C
WCh6 H
Figure 4. Concentration and percentage of volatile compounds’ families present in Chardonnay (Ch)
control (C) and hyperoxygenated (H) wines (W) of 2006 vintage.
Hyperoxygenation effect on sensory characteristics depended mainly on grape
variety. Hyperoxygenation treatment increased fresh, banana, tropical fruit, fruity and green
apple odour in studied young white wines, being more pronounced for Chardonnay wines,
15
English summary
which also showed a decrease in astringency, acidity and bitterness notes in the case of wines
derived from hyperoxygenated musts (Figure 5). However, the wines’ floral character was
reduced.
The joint employment of maceration and hyperoxygenation in Airén wines, positively
favoured green apple and tropical fruit aroma attributes and increased body, aromatic
intensity and aftertaste’s quality.
Fresh odor
8
Astringency
6
Flowery
4
Bitterness
Fruity odor
2
0
Acidity
Tropical Fruit odor
Tropical Fruit taste
Banana odor
Fruity taste
WCh6 C
Green apple taste
WCh6 H
Figure 5. Descriptive sensory analysis results of control (C) and hyperoxygenated (H) Chardonnay
(Ch) wines (W) of 2006 vintage.
1.3.2. MICROOXYGENATION
Hydrolysis of tartaric esters, derived from hydroxycinnamic acids, especially of
coumaric acid derivatives, is produced eventually (Hermosín-Gutiérrez et al., 2005).
Employing microoxygenation, a less intense hydrolysis of hydroxycinnamic acid derivatives
was produced, in agreement to significant higher concentrations of tartaric esters and lower
quantities of their corresponding released hydroxycinnamic acids.
In the course of time, a decrease in monomeric anthocyanins derived from grape was
observed, as well as a fall in flavonols due to hydrolysis reactions of the glycosylated
derivatives and likely to the existence of other kind of reactions, such us condensation or
16
English summary
oxidation reactions. In these types of reactions, glycoside flavonols and/or their aglycones
would be involved. This two compounds families’ decrease is directly related to the rise of
polymerization percentage, to the detriment of a decrease in copigmentation percentage.
During the time, an evolution to more orange tones and purer colours was produced
(Hermosín-Gutiérrez et al., 2005).
In connection with the effect produced by microoxygenation on polyphenolic
compounds, lower concentrations of monomeric anthocyanins derived from grapes were
observed in all studied varieties (Atanasova et al., 2002; Cano-López et al., 2006).
Microoxygenation treatment favour polymerization of monomeric forms, mainly
anthocyanins, and produce high molecular weight tannins (Blouin et al., 2000; Castel et al.,
2001; Pour-Nikfardjam et al., 2003; Peña-Neira et al., 2003). Thus, anthocyanins’ evolution
to other non coloured forms is prevented, and it allows the stable permanence of wine’s
colour during more time. On the other hand, these tannins’ production has an important
sensory repercussion, because diminish astringency and increased wine’s body and structure.
(Gerbi et al., 2001) (Figure 6 and Table 3).
Moreover, oxygen contribution to a structured and richer monomeric anthocyanins
red wine, allows stabilizing these ones with tannins by an ethyl bridge (involving
acetaldehyde), blocking the tannic evolution, because anthocyanins fixed at the end of the
chain block polymerization (Otto, 2003). In this respect, several compounds produced by
reaction between malvidin-3-glucosyde (in its non-acylated, acetylated, and p-coumarilated
forms) and monomeric flavan-3-ol mediated by acetaldehyde were found. In addition,
compounds derived from the reaction between malvidin-3-glucosyde and type B dimeric
proanthocyanidin mediated by acetaldehyde were also found. The latter had been described
by Santos-Buelga et al. (1999) and Dueñas et al. (2006), among others.
Similarly, several pyranoanthocyanins related to colour stabilization in aged wines
(Francia-Aricha et al., 1997; Atanasova et al., 2002; Rentzsch et al., 2007), were identified in
all studied varieties. Among them, it is remarkable the detection of type-A and type-B
vitisins, derived from the reaction of malvidin-3-glucosyde (and acetylated and pcoumarilated forms) and petunidin-3-glucosyde with the enolic forms of piruvic acid and
acetaldehyde, respectively. The aforementioned vitisins contribute to orange tone shown by
microoxygenated wines (Cruz et al., 2008).
17
English summary
Table 3. Results of Principal Component Analysis of control and mycrooxygenated Merlot wines,
before and after microoxygenation treatment, after malolactic fermentation and chips treatment
referred to anthocyanins, pyranoanthocyanins and ethyl-linked anthocyanin-tannin compounds.
% explained
variance
% accumulated
variance
PC-1
42.2
42.2
PC-2
33.4
75.6
Variable
Pn-3-glc
Mv-3-glc
Cn-3glc
Pt-3-glc
Dp-3-glc
Mv-3-acet-glc
Dp-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
t-Pn-3-pcoum-glc
t-Pn-3-pcoum-glc
t-Mv-3-pcoum-glc
Vit B Pn-3-pcoum-glc
Loadings
0,987
0,986
0,982
0,979
0,973
0,988
0,988
0,979
0,951
0,990
0,981
0,968
0,993
Mv-3-glc-et-fl 4
0,978
Mv-3-glc-et-procn B 2
0,978
Mv-3-glc-et-fl 1
0,957
Mv-3-glc-et-fl 2
0,861
Mv-3-glc-et-fl 3
0,807
Pt-3-glc-et-fl
0,851
Mv-3-pcoum-glc-et-fl 2
0,932
Mv-3-pcoum-glc-et-fl 3
0,844
0,947
Vit B Mv-3-glc
Vit B Mv-3-acet-glc
0,928
0,907
Vit B Pt-3-acet-glc
0,852
Vit B Mv-3-pcoum-glc
t-Dp-3-pcoum-glc
0,928
Dp.- delphinidin; Cn.- cyanidin; Pn.- peonidin; Pt.- petunidin; Mv.- malvidin; et.- ethyl; fl.- flavan-3ol; glc.- glucoside; acet.- acetyl derivate; pcoum.- p-coumaroyl derivate; procn.- procyanidin; Vit.vitisin.
18
English summary
2,0
C before Mox
C after Mox
M after Mox
C after MLF
M after MLF
C chips
M chips
PC 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
PC 1
Figure 6. Plot of Merlot wine samples in the space defining by Principal Components (PC) 1 and
2: control (C) and mycrooxygenated (M) wines, before and after microoxygenation treatment (Mox),
after malolactic fermentation (MLF) and chips treatment (chips) with regards to anthocyanins,
pyranoanthocyanins and anthocyanin-flavan-3-ol pigments mediated by acetaldehyde.
In connection with pyranoanthocyanins derived from vinylphenols, pinotin A
(malvidin-3-glucosyde-4-vinylcatechol), malvidin-3-glucosyde-4-vinylphenol and malvidin3-glucosyde-4-vinylguaiacol, were identified. These compounds derive from the reaction
between Malvidin-3-glucosyde and caffeic acid, p-coumaric acid and ferulic acid,
respectively (Schwarz et al., 2003a). A parallel evolution of these hydroxycinnamic acids and
pyranoanthocyanins was observed in Cencibel wines of 2005 vintage (Schwarz et al., 2003b;
Rentzsch et al., 2007) (Figure 7).
19
English summary
30
a
1,2
20
1,0
15
14
0,8
12
Conc. (mg/L)
Conc. (mg/L)
b
25
1,4
0,6
0,4
0,2
0,0
0
10
20
30
40
50
days
días
10
8
6
2,0
1,5
Pinotina A control
Mv-3-glc-4vf control
Mv-3-glc-4vg control
Pinotina A microox
Mv-3-glc-4vf microox
Mv-3-glc-4vg microox
1,0
0,5
0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
days
días
caf control
caf control
cum control
caf microox
cum control
caf microox
cum microox
fer control
cum microox
fer microox
Figure 7. Evolution of pyranoanthocyanins derived from vinylphenols (a) and hydroxycinnamic acids
(b) present in Cencibel wines of 2005 vintage, control and microoxygenated, during
microoxygenation treatment after malolactic fermentation. Abbreviations: vf, vinylphenol; vg,
vinylguaiacol; caf, caffeic acid; cum, p-coumaric acid; fer, ferulic acid; glc, glucosyde.
These compounds’ evolution considerably depends on the variety. For Cencibel
variety, compounds produced in the reaction mediated by acetaldehyde and type B vitisins
decreased when microoxygenation finished. This decrease was considerably potentiated after
malolactic fermentation and with time, favouring thus the polymerization process.
Pyranoantocyanins derived from hydroxycinnamic acids suffered against evolution.
However, Merlot microoxygenated wines had a higher amount in ethyl-linked anthocyaninflavan-3-ol compounds and type B vitisins, after microoxygenation treatment. These amounts
decreased after malolactic fermentation and with chips use (Figure 6). In Petit Verdot
microoxygenated wines, the above compounds were found in higher concentration in all
process’ steps, even with chips treatment. The reason for the higher concentration of these
compounds in microoxigenated wines lies in the production of acetaldehyde from ethanol
and enhanced by the presence of oxygen (Llaudy et al., 2006).
The evolution of these compounds in each variety was linked to wine’s final colour,
because they had a considerably influence on the yellow component b* of the chromatic
characteristics, and therefore participates on orange tones present in microoxygenated wines
for all varieties (Cano-López et al., 2006). Generally, microoxygenation treatment did not
influence on luminosity and tonality of studied wines in a significant way (Pérez-Magariño et
al., 2007).
20
English summary
In connection with the aromatic fraction, malolactic fermentation produced a
significant increase in ethyl acetate, ethyl lactate and diethyl succinate (Davis et al., 1985).
For Merlot wines, it is worth mentioning the increase of diethyl cinnamate (sweet odour)
(Ferreira et al., 2002) and of ethyl 4-oxobutyrate, precursor of γ-butyrolactones (Fagan et al.,
1981) (Table 4).
A reduction in short chain esters (ethyl hexanoate, isobutanol, ethyl butanoate)
acetates (isoamyl acetate) and terpenes (trans-geraniol, geranic acid) was produced with
time, as well as a rise in long chain esters such as succinates, diethyl malonate and ethyl
glutarate, for wines of every studied variety (González-Viñas et al., 1996 and 1998; PérezCoello et al., 1999a).
Chips transfer to wine numerous lactones, like both isomers of ß-methyl-γoctalactone (Pérez-Coello et al., 2000), although no significant differences were observed
between wines with and without oxygen treatment. Other transferred compounds are
benzenic compounds such as vanillin derivatives, eugenol and 4-vinylguaiacol, which
increased in microoxygenated Petit Verdot wines with chips, in contrast to previously
reported results (Ortega-Heras et al., 2008; Hernández-Orte et al., 2009).
Generally, there were no significant losses of volatile compounds with
microoxygenation for the studied varieties. However, it is important the positive effect
produced by microoxygenation on the decrease of acetic acid, 3-methylthio-1-propanol, with
cooked potato odour and on the herbaceous notes, due to the diminution of C6 alcohols (1hexanol and hexenols) (Hernández-Orte et al., 2009) for all studied wines and varieties. But,
in general, there was a reduction of 2-phenylethyl alcohol, which contributed negatively to
the attenuation of rose’s aroma.
It could be argued that microoxygenation treatment produced no adverse effect on
wines’ terpenic fraction, although depended considerably on the variety and on terpene type
in question (Ortega-Heras et al., 2008). The same occurred with C13-norisoprenoids ßdamascenone and its derivative 3-hydroxy-ß-damascone, even though generally, they were
higher in microoxygenated wines, which favoured sweet character.
21
Table 4. Mean values of concentration (μg/L) and standard deviations (n=2) of Merlot red wines, control (C) and microoxygenated (M) for three different
moments: after microoxygenation (Mox), after malolactic fermentation (MLF) and with chips addition, with standard deviations.
After Mox
acetaldehyde*
ethyl acetate
isoamyl acetate
ethyl lactate
ethyl 4-oxobutyrate
diethyl succinate*
ethyl cinnamate
3-methylthio-1-propanol
1-hexanol
(E)-2-hexen-1-ol
51,01
49,82
219,39
4,18
1,28
2,46
30,83
12,74
492,20
10,38
acetic acid
0,97
2-phenylethyl alcohol*
β-damascenone
3-hydroxy-β-damascone
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,07
A
2,48
1,26
0,08
0,17
0,01
1,16
59,72
179,89
5,15
A
2,12
a
2,71
a
26,67
0,36
11,93
10,93
1,14
A
71,65
457,44
6,06
0,05
1,11
9,71
± 0,51
2,89
68,06
± 0,14
± 0,68
After MLF
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,22
B
5,24
12,32
0,55
0,20
0,05
0,03
63,59
193,94
13,07
B
6,81
b
4,17
b 58,90
1,36
19,91
0,89
25,51
16,90
B
583,30
13,60
0,10
1,51
8,19
± 0,87
3,93
45,56
± 1,14
± 7,50
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,48
A
1,50
3,66
1,53
0,96
0,13
0,10
60,19
155,16
13,70
7,76
4,43
A 49,39
0,32
a
38,05
1,79
38,59
14,86
509,66
8,33
0,18
a
0,72
11,87
± 0,72
a
3,72
38,38
± 0,50
± 53,55
a
Chips
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,19
B
5,31
1,38
11,80
0,80
1,02
0,12
0,85
B
51,72
169,04
20,65
9,52
4,51
53,81
0,64
b
9,88
28,72
0,39
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
M
0,33
1,41
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
11,64
± 1,36
9,60
± 0,31
4,16
65,29
± 0,83
± 0,61
4,88
69,94
± 0,37
± 1,57
563,85
17,60
0,03
b
1,72
9,47
± 0,24
b
4,36
98,44
± 0,11
± 1,61
b
0,62
0,59
1,26
2,66
0,70
0,36
6,40
5,73
A
A
66,78
150,99
22,05
7,63
4,83
47,66
0,58
9,51
40,34
2,17
516,09
15,74
a
* mg/L. Upper-case letters on the right indicate significance of p < 0.05. Lower-case letters indicate significance of 0.1>p>0.05 according to Student’s t-test.
0,09
1,54
3,03
0,23
0,16
0,15
0,32
B
B
1,19
9,38
0,60
0,18
b
English summary
During microoxygenation in the third phase of Cencibel wines of 2005 vintage,
important looses in C13-norisoprenoids ß-damascenone (impact compound) and α-ionol were
fond. This fact could be due to an excessive oxygenation of microoxygenated wines, which is
corroborated by Silva-Ferreira et al. (2004) and Du Toit et al. (2006a).
Microoxygenation applied to red wines provided them with body and fresh character,
controled reducing compounds, reduced herbaceous odours, increased colour stabilization and
rised wines’ resistant against oxidation. From a sensory point of view, microoxygenated
wines had a higher intensity and complexity in aromas, such us red fruits, sweet fruits (pear),
liquorice (Hernández-Orte et al., 2009), spicy and nuts (Figure 8).
10
8
6
4
2
0
Green odor
C before Mox
Red fruits
C after Mox
Sweet fruit
(pear)
M after Mox
Nutty
Body
C after MLF
M after MLF
Global quality
C chips
M chips
Figure 8. Sensory analysis of control (C) and microoxygenation (M) Merlot wines in different steps
(before and after microoxygenation treatment (Mox) and malolactic fermentation (MLF) and with
chips treatment).
Herbaceous aromas were minimized (Sullivan, 2002; Ortega-Heras et al., 2008), and
wines obtained a higher body and roundness in mouth (Bertuccioli et al., 2001; PourNikfardjam et al., 2002). Taste sensory perception of red fruits and mature fruits of
oxygenated wines respect to control wines, mainly depended on variety. In addition, in Petit
Verdot microoxygenated wines, certain notes of tobacco and leather appeared, in agreement
with Hernández-Orte et al. (2009) for Cencibel and Cabernet Sauvignon varieties. Sensory
characteristics derived from chips presence, such as wood, vanillin and clove notes were
mitigated with microoxygenation treatment for both varieties (Hernández-Orte y col., 2009).
23
English summary
1.4. REFERENCES
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31
English summary
2.
REPLACEMENT
OF
SULPHUR
DIOXIDE
BY
LYSOZYME
AND
OENOLOGICAL TANNINS
2.1. INTRODUCTION
During the last few years, a number of studies have aimed to identify innovative
technologies for assuring safer and healthier food. In oenology, one major concern is the use
of sulfur dioxide during the technological process. Sulfur dioxide is commonly used as a
preservative in winemaking because its antioxidant function and the must endogenous
oxidases inhibition (Ribéreau-Gayon et al., 2007). However, it could have toxic effect on
human health (Taylor et al., 1986; Romano et al., 1993). With the aim of making sulfite-free
wines, lysozyme has been proposed to control malolactic fermentation in winemaking (Amati
et al., 1994 y 1996; Gerbaux et al., 1997), supporting or even replacing sulfur dioxide
(Chinnici et al., 1996). Also, the pre-fermentative addition of oenological tannins can
effectively contrast the oxidative phenomena of musts and wines, probably as a consequence
of a double mechanism of enzymes inhibition and radical scavenging activity (Bellachioma et
al., 2008).
2.2. MATERIAL AND METHODS
2.2.1. FERMENTATIONS
Forty litres of white wines (50% cv Trebbiano & 50% cv Sauvignon Blanc) were
fermented in 2 L laboratory glass fermentors. Two low SO2 producing selected strains of
Saccharomyces cerevisiae were used to carry out fermentations. Four thesis for each strain
were defined with the aim to study the effect of the following variables: 1) strain, 2)
lysozyme/SO2, 3) tannin (Table 5).
Table 5. Scheme of fermentation trials
Strain 333
Thesis
Factor
A1
B1
C1
D1
A2
B2
C2
D2
0.25
0.25
-
-
0.25
0.25
-
-
K2S2O5 (mg L )
-
-
160
160
-
-
160
160
Tannin (g L-1)
-
0.1
-
0.1
-
0.1
-
0.1
-1
Lysozyme (g L )
-1
32
Strain 1042
English summary
2.2.2. HPLC ANALYSIS
Organic acids and lysozyme quantifications were conducted following the procedure
described by Castellari et al. (2000) and Riponi et al. (2007), respectively. The HPLC used
was a Jasco apparatus (Tokyo, Japan) equipped with a binary pump (PU 1580), a 20 µl loop,
a Rheodyne valve (Cotati, CA), a photodiode detector (PU MD 910), a fluorimetric detector
(FP 2020), and a column oven. The column was a Bio-Rad Aminex HPX 87H (300 mm x 7,8
mm) for the analysis of organic acids and a Tosoh Bioscience (Stuttgart, Germany) TSK gel
Phenyl 5PW RP (7.5 cm x 4.6 mm i.d.), protected with a guard column filled with the same
resin, for lysozyme.
2.2.3. GC ANALYSIS
Compounds with high volatility and high concentration (acetaldehyde, ethylacetate, npropanol, i-butanol, isoamyl alcohol) were analyzed according to the method outlined by
A.O.A.C., 2000. A gas-chromatograph 8000 series (Fisons) equipped with a flame ionisation
detector and a packed column 23% Carbowax 1500 (w/w) on Chromosorb W (60-80 mesh)
were used.
For the analysis of all the other volatiles, the procedure of sample preparation
proposed by Gerbi et al. (1992) was used. The analysis of the extracts was carried out in a
GC-MS Thermo Finnigan Trace GC ultra gas chromatograph (San Jose, CA), equipped with a
Thermo Finnigan Trace DSQ mass selective detector and a fused silica capillary column
Stabilwax (Restek, Bellefonte, PA; 30 m, 0.25 mm i.d., and 0.25 μm film thickness).
Quantification was carried out from total ion current peak areas according to the internal
standard method. The response factor of standard volatile compounds to the internal standard
was experimentally obtained and applied to correct the peak area of each analyte.
2.2.4. SENSORY ANALYSIS
Assessors were training in Descriptive Sensory Analysis using fresh wines during
three sessions. Over the course of these three sessions, 6 attributes (citrus, floral, fruity,
tropical fruit, banana notes and astringency) were selected by consensus in order to describe
the aroma of fresh wines samples.
33
English summary
2.2.5. STATISTICAL ANALYSIS
For each final wine, significant differences in mean concentrations of volatile
compounds were tested by means of ANOVA analysis followed by a Post Hoc comparison
(Tuckey’s test at p> 0.01). To evaluate the influence of each tested factor (yeast strain,
lysozyme/SO2, tannins) on volatiles produced during fermentations, the data were subjected
to multiple regression analysis after a graphical exploration to exclude outliers. Furthermore a
Principal Component Analysis (PCA) with a Varimax rotation of data was carried out with
the aim to highlight the main contributors to the variance among samples. All the analysis
were conducted using “Statistica 6” package (StatSoft Italia Srl, Italy).
2.3. RESULTS AND DISCUSSION
SO2 and lysozyme prevented the development of undesirable bacterial fermentations.
The study of volatile compounds shows differences in contents of alcohols, acids and esters
among final products.
In our SO2 added wines, acetaldehyde amounts were from 3 to 5 times higher if compared
to samples obtained without SO2 addition and this fact could well contribute to the sensory
attributes of the wines (Romano et al., 1993).
Wines fermented with strain 1042 and lysozyme had higher total alcohols
concentration, especially 3-ethoxy-1-propanol and n-propanol (Herraiz et al., 1989; Margheri
et al., 1986), while SO2 addition promoted a higher production of 3-methyl-1-butanol, 3methyltio-1-propanol, phenylethyl alcohol and 4-hydroxy-benzenethanol (Table 6).
The influence of yeast strain on esters production has been already reported by Lema
et al. (1996) and Vila et al. (1998). The concentration of esters tended to be higher in samples
fermented with strain 1042. Higher concentrations of medium-chain fatty acids ethyl esters
(MCFA ethyl esters), such as ethyl hexanoate, ethyl octanoate and ethyl decanoate, were
found in SO2 free wines obtained with lysozyme addition, at values above their threshold
level, hence contributing to the fruity aroma of the wines (Peinado et al., 2004) . On the other
side, tannins, especially in the presence of SO2, increased the concentration of C12-C16 ethyl
34
Table 6. Volatile compounds concentrations (mg/L), standard deviations and influence of the tested factors on their production as assessed by multiple
regression analysis.
Strain 333
Lyso
Lyso+ tan
Regr. Coefficient(1)
Strain 1042
SO2
SO2 + tan
Lyso
Lyso+tan
SO2
SO2 + tan
Yeast
Lyso
C
0.502
0.440
BC
0.527
-0.400
Tannin
A
n-propanol
3-methyl-1butanol
3-ethoxy-1propanol
3-methylthio-1propanol
11.6 ± 0.19
BC
11.5 ± 0.42
BC
6.3 ± 0.19
144 ± 6.03
A
170 ± 5.64
A
184 ± 18.0
1.07 ± 0.13
D
0.74 ± 0.27
C
0.01 ± 0.01
0.62 ± 0.01
A
0.66 ± 0.03
A
18.1 ± 0.96
B
19.0 ± 2.31
12.5 ± 0.90
A
ethyl hexanoate
0.84 ± 0.06
ethyl octanoate
ethyl
dodecanoate
A
7.55 ± 1.96
AB
12.1 ± 0.63
C
12.5 ± 1.00
C
9.4 ± 0.69
B
12.5 ± 3.73
170 ± 7.62
A
172 ± 12.1
A
179 ± 8.89
AB
208 ± 11.5
B
248 ± 51.2
A
0.02 ± 0.01
A
0.05 ± 0.01
B
0.04 ± 0.01
AB
0.03 ± 0.00
A
0.03 ± 0.00
A
-0.534
0.568
1.21 ± 0.20
B
1.20 ± 0.18
B
0.63 ± 0.07
A
0.59 ± 0.06
A
0.91 ± 0.17
AB
1.04 ± 0.03
B
0.219
-0.895
B
35.0 ± 8.07
C
35.1 ± 7.52
C
14.5 ± 1.10
A
15.9 ± 1.21
A
17.0 ± 3.09
B
19.1 ± 1.72
B
-0.573
-0.594
17.8 ± 3.62
A
41.0 ± 11.0
C
49.0 ± 8.18
C
13.2 ± 4.77
A
21.6 ± 2.06
AB
17.3 ± 13.4
A
21.0 ± 4.58
AB
-0.433
-0.558
D
0.76 ± 0.04
CD
0.70 ± 0.07
BC
0.63 ± 0.08
BC
0.75 ± 0.05
C
0.70 ± 0.03
BC
0.54 ± 0.10
AB
0.51 ± 0.03
A
-0.502
0.725
1.15 ± 0.14
C
1.11 ± 0.01
C
0.79 ± 0.16
B
0.68 ± 0.08
AB
0.69 ± 0.02
AB
0.64 ± 0.11
AB
0.50 ± 0.06
A
0.54 ± 0.04
AB
-0.702
0.561
0.10 ± 0.02
C
0.12 ± 0.04
C
0.08 ± 0.01
BC
0.11 ± 0.04
C
0.00 ± 0.01
A
0.01 ± 0.00
A
0.02 ± 0.01
AB
0.03 ± 0.01
AB
-0.870
hexanoic acid
4.52 ± 0.37
C
4.11 ± 0.41
BC
2.89 ± 0.34
A
2.75 ± 0.34
A
4.61 ± 1.27
C
3.80 ± 0.27
BC
2.07 ± 0.42
A
2.30 ± 0.15
A
octanoic acid
8.44 ± 0.60
C
8.57 ± 0.92
C
5.52 ± 0.60
AB
5.96 ± 0.26
AB
7.27 ± 3.25
B
6.06 ± 0.24
AB
2.97 ± 1.14
A
4.26 ± 0.31
AB
-0.506
0.691
n-decanoic acid
3.25 ± 0.33
B
3.67 ± 0.61
B
2.09 ± 0.75
AB
2.52 ± 0.42
AB
2.06 ± 1.06
AB
1.67 ± 0.16
AB
0.90 ± 0.45
A
1.35 ± 0.19
A
-0.661
0.396
phenylethyl
alcohol
4-OHbenzenethanol
AB
In the same row, different letters denote significant differences at p< 0.01
(1)
only standardized regression coefficients (beta values) with p < 0.01, are reported
0.206
0.870
English summary
esters, likely thanks to the fast drop of oxygen availability due to their oxygen scavenging
activity (Bosso et al., 2001).
On the other hand, hexanoic, octanoic and decanoic acids were also positively
influenced by the presence of lysozyme.
To characterize each final wine, a PCA analysis was carry out. The lysozyme added
wines, independently from the presence or the absence of tannins, had increased amounts of
hexanoic and octanoic acids together with their ethyl esters. The SO2 added wines fermented
with strain 1042 was characterized by 2-furanmethanol, diethyl malate and acetic acid. The
SO2 added samples fermented by strain 333, the major discriminating variables were the
sulphur alcohols 3-methylthio-1-propanol and 3-ethylthio-1-propanol, together with
phenylethyl alcohol and 3-hydroxypropyl thioacetate.
Sensory descriptive analysis showed that the two strains of yeast used in fermentation
contributed in a different way on sensory profile of wines obtained. Tropical fruit attribute
was increased by the contemporary addition of tannins and lysozyme, fact that was not
observed in case of the SO2 added samples, for both yeast strains. For what concern the use of
oenological tannins, they influenced in a positive way citrus attributes for both strains (Figure
9).
Citrus
Astringency
6
5
4
3
2
1
0
Banana
Floral
Fruity
Tropical fruit
SO2+tannin
2
lysozyme+tannin
SO22
lysozyme
Figure 9. Results of descriptive sensory analysis of the final wines from strain 333.
36
English summary
2.4. REFERENCES
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37
English summary
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38
CAPÍTULO I.
HIPEROXIGENACIÓN DE MOSTOS
Introducción
I.1. INTRODUCCIÓN
Uno de los problemas más preocupantes en la estabilidad de un vino blanco es el
pardeamiento oxidativo, ya que desencadena una serie de reacciones de oxidación
encaminadas al detrimento de las características organolépticas del producto (Singleton,
1987).
Tradicionalmente, los enólogos recomendaban la protección preventiva y cuidadosa de
los mostos blancos contra la oxidación, en particular con el uso del anhídrido sulfuroso, con el
fin de evitar el pardeamiento durante el almacenamiento en botella, debido a su efecto
antioxidante y antimicrobiológico. Sin embargo, existen estrictas regulaciones sobre el uso del
anhídrido sulfuroso en la industria de alimentos, debido a sus efectos tóxicos y alérgicos en la
salud humana (Romano y col., 1993; Ribéreau-Gayon y col., 2000d; Gao y col., 2002), unida
a la mayor preferencia por los consumidos de productos más naturales. Por esta razón,
numerosas organizaciones internacionales (WHO, FAO, OIV) han establecido límites
máximos para la vinificación en 210 mg/L, los cuales han causado una disminución en la
concentración habitual de este producto (Garde-Cerdán y col., 2007). Actualmente, nuevos
sistemas basados en la aplicación del oxígeno han sido desarrollados como alternativa al uso
del SO2 para evitar el indeseable pardeamiento producido en los vinos.
Los racimos de uva que maduran en los viñedos y aquellos que permanecen intactos,
permanecen protegidos del oxígeno atmosférico que les rodea, gracias a la eficaz barrera del
hollejo que los protege, no teniendo más contacto con la atmósfera que a través de los
fenómenos de respiración o intercambio gaseoso producidos en los órganos verdes de la
planta. Desde el primer instante de rotura de los granos de uva y hasta el final de la vida del
vino, la acción del oxígeno está presente en su evolución, generalmente de forma negativa con
las temidas oxidaciones y alteraciones microbianas aerobias, aunque también a veces
beneficiosas durante determinadas fases de la fermentación alcohólica y crianza de los vinos
(Hidalgo Togores, 2003).
Los efectos de la oxidación sobre la calidad de los vinos son conocidos desde hace
años, los cuáles provocan modificaciones en el color, olor y sabor de los mismos (Franco
Aladren, y col., 1995). En Enero de 1995, la oxigenación de mostos pasó a formar parte
oficialmente del “Código Internacional de las Prácticas Enológicas”, como el tratamiento
41
Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos
consistente en la adición de oxígeno o aire al mosto, llevado a cabo antes de la fermentación
alcohólica con el fin de reducir el contenido en compuestos polifenólicos y aumentar la
estabilidad del color del vino (Zironi y col., 2000).
Los primeros indicios del efecto positivo de la adición de oxígeno a los mostos fueron
propuestos por Muller-Späth y col. (1977a, 1977b, 1978) en los años sesenta, que, con el
objetivo de realizar pruebas para reducir el empleo del anhídrido sulfuroso, observó cómo el
pardeamiento de los mostos no afectaba a la calidad del vino. Así, las primeras experiencias
sobre el efecto estabilizante frente a la oxidación de los vinos fueron realizadas por MüllerSpäth y col. (1989). De este modo, Guerzoni y col. (1981) propusieron la técnica determinada
“hiperoxigenación”, siendo aplicada con éxito a partir de uvas recolectadas mecánicamente
con el objetivo de producir una estabilización de los vinos blancos en lo que respecta al color,
aportando a los vinos mayor cuerpo y riqueza de aromas, evitando o reduciendo el uso del
anhídrido sulfuroso (Zironi y col., 2000).
La hiperoxigenación es una técnica prefermentativa caracterizada por la adición de
manera externa, hasta saturación, de oxígeno puro a un mosto sin adición de anhídrido
sulfuroso. Tras una óptima decantación, se sigue el proceso usual de vinificación. Una vez que
la fermentación alcohólica ha sido finalizada por las levaduras, el anhídrido sulfuroso podría
ser añadido en una escasa concentración con el fin de proteger el vino durante el
almacenamiento (Pérez-Juan y col., 1993).
La aplicación del oxígeno al mosto favorece la transformación mediante oxidación
enzimática (desarrollada de manera natural) de los precursores polifenólicos (potencialmente
oxidables) a polímeros pardos (oxidados), amargos y astringentes, los cuáles, debido a su baja
solubilidad en el mosto por su alto peso molecular, precipitan y son eliminados mediante
clarificación por precipitación, obteniendo un vino más resistente a la acción del oxígeno
(Guerzoni y col., 1981; Cheynier y col., 1991; Pérez-Juan y col., 1993). Los precipitados
resultantes son solubles en alcohol, por lo que deben ser retirados del mosto antes de iniciar la
fermentación alcohólica (Castro y col., 2000) ya que podrían afectar negativamente al vino.
Así, y aunque los mostos oxidados toman una elevada coloración parda, el color de los vinos
resultantes es normalmente más claro y mucho más estable y resistente al pardeamiento que
los producidos con las técnicas convencionales (Singleton y col., 1980; Nagel y col., 1988;
Cheynier y col., 1989; Dubourdieu y col., 1990; Macheix, 1991; Nicolini, 1992; Schneider,
42
Introducción
1998). La aplicación de la técnica de hiperoxigenación es muy difícil de estandarizar, ya que
depende en gran medida de la variedad de uva empleada (Nagel y col., 1988; Cheynier y col.,
1989).
En cuánto al efecto del tratamiento de hiperoxigenación sobre el aroma, hay
controversia de opiniones. Dubourdieu y col. (1990) y Singleton y col. (1980), consideran que
los vinos resultantes de la aplicación de la técnica de hiperoxigenación tienen una carencia de
aroma varietal, sin embargo el empleo de la oxidación no provocó efectos adversos en otros
vinos estudiados (Valouyko y col., 1984; Nagel y col., 1988; Cheynier y col., 1989). Por lo
tanto, puede afirmarse que las óptimas condiciones de hiperoxigenación, en cuanto al efecto
sobre el aroma se refiere, vienen dadas en función de la variedad, composición del mosto y
cantidad de oxígeno aplicada (Guerzoni y col., 1981; Maier y col., 1990; Cantarelli y col.,
1991; Vaimakis y col., 1993).
I.1.1. REACTIVIDAD DE MOSTOS Y VINOS RESPECTO AL OXÍGENO
La naturaleza de las reacciones de oxidación en los mostos puede ser bioquímica o
enzimática (debido a la presencia de la enzima polifenoloxidasa, capaz de oxidar a
determinados compuestos) o química (con ausencia del citado catalizador enzimático). Dichas
reacciones tienen lugar durante el tratamiento y/o añejamiento del vino. La principal
diferencia entre dichos mecanismos de oxidación radica en la diferente formación de las
quinonas (productos de oxidación de orto-difenoles), las cuales son especies activas capaces
de generar reacciones en cadena de polimerización de polifenoles, dando como resultado la
formación de pigmentos pardos de elevado peso molecular (Fernández-Zurbano y col., 1995).
La oxidación enzimática es un proceso característico y habitual de los procesos
prefermentativos, mientras que la oxidación química, al ser mucho más lenta, se manifiesta en
los vinos embotellados o mal protegidos. Las reacciones no enzimáticas pueden resultar de
reacción de Maillard o de reacciones de autooxidación donde tienen un papel principal los
compuestos fenólicos (Macheix, 1991).
Las funciones fenólicas relacionadas con los fenómenos de oxidación presentan un
carácter ligeramente ácido al disociarse, formando un anión fenolato, el cual puede oxidarse
cediendo un electrón y transformándose en una semiquinona. En el caso de un monofenol
43
como compuesto fenólico a oxidar, la semiquinona formada puede reaccionar con otro radical
para formar otro fenol como nuevo compuesto de acoplamiento. Si fuera un orto-difenol, la
semiquinona puede perder un segundo electrón oxidándose y formando así una orto-quinona
(Figura I.1.).
O-
OH
O·
e+ H+
R
R
R
Anión
fenolato
Fenol
Radical semiquinona
OH
O·
Monofenol
R'·
R
R
R'
Radical semiquinona
Orto-difenol (catecol)
O
O·
O-
R
Radical semiquinona
O
e-
R
Orto-quinona
Figura I.1. Mecanismo de oxidación de polifenoles.
La fase limitante de este proceso es la producción de semiquinonas debido
principalmente a la débil concentración de iones fenolato al pH ácido del vino. Finalmente, se
observa la formación de moléculas de peróxido de hidrógeno en el balance global de la
reacción, lo cual puede explicar la presencia de acetaldehído que resulta de la oxidación del
etanol en presencia de peróxido de hidrógeno, gracias a la intervención del ión Fe2+ como
catalizador de la descomposición del peróxido de hidrógeno (la denominada reacción de
Fenton) que genera el radical hidroxilo que es quien en última instancia oxida al etanol
(Wildenradt y col., 1974; Danilewicz, 2003) (Figura I.2.). Los radicales oxidantes pueden
provenir también de la fotólisis del etanol en agua.
44
Introducción
catecol
semiquinona
Fe3+
Fe2+
H2 O2
OH·
CH3CH2OH
H2 O
CH3CHOH
.
O2
HO2·
CH3CHO
Figura I.2. Oxidación del etanol a acetaldehído.
Las principales diferencias entre pardeamiento enzimático y no enzimático residen en
la alta velocidad de formación de quinonas por vía enzimática, y en que las catecolasas
originan agua y no peróxido de hidrógeno en el proceso de oxidación del catecol a quinonas
(Singleton y col., 1987) (Figura I.3.).
O
OH
a
+ H2O2
+ O2
R
R
OH
OH
b
O
+ PPO
R
OH
O
½ O2
+ H2O
R
O
Figura I.3. Oxidación de grupos catecol (o-difenol) por vía no enzimática (a) y enzimática (b).
I.1.1.1. Reacciones enzimáticas
Durante las operaciones de estrujado, prensado y otros procesos tecnológicos, el
oxígeno está en contacto directo con el mosto y sus compuestos fenólicos que, junto con la
presencia de enzimas que actúan como catalizadores, dan lugar a numerosas oxidaciones y
pardeamientos.
Las enzimas polifenoloxidasas (PPO) presentes en las uvas sanas se conocen con el
nombre de tirosinasas, mientras que en las uvas infectadas por el hongo Botrytis, se etiquetan
como lacasas. Estas últimas son más resistentes al SO2 y son activas a valores más bajos de
pH que las tirosinasas, por lo que la hiperoxigenación no sería aconsejable en uvas infectadas
por este moho, ya que la lacasa mantiene intacta su actividad (Hidalgo Togores, 2003). Sin
embargo, la presencia de dichas enzimas no muestra diferencias significativas en cuanto a la
45
capacidad de pardeamiento y consumo de oxígeno (Schneider y col., 1998; Ribéreau-Gayon y
col., 2000d).
La enzima tirosinasa (también llamada cresolasa, entre otros nombres), es la enzima
que cataliza la reacción de los orto-difenoles a orto-quinonas mediante la actividad
catecolasa, así como la hidroxilación previa de los mono-fenoles a orto-difenoles por la
actividad cresolasa (Figura I.4.).
O
OH
R
OH
½ O2
monofenol
R
OH
½ O2
R
orto-difenol
Actividad cresolasa
O
orto-quinona
Actividad catecolasa
Figura I.4. Actividades de oxidación de la tirosinasa.
La actividad enzimática oxidásica no es un factor limitante para el proceso de
oxigenación del vino, ya que en condiciones normales y con oxígeno disuelto disponible,
siempre es suficiente para iniciar el proceso de oxidación. Del mismo modo, dicha actividad
se mantiene aún cuando desaparecen los sustratos del medio, por lo que la posible
ralentización del consumo de oxígeno es debido bien al agotamiento de sustratos o a una
inactivación de la enzima por el producto (Moutounet y col., 1990).
La efectividad de la oxigenación del mosto no sólo depende del nivel de oxígeno
suministrado, sino también del estado de oxidación del mosto en el momento de la aplicación
del método de oxigenación (Cheynier y col., 1991).
I.1.1.2. Reactividad de los compuestos fenólicos frente a la oxidación
Está demostrado que la hiperoxigenación reduce las cantidades de todos los
compuestos fenólicos presentes en el vino (Ricardo da Silva y col., 1993; Cheynier y col.,
1993 y 1995), por lo que la capacidad de oxidación de los vinos está relacionada con la
cantidad de polifenoles presentes en el vino. Los compuestos más susceptibles a la oxidación
son los derivados de ácidos hidroxicinámicos (derivados del catecol), especialmente el ácido
46
Introducción
cafeoiltartárico o ácido caftárico (Palma y col., 2002), junto con los flavan-3-oles y taninos
condensados, presentes en la piel, pepitas y tallo ((+)-catequina, (-)-epicatequina, (+)galocatequina) y sus ésteres (Aladren y col., 1995; Castro y col., 1995). Los flavonoles y
antocianos son peores sustratos de la PPO, pero interaccionan rápidamente con las quinonas
generadas enzimáticamente, produciéndose reacciones de oxidación o de condensación entre
ellos (Figura I.5.).
La reacción de formación de la quinona (inestable y muy reactiva) puede revertir hacia
la formación del monofenol, iniciándose de nuevo el proceso de oxidación extensible a otras
moléculas que inicialmente no fueron oxidadas (ácido ascórbico, anhídrido sulfuroso, entre
otros), tomando una coloración amarillo-parda característica del fenómeno de pardeamiento.
Estas quinonas, a su vez, pueden unirse a un compuesto llamado glutatión (tripéptido presente
en las uvas), que por unión al ácido caftárico oxidado forma una sustancia incolora, el ácido 2S-glutationil-cafeoiltartárico (denominado GRP, Grape Reaction Product) (Singleton y col.,
1985 y 1984; Cheynier y col., 1986) (Figura I.6.), que no es sustrato de la tirosinasa, por lo
que su formación es una vía de limitación del pardeamiento enzimático de los vinos.
Uva
Prensado
Partes sólidas
Mosto
Maceración
ácido caftárico
ácido ascórbico
PPO, O2
GRP
orto-quinona
de GRP
Glutatión
orto-quinona
de ácido
caftárico
PPO, O2
ácido caftárico
Ácido
dehidroascórbico
Flavan-3-oles
Pardeamiento
del mosto
orto-quinonas de
los flavan-3-oles
Pardeamiento del mosto
Figura I.5. Reacciones de las quinonas del ácido cafeoiltartárico en el mosto (Adaptado de Flanzy,
2000).
47
NH2
COOH
H2C
NH
OC
CH
H
N
H2C
CO
H2C
C
H
COOH
CH2
HS
OH
HOOC
CH
OH
C
O
OC
CH
HC
OH
H
COOH
Figura I.6. Estructura del ácido 2-S-glutationil-caftárico (GRP).
La formación del GRP es muy rápida y mientras existan en el mosto cantidades
suficientes de glutatión, será la principal vía de reacción tras la formación de la orto-quinona,
asegurándose así la formación de dicho compuesto incoloro (GRP) y con él la ausencia de
polímeros pardos. El GRP puede verse implicado en posteriores reacciones acopladas y ser
oxidado a un producto de color rojo que corresponde a su quinona. Sin embargo, el GRP sí es
sustrato de la lacasa, por lo que puede dar lugar a su oxidación y, con una segunda adición de
glutatión, dar lugar a la formación de GRP2 con dos glutatión unidos (Toit y col., 2006), que
no puede ser ya atacado por la enzima lacasa (Boulton y col., 1996a). Además de con GRP,
pueden también producirse reacciones de oxidación de las quinonas con compuestos de
potencial redox inferior al del ácido trans-caftárico, como el ácido ascórbico o los flavan-3oles monómeros o dímeros, los cuales son oxidados a la vez que se regenera de nuevo el ácido
caftárico (Cheynier y col., 1997). Las quinonas formadas a partir del ácido trans-caftárico y de
los flavan-3-oles son amarillas, mientras que las formadas a partir del GRP son rojas
(Cheynier y col., 1988). A partir de las quinonas formadas en las reacciones de oxidación se
pueden formar productos de condensación, que, a su vez, pueden también transformarse en
nuevas quinonas (Singleton y col., 1987). A medida que aumenta el grado de condensación, la
coloración de los compuestos cambia hacia tonos pardos y se vuelve más resistente a la
decoloración por bisulfito; paralelamente, se observa la formación de un precipitado marrón,
debido a la menor solubilidad de los polímeros y a la formación de enlaces, covalentes o no,
con proteínas y polisacáridos.
La oxidación de flavan-3-oles monómeros y dímeros es más rápida en presencia de
PPO (Oszmianski y col., 1985). No obstante, la PPO tiene poca afinidad por este tipo de
48
Introducción
sustratos. Cheynier y col. (1989) demostraron que los flavan-3-oles apenas se oxidaban por la
PPO cuando en el medio no había ácido trans-caftárico y otros compuestos fenólicos. Cuando
los ensayos se realizaban utilizando mezclas de compuestos fenólicos, los flavan-3-oles se
degradaban mucho más rápidamente, concluyendo que la PPO no actuaba de forma directa
sobre los mismos, sino a través de reacciones de oxidación acoplada. Como consecuencia, la
relación entre glutatión y ácidos hidroxicinámicos (e incluso flavan-3-oles) (Cheynier y col.,
1989, 1991) es muy importante para explicar la susceptibilidad al pardeamiento (Cheynier y
col., 1990).
La concentración de los compuestos fenólicos y de glutatión en mostos y vinos puede
variar dependiendo de la variedad de uva (Lee y col., 1989; Somers y col., 1991), tiempo de
maceración (Singleton y col., 1980; Oszmianski y col., 1986), intensidad de prensado
(Yokotsuka, 1990; Somers y col., 1991), tiempo y nivel de sulfitado (Singleton y col., 1980) y
oxidación (Nagel y col., 1979; Guerzoni y col., 1981).
La oxidación de catequinas en presencia de PPO da lugar a productos de condensación
que, en función de su estructura, pueden ser incoloros o mostrar tonalidades pardoamarillentas (Guyot y col., 1996). La formación de compuestos coloreados está favorecida a
valores menos ácidos de pH, mientras que a valores de pH<3 se ve favorecida la formación de
productos incoloros.
Con el tiempo de almacenamiento pueden producirse reacciones de hidrólisis del GRP,
dando lugar a la eliminación de ácido tartárico (Figura I.7.). Así, debido al exceso de etanol
en el medio, de igual forma pueden producirse incorporaciones de varias moléculas de etanol
esterificando a los ácidos presentes, bien en uno (o dos) de los ácidos que forman parte del
aminoácido o bien en los ácidos procedentes del ácido tartárico. Así, existirían cuatro
posibilidades posibles de GRP monoetílico, y seis de GRP dietílico.
49
NH2
COOH
H2C
NH
OC
CH
H
N
CO
H2C
H2C
C
H
COOH
CH2
HS
COOH
CH
HC
OH
OH
Figura I.7. Estructura del GRP hidrolizado (sin la parte de ácido tartárico).
I.1.1.3. Reactividad de los compuestos volátiles frente a la oxidación
La oxidación en los vinos provoca cambios significativos en la composición volátiles
(Ferreira y col., 1997), tales como una disminución de los atributos de fresco y afrutado y la
aparición de notas aromáticas tales como papel, cartón, cocido, rancio, podrido y manzana
oxidada (Benítez y col., 2003). La velocidad de aparición de dichos atributos depende en gran
medida de la procedencia del vino. Así, en climas cálidos aparecen con mayor velocidad
debido a la mayor temperatura, mayores valores de pHs y mayores actividades enzimáticas
(Escudero y col., 2000). Principalmente, los cambios en los compuestos volátiles se deben
principalmente a la presencia del acetaldehído (generado por oxidación del etanol) y todos los
aldehídos en general (Wildenradt y col., 1974) y de los acetales (producidos por la reacción
entre los aldehídos y alcoholes como el glicerol), aunque también intervienen otros odorantes
con mayor peso molecular que proporcionan las notas rancias (Wulf y col., 1980; Chisholm y
col., 1995), tales como el isobutiraldehido, isovaleraldehido, 2-nonanona y 2-undecanona
(Silva-Ferreira y col., 1996).
Entre los acetales (dioxolanos y dioxanos) procedentes de la reacción entre el
acetaldehído y el glicerol bajo condiciones de oxidación (Muller y col., 1978; Williams y col.,
1978), los cis y trans-2-metil-4-hidroximetil-1-,3-dioxolano han sido encontrados en vinos de
Oporto (Williams y col., 1983; De Revel y col., 1996) y en vinos de Jerez (Brock y col.,
1984). La concentración en isómero trans se correlaciona con la edad del vino de Oporto. Los
cis y trans-2-metil-5-hidroxi-1,3-dioxanos han sido detectados en vinos del Jura (Etiévant,
1979) y en vinos de Jerez (Brock y col., 1984). Dichos acetales cíclicos carecen de efecto
directo sobre el aroma y el flavor (Ferreira y col., 1997; Etiévant, 1979).
50
Introducción
De igual modo, las hidroxicetonas e hidroxiésteres aumentan con el tiempo y con la
exposición al oxígeno (Brock y col., 1984).
I.1.1.4. Mecanismo de acción del oxígeno
Las oxidaciones químicas son procesos muy lentos, por lo que suelen evidenciarse de
manera más notable en los vinos almacenados. Dicha reacción puede incrementarse con la
presencia de catalizadores (hierro y cobre) y con un valor más elevado de pH, induciendo así
la formación de formas aniónicas fenolato (Singleton y col., 1987; Cilliers y col., 1989), las
cuales son susceptibles de oxidación hacia la forma quinona. Sin embargo, al pH del vino
dichos iones fenolato están en un bajo porcentaje, por lo que el factor limitante de la reacción
está en la formación de semiquinonas, pudiendo pasar semanas y meses para que tenga lugar
la reacción (Oszmianski y col., 1985).
La catequina puede ser oxidada mediante autooxidación o catalizada por metales,
siendo la cinética mucho más rápida en este último caso, dando moléculas más coloreadas
(Oszmianski y col., 1996).
Por tanto, las variaciones de composición serán debidas fundamentalmente a los
efectos cinéticos, relacionados con las proporciones relativas de las formas oxidadas (ortoquinonas) y no oxidadas y a la influencia del pH en las velocidades de las etapas reactivas en
las que cada producto se forma o se degrada (Fulcrand y col., 1994; Guyot y col., 1996).
Efecto y acción del oxígeno
El oxígeno molecular es una sustancia paramagnética con dos electrones no apareados,
que le confieren un estado triplete y un comportamiento de radical doble. Bajo esta forma, es
incapaz de reaccionar con los compuestos orgánicos en estado simple, ya que sería un proceso
sin cambio de electrones. Por lo tanto, es necesaria una energía adicional para que el oxígeno
pueda ser activado o excitado y se dé la reacción. Dicha energía puede proceder de varias
fuentes, externas como la luz, o internas como reacciones de pigmentos fotosensibles
(vitaminas) o por acomplejamiento de iones metálicos tales como el hierro en estado ferroso,
denominándose catalizadores (Miller y col., 1990; Danilewicz, 2003 y 2007).
51
Momento de aplicación y cantidad de oxígeno
El oxígeno necesario para el correcto desarrollo de la fermentación alcohólica en
mostos está en torno a 10-20 mg/L. La elección del momento de adición del oxígeno en el
proceso de hiperoxigenación es tan importante como su cantidad (Silva y col., 2006). El
oxígeno es más efectivo si la adición se realiza al final de la fase de crecimiento o en el primer
cuarto de la fermentación; sin embargo, la adición es efectiva hasta la mitad de la
fermentación (Sablayrolles y col., 1990 y 1996).
Por otro lado, la solubilidad del oxígeno en el mosto tiene un valor en torno a 6 mL/L a
temperatura ambiente, alcanzando un valor prácticamente de saturación con procesos
tecnológicos tales como el trasiego. Sin embargo, el oxígeno se consume a diferente velocidad
en función de los procesos en los que se vea inmerso, y depende en gran medida de la
presencia de metales de hierro y/o cobre en el medio, que favorecen su consumo hasta sus
diferentes formas activas. Por otro lado, la presencia de anhídrido sulfuroso provoca una
parada en el consumo de oxígeno disuelto. Aunque la solubilidad del oxígeno es más alta al
disminuir la temperatura, no es extensible a la velocidad de consumo, que es mayor al
aumentar la temperatura (Hidalgo Togores, 2003).
La absorción de oxígeno en el mosto puede variar entre 0.5 y 4.6 mg/min L a 25ºC con
una media de 2 mg/min L (Macheix, 1991) y puede verse incrementada por el fenómeno de
oxidación enzimática, en cuyo caso alcanza valores entre 4.3 y 28.8 mg/min L (Rigaud y col.,
1990a; Moutounet y col., 1990), y por otros mecanismos oxidativos: reacciones enzimáticas y
autocatalíticas, polimerización tánica, condensación directa antociano-tanino y mediada por
acetaldehído (Vivas y col., 1993; Rivas Gonzalo y col., 1995; Saucier y col., 1997).
I.1.2. EFECTOS DE LA HIPEROXIGENACIÓN EN VINOS BLANCOS
De manera tradicional, los vinos blancos se elaboran sin contacto con los hollejos. Sin
embargo, la maceración con hollejos favorece la extracción de compuestos del aroma y de sus
precursores, al igual que de compuestos fenólicos (aunque en menor proporción debido a la
carencia de etanol), localizados principalmente en los hollejos (Dubourdieu y col, 1986;
Delteil y col., 1995; Sapis y col., 1995), incrementando así el aroma, carácter varietal,
tipicidad y originalidad de los vinos.
52
Introducción
Las proantocianidinas (procedentes de la polimerización de flavan-3-oles y que juegan
un papel muy importante en aspectos de calidad (Ramey y col., 1986; Rigaud y col., 1991b) y
en pardeamientos (Oszmianski y col., 1985; Lee y col., 1988), están presentes
mayoritariamente en las partes sólidas de la uva (Kovac y col., 1990; Ricardo da Silva y col.,
1991). Otros compuestos fenólicos que se extraen mayoritariamente son el ácido gálico,
hidroxicinamatos y flavonoides (Singleton y col., 1983).
Las condiciones de maceración dependerán en gran medida del viñedo, la temperatura
y el tiempo de contacto, pretendiendo obtener un vino con baja astringencia y un escaso
potencial de pardeamiento, aunque con una elevada intensidad aromática (Darias-Martín y
col., 2000). En general, un aumento de la temperatura y del tiempo de contacto produce un
aumento en el pH de los vinos, del potasio y de los niveles de fenoles totales (Stephen y col.,
1986; Ramey y col., 1986; Pérez-Coello y col., 2003).
Por debajo de 10ºC, la extracción de flavonoles es limitada (Ramey y col., 1986), de
manera contraria a los hidroxicinamatos, siendo ambos sustratos para la oxidación y
precursores del pardeamiento (Singleton y col., 1984). Sin embargo, largos tiempos de
contacto con los hollejos pueden hacer presentar defectos en el aroma (off-odors) (Singleton y
col., 1980) y mayor susceptibilidad al pardeamiento (Cheynier y col., 1989)
Pese a la extracción de compuestos del aroma libres y ligados del hollejo, no existe una
relación directa entre la composición aromática del mosto y la final del vino (Baumes y col.,
1989b; Sánchez-Palomo y col., 2005). Actualmente, en cuanto a los compuestos fenólicos se
refiere, el objetivo de la maceración con hollejos es conseguir aquellos compuestos fenólicos
responsables del carácter añejado sin necesidad de la adición de taninos y astringencia
(Boulton y col., 1996b).
Debido a que la hiperoxigenación produce una disminución de compuestos fenólicos
del mosto y el vino, siendo por ello más claro y estable frente al pardeamiento, esta técnica se
usa de manera complementaria a la maceración pelicular. El objetivo de dicho procedimiento
es evitar los efectos perjudiciales del contacto prolongado con las partes sólidas de la
vendimia (Cheynier y col., 1989; Ho y col., 1999), tales como mayor susceptibilidad al
pardeamiento (Cheynier y col., 1989), la aparición de off-odours y mayor astringencia y
53
amargor (Singleton y col., 1980), proporcionando al mismo tiempo el carácter varietal
presente en los hollejos.
El contacto con los hollejos y la hiperoxigenación de los mostos pueden ser aplicados
separada y conjuntamente con el objetivo de aumentar la calidad de los vinos blancos (Arnold
y col., 1979; Cheynier y col., 1989; Ricardo da Silva y col., 1993; Guedes de Pinho y col.,
1994). Incrementos en el tiempo de maceración se traducen en un aumento en la composición
de alcoholes monoterpénicos (Marais y col., 1988) y de compuestos fenólicos (Ricardo da
Silva y col., 1993), resultando vinos más astringentes y amargos (Singleton y col., 1980). La
hiperoxigenación implica la oxidación de dichos compuestos fenólicos en el mosto debido a la
acción del oxígeno, que se traduce en la disminución en la concentración de dichos
compuestos (Guerzoni y col., 1981; Long y col., 1987; Artajona y col., 1990; Meistermann,
1990; Piracci y col., 1994). El efecto que produce la hiperoxigenación depende de varios
factores tales como la variedad de uva, composición del mosto (Cheynier y col., 1990),
cantidad de oxígeno aplicada (Cheynier y col., 1991), adición de anhídrido sulfuroso (Mayén
y col., 1996) y presencia de glutatión (Vaimakis y col., 1996), entre otros.
Sin embargo, el efecto de la maceración junto con la aplicación de la técnica de
hiperoxigenación no dio buenos resultados para Singleton y col. (1980) en cuando a calidad
aromática y calidad general, quizás debido a una oxidación drástica y a diferencias cualitativas
y cuantitativas de compuestos fenólicos. De acuerdo con otros autores, una oxidación
moderada produce efectos favorables en la calidad global del vino (Cheynier y col., 1989).
Respecto al perfil sensorial de los vinos, la hiperoxigenación mejora la estabilidad en
el color de los vinos (Cheynier y col., 1989; Artajona y col., 1990; Nicolini y col., 1991;
Pérez-Bustamante y col., 1995), disminuyendo el amargor y la astringencia de los mismos. El
efecto de la hiperoxigenación sobre las características organolépticas depende en gran medida
de la variedad de uva. Así, vinos de las variedades Chardonnay y Moscatel, entre otras, no
sufrieron degradación del aroma sino que aumentaron la calidad aromática (Cheynier y col.,
1991), traducida en un aumento de acetatos de alcoholes de cadena larga, ácidos grasos y sus
ésteres, y terpenos volátiles libres (Artajona y col., 1990). Este hecho ocurrió con variedades
de otras zonas geográficas tales como Francia y Alemania, e incluso con otras variedades
como Faberrebe (Schneider, 1994).
54
Introducción
Sin embargo, otros autores (Blanck, 1990; Dubourdieu y col., 1990) observaron una
pérdida de la intensidad aromática y del carácter varietal en los mostos sometidos a
hiperoxigenación, dependiendo de la vendimia, traducida en una disminución de alcoholes de
cadena larga, pero con un incremento en acetatos, aldehídos de cadena media y larga (C3-C10)
con aromas a vegetal (Guedes de Pinho y col., 1994) y aldehídos C6 (Cordonnier y col., 1982).
Nicolini y col. (1992) observaron una reducción significativa de la intensidad de las notas
típicas vegetales, hecho que no fue traducido en una penalización de la calidad global.
En vinos de la variedad Riesling se observó un aumento del aroma limón, una
disminución del atributo melocotón y similares valores para los atributos de manzana y pera al
someterlo al tratamiento de hiperoxigenación (Schneider, 1996), cuyo aroma fue modificado
sin perder el atributo afrutado. Un incremento de aromas fue observado al someterlo a
maceración, pero se atenuaron con la hiperoxigenación.
Una tendencia ventajosa en la utilización de la hiperoxigenación es una disminución en
el contenido de fenoles volátiles (Dubourdieu y col., 1990; Nicolini y col., 1991) y de
compuestos sulfonados (Guedes de Pinho y col., 1994).
I.1.3. INFLUENCIA DEL ALMACENAMIENTO DE LOS VINOS BLANCOS
Los continuos cambios químicos en la composición del vino durante el
almacenamiento se ven influidos por parámetros como la temperatura, iluminación, posición
de las botellas, oxígeno disuelto y tiempo de almacenamiento. Dichos cambios son variados y
pueden influir en el aroma y color de los vinos (Gómez y col., 1995; González-Viñas y col.,
1996; Pérez-Coello y col., 2003; Recamales y col., 2006).
Durante el almacenamiento de los vinos blancos jóvenes, se producen oxidaciones
debido a la formación de quinonas, las cuales polimerizan para formar macromoléculas de
color amarillo-pardo (Singleton y col., 1987). Según Es-Safi y col. (2000), los flavonoles
evolucionan hacia pigmentos xantilio que contribuyen a la oxidación de los vinos blancos, lo
cual se manifiesta con un aumento de la absorbancia a 400-500 nm. De igual forma, durante el
almacenamiento se produce una disminución de los derivados glicosídicos, debido a su mayor
inestabilidad en comparación con las formas agliconas (Zafrilla y col., 2003).
55
El estudio de la evolución de los compuestos fenólicos y parámetros relacionados con
el color a lo largo del almacenamiento en condiciones de luz y oscuridad, tiene su base en la
posibilidad del fenómeno de fotooxidación, tal y como sucede en el aceite de oliva (Rastrelli y
col., 2002), donde los polifenoles pueden actuar como protectores frente a la fotooxidación.
Calviño y col. (2005) observaron una disminución en la concentración de los
compuestos hidroxicinámicos y flavan-3-oles de diferentes tipos de vinagres en presencia de
oxígeno y en contacto con la luz. De igual forma, el pardeamiento con el tiempo se debe
principalmente al aumento de los compuestos furánicos, favorecido con la temperatura y la
presencia de luz, y cuya formación a partir de los azúcares puede incrementar el color.
Zafrilla y col. (2003) estudiaron las modificaciones en la fracción de compuestos
fenólicos y los cambios asociados en la actividad antioxidante durante el almacenamiento de
vinos a lo largo de siete meses en oscuridad, concluyendo que no hubo diferencias
significativas en el contenido de los ácidos hidroxicinámicos totales. Otros autores notaron
pérdidas significativas (en torno a 35-50%) de flavan-3-oles tras un almacenamiento de un año
en vinos elaborados con uva Albillo (Pérez-Magariño y col., 2001).
En relación a los compuestos responsables del aroma de los vinos, los procesos
oxidativos producen una disminución de algunos compuestos volátiles característicos,
apareciendo nuevos y particulares aromas a vinos envejecidos y/o típicos del deterioro del
vino (Escudero y col., 2002; Lambropoulos y col., 2007). En vinos blancos jóvenes, los
atributos fresco y afrutado se pierden en un periodo de tiempo amplio, pudiendo variar entre
un mes hasta años, dependiendo del tipo de vino y de las condiciones de almacenamiento
(Hernanz y col., 2009). Así, algunos autores han observado cambios relevantes en la
composición volátil después de dos años (Ghisholm y col., 1995), así como pérdida del
atributo afrutado al cabo de 18 meses de almacenamiento en condiciones comerciales
(González-Viñas y col., 1996 y 1998).
La concentración de los compuestos no deseables formados durante el almacenamiento
(TDN y productos procedentes de la degradación de carbohidratos), se ve acelerada por la
exposición a la luz y la temperatura (Marais y col., 1986; Jung y col., 2007), aunque no se
sabe exactamente el mecanismo de actuación de la luz en el pardeamiento de los vinos
(Benítez y col., 2003). Singleton y col. (1987) postularon que el oxígeno es activado por la
56
Introducción
luz, como consecuencia de la presencia de pigmentos fotosensibles o metales como el hierro y
el cobre. Así, se produce la transformación de los compuestos polifenólicos en radicales libres
tipo semiquinonas, responsables del pardeamiento.
La pérdida de aromas frutales, unido al incremento de los atributos especiado y fruta
madura (Pérez-Coello y col., 2003) y la formación de compuestos no deseables, son las
principales causas del deterioro de los vinos blancos. La presencia de furfural (Ho y col.,
1999) y ciertos ésteres de ácidos orgánicos (succinato de dietilo y monoetilo, malato de
dietilo, lactato de etilo) están relacionados con la edad del vino (De Revel y col., 1996; Silva
Ferreira y col., 1996), debido a que la presencia de cantidades elevadas de etanol aumenta la
esterificación de los ácidos orgánicos (Shinohara y col., 1979). Sin embargo, intervienen
débilmente en el bouquet debido a su elevado umbral de detección (Etiévant, 1991).
El carácter frutal debido principalmente a acetatos (Rapp y col., 1993) y ésteres etílicos
de ácidos mono y dicarboxílicos que aparecen durante la fermentación, así como el carácter
floral proporcionado por los terpenos, disminuyendo ambos durante el almacenamiento
(González-Viñas y col., 1996; Pérez-Coello y col., 1999). Así, se forman productos
procedentes de la degradación de carbohidratos y otros productos no deseables (Rapp y col.,
1993), tales como el TDN (1,1,6-trimetil-1,2-dihidronaftaleno), caracterizado por el olor a
queroseno. Dichos cambios ocurren de manera más pronunciada en almacenamientos
sometidos a luz y temperatura (Marais y col., 1986).
Cuando el almacenamiento se lleva a cabo a 20ºC, el contenido en monoterpenos
disminuye de manera considerable respecto al almacenamiento a 10ºC (Di Stefano y col.,
1983; Pérez-Coello y col., 2003). Los niveles de acetatos permanecen constantes a 0ºC y
disminuyen en la conservación a 10ºC y más aún a 30ºC (Marais y col., 1980 y 1986). Según
Edwards y col. (1985), la formación de ésteres etílicos derivados del ácido tartárico fue menor
a 13ºC que a 34ºC.
La estabilidad al almacenamiento depende en gran medida de la variedad de uva
utilizada. Así, los vinos elaborados con la variedad Airén mantienen sus propiedades
organolépticas durante 1-1.5 años en botella (González-Viñas y col., 1999), al igual que los
vinos elaborados con la variedad Riesling (Rapp y col., 1986a). Sin embargo, la variedad
57
Moscatel posee mayor probabilidad de oxidaciones de terpenos, reduciendo en gran medida su
carácter floral (Rapp y col., 1986b; Strauss y col., 1986).
Los vinos almacenados bajo la acción de la luz poseen atributos sensoriales no
deseables, tales como “mofeta”, “repollo cocido” y “cebolla/ajo”, debido a compuestos
azufrados. Los efectos no deseados de la exposición a la luz de los vinos en la fracción
aromática están relacionados con diversos procesos químicos, entre los que la riboflavina
participa en varios de ellos (Andrés-Lacueva y col., 1998; Mattivi y col., 2000).
Debido a la aceleración de las oxidaciones propiciada por el aumento de la
temperatura, Fernández-Zurbano y col. (1995) llevaron a cabo un proceso denominado
“oxidación acelerada”, anteriormente descrito por Singleton y col. (1976), con el fin de
comprobar la susceptibilidad al pardeamiento y cómo afectaban en dicho proceso las
diferentes familias de compuestos fenólicos. El proceso de envejecimiento acelerado consistía
en someter al vino a una temperatura elevada (55ºC) durante un período de tiempo de entre
tres y ocho días. Así se observó que no todos los compuestos fenólicos presentes en el vino
eran autooxidables y, por tanto no contribuían al pardeamiento (Singleton y col., 1979;
Simpson, 1982). Entre estos últimos se encuentran los ácidos hidroxicinámicos (Romeyer y
col., 1985; Fernández-Zurbano y col., 1998), los cuáles están escasamente correlacionados
con el pardeamiento. Este hecho difiere de las conclusiones obtenidas por Cillier y col. (1989)
y Cheynier y col. (1992), los cuales observaron una disminución de los ácidos cafeico y transcaftárico a medida que aumentaba el pardeamiento. Por tanto, la formación de pigmentos
pardos está influenciada por otros compuestos fenólicos que toman parte en las reacciones de
oxidación, tales como flavonoles (Simpson, 1982; Cheynier y col., 1989; Fernández-Zurbano
y col., 1995) y flavan-3-oles (Cheynier y col., 1988 y 1989).
Cutzach y col. (1999) observaron la influencia de dos variables en el envejecimiento
de vinos dulces fortificados, la oxidación y la variedad de uva. La concentración de furfural se
vio afectada por la oxidación, aumentando en presencia de oxígeno, debido a la ruptura de
pentosas y/o por reacción de Maillard. En cambio, la concentración de furoato de etilo no
pareció verse afectada por la oxidación.
La aparición de compuestos nuevos se ve reflejada en los compuestos 5-metilfurfural,
levulinato de etilo, glutarato de dietilo y TDN (Silva-Ferreira y col., 2003), así como dioxanos
58
Introducción
y dioxolanos tales como los isómeros cis y trans del 5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano y 4hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano.
La formación de levulinato de etilo y glutarato de dietilo se ve influida por la presencia
de oxígeno. El levulinato de etilo se forma por la reacción del ácido levulínico (ácido 4oxopentanoico) y etanol presente en el medio. El ácido levulínico se forma por ruptura
mediante calentamiento de D-glucosa, 2-deoxi-D-erytro-pentosa, alcohol furfurílico (Shu y
col., 1995) o HMF (Feather y col., 1973) en medio ácido y es, junto al HMF, el principal
compuesto resultante de la ruptura por calentamiento de azúcares (Hodge, 1967; Popoff,
1976).
O
CH2OH
O
O
HO
O
CH2
HO
O
O
CH3
OH
O
Figura I.8. Formación de ácido levulínico (ácido oxo-pentanoico) a partir de furfuril alcohol.
El glutarato de dietilo resulta de la reacción de esterificación entre el etanol y el ácido
pentanedioico, formándose éste por reacción de la ruptura de ázucares por calentamiento en
presencia de oxígeno.
Escudero y col. (2002) observaron que el acetaldehído producido por oxidación no
variaba significativamente durante el almacenamiento con oxígeno.
59
I.2. MATERIAL Y MÉTODOS
I.2.1. TÉCNICAS DE ELABORACIÓN
Los vinos fueron elaborados a partir de uvas blancas sanas, recolectadas manualmente
en condiciones óptimas de madurez y en perfecto estado sanitario, de las variedades de Vitis
vinifera Airén, Macabeo y Chardonnay, realizados en tres vendimias diferentes en el caso de
Airén (2004, 2005 y 2006). En la vendimia 2005, en la que se realizaron vinificaciones de las
variedades Airén y Macabeo, se llevaron a cabo tanto a escala laboratorio como en bodega
experimental, perteneciente a la Universidad de Castilla-La Mancha (Finca Galiana). El
esquema de vinificaciones se muestra en la Figura I.9.
Las bayas fueron despalilladas e inmediatamente estrujadas y prensadas con una
prensa neumática consiguiendo la óptima separación del mosto de las partes sólidas.
Airén 2004
Airén 2005
O2
O2
MA4 C
MA4 H
MA5 C
Airén 2006
O2
MA5 H
Chardonnay
2006
Macabeo 2005
O2
O2
O2
Hollejos
MA6 C
MA6 H
MA MH
VA6 C
VA6 H
VA6 MH
MMb5 C
MMb5 H
MCh6 C
MCh6 H
VCh6 C
VCh6 H
Evolución
fermentación
VA4 C
VA4 H
L
VA5 LC
B
VA5 BC
VA5 BC-1
L
VA5 LH
B
L
VA5 BH
VA5 BH-1
VMb5 LC
B
VMb5 BC
L
VMb5 LH
VMb5 BC-1
B
VCh6 C-1
VCh6 H-1
VMb5 BH
VMb5 BH-1
Figura I.9. Esquema de vinificaciones e hiperoxigeanción para las variedades utilizadas. M, mosto;
V, vinos; A, Airén; Mb, Macabeo; Ch, Chardonnay; C, Control; H, hiperoxigenados; MH, maceradoshiperoxigenados; L, laboratorio; B, bodega; 1, un año de almacenamiento; osc, oscuridad.
I.2.1.1. Elaboración de vinos a escala bodega experimental
El mosto resultante fue homogeneizado en tanques de acero inoxidable de 1000 L de
capacidad, y 2000L para el mosto de la variedad Airén de la vendimia 2006. Este mosto fue
60
Material y métodos
dividido en fracciones de 250L y bombeado hacia los depósitos para realizar los ensayos
control e hiperoxigenación, por duplicado.
Los depósitos control fueron sometidos a la adición de SO2 en forma de K2S2O7 (50%
de rendimiento en SO2) a razón del 100 mg/L, siendo carente de adición de sulfuroso el mosto
hiperoxigenado. En los depósitos destinados a hiperoxigenación, fue conectado un difusor de
silicona unido a una bala de oxígeno de uso alimentario al inicio de la línea de trasiego. La
cantidad de oxígeno introducida al mosto fue de 50 mg/L. Ambos mostos fueron sometidos a
un desfangado estático a 4ºC durante 48 horas, con el fin de conseguir la separación de las
partes sólidas.
Tras el proceso de desfangado, ambos mostos fueron sometidos a inoculación con una
levadura seleccionada Saccharomyces cerevisiae Bayanus (UCLM S 377, Fould-Springer,
France), hidratada de acuerdo con las especificaciones del fabricante tras la correcta
corrección de la acidez total y pH (pH 3.4).
El progreso de la fermentación fue controlado mediante monitorización de la densidad
y azúcar residual de alícuotas tomadas en intervalos de 2 días, y corroborados mediante
métodos enzimáticos (kits glucosa-fructosa, Boehringer Mannheim, Germany). Igualmente,
fueron utilizados kits para obtener resultados de los ácidos orgánicos como ácido succínico,
ácido málico y ácido cítrico. Todas las fermentaciones se realizaron por duplicado a una
temperatura controlada de 18ºC.
Tras el proceso de vinificación, realizados a una temperatura controlada de 18ºC, a los
vinos procedentes de mostos hiperoxigenados se les añadió SO2 en forma de K2S2O7 antes de
la filtración y embotellado a razón de 60 mg/L. Los vinos fueron almacenados en congelación
hasta su posterior análisis.
La variedad Airén fue elaborada en tres vendimias diferentes (2004, 2005 y 2006), con
el fin de estudiar el efecto de la vendimia sobre el tratamiento de hiperoxigenación. Las
variedades Macabeo y Chardonnay se vinificaron en las vendimias 2005 y 2006,
respectivamente, con el fin del estudio del efecto de la variedad en el tratamiento.
61
I.2.1.2. Elaboración de vinos a escala de laboratorio
Se realizó una experiencia paralela a los vinos realizados en bodega en la campaña
2005 con las variedades Airén y Macabeo, realizando vinificaciones a escala laboratorio,
manteniendo en común la materia prima.
Tras la realización de la hiperoxigenación, y posterior desfangado del mosto a 4ºC
durante 48 horas, se procedió a la inoculación con la levadura seleccionada utilizada en la
elaboración de los vinos a escala bodega experimental (Saccharomyces cerevisiae Bayanus),
en matraces de vidrio de 3L de capacidad, equipados con una válvula Müller, la cual evita,
con la presencia de ácido sulfúrico, el paso de oxígeno a los matraces en fermentación. El
seguimiento de la fermentación alcohólica se realizó por medidas de pérdidas de peso, a una
temperatura constante y controlada de 18ºC. Una vez terminada la fermentación alcohólica,
los vinos fueron trasegados y filtrados a través de filtros de celulosa con un tamaño de poro
0.45 μm. Posteriormente, fueron embotellados y almacenados, de igual forma que los vinos
elaborados en bodega, en congelación hasta su posterior análisis.
I.2.1.3. Elaboración de vinos blancos mediante la técnica de maceración pre-fermentativa y
posterior hiperoxigenación
La técnica de maceración pre-fermentativa fue utilizada para la elaboración de los
vinos de la variedad Airén de la campaña 2006, como proceso previo al tratamiento de
hiperoxigenación.
Tras la recepción de la uva a la bodega y posterior despalillado, la pasta resultante fue
macerada en frío a una temperatura aproximada de 8-10ºC durante un tiempo de 24 horas.
Posteriormente, tras el prensado, se siguió el proceso de vinificación indicado en los vinos
elaborados a escala bodega experimental, obteniéndose vinos a partir de mostos macerados e
hiperoxigenados, vino sólo hiperoxigenados y vinos control.
I.2.1.4. Condiciones de almacenamiento de vinos blancos
Las condiciones de almacenamiento en botella de los vinos blancos, control e
hiperoxigenados, de las variedades Airén, Macabeo y Chardonnay se llevaron a cabo a una
temperatura controlada de 15ºC durante un año y en condiciones de oscuridad. En el caso de
62
Material y métodos
los vinos de la variedad Chardonnay se realizó una experiencia paralela, llevando a cabo de
manera complementaria al almacenamiento en oscuridad, un almacenamiento en condiciones
de luz.
I.2.1.5. Envejecimiento acelerado
La técnica de envejecimiento acelerado se llevó a cabo sobre vinos de la variedad
Chardonnay y fueron sometidos a calentamiento a una temperatura controlada de 50ºC durante
7 días, en condiciones herméticas.
Se procedió al análisis de compuestos volátiles minoritarios de las muestras realizadas
bajo este tratamiento, con el fin de hacer una comparativa con los vinos sin sometimiento a
dicho tratamiento.
I.2.2. TÉCNICAS DE ANÁLISIS UTILIZADAS
I.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales
Las determinaciones de análisis convencionales de pH, acidez total, nitrógeno,
azúcares, grado alcohólico, SO2 libre y total se realizaron según los métodos oficiales de la
OIV (OIV, 1990). Los ácidos orgánicos se determinaron mediante medidas enzimáticas
(Boherhinger) a una longitud de onda de 340 nm con cubetas de plástico de 1 cm de paso
óptico y a temperatura ambiente. En el caso de los vinos elaborados en la vendimia 2006,
Airén y Chardonnay, se realizaron las determinaciones de un mayor número de parámetros,
con el fin de una mejor caracterización de los mismos.
I.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos
a) Análisis espectrofotométricos
El espectrofotómetro utilizado para las determinaciones fue Hewlett Packard 8452A.
63
- Polifenoles totales
La determinación de polifenoles totales fue llevada a cabo mediante el método
propuesto por Mazza y col. (1999), que a su vez fue una modificación del método descrito por
Glories (1979). Mediante dicha técnica espectrofotométrica, se redetermina el contenido de
diferentes familias de compuestos fenólicos, tales como derivados del ácido hidroxicinámico
(320 nm), polifenoles totales (280 nm) y flavonoles (360 nm).
Las muestras fueron previamente filtradas mediante filtros de poliéster de 0.20μm. A
un volumen de 0.5 mL de muestra se le añadió 0.5 mL de una disolución de HCl al 0.1% en
etanol absoluto y 9.1 mL de una disolución de HCl al 2%, también en etanol absoluto. Tras
una homogeneización de la muestra y un tiempo de espera de 15 minutos, fue medida la
absorbancia a 280 nm, 320 nm y 360 nm con cubetas de cuarzo de 1 cm de paso óptico y
utilizando agua bidestilada como blanco con el mismo tratamiento de las muestras.
Para llevar a cabo la cuantificación de estos grupos de compuestos, se utilizaron rectas
de calibrado de las siguientes sustancias patrón (Sigma-Aldrich): ácido gálico en una
disolución etanólica al 10% v/v para la determinación de los polifenoles totales; ácido cafeico
en una disolución de etanol al 10% v/v para la determinación de los derivados del ácido
hidroxicinámico; y quercetina en una disolución al 95% de etanol para la determinación de la
familia de flavonoles. Los resultados se expresaron en mg/L como equivalentes de cada
compuesto patrón.
- Flavan-3-oles
La determinación de la familia de flavan-3-oles fue llevada a cabo mediante el método
propuesto por Amerine y col. (1980), basado en la reacción con la vainillina, dando lugar a un
producto coloreado que puede ser determinado de forma cuantitativa por medida
colorimétrica.
Se fundamenta en la reacción de la vainillina con las posiciones 6 y 8 de los flavan-3oles, leucoantocianos y proantocianidinas, pudiendo reaccionar en este último caso sólo en la
posición 6. Por lo tanto, es una medida global de monómeros, oligómeros y polímeros
derivados de flavan-3-oles.
64
Material y métodos
En un matraz de 25 mL, se añade 2 mL de muestra previamente filtrada, 10 mL de
ácido clorhídrico concentrado y 5 mL de una disolución de vainillina al 1% (p/v) en etanol
absoluto, enrasando con etanol al 96%. Tras veinte minutos de reacción a temperatura
ambiente, se procedió a medir la absorbancia a 500 nm en una cubeta de cuarzo de 1 cm de
paso óptico. Como blanco se utilizó una muestra tratada de la misma forma pero sin adición
de vainillina.
La cuantificación se llevó a cabo usando la recta de calibrado del patrón comercial de
(+)-catequina (Sigma-Aldrich), expresando los resultados en mg/L como equivalentes de (+)catequina.
- Características cromáticas
Las muestras fueron filtradas con filtros de poliéster de 0.20 μm de tamaño de poro y
posterior ajuste de pH hasta 3.6. Los parámetros del sistema CIELAB L*, C*, h*, a* y b* se
calcularon mediante el método simplificado descrito por Pérez Caballero y col. (2003).
Mediante la medida directa de la muestra en cubetas de cuarzo de 1 cm de paso óptico a las
absorbancias de 450, 520, 570 y 630 nm y posterior utilización del programa MSCVES fue
posible la determinación de los parámetros CIELAB L*, C*, h*, a* y b* caracterizando el
color de los vinos.
b) Extracción de los compuestos fenólicos mediante la técnica de extracción en fase sólida
(SPE)
Con el fin de la extracción de los compuestos fenólicos responsables del color del vino
mediante el uso de la técnica de extracción en fase sólida con un sistema de vacío (Supelco),
se utilizaron cartuchos de fase reversa (divinilbenceno-poliestireno) (Sep-pak 500mg C18,
Waters). Todos los solventes empleados fueron de calidad HPLC y el agua empleada fue de
calidad Milli-Q. El proceso fue el que se indica a continuación (Figura I.10):
-
Acondicionamiento del cartucho: Se hizo pasar a través del cartucho 4 mL de
metanol, con el fin de activar el cartucho de SPE. A continuación, se pasan 4 mL
de agua bidestilada con el fin de eliminar el exceso de metanol.
-
Introducción de la muestra: Se hicieron pasar 2 mL de muestra a través del
cartucho, consiguiendo así que los compuestos fenólicos queden retenidos en él.
65
-
Lavado: A continuación, se hicieron pasar 2 mL de agua bidestilada, eluyéndose
así los compuestos solubles en agua, principalmente azúcares, presentes en una
gran cantidad en los mostos y vinos durante la fermentación alcohólica.
-
Elución: Una vez retenidos los compuestos de interés en el cartucho, se procedió a
su extracción mediante el paso de 10 mL de metanol, produciéndose la desorción
de la muestra. Posteriormente, se recogieron en fracciones en tubos de ensayo, y se
homogeneizaron con una pipeta Pasteur.
Posteriormente, se procedió a la introducción de la muestra en un rotavapor, con el fin
de eliminar el exceso de disolvente de extracción, llevándolo hasta sequedad. Se redisolvió en
2 mL del eluyente A, utilizado posteriormente en la separación cromatográfica (87% agua; 3%
acetonitrilo; 10% ácido fórmico).
1
2
3
4
Muestra
Figura I.10. Procedimiento de extracción en fase sólida (SPE).
1. Acondicionamiento; 2. Introducción de la muestra; 3. Lavado; 4. Elucción.
• Analito; • • Interferencias.
c) Análisis mediante Cromatografía de Líquidos de Alta Eficacia acoplada a Espestroscopía
UV-vis y Espectrometría de Masas (HPLC-DAD-ESI-MSn) (método A)
La determinación, identificación y cuantificación de las diferentes familias de
compuestos fenólicos presentes en el vino fue llevada a cabo mediante un cromatógrafo de
líquidos Agilent 1100 Series System (Agilent, Waldbronn, Germany) equipado con un
detector ultravioleta de diodos array (DAD) (G1315B) y un sistema de detección de
espectrometría de masas LC/MSD Trap VL (G2445C VL) dotado de un sistema de ionización
66
Material y métodos
por electrospray (ESI/MSn) y acoplado a un sistema de procesado de datos Agilent Chem
Station (versión B.01.03). Los datos espectrales de masas fueron procesados mediante el
software Agilent LC/MS Trap (versión 5.3). 50 μL de muestra fueron inyectados en una
columna de fase reversa Zorbax Eclipse XDB-C18 (4.6 x 250 mm; 5 μm de partícula;
Agilent), termostatizada a 40ºC.
Eluyentes utilizados
Los eluyentes utilizados fueron una mezcla en diferentes proporciones de
agua/acetonitrilo/ácido fórmico. Todos los disolventes empleados fueron de calidad HPLC y
el agua fue Milli-Q.
Eluyente A: 87:3:10 v/v/v
Eluyente B: 40:50:10 v/v/v
Dichos eluyentes fueron sometidos a ultrasonidos con el fin de eliminar las posibles
burbujas que pudieran interferir en el cromatógrafo de líquidos.
El método utilizado fue el descrito por Castillo-Muñoz y col. (2007). El flujo utilizado
fue de 0.63 mL/min, con el siguiente gradiente de elucción:
Tabla I.1. Gradiente de elución cromatográfica para la identificación de los compuestos fenólicos en
vinos blancos.
Tiempo (min)
% Eluyente A
% Eluyente B
0
15
30
35
38
46
94
70
50
40
40
94
6
30
50
60
60
6
La identificación y cuantificación de las diferentes familias de compuestos fenólicos se
llevó a las siguientes longitudes de onda:
67
- 280 nm para los flavan-3-oles, tales como (+)-catequina, (-)-epicatequina y galato de (-)epicatequina y para el ácido gálico, entre los ácidos benzoicos. Sus concentraciones fueron
calculadas a partir de disoluciones modelo con concentraciones crecientes dentro del rango en
que cabe encontrarlos en vinos blancos (Sigma-Aldrich).
- 320 nm para los derivados de ácidos hidroxicinámicos: ácidos cafeico y trans-caftárico,
ácidos cumárico y cis- y trans-cutárico, ácidos ferúlico y cis- y trans-fertárico, cis- y trans
GRP (ácido 2-S-glutationil-caftárico), y otros derivados del GRP, para los cuáles se utilizó la
recta de calibrado del ácido cafeico. Dichos compuestos fueron de calidad analítica (> 99%)
de la casa comercial de Sigma-Aldrich.
- 360 nm para los flavonoles, tales como quercetina, kaempferol e isoramnetina, así como sus
derivados glucósidicos, glucurónidos y galactósidos. Los estándar comerciales de los
flavonoles 3-glucósidos de quercetina, kaempferol e isoramnetina, 3-galactósido de
quercetina, y las agliconas quercetina y kaempferol fueron obtenidos de la casa comercial
Extrasynthese (Genay, Francia). La aglicona isoramnetina perteneció a la casa comercial de
Sigma (St. Louis, MO). Otros compuestos que carecen de estándar comercial como el 3glucurónido de quercetina fueron amablemente suministrados por Dr. Ullrich Engelhardt
(Instituto de Food Chemistry, Universidad Técnica de Braunschweig, Alemania).
Parámetros del detector espectrometría de masas de trampa iónica con ionización por
electroespray (ESI-MSn)
Para la identificación por ESI-MSn se utilizaron los siguientes parámetros:
- modos de ionización positivo y negativo
- gas de secado: N2, con un flujo de 11 mL/min
- temperatura de secado: 350ºC
- presión del nebulizador: 65 psi (N2)
- voltaje del capilar: -2500 V
- voltaje del capilar de salida, 70 V
- voltaje skimmer 1: 20 V; skimmer 2: 6 V
- rango de escaneado m/z: 50-1200
68
Material y métodos
Rectas de calibrado y coeficientes de regresión
Para el análisis cuantitativo, se utilizaron diferentes rectas de calibrado obtenidas a
partir de disoluciones modelo con concentraciones crecientes de los compuestos seleccionados
para representar a cada familia de compuestos (Tabla I.2.).
-
Familia de compuestos fenólicos en general (280 nm): se utilizaron rectas de
calibrado obtenidas a partir de una disolución modelo con concentraciones
crecientes de los compuestos a analizar, tales como ácido gálico (como derivado
benzoico) y (+)-catequina y (-)-epicatequina como flavan-3-oles. La recta de
calibrado de esta última fue utilizada para la cuantificación del galato de (-)epicatequina.
-
Familia de los derivados de ácidos hidroxicinámicos (320 nm): se utilizaron las
rectas de calibrado de los ácidos hidroxicinámicos para sus correspondientes ésteres
tartáricos (ácido cafeico para el trans-caftárico, el ácido cumárico para los ácidos
trans- y cis-cutárico, y ácido ferúlico para los ácidos trans- y cis-fertárico) ya que
dichos compuestos no están disponibles comercialmente. Para el derivado GRP se
utilizó la recta de calibrado del ácido cafeico, aunque con un rango de
concentraciones más amplio.
-
Familia de flavonoles (360 nm): Se utilizaron rectas de calibrado independientes
para las diferentes agliconas y derivados glucosilados de flavonoles (quercetina,
kaempferol e isoramnetina). Para los derivados glucurónidos y galactósidos, se
utilizaron las rectas de calibrado de los derivados glucosilados, con excepción de la
quercetina, para la que pudo emplearse una recta de calibrado específica en el caso
del glucurónido de quercetina.
En el caso de aquellos compuestos para los que se utilice la recta de calibrado de un
compuesto similar estructuralmente, se realizó la correspondiente corrección de los pesos
moleculares.
La identificación de los diferentes compuestos se llevó a cabo mediante la
comparación de los tiempos de retención de las sustancias patrón inyectadas, así como por
69
similitud entre sus espectros UV-vis y sus espectros de masas con los descritos en la
bibliografía.
Tabla I.2. Concentración (mg/L) de las sustancias patrón de la disolución madre empleadas en las
rectas de calibrado para los mostos y vinos blancos, ecuación de la recta y coeficientes de regresión.
Compuestos
Concentración (mg/L)
Recta calibrado
3
y = (x + 76,73) / 215,05
ácido gálico
7
y = (x + 13,21) / 51,99
(+)-catequina
15
y = (x + 78,51) / 54,65
(-)-epicatequina
10
y = (x + 239,10) / 242,68
ácido cafeico
50
y = (x + 927,67) / 430,94
ácido cafeico (GRP)
5
y = x / 426,36
ácido cumárico
20
y = (x + 20,48) / 343,74
ácido ferúlico
6,5
y = x / 124
quercetina
35
y
= x / 146
glucurónido quercetina
4,25
y = x / 212
kaempferol
28,33
y = x / 146
glucósido kaempferol
3,75
y = x / 122
isoramnetina
25
y = x / 148
glucósido isoramnetina
y =concentración (mg/L); x = área de pico
r2
0,9919
0,9969
0,9968
0,9939
0,9937
0,9998
0,9988
0,9998
0,9999
0,9996
0,9997
0,9998
0,9996
I.2.2.3. Análisis de compuestos volátiles
a) Compuestos volátiles formados de manera mayoritaria durante la fermentación alcohólica
Para el análisis de la fracción de los compuestos volátiles mayoritarios, las muestras
fueron sometidas a centrifugación durante 30 minutos a 12000 rpm y 4ºC. Posteriormente,
fueron pasadas a través de lana de vidrio para eliminar las posibles partículas sólidas.
90 μL de 2-pentanol (Sigma-Aldrich) de concentración 1 g/L fue utilizado como patrón
interno, el cual fue añadido a 1.5 mL de muestra e inyectado directamente al cromatógrafo de
gases.
El cromatógrafo de gases 5890N de la casa comercial Hewlett-Packard fue utilizado
para el análisis, equipado con un detector de ionización de llama y una columna capilar CPWax 57 CB Chromapack (50 m x 0.25 mm d.i. x 0.2 µm de espesor de fase). La temperatura
del inyector y detector fueron de 220 y 250ºC respectivamente. El volumen de inyección fue
de 1μL y el gas de secado fue N2 a un flujo de 1 mL/min. La temperatura del horno fue
programada mediante una rampa de las siguientes características: 40ºC (10 minutos), 4 ºC/min
hasta alcanzar 130 ºC, 5 ºC/min hasta 210 ºC (16 minutos).
70
Material y métodos
Los compuestos identificados de esta forma fueron: acetaldehído, acetato de etilo,
metanol, 1-propanol, isobutanol, 2-metil-1-butanol y 3-metil-1-butanol.
La identificación fue llevada a cabo mediante comparación de los tiempos de retención
con los correspondientes standards comerciales (Sigma-Aldrich, Alemania), llevando a cabo
la cuantificación mediante rectas de calibrados de dichas sustancias patrón puras.
Las rectas de calibrado de los compuestos volátiles mayoritarios fueron realizadas a
partir de disoluciones de vino sintético (solución hidroalcohólica (12% v/v) con la adición de
5g/L de ácido tartárico y ajustado a pH 3.6), con cantidades crecientes de cada una de las
sustancias patrón, utilizando 2-pentanol como patrón interno (1 g/L en etanol absoluto) (Tabla
I.3).
Tabla I.3. Concentración de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos presentes en la
disolución madre utilizada para la recta de calibrado, ecuación de la recta y coeficientes de regresión.
Compuesto
Concentración (g/L) Ecuación de la recta
r2
acetaldehído
acetato de etilo
3.90
4.50
y = 0.50x
y = 0.72x
0.993
0.998
metanol
2.37
y = 0.62x
0.999
1-propanol
2.40
y = 1.10x
0.997
isobutanol
2.40
y = 1.29x
0.998
2-metil-1-butanol
2.46
y = 1.17x
0.999
3-metil-1-butanol
8.10
y = 1.27x
0.999
y.- área pico / área patrón interno
x.- concentración pico / concentración patrón interno
b) Extracción de los compuestos volátiles mediante la técnica de extracción en fase sólida
(SPE)
Los compuestos volátiles minoritarios de mostos y vinos fueron aislados y extraídos
según una modificación del método descrito por Günata y col. (1985) y modificado por
Sánchez-Palomo y col. (2007b). Los mostos y vinos fueron sometidos a filtración por 0.45 μm
mediante filtros MilliPore. Se tomaron 100 mL de muestra, a la que se adicionó 40 μL de 4nonanol de 1g/L de concentración, utilizado como patrón interno. Así, dicha muestra fue
sometida a la técnica de Extracción en Fase Sólida (SPE) usando cartuchos con relleno de 500
mg de fase polar poliestireno-divinilbenceno (LiChrolut EN cartuchos, Merck KGaA,
71
Darmstadt, Alemania), previamente acondicionados. Para ello, 10 mL de diclorometano,
seguidos de 5 mL de metanol y 10 mL hidroalcohólica (10% v/v) fueron pasados a través del
cartucho a razón de 2 mL/min aproximadamente, con el fin de activar los sitios activos de
unión del cartucho.
Tras la adición de los 100 mL de muestra a través de dichos cartuchos, se pasaron 50
mL de agua bidestilada, con el fin de eluir los compuestos volátiles hidrofílicos no deseados,
tales como azúcares. Por último, los compuestos volátiles deseables fueron eluídos con 10 mL
de diclorometano. Los extractos orgánicos obtenidos fueron conservados a -20ºC durante unas
horas con el fin de eliminar las posibles trazas de agua que hayan podido ser eluídas en el
proceso de extracción. Posteriormente, dicha fracción es pasada a través de Na2SO4, que actúa
como desecante, y lana de vidrio, siendo concentrado mediante una corriente de nitrógeno
hasta aproximadamente 200μL, almacenado a -20ºC hasta su posterior inyección en el
cromatógrafo de gases-espectroscopía de masas (GC-MS).
c) Análisis mediante Cromatografía de Gases-Espectrometría de masas
Un cromatógrafo de gases modelo 6890N acoplado a un detector de masas modelo
5973 inert, ambos de la casa comercial Agilent Technologies, fue utilizado para el análisis de
los componentes volátiles minoritarios del aroma, con una columna capilar BP-21 (60.0 m x
0.25 mm d.i. x 0.25 µm espesor de fase).
La temperatura del inyector fue de 250ºC y la utilizada para el horno fue programada
de la siguiente manera: 70 ºC (5 minutos), 1 ºC/min hasta alcanzar 95 ºC (10 minutos), 2
ºC/min hasta 200 ºC (40 minutos). Como gas portador fue utilizado He, a razón de 1 mL/min.
El volumen de inyección fue de 1μL, realizándose en modo splitless y con un solvent delay de
5 minutos, según el método descrito por Sánchez-Palomo y col. (2007a).
La ionización de los compuestos fue realizada en modo de impacto electrónico, a
70eV. La temperatura de la fuente de ionización fue de 230ºC y el rango de adquisición de
masas de 40 a 450 a.m.u.
La identificación de los compuestos fue basada en la comparación de los tiempos de
retención y el espectro de masas de sustancias patrón comerciales procedentes de Sigma72
Material y métodos
Aldrich. La identificación tentativa de aquellos compuestos no disponibles comercialmente se
realizó por comparación de sus espectros de masas con datos espectrales proporcionados
mediante las bibliotecas Wiley G 1035A y NBS75K. En cuanto a la cuantificación, fueron
calculados los factores de respuesta de cada uno de los compuestos presentes en el vino y
mosto (Tabla A.I.1), realizándose el análisis semi-cuantitativo (considerando el factor de
respuesta igual a 1) en el caso de la carencia comercial de algunas sustancias puras.
c) Factores de respuesta
Los factores de respuesta fueron calculados para los diferentes compuestos volátiles,
en función de su presencia en el vino y en el mosto, debido al posible efecto producido por la
matriz utilizada. Así, se calcularon los factores de respuesta de los compuestos presentes en la
Tabla A.I.1, clasificados por familias de compuestos de la misma naturaleza. En el caso de la
aparición de un compuesto del cuál se carece de su factor de respuesta, se tuvo en cuenta
aquél correspondiente al de un compuesto de la misma naturaleza química.
Con el fin de conocer la respuesta del detector frente a los diferentes compuestos y ver
si el efecto de la matriz era importante, se realizó la experiencia sobre vino sintético (12%
etanol absoluto, 5g/L ácido tartárico ajustado a pH=3.6), para el cálculo de los factores de
respuesta para las muestras de vino, así como sobre una matriz de glucosa y fructosa en las
mismas concentraciones presentes en el mosto (120g/L de ambas), ambas experiencias a una
concentración de cada compuesto similar a la presente en vinos y mostos.
I.2.3. ANÁLISIS SENSORIAL
El análisis sensorial descriptivo fue realizado por un panel de catadores entrenado del
área de Tecnología de Alimentos con edades comprendidas entre 25 y 45 años.
Previamente al análisis sensorial descriptivo, se llevó a cabo el entrenamiento en varias
sesiones con pruebas de discriminación y agudeza olfato-gustativa de manera descriptiva.
Una vez generada una lista de atributos individual para cada catador con el fin de
describir el perfil sensorial de los vinos objeto de estudio, se elaboró una lista final, mediante
consenso, de aquellos términos no representativos o confusos, así como sinónimos.
73
Siete términos fueron elegidos por los catadores para definir el perfil sensorial olfativo
de los vinos (fresco, cítricos, floral, manzana verde, afrutado, fruta tropical y plátano), y siete
para definir el perfil gustativo (manzana verde, afrutado, fruta tropical, acidez, astringencia,
cuerpo y amargor), así como la interpretación de la calidad e intensidad del dejo.
Para la evaluación de los descriptores fueron utilizados estándar físico-químicos como
sustancias de referencia que ayudasen a los catadores a establecer patrones de olores y sabores
(Noble y col., 1984, 1987; Ferreira, 2001; González-Viñas y col., 1998).
La intensidad de cada uno de los descriptores fue evaluada mediante una escala no
estructurada de 10 cm, en cuyo extremo izquierdo se encontraba el término “intensidad nula”
y en el derecho el “muy intenso”. Dicha metodología fue previamente ensayada con el fin de
que los catadores se familiarizaran con la misma.
Las sesiones se desarrollaron en una sala de catas normalizada (ISO, 8589-1998)
equipada con cabinas individuales y todos aquellos requisitos exigidos, perteneciente a la
Universidad de Castilla-La Mancha.
Durante la evaluación formal de los vinos, fueron presentados en copas normalizadas
(ISO, 3591-1997), codificados con tres dígitos y cubiertas de un vidrio de reloj hasta su
evaluación sensorial. Todos los vinos fueron evaluados por duplicado y conservados hasta su
servicio a una temperatura entre 8 y 10ºC.
I.2.4. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS
Para el tratamiento de los datos se utilizaron diferentes técnicas de análisis estadístico
mediante el programa de SPSS para Windows en su versión 15.0.
Se aplicó el test de Student-Newman-Keuls y test de la “t” de Student para determinar
las diferencias significativas entre las diferentes muestras de mostos y vinos. El análisis de
componentes principales, calculado a partir de la matriz de correlación, proporcionó una
visión de las similitudes entre los vinos en estudio, con las variables más correlacionadas para
cada componente.
74
Resultados y discusión
I.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
I.3.1. IDENTIFICACIÓN DE COMPUESTOS EN VINOS BLANCOS
I.3.1.1. Compuestos fenólicos
En los vinos blancos objeto de estudio han sido identificados un gran número de
compuestos fenólicos, mediante Cromatografía de Líquidos-Espectrometría de Masas. En
función de la longitud de onda de máxima absorción, han sido clasificados en tres familias
diferentes (Tablas A.I.2-A.I.5).
Entre los compuestos identificados a 280 nm (Figura I.11; Figura I.15b), cabe
destacar la familia de flavan-3-oles y ácidos benzoicos (Figura I.12), tales como (+)catequina, (-)-epicatequina y su galato. Su identificación ha sido corroborada mediante
Espectrometría de Masas con un ión molecular de m/z = 291 mediante ionización de
electrospray positiva (Tabla A.I.2). Dichos compuestos están ampliamente descritos en la
bibliografía (Pérez-Magariño y col., 2004; Hermosín-Gutiérrez y col., 2005; Monagas y col.,
2005b; Jensen y col., 2008).
OH
OH
HO
O
Monómeros
R1
R2
(+)-catequina
H
OH
(-)-epicatequina OH
H
R1
R2
OH
Figura I.11. Estructura de los flavan-3-oles monómeros identificados en los mostos y vinos de uva
blanca.
OH
HOOC
OH
OH
Figura I.12. Estructura del ácido gálico.
A la longitud de onda de 360 nm se han identificados los compuestos pertenecientes a
la familia de flavonoles (Figura I.13; Figura I.15c), compuestos fenólicos responsables del
color amarillo de los vinos (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). En vinos blancos, únicamente
están presentes los derivados disustituidos de los flavonoles (Castillo y col., 2007), que son los
75
que han sido identificados en los vinos objeto de estudio: quercetina, kaempferol e
isoramnetina agliconas (con m/z =303, 287 y 317, respectivamente) así como en sus formas
glicosilasas, en las que participan en gran medida los glucósidos, galactósidos y glucurónidos
(Tabla A.I.3).
R1
OH
HO
O
R1
kaempferol
H
quercetina
OH
isoramnetina OCH3
OH
OH
Flavonoles
O
Figura I.13. Estructura de los flavonoles identificados en mostos y vinos de uva blanca.
A 320 nm han sido identificados los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos,
entre otros (ácido cafeico, ácido p-cumárico y ácido ferúlico), identificados en comparación
con los tiempos de retención de los patrones comerciales, así como mediante la técnica de
espectrometría de masas (Tabla A.I.4; Figura I.14; Figura I.15a).
O
R2O
C
H
R1
C
C
OH
H
TH =
H OOC
HC
OH
HC
OH
C OOH
DAHC
R1
R2
ácido cafeico
OH
H
ácido caftárico
OH
TH
ácido cumárico
H
H
ácido cutárico
H
TH
ácido ferúlico
OCH3
H
ácido fertárico
OCH3 TH
Figura I.14. Estructura de derivados de ácidos hidroxicinámicos (DAHC).
Además de los derivados comentados anteriormente, han sido identificados los
isómeros cis y trans del ácido 2-S-glutationil-caftárico (GRP) y derivados, con una longitud
de onda máxima en torno a 320 nm. Dicho compuesto incoloro, es una vía de limitación del
pardeamiento de los mostos por obstaculizar la formación de la quinona del ácido t-caftárico
(Flanzy, 2003).
76
, S g 3 0,8 e o (
O 006\
O G
C
)
7
mAU
100
a
10
80
6
60
23
40
4
8
11
20
16
12
0
0
, g
,
5 ,
(
)
10
15
20
25
30
35
40
45 min
9
mAU
1
50
40
b
30
20
5
14
10
0
-10
0DAD1C, Sig 360,8Ref off5(HIPEROX2006\HIPEROXIG
10ENAC41.D)
15
20
25
30
35
40
45 min
mAU
13
120
c
100
80
60
15
40
18
20
17
19
20
21
22
0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45min
Figura I.15. Cromatograma del perfil polifenólico de los vinos sometidos a maceración e
hiperoxigenados de la variedad Airén y vendimia 2006, a 320 nm (a), 280 nm (b) y 360 nm (c). Escala
de tiempo de retención en minutos.
77
Los compuestos derivados del GRP, han sido identificados mediante espectrometría de
masas y detección ultravioleta en vinos blancos almacenados durante un año. Así, se han
identificado los siguientes compuestos, cuyos tiempos de retención, espectro ultravioleta y de
masas se exponen en la Tabla A.I.5:
-
isómeros cis y trans- GRP (Figura I.16), con un ión molecular cuya m/z = 618.
-
isómeros de los derivados cis y trans-GRP sin el ácido tartárico o ácido 2-Sglutationilcafeico (Figura I.17), con un ión molecular cuya m/z = 486.
-
éster monoetílico de los derivados cis y trans-GRP, con un ión molecular de m/z =
646, no descritos anteriormente en la bibliografía. La posición de los ésteres etílicos en
la molécula del GRP se desconoce, uniéndose a un radical ácido con las siguientes
posibilidades (Figura I.18):
•
radicales ácidos del ácido tartárico (a)
•
radicales ácidos del glutatión (b).
La estructura ha sido identificada mediante Espectrometrometría de Masas,
teniendo en cuenta el espectro tan similar a los isómeros c- y t-GRP. Además, la
estructura química es 28 unidades superior que la de dichos isómeros, por lo que
podría equivaler a un derivado monoetílico, dado el gran porcentaje de etanol presente
en el medio. Han sido identificados cuatro ésteres monoetílicos del GRP (Figura I.19),
tres de los cuáles corresponden al isómero trans. Dicha afirmación se ha realizado en
comparación con los espectros de masas del cis- y trans-GRP (Figura I.20) ya que, a
diferencia del isómero cis-GRP, el ión m/z = 264 resultante de la fragmentación (entre
otros iones) alcanzó una intensidad elevada en el isómero trans-GRP, al igual que los
ésteres monoetílicos derivados del t-GRP (Figura I.20).
a
b
Figura II.16. Espectro ultravioleta del t-GRP (a) y c-GRP (b), con una longitud de onda de máxima
absorbión de 329 y 315 nm, respectivamente.
78
NH2
COOH
H2C
NH
OC
CH
H
N
CO
H2C
H2C
CH
COOH
CH2
HS
COOH
CH
OH
HC
OH
Figura I.17. GRP sin ácido tartárico o ácido 2-S-glutationilcafeico.
(b)
(b)
NH2
COOH
H2C
NH
OC
CH
H
N
CO
H2C
H2C
C
H
COOH
CH2
(a)
HS
OH
HOOC
CH
OH
O
C
OC
CH
HC
OH
(a)
H
COOH
Figura I.18. GRP y posibles posiciones de los ésteres monoetílicos. (a) en cualquiera de los radicales
ácido pertenecientes al ácido tartárico y (b) al glutatión.
Intens.
mAU
HIPEROXIGEN0116.D: UV Chromatogram, 316-324 nm
5.9
50
7.8
25
9.9
12.4
12.7
15.0 16.9
DAD 320 nm
19.1
25.226.5
0
x10 6
HIPEROXIGEN0116.D: EIC 618 +All MS
5.9
1.0
MS+
7.7
EIC m/z = 618
0.5
0.0
x10 5
9.9
2
12.6
EIC m/z = 486
1
0
x10 5
12.4
3
14.9
1
04
0.0
EIC m/z = 646
19.0
2
16.9
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Time [min]
Figura I.19. Cromatograma a 320 nm y cromatogramas de ión extraído (EIC; modo de ionización
positivo) para el t- y c-GRP (m/z = 6198), t- y c-GRP sin ácido tartárico (m/z = 486) y ésteres etílicos
de t- y c-GRP (m/z = 646) (Tabla A.I.5).
79
Intens.
x10 5
+MS2(618.5), 5.9min #182
2.0
264.0
t-GRP
1.5
489.0
1.0
543.0
0.5
393.1
207.0
600.1
297.0
0.0
200
400
Intens.
x10 5
600
800
1000
m/z
+MS2(618.6), 7.8min #241
489.1
2.5
2.0
c-GRP
1.5
1.0
264.1
0.5
322.0
386.1
543.1
0.0
200
400
Intens.
x10 4
6
600
800
1000
m/z
+MS2(486.4), 10.0min #309
264.0
4
t-GRP -T
2
393.0
145.0
0
207.1
468.1
313.1
200
400
Intens.
x10 4
600
800
1000
m/z
+MS2(646.6), 12.4min #382
264.1
517.1
6
4
c-GRP -T
543.0
2
386.0
236.1
325.1
628.0
0
200
400
600
Intens.
x10 5
800
1000
m/z
+MS2(646.5), 15.0min #464
517.1
0.8
0.6
c-GRP 1Et
0.4
0.2
264.0
386.0
543.0
0.0
200
400
600
800
Intens.
1000
m/z
+MS2(646.4), 16.9min #522
517.1
264.0
6000
4000
t-GRP 1Et 2
571.0
2000
393.1
207.0
468.0
297.0 347.1
628.0
0
200
400
600
800
1000
m/z
Figura I.20. Espectros de masas de los compuestos derivados del GRP: trans- y cis-GRP, trans- y cisGRP sin ácido tartárico (GRP –TH2) y trans- y cis-GRP ester monoetílico (GRP 1Et).
80
I.3.1.2. Compuestos volátiles
Han sido identificados 119 compuestos volátiles responsables del aroma del vino
blanco (Tabla I.4), clasificados en diferentes familias. Entre ellas están la familia de ésteres,
entre los que se engloban acetatos, succinatos y ésteres de cadena larga y corta; alcoholes de
cadena corta, alcoholes de seis átomos de carbono (1-hexanol, (E)- y (Z)-3-hexen-1-ol), ácidos
(de cadena larga y corta), compuestos bencénicos, terpenos, lactonas y C13-norisoprenoides.
En la Figura I.21 se muestra un cromatograma de compuestos volátiles de un vino
Airén de la vendimia 2006.
TIC: VINOAIRENMH1+CC.D
86
6e+07
5.5e+07
96
108
5e+07
4.5e+07
80
105
4e+07
8
3.5e+07
31
3e+07
2.5e+07
5
22
57 63
21
2e+07
40
1.5e+07
1e+07
5000000
4
64
68
11
18
25
104
83
52
95
101
111
117
0
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
Figura I.21. Cromatograma del perfil aromático de los vinos macerados e hiperoxigenados de la
variedad Airén de la vendimia 2006.
Durante el tratamiento de envejecimiento acelerado, se identificaron una serie de
compuestos que no estaban presentes en el vino original, entre los cuáles destacan diversos
dioxanos y dioxolanos (cis- y trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano y cis- y trans-4-hidroxi-2metil-1,3-dioxolano, entre otros) (Figura I.22), 3-hidroxi-ß-damascona, 3-oxo-α-ionol y el
TDN (Figura I.23). Tal y como ha sido comentado anteriormente, dichos compuestos han
sido identificados en vinos de Oporto (Williams y col., 1983; De Revel y col., 1996), en vinos
de Jerez (Brock y col., 1984) y en vinos del Jura (Etiévant, 1979), elaborados bajo condiciones
oxidantes.
81
Abundance
Abundance
Scan 5519 (31.826 min): ENVEJ ACEL CHARD C1-1 7D-55ºC.D
44
44
240000
46000
44000
220000
42000
40000
OH
103
200000
38000
36000
O
34000
a
CH3
O
32000
O
b
CH3
O
HO
180000
160000
30000
28000
140000
26000
24000
103
120000
22000
20000
100000
18000
80000
16000
57
14000
88
88
12000
60000
117
57
10000
40000
8000
6000
73
2000
0
Abundance
40
45
50
69
61
49 53
40
35
60
65
84
77
65
55
70
117
20000
4000
75
80
85
95
90
99
110
125
51
0
Abundance
95 100 105 110 115 120
m/z-->
69 75 81
62
95
109
123 131
35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100105110115120125130
m/z-->
60000
16000
c
15000
14000
50000
13000
d
O
O
11000
CH3
43
10000
35000
87
9000
30000
8000
57
25000
55
7000
88
6000
20000
5000
15000
97
60
4000
3000
10000
117
5000
0
103
43
12000
CH3
40000
O
O
45000
71
117
HOH2C
HOH2C
55000
103
69
49
65
2000
75
81
92 97
108
123
1000
131
0
35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100105110115120125130
m/z-->
131
83
50
65
77
111
126
136
35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100105110115120125130135
m/z-->
Figura I.22. Espectros de masas de los dioxanos y dioxolanos presentes en las muestras sometidas a
envejecimiento acelerado. (a) cis-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano; (b) trans-5-hidroxi-2-metil-1,3dioxano; (c) cis-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano; (d) trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano.
El TDN (Figura I.23) es un compuesto formado en los vinos a través de reacciones
ácido-catalizadas a partir de varios precursores C13-norisoprenoides, glicosilados y/o no
glicosilados (Versini y col., 1996; Sefton y col., 1993). Dicho compuesto posee un olor a
queroseno característico (Strauss y col., 1986) y ha sido detectado por otros autores en el
zumo de uva y en vinos de la variedad Chardonnay que habían sufrido un tratamiento térmico
particular (Somers y col., 1990; Leino y col., 1993; Francis y col., 1994) y su concentración
aumenta con el tiempo y temperatura de almacenamiento, naturaleza de la cepa y región de
cultivo (Marais y col., 1992).
82
Tabla I.4. Tiempo de retención de los compuestos volátiles identificados en vinos blancos mediante
GC/MS.
Nº
Tiempo
(min)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
5,85
6,40
6,57
6,95
7,95
8,45
8,69
12,43
13,02
13,15
14,22
14,44
14,63
15,92
16,68
16,95
17,21
17,51
17,81
18,42
19,22
19,66
20,35
21,33
21,96
22,11
22,41
23,62
24,51
25,35
25,93
27,42
27,57
27,89
28,44
28,68
28,91
29,43
29,44
30,09
31,06
34,36
34,51
34,89
35,46
37,13
37,70
38,61
39,22
40,03
40,61
41,42
43,24
45,83
47,13
47,33
48,09
48,49
48,64
49,11
Compuestos
butirato de etilo
3-metil butanoato de etilo
pentanoato de etilo
2-metil-1-propanol
acetato de 3-metil-1-butanol
1-butanol
1,4-dimetil benceno
hexanoato de etilo
1-pentanol
3-metil-3-buten-1-ol
acetato de hexilo
piruvato de etilo
1-hepten-4-ol
3-hexanoato de etilo
4-metil-1-pentanol
3-hexen-1-ol acetato
(Z)-2-penten-1-ol
3-metil-1-pentanol
heptanoato de etilo
6-metil-5-hepten-2-ona
lactato de etilo
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
3-etoxi-1-propanol
(Z)-3-hexen1-ol
octanoato de metilo
3-octanol
(E)-2-hexen-1-ol
(Z)-2-hexen-1-ol
2-hidroxi-3-metil butanoato de etilo
octanoato de etilo
1-octen-3-ol
hexanoato de pentilo
1-heptanol
butadienol
ácido acético
cis-óxido de linalilo forma furano
2-hidroxi-4-metil-pentanoato de metilo
furfural
4-nonanol (p.i.)
2-etil-1-hexanol
2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona
benzaldehído
2-metil tetrahidrotiofenona
nonanoato de etilo
4-metil-2-hidroxi-pentanoato de etilo
linalol
diacetato de 1,2 etanediol
1-octanol
3-metiltiopropanoato de etilo
2-hidroxi propanoato de pentilo
ácido isobutírico
decanoato de metilo
hotrienol
furoato de etilo
γ-butirolactona
decanoato de etilo
ácido butirico
butanedioato de etil metilo
acetofenona
Nº
Tiempo
(min)
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
72
73
74
75
76
77
78
79
80
81
82
83
84
85
86
87
88
89
90
91
92
93
94
95
96
97
98
99
100
101
102
103
104
105
106
107
108
109
110
111
112
113
114
115
116
117
118
119
49,73
50,78
52,15
52,48
52,93
53,60
53,88
55,67
55,90
57,12
59,42
59,82
60,52
60,53
61,13
62,27
62,71
62,78
64,34
65,17
65,74
66,25
66,79
67,52
67,93
69,33
70,82
71,15
71,72
72,22
72,93
73,75
74,98
75,73
76,19
77,27
78,73
81,84
82,14
83,21
83,63
84,23
85,16
85,58
87,14
88,22
90,54
92,45
92,62
94,18
96,41
98,16
100,52
100,92
102,63
105,24
119,78
122,31
126,39
Compuestos
octanoato de 3-metil butilo
acetato de 1,3-propanediol
ácido isovalerico
succinato de dietilo
9-decenoato de etilo
α-terpineol
γ-caprolactona
3-metil tiopropanol
5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona
ácido 3-metil tiopropanoico
citronelol
4-metil octanoato de metilo
nerol
benceneacetato de etilo
2,7-dimetil-4,5-octandiol
ß-damascenona
acetato de 2-fenil etilo
4-hidroxi butirato de etilo
laurato de etilo
ácido hexanoico
guaiacol
geraniol
alcohol bencílico
acetato de 1,3-propanodiol
3-hidroxihexanoato de etilo
2-fenil etanol
benzotiazol
2,6-dimetil-3,7-octadien-2,6-diol
(E)-ácido 3-hexenoico
3,7-dimetil-1-octen-3,7-diol
5-etoximetilfurfural
γ-nonalactona
pantolactona
malato de dietilo
ácido octanoico
3-hidroxi dodecanoato de etilo
2-fenil benceneacetato de etilo
glutarato de etilo
δ-decalactona
4-vinilguaiacol
2,5-bis (1,1) dimetil etil tiofeno
γ-undecalactona
ácido decanoico
ácido geránico
monosuccinato de dietilo
2,3-dihidro-benzofurano
ácido benzoico
ácido dodecanoico
benzenopropanoato de etilo
vainillina
ácido benceneacético
n-ethyl-N-phenyl-acetamida
4-metoxifenol
zingerona
ácido bis (2-etilhexil) hexanedioco
metil vainillil éter
83
Scan 10763 (56.765 min): ENVEJ ACEL CHARD C1 1 7D 55 C.D
45000
40000
157
35000
30000
25000
142
20000
15000
10000
172
115
5000
128
103
94
135
0
100
110
120
130
140
149
150
191
165
160
170
180
190
207
200
210
220
230
240
m/z-->
Figura I.23. Espectro de masas del TDN.
I.3.2. ESTUDIO DEL EFECTO DE LA HIPEROXIGENACIÓN SOBRE LA
FRACCIÓN POLIFENÓLICA Y CROMÁTICA DE VINOS BLANCOS
I.3.2.1. Evolución durante la fermentación alcohólica de los vinos control e
hiperoxigenados de la vendimia Airén 2004
a) Determinaciones analíticas convencionales
En la vendimia del año 2004 de la variedad Airén, se realizaron diversos análisis
convencionales, así como aquellos relacionados con el color y el aroma de los vinos, a las
muestras a lo largo de la fermentación, con el fin de elucidar la influencia del tratamiento de
hiperoxigenación a lo largo de la misma.
La Figura I.24 muestra la evolución de los azúcares y ácidos orgánicos para los
mostos control e hiperoxigenados durante la fermentación alcohólica. Los gráficos a), c) y f)
ponen de manifiesto que la fermentación de los mostos sometidos a hiperoxigenación fue más
vigorosa y rápida que la correspondiente a los mostos control.
Los cambios producidos en el contenido de glucosa y fructosa, nitrógeno total y ácido
succínico durante la fermentación alcohólica fueron más rápidos para los mostos
hiperoxigenados. Debido al gran aporte de oxígeno debido al tratamiento de hiperoxigenación,
las levaduras realizan un metabolismo mucho más rápido y vigoroso, consumiendo a mayor
velocidad los compuestos glucosa, fructosa y nitrógeno total (Bely y col., 1990 y 1994;
Sablayrolles y col., 1986). De igual forma, el ácido succínico, uno de los subproductos
mayoritarios de la fermentación, es formado en mayor concentración en los vinos procedentes
de mostos hiperoxigenados. La concentración del ácido succínico (gráfico c) se vio
84
incrementada durante el estado exponencial de fermentación, para posteriormente permanecer
150
a
Conc. ác. cítrico
(g/L)
Conc. G+F (g/L)
prácticamente constante para ambos vinos, al igual que el nitrógeno total.
b
0,4
0,35
100
50
0,3
0,25
0
0
3
6
9
12
15
18
0,2
0
21
3
6
9
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
3
18
21
Control fructosa
Control (ác. anhídro)
Hiperox (ác. anhídro)
Hiperox glucosa
Hiperox fructosa
Control (ác. monohidratado)
Hiperox (ác. monohidratado)
6
9
12
15
18
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
d
0
21
3
6
Control
9
12
15
18
21
t (días)
t (días)
Control
Hiperox
Hiperox
0,8
5
e
4
NT (g/L)
Conc. ác. tartárico
(g/L)
15
Control glucosa
c
0
12
t (días)
Conc. ác. málico (g/L)
Conc. ác. succínico (g/L)
t (días)
3
2
1
0
f
0,6
0,4
0,2
0,0
0
3
6
9
12
t (días)
15
18
21
0
5
10
15
20
t (días)
Figura I.24. Evolución durante la fermentación de los azúcares glucosa y fructosa (a), ácidos
orgánicos (b-e) y nitrógeno total (f) de la variedad Airén de la vendimia 2004 para las muestras control
e hiperoxigenadas.
A lo largo de la fermentación, los ácidos cítrico y málico procedentes de la uva
permanecieron generalmente constantes y sus concentraciones fueron similares para ambos
tratamientos, tal y cómo se muestra en los gráficos b) y d). Otras reacciones pueden darse
lugar durante la fermentación maloláctica en el caso del ácido málico (aunque no es habitual
en vinos blancos), transformándose en ácido láctico, o por infecciones bacterianas (RibéreauGayon y col., 2000a).
85
Por otro lado, el ácido tartárico procedente de la uva (gráfico e) sufrió una disminución
a lo largo de la fermentación, probablemente debido a su precipitación en forma de sales de
potasio o calcio ya que la solubilidad de éstos disminuye con el aumento del porcentaje de
etanol en el medio (Ribèreau-Gayon y col., 2000b).
La Tabla I.5 muestra los resultados obtenidos de acidez total (AT), pH, acidez volátil
(AV) y nitrógeno total (NT) de los mostos a lo largo de la fermentación alcohólica. El
seguimiento de la fermentación se realizó mediante medidas de densidad, cuya disminución y
posterior mantenimiento hizo patente la finalización de la misma. Dichos índices fueron
calculados con el fin del conocimiento del estado inicial del mosto, así como control de
fermentación.
Tabla I.5. Análisis convencionales de los mostos y vinos en fermentación de la variedad Airén de la
vendimia 2004.
AV (g/L)
t (días)
0
3
7
9
12
14
16
19
Control
0,19
0,33
0,46
0,53
0,55
0,59
0,64
Hiperox
0,32
0,35
0,50
0,68
0,72
0,72
0,74
AT (g/L)
Control
2,89
4,76
4,54
4,99
4,65
4,13
4,73
5,10
Hiperox
2,98
5,68
4,84
4,14
4,48
5,33
5,10
5,40
pH
Control
3,86
3,39
3,8
3,46
3,42
3,70
3,42
3,34
Hiperox
3,86
3,48
3,64
3,48
3,52
3,37
3,36
3,13
NT (g/L)
Control
0,67
0,69
0,57
0,39
0,45
0,34
0,33
0,30
Hiperox
0,70
0,52
0,52
0,40
0,44
0,43
0,40
0,29
Durante la fermentación alcohólica se produjo una disminución del pH y un
consecuente aumento de la acidez total entre el mosto y el vino final, debida a la formación de
ácidos orgánicos así como otros substratos. De igual forma, se observa un aumento de la
acidez volátil a lo largo de la fermentación, no sobrepasando el límite legal establecido (1.2
g/L). No fueron detectadas diferencias en los valores de pH entre las muestras control e
hiperoxigenadas, pero sí son destacables en los valores de acidez total y volátil. Al inicio de la
fermentación alcohólica, tras la adición de ácido tartárico a los mostos (lo cuál se manifiesta
en el aumento de la acidez total), ambos parámetros sufren un aumento para los vinos
procedentes de mostos hiperoxigenados, probablemente propiciado por el aumento de ácidos
orgánicos (ácido acético en el caso de la acidez volátil) en este primer estadío de la
fermentación, y cuya variación se mantiene constante hasta los vinos terminados.
86
La concentración de nitrógeno total presente en los mostos de la variedad Airén,
dependiente en gran medida de las condiciones de fertilización de las vides (Spayd y col.,
1994) y de las características del suelo y la pluviometría, se mantuvo dentro de los valores
óptimos para la realización de una correcta cinética de fermentación alcohólica (RibèreauGayon y col., 2000). A lo largo de la misma fue observada una disminución del nitrógeno
total, propiciado por el consumo por parte de la levadura (Flanzy, 2003). Al inicio de la
fermentación alcohólica, el consumo de nitrógeno total fue superior en los mostos
hiperoxigenados en fermentación, debido a la fermentación más vigorosa con motivo de la
presencia de oxígeno. Posteriormente, la concentración de nitrógeno total fue equilibrada para
los vinos con y sin tratamiento de oxigenación previa.
b) Evolución de los compuestos polifenólicos durante la fermentación
La Figura I.25 muestra las gráficas de evolución de las diferentes familias de
compuestos fenólicos obtenidas mediante espectrofotometría (fenoles totales, derivados
hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos, flavonoles y flavan-3-oles) para los mostos control e
hiperoxigenados a lo largo de la fermentación de la variedad Airén correspondiente a la
vendimia 2004.
De manera general, se produjo una ligera disminución gradual de los compuestos
fenólicos a lo largo de la fermentación para ambos tratamientos, siendo más pronunciada para
los flavan-3-oles.
La hiperoxigenación de los mostos produjo una disminución en todas las familias de
compuestos fenólicos, la cuál se vio reflejada a lo largo de la fermentación alcohólica hasta
los vinos terminados. Este hecho es debido a la facilidad de oxidación debida al tratamiento de
hiperoxigenación de los compuestos fenólicos a quinonas, que tras una polimerización,
producen pigmentos pardos que son eliminados mediante precipitación (Ricardo-da Silva y
col., 1993; Zironi y col., 1997; Schneider, 1998). Tanto los vinos control como los
procedentes de hiperoxigenación tuvieron el mismo perfil de evolución de compuestos
fenólicos.
87
a
200
Conc. ésteres
tartáricos (mg/L)
Conc. fenoles totales
(mg/L)
150
100
50
0
0
3
6
9
12
15
18
b
60
50
40
30
20
10
0
0
21
3
6
9
t (días)
Hiperox
Control
c
50
Conc. flavan-3-oles
(mg/L)
Conc. flavonoles
(mg/L)
Control
40
30
20
10
0
0
3
6
9
12
15
t (días)
Control
12
15
18
21
t (días)
18
21
Hiperox
30
25
20
15
10
5
0
d
0
3
6
9
12
15
18
21
t (días)
Hiperox
Control
Hiperox
Figura I.25. Concentración de las familias de compuestos fenólicos medidas
espectrofotométricamente durante la fermentación alcohólica de los vinos control e hiperoxigenado de
la variedad Airén de la vendimia 2004.
Considerando el ratio control/hiperoxigenado, se observa que es constante al principio
y al final de la fermentación para todas las familias de compuestos fenólicos, con excepción
de los flavan-3-oles, donde dicha relación al final de la fermentación fue mayor que
inicialmente. Este hecho puede deberse a la producción de polimerizaciones de flavan-3-oles
con el tiempo de fermentación, los cuáles precipitan posteriormente, produciendo así una
disminución de dichos compuestos en los vinos procedentes de hiperoxigenación debido a la
presencia del oxígeno. Según esto, y haciendo referencia a los flavan-3-oles identificados
mediante HPLC, es la (+)-catequina la que sufre una gran disminución para los vinos
procedentes de mostos hiperoxigenados (alrededor de un 70%). De igual forma, las paredes
celulares de las levaduras adsorben compuestos fenólicos (Bonilla y col., 2001; LópezToledano y col., 2006 y 2004; Schneider, 1998), teniendo particularmente más afinidad y
especificidad por los flavan-3-oles y compuestos pardos coloreados (Razmkhab y col., 2002;
Fabios y col., 2000).
Como consecuencia de la introducción de oxígeno al mosto, éste disminuye
considerablemente en la concentración de compuestos fenólicos, sobre todo en ésteres
tartáricos de ácidos hidroxicinámicos (56%), seguido de fenoles totales y flavonoles (38% y
28%, respectivamente). No hubo grandes variaciones en la familia de flavan-3-oles. La
88
diferencia de concentración entre mostos en fermentación control e hiperoxigenado fue
mantenida a lo largo de todo el proceso para los ésteres tartáricos y fenoles totales,
aumentando dicha diferencia para los flavonoles (20%) y flavan-3-oles (26%).
En la Figura I.26 se muestran las características cromáticas a lo largo de la
fermentación, utilizando para ello el sistema CIELAB.
Las mayores diferencias encontradas se dieron lugar en el mosto y primeros estadíos
de la fermentación. En el caso de los mostos control, se observó una disminución del
parámetro b*, el cuál representa la gama de colores desde los amarillos (+b*) hasta los
azulados (-b*), por lo que a lo largo de la fermentación fue observado una menor apreciación
de tonos amarillentos (Hermosín, 2003), así como una disminución de la cromaticidad C*. El
parámetro a*, que representa los valores correspondientes desde el rojo (con valores positivos)
al verdoso (con valores negativos), se mantuvo más o menos constante a lo largo de la
fermentación. Un aumento de la luminosidad (L*) y del tono (h*) fueron observados a lo largo
de la fermentación, con valores elevados.
El efecto del tratamiento de hiperoxigenación sobre el color de los mostos se vio
evidenciado mediante las características cromáticas. El pardeamiento producido por la adición
de oxígeno se hizo patente al observarse el elevado valor de los parámetros a* y b* en los
mostos, los cuáles contribuyen en gran medida a las componentes roja y amarilla. Los valores
de luminosidad L* del mosto hiperoxigenado fueron bajos (86.3), que se vieron aumentados a
los pocos días del inicio de la fermentación para mantenerse en un valor constante, elevado y
mayor que para los controles correspondientes para los vinos finales. Los parámetros a* y b*
se mantuvieron con valores menores para los vinos hiperoxigenados durante la fermentación y
en los vinos terminados, lo cual evidencia el color menos amarillo y más verdoso para los
vinos con dicho tratamiento.
89
100
98
96
94
92
90
88
86
84
1,00
0,50
a*
L*
0,00
0
5
0
5
10
15
20
15
20
15
20
-1,00
t (días)
Control
t (días)
Hiperox
Control
100
30
98
25
96
Hiperox
20
94
b*
h*
10
-0,50
92
15
10
90
5
88
0
86
0
5
10
15
0
20
5
Control
10
t (días)
t (días)
Control
Hiperox
Hiperox
30
25
C*
20
15
10
5
0
0
5
10
15
20
t (días)
Control
Hiperox
Figura I.26. Evolución durante la fermentación de las características cromáticas de los vinos control e
hiperoxigenado de la variedad Airén de la vendimia 2004.
Mediante el análisis por Cromatográfia de Líquidos-Espectrometría de Masas, se han
identificado diversos compuestos fenólicos pertenecientes a diferentes familias (Tabla A.I.2A.I.5), tales como ácidos benzoicos, flavan-3-oles, flavonoles y ésteres y ácidos
hidroxicinámicos.
Según ha descrito Wulf y col. (1980) y Cheynier y col. (1986), puede observarse la
carencia de flavonoles en los mostos Airén de la vendimia 2004, debido a su presencia
exclusiva en los hollejos, al igual que flavan-3-oles (Park y col, 1995), con una elevada
concentración en las pepitas y ciertas células del hollejo.
90
A lo largo de la fermentación, se produce una disminución en los isómeros t y c-GRP,
producido por las reacciones de hidrólisis que tienen lugar durante la fermentación (Günata y
col., 1986), en detrimento de un aumento de ácido cafeico y ácido t-caftárico. Se ve
disminuida la concentración de ácido gálico, a cambio de un aumento en la concentración de
galato de epicatequina, así como del resto de flavan-3-oles en los primeros estadíos de la
fermentación, lo cuál puede deberse a los fenómenos de difusión producidos durante el
estrujado y prensado de la uva (Macheix, 1991; Linskens y col., 1988).
En la fermentación de los mostos control, se observa una variabilidad de la evolución
de los derivados de ácidos hidroxicinámicos, permaneciendo constante en el caso de los
mostos hiperoxigenados en fermentación. La concentración de dichos compuestos en los vinos
procedentes de hiperoxigenación fue siempre inferior a la de sus correspondientes controles
(Castro y col., 2000; Zironi y col., 1997).
Considerando exclusivamente los valores iniciales del mosto y vino terminado, para
los vinos control se observó un aumento del ácido t-caftárico y los t y c-cutárico del mosto al
vino terminado, sucediendo lo contrario con los derivados t y c-fertáricos, permaneciendo
éstos a una concentración constante para los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados.
Este hecho se corrobora con Schneider (1998), el cuál afirma que durante el desfangado de
mostos hiperoxigenados es retirada una gran cantidad de compuestos fenólicos, responsables
posteriormente del pardeamiento de los vinos blancos.
De igual forma, puede observarse que los compuestos más afectados por el tratamiento
de hiperoxigenación fueron los correspondientes a los derivados de los ácidos
hidroxicinámicos, sobre todo el ácido t-caftárico y los derivados t y c-GRP y ácido cutáricos,
y en menor medida los isómeros t y c-fertáricos. Comparando con los valores obtenidos
espectrofotométricamente, se observó la misma tendencia, es decir, una disminución brusca en
los primeros estadíos de la fermentación, para mantenerse después más o menos constante,
siempre con valores de concentración inferiores para los vinos procedentes de mostos
hiperoxigenados.
Según la Tabla A.I.6, inicialmente, son algunos de los compuestos fenólicos con
absorbancia máxima a 320 nm los que sufren mayores modificaciones como consecuencia del
tratamiento de hiperoxigenación. Comparando ambos tratamientos para cada punto de la
91
fermentación, a partir de los días 7º-9º de fermentación se observaron diferencias en la
mayoría de los compuestos fenólicos, las cuáles se mantienen a lo largo de la misma hasta el
vino terminado. Dichos compuestos fenólicos corresponden a los ácidos hidroxicinámicos y
sus ésteres tartáricos (el ácido cafeico, los derivados t- y c-GRP y cutáricos y el t-caftárico),
(+)-catequina como flavan-3-ol, ácido gálico y los derivados glucósidos de la quercetina e
isoramnetina como flavonoles.
I.3.2.2. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2004
En la vendimia de 2004 se sometieron a hiperoxigenación mostos de la variedad Airén.
El vino obtenido de este mosto hiperoxigenado, junto con un control elaborado sin dicho
tratamiento, fue analizado tras su embotellado y después de un año de almacenamiento. En la
Tabla A.I.7 se muestran las concentraciones de los compuestos fenólicos identificados y
características cromáticas de los vinos control e hiperoxigenados Airén de la vendimia 2004, y
al año de almacenamiento, así como el tratamiento de Student-Newman-Keuls aplicado.
Los resultados analíticos de los compuestos fenólicos y variables de color de los
mostos y de los vinos fueron sometidos a un Análisis de Componentes Principales (Tabla I.6;
Figuras I.27 y I.28), donde los tres primeros componentes principales explicaron un 81.3% de
la varianza total explicada. De esta forma, se ha podido extraer información de cuáles son los
efectos de la hiperoxigenación en la composición fenólica y el color tanto del mosto como del
vino, así como el efecto del almacenamiento en estos parámetros analíticos en función de si el
vino fue obtenido con un tratamiento previo de hiperoxigenación o no.
Según la Tabla I.6, el componente principal 1 separó los mostos de los vinos,
independientemente del tratamiento de hiperoxigenación, con concentraciones superiores en
los mostos de flavan-3-oles, algunos derivados de ácidos hidroxicinámicos (ácido t-fertárico,
ácido ferúlico y ácido cafeico) y los isómeros del GRP. Las variables más correlacionadas con
el CP2 separaron las muestras según el tratamiento de hiperoxigenación, con concentraciones
menores de las medidas espectrofotométricas globales de polifenoles totales, derivados de
ácidos hidroxicinámicos y flavonoles, entre otros. Por otro lado, los mostos sometidos a
hiperoxigenación estuvieron negativamente influidos por las variables más correlacionadas
con el CP3.
92
Tabla I.6. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en
compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color correspondientes a las muestras de los
mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2004.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
33.3
CP-2
CP-3
Variables
Loadings
33.3
t-GRP
c-GRP
t-fert
fer
caf
gal
epi
gal epi
flavan-3-oles
0,988
0,886
0,838
0,877
-0,870
0,931
-0,885
-0,883
0,811
26.0
59.3
flavonoles
Q
DAHC
t-cut
t-GRP 1Et 2
PFT
0,897
0,889
0,896
0,894
0,876
0,858
22.0
81.3
Q-3-glcU
a*
L*
b*
C*
0,952
-0,938
0,869
-0,863
-0,863
El tratamiento de hiperoxigenación provocó en el mosto Airén de la vendimia de 2004
la diferenciación respecto a su mosto control (no hiperoxigenado) en las variables que más se
correlacionaron con las Componentes Principales (CP) 1, 2 y 3 (Figuras I.27 y I.28). Es decir,
los mostos hiperoxigenados, por un lado, mostraron un color más oscuro (menor valor de L*),
con una tonalidad amarillo-marrón más acusada (mayores valores de a* y b*) (Figura I.28)
(Schneider, 1998). Estos cambios se debieron fundamentalmente a la oxidación de
compuestos fenólicos que terminaron polimerizando y produciendo pigmentos pardos
(Fernández-Zurbano y col., 1995).
93
AIRÉN 2004
2,0
MA4 C
MA4 H
VA4 C
VA4 H
VA4 C-1
VA4 H-1
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP 1
Figura I.27. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados
(H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004 (4), así como de los vinos almacenados durante un
año (1) en el espacio determinado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2)
obtenidas en el análisis de los datos del contenido en compuestos fenólicos.
En general, el mosto hiperoxigenado tuvo un menor contenido en compuestos
fenólicos totales, siendo los compuestos fenólicos que más se afectaron por el tratamiento de
hiperoxigenación los derivados de ácidos hidroxicinámicos (Tabla I.6) (Castro y col., 2000).
Así, los mostos hiperoxigenados tuvieron un contenido menor en la medida global de
derivados hidroxicinámicos (DAHC) y, consecuentemente, en el contenido de los compuestos
individuales de esta familia: t- y c-GRP, éster monoetílico 2 del t-GRP, ácidos t-fertárico y
ferúlico, ácido t-cutárico, correlacionados con la CP1. En cambio el contenido en ácido
cafeico fue mayor en el mosto hiperoxigenado (Tabla I.6). Esta aparente discrepancia podría
explicarse por la posibilidad de reoxidación del GRP: cuando el ácido cafeico se oxida, el
glutatión que haya en el medio puede reaccionar con la quinona del ácido cafeico,
restituyendo en el producto GRP el grupo orto-difenol, que puede oxidarse de nuevo y al que
se puede unir una segunda molécula de glutatión o reaccionar con otros compuestos fenólicos
desembocando en pigmentos polimerizados de color pardo (Salgues y col., 1986; Flanzy,
2003). Este hecho podría explicar por qué los mostos hiperoxigenados pueden presentar a la
94
vez un menor contenido en GRP y un mayor contenido en ácido cafeico, respecto al mosto sin
hiperoxigenar. Otros compuestos fenólicos que se vieron afectados por la hiperoxigenación
fueron los flavan-3-oles, produciéndose una disminución (Ricardo-da-Silva y col., 1993),
aunque las concentraciones individuales de (-)-epicatequina y de su éster con el ácido gálico
fueron mayores en el mosto hiperoxigenado. También disminuyeron por la hiperoxigenación
el contenido en el mosto de los flavonoles, en particular de 3-glucurónido de quercetina y de
la quercetina libre.
AIRÉN 2004
MA4 C
MA4 H
VA4 C
VA4 H
VA4 C-1
VA4 H-1
2,0
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP 1
(H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004 (4), así como de los vinos almacenados durante un
año (1) en el espacio determinado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis
de los datos del contenido en compuestos fenólicos.
Los pigmentos pardos producidos en la hiperoxigenación del mosto por la oxidación
de los compuestos fenólicos más susceptibles a ello se separaron en los fangos que se retiraron
para continuar con la elaboración de los vinos. Por ello, el vino resultante de la
hiperoxigenación previa del mosto se diferenció fundamentalmente de su control en las
variables más correlacionadas con el CP2 (Tabla I.6), en el mismo sentido indicado para los
mostos: menor contenido en polifenoles totales, y en particular flavonoles y derivados
95
hidroxicinámicos totales, significativo según el tratamiento estadístico de Student-NewmanKeuls mostrado en la Tabla A.I.7.
Por último, el almacenamiento por un año de los vinos provocó ligeros cambios en las
variables más asociadas con el CP2, fundamentalmente por la liberación de quercetina por
hidrólisis (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005) y con el CP3 (color más amarillo-marrón). En
todo caso, los vinos obtenidos de mosto hiperoxigenado evolucionaron menos que los vinos
control, por lo que puede afirmarse que el tratamiento de hiperoxigenación contribuyó al
objetivo perseguido de aumentar la estabilidad del vino.
En la vendimia de 2005, el mosto Airén sometido a hiperoxigenación fue elaborado en
condiciones similares al de la vendimia 2004 en la bodega experimental, pero un parte de este
mosto también se elaboró a escala de laboratorio.
a) Análisis convencionales
En la Tabla I.7 se muestran los valores de análisis convencionales realizados a los
mostos y vinos de la variedad Airén de la vendimia 2005. Así, se observó el óptimo desarrollo
de la fermentación alcohólica, debido al consumo del nitrógeno y prácticamente del total de
glucosa y fructosa (presentes en grandes concentraciones en el mosto), así como una
producción de ácido succínico (Ribéreau-Gayon y col., 2000b).
Al igual que lo observado en los vinos de la variedad Airén de la anterior vendimia, la
concentración del ácido succínico presente en los vinos hiperoxigenados fue superior a la de
los vinos control, debido a la fermentación más vigorosa de las levaduras propiciada por la
presencia de oxígeno adicional (Bely y col., 1990 y 1994; Sablayrolles y col., 1986).
La concentración de los ácidos málico y cítrico permanecieron más o menos constantes
durante la fermentación, si bien las concentraciones presentes en los vinos hiperoxigenados
elaborados a escala laboratorio fueron inferiores.
96
Los valores de acidez total y acidez volátil se vieron aumentados como consecuencia
de la fermentación alcohólica, debido a la síntesis de ácidos orgánicos. Los valores de acidez
volátil se situaron muy por debajo del límite legal permitido (1.2 g/L) e inferiores a los de la
anterior vendimia.
Tabla I.7. Análisis convencionales del mosto (M) y vinos (V), control (C) e hiperoxigenados (H), de
la variedad Airén (A) de la vendimia 2005, elaborados en bodega experimental (B) y a escala
laboratorio (L).
MA5
AT (g/L)
Av (g/L)
NT (g/L)
ácido málico (g/L)
ácido cítrico anhidro (g/L)
ácido cítrico monohidratado (g/L)
ácido succínico (g/L)
glucosa (g/L)
fructosa (g/L)
3,75
0,70
1,45
0,20
0,22
89,24
89,94
VA5 L
C
H
5,98 4,33
0,22 0,24
0,46 0,41
1,11 0,02
0,20 0,06
0,22 0,06
0,28 0,37
0,05 0,07
0,17 0,49
VA5 B
C
H
6,49 6,53
0,13 0,17
0,29 0,39
1,22 0,65
0,22 0,26
0,24 0,29
0,33 0,60
0,10 0,13
0,34 2,13
b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color del vino blanco
En la Tabla A.I.8 se indican los resultados de las concentraciones de los compuestos
fenólicos y características cromáticas de los vinos Airén elaborados a escala laboratorio y en
bodega experimental, así como al año de almacenamiento de estos últimos. Además, se
recogen los resultados del test ANOVA (test de Student-Newman-Keuls) que compara los
vinos control y vinos procedentes de mosto hiperoxigenados elaborados en la bodega
experimental.
El resumen de los resultados obtenidos al aplicar el Análisis de Componentes
Principales a los datos analíticos de los mostos y vinos de esta vendimia se muestran en la
Tabla I.8. Así, con las tres primeras componentes principales se obtiene un % de varianza
total acumulada del 73%. La distribución de las muestras en el espacio formado por la CP1 y
CP2 (Figura I.29) indica que se produjo un agrupamiento de las muestras según el
tratamiento de hiperoxigenación, situándose las muestras hiperoxigenadas en la parte negativa
del CP1, es decir, con menor concentración de algunos derivados de ácidos hidroxicinámicos,
flavonoles y la medida global de flavan-3-oles. La segunda componente principal, donde las
variables más correlacionadas con él fueron los derivados del GRP sin el ácido tartárico y
aquellos esterificados, logró separar los vinos control almacenados durante un periodo anual.
97
La CP3 permitió diferenciar las muestras en relación a sus características cromáticas (Figura
I.30).
Como en el caso de la vendimia 2004, la hiperoxigenación provocó en el mosto Airén
de la vendimia 2005 una disminución del contenido en los compuestos fenólicos más
correlacionados con el CP1 (Figura I.29 y Tabla I.8), particularmente de los derivados de
ácidos hidroxicinámicos (t-GRP y ácidos c-cutárico, c- y t-fertárico), los flavonoles
(quercetina libre y en las formas de 3-glucósido y 3-glucurónido) y el contenido global de
flavan-3-oles. Por último, la hiperoxigenación también fue la causa de que el mosto
incrementara la intensidad de su color amarillo, como consecuencia de la formación de
pigmentos amarillo-pardos por oxidación y polimerización de los compuestos fenólicos
(Figura I.30) (Foo y col., 1980; Lea y col., 1979).
mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2005, elaborados a
escala laboratorio y bodega experimental.
98
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
35.3
35.3
t-fert
c-cut
t-fert
t-GRP
Q
Q-3-glcU
Q-3-glc
flavan-3-oles
0,950
0,931
0,900
0,881
0,930
0,881
0,837
0,828
CP-2
20.1
55.4
c-GRP 1Et 1
c-GRP –TH2
t-GRP –TH2
t-GRP 1Et 1
0,975
0,975
0,975
0,975
CP-3
17.6
73.0
b*
C*
L*
0,932
0,931
-0,905
Variables
Loadings
AIRÉN 2005
3,0
MA5 C
MA5 H
VA5 LC
VA5 LH
VA5 BC
VA5 BH
VA5 BC-1
VA5 BH-1
2,0
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
(H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega
experimental (B), así como de los vinos almacenados durante un año (1) en el espacio formado por las
dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de
compuestos fenólicos.
Los vinos obtenidos a partir de mostos hiperoxigenados vieron disminuido su
contenido, respecto a los vinos control, en los mismos compuestos fenólicos que se
observaron para el mosto y que estaban asociados al CP1 (Figura I.29), es decir, derivados de
ácidos hidroxicinámicos, flavonoles y flavan-3-oles, con diferencias significativas según la
Tabla A.I.8. Estas diferencias fueron menos acusadas que en el caso de la vendimia de 2004;
de hecho, el contenido en polifenoles totales no llegó a verse afectado significativamente en
los vinos como consecuencia del tratamiento previo de hiperoxigenación. Tampoco se
observaron diferencias en el contenido en ésteres monoetílicos derivados del GRP. De igual
forma los vinos de mostos hiperoxigenados fueron de un color amarillo más intenso (Figura
I.30), según se puso de manifiesto en las variables más correlacionadas con el CP3,
transfiriéndose los efectos observados en los mostos, aunque en menor medida.
99
AIRÉN 2005
2,0
MA5 C
MA5 H
VA5 LC
VA5 LH
VA5 BC
VA5 BH
VA5 BC-1
VA5 BH-1
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
(H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega
componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos
fenólicos.
El almacenamiento de un año provocó cambios significativos en la composición
fenólica de los vinos, que fueron más acusados en el caso de los vinos control (Tabla A.I.8).
Éstos disminuyeron su contenido en compuestos fenólicos, sobre todo de ácidos
hidroxicinámicos, flavonoles y flavan-3-oles (Schneider, 1998; Benítez y col., 2003), más
correlacionados con la CP1, a la par que aumentaron los derivados del GRP por hidrólisis
(pérdida de ácido tartárico) y esterificación con etanol, correlacionados con el CP2 (Figura
I.29). Los cambios sufridos en el color fueron menos acusados (Figura I.30). Los vinos
procedentes de mosto hiperoxigenado apenas cambiaron su composición fenólica durante un
año de almacenamiento, por lo que este tratamiento pareció conseguir el fin perseguido. No
obstante, el color de estos vinos cambió más que el de su control, evolucionando hacia un
color de menor pureza cromática (menor valor de C*), algo más claro (mayor valor de L*) y
menos amarillo (menor valor de b*). En todo caso estos cambios fueron de escasa entidad,
aunque significativos en los casos de C* y b* (Tabla A.I.8).
100
En el caso de la vendimia de 2006, se consideró interesante estudiar el efecto conjunto
de la maceración prefermentativa del mosto con sus hollejos (con el fin de incrementar el
potencial aromático del vino) y de la hiperoxigenación que, en este caso, estaría especialmente
indicada para prevenir futuras oxidaciones de los compuestos fenólicos que se deben haber
extraído adicionalmente de los hollejos durante la maceración. En este caso no se consideró el
efecto del almacenamiento, para no complicar la interpretación de los resultados.
En la Tabla I.9 se muestran los análisis convencionales realizados a los vinos de la
variedad Airén elaborados en la vendimia 2006. Cabe destacar la similitud de los tres tipos de
vinos elaborados de dicha variedad (control, hiperoxigenado y macerado-hiperoxigenado), con
mínimas diferencias entre ellos. Sin embargo, los vinos sometidos a maceración presentaron
concentraciones significativamente superiores de ácido acético, traducido en un aumento
significativo de la acidez volátil.
Tabla I.9. Análisis convencionales, azúcares y ácidos orgánicos de los vinos (V) control (C),
hiperoxigenados (H) y macerados-hiperoxigenados (MH) de la variedad Airén (A) elaborados en la
vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2).
VA6 C
acidez total (g/L)
acidez volátil (g/L)
pH
densidad (g/L)
sulfuroso libre (mg/L)
sulfuroso total (mg/L)
grado alcohólico (%vol)
azúcares reductores (g/L)
fructosa (g/L)
glicerina (g/L)
glucosa (g/L)
ácido acético (g/L)
ácido glucónico (g/L)
ácido tartárico (g/L)
6,27
0,23
3,26
0,99
11,50
44,50
11,53
2,76
1,90
4,25
1,70
0,14
0,21
3,35
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
VA6 H
0,04
0,01
0,01
0,00
0,71
2,12
0,03
0,69
0,57
0,04
0,14
0,00
0,05
0,15
A
A
B
B
6,30
0,22
3,25
0,99
11,50
38,00
11,43
3,29
2,20
3,84
1,50
0,12
0,33
3,79
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,00
0,00
0,00
0,71
7,07
0,09
0,05
0,14
0,13
0,00
0,01
0,01
0,12
VA6 MH
A
A
A
C
6,72
0,29
3,25
0,99
10,00
35,50
11,03
3,55
2,60
3,14
1,50
0,21
nd
4,14
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,30
0,01
0,05
0,00
1,41
24,75
0,86
2,47
1,27
1,01
0,57
0,01
B
B
C
A
± 0,38
nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferenicas significativas (α = 0.05) según el test
estadístico de Student-Newman-Keuls.
b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color del vino blanco
En la Tabla A.I.9 se muestran las concentraciones de los compuestos fenólicos y
características cromáticas de los mostos y vinos Airén control, hiperoxigenados y macerados
101
con posterioridad a la hiperoxigenación de la vendimia 2006, así como el tratamiento
estadístico de Student-Newman-Keuls aplicado a los vinos.
Con el conjunto de datos analíticos, se realizó el Análisis de Componentes Principales
aplicado a la matriz de compuestos fenólicos y características cromáticas de los mostos y
vinos Airén de la vendimia 2006 (Tabla I.10) el cuál permitió distribuir las muestras en el
espacio, con un porcentaje de varianza acumulada en torno al 86%. Así, la distribución de las
muestras en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2)
indica que se produjo un agrupamiento de las muestras de mostos por un lado, y vinos por
otro, independientemente del tratamiento de hiperoxigenación y posterior maceración con
hollejos (Figura I.31), situándose los mostos en la parte positiva del CP1 con una tonalidad
más amarilla-parda y mayores concentraciones de fenoles totales y flavan-3-oles (Tabla I.10).
El CP2 permitió separar los mostos y vinos hiperoxigenados y posteriormente macerados, con
concentraciones superiores de flavonoles. Por último, el CP3 separó las muestras en función
del tratamiento de hiperoxigenación aplicado, de manera independiente al tratamiento
posterior de maceración pre-fermentativa (Figura I.32), con una concentración inferior de
(+)-catequina y t-GRP.
mostos y vinos control, hiperoxigenados y macerados-hiperoxigenados de la variedad Airén de la
vendimia 2006.
102
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
45.8
CP-2
CP-3
Variables
Loadings
45.8
h*
L*
a*
C*
b*
gal
fenoles totales
flavan-3-oles
epi
c-fert
-0,977
-0,969
0,964
0,953
0,949
0,899
0,811
0,885
-0,865
-0,800
26.5
72.3
K-3-gal
Q-3-glc
Q-3-glcU
K
I-3-glc
0,978
0,929
0,926
0,860
0,855
13.5
85.8
t-GRP
cat
0,966
0,882
La hiperoxigenación del mosto provocó cambios en la composición fenólica y en las
características cromáticas de éstos, de forma mucho más acusada en los mostos que se
sometieron a ambos tratamientos, maceración e hiperoxigenación (Monedero y col., 2000;
Romero-Cascales y col., 2005). Ambos mostos evolucionaron de forma similar al ser
hiperoxigenados en relación a las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.31):
fundamentalmente el color se oscureció y tendió a ser de una tonalidad más marrón (menor
valor de L* y h*, y mayores valores de a* y b*) aunque de mayor pureza cromática (mayor
valor de C*), especialmente en el caso del mosto que también se maceró (Ricardo-da-Silva y
col., 1993). Así mismo, aumentó la cantidad global de flavan-3-oles, quizás por un aumento
de la hidrólisis de galatos (aumentó la proporción de ácido gálico libre), si bien la proporción
de (-)-epicatequina disminuyó, como también le ocurrió a la cantidad global de polifenoles
totales (Tabla I.10).
La maceración previa a la hiperoxigenación introdujo cambios más notables en la
evolución de los mostos al ser hiperoxigenados. Así, mientras los mostos sólo
hiperoxigenados tuvieron un ligero menor contenido en prácticamente todos y cada uno de los
flavonoles glicósidos (Figura I.31) y mucho menor contenido en t-GRP y (+)-catequina
(Figura I.32) que sus respectivos controles, los mostos macerados e hiperoxigenados tuvieron
mucho mayor contenido en flavonoles glicosidados (extraídos de los hollejos durante la
maceración (Ricardo-da-Silva y col., 1993) así como un menor contenido en t-GRP y (+)catequina.
103
AIRÉN 2006
2,0
MA6 C
MA6 H
MA6 MH
VA6 C
VA6 H
VA6 MH
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
Figura I.31. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C), hiperoxigenados
(H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006 (6) en el espacio
correspondiente a las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de
las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas.
El efecto de la maceración no sólo predominó de igual manera sobre el de
hiperoxigenación en los vinos, como en el caso de los mostos, sino que además parece que
ejerció un efecto de sinergia sobre los efectos perseguidos con esta última. Los vinos
obtenidos de mostos sólo hiperoxigenados no se diferenciaron mucho de los controles en las
variables más correlacionadas con los CP1 y CP2 (Figura I.31). Es decir, tuvieron sólo un
color ligeramente más claro y un amarillo algo menos intenso. En cambio, mostraron un
menor contenido en t-GRP y (+)-catequina, que son las variables más correlacionadas con el
CP3 (Figura I.32) y las que permitieron diferenciar de manera significativa los mostos y
vinos hiperoxigenados de aquellos sin tratamiento de oxigenación, de manera independiente al
proceso de maceración (Tabla A.I.9). En cambio, la maceración del mosto, previa y adicional
a la hiperoxigenación, permitió obtener unos vinos con mucho mayor contenido en flavonoles
glicosidados y con un nivel similar de t-GRP y (+)-catequina (Darias-Martín y col., 2000),
más correlacionados con el CP3. No obstante, también fueron vinos con un color más amarillo
y más oscuros, muy probablemente por ese mayor contenido en flavonoles.
104
AIRÉN 2006
2,0
MA6 C
MA6 H
MA6 MH
VA6 C
VA6 H
VA6 MH
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
Figura I.32. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C), hiperoxigenados
(H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006 (6) en el espacio
correspondiente a las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de
compuestos fenólicos y características cromáticas.
Los flavonoles son pigmentos amarillos, de ahí el aumento de color (HermosínGutiérrez y col., 2005), y además poseen una alta capacidad antioxidante que puede hacer
interesante el tratamiento conjunto de maceración e hiperoxigenación para obtener vinos
blancos, que, además de un aroma varietal reforzado (Dubourdieu y col, 1986; Delteil y col.,
1995; Sapis y col., 1995), cuenten con un beneficio potencial para la salud (Darias-Martín y
col., 2000). De manera conjunta con el tratamiento de hiperoxigenación, además daría lugar a
una previsible mayor estabilidad del color a lo largo del tiempo debido a un contenido
reducido en sustancias causantes del pardeamiento por oxidación (derivados hidroxicinámicos
y flavan-3-oles). Sería interesante realizar estudios de almacenamiento de estos vinos que
permitieran corroborar lo anteriormente sugerido.
I.3.2.5. Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Airén de las vendimias 2004-2006.
La composición fenólica de un mosto puede variar de una vendimia a otra en función
de los muy diversos parámetros de tipo edáfico, agronómico y climático que condicionan la
105
maduración de la uva (Jackson y col., 1993; Zoecklein y col., 1998). Podría pensarse, por
tanto, que el tratamiento de hiperoxigenación pudiera tener efectos diferentes en los mostos de
una misma variedad en función de la vendimia en que fueron obtenidos. Para estudiar este
posible efecto, se realizó un estudio de comparación de los mostos de la variedad Airén y de
sus respectivos vinos, correspondientes a las vendimias 2004, 2005 y 2006. Sólo se han
comparado aquellos mostos y vinos que fueron procesados u obtenidos en similares
condiciones: mostos sin hiperoxigenar (controles) o sólo tratados con hiperoxigenación, y sus
respectivos vinos tras ser embotellados elaborados en bodega experimental.
En la Tabla A.I.10 se muestran las concentraciones de compuestos fenólicos y las
características cromáticas de los vinos Airén control e hiperoxigenados elaborados en bodega
experimental en tres vendimias consecutivas: 2004, 2005 y 2006, a cuyos datos se les ha
aplicado el análisis estadístico ANOVA (test de Student-Newman-Keuls). Además, se aplicó
el Análisis de Componentes Principales a los datos de los mostos y vinos de las tres vendimias
(Tabla I.11).
Como puede observarse en las Figuras I.33 y I.34, los mostos control de las tres
vendimias pudieron diferenciarse entre sí gracias al contenido en derivados de ácidos
hidroxicinámicos totales y de compuestos individuales como los ácidos t-caftárico y c- y tcutárico (variables más correlacionadas con el CP1) así como por sus características
cromáticas (variables más correlacionadas con el CP2). En función de dichas variables, las
vendimias en orden creciente de dichos valores fue 2005 < 2004 < 2006.
Además, el contenido en otros derivados de ácidos hidroxicinámicos individuales,
como t-GRP y los ácidos ferúlico y c- y t-fertárico, así como en ácido gálico (variables más
correlacionadas con el CP3), permitieron diferenciar los mostos control de las vendimias 2005
y 2006, con valores similares, de los de la vendimia 2004, con concentraciones superiores en
esta última vendimia (orden de las vendimias, 2005 ≈ 2006 < 2004). Al hiperoxigenar los
mostos, las diferencias citadas anteriormente entre vendimias en las variables más
correlacionadas con el CP2 aumentaron, mientras que las asociadas al CP1 casi
desaparecieron (Figura I.33) y las asociadas al CP3 se redujeron ligeramente (Figura I.34).
106
compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color correspondientes a las muestras de
mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén en tres vendimias diferentes (20042006).
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
21.9
21.9
t-cut
t-caft
c-cut
DAHC
0,930
0,826
0,825
0,811
CP-2
21.1
43.0
C*
b*
L*
a*
h*
0,970
0,970
-0,967
0,941
-0,936
CP-3
17.7
60.7
fer
t-fert
t-GRP
c-fert
gal
0,959
0,894
0,874
0,852
0,876
Variables
Loadings
En los vinos obtenidos a partir de los mostos anteriores se observó una evolución
similar al considerar los vinos control y los elaborados a partir de mostos hiperoxigenados,
aunque con condiciones de partida algo diferentes. Así, los vinos control de las tres vendimias
no se diferenciaron en sus características cromáticas (variables más correlacionadas con el
CP2; Figura I.33). Además, los vinos control de las vendimias de 2004 y 2006 fueron
bastante similares, pero diferenciables de los vinos control del 2005 en cuanto a su
composición en derivados de ácidos hidroxicinámicos totales y en compuestos individuales
como los ácidos t-caftárico y c- y t-cutárico se refiere (variables más correlacionadas con el
CP1; Figura I.33). Así, el orden de las vendimias en base a dichas variables fue 2005 < 2004
≈ 2006). Los vinos control de las tres vendimias se diferenciaron ligeramente por su
composición en otros derivados hidroxicinámicos individuales, como t-GRP y los ácidos
ferúlico y c- y t-fertárico, así como en ácido gálico (variables más correlacionadas con el CP3;
Figura I.34), con concentraciones significativamente superiores presentes en los vinos de la
vendimia 2005, seguidos de la vendimia 2004 y 2006 posteriormente (Tabla A.I.10).
107
AIRÉN VENDIMIAS
3,0
MA4 C
MA4 H
VA4 C
VA4 H
MA5 C
MA5 H
VA5 C
VA5 H
MA6 C
MA6 H
VA6 C
VA6 H
2,0
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
(H) de la variedad Airén (A) pertenenciente a tres vendimias consecutivas (2004, 2005 y 2006) en el
espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de
No obstante, a pesar de las diferencias mostradas por los mostos, hiperoxigenados o
no, y de los vinos control elaborados a partir de mostos sin hiperoxigenar, el tratamiento de
hiperoxigenación permitió obtener unos vinos con una composición fenólica y unas
características cromáticas prácticamente similares en las tres vendimias estudiadas (aparecen
prácticamente agrupados en las Figuras I.33 y I.34). Este hecho constituye una ventaja a la
hora de obtener un vino de características estandarizadas vendimia tras vendimia, sin que se
vean afectadas las características finales del vino por cómo hayan variado ciertos factores que
influyen en la composición de la uva.
108
AIRÉN VENDIMIAS
3,0
MA4 C
MA4 H
VA4 C
VA4 H
MA5 C
MA5 H
VA5 C
VA5 H
MA6 C
MA6 H
VA6 C
VA6 H
2,0
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
(H) de la variedad Airén (A) pertenenciente a tres vendimias consecutivas (2004, 2005 y 2006) en el
espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades
de compuestos fenólicos y características cromáticas.
I.3.2.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005
En la vendimia de 2005, se elaboró vino de la variedad Macabeo en las mismas
condiciones descritas para el de la variedad Airén del mismo año de vendimia: el mosto
Macabeo sometido a hiperoxigenación, y el control no hiperoxigenado, fueron elaborados en
la bodega experimental, pero un parte de este mosto también se elaboró a escala de
laboratorio. Después de un año de almacenamiento, los vinos elaborados en la bodega
experimental volvieron a ser analizados.
En la Tabla I.12 se muestran los análisis convencionales realizados a los mostos y
vinos de la variedad Macabeo, elaborados estos últimos tanto a escala laboratorio como en
bodega experimental. Al igual que se observó en los vinos de la variedad Airén de la misma
vendimia, se produjo un aumento de la acidez total, acidez volátil y ácido succínico durante la
109
fermentación alcohólica. Sin embargo, se produjo un consumo de nitrógeno por parte de la
levadura empleado para el correcto desarrollo de dicha fermentación, lo cuál se pone de
manifiesto con el gran consumo de los azúcares glucosa y fructosa.
Todos los vinos poseían unos correctos valores de acidez volátil, sin llegar a
sobrepasar el límite legal permitido situado en 1.2 g/L.
Tabla I.12. Análisis convencionales (g/L) de los mostos (M) y vinos (V), control (C) e
hiperoxigenados (H), de la variedad Macabeo (Mb) elaborados en la vendimia 2005 en bodega
experimental (B) y a escala laboratorio (L).
MMb
AT (g/L)
Av (g/L)
NT (g/L)
ácido cítrico anhidro (g/L)
ácido cítrico monohidratado (g/L)
ácido succínico (g/L)
glucosa (g/L)
fructosa (g/L)
4,69
0,79
1,62
0,20
0,22
96,56
89,04
VMb5 L
C
H
6,00 5,32
0,14 0,21
0,35 0,39
1,28 1,00
0,21 0,18
0,23 0,20
0,49 0,41
0,03 0,02
0,41 0,24
VMb5 B
C
H
6,49 6,00
0,12 0,13
0,32 0,26
0,82 1,23
0,21 0,20
0,23 0,22
0,47 0,52
0,07 0,07
2,22 3,04
b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los vinos
blancos
En la Tabla A.I.11 se recogen los resultados del test ANOVA (test de StudentNewman-Keuls) aplicado a los datos analíticos de composición fenólica y cromática, que
compara los vinos control y los procedentes de mosto hiperoxigenado elaborados en la bodega
experimental. El resumen de los resultados obtenidos al aplicar el Análisis de Componentes
Principales a dichos datos analíticos obtenidos para mostos y vinos de esta vendimia se
muestran en la Tabla I.13. Así, se observa que las tres primeras componentes principales
explicaron un % de varianza acumulada en torno al 80%. La distribución de las muestras en el
espacio formado por los dos primeros componentes principales (Figura I.35) produjo una
separación de los vinos con un almacenamiento de un año (según la CP1), situados en la parte
positiva del CP1 debido a la presencia de ésteres monoetílicos del GRP y de sus derivados sin
el ácido tartárico, entre otros (Tabla A.I.11). Además, la CP2 permitió separar los mostos de
los vinos, sobre todo aquellos mostos que fueron hiperoxigenados, con una tonalidad más
parda-amarillenta. La distribución de las muestras en el espacio formado por la CP1 y CP3
(Figura I.36) permitió la separación de las muestras por el tratamiento de hiperoxigenación,
independientemente del tiempo de almacenamiento según las variables más correlacionadas
110
con el CP3 (con concentraciones significativamente inferiores de derivados de ácidos
hidroxicinámicos).
mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Macabeo de la vendimia 2005, elaborados a
escala laboratorio y bodega experimental, así como tras su almacenamiento durante un año.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
27.2
27.2
t-GRP –TH2
t-GRP 1Et 1
c-GRP –TH2
gal epi
cum
0,964
0,961
0,953
-0,901
0,886
CP-2
25.7
52.9
L*
C*
b*
a*
epi
0,945
-0,934
-0,921
-0,917
0,877
CP-3
23.7
76.6
t-cut
t-GRP
c-cut
t-caft
c-fert
0,976
0,903
0,891
0,890
0,848
Variables
Loadings
Una cuestión previa a la discusión de los resultados concierne al color de los mostos y
vinos de la variedad Macabeo y a la contribución a éste de los flavonoles. Esta variedad rindió
vinos muy pálidos, sin apenas color, y una de las causas que contribuyeron a ello fue la
práctica ausencia de flavonoles, que son pigmentos de color amarillo (Tabla A.I.11). De
hecho los flavonoles sólo pudieron cuantificarse de forma global mediante la medida
espectrofotométrica que se realiza a 360 nm, ya que de forma individual mediante
cromatografía HPLC sólo fueron detectables algunos de ellos y únicamente en el caso de los
mostos. Por esa razón, estos compuestos fenólicos no aparecieron como variables
discriminatorias en el Análisis de Componentes Principales, como sí ha ocurrido con las otras
variedades estudiadas.
111
MACABEO 2005
3,0
MMb5 C
MMb5 H
VMb5 LC
VMb5 LH
VMb5 BC
VMb5 BH
VMb5 BC-1
VMb5 BH-1
2,0
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP 1
(H) de la variedad Macabeo (Mb) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega
dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de
compuestos fenólicos.
Las mayores diferencias encontradas en el mosto de la variedad Macabeo tras su
hiperoxigenación estuvieron relacionadas con sus características cromáticas (CP2, Tabla
I.13). Así, los mostos hiperoxigenados se caracterizaron por poseer un color más oscuro y una
tonalidad más amarilla-marrón (Schneider, 1998). Además, dichos mostos se caracterizaron
por la disminución en el contenido de algunos de los derivados de ácidos hidroxicinámicos
individuales más relevantes (t-GRP y ácidos t-caftárico, c-fertárico, c- y t-cutárico, todos
asociados al CP3, Tabla I.13), y en un menor contenido en (-)-epicatequina (CP2; Tabla
I.13).
Como en el caso de la variedad Airén de esta vendimia, los vinos Macabeo control
elaborados tanto en la bodega experimental como en el laboratorio no mostraron
prácticamente diferencias entre sí, y lo mismo puede decirse de sus correspondientes vinos
hiperoxigenados (Figuras I.35 y I.36). Prácticamente, la hiperoxigenación de los mostos sólo
provocó en los vinos correspondientes una disminución significativa (Tabla A.I.11), similar a
112
la observada en el mosto, en el contenido en los derivados hidroxicinámicos t-GRP y en los
ácidos t-caftárico, c-fertárico, c- y t-cutárico, variables todas ellas asociadas al CP3 (Figura
I.36).
MACABEO 2005
2,0
MMb5 C
MMb5 H
VMb5 LC
VMb5 LH
VMb5 BC
VMb5 BH
VMb5 BC-1
VMb5 BH-1
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP 1
(H) de la variedad Macabeo (Mb) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega
componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos
fenólicos.
El almacenamiento por un año de estos vinos tuvo como consecuencia el aumento de
la concentración de ácido p-cumárico, liberado por hidrólisis de sus ésteres tartáricos
precursores, la disminución de galato de (-)-epicatequina (producida tanto por hidrólisis como
por polimerización (Benítez y col., 2001)) y el aumento de los productos derivados del GRP,
tanto por pérdida de la porción de ácido tartárico (para los isómeros c- y t-GRP) como por
formación de ésteres monoetílicos (todas estas variables correlacionan muy bien con el CP1
(Figura I.35 y Tabla I.13). Dichos cambios fueron más acusados para los vinos control que
para los elaborados con mosto hiperoxigenado.
En el caso de los vinos control de la variedad Macabeo, el almacenamiento por un año
también conllevó una ligera disminución de la concentración de los derivados de ácidos
113
hidroxicinámicos asociados al CP3 (t-GRP y ácidos t-caftárico, c-fertárico y t- y c-cutáricos).
Esta evolución (Figura I.36 y Tabla I.13) no se observó para los vinos elaborados con mosto
hiperoxigenado. Por lo dicho anteriormente, el tratamiento de hiperoxigenación pareció
ejercer un efecto positivo en la estabilidad del color de los vinos de la variedad Macabeo, al
menos para un periodo de almacenamiento de un año.
I.3.2.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006
En la vendimia de 2006, se procedió a elaborar vino a partir de una tercera variedad de
uva, Chardonnay. Como en otros casos, se realizó también el análisis de los vinos tras un año
de almacenamiento, pero en esta ocasión se estudió si el almacenamiento en condiciones de
oscuridad o de luminosidad tenía algún efecto en la composición fenólica y las características
cromáticas de los vinos.
En la Tabla I.14 se muestran los valores de análisis convencionales realizados a los
vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay elaborados en la vendimia 2006.
Como puede observarse ambos vinos fueron muy similares en base a dichas variables, según
el test estadístico de “t de Student”.
Tabla I.14. Análisis convencionales, azúcares y ácidos orgánicos de los vinos (V) control (C),
hiperoxigenados (H) elaborados en la vendimia 2006 correspondientes a la variedad Chardonnay (Ch),
con sus desviaciones estándar (n=2).
VCh6 C
acidez total (g/L)
pH
densidad (g/L)
fructosa (g/L)
glicerina (g/L)
glucosa (g/L)
7,99
0,35
3,17
0,99
9,00
41,00
12,71
1,53
<1,20
6,19
1,05
0,22
0,88
4,64
±
±
±
±
±
±
±
±
0,11
0,05
0,01
0,00
0,00
2,83
0,23
0,07
±
±
±
±
±
0,18
0,07
0,06
0,01
0,06
VCh6 H
A
B
B
7,54
0,33
3,25
0,99
9,00
34,50
12,97
1,62
<1,20
5,39
1,25
0,23
0,76
4,52
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,02
0,01
0,00
0,00
3,54
0,05
0,16
±
±
±
±
±
0,17
0,21
0,02
0,01
0,02
B
A
A
Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de “t de Student”.
Los vinos de la variedad Chardonnay presentaron un valor más elevado de acidez total
en comparación con el resto de variedades. La elaboración de dichos vinos se realizó de una
114
manera adecuada hasta prácticamente agotamiento de glucosa y fructosa y con un valor de
acidez volátil por debajo de los límites legales establecidos (1.2 g/L).
b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los vinos
blancos
La Tabla A.I.12 muestra la concentración de los compuestos fenólicos identificados y
las caracterísitcas cromáticas de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad
Chardonnay en la vendimia 2006, así como al año de almacenamiento en condiciones de luz y
oscuridad. Además, se ha aplicado el test de Student-Newman-Keuls a los datos analíticos de
dichas muestras.
Por otro lado, el Análisis de Componentes Principales se aplicó a los datos de
composición fenólica y de características cromáticas de los mostos y vinos de la variedad
Chardonnay de la vendimia 2006, así como a los vinos almacenados en las condiciones
anteriormente mencionadas. De esta forma, las tres primeras componentes principales
explicaron prácticamente el 100% de la varianza total explicada (Tabla I.15). La distribución
en el espacio de las dos primeras componentes principales permitió separar los mostos de los
vinos, independientemente del tratamiento de hiperoxigenación aplicado (Figura I.37). Así,
los mostos poseían una concentración superior de flavonoles glicosilados y menor de (-)epicatequina y ácidos hidroxicinámicos, correlacionados con el CP1, así como un color más
amarillo-marrón. El CP2 permitió separar las muestras en función de almacenamiento debido
a la presencia de ésteres monoetílicos del GRP y del derivado trans del GRP sin ácido
tartárico. Por último, la CP3 permitió la separación de las muestras según el tratamiento de
hiperoxigenación (Figura I.38), con concentraciones inferiores de compuestos fenólicos
(fenoles totales, flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos).
El tratamiento de hiperoxigenación tuvo, en el caso de los mostos, un efecto en el
mismo sentido que el observado para los otros casos estudiados. De este modo, se observaron
ligeros cambios en las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.37 y Tabla I.15),
que tienen que ver con el color y con el contenido en algunos flavonoles individuales, en
ácidos hidroxicinámicos libres, en ácido gálico y en (-)-epicatequina, así como cambios más
pronunciados en las variables más correlacionadas con el CP3 (Figura I.38 y Tabla I.15), que
se tradujeron en una disminución en el contenido de polifenoles totales, del global de
115
flavonoles y del total de derivados de ácidos hidroxicinámicos, en particular de los ácidos tcaftárico y c-cutárico.
compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los mostos y vinos control e
hiperoxigenados de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006, así como tras su almacenamiento
durante una año en condiciones de luz y oscuridad.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
49.1
49.1
C*
b*
a*
L*
h*
K-3-gal
I-3-glc
Q-3-glc
Q
caf
fer
gal
epi
0,954
0,949
0,940
-0,935
-0,910
0,950
0,944
0,911
-0,910
-0,913
-0,862
0,943
-0,860
CP-2
29.5
78.6
t-GRP 1Et 1
t-GRP 1Et 3
t-GRP 1Et 2
t-GRP –TH2
c-GRP 1Et 1
gal epi
0,965
0,962
0,957
0,949
0,929
0,957
CP-3
17.1
95.7
fenoles totales
DAHC
c-cut
t-caft
flavonoles
0,866
0,962
0,831
0,793
0,852
Variables
Loadings
En el caso de los vinos, la hiperoxigenación se notó muy poco en las variables más
correlacionadas con los CP1 (color y contenido en algunos flavonoles individuales, en ácidos
hidroxicinámicos libres, en ácido gálico y en (-)-epicatequina) y CP2 (contenido en galato de
(-)-epicatequina y de los derivados del GRP por pérdida de ácido tartárico y formación de
ésteres monoetílicos) (Figura I.37). En cambio, la hiperoxigenación, como en el caso de los
mostos, provocó una disminución significativa en el contenido de polifenoles totales, del
global de flavonoles y del total de derivados hidroxicinámicos (Tabla A.I.12), y en particular
de los ácidos t-caftárico y c-cutárico, siendo todas ellas las variables más correlacionadas con
el CP3 (Figura I.38).
116
CHARDONNAY 2006
2,0
MCh6 C
MCh6 H
VCh6 C
VCh6 H
VCh6 LUZ C-1
VCh6 LUZ H-1
VCh6 OSC C-1
VCh6 OSC H-1
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
(H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 (6), así como de los vinos almaneados
durante un año (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en el espacio formado por las dos primeras
componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos
fenólicos y características cromáticas.
El almacenamiento durante un año afectó en mayor medida a las variables más
correlacionadas con el CP2, aunque en menor extensión para el caso de los vinos obtenidos a
partir de mostos hiperoxigenados (Figura I.37). Así, los vinos envejecidos aumentaron
fundamentalmente sus contenidos en derivados del GRP (con pérdida del ácido tartárico y
formación de ésteres monoetílicos). Pequeños cambios se observaron en los vinos envejecidos
respecto a las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.37), fundamentalmente por
un oscurecimiento debido al aumento de la intensidad de las tonalidades amarillas-marrones
del color. También se observó, en el caso de los vinos control, una ligera variación en las
variables más correlacionadas con el CP3 (Figura I.38), que conllevó una pequeña pérdida de
compuestos fenólicos, especialmente derivados de ácidos hidroxicinámicos y flavonoles
(Schneider, 1998; Castro y col., 2000). En todos los casos, que el almacenamiento por un año
del vino tuviese lugar en condiciones de oscuridad o bajo luz ambiente no tuvo ninguna
influencia en la composición fenólica ni en las características cromáticas de los vinos, ya que
en ambas condiciones de almacenamiento los vinos no se diferenciaron de forma significativa
117
(Figuras I.37 y I.38; Tabla A.I.12). Estos resultados estuvieron de acuerdo con Zafrilla y col.
(2003) respecto al almacenamiento en condiciones de oscuridad, aunque Pérez-Magariño y
col. (2001) notaron pérdidas significativas en la concentración de flavan-3-oles en vinos
Albillo.
CHARDONNAY 2006
2,0
MCh6 C
MCh6 H
VCh6 C
VCh6 H
VCh6 LUZ C-1
VCh6 LUZ H-1
VCh6 OSC C-1
VCh6 OSC H-1
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
(H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 (6), así como de los vinos almaneados
durante un año (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en el espacio formado por las componentes
principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y
características cromáticas.
I.3.2.8. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en mostos de distintas variedades
En este epígrafe y en el siguiente se va a estudiar si la variedad de uva, a través de su
composición fenólica característica, ejerce alguna influencia en los efectos que pueda tener el
tratamiento de hiperoxigenación en la composición fenólica y en las características cromáticas
de mostos y vinos. Para que los resultados puedan interpretarse de una manera apropiada, sólo
se han considerado las muestras de mosto de las distintas variedades que se trataron de forma
similar, es decir, los mostos control y los que solamente fueron hiperoxigenados, así como los
respectivos vinos jóvenes que se elaboraron a partir de esos mostos.
118
En la Tabla A.I.13 se muestran las concentraciones de los compuestos fenólicos y
características cromáticas de los mostos de todas las variedades estudiadas: Airén en sus tres
vendimias, Macabeo y Chardonnay. Además, se resumen los resultados del test ANOVA (test
de Student-Newman-Keuls), obtenidos con dicha matriz de datos.
Posteriormente, se compararon la composición fenólica y las características cromáticas
de los mostos de distintas variedades mediante el Análisis de Componentes Principales
aplicado a la matriz de datos correspondiente (Tabla I.16), según el cuál, la varianza total
explicada de los tres primeros componentes principales fue del 75%.
compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los mostos control e hiperoxigenados
de todas las variedades estudiadas.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
43.1
43.1
K-3-glc
K-3-gal
Q-3-glc
Q-3-glcU
K
flavonoles
I-3-glc
fenoles totales
DAHC
a*
L*
0,984
0,982
0,948
0,940
0,936
0,918
0,914
0,918
0,893
0,891
-0,857
CP-2
17.4
60.5
gal
fer
t-fert
c-fert
t-GRP
0,935
0,920
0,864
0,861
0,821
CP-3
14.6
75.1
t-cut
c-cut
t-caft
c-GRP
0,981
0,944
0,891
0,829
Variables
Loadings
Los mostos control, sin tratamiento de hiperoxigenación, resultaron agrupados por
variedades en función de las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.39 y Tabla
I.16). Los mostos control de Macabeo tuvieron el color amarillo más claro (mayor valor de
L*) con manifiestas tonalidades verdosas (valores negativos de a*), y fueron los que tuvieron
el menor contenido en polifenoles totales y en dos de las subfamilias que más contribuyen a la
carga fenólica en mostos de uva blanca, los ácidos hidroxicinámicos y los flavonoles,
119
incluidos casi todos los flavonoles individuales cuantificados por HPLC (Tabla A.I.13),
correlacionados con el CP1.
En el caso extremo se encontraron los mostos control de la variedad Chardonnay, de
color amarillo intenso sin tonalidades verdosas y con el mayor contenido en polifenoles
totales, derivados de ácidos hidroxicinámicos y los flavonoles (Tabla A.I.13).
MOSTOS VARIEDADES
MA4 C
MA4 H
MA5 C
MA5 H
MA6 C
MA6 H
MMb5 C
MMb5 H
MCh6 C
MCh6 H
2,0
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP 1
Figura I.39. Representación de las muestras de mostos (M) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas
las variedades estudiadas (Airén (A) en sus tres vendimias, Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) en el
Los mostos control de la variedad Airén quedaron en una posición intermedia, si bien
sus características cromáticas y su composición fenólica fueron más parecidas a las de los
mostos control de Macabeo (Tabla A.I.13). Además de estas diferencias varietales en las
variables asociadas al CP1, los mostos control de Macabeo tuvieron un mayor contenido que
el resto de mostos en los derivados de ácidos hidroxicinámicos c-GRP y ácidos t-caftárico y cy t-cutárico (variables más correlacionadas con el CP3; Figura I.40 y Tabla I.16), mientras
que los mostos control de la variedad Airén de la vendimia de 2004 se diferenciaron de los
mostos control Airén de las otras vendimias por un mayor contenido en ácido gálico y en los
120
derivados hidroxicinámicos t-GRP y ácidos ferúlico y c- y t-fertárico (variables más
correlacionadas con el CP2; Figura I.39 y Tabla I.16).
MOSTOS VARIEDADES
3,0
MA4 C
MA4 H
MA5 C
MA5 H
MA6 C
MA6 H
MMb5 C
MMb5 H
MCh6 C
MCh6 H
2,0
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP 1
Figura I.40. Representación de las muestras de mostos (M) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas
La hiperoxigenación tuvo el efecto de aproximación de las características cromáticas y
de la composición fenólica de los mostos de las distintas variedades, gracias a una
disminución generalizada de fundamentalmente todos y cada uno de los derivados de ácidos
hidroxicinámicos y también del ácido gálico (variables más correlacionadas con los CP2 y
CP3; Figuras I.39 y I.40). En el caso de los mostos hiperoxigenados de la variedad
Chardonnay se produjo una reducción adicional importante del contenido en flavonoles
(correlacionados con el CP1), aunque dichos mostos aún siguieron siendo los de mayor
contenido en estos pigmentos fenólicos amarillos. El mosto hiperoxigenado Airén del 2004
sufrió una disminución similar a la de sus homólogos de las vendimias 2005 y 2006 en las
variables más correlacionadas con el CP2 (Figura I.39), por lo que aún pudo diferenciarse de
éstos; en cambio, la disminución sufrida por el mosto hiperoxigenado de Macabeo en las
variables más correlacionadas con el CP3 fue la mayor de todas las registradas (Figura I.40),
hasta el punto de que este mosto hiperoxigenado apenas se diferenció de los de Airén de
121
cualquiera de las tres vendimias respecto al CP3, especialmente del mosto hiperoxigenado
Airén de la vendimia 2004.
I.3.2.9. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en vinos de distintas variedades
La Tabla A.I.14 muestra la concentración de los compuestos fenólicos y
características cromáticas de los vinos de las tres variedades estudiadas: Airén en sus tres
vendimias, Macabeo y Chardonnay, así como el tratamiento estadístico de Student-NewmanKeuls aplicado a dicha matriz de datos, a la cuál también fue aplicado el Análisis de
Componentes Principales (Tabla I.17). Así, las tres primeras componentes principales
explicaron el 73% de la varianza total explicada.
compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los vinos control e hiperoxigenados de
todas las variedades estudiadas.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
36.3
36.3
K
K-3-glc
fer
c-fert
c-GRP
cum
C*
b*
L*
0,949
0,939
0,939
0,928
-0,914
0,834
0,926
0,925
-0,860
CP-2
19.9
56.2
t-caft
c-cut
t-cut
t-GRP
0,949
0,899
0,892
0,815
CP-3
16.5
72.7
caf
gal epi
0,946
-0,906
Variables
Loadings
El primer resultado que llama la atención es que, de forma generalizada todos los vinos
obtenidos a partir de mostos hiperoxigenados pudieron separarse muy bien de sus respectivos
vinos control gracias fundamentalmente a las variables que más correlacionaron con el CP2 o,
lo que es lo mismo, debido a poseer un menor contenido en los derivados de ácidos
hidroxicinámicos más importantes por su abundancia, que fueron el t-GRP y los ácidos tcaftárico y c- y t-cutárico (Figura I.41 y Tabla I.17). La disminución en el contenido de
derivados hidroxicinámicos (de un 15-64% en el caso de los vinos Airén, y del 44-45% en los
122
caso de los vinos Macabeo y Chardonnay) (Tabla A.I.14) puede considerarse, por tanto, que
fue el efecto más relevante que el tratamiento de hiperoxigenación del mosto previa a la
fermentación alcohólica tuvo en la composición fenólica de los vinos obtenidos.
La variedad de uva empleada, por un lado, y las distintas vendimias para una misma
variedad de uva, por otro, permitieron diferenciar la composición fenólica y las características
cromáticas de los vinos control, elaborados a partir de mostos no hiperoxigenados (Nagel y
col., 1988; Cheynier y col., 1989; López-Toledano y col., 2006). A esta diferenciación
contribuyeron fundamentalmente las variables más correlacionadas con el CP1 (Tabla I.17),
que tienen que ver con características del color (L*, C* y b*) y la composición fenólica de
algunos compuestos minoritarios como ciertos flavonoles (3-glucósido de kaempferol y
kaempferol libre) y ciertos derivados de ácidos hidroxicinámicos (c-GRP y los ácidos cfertárico, ferúlico y p-cumárico) (Ricardo-da-Silva y col., 1993; Castro y col., 2000).
VINOS VARIEDADES
2,0
VA4 C
VA4 H
VA5 C
VA5 H
VA6 C
VA6 H
VMb5 C
VMb5 H
VCh6 C
VCh6 H
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
Figura I.41. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas
123
Las variables más correlacionadas con los CP2 (t-GRP y los ácidos t-caftárico y c- y tcutárico) y CP3 (ácido cafeico y galato de (-)-epicatequina) contribuyeron de manera más
específica a la diferenciación por variedades de uva de algunos de los vinos control (como es
el caso de los vinos Macabeo y Chardonnay respecto de CP2 en Figura I.41, y de vinos
Chardonnay respecto de CP3 en Figura I.42) o por vendimias para los vinos control de una
misma variedad (caso de vinos Airén del 2005 respecto de CP2 en Figura I.41, y de vinos
Airén del 2006 respecto de CP3 en Figura I.42).
VINOS VARIEDADES
VA4 C
VA4 H
VA5 C
VA5 H
VA6 C
VA6 H
VMb5 C
VMb5 H
VCh6 C
VCh6 H
2,0
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
Figura I.42. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas
Desde un punto de vista varietal, los vinos control de la variedad Chardonnay fueron
los que presentaron un color más amarillo, de mayor intensidad y pureza cromática (Tabla
A.I.14), conteniendo una mayor cantidad de flavonoles y de ácidos hidroxicinámicos. Los
vinos control de la variedad Macabeo tuvieron un contenido similar a los de Chardonnay en
los derivados de ácidos hidroxicinámicos más relevantes (sobre todo t-GRP y ácido tcaftárico) pero, al contener menor cantidad de flavonoles, su color fue muy pálido. Por otro
lado, los vinos control de la variedad Airén del 2004 y 2006 fueron similares a los de
124
Macabeo, aunque su contenido en derivados de ácidos hidroxicinámicos más relevantes fue
aún inferior (Tabla A.I.14). Finalmente, los vinos control de la variedad Airén del 2005
fueron los de menor contenido en derivados de ácidos hidroxicinámicos pero su contenido en
flavonoles y sus características cromáticas los situaron más próximos a los vinos control de
Chardonnay (Tabla A.I.14).
El efecto de la hiperoxigenación de los mostos sobre la disminución en los vinos
correspondientes de la concentración de los derivados hidroxicinámicos más relevantes (tGRP y los ácidos t-caftárico y c- y t-cutárico) provocó que la diferenciación varietal quedara
reducida fundamentalmente a las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.41) y,
en menor medida a las del CP3 (Figura I.42). Los vinos de Chardonnay elaborados a partir de
mosto hiperoxigenado fueron de nuevo muy bien separados del resto de variedades por su
mayor intensidad de color y su color más amarillo y de mayor pureza cromática, resultado
fundamentalmente de un mayor contenido en flavonoles y derivados
de ácidos
hidroxicinámicos (Tabla A.I.14). Los vinos Macabeo derivados de mostos hiperoxigenados
no pudieron distinguirse apenas de los correspondientes vinos Airén de la vendimia del 2004,
aunque sí lo hicieron de los de la vendimia del 2006 por tener un menor contenido en ácido
cafeico y galato de (-)-epicatequina (Figura I.42). Por último, los vinos Airén procedentes de
mostos hiperoxigenados de la vendimia del 2005 ocuparon un lugar intermedio entre los vinos
Airén de las otras vendimias y el de la variedad Chardonnay, como ocurría con los vinos
control (Figura I.41 y I.42).
I.3.3. ESTUDIO DEL EFECTO DE LA HIPEROXIGENACIÓN SOBRE LA
FRACCIÓN VOLÁTIL DE LOS VINOS
I.3.3.1. Evolución durante la fermentación y almacenamiento de los compuestos volátiles
mayoritarios en vinos procedentes de mostos hiperoxigenados de la variedad Airén de la
vendimia 2004
En los vinos de la variedad Airén elaborados en la vendimia 2004 se realizó el estudio
de la evolución durante la fermentación de los vinos control e hiperoxigenados, con el fin de
observar las posibles diferencias en el perfil aromático de ambos.
Durante la fermentación, se observó un incremento en las concentraciones de los
compuestos volátiles mayoritarios (Figura I.43), los cuáles son normalmente producidos
durante la fase exponencial de la fermentación alcohólica de los mostos (Ribèreau-Gayon y
125
col., 2000a; Clarke y col., 2004), coincidiendo con la máxima producción de dióxido de
carbono.
Todos los compuestos volátiles procedentes de la fermentación sufrieron un
incremento a lo largo de la misma, con excepción del metanol (Figura I.43a y b
respectivamente), que se mantuvo a una concentración constante.
El contenido en metanol (en torno a 13.8 y 11.6 mg/L), fue ligeramente superior en los
mostos control en fermentación, terminada la cuál, su concentración fue muy similar para
ambos vinos, y siempre por debajo del límite máximo aceptable según la Oficina Internacional
de la Viña y el Vino (OIV, 2004).
El acetato de etilo en concentraciones superiores a 100mg/L posee un olor juzgado
como negativo (Bertuccioli y col., 1983). Ni los vinos control ni los procedentes de
hiperoxigenación superaron dicho umbral de percepción, al igual que ocurrió con el metanol
(250 mg/L).
Acetaldehído y acetato de etilo (Figura I.43c) fueron detectados en mayor
concentración en los vinos control. Sin embargo, los alcoholes superiores como el isobutanol,
2-metil-1-butanol y 3-metil-1-butanol obtuvieron mayores concentraciones en los vinos
procedentes de mostos hiperoxigenados. No fue sobrepasado el límite de 300 mg/L para este
último compuesto, por encima del cuál han sido observadas características sensoriales
negativas en los vinos (Etiévant y col., 1991; Dubois, 1994a y b). El 1-propanol sufrió una
variación similar a lo largo de la fermentación en muestras con y sin tratamiento de
hiperoxigenación, tomando valores similares de concentración al final de ésta.
Los alcoholes superiores son formados durante la fermentación a partir del
metabolismo de los azúcares y de algunos aminoácidos (Parfait y col., 1975; Nykänen, 1986).
Por ello, su concentración en el vino está determinada por el contenido en nitrógeno presente
en el mosto y la temperatura de fermentación (Ribèreau-Gayon y col., 2000c). El oxígeno
introducido en el mosto hace que la fermentación sea más vigorosa, propiciando así la mayor
formación de compuestos volátiles mayoritarios.
126
50
a
40
30
20
10
25
b
20
15
10
5
0
5
10
15
20
Control
25
1
Conc. 1-propanol (mg/L)
20
10
0
10
15
20
30
15
10
5
0
5
10
15
20
5
0
0
5
10
Control
25 1
30
20
25 1
30
t (años)
Hiperox
f
25
20
15
10
5
0
0
30
5
10
15
20
t (días)
Control
Hiperox
160
140
120
100
80
60
40
20
0
15
35
t (años)
t (días)
Conc. 3-metil-1-butanol (mg/L)
d
10
Control
20
0
15
Hiperox
e
25
30
Hiperox
t (días)
35
25 1
t (años)
20
30
Conc. 2-metil-1-butanol (mg/L)
Control
25 1
20
25
t (años)
t (días)
15
Control
30
5
10
Hiperox
c
0
5
t (días)
50
40
0
30
t (años)
t (días)
Conc. acetato de etilo (mg/L)
30
0
0
Conc. isobutanol (mg/L)
Conc. metanol (mg/L)
Conc. acetaldehído (mg/L)
25
1
30
t (años)
Hiperox
g
0
5
10
15
20
t (días)
Control
25 1
30
t (años)
Hiperox
Figura I.43. Evolución a lo largo de la fermentación de los compuestos volátiles mayoritarios de los
vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2004, y al año de
almacenamiento.
Durante el almacenamiento, tanto los vinos control como los hiperoxigenados
siguieron la misma evolución en las concentraciones de acetato de etilo, isobutanol, 2-metil-1butanol y 3-metil-1-butanol, siendo superior para los vinos procedentes de mostos
127
hiperoxigenados en los tres últimos compuestos. Una disminución en la concentración fue
observada en acetato de etilo y 2-metil-1-butanol debido a una posible evaporación y
formación de acetatos, así como un incremento del 3-metil-1-butanol e isobutanol durante el
almacenamiento. El acetaldehído evolucionó de manera contraria en los vinos control e
hiperoxigenados, disminuyendo su concentración en los vinos control, aunque manteniéndose
por encima de la concentración presente en los vinos hiperoxigenados.
En el caso de la identificación de los compuestos volátiles minoritarios identificados
mediante GC/MS (Tabla A.I.15), se llevó a cabo la caracterización aromática sobre los vinos
finales (una vez terminada la fermentación alcohólica).
A la vista de los resultados mostrados en la Figura I.44 sobre la concentración de los
compuestos volátiles identificados en los vinos control y procedentes de mostos
hiperoxigenados de la vendimia 2004 para la variedad Airén, se observó que la concentración
total expresada como suma de los compuestos volátiles que forman parte de cada familia fue
superior en los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados, debido a la fermentación más
vigorosa y rápida de los mismos.
Así, según se muestra en la Tabla A.I.15, se observaron las mayores diferencias en los
ésteres hidroxilados y carboxilados tales como lactato de etilo, 3-hidroxibutirato de etilo, 2hidroxi-4-metilpentanoato de etilo, 4-hidroxibutirato de etilo y glutarato de etilo, así como en
los alcoholes de cinco átomos de carbono (3-metil-1-pentanol y 4-metil-1-pentanol). Sin
embargo, en las concentraciones de los ésteres etílicos y acetatos (butanoato de etilo, acetato
de 3-metilbutilo, hexanoato de etilo, acetato de hexilo, octanoato de etilo, decanoato de etilo y
acetato de 2-feniletilo) las diferencias fueron menores. Las concentraciones de los compuestos
varietales tales como los alcoholes C6, β-damascenona, t-geraniol y pantolactona no mostraron
diferencias entre ambos vinos, con excepción del 1-hexanol. Su aumento puede deberse a que
se hayan producido oxidaciones enzimáticas como consecuencia de la presencia de oxígeno en
el tratamiento de hiperoxigenación (Bayonove y col., 2000).
128
9000
8000
Conc. (ug/L)
7000
6000
5000
4000
3000
2000
1000
0
ésteres
alcoholes
alcoholes C6
VA4 C
ácidos
bencénicos
VA4 H
Figura I.44. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V)
control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2004 (4).
A excepción del 2-feniletanol, los compuestos bencénicos presentaron concentraciones
inferiores en los vinos hiperoxigenados, especialmente benzaldehído, alcohol bencílico, 4vinilguaiacol, ácido benzoico y acetovainillina.
En la vendimia 2005 se realizó la experiencia de hiperoxigenación sobre la misma
variedad, Airén, con el fin de observar el efecto de dicho tratamiento en función del año de
vendimia. La experiencia se realizó bajo las mismas condiciones, aunque se realizó una
experiencia paralela a escala laboratorio.
En la Tabla A.I.16 se muestran las concentraciones de los compuestos volátiles
individuales agrupados por familias, identificados en los mostos y vinos de la variedad Airén
de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y en bodega experimental, así como al
año de almacenamiento.
Respecto a la concentración de los compuestos volátiles producidos de manera
mayoritaria en la fermentación alcohólica (Figura I.45), su concentración fue superior en los
vinos elaborados en bodega experimental. Este hecho podría ser debido a las condiciones de
hermeticidad de los fermentadores, pudiendo haber dado lugar a menos volatilizaciones, sobre
todo en compuestos de bajo peso molecular.
129
El tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos provocó en los vinos una
disminución de acetaldehído, acetato de etilo, metanol y 1-propanol, de manera contraria a los
alcoholes isoamílicos e isobutanol. Dichas diferencias se mantuvieron prácticamente en todos
los casos tras un año de almacenamiento.
140
Conc. (mg/L)
120
100
80
60
40
20
VA5 BC
VA5 BH
VA5 LC
ol
l-1
-b
ut
an
ol
3m
eti
l-1
-b
ut
an
no
l
VA5 LH
2m
eti
iso
bu
ta
1pr
op
an
ol
an
ol
m
et
de
to
eta
ac
ac
eta
ld
e
hÍ
do
eti
lo
0
VA5 BC-1
VA5 BH-1
Figura I.45. Concentración (mg/L) de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos (V) Airén
(A) control (C) e hiperoxigenados (H), elaborados en la vendimia 2005, en bodega experimental (B) y
a escala laboratorio (L), y al año de almacenamiento (1).
En la Figura I.46 se muestran las concentraciones globales de cada una de las familias
como suma de las cantidades de cada compuesto individual. Así, se observó cómo la
concentración de cada una de ellas, con excepción de los ácidos, fue superior en los vinos
procedentes de mostos hiperoxigenados. Este hecho podría ser debido a la fermentación más
vigorosa como consecuencia de la presencia de oxígeno adicional. El incremento sufrido en la
concentración de la familia de compuestos bencénicos presentes en los vinos procedentes de
mostos hiperoxigenados elaborados en bodega experimental se debió principalmente al 2feniletanol, con un marcado olor a rosas.
130
25000
Conc. (ug/L)
20000
15000
10000
5000
0
ésteres
VA5 LC
alcoholes
VA5 LH
VA5 BC
alcoholes C6
VA5 BH
ácidos
VA5 BC-1
bencénicos
VA5 BH-1
Figura I.46. Concentración de las principales familias de compuestos volátiles presentes en los vinos
(V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2005 (5), a
escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1).
Con excepción de la familia de ésteres, durante el almacenamiento de los vinos se
produjo una disminución en la concentración de todas las familias de compuestos volátiles,
incluida la de alcoholes C6, pudiendo influir en la disminución de su carácter herbáceo
(Marais y col., 1992).
Con el fin de elucidar si era posible la separación de los vinos control e
hiperoxigenados de la variedad Airén en función de los compuestos volátiles, así como el
efecto del almacenamiento, se realizó el Análisis de Componentes Principales (Tabla I.18 y
Figuras I.47 y I.48) a los compuestos volátiles identificados en dichas muestras (Tabla
A.I.16).
131
compuestos volátiles y de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén elaborados a escala
laboratorio y en bodega experimental, así como al año de almacenamiento.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
30.1
30.1
4-metil-1-pentanol
3-metil-1-pentanol
acetato de hexilo
3-hidroxibutanoato de etilo
acetato de etilo
ácido decenoico
ácido acético
benzaldehído
alcohol bencílico
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
pantolactona
0,944
0,778
0,935
0,844
-0,760
0,745
0,914
0,879
-0,812
-0,776
0,777
0,742
-0,769
CP-2
27.5
57.6
ácido decanoico
ácido glutámico
ácido octanoico
4-vinilguaiacol
2,3-dihidrobenzofurano
ácido benzoico
decanoato de etilo
ß-damascenona
0,960
0,958
0,855
0,921
0,811
0,810
0,786
0,883
0,833
CP-3
17.0
74.6
3-etoxi-1-propanol
1-propanol
γ-butirolactona
metanol
lactato de etilo
0,961
0,785
0,948
-0,870
0,817
Variables
Loadings
Así, el tratamiento de hiperoxigenación provocó en los vinos elaborados en bodega
experimental una disminución en el contenido de compuestos bencénicos correlacionados con
el CP2 (Figura I.47), tales como el 4-vinilguaiacol y el ácido benzoico, entre otros. De igual
forma, también sufrieron una disminución compuestos volátiles como ácidos de cadena larga
y ß-damascenona (carácter dulce), correlacionados con dicho componente principal. El
tratamiento de hiperoxigenación en los vinos elaborados a escala laboratorio provocó una
disminución en las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.47), como alcoholes
C6, así como un incremento en la concentración de las variables que forman parte del CP3
tales como 3-etoxi-1-propanol y γ-butirolactona (Figura I.48).
132
3,0
VA5 LC
VA5 LH
VA5 BC
VA5 BH
VA5 BC-1
VA5 BH-1
2,0
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
Figura I.47. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la
variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2005 a escala laboratorio (L) y en bodega experimental
(B), así como al año de almacenamiento (1) en el espacio formado por las dos primeras componentes
principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuesos volátiles.
Según la Tabla A.I.16, durante el almacenamiento de los vinos Airén se produjo un
incremento de los ésteres derivados del ácido succínico (3-hidroxibutirato de etilo, succinato
de dietilo y monosuccinato de dietilo; González-Viñas y col., 1996), así como del malonato de
dietilo (con un carácter dulzón) y 2-hidroxi-4-metilpentanoato de detilo, de manera contraria a
los acetatos, que vieron atenuada su concentración (Rapp y col., 1993).
El almacenamiento de los vinos control de la variedad Airén de la vendimia 2005
produjo una disminución en los compuestos más correlacionados con el CP2 (ácidos de
cadena larga, compuestos bencénicos y ß-damascenona) y en menor medida con el CP1,
mientras que los vinos hiperoxigenados sufrieron menores variaciones a lo largo del
almacenamiento (Figura I.47).
133
2,0
VA5 LC
VA5 LH
VA5 BC
VA5 BH
VA5 BC-1
VA5 BH-1
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2005 a escala laboratorio (L) y en bodega experimental
(B), así como al año de almacenamiento (1) en el espacio formado por las componentes principales
CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuesos volátiles.
En la vendimia 2006 se llevó a cabo el tratamiento de hiperoxigenación aplicado a
mostos de la misma variedad que las anteriores, Airén, introduciendo una nueva variable: la
maceración conjunta con la hiperoxigenación con el fin de incrementar el potencial aromático
de los vinos a la vez que se produce una estabilización contra el pardeamiento provocado por
el tratamiento de hiperoxigenación. Con el objetivo de elucidar mayores diferencias entre los
vinos con y sin tratamiento de hiperoxigenación, se realizó una identificación más detallada de
los compuestos volátiles mediante GC-MS, los cuáles se trataron estadísticamente según el
test de Student-Newman-Keuls aplicado de manera independiente a los mostos y vinos
control, hiperoxigenados y macerados-hiperoxigenados (Tabla A.I.17 y Tabla A.I.18).
a) Efecto de la hiperoxigenación en los mostos Airén
Existen diferencias significativas entre los mostos control, hiperoxigenado y
macerado-hiperoxigenado de la variedad Airén de la vendimia 2006 (Figuras I.49 y I.50;
134
Tabla A.I.17). El tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos de la variedad Airén
produjo un incremento en el sumatorio de la concentración global de todas las familias de
compuestos volátiles estudiadas.
Además, el tratamiento de maceración aplicado a los mostos previamente
hiperoxigenados produjo un incremento significativo en alcoholes, ésteres, compuestos
bencénicos, lactonas y terpenos (Sánchez-Palomo y col., 2007a) viéndose ligeramente
atenuados los alcoholes de seis átomos de carbono.
c
700
b
c
Conc. (ug/L)
600
500
b
400
300
200
a
a
alcoholes C6
bencénicos
100
0
MA6 C
MA6 H
MA6 MH
Figura I.49. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los mostos (M)
control (C), hiperoxigenados (H) y macerados-hiperoxigenados (MH) de la variedad Airén (A)
elaborados en la vendimia 2006 (6). Diferentes letras para una misma familia de compuestos denotan
diferencias signficativas según el test de Student-Newman-Keuls (α = 0,05).
b
25
Conc. (ug/L)
20
b
15
10
5
0
a
a
a
terpenos monoox
MA6 C
a
terpenos poliox
MA6 H
MA6 MH
Figura I.50. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los mostos (M)
135
Con el fin de llevar a cabo una diferenciación más individualizada en cuánto a los
compuestos volátiles se refiere, se realizó el tratamiento estadístico de Student-NewmanKeuls aplicado a los mostos Airén control, hiperoxigenados y con posterior maceración de
estos últimos (Tabla A.I.17). Así, el 1-hexanol fue el compuesto que influyó de manera más
significativa en el incremento de la concentración de alcoholes de seis átomos de carbono con
motivo de la adición de oxígeno a los mostos, incrementando así el carácter herbáceo de los
mismos. Linalol y t-geraniol, como terpenos se vieron positivamente influenciados por el
tratamiento de hiperoxigenación, incrementando las notas florales de dichos mostos.
El tratamiento de maceración aplicado de manera conjunta con la hiperoxigenación
incrementó el potencial aromático de los mostos hiperoxigenados (Tabla A.I.17),
incrementando el aroma floral (propiciado por el t-geraniol y su ácido geránico), y el carácter
dulce propiciado por el aumento producido en la concentración de todos los compuestos
bencénicos y C13-norisoprenoides identificados (ß-damascenona y 3-oxo-α-ionol) (SánchezPalomo y col., 2007a). En el mismo sentido, el carácter herbáceo se vio disminuido como
consecuencia de la disminución significativa de los alcoholes de seis átomos de carbono.
b) Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Airén
identificados en los vinos Airén control, hiperoxigenados y macerados-hiperoxigenados
correspondientes a la vendimia 2006, a los cuáles se les aplicó el tratamiento estadístico de
Student-Newman-Keuls. En las Figuras I.51 y I.52 se muestran los sumatorios de las
concentraciones de cada familia de compuestos volátiles.
Tras la fermentación alcohólica se produjo una atenuación en prácticamente todas las
familias de compuestos volátiles presentes en los vinos hiperoxigenados, a favor de un
aumento
significativo
en
compuestos
furánicos
y
manteniéndo
la
concentración
significativamente superior de alcoholes de seis átomos de carbono (carácter herbáceo) y
terpenos polioxigenados tal y como ocurría en los mostos hiperoxigenados, lo cuál podría ser
debido a un efecto oxidativo.
136
Conc. (ug/L)
b
20000
18000
16000
14000
12000
10000
8000
6000
4000
2000
0
b
a
a
a
a
b
a
ésteres
a
ácidos
VA6 C
VA6 H
bencénicos
VA6 MH
La maceración posterior al tratamiento de hiperoxigenación de los mostos no produjo
mejoras notables y significativas en la concentración de las diferentes familias de compuestos
volátiles de los vinos, con excepción del incremento en la concentración de terpenos
polioxigenados y la disminución en la concentración de las familias de alcoholes y lactonas
respecto a las presentes en los vinos sólo hiperoxigenados (Figura I.52).
De manera más individualizada y con ayuda del tratamiento estadístico de StudentNewman-Keuls aplicado a los vinos control, hiperoxigenado y macerado-hiperoxigenado
(Tabla A.I.18), se observó que el descenso en la concentración de la familia de ésteres en
vinos procedentes de mostos hiperoxigenados se debió principalmente al 4-hidroxibutirato de
etilo. Sin embargo, se observaron incrementos en las concentraciones de ésteres de cadena
corta, tales como el acetato de hexilo, hexanoato de etilo y lactato de etilo, entre otros. La
disminución tras la hiperoxigenación en la concentración de la familia de alcoholes se debió
principalmente al 2-metil-1-propanol y 4-metil-1-pentanol, en menor medida. El 1-hexanol
aumentó su concentración de manera considerable en vinos procedentes de mostos
hiperoxigenados, evolucionaron de manera contraria los (E)- y (Z)-3-hexen-1-oles, aunque no
fue superado el umbral de percepción olfativa (Güth, 1997).
La disminución en la concentración de terpenos fue debida al ácido geránico así como
al 4-vinilguaiacol y 2,3-dihidrobenzofurano en los compuestos bencénicos. Cabe destacar el
137
aumento en la concentración del 3-etoximetilfurfural en los vinos hiperoxigenados, compuesto
relacionado con oxidaciones. La disminución en el contenido de lactonas se debió
principalmente a la γ-undecalactona, aunque otras sufrieron un incremento en su
concentración.
450
400
Conc. (ug/L)
350
b b
c
a
300
250
c
b
a
200
b
a
150
100
b a a
50
0
alcoholes
alcoholes C6
a b
c
terpenos monox terpenos poliox
VA6 C
VA6 H
a
lactonas
b b
furanos
VA6 MH
El tratamiento de maceración conjunta con la hiperoxigenación no produjo mejoras
notables en comparación con los vinos sólo hiperoxigenados (Tabla A.I.18). Aún así, cabe
destacar las concentraciones significativamente superiores sobre todo en diversos acetatos,
lactato de etilo y succinato de dietilo, entre otros ésteres, así como en terpenos polioxigenados
y citronelol, y alcohol bencílico y benzaldehído como compuestos bencénicos, que podrían
influir en el carácter floral y dulzón de los vinos procedentes de mostos sometidos a
maceración e hiperoxigenación.
I.3.3.5. Efecto de la hiperoxigenación en vinos Airén de las vendimias 2004-2006.
La composición volátil de los mostos para una determinada vendimia está fuertemente
influenciada por factores edáficos y climáticos (temperatura, pluviometría…) que tengan lugar
durante la etapa de maduración (Marais y col., 1992), por lo que la composición volátil del
mosto puede diferir entre dos vendimias de la misma variedad, independientemente del
contenido en azúcares (Dieguez y col., 2003). Para estudiar este posible efecto, se ha realizado
un estudio comparativo de los vinos de la variedad Airén correspondientes a las tres
138
vendimias estudiadas (2004, 2005 y 2006), considerando los vinos obtenidos bajo las mismas
condiciones.
Según el Análisis de Componentes Principales (Figuras I.53 y I.54) aplicado al
conjunto de datos de la composición volátil común de los vinos control e hiperoxigenados de
la variedad Airén en tres vendimias diferentes (2004, 2005, y 2006) elaborados en bodega
experimental, se observó cómo los vinos elaborados en la vendimia 2006 se diferenciaron
claramente del resto de vendimias estudiadas, las cuáles fueron semejantes entre sí, en las
variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.53; Tabla I.19). Así, dichos vinos
poseían una menor concentración de alcoholes de seis átomos de carbono y mayor de ßdamascenona, alcohol bencílico, los alcoholes isoamílicos y γ-butirolactona y acetato de 2feniletilo, lo que podría influir en el carácter floral de los vinos. Dichos vinos poseían
igualmente mayores concentraciones de los derivados del ácido succínico, así como menores
de los ésteres y ácidos de menor peso molecular (acetato de hexilo, butirato de etilo, ácido
butírico).
La inferior concentración de alcoholes C6 puede ser debida al mayor estado de
madurez de las uvas de la vendimia 2006, así como a la más cuidadosa vendimia, transporte y
transformación de la uva en mosto, debido a que las reacciones oxidación/reducción que dan
lugar a dichos compuestos se hayan visto reducidas (Baumes y col., 1989a).
Algo similar fue observado en el caso de las variables más correlacionadas con el CP2
(Figura I.53; Tabla I.19), donde los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados de la
vendimia 2005 poseían mayores concentraciones de 2-feniletanol, aunque de manera menos
deseada una concentración superior de 1-hexanol así como de 3-metiltio-1-propanol.
El efecto de la hiperoxigenación sobre la fracción volátil de los vinos de la variedad
Airén elaborados en las vendimias 2005 y 2006, va encaminado hacia la disminución del 4vinilguaiacol y los ácidos decanoico y octanoico (CP3) (Figura I.54), siendo más marcado en
función de la vendimia en cuestión.
Por tanto, podría afirmarse que la adición de oxígeno a los mostos mediante el
tratamiento de hiperoxigenación no afectó negativamente a la fracción volátil de los vinos.
139
compuestos volátiles de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén en tres vendimias
diferentes.
140
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
45.1
CP-2
CP-3
Variables
Loadings
45.1
acetato de 2-feniletilo
decanoato de etilo
octanoato de metilo
3-metilbutanoato de etilo
butirato de etilo
acetato de hexilo
ácido isobutírico
ácido butírico
ácido dodecanoico
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
acetaldehído
3-metil-1-butanol
2-metil-1-butanol
4-metil-1-pentanol
1-propanol
alcohol bencílico
ß-damascenona
γ-butirolactona
-0,979
-0,952
0,929
-0,921
-0,916
-0,911
0,864
0,844
0,814
0,946
0,942
-0,888
0,900
0,817
-0,875
-0,820
-0,817
0,812
0,749
-0,876
-0,945
-0,901
19.1
64.2
3-metiltiopropanol
3-etoxi-1-propanol
1-hexanol
4-hidroxibutirato de etilo
2-feniletanol
0,948
0,869
0,853
0,860
0,914
14.8
79.0
ácido decanoico
ácido octanoico
4-vinilguaiacol
0,990
0,930
0,972
3,0
VA4 C
VA4 H
VA5 BC
VA5 BH
VA6 C
VA6 H
2,0
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-1,5
-1,0
-0,5
0,0
0,5
1,0
1,5
CP 1
variedad Airén (A) elaborados en tres vendimias diferentes (2004 (4), 2005 (5), 2006 (6)) elaborados
en la bodega experimental (B) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales
(CP1 y CP2) obtenidas en el análisis del contenido en compuestos volátiles.
3,0
VA4 C
VA4 H
VA5 BC
VA5 BH
VA6 C
VA6 H
2,0
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-1,5
-1,0
-0,5
0,0
0,5
1,0
1,5
CP 1
variedad Airén (A) elaborados en tres vendimias diferentes (2004 (4), 2005 (5), 2006 (6)) elaborados
en la bodega experimental (B) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3
obtenidas en el análisis del contenido en compuestos volátiles.
141
I.3.3.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005
En la vendimia 2005 se realizó la experiencia de hiperoxigenación con vinos de la
variedad Macabeo, en las mismas condiciones que se realizó para Airén del mismo año de
vendimia. Así, se realizaron vinificaciones a escala laboratorio y en bodega experimental, y se
observó la evolución de estos últimos tras el almacenamiento de un año.
presentes en los mostos y vinos Airén de dicha vendimia, así como al año de almacenamiento.
En relación a los compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la
fermentación alcohólica (Figura I.55), se observó una disminución en la concentración de
prácticamente todos ellos tras un año de almacenamiento. La adición de oxígeno provocó en
los vinos un incremento significativo en la concentración de acetaldehído y acetato de etilo, de
manera contraria a lo observado para los alcoholes mayoritarios. Dichas diferencias se
mantuvieron tras el almacenamiento de un año.
Conc. (mg/L)
140
120
100
80
60
40
20
VMb5 BC
VMb5 BH
VMb5 LC
VMb5 LH
ol
l-1
-b
ut
an
ol
3m
eti
l-1
-b
ut
an
no
l
2m
eti
iso
bu
ta
1pr
op
an
ol
an
ol
m
et
de
to
eta
ac
ac
eta
ld
e
hÍ
do
eti
lo
0
VMb5 BC-1
VMb5 BH-1
Figura I.55. Concentración (mg/L) de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos (V) Macabeo
(Mb) control (C) e hiperoxigenados (H), elaborados en la vendimia 2005, en bodega experimental (B)
y a escala laboratorio (L), y al año de almacenamiento (1). Para cada compuesto, diferentes letras
denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls.
En la Figura I.56, puede observarse que la adición de oxígeno al mosto produjo un
incremento en las cantidades presentes en el vino de ésteres y compuestos bencénicos, los
cuáles podrían favorecer en el incremento de las notas frutales y dulces en los vinos
142
hiperoxigenados. Dicha evolución prosiguió tras el almacenamiento de un año, incrementando
en el mismo sentido además los alcoholes de seis átomos de carbono, donde los vinos
procedentes de mostos hiperoxigenados tuvieron una concentración superior.
16000
14000
Conc. (ug/L)
12000
10000
8000
6000
4000
2000
0
ésteres
VMb5 LC
VMb5 LH
alcoholes
VMb5 BC
alcoholes C6
VMb5 BH
ácidos
VMb5 BC-1
bencénicos
VMb5 BH-1
(V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Macabeo (Mb) elaborados en la vendimia 2005
(5), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1).
Al aplicar el Análisis de Componentes Principales a los compuestos volátiles de la
Tabla A.I.16, se obtuvo una distribución de las muestras en el espacio formado por los CP1 y
CP2 (Figura I.57). Las variables más correlacionadas con cada componente principal se
indican en la Tabla I.20.
143
compuestos volátiles y de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Macabeo elaborados a
escala laboratorio y en bodega experimental, así como al año de almacenamiento.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
45.8
45.8
ácido 9-decenoico
ácido glutámico
ácido butanoico
ácido octanoico
ácido decanoico
ácido hexanoico
ácido hexadecanoico
3-etoxi-1-propanol
2-metil-1-propanol
metanol
decanoato de etilo
acetato de 3-metil-1-butanol
octanoato de etilo
acetato de etilo
hexanoato de etilo
3-hidroxibutanoato de etilo
acetato de hexilo
t-geraniol
ß-damascenona
vainillina
0,975
0,909
0,887
0,882
0,877
0,874
0,861
0,934
0,920
-0,901
0,945
0,928
0,919
0,918
0,913
0,905
0,885
-0,853
0,836
0,907
0,866
0,847
CP-2
33.3
79.1
4-vinilguaiacol
ácido fenilacético
acetovainillona
2-metoxifenol
pantolactona
γ-butirolactona
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
glutarato de etilo
butanoato de etilo
1-propanol
3-metil-1-butanol
isobutanol
3-metil-1-pentanol
2-metil-1-butanol
0,987
0,881
-0,879
0,878
0,813
0,974
0,947
0,933
0,809
0,916
0,835
0,853
0,831
0,808
0,801
0,759
Variables
Loadings
El efecto del tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos de uva blanca
Macabeo produjo escasas diferencias en la fracción aromática de los vinos. Aún así, pudo
observarse el incremento en los vinos hiperoxigenados de las variables más correlacionadas
con el CP1. De esta forma, se observó un incremento en la concentración de ácidos de cadena
larga, alcoholes derivados del propanol, ésteres y acetatos, t-geraniol y ß-damascenona, de
manera contraria a la atenuación observada en compuestos bencénicos, lactonas, alcoholes de
144
seis átomos de carbono y diversos alcoholes formados de manera mayoritaria durante la
fermentación alcohólica (Tabla A.I.16), más correlacionados con el CP2 (Figura I.57).
La presencia de una fermentación más vigorosa puede dar lugar al aumento de enzimas
procedentes de las levaduras, las cuáles podrían liberar determinados compuestos en los vinos
hiperoxigenados, tales como t-geraniol, alcohol bencílico y 2-feniletanol.
2,0
VMb5 LC
VMb5 LH
VMb5 BC
VMb5 BH
VMb5 BC-1
VMb5 BH-1
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP 1
variedad Macabeo (Mb) elaborados en la vendimia 2005 a escala laboratorio (L) y en bodega
experimental (B), así como al año de almacenamiento (1) en el espacio formado por las dos primeras
componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuesos
volátiles.
El tratamiento de hiperoxigenación aplicado hizo evolucionar a los vinos en el mismo
sentido independientemente del modo de elaboración, si bien los vinos elaborados a escala
laboratorio poseían una concentración superior de los compuestos más correlacionados con la
CP1 e inferior en aquellos pertenecientes al CP2 (Tabla I.20).
El almacenamiento de los vinos control e hiperoxigenados se tradujo en un descenso
de la concentración de prácticamente todos los componentes más correlacionados con el CP2,
afectando en la misma dirección para ambos vinos (Figura I.57). Sin embargo, al igual que
145
fue observado en los vinos de la variedad Airén, se observó un incremento durante el
almacenamiento de la concentración de ésteres derivados del ácido succínico (Tabla A.I.16) y
malonato de dietilo, así como de benzaldehído (Du Toit y col., 2006), alcohol bencílico y
ácido fenilacético, así como una atenuación de 1-hexanol y 3-metiltio-1-propanol.
Al igual que fue observado en los vinos Airén de la misma vendimia, ß-damascenona,
γ-butirolactona y t-geraniol desaparecieron durante el almacenamiento de los vinos Macabeo,
influyendo en el carácter afrutado y floral (Rapp y col., 1993).
I.3.3.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006
Se realizó la experiencia de hiperoxigenación a mostos de otra variedad, Chardonnay,
en la vendimia 2006. Han sido identificados un gran número de compuestos volátiles, al igual
que para la variedad Airén de la misma vendimia, en las muestras de mostos y los vinos
derivados de éstos, así como tras el almacenamiento en condiciones de luz y oscuridad.
a) Efecto de la hiperoxigenación en los mostos Chardonnay
identificados en los mostos Chardonnay control e hiperoxigenados de la vendimia 2006, así
como el tratamiento de la “t de Student” aplicado para ambos mostos.
Al igual que ocurrió en los mostos de la variedad Airén de la misma vendimia, la
concentración de todas las familias de compuestos volátiles consideradas como suma de cada
uno de los compuestos que forman parte de cada familia fue significativamente superior en los
mostos con adición de oxígeno de manera externa, según el test estadístico de “t de Student”
aplicado (Figura I.58).
De manera más pormenorizada para cada compuesto volátil independiente, se aplicó el
análisis estadístico de “t de Student” con el fin de observar diferencias puntuales sobre el
efecto del tratamiento de hiperoxigenación a los mostos de la variedad Chardonnay (Tabla
A.I.19). Así, se observó como la mayoría de los compuestos volátiles poseía una
concentración significativamente superior en los mostos hiperoxigenados, sobre todo en
alcoholes de seis átomos de carbono, incrementando su carácter herbáceo, así como 2feniletilo con un marcado aroma a rosas. Sin embargo, cabe destacar la concentración
146
significativamente inferior en los mismos del alcohol bencílico, así como de otros compuestos
tales como el benzaldehído, 4-vinilguaiacol, α-terpineol, aunque sin diferencias significativas.
b
700
Conc. (ug/L)
600
b
500
a
400
300
a
200
a
100
b
0
alcoholes C6
bencénicos
MCh6 C
terpenos
MCh6 H
Figura I.58. Concentración de las principales familias de compuestos volátiles presentes en los mostos
(M) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) elaborados en la vendimia
2006 (6), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1).
Diferentes letras para cada familia de compuestos denotan diferencias significativas según el test de t
de Student (α = 0,05).
b) Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Chardonnay
Tras la fermentación alcohólica, se produjo un incremento en las concentraciones de
todos los compuestos volátiles, especialmente de ésteres, ácidos y compuestos bencénicos, al
igual que en el resto de variedades estudiadas. Igualmente, se observó una producción de
compuestos furánicos, formados a partir de la degradación de azúcares (Simpson, 1979) o de
la oxidación del ácido ascórbico en el caso del furfural, aunque a las concentraciones en las
que están presentes en los vinos no participan del aroma del vino.
Las concentraciones significativamente superiores de compuestos volátiles presentes
en los mostos hiperoxigenados siguieron la misma evolución en el caso de los vinos en las
familias de ésteres, ácidos, alcoholes alifáticos, alcoholes de seis átomos de carbono y furanos,
aunque sin diferencias significativas según el test de “t de Student”. La concentración de las
familias de compuestos bencénicos y lactonas se vio disminuida, aunque dichas diferencias no
fueron significativas estadísticamente (Figuras I.59 y I.60).
147
Conc. (ug/L)
10000
9000
8000
7000
6000
5000
4000
3000
2000
1000
0
ésteres
ácidos
VCh6 C
bencénicos
VCh6 H
(V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) elaborados en la vendimia 2006
(6), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1). Diferentes
letras para cada familia de compuestos denotan diferencias significativas según el test de t de Student
(α = 0,05).
Tras la identificación de un gran número de compuestos volátiles presentes en los
vinos de la variedad Chardonnay, el análisis estadístico de “t de Student” puso de manifiesto
que el tratamiento de hiperoxigenación prácticamente no tuvo un efecto significativo en la
concentración de ninguno de los compuestos volátiles identificados (Tabla A.I.20), aunque si
bien se produjo un incremento en la concentración de linalol y alcohol bencílico como
consecuencia del tratamiento de hiperoxigenación, lo cual podría influir positivamente en el
aroma floral y dulce.
400
350
Conc. (ug/L)
300
250
200
150
100
50
0
alcoholes
alcoholes C6
terpenos
VCh6 C
lactonas
furanos
VCh6 H
(V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) elaborados en la vendimia 2006
(6), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1). Diferentes
letras para cada familia de compuestos denotan diferencias significativas según el test de t de Student
(α = 0,05).
148
En conclusión, puede afirmarse que el tratamiento de hiperoxigenación provocó una
estabilización importante en los compuestos fenólicos y en el color de los vinos de la variedad
Chardonnay sin que ello modificara de manera significativa la fracción volátil de los mismos.
c) Efecto del envejecimiento acelerado sobre la fracción volátil de los vinos Chardonnay
Se ha realizado un estudio de envejecimiento acelerado sobre un vino de la variedad
Chardonnay con el fin de elucidar los compuestos que más se verían influenciados en unas
condiciones de almacenamiento a largo plazo.
Según el tratamiento de envejecimiento acelerado sometido a un vino control de la
variedad Chardonnay, se evidencia la formación de nuevos compuestos y la desaparición y
evolución de otros muchos.
Los compuestos que no fueron detectados en relación a los vinos control fueron ésteres
como piruvato de etilo, 4-hidroxibutirato de etilo y laurato de etilo; alcoholes como 1-butanol,
3-metil-1-buten-3-ol, (Z)-2-penten-1-ol; terpenos tales como hotrienol, citronelol, nerol y
ácido geránico; y derivados furánicos como el furoato de etilo y 2-furanmetanol. Por tanto, lo
más destacable es la pérdida del carácter floral de los vinos sometidos a envejecimiento
acelerado (Francis y col., 1994; du Toit y col., 2006).
Durante el proceso de envejecimiento acelerado se forman compuestos nuevos (Tabla
I.21), tales como los C13-norisoprenoides 3-hidroxi-ß-damascona, 3-oxo-α-ionol y TDN (1,2dihidro-1,1,6-trimetil naftaleno), dioxanos y dioxolanos, compuestos furánicos (benzofurano y
5-metil-2-furancarboxaldehído), derivados del succinato de etilo, y levulinato de etilo (ácido
4-oxo-pentanoato de etilo), relacionado con los vinos almacenados (González-Viñas y col.,
1996) y afectados por la oxidación (Cutzach y col., 1999).
149
Tabla I.21. Compuestos volátiles de nueva formación en un vino de la variedad Chardonnay durante el
tratamiento de envejecimiento acelerado.
tr (min)
COMPUESTO
26,70
31,88
41,26
45,60
51,81
52,18
56,67
59,80
63,03
72,47
98,69
104,62
2-etil-2,4,5-trimetil,-1,3-dioxolano
cis-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano
5-metil-2-furancarboxaldehído
4-oxo-pentanoato de etilo
cis-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano
trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano
TDN (1,2-dihidro-1,1,6-trimetil naftaleno)
benzofurano
trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano
3-metil butil succinato de etilo
3-hidroxi-ß-damascona
3-oxo-α-ionol
La reacción de condensación entre el glicerol y el acetaldehído en condiciones ácidas
es el mecanismo de la formación de los isómeros cis y trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano y
cis y trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano (Silva Ferreira y col., 2002b). Su impacto sobre el
aroma es apreciable, descrito como dulce y “old port-like”. Su formación es una medida de
proteger al vino contra un exceso de acetaldehído. Dichos compuestos están relacionados con
el tiempo de almacenamiento y son idóneos indicadores de la edad de los vinos bajo
condiciones de oxidación. La presencia de compuestos fenólicos que actúan como
antioxidantes evita la formación de etanol en acetaldehído mediante oxidación, limitando así
la formación de dioxanos y dioxolanos en los vinos (Cutzach y col., 1999; Câmara y col.,
2003 y 2006).
Se realizó el análisis estadístico de la “t de Student” a los compuestos volátiles
comunes a los vinos con y sin tratamiento de envejecimiento acelerado, con el fin de observar
aquellos compuestos volátiles que presenten diferencias significativas (Tabla I.22). Así, la
mayoría de dichos compuestos volátiles poseían una concentración superior en los vinos
sometidos al tratamiento de envejecimiento acelerado, tales como ésteres derivados del ácido
succínico, ß-damascenona y furfural (Simpson, 1978). Aún así, cabe destacar las
disminuciones de concentración observadas en linalol y acetato de 2-feniletilo (du Toit y col.,
2006), ambos con notas florales, así como los ácidos decanoico y dodecanoico, con olor a
seco y metálico.
150
Tabla I.22. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles con diferencias significativas según el
análisis estadístico de la “t de Student” (α=0.05) entre los vinos Chardonnay con y sin tratamiento de
envejecimiento acelerado, y sus desviaciones estándar.
Sin tratamiento
butirato de etilo
hexanoato de etilo
heptanoato de etilo
lactato de etilo
2-hidroxi-3-metilbutirato de etilo
4-metil-2-hidroxipentanoato de etilo
2-hidroxipropanoato de pentilo
succinato etil metil
succinato de dietilo*
acetato 2-feniletilo
malato de dietilo
glutarato de etilo
monosuccinato de dietilo*
2-metil-1-propanol
2-etil-1-hexanol
1-hexanol
(E)-3-hexen-1ol
(Z)-2-hexen-1-ol
ácido hexanoico
ácido decanoico
ácido dodecanoico
furfural
linalol
ß-damascenona
4-vinilguaiacol
ácido 4-hidroxihexanoico lactona
γ-undecalactona
* Concentración en mg/L.
81,5
655
5,96
13,79
2,81
nd
13,87
2,02
0,86
362,92
120,86
107,11
3,96
147,19
nd
206,11
15,53
4,91
632,64
556,9
146,95
5,62
5,07
15,63
3,99
116,05
nd
247,08
±
±
±
±
±
2,11
17,66
0,88
2,42
0,13
±
±
±
±
±
±
±
±
2,67
0,32
0,11
2,01
8,39
5,52
0,37
6,52
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,15
0,21
2,39
13,6
23,92
0,25
1,69
0,35
2,29
0,31
5,31
±
6,81
Con tratamiento
A
A
A
A
A
A
A
A
A
B
A
A
A
A
A
A
A
B
A
B
B
A
B
A
B
A
A
A
92,66
830,34
14,25
56,11
19,50
48,42
45,28
27,08
4,33
6,24
385,68
556,20
8,39
286,77
4,26
299,47
18,11
4,13
827,41
399,98
65,63
92,79
2,16
45,00
2,40
212,12
9,09
552,17
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,65
3,77
0,71
1,37
0,75
0,53
0,27
0,75
0,14
3,40
0,81
7,20
0,19
8,17
0,30
0,90
0,43
0,36
25,40
8,92
2,40
1,80
0,30
3,60
0,15
10,39
0,42
1,91
B
B
B
B
B
B
B
B
B
A
B
B
B
B
B
B
B
A
B
A
A
B
A
B
A
B
B
B
d) Efecto de la hiperoxigenación en el almacenamiento de los vinos Chardonnay
Como se ha realizado con el resto de variedades Airén y Macabeo, en el caso de los
vinos de la variedad Chardonnay se ha llevado a cabo la caracterización aromática de los
vinos tras un almacenamiento de un año, en este caso en condiciones de luz y oscuridad.
La caracterización aromática de dichos vinos se ha llevado a cabo en base a los
resultados obtenidos del tratamiento de envejecimiento acelerado, es decir, se han cuantificado
sólo aquellos compuestos que mostraron diferencias significativas tras el almacenamiento en
condiciones aceleradas, eliminando aquellos que no presentaron diferencias significativas, con
el fin de simplificar la matriz de datos de compuestos volátiles.
Así, con el fin de observar la evolución sufrida tras el almacenamiento de los vinos de
la variedad Chardonnay, se ha sometido a la matriz de datos de compuestos volátiles comunes
151
a los vinos antes y después del almacenamiento (Tabla A.I.21) al Análisis de Componentes
Principales.
Según las Figuras I.61 y I.62, se observó el efecto del almacenamiento en los vinos
Chardonnay. Las variables que más se correlacionaron con las componentes principales se
indican en la Tabla I.23. De esta forma, las muestras almacenadas durante un año tuvieron
una concentración superior de los ésteres derivados del ácido succínico (González-Viñas y
col., 1995), ésteres de cadena larga e hidroxiésteres, así como de γ-undecalactona y 4vinilguaiacol a lo largo del almacenamiento para los vinos control e hiperoxigenados,
independientemente de las condiciones de almacenamiento. En cambio, se produjo una
disminución del acetato de 2-feniletilo. Los derivados furánicos también vieron incrementada
su concentración (Pérez-Coello y col., 2003). Todos estos compuestos formaron parte del
CP1.
compuestos volátiles de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay de la vendimia
2006, así como al año de almacenamiento en condiciones de luz y oscuridad.
152
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
54.7
CP-2
CP-3
Variables
Loadings
54.7
heptanoato de etilo
glutarato de etilo
acetato de etilo
hexanoato de etilo
malonato de dietilo
lactato de etilo
γ-undecalactona
furfural
furoato de etilo
ácido dodecanoico
ácido decanoico
ácido hexanoico
2-metil-1-butanol
metanol
4-vinilguaiacol
0,985
0,970
0,968
-0,955
0,955
0,934
0,932
0,918
0,814
0,799
0,746
0,973
0,960
0,948
-0,953
-0,891
0,885
-0,941
-0,837
0,918
13.3
68.0
(Z)-2-penten-1-ol
ß-damascenona
0,919
-0,876
0,811
12.8
80.8
3-metil-1-butanol
acetaldehído
0,866
0,729
2,0
VCh6 C
VCh6 H
VCh6 Cluz-1
VCh6 Hluz-1
VCh6 Cosc-1
VCh6 Hosc-1
CP 2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-1,5
-1,0
-0,5
0,0
0,5
1,0
1,5
CP 1
variedad Chardonnay (Ch) y al año de almacenamiento (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en
el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis
del contenido de compuesos volátiles.
Las diferencias detectadas en cuanto al tratamiento de hiperoxigenación se refiere con
carácter previo al almacenamiento están relacionadas con las variables más correlacionadas
con el CP2 (Figura I.61), donde una de las características de estos vinos hiperoxigenados fue
la concentración menor de ß-damascenona (Tabla A.I.20). Dicho efecto de la
hiperoxigenación se mantuvo en el almacenamiento en condiciones de luminosidad entre los
vinos control e hiperoxigenados, no mostrando diferencias en condiciones de oscuridad. Cabe
destacar cómo los vinos control almacenados en condiciones de luminosidad tuvieron mayores
concentraciones de las variables positivamente correlacionadas con el CP-2 (Tabla I.23),
mientras que los respectivos vinos hiperoxigenados, así como ambos vinos almacenados en
condiciones de oscuridad mantuvieron semejantes concentraciones de compuestos volátiles.
De manera independiente al almacenamiento y a sus condiciones, los vinos
hiperoxigenados de la variedad Chardonnay poseían en común cantidades menores de 3-metil1-butanol y acetaldehído que los vinos control, correlacionadas con el CP3 (Figura I.62;
Tabla I.23) (Escudero y col., 2002; Silva Ferreira y col., 2002a).
153
2,0
VCh6 C
VCh6 H
VCh6 Cluz-1
VCh6 Hluz-1
VCh6 Cosc-1
VCh6 Hosc-1
CP 3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-1,5
-1,0
-0,5
0,0
0,5
1,0
1,5
CP 1
variedad Chardonnay (Ch) y al año de almacenamiento (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en
el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis del contenido
de compuesos volátiles.
e) Efecto de la hiperoxigenación en el almacenamiento de los vinos Chardonnay bajo
diferentes condiciones (luz y oscuridad)
Debido a que las condiciones de almacenamiento llevadas a cabo en los vinos de la
variedad Chardonnay fueron diferentes al resto de variedades (condiciones de almacenamiento
de luz y oscuridad), se ha estimado oportuno realizar el análisis estadístico de StudentNewman-Keuls aplicado a la matriz de datos de compuestos volátiles identificados en las
muestras de vinos control e hiperoxigenados almacenados en condiciones de luz y oscuridad
(Tabla A.I.21).
Puede observarse que los compuestos volátiles que se diferenciaron por el tratamiento
de hiperoxigenación, independientemente del modo de almacenamiento, fueron los ésteres
butirato de etilo y hexanoato de etilo y el 1-hexanol con mayor concentración en los vinos
hiperoxigenados. Sin embargo, el furfural, causante de pardeamientos no enzimáticos según
Calviño y col. (2005), poseía concentraciones superiores en los vinos control, y aún más en su
almacenamiento en condiciones de oscuridad.
154
Cabe destacar la prevalencia de dioxanos frente a la de dioxolanos en los vinos
almacenados. Su valor de concentración es menor en los vinos hiperoxigenados, y a su vez, en
el almacenamiento en condiciones de oscuridad. Debido a que su formación se produce como
consecuencia de una oxidación (un incremento de acetaldehído), la concentración
significativamente superior en los vinos control hace pensar en su mayor grado de oxidación
(Cutzach y col., 1999). Cabe destacar la concentración significativamente inferior de
dioxolanos y dioxanos en los vinos hiperoxigenados almacenados en condiciones de
oscuridad. El derivado trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano agrupó según el tratamiento de
Student-Newman-Keuls a los vinos hiperoxigenados independientemente de las condiciones
de almacenamiento, con una concentración significativamente inferior. Sin embargo, su
concentración es superior en los vinos control almacenados en oscuridad. El umbral de
percepción debido a la suma de los isómeros cis y trans de dioxanos y dioxolanos es de 100
mg/L y en ningún caso es superado.
Cabe destacar la ausencia de diferencias significativas en el TDN en todas las muestras
de vinos analizadas, no superando ninguna el umbral de percepción establecido en 20 μg/L
(Simpson, 1978).
En general, no existieronn grandes diferencias sobre la fracción aromática en el efecto
del tratamiento de hiperoxigenación en función del almacenamiento en condiciones de luz u
oscuridad.
I.3.3. EFECTO DE LA HIPEROXIGENACIÓN EN EL PERFIL SENSORIAL DE LOS
VINOS
Los vinos fueron analizados por el panel de catadores expertos en análisis sensorial de
vinos, utilizando los atributos que por consenso, previamente habían sido seleccionados como
los más idóneos para la descripción de las características sensoriales de los vinos (Tabla I.24).
La evaluación de los atributos se realizó mediante una escala no estructurada de 10 cm
de longitud, en cuyo extremo izquierdo se situaba la valoración “poca intensidad” y en el
extremo derecho la de “elevada intensidad”.
155
Tabla I.24. Tabla de descriptores olfativo-gustativos y táctiles empleados para el análisis sensorial
descriptivo de los vinos blancos de las variedades Airén y Chardonnay de la vendimia 2006.
Sensación olfativa Sensación gustativa Sensación táctil
Cítricos
Amargor
Fresco
Cuerpo
Manzana verde
Intensidad dejo
Afrutado
Calidad dejo
Fruta tropical
Astringencia
Plátano
Acidez
Impresión global
I.3.3.1. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Airén de la vendimia 2006
La Figura I.63 muestra, en forma de diagrama de tela de araña, las intensidades
medias otorgadas por los catadores a los diferentes atributos evaluados para cada vino control,
hiperoxigenado y macerado-hiperoxigenado de la variedad Airén elaborados en la vendimia
2006.
Pese a que no existieron diferencias significativas entre estos vinos tras el tratamiento
estadístico de Student-Newman-Keuls de los datos de puntuaciones de cada atributo, puede
observarse que el tratamiento de hiperoxigenación propició un incremento en el aroma a
plátano y el gusto a fruta tropical, a la vez que se vieron atenuados los atributos de cítricos y
manzana verde, tal y como fue observado en vinos de la variedad Riesling por Schneider
(1996). Los vinos hiperoxigenados aumentaron el cuerpo y la calidad del dejo, lo cuál se vio
reflejado en la mejora de la impresión global de los mismos.
La maceración aplicada de manera conjunta con la hiperoxigenación provocó una leve
mejora sensorial encaminada hacia una mayor apreciación del aroma a plátano y fruta tropical
e incrementando la astringencia y calidad del dejo, siendo dichos vinos los mejor valorados
por los catadores.
156
Olor a fresco
Impresión global
10
Olor a cítricos
8
Calidad del dejo
Olor a manzana verde
6
4
Intensidad del dejo
Olor afrutado (melocotón, albaricoque)
2
0
Cuerpo
Olor a fruta tropical (piña)
Astringencia
Olor a plátano
Acidez
Gusto a fruta tropical (piña)
VA6 C
Gusto a manzana verde
Gusto afrutado (melocotón,albaricoque)
VA6 H
VA6 MH
Figura I.63. Análisis sensorial de los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006.
I.3.3.2. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006
En la Figura I.64 se muestra los atributos olfativos, gustativos y táctiles evaluados en
los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay elaborados en la vendimia
2006. A diferencia de los vinos de la variedad Airén, el tratamiento de hiperoxigenación tuvo
un efecto significativo en algunos de los atributos evaluados, según el tratamiento estadístico
de “t de Student”.
Así, la adición de oxígeno al mosto provocó un aumento significativo del aroma a
plátano (al igual que sucedía con los vinos Airén de la misma vendimia), a diferencia de la
atenuación significativa sufrida en el atributo olfativo floral, pese a las escasas diferencias
significativas detectadas en la familia de terpenos, responsables de dicho atributo (Artajona y
col., 1990). Otras diferencias detectadas con motivo del tratamiento de hiperoxigenación a los
mostos de la variedad Chardonnay, aunque no significativas, estuvieron encaminadas hacia el
incremento del perfil olfato-gustativo en los vinos del atributo afrutado y fruta tropical,
atenuándose la astringencia y amargor presente en los vinos procedentes de mostos
hiperoxigenados. Dicha valoración se tradujo en una valoración significativamente mejor de la
calidad del dejo y, con ella, de la impresión global de los mismos (Cheynier y col., 1991).
157
Olor a fresco
10
Impresión global
*
Calidad del dejo
*
Intensidad del dejo
Olor a manzana verde
8
Olor a flores
6
4
2
Cuerpo
Olor afrutado (melocotón, albaricoque)
*
Olor a fruta tropical (piña)
0
*
Astringencia
Olor a plátano
Amargo
Gusto a manzana verde
Acidez
Gusto afrutado (melocotón,albaricoque)
Gusto a fruta tropical (piña)
VCh6 C
VCh6 H
Figura I.64. Análisis sensorial de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la variedad
Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006. * Diferencias significativas (α = 0.05) según el test estadístico
de “t de Student”.
158
Conclusiones
I.4. CONCLUSIONES
Los mostos procedentes de las tres variedades de uva utilizadas en este estudio poseían
diferencias iniciales en cuanto al perfil polifenólico y cromático se refiere, incluso en función
del año de vendimia. Así, los mostos control de la variedad Macabeo fueron los de color más
claro ya que poseían el menor contenido en polifenoles totales, especialmente de derivados de
ácidos hidroxicinámicos y de flavonoles; en el caso extremo se encontraron los mostos de la
variedad Chardonnay, mientras que los de la variedad Airén quedaron en una posición
intermedia aunque con bastante similitud con la variedad Macabeo.
De forma general, el tratamiento de hiperoxigenación provocó un notable
oscurecimiento inicial de los mostos debido a la oxidación y polimerización de compuestos
fenólicos que se transformaron en pigmentos pardos, los cuáles posteriormente llegaron a
precipitar y pudieron ser retirados al desfangar antes de proceder a la vinificación. Este hecho
provocó una disminución del contenido en polifenoles totales en los mostos hiperoxigenados
para todas las variedades estudiadas (Airén, Macabeo y Chardonnay), fundamentalmente en la
familia de derivados de ácidos hidroxicinámicos. En el caso de los mostos de la variedad
Chardonnay, la hiperoxigenación también disminuyó de forma importante el contenido en
flavonoles, reduciendo así en gran medida su color amarillo.
Las diferencias varietales y de vendimia evidenciadas en los mostos control se
trasladaron a sus correspondientes vinos. Así, los vinos control de la variedad Chardonnay
mostraron un color más amarillo, con mayor intensidad y pureza cromática, conteniendo
mayor cantidad de flavonoles y de ácidos hidroxicinámicos, mientras que los vinos control de
Macabeo se caracterizaron por un color amarillo más pálido, sobre todo por un contenido muy
bajo en flavonoles; si bien los vinos control de la variedad Airén tuvieron bajas
concentraciones de derivados de ácidos hidroxicinámicos, su contenido en flavonoles resultó
más variable, por lo que sus características cromáticas estuvieron más próximas a los vinos
control de Chardonnay (en el caso de los vinos Airén 2005) o de Macabeo (para los vinos
Airén 2004 y 2006) en función de las diferencias observadas en cada vendimia.
159
Todos los vinos elaborados con mostos hiperoxigenados pudieron diferenciarse de sus
respectivos vinos control gracias a una disminución importante del contenido en derivados de
ácidos hidroxicinámicos, principalmente aquellos más importantes por su abundancia (t-GRP,
t-caftárico y t- y c-cutárico), lo cuál puede considerarse que es el efecto más notable que
provocó la hiperoxigenación de mostos en la composición fenólica de los vinos. Este hecho
supone una ventaja en variedades que rinden tonalidades muy amarillas, como es el caso de la
variedad Chardonnay, a la cuál el tratamiento de hiperoxigenación hizo disminuir la
concentración de flavonoles (pigmentos responsables del marcado color amarillo), hecho que
se mantuvo a lo largo del almacenamiento.
La maceración aplicada de manera conjunta con la hiperoxigenación en los vinos
Airén de la vendimia 2006 condujo a vinos de tonalidades más amarillas y oscuras por un
aumento en la concentración de flavonoles. El uso combinado de ambos tratamientos tuvo un
efecto adicional de disminución de diversos compuestos fenólicos fácilmente oxidables (tGRP y (+)-catequina), estabilizando al vino frente a futuras oxidaciones.
La evolución cromática y fenólica de los vinos procedentes de mostos sometidos al
tratamiento de hiperoxigenación durante el almacenamiento no fue tan drástica en
comparación con los vinos control elaborados de manera convencional, sobre todo en los
derivados del GRP y derivados de ácidos hidroxicinámicos. Por lo tanto, el tratamiento de
hiperoxigenación ejerció un efecto positivo sobre la estabilidad del color de los vinos de todas
las variedades estudiadas, al menos para un periodo anual de almacenamiento.
Por regla general, el tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos produjo
una mejora sobre la fracción volátil de los vinos blancos, aunque su efecto dependió en gran
medida de la variedad y del año de vendimia. De manera general, la aplicación del tratamiento
de hiperoxigenación produjo en los vinos un incremento en la concentración de un gran
número de compuestos volátiles, tales como ésteres (derivados del ácido succínico e
hidroxiésteres), alcoholes (3-metil-1-butanol, 2-metil-1-butanol), compuestos bencénicos (2feniletanol) y alcoholes C6, lo cuál se mantuvo tras el almacenamiento por un periodo anual,
aunque con menores diferencias. Igualmente, tampoco se encontraron compuestos propios de
oxidación que influyeran negativamente en el aroma de los vinos procedentes de
hiperoxigenación, de igual manera que tras el almacenamiento de los vinos.
160
Conclusiones
Los resultados anteriores correspondientes a la fracción volátil se complementan con el
perfil sensorial de los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados, en el que el tratamiento
de hiperoxigenación mejoró las notas frutales, fruta tropical y plátano en los vinos, así como
produjo una disminución de la astringencia y el amargor de los mismos.
Como conclusión general, podría afirmarse que la aplicación del tratamiento de
hiperoxigenación a los mostos de uva blanca supone una técnica alentadora a favor de la
estabilización del color de los vinos blancos, gracias a la disminución del pardeamiento de los
mismos, que se mantuvo incluso tras un año de almacenamiento. Dicho tratamiento no sólo no
perjudicó a nivel aromático y sensorial a los vinos, sino que incrementó los atributos
sensoriales apreciables en un vino blanco.
161
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183
Anexo
I.6. ANEXO
Tabla A.I.1. Factores de respuesta de algunos compuestos volátiles presentes en mostos y vinos.
Compuesto
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
acetato de isoamilo
acetato de hexilo
lactato de etilo
butanoato de etilo
octanoato etilo
nonanoato de etilo
malato de dietilo
hexanoato etilo
hexanal
nonanal
ácido isobutírico
ácido isovalérico
ácido butanoico
ácido hexanoico
ácido octanoico
ácido nonanoico
ácido decanoico
ácido geránico
furfural
benzaldehído
alcohol bencílico
vainillina
acetovainillona
2-feniletanol
trans-isoeugenol
guaiacol
trans-óxido de linalilo forma furano
linalol
α-terpineol
citronelol
nerol
trans-geraniol
γ-nonalactona
γ-butirolactona
whiskey lactona
ß-ionol
ß-damascenona
Concentración Factor respuesta
(ppb)
Vino
Mosto
550
184
75
138
1045
1054
530
1533
1088
164
2030
204
220
576
45
137
184
1044
186
2100
2009
219
2029
216
566
233
524
148
102
2033
304
2107
155
155
118
51
186
200
230
214
126
158
244
153
0,49
0,48
0,48
0,28
0,48
0,72
0,04
0,91
0,99
0,63
1,22
1,00
0,59
1,02
0,78
0,47
0,06
0,41
0,08
0,44
0,61
0,81
0,68
0,80
1,01
0,70
0,82
0,83
1,15
0,98
0,87
0,63
0,45
0,49
0,89
0,77
0,95
0,89
0,77
0,80
0,01
1,01
1,07
0,92
0,53
0,52
0,52
0,84
0,52
0,40
0,79
0,87
1,04
1,38
0,97
0,47
0,56
0,96
0,77
1,01
0,94
0,84
1,38
185
Tabla A.I.2. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los compuestos identificados a 280 nm tales como ácidos benzoicos (ácido
gálico) y flavan-3-oles, según el método cromatográfico A.
Nº
1
5
9
14
Compuesto
ácido gálico
(+)-catequina
(-)-epicatequina
galato de (-)-epicatequina
tr (min)
4,8
7,1
10,2
17,3
λmáx (nm)
279
279
279
-
M+ (m/z)
291
291
291
M- (m/z)
169
Abreviatura
gal
cat
epi
gal epi
Tabla A.I.3. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los flavonoles identificados a 360 nm, mediante el método cromatográfico A.
Nº
13
15
18
17
19
20
21
22
Compuesto
tr (min)
λmáx (nm)
Quercetina-3-O-glucurónido
Quercetina-3-O-glucósido
Kaempferol-3-O-glucurónido
Kaempferol-3-O-galactósido
Kaempferol-3-O-glucósido
Isoramnetina-3-O-glucósido
Quercetina
Kaempferol
17,7
18,4
21,3
20,5
21,9
23,5
29,3
36,8
254, 264, 300, 353
256, 264, 300, 354
265, 300, 325, 348
266, 292, 320, 348
264, 300, 325, 349
254, 264, 300, 354
255, 265, 300, 370
264, 295, 320, 363
Iones molecular y
fragmentos (m/z)
Ionización
Ionización
positiva
negativa
479, 303
477, 301
465, 303
463, 301
463, 287
461, 285
449, 287
447, 285
449, 287
447, 285
479, 317
477, 315
303
301
287
285
Abreviatura
Q-3-glcU
Q-3-glc
K-3-glcU
K-3-gal
K-3-glc
I-3-glc
Q
K
Tabla A.I.4. Tiempo de retención según el método cromatográfico A, características espectrales y abreviaturas de los ácidos hidroxicinámicos y sus derivados
identificados a 320 nm,
Nº
3
6
7
10
11
8
12
16
Compuesto
trans-caftárico
trans-cutárico
cis-cutárico
trans-fertárico
cis-fertárico
ácido cafeico
ácido cumárico
ácido ferúlico
tr (min)
6,6
8,8
9,1
10,8
11,3
10,4
14,7
18,0
λmáx (nm)
297, 328
295, 314
294, 309
297, 331
289, 313
296, 323
294, 309
292, 322
M+ (m/z)
163
147
147
177
177
163
147
177
Frag. MS2
145
145
145
145
M- (m/z)
179
163
163
179
163
145
Abreviatura
t-caft
t-cut
c-cut
t-fert
c-fert
caf
cum
fer
Tabla A.I.5. Tiempo de retención, longitud de onda ultravioleta y espectro de masas de la familia de compuestos del GRP y derivados
Nº
2
4
7A
11B
11A
12B
16A
12A
Compuesto
trans-GRP
cis-GRP
trans-GRP sin ácido tartárico
cis-GRP sin ácido tartárico
trans-GRP éster monoetílico 1
cis-GRP éster monoetílico
tr (min) λmáx (nm) M+ (m/z)
5,9
7,8
9,9
12,5
12,4
16,7
19,0
14,9
329
315
321
310
329
315
329
315
618
618
486
486
646
646
646
646
Frag. MS2
543, 489, 264
543, 489, 264
264
357
543, 517, 264
571, 517, 264
571, 517, 264
517
Abreviatura
t-GRP
c-GRP
t-GRP –TH2
c-GRP –TH2
t-GRP 1Et 1
t-GRP 1Et 2
t-GRP 1Et 3
c-GRP 1Et
Tabla A.I.6. Evolución durante la fermentación alcohólica de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS presentes en los vinos control
(C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén de la vendimia 2004, y sus desviaciones estándar (n=2).
día 0
t-GRP
C 55,94
H 33,32
t-caft
C 2,06
H 1,94
c-GRP C 8,64
H 8,54
t-cut
C 0,61
H 0,16
c-cut
C 1,30
H 0,49
nd
caf
C
nd
H
t-fert
C 5,39
H 3,71
c-fert
C 1,73
H 1,62
fer
C 0,38
H 0,32
nd- no detectado.
día 3
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,39
14,99
0,16
0,08
2,07
0,72
0,08
0,08
0,12
0,00
±
±
±
±
±
±
1,63
0,13
0,45
0,09
0,00
0,00
36,56
7,32
2,89
1,82
8,94
4,49
0,83
0,09
0,67
0,08
1,12
1,17
4,66
2,53
1,56
1,12
0,52
0,41
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
día 7
9,16
0,80
1,55
0,05
1,24
0,67
0,01
0,02
0,28
0,00
0,00
0,19
0,62
0,61
0,31
0,31
0,06
0,01
11,83
4,94
1,93
1,81
5,89
4,48
1,08
0,07
1,47
0,17
1,12
1,05
2,26
1,99
1,18
1,07
0,20
0,17
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
día 9
0,20
0,21
0,01
0,01
0,26
0,03
0,09
0,00
0,09
0,01
0,01
0,00
0,40
0,02
0,15
0,07
0,01
0,00
16,19
4,83
2,25
1,81
7,71
4,42
1,85
0,08
2,06
0,17
1,17
1,05
3,31
1,91
1,53
1,01
0,16
0,20
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
día 12
0,04
0,51
0,04
0,01
0,19
0,02
0,19
0,00
0,11
0,01
0,00
0,00
0,10
0,12
0,13
0,00
0,01
0,00
14,09
4,65
2,12
3,53
6,87
4,21
1,91
0,24
2,05
0,15
1,18
1,04
3,79
2,10
1,70
0,92
0,16
0,19
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,15
0,01
2,44
0,08
0,07
0,06
0,18
0,09
0,02
0,01
0,02
0,19
0,27
0,03
0,04
0,01
0,01
día 14
11,80
5,39
2,19
1,79
4,39
3,97
0,65
0,07
1,47
0,11
1,24
1,08
2,16
2,87
0,76
0,94
0,09
0,11
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,45
0,03
0,03
0,02
0,04
0,06
0,01
0,00
0,00
0,01
0,01
0,01
0,00
0,16
0,01
0,11
0,00
0,00
día 16
12,08
5,29
2,55
1,81
4,62
3,97
1,00
0,08
1,85
0,13
1,28
1,03
2,83
2,55
1,05
1,07
0,10
0,12
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,05
0,07
0,15
0,04
0,20
0,12
0,09
0,01
0,24
0,01
0,02
0,01
0,31
0,46
0,18
0,08
0,00
0,00
día 19
15,88
7,14
4,58
1,82
5,05
4,46
1,81
0,14
2,37
0,18
1,64
1,52
3,88
3,56
1,11
1,47
0,12
0,15
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,17
0,25
0,12
0,01
0,03
0,02
0,21
0,01
0,17
0,01
0,07
0,07
0,36
0,51
0,07
0,00
0,01
0,01
Tabla A.I.6 continuación. Evolución durante la fermentación alcohólica de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS presentes en los
vinos control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén de la vendimia 2004, y sus desviaciones estándar (n=2).
día 0
gal
C
H
cat
C
H
epi
C
H
gal epi
C
H
Q-3-glcU C
H
Q-3-glc
C
H
K-3-gal
C
H
K-3-glc
C
H
I-3-glc
C
H
Q
C
H
nd- no detectado.
5,73
5,42
nd
nd
nd
nd
nd
nd
0,55
0,19
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
±
±
0,32
0,16
±
±
0,03
0,04
día 3
2,58
1,65
1,65
3,55
1,69
3,88
3,48
3,47
0,34
0,38
0,09
nd
0,11
nd
nd
0,13
nd
nd
nd
nd
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
día 7
0,71
0,87
0,01
0,43
0,13
1,02
1,03
1,30
0,13
0,07
0,07
± 0,05
± 0,02
2,34
1,64
5,83
3,26
9,25
9,13
4,02
4,79
0,47
0,30
0,25
0,05
0,09
0,05
0,04
nd
0,09
0,05
0,13
0,05
día 9
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,19
0,10
0,38
0,12
0,13
0,60
0,32
0,67
0,02
0,01
0,02
0,01
0,00
0,01
0,00
±
±
±
±
0,00
0,00
0,00
0,02
2,59
1,61
6,81
2,86
9,71
7,10
4,50
4,47
0,48
0,25
0,23
nd
0,08
nd
nd
nd
0,09
0,04
0,14
nd
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
día 12
0,08
0,01
0,20
0,15
0,79
0,20
0,35
0,01
0,05
0,00
0,01
± 0,00
± 0,01
± 0,00
± 0,01
2,06
1,26
6,90
2,15
10,28
7,99
4,93
5,43
0,52
0,28
0,31
0,08
0,06
0,05
nd
nd
0,11
0,05
0,23
0,05
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,17
0,29
0,33
0,44
0,17
0,01
0,28
0,02
0,09
0,02
0,03
0,00
0,01
±
±
±
±
0,01
0,00
0,01
0,00
día 14
1,92
0,91
6,07
1,97
9,95
8,57
4,89
3,93
0,47
0,39
0,52
0,07
0,25
0,06
0,04
nd
0,11
0,06
0,27
0,05
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,05
0,14
0,17
0,23
0,54
0,56
0,76
0,01
0,02
0,00
0,00
0,01
0,01
0,00
±
±
±
±
0,01
0,00
0,01
0,05
día 16
1,71
1,02
6,32
1,97
10,05
8,53
5,07
5,84
0,43
0,25
0,57
0,04
0,17
0,06
0,05
nd
0,11
0,04
0,25
0,14
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,09
0,42
0,29
0,96
1,07
0,20
0,62
0,03
0,04
0,03
0,01
0,02
0,00
0,01
±
±
±
±
0,00
0,01
0,09
0,08
día 19
1,96
1,19
6,04
1,93
10,15
10,90
4,97
5,14
0,48
0,52
nd
nd
0,04
nd
nd
nd
0,04
nd
0,07
nd
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,05
0,62
0,27
0,94
0,86
0,48
0,98
0,07
0,08
± 0,01
± 0,00
± 0,02
Tabla A.I.7. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los vinos (V) control (C) e
hiperoxigenados (H) tras la fermentación alcohólica y tras un año de almacenamiento de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004, y sus desviaciones estándar
(n=2).
VA4 C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
VA4 H
±
±
±
±
±
±
±
±
±
VA4 C-1
VA4 H-1
15,88
0,17
7,14
0,25
15,34 ± 0,59
5,52 ± 0,07 A
t-GRP
4,58
0,12 C
1,82
0,01 A
4,29 ± 0,12 B
1,81 ± 0,00 A
t-caft
5,05
0,03 B
4,46
0,02 A
5,86 ± 0,33 C
4,39 ± 0,03 A
c-GRP
1,81
0,21 B
0,14
0,01 A
2,51 ± 0,05 C
0,17 ± 0,00 A
t-cut
2,37
0,17 C
0,18
0,01 A
1,86 ± 0,14 B
0,19 ± 0,01 A
c-cut
1,64
0,07 B
1,52
0,07 AB
1,65 ± 0,01 B
1,42 ± 0,04 A
caf
3,88
0,36
3,56
0,51
3,41 ± 0,12
3,16 ± 0,21
t-fert
1,11
0,07 AB
1,47
0,00 C
0,98 ± 0,05 A
1,20 ± 0,09 B
c-fert
A
B
C
0,12
0,01
0,15
0,01
0,19 ± 0,00
0,20 ± 0,00 C
fer
A
A
nd
nd
4,63 ± 0,01 B
4,63 ± 0,01 A
t-GRP Et2
1,96 ± 0,07 C
1,19 ± 0,05 A
1,57 ± 0,03 B
1,03 ± 0,07 A
gal
6,04 ± 0,62 C
1,93 ± 0,27 A
4,36 ± 0,09 B
1,78 ± 0,11 A
cat
10,15 ± 0,94
10,90 ± 0,86
9,45 ± 0,10
10,51 ± 0,92
epi
4,97 ± 0,48
5,14 ± 0,98
4,11 ± 0,02
5,59 ± 0,07
gal epi
0,48 ± 0,07
0,52 ± 0,08
0,42 ± 0,00
0,46 ± 0,06
Q-3-glcU
A
A
A
0,04 ± 0,01 B
nd
nd
nd
K-3-gal
A
A
A
0,04 ± 0,00 B
nd
nd
nd
I-3-glc
A
A
0,07 ± 0,02 B
nd
0,14 ± 0,02 C
nd
Q
B
A
C
136,61 ± 0,93
95,30 ± 0,87
176,73 ± 1,03
136,69 ± 0,98 B
fenoles totales
C
A
D
41,10 ± 0,51
19,05 ± 0,74
53,6 ± 0,85
34,15 ± 0,50 B
DAHC
36,18 ± 2,06 C
19,76 ± 1,47 A
41,73 ± 1,03 D
31,00 ± 0,28 B
flavonoles
15,01 ± 1,27 C
9,86 ± 0,70 B
15,90 ± 0,14 C
7,52 ± 0,16 A
flavan-3-oles
98,4 ± 0,06 B
98,4 ± 0,05 B
98,10 ± 0,00 B
97,50 ± 0,02 A
L*
4,81 ± 0,10 A
5,49 ± 0,03 B
6,03 ± 0,05 C
6,45 ± 0,04 D
C*
96,91 ± 0,09 B
98,18 ± 0,11 BC
88,69 ± 0,02 A
96,31 ± 0,09 B
h*
-0,58 ± 0,02 B
0,78 ± 0,00 D
0,14 ± 0,06 C
-0,71 ± 0,08 A
a*
4,77 ± 0,08 A
5,44 ± 0,08 B
6,03 ± 0,03 C
6,41 ± 0,00 D
b*
nd.- no detectado. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
C
B
C
Tabla A.I.8. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) y vinos (V)
control (C) e hiperoxigenados (H) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B) y tras un año de almacenamiento (1) de la variedad Airén (A)
de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2).
VA5 LC
VA5 LH
VA5 BC
VA5 BH
VA5 BC-1
VA5 BH-1
12,67 ± 0,37
7,66 ± 0,04
16,00 ± 0,88 C
8,17 ± 0,07 A
10,14 ± 0,01 B
7,55 ± 0,01 A
t-GRP
C
B
A
2,53
±
0,02
2,06
±
0,09
2,49
±
0,01
2,21
±
0,10
1,92
±
0,09
1,84 ± 0,00 A
t-caft
A
5,83 ± 0,02
4,02 ± 0,06
4,89 ± 0,19 C
3,95 ± 0,05 B
4,85 ± 0,06 C
nd
c-GRP
A
1,38 ± 0,04
0,16 ± 0,01
0,63 ± 0,08 C
0,16 ± 0,06 B
0,65 ± 0,06 C
nd
t-cut
A
1,28 ± 0,03
n.d.
0,16 ± 0,06 C
0,13 ± 0,04 A
0,61 ± 0,02 B
nd
c-cut
1,29 ± 0,01
1,22 ± 0,00
1,41 ± 0,02 B
1,23 ± 0,02 A
2,26 ± 0,00 C
2,23 ± 0,00 C
caf
3,65 ± 0,16
2,11 ± 0,16
4,93 ± 0,35 C
2,33 ± 0,10 B
2,67 ± 0,03 B
1,50 ± 0,02 A
t-fert
A
1,49 ± 0,00
0,99 ± 0,10
1,63 ± 0,17 C
0,92 ± 0,14 B
1,14 ± 0,06 B
nd
c-fert
A
A
nd
nd
nd
nd
0,09 ± 0,00 C
0,05 ± 0,00 B
cum
A
A
0,14 ± 0,00
0,14 ± 0,01
0,22 ± 0,02 C
0,16 ± 0,01 B
nd
nd
fer
A
A
A
nd
nd
nd
nd
4,05 ± 0,03 B
nd
t-GRP –TH2
A
A
A
nd
nd
nd
nd
4,55 ± 0,03 B
nd
t-GRP Et1
A
A
A
nd
nd
nd
nd
3,09 ± 0,03 B
nd
c-GRP –TH2
A
A
A
nd
nd
nd
nd
3,92 ± 0,01 B
nd
c-GRP Et1
A
A
nd
nd
nd
nd
4,29 ± 0,13 C
3,77 ± 0,01 B
t-GRP Et2
A
A
nd
nd
nd
nd
4,17 ± 0,03 B
4,14 ± 0,05 B
t-GRP Et3
3,49 ± 0,43
3,14 ± 0,32
3,14 ± 0,13 C
1,41 ± 0,06 B
0,83 ± 0,05 A
0,69 ± 0,04 A
gal
C
B
A
1,79 ± 0,27
1,22 ± 0,12
2,07 ± 0,15
1,14 ± 0,11
nc
0,96 ± 0,06 B
cat
A
C
A
7,20
±
0,08
8,89
±
1,82
9,19
±
0,47
16,48
±
1,44
7,03
±
0,17
13,60
± 0,51 B
epi
A
A
4,81 ± 0,23
5,56 ± 0,81
5,62 ± 0,02 C
4,58 ± 0,66 B
nc
nc
gal epi
1,16 ± 0,15
0,41 ± 0,10
0,94 ± 0,07 C
0,25 ± 0,01 B
0,33 ± 0,01 B
0,10 ± 0,00 A
Q-3-glcU
1,75 ± 0,04
0,47 ± 0,10
1,31 ± 0,11 B
0,22 ± 0,02 A
0,15 ± 0,00 A
0,11 ± 0,00 A
Q-3-glc
A
A
0,30 ± 0,02
0,21 ± 0,05
0,27 ± 0,02 C
0,17 ± 0,01 B
nd
nd
K-3-gal
A
A
0,38 ± 0,02
0,31 ± 0,07
0,21 ± 0,02 C
0,10 ± 0,02 B
nd
nd
K-3-glc
A
A
0,15 ± 0,02
0,13 ± 0,02
0,16 ± 0,00 C
0,10 ± 0,00 B
nd
nd
I-3-glc
0,93 ± 0,02
0,34 ± 0,08
1,23 ± 0,48 B
0,44 ± 0,10 AB
0,37 ± 0,03 AB
0,16 ± 0,02 A
Q
0,13 ± 0,02
0,13 ± 0,02
0,17 ± 0,10
0,18 ± 0,00
nd
nd
K
nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
Tabla A.I.8 continuación. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) y
vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B) y tras un año de almacenamiento (1) de la variedad
Airén (A) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2).
VA5 LC
VA5 LH
VA5 BC
VA5 BH
VA5 BC-1
183,87 ± 1,54
149,63 ± 0,98
143,11 ± 3,00
144,30
fenoles totales 202,79 ± 1,09
42,89 ± 1,08
33,82 ± 0,14
40,41 ± 0,43 C 34,07 ± 0,50 A
44,76
DAHC
37,59 ± 1,15
32,72 ± 0,03
29,19
flavonoles
34,74 ± 0,37 C 31,92 ± 1,36 B
16,82 ± 0,83
11,60 ± 0,76
17,66 ± 0,20 B 13,54 ± 0,71 A
13,37
flavan-3-oles
97,15 ± 0,07
98,00 ± 0,14
98,20 ± 0,00 B 96,80 ± 0,00 A
99,20
L*
6,08 ± 0,11
6,87 ± 0,22
4,91 ± 0,00 B
8,42 ± 0,31 C
2,24
C*
85,83 ± 0,73
95,57 ± 0,07
97,59 ± 0,11
94,34 ± 2,72
96,78
h*
0,44 ± 0,08
-0,67 ± 0,01
-0,65 ± 0,01 A
-0,65 ± 0,42 B
-0,27
a*
B
6,06
±
0,10
6,83
±
0,21
4,87
±
0,00
8,39 ± 0,28 C
2,23
b*
Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,47
0,58
0,57
0,25
0,00
0,00
0,25
0,01
0,00
VA5 BH-1
D
B
A
C
A
C
A
147,05
36,54
24,53
12,50
99,30
2,41
98,64
-0,36
2,38
±
±
±
±
±
±
±
±
±
5,90
1,32
1,25
0,49
0,00
0,01
0,64
0,03
0,01
B
A
A
C
A
B
A
Tabla A.I.9. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) y vinos (V)
control (C), hiperoxigenados (H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, y sus desviaciones estándar (n=2).
MA6 C
MA6 H
MA6 MH
VA6 C
VA6 H
VA6 MH
19,42 ± 0,20
8,24 ± 0,51
9,01 ± 0,19
14,27 ± 4,09
8,50 ± 0,55
9,61 ± 0,05
t-GRP
2,01 ± 0,26
1,77 ± 0,01
2,40 ± 0,23
4,56 ± 1,40
2,06 ± 0,04
3,48 ± 1,26
t-caft
8,75 ± 0,51
4,31 ± 0,31
4,34 ± 0,09
8,54 ± 1,18
7,64 ± 0,10
7,81 ± 0,05
c-GRP
B
A
A
1,45 ± 0,28
0,09 ± 0,03
0,62 ± 0,01
2,53 ± 0,52
nd
nd
t-cut
AB
0,87 ± 0,00
0,31 ± 0,10
1,37 ± 0,28
1,84 ± 0,12
0,05 ± 0,01 A
3,50 ± 1,31 B
c-cut
3,76 ± 0,20
1,99 ± 0,75
2,86 ± 0,75
3,69 ± 0,09
3,14 ± 0,29
3,58 ± 0,63
t-fert
1,45 ± 0,01
0,97 ± 0,34
0,56 ± 0,19
1,27 ± 0,37
1,47 ± 0,11
1,33 ± 0,07
c-fert
nd
nd
nd
0,06 ± 0,02
0,03 ± 0,00
0,08 ± 0,02
cum
3,18 ± 0,13
2,41 ± 0,61
4,36 ± 1,03
1,24 ± 0,26
1,01 ± 0,12
1,06 ± 0,13
gal
B
9,75 ± 0,50
3,06 ± 1,01
4,32 ± 0,08
4,95 ± 1,26
0,95 ± 0,08 A
0,48 ± 0,15 A
cat
3,35 ± 0,07
nd
nd
10,23 ± 2,39
10,16 ± 0,16
10,34 ± 1,02
epi
nc
nc
nc
nc
nc
nc
gal epi
A
1,85 ± 0,07
1,14 ± 0,33
8,77 ± 0,62
0,92 ± 0,30
0,95 ± 0,00 A
8,65 ± 0,12 B
Q-3-glcU
A
1,19 ± 0,06
0,41 ± 0,14
3,12 ± 0,09
0,65 ± 0,19
0,27 ± 0,00 A
3,06 ± 0,35 B
Q-3-glc
B
0,14 ± 0,01
0,09 ± 0,03
0,61 ± 0,01
0,23 ± 0,06
0,11 ± 0,00 A
0,99 ± 0,00 C
K-3-gal
A
A
nd
nd
0,42 ± 0,02
nd
nd
0,36 ± 0,01 B
K-3-glcU
A
A
0,25
0,02
0,19
0,07
1,40
±
0,00
nd
nd
0,72 ± 0,03 B
K-3-glc
A
A
0,04 ± 0,01
0,04 ± 0,00
0,10
0,01
nd
nd
0,09 ± 0,00 B
I-3-glc
B
0,74 ± 0,13
0,05 ± 0,01
0,09 ± 0,00
1,23 ± 0,32
0,44 ± 0,17 A
2,37 ± 0,05 C
Q
A
A
0,02 ± 0,00
nd
0,03 ± 0,00
nd
nd
0,55 ± 0,06 B
K
151,76 ± 11,18
296,74 ± 0,40
173,85 ± 10,62 B
fenoles totales 172,09 ± 14,76
143,45 ± 2,58 A 175,46 ± 4,04 B
B
38,17 ± 3,70
92,89 ± 0,07
55,24 ± 3,65
DAHC
55,88 ± 5,53
36,23 ± 0,46 A 59,90 ± 0,94 B
A
flavonoles
42,88 ± 5,48
39,49 ± 3,67
100,94 ± 0,13
43,56 ± 3,84
36,38 ± 1,02 A 51,94 ± 0,69 B
22,59 ± 2,67
22,31 ± 2,68
25,61 ± 1,45
15,87 ± 1,09
11,82 ± 0,37
13,84 ± 1,38
flavan-3-oles
81,13 ± 2,93
74,45 ± 2,62
47,28 ± 13,47
98,53 ± 0,18
99,03 ± 0,04
98,38 ± 0,39
L*
20,81 ± 0,34
35,34 ± 1,12
51,28 ± 6,82
5,20 ± 0,04
5,10 ± 0,48
6,52 ± 0,86
C*
A
86,40 ± 0,57
82,64 ± 0,55
75,13 ± 3,57
91,84 ± 1,39
95,82 ± 0,04 B 94,61 ± 0,01 B
h*
1,31 ± 0,23
4,53 ± 0,48
12,94 ± 1,34
-0,17 ± 0,13
-0,52 ± 0,05
-0,53 ± 0,07
a*
20,77 ± 0,32
35,05 ± 1,07
49,57 ± 7,40
5,19 ± 0,04
5,07 ± 0,48
6,49 ± 0,86
b*
nd.- no detectado; nc.- no cuantificable. Diferentes letras en la misma línea suponen diferencias significativas (α = 0.05) de acuerdo con el test de Student-Newman-Keuls.
Tabla A.I.10. Concentración (mg/L) de los compuestos fenólicos mediante HPLC-MS de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) elaborados en la
bodega (B) experimental de la variedad Airén (A), en las tres vendimias 2004-2006, y sus desviaciones estándar (n=2).
VA4 C
t-GRP
t-caft
c-GRP
t-cut
c-cut
caf
t-fert
c-fert
cum
fer
gal
cat
epi
gal epi
Q-3-glcU
Q-3-glc
K-3-gal
K-3-glc
I-3-glc
Q
K
fenoles totales
DAHC
flavonoles
flavan-3-oles
L*
C*
h*
a*
b*
15,88
4,58
5,05
1,81
2,37
1,64
3,88
1,11
nd
0,12
1,96
6,04
10,15
4,97
0,48
nd
0,04
nd
0,04
0,07
nd
136,61
41,10
36,18
15,01
98,4
4,81
96,91
-0,58
4,77
±
±
±
±
±
±
±
±
0,17
0,12
0,03
0,21
0,17
0,07
0,36
0,07
VA4 H
B
B
A
B
C
D
C
A
A
±
±
±
±
±
±
0,01
0,07
0,62
0,94
0,48
0,07
B
B
B
A
B
AB
A
±
0,01
A
A
±
±
0,00
0,02
A
A
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,93
0,51
2,06
1,27
0,06
0,10
0,09
0,02
0,08
B
C
B
C
BC
A
B
B
A
7,14
1,82
4,46
0,14
0,18
1,52
3,56
1,47
nd
0,15
1,19
1,93
10,90
5,14
0,52
nd
nd
nd
nd
nd
nd
95,30
19,05
19,76
9,86
98,4
5,49
98,18
0,78
5,44
±
±
±
±
±
±
±
±
0,25
0,01
0,02
0,01
0,01
0,07
0,51
0,00
VA5 BC
A
A
A
A
A
BC
C
B
A
±
±
±
±
±
±
0,01
0,05
0,27
0,86
0,98
0,08
C
A
A
A
B
AB
A
A
A
B
A
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,87
0,74
1,47
0,70
0,05
0,03
0,11
0,00
0,08
A
A
A
A
BC
A
B
A
A
16,00
2,49
4,89
0,63
0,16
1,41
4,93
1,63
nd
0,22
3,14
2,07
9,19
5,62
0,94
1,31
0,27
0,21
0,16
1,23
0,17
149,63
40,41
34,74
17,66
98,20
4,91
97,59
-0,65
4,87
±
±
±
±
±
±
±
±
0,88
0,01
0,19
0,08
0,06
0,02
0,35
0,17
VA5 BH
B
A
A
A
B
C
D
C
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,13
0,15
0,47
0,02
0,07
0,11
0,02
0,02
0,00
0,48
0,10
0,98
0,43
0,37
0,20
0,00
0,00
0,11
0,01
0,00
D
C
A
A
B
B
C
C
C
C
C
B
B
C
B
D
B
A
B
AB
A
8,17
2,21
3,95
0,16
0,13
1,23
2,33
0,92
nd
0,16
1,41
1,14
16,48
4,58
0,25
0,22
0,17
0,10
0,10
0,44
0,18
143,11
34,07
31,92
13,54
96,80
8,42
94,34
-0,65
8,39
±
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,10
0,05
0,06
0,04
0,02
0,10
0,14
VA6 C
A
A
A
A
A
B
B
A
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,06
0,11
1,44
0,66
0,01
0,02
0,01
0,02
0,00
0,10
0,00
3,00
0,50
1,36
0,71
0,00
0,31
2,72
0,42
0,28
C
A
A
B
B
A
A
B
B
C
AB
B
B
B
B
BC
A
B
AB
C
B
14,27
4,56
8,54
2,53
1,84
nd
3,69
1,27
0,06
nd
1,24
4,95
10,23
nc
0,92
0,65
0,23
nd
nd
1,23
nd
173,85
55,24
43,56
15,87
98,53
5,20
91,84
-0,17
5,19
±
±
±
±
±
4,09
1,40
1,18
0,52
0,12
VA6 H
B
B
B
C
B
A
± 0,09
± 0,37
± 0,02
A
A
C
A
± 0,26
± 1,26
± 2,39
A
B
A
A
± 0,30
± 0,19
± 0,06
B
B
C
A
A
± 0,32
C
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
10,62
3,65
3,84
1,09
0,18
0,04
1,39
0,13
0,04
C
D
C
CD
C
A
A
D
A
8,50
2,06
7,64
nd
0,05
nd
3,14
1,47
0,03
nd
1,01
0,95
10,16
nc
0,95
0,27
0,11
nd
nd
0,44
nd
143,45
36,23
36,38
11,82
99,03
5,10
95,82
-0,52
5,07
nd.- no detectado; nc- no cuantificable. Diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls.
± 0,55
± 0,04
± 0,10
A
A
B
A
± 0,01
A
A
± 0,29
± 0,11
± 0,00
A
B
B
A
± 0,12
± 0,08
± 0,16
A
A
A
A
± 0,00
± 0,00
± 0,00
B
A
B
A
A
± 0,17
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,58
0,46
1,02
0,37
0,04
0,48
0,04
0,05
0,48
AB
A
B
B
B
AB
D
A
B
B
A
hiperoxigenados (H) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B) y tras un año de almacenamiento de la variedad Macabeo (Mb) de la
vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2).
VMb5 LC
t-GRP
t-caft
c-GRP
t-cut
c-cut
caf
t-fert
c-fert
cum
fer
t-GRP –TH2
t-GRP Et1
c-GRP –TH2
c-GRP Et1
t-GRP Et2
t-GRP Et3
gal
cat
epi
gal epi
Q-3-glcU
Q-3-glc
fenoles totales
DAHC
flavonoles
flavan-3-oles
L*
C*
h*
a*
b*
23,37
4,68
5,05
2,44
5,17
1,27
2,93
0,74
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
4,39
3,07
0,90
6,88
4,46
nd
nd
169,82
54,10
44,98
11,14
98,35
4,95
87,05
0,26
4,94
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,43
0,09
0,01
0,07
0,22
0,00
0,01
0,01
0,09
0,07
0,01
0,02
0,04
3,04
1,06
1,44
1,69
0,07
0,16
1,21
0,09
0,16
VMb5 LH
8,19
2,05
3,76
0,16
0,11
1,10
1,45
0,43
nd
0,12
nd
nd
nd
nd
nd
nd
2,06
0,65
6,93
3,45
0,12
nd
134,62
28,63
28,41
7,64
98,95
4,91
97,92
-0,68
4,87
±
±
±
±
±
±
±
±
0,09
0,00
0,04
0,00
0,01
0,01
0,01
0,06
± 0,00
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,08
0,02
0,11
0,87
0,00
6,84
1,77
2,04
1,28
0,07
0,10
0,43
0,02
0,11
VMb5 BC
23,23
6,88
4,95
2,73
5,30
1,39
3,10
0,70
nd
0,13
nd
nd
nd
nd
nd
3,94
1,60
1,35
8,03
4,24
nd
nd
160,97
56,14
46,22
14,30
98,40
4,18
97,51
-0,55
4,14
±
±
±
±
±
±
±
±
VMb5 BH
1,54
0,23
0,15
0,08
0,36
0,03
0,28
0,04
B
D
B
B
C
B
C
C
± 0,00
C
A
A
A
A
A
D
±
±
±
±
±
0,07
0,34
0,09
0,34
1,55
B
B
B
C
A
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,46
1,10
2,30
0,01
0,00
0,01
0,04
0,01
0,00
C
C
C
D
B
C
A
B
C
8,83
2,36
3,80
0,14
0,20
1,17
1,60
0,41
nd
0,14
nd
nd
nd
nd
nd
nd
1,27
1,15
9,36
3,06
0,09
nd
130,50
30,96
29,40
10,22
97,75
5,48
96,93
-0,66
5,44
VMb5 BC-1
0,08
0,09
0,01
0,01
0,01
0,00
0,03
0,00
A
B
A
A
A
A
B
A
± 0,01
B
A
±
±
±
±
±
±
±
±
A
A
A
A
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,31
0,19
0,04
0,01
4,91
1,49
1,62
0,76
0,07
0,01
0,06
0,00
0,01
B
B
C
B
B
A
A
A
A
B
A
D
A
A
D
10,53
3,26
5,52
2,80
2,00
2,35
1,54
0,61
0,05
nd
9,18
8,62
7,69
7,61
8,20
0,28
0,52
nd
6,31
nc
nd
0,08
146,72
57,24
36,35
11,63
99,70
2,24
101,25
-0,27
1,37
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,25
0,07
0,18
0,22
0,05
0,00
0,01
0,04
0,10
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,04
0,06
0,04
0,02
0,01
0,01
± 0,26
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
2,64
0,91
0,91
0,25
0,00
0,00
0,64
0,01
0,01
VMb5 BH-1
A
C
C
B
B
D
B
B
A
C
C
C
B
B
C
A
A
A
A
A
B
B
C
B
C
D
A
C
D
A
7,90
1,83
3,59
0,09
0,06
2,22
0,90
0,45
nd
nd
7,56
7,59
7,46
nd
7,81
0,15
0,57
nd
7,65
nc
nd
0,12
127,72
36,31
26,38
9,03
99,50
2,41
100,15
-0,33
1,83
±
±
±
±
±
±
±
±
0,48
0,01
0,02
0,00
0,00
0,00
0,03
0,01
± 0,01
± 0,00
± 0,01
± 0,01
± 0,00
± 0,02
± 0,23
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
2,48
0,49
0,45
0,00
0,00
0,01
0,35
0,01
0,01
A
A
A
A
A
C
A
A
A
B
B
B
A
B
B
A
A
B
A
A
B
A
B
A
A
C
B
B
C
B
nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
hiperoxigenados (H) y tras un año de almacenamiento (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, y sus
desviaciones estándar (n=2).
VCh6 C
t-GRP
t-caft
c-GRP
t-cut
c-cut
caf
t-fert
c-fert
cum
fer
t-GRP –TH2
t-GRP Et1
c-GRP Et1
t-GRP Et2
t-GRP Et3
gal
cat
epi
gal epi
Q-3-glcU
K-3-glc
Q
K
fenoles totales
DAHC
flavonoles
flavan-3-oles
L*
C*
h*
a*
b*
12,64
8,36
nd
4,85
3,79
2,75
1,20
3,91
0,81
1,00
nd
nd
nd
nd
nd
1,18
3,11
8,71
nc
1,48
0,42
3,24
0,87
281,36
101,39
80,04
21,82
96,65
10,88
95,46
-1,03
10,82
± 0,09
± 0,14
±
±
±
±
±
±
±
0,85
0,34
0,05
0,13
0,29
0,01
0,05
± 0,01
± 0,21
± 0,74
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,16
0,01
0,00
0,08
15,45
4,20
5,20
2,16
0,42
0,63
0,68
0,07
0,63
VCh6 H
B
B
A
B
C
A
A
C
C
C
A
A
A
A
A
C
A
A
B
C
B
C
B
B
B
D
B
A
A
8,59
2,51
nd
1,35
1,78
2,62
0,87
3,10
0,46
0,89
nd
nd
nd
nd
nd
0,83
1,69
7,92
nc
1,60
0,30
2,00
0,70
198,84
57,21
44,18
13,93
94,65
11,77
93,97
-0,82
11,75
± 0,38
± 0,38
±
±
±
±
±
±
±
0,13
0,34
0,02
0,07
0,08
0,04
0,01
± 0,01
± 0,02
± 0,38
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,16
0,01
0,30
0,05
24,09
11,48
12,65
0,21
0,49
0,05
0,42
0,09
0,05
VCh6 Cluz-1
A
A
A
A
AB
A
A
B
A
B
A
A
A
A
A
B
A
A
B
B
A
B
A
A
A
BC
A
A
A
12,37
10,91
5,42
5,21
2,11
3,23
3,88
1,28
1,17
1,25
10,03
6,59
3,75
5,79
5,48
1,32
nd
10,37
13,44
nd
nd
1,87
0,36
280,34
104,06
60,15
12,33
96,40
13,97
96,42
-1,57
13,88
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,61
0,12
0,29
0,07
0,03
0,17
0,07
0,02
0,02
0,05
0,05
0,07
0,04
0,01
0,07
± 0,77
± 0,84
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,08
0,01
0,62
2,14
0,45
0,25
0,42
0,44
1,98
0,52
0,38
VCh6 Hluz-1
B
C
C
B
B
B
C
A
D
D
C
C
C
C
D
A
B
B
A
A
A
A
B
B
AB
B
B
B
B
8,67
3,71
4,48
2,17
1,23
2,70
2,93
1,11
0,56
0,67
5,25
4,39
4,35
4,64
4,17
0,86
nd
9,11
11,66
nd
nd
1,73
0,42
205,90
65,11
38,44
8,68
97,33
10,87
97,92
-1,50
10,76
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,40
0,84
0,15
0,25
0,07
0,04
0,05
0,09
0,03
0,04
0,37
0,06
0,09
0,17
0,16
0,03
± 0,29
± 0,79
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,32
0,06
22,05
10,06
7,96
0,49
0,11
0,41
0,02
0,06
0,41
VCh6 Cosc-1
A
A
B
A
A
A
B
A
B
A
B
B
B
BC
BC
A
A
B
A
A
A
A
A
A
A
A
B
A
A
11,95
10,81
5,46
4,65
2,35
3,18
3,55
1,57
1,25
1,21
10,01
6,06
4,31
4,92
4,81
1,12
nd
10,87
13,61
nd
nd
1,81
0,34
280,56
104,76
61,44
15,63
96,25
14,57
96,86
-1,75
14,46
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,10
0,69
0,18
0,22
0,05
0,05
0,35
0,16
0,01
0,02
0,15
0,65
0,09
1,05
0,82
0,36
± 0,22
± 0,86
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,19
0,04
4,66
0,16
0,45
0,49
0,35
0,84
1,79
0,55
0,78
VCh6 Hosc-1
B
C
C
B
B
B
C
A
E
D
C
C
C
BC
CD
A
B
B
A
A
A
A
B
B
AB
C
B
B
B
8,60
3,53
4,41
1,39
1,30
2,68
2,90
1,16
0,60
0,72
5,08
4,44
4,34
4,24
3,61
0,91
nd
8,48
11,64
nd
nd
1,43
0,37
205,90
64,76
37,47
11,11
97,10
11,78
97,38
-1,51
11,68
nd- no detectado; nc- no cuantificable. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls.
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,36
0,58
0,04
0,16
0,07
0,04
0,09
0,04
0,02
0,05
0,04
0,11
0,10
0,03
0,01
0,02
± 0,10
± 0,32
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,55
0,07
15,22
7,59
5,69
0,00
0,14
0,16
0,05
0,01
0,16
A
A
B
A
A
A
B
A
B
A
B
B
C
B
B
A
A
B
A
A
A
A
A
A
A
B
B
A
A
Tabla A.I.13. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) control (C) e
hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)), y sus desviaciones estándar (n=2).
MA4
t-GRP
MA5
MA6
MMb5
MCh6
D
AB
B
C
B
55,94 ± 0,39
9,29 ± 0,09
19,42 ± 0,20
37,37 ± 3,80
19,98 ± 0,62
C
A
AB
AB
AB
33,32 ± 14,99 C
nd
8,24 ± 0,51
7,55 ± 0,01
9,38 ± 1,03
H
B
B
B
D
C
2,06 ± 0,16
1,78 ± 0,03
2,01 ± 0,26
5,15 ± 0,34
4,47 ± 0,29
t-caft
C
B
A
B
B
B
1,94 ± 0,08
nd
1,77 ± 0,01
1,82 ± 0,07
1,99 ± 0,07
H
D
B
D
E
CD
8,64
±
2,07
4,04
±
0,06
8,75
±
0,51
13,72
±
0,87
6,64
±
0,03
c-GRP
C
D
A
B
B
BC
8,54 ± 0,72
nd
4,31 ± 0,31
3,62 ± 0,01
5,33 ± 0,20
H
A
A
B
C
B
0,61 ± 0,08
0,21 ± 0,01
1,45 ± 0,28
3,75 ± 0,31
1,61 ± 0,25
t-cut
C
A
A
A
A
A
0,16 ± 0,08
nd
0,09 ± 0,03
0,17 ± 0,00
0,57 ± 0,24
H
B
A
AB
D
C
1,30 ± 0,12
0,09 ± 0,02
0,87 ± 0,00
3,83 ± 0,50
2,54 ± 0,51
c-cut
C
AB
A
A
A
AB
0,49 ± 0,00
0,18 ± 0,01
0,31 ± 0,10
0,10 ± 0,15
0,55 ± 0,58
H
C
A
A
A
BC
5,39 ± 1,63
1,02 ± 0,24
3,76 ± 0,20
1,90 ± 0,15
4,45 ± 0,03
t-fert
C
B
A
A
A
B
3,71 ± 0,13
0,88 ± 0,03
1,99 ± 0,75
0,25 ± 0,09
3,41 ± 0,08
H
D
AB
A
BC
C
1,73
±
0,45
0,50
±
0,10
1,45
±
0,01
0,79
±
0,08
1,08
±
0,08
c-fert
C
D
AB
A
A
BC
1,62 ± 0,09
0,31 ± 0,10
0,97 ± 0,34
0,13 ± 0,05
0,77 ± 0,16
H
C
A
A
A
A
0,38 ± 0,00
nd
nd
nd
nd
fer
C
B
A
A
A
A
0,32 ± 0,00
nd
nd
nd
nd
H
E
A
C
B
D
5,73 ± 0,32
1,01 ± 0,02
3,18 ± 0,13
1,94 ± 0,25
4,35 ± 0,10
gal
C
E
A
B
A
C
5,42 ± 0,16
1,07 ± 0,08
2,41 ± 0,60
1,09 ± 0,00
3,33 ± 0,10
H
A
A
F
A
E
nd
0,70 ± 0,12
9,75 ± 0,50
1,17 ± 0,09
8,16 ± 0,24
cat
C
A
B
C
A
D
nd
2,05 ± 0,06
3,06 ± 1,01
nd
5,73 ± 0,36
H
A
A
D
B
C
nd
nd
3,35
±
0,07
1,85
±
0,03
2,28
±
0,08
epi
C
A
A
A
A
nd
B
nd
nd
nd
1,93 ± 0,04
H
A
A
A
C
nd
A
nd
nc
3,56 ± 1,06
nd
gal epi
C
A
C
A
B
A
nd
3,47 ± 0,06
nc
2,60 ± 0,00
nd
H
nd.- no detectado; nc.- no cuantificable. Para cada compuesto (C e H), diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls.
Tabla A.I.13 continuación. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M)
control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)), y sus desviaciones estándar (n=2).
MA4
Q-3-glcU
Q-3-glc
K-3-gal
K-3-glc
I-3-glc
Q
K
fenoles totales
DAHC
flavonoles
flavan-3-oles
L*
C*
h*
a*
b*
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
0,55
0,19
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
171,57
105,52
47,80
21,11
35,82
25,18
24,31
22,07
96,90
86,30
8,53
27,31
93,39
88,21
-0,50
0,85
8,52
27,30
MA5
± 0,03
± 0,04
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,74
7,23
0,89
3,15
2,86
4,55
5,69
1,12
1,03
1,04
0,00
0,51
0,30
0,22
0,10
0,09
0,08
0,20
B
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
C
B
C
A
B
A
B
AB
DE
CD
A
C
CDE
BC
A
B
A
C
0,51
0,12
0,69
nd
0,09
nd
0,19
nd
0,05
nd
0,05
nd
nd
0,04
85,87
102,94
21,54
23,19
18,42
21,81
10,09
8,03
99,20
97,00
4,01
8,62
98,43
96,39
-0,59
-0,96
3,96
8,57
MA6
± 0,11
± 0,01
± 0,12
± 0,01
± 0,04
± 0,01
± 0,03
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
1,71
6,14
0,87
1,83
1,35
1,96
2,41
0,14
0,00
0,14
0,01
0,04
0,44
0,03
0,03
0,01
0,00
0,04
B
A
C
A
B
A
B
A
B
A
A
A
A
AB
AB
B
A
A
A
A
AB
A
E
DE
A
A
E
DE
A
A
A
A
1,85
1,14
1,19
0,41
0,14
0,09
0,25
0,19
0,04
0,04
0,74
0,05
0,02
nd
172,09
151,76
55,88
38,17
42,88
39,49
22,59
22,31
81,13
74,45
20,81
35,34
86,40
82,64
1,31
4,53
20,77
35,05
MMb5
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,33
0,06
0,14
0,01
0,03
0,02
0,07
0,01
0,00
0,13
0,01
0,00
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
14,76
11,18
5,53
3,70
5,48
3,67
2,67
2,68
2,93
2,62
0,34
1,12
0,57
0,55
0,23
0,48
0,32
1,07
D
C
D
B
C
B
B
B
B
B
C
A
A
A
C
C
D
B
B
B
AB
AB
BC
B
B
D
B
B
B
C
B
D
0,20
nd
0,16
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
88,99
66,74
20,94
15,64
17,48
14,70
14,90
13,33
96,10
90,30
7,64
18,95
91,91
84,96
-0,55
1,67
7,63
18,87
± 0,03
± 0,01
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,35
11,51
0,27
2,31
0,22
1,80
2,41
3,10
0,00
0,00
0,26
0,06
2,08
0,14
0,16
0,05
0,27
0,06
MCh6
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
AB
A
A
A
A
A
AB
AB
DE
DE
A
B
CD
B
A
B
A
B
3,95
2,23
3,02
1,32
0,67
0,44
1,24
0,77
0,10
0,07
0,35
0,12
0,27
0,08
337,05
247,64
95,27
61,41
84,66
56,81
19,88
20,12
37,68
31,75
44,14
38,86
70,78
68,22
14,53
14,04
41,68
36,14
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,05
0,03
0,07
0,17
0,01
0,02
0,01
0,02
0,02
0,00
0,04
0,04
0,02
0,04
16,11
16,41
3,64
3,34
4,39
4,25
6,73
6,27
1,38
9,69
1,65
7,75
0,09
5,56
0,48
0,64
1,59
8,57
F
E
E
D
E
D
D
C
D
C
B
A
C
B
E
D
E
D
D
C
AB
AB
A
A
E
DE
A
A
D
D
D
D
Tabla A.I.14. Concentración (mg/L) de los compuestos fenólicos mediante HPLC-MS de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las
variedades estudiadas (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) elaboradas en bodega experimental (B), y sus desviaciones estándar (n=2).
VA4
t-GRP
VA5 B
VA6
VMb5 B
VCh6
16,00 ± 0,88
14,27 ± 4,09
23,23 ± 1,54
12,64 ± 0,09 BC
C 15,88 ± 0,17
A
AB
AB
AB
7,14
±
0,25
8,17
±
0,07
8,50
±
0,55
8,83
±
0,08
8,59 ± 0,38 AB
H
t-caft
B
A
B
C
4,58 ± 0,12
2,49 ± 0,01
4,56 ± 1,40
6,88 ± 0,23
8,36 ± 0,14 D
C
A
1,82 ± 0,01
2,21 ± 0,10 A
2,06 ± 0,04 A
2,36 ± 0,09 A
2,51 ± 0,38 A
H
B
A
5,05 ± 0,03
4,89 ± 0,19 B
8,54 ± 1,18 D
4,95 ± 0,15 B
nd
c-GRP
C
B
B
C
B
A
4,46 ± 0,02
3,95 ± 0,05
7,64 ± 0,10
3,80 ± 0,01
nd
H
CD
1,81 ± 0,21
0,63 ± 0,08 A
2,53 ± 0,52 DE
2,73 ± 0,08 E
4,85 ± 0,85 F
t-cut
C
A
A
0,14 ± 0,01
0,16 ± 0,06 AB
nd
0,14 ± 0,01 A
1,35 ± 0,13 BC
H
C
2,37 ± 0,17
0,16 ± 0,06 B
1,84 ± 0,12 B
5,30 ± 0,36 E
3,79 ± 0,34 D
c-cut
C
A
0,18 ± 0,01
0,13 ± 0,04 A
0,05 ± 0,01 A
0,20 ± 0,01 A
1,78 ± 0,34 B
H
C
A
1,64 ± 0,07
1,41 ± 0,02 ABC
nd
1,39 ± 0,03 ABC
2,75 ± 0,05 D
caf
C
BC
A
1,52 ± 0,07
1,23 ± 0,02 B
nd
1,17 ± 0,00 B
2,62 ± 0,02 D
H
D
3,88 ± 0,36
4,93 ± 0,35 E
3,69 ± 0,09 A
3,10 ± 0,28 C
1,20 ± 0,13 A
t-fert
C
CD
B
A
A
3,56 ± 0,51
2,33 ± 0,10
3,14 ± 0,29
1,60 ± 0,03
0,87 ± 0,07 A
H
B
1,11 ± 0,07
1,63 ± 0,17 C
1,27 ± 0,37 BC
0,70 ± 0,04 A
3,91 ± 0,29 E
c-fert
C
C
1,47 ± 0,00
0,92 ± 0,14 AB
1,47 ± 0,11 C
0,41 ± 0,00 A
3,10 ± 0,08 D
H
A
A
A
nd
nd
0,06 ± 0,02 B
nd
0,81 ± 0,01 D
cum
C
A
A
A
nd
nd
0,03 ± 0,00 AB
nd
0,46 ± 0,04 C
H
B
A
0,12 ± 0,01
0,22 ± 0,02 C
nd
0,13 ± 0,00 B
1,00 ± 0,05 E
fer
C
B
A
0,15 ± 0,01
0,16 ± 0,01 B
nd
0,14 ± 0,01 B
0,89 ± 0,01 D
H
D
1,96 ± 0,07
3,14 ± 0,13 E
1,24 ± 0,26 ABC
1,60 ± 0,34 C
1,18 ± 0,01 ABC
gal
C
ABC
BC
AB
ABC
1,19 ± 0,05
1,41 ± 0,06
1,01 ± 0,12
1,27 ± 0,01
0,83 ± 0,01 A
H
D
6,04 ± 0,62
2,07 ± 0,15 AB
4,95 ± 1,26 C
1,35 ± 0,09 A
3,11 ± 0,21 B
cat
C
AB
1,93 ± 0,27
1,14 ± 0,11 A
0,95 ± 0,08 A
1,15 ± 0,31 A
1,69 ± 0,02 AB
H
A
9,19 ± 0,47 A
10,23 ± 2,39 A
8,03 ± 0,34 A
8,71 ± 0,74 A
epi
C 10,15 ± 0,94
A
16,48 ± 1,44 B
10,16 ± 0,16 A
9,36 ± 0,19 A
7,92 ± 0,38 A
H 10,90 ± 0,86
BC
A
A
4,97 ± 0,48
5,62 ± 0,02 C
nc
4,24 ± 1,55 BC
nc
gal epi
C
C
A
A
5,14 ± 0,98
4,58 ± 0,66 BC
nc
3,06 ± 0,04 B
nc
H
C
C
C
D
Tabla A.I.14 continuación. Concentración (mg/L) de los compuestos fenólicos mediante HPLC-MS de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas
las variedades (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) estudiadas elaboradas en bodega experimental (B), y sus desviaciones estándar (n=2).
VA4
Q-3-glcU
Q-3-glc
K-3-gal
K-3-glc
I-3-glc
Q
K
fenoles totales
DAHC
flavonoles
flavan-3-oles
L*
C*
h*
a*
b*
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
0,48
0,52
nd
nd
0,04
nd
nd
nd
0,04
nd
0,07
nd
nd
nd
136,61
95,30
41,10
19,05
36,18
19,76
15,01
9,86
98,4
98,4
4,81
5,49
96,91
98,18
-0,58
0,78
4,77
5,44
VA5 B
± 0,07
± 0,08
B
B
A
± 0,01
± 0,00
± 0,02
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,93
0,87
0,51
0,74
2,06
1,47
1,27
0,70
0,06
0,05
0,10
0,03
0,09
0,11
0,02
0,00
0,08
0,08
A
A
A
A
A
B
A
A
A
A
A
AB
A
B
A
B
A
C
A
CDE
CDE
AB
B
BC
C
C
B
AB
B
0,94
0,25
1,31
0,22
0,27
0,17
0,21
0,10
0,16
0,10
1,23
0,44
0,17
0,18
149,63
143,11
40,41
34,07
34,74
31,92
17,66
13,54
98,20
96,80
4,91
8,42
97,59
94,34
-0,65
-0,65
4,87
8,39
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
VA6
0,07
0,01
0,11
0,02
0,02
0,01
0,02
0,02
0,00
0,00
0,48
0,10
0,10
0,00
0,98
3,00
0,43
0,50
0,37
1,36
0,20
0,71
0,00
0,00
0,00
0,31
0,11
2,72
0,01
0,42
0,00
0,28
C
AB
D
AB
D
C
C
B
D
C
B
A
B
B
BC
BC
B
B
B
AB
D
BC
CD
B
AB
C
BC
AB
BC
D
AB
C
0,92
0,95
0,65
0,27
0,23
0,11
nd
nd
nd
nd
1,23
0,44
nd
nd
173,85
143,45
55,24
36,23
43,56
36,38
15,87
11,82
98,53
99,03
5,20
5,10
91,84
95,82
-0,17
-0,52
5,19
5,07
±
±
±
±
±
±
VMb5 B
0,30
0,00
0,19
0,00
0,06
0,00
± 0,32
± 0,17
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
10,62
2,58
3,65
0,46
3,84
1,02
1,09
0,37
0,18
0,04
0,04
0,48
1,39
0,04
0,13
0,05
0,04
0,48
C
C
C
B
D
B
A
A
A
A
B
A
A
A
C
BC
C
B
B
B
CD
AB
DE
E
B
B
A
BC
E
C
B
B
nd
0,09
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
160,97
130,50
56,14
30,96
46,22
29,40
14,30
10,22
98,40
97,75
4,18
5,48
97,51
96,93
-0,55
-0,66
4,14
5,44
± 0,01
VCh6
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
A
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,46
4,91
1,10
1,49
2,30
1,62
0,01
0,76
0,00
0,07
0,01
0,01
0,04
0,06
0,01
0,00
0,00
0,01
BC
B
C
B
B
AB
BC
A
CDE
C
A
B
BC
BC
C
BC
A
B
1,48
1,60
nd
nd
nd
nd
0,42
0,30
nd
nd
3,24
2,00
0,87
0,70
281,36
198,84
101,39
57,21
80,04
44,18
21,82
13,93
96,65
94,65
10,88
11,77
95,46
93,97
-1,03
-0,82
10,82
11,75
± 0,16
± 0,16
D
D
A
± 0,01
± 0,01
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
0,30
0,08
0,05
15,45
24,09
4,20
11,48
5,20
12,65
2,16
0,21
0,42
0,49
0,63
0,05
0,68
0,42
0,07
0,09
0,63
0,05
A
A
A
E
D
A
A
E
D
D
C
E
D
D
C
D
B
E
BC
B
A
D
E
BC
AB
A
B
D
E
Tabla A.I.15. Concentración (µg/L) de los compuestos volátiles minoritarios en los vinos
control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004.
butanoato de etilo
acetato de 3-metilbutilo
hexanoato de etilo
acetato de hexilo
lactato de etilo
octanoato de etilo
2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo
decanoato de etilo
diacetato de 1,3-propanediol
malato de dietilo
glutarato de etilo
Total ésteres
2-metil-1-propanol
4-metil-1-pentanol
3-metil-1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
3-(metiltio)-1-propanol
Total alcoholes
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
(E)-2-hexen-1-ol
Total alcoholes C6
VA4 C
VA4 H
236,88
2613,24
1096,78
162,00
139,64
1235,86
73,71
6,30
192,78
237,51
35,70
46,53
536,76
64,35
61,95
43,47
40,95
6824,41
131,32
14,21
40,18
1,47
25,08
212,26
343,11
36,48
179,04
7,20
565,83
226,17
2628,99
1021,14
169,92
639,76
1278,56
130,41
10,08
118,32
471,38
105,06
61,38
750,33
73,26
68,44
53,55
37,31
7844,06
240,10
24,99
55,37
0,98
25,12
346,56
655,62
35,04
177,12
6,24
874,02
Tabla A.I.15 continuación. Concentración (µg/L) de los compuestos volátiles minoritarios en
los vinos control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004.
ácido acético
ácido isobutírico
ácido butanoico
ácido 3-metil butanoico
ácido hexanoico
ácido 3-hexenoico
ácido 2-hexenoico
ácido octanoico
ácido decanoico
ácido decenoico
ácido dodecanoico
ácido glutamico
Total ácidos
benzaldehído
2-metil-dihidro-3(2H)-tiofenona
metilbenzaldehído
2-metoxifenol
alcohol bencílico
2-feniletanol
fenol
4-vinilguaiacol
2-metoxi-4-(1-propenil)-fenol
ácido benzoico
ácido benzeneacético
vainillina
acetovainillona
Total compuestos bencénicos
t-geraniol
γ-butirolactona
pantolactona
β-damascenona
tetrahidro-6-propil-2H-piran-2-ona
tr.- trazas
VA4 C
VA4 H
105,54
78,42
16,56
372,28
1327,48
4,40
4,40
2336,91
738,48
119,68
52,36
12,32
81,60
5250,43
0,70
1,68
tr
1,26
36,90
6008,38
2,94
79,38
2,94
23,50
47,00
21,00
4,16
12,42
6242,26
1,54
0,02
3,20
0,92
26,79
90,19
130,74
22,96
591,63
1436,16
6,60
8,80
2256,39
618,12
259,76
30,60
12,32
50,32
5514,59
1,40
2,16
tr
1,26
21,32
7996,80
2,94
61,11
1,96
22,00
32,00
13,30
4,20
13,80
8174,21
1,56
0,03
4,00
0,90
47,76
Tabla A.I.16. Concentración (µg/L) de los ésteres presentes en los vinos (V) de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia 2005, elaborados a
escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1), y sus desviaciones estándar (n=2).
VA5 B
butanoato de etilo
hexanoato de etilo
acetato de hexilo
lactato de etilo
octanoato de etilo
decanoato de etilo
malato de dietilo
glutarato de etilo
Total ésteres
nd.- no detectado.
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
294,50
267,98
4285,84
2437,43
1509,26
1125,50
231,75
215,39
192,76
828,01
1589,46
909,00
15,06
16,38
2,94
4,88
305,31
142,12
60,36
78,36
16,95
60,28
73,01
89,53
1698,57
2833,14
329,22
322,96
36,14
11,42
49,73
60,24
99,91
9,51
10790,76
9412,15
VA5 L
293,44
322,56
3985,28
3011,55
1447,16
1304,76
335,54
283,83
151,10
919,79
1413,68
1253,76
11,71
17,91
3,38
6,93
211,98
231,46
47,00
61,22
153,80
106,53
70,33
133,62
1376,52
1888,91
251,37
190,15
13,77
4,92
4,16
26,01
17,09
29,50
9787,31
9793,42
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
4,92
38,60
286,62
262,06
77,41
154,46
0,05
18,39
11,21
259,12
47,76
17,51
1,06
1,42
0,52
1,15
10,91
5,47
7,16
2,61
9,69
3,74
6,03
21,91
17,40
124,42
7,37
5,62
1,91
0,05
1,36
4,25
4,09
13,42
273,99
878,66
VA5 B-1
98,31
65,45
394,15
202,41
891,75
623,76
20,13
24,22
30,84
88,67
1156,22
923,01
16,55
17,25
18,26
26,81
132,96
164,47
1524,80
2536,77
11,69
54,28
nd
nd
nd
85,76
82,39
nd
1475,01
834,30
nd
nd
6861,34
7912,56
12714,44
13559,72
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,98
0,70
7,40
0,74
8,90
6,59
2,16
1,46
0,84
5,00
21,89
15,52
0,54
1,17
0,34
0,38
18,63
7,38
45,54
89,60
0,12
1,14
± 0,86
± 2,27
± 60,94
± 29,08
±
±
±
±
158,67
522,78
0,03
625,11
VMb5 B
302,33
282,57
2255,84
1734,36
825,65
1335,10
113,08
197,43
447,29
689,27
935,83
1082,02
81,78
51,16
6,78
6,60
185,76
210,48
104,32
107,42
22,89
30,34
74,36
68,20
1397,66
1806,77
56,22
97,94
73,21
29,90
64,63
90,86
45,99
115,20
6993,62
7935,61
VMb5 L
224,91
221,10
2920,52
5423,98
1095,42
1387,31
100,59
255,29
199,45
457,22
1119,69
1232,22
52,25
27,55
5,18
7,12
237,33
264,06
56,89
33,04
49,90
50,18
89,29
74,54
3220,37
2234,54
97,33
169,78
15,82
7,66
15,03
9,39
22,50
15,99
9522,47
11870,96
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
12,10
9,00
822,87
995,61
3,89
15,57
27,96
25,47
36,08
76,54
17,90
8,43
1,95
1,63
0,54
0,00
28,12
19,14
6,40
3,39
1,01
1,20
3,59
0,63
425,56
70,14
19,15
6,20
4,69
0,18
6,38
4,14
2,90
1,50
404,02
847,84
VMb5 B-1
85,21
85,97
94,75
111,80
661,58
697,15
4,22
3,35
39,49
77,60
757,37
750,76
81,69
51,99
22,50
27,38
103,07
125,65
2513,53
2871,58
12,43
12,30
nd
nd
12,95
nd
nd
42,93
2031,90
1318,92
nd
nd
8324,33
8941,64
14745,03
15119,03
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,10
0,87
2,18
1,98
18,25
14,15
0,18
0,11
0,85
2,87
16,71
128,35
0,36
1,76
0,54
0,25
1,96
33,81
66,31
56,79
0,67
1,32
± 0,40
± 0,96
± 73,88
± 19,75
±
±
±
±
743,09
149,01
919,10
255,01
Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de los alcoholes alifáticos presentes en los mostos (M) y vinos (V) de las variedades Airén (A) y Macabeo
(Mb) de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1), y sus desviaciones estándar (n=2).
MA5
2-metil-1-propanol
4-metil-1-pentanol
3-metil-1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
3-(metiltio)-1propanol
Total alcoholes
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
(E)-2-hexen-1-ol
C
12,26
H
C
nd
H
C
nd
H
C
nd
H
C
0,46
H
C
12,73
H
C 1387,44
H
C
42,76
H
C 196,68
H
C 559,22
H
C 2186,10
H
Total alcoholes
C6
nd.- no detectado. tr.- trazas.
VA5 B
108,05
263,66
11,31
11,94
42,51
31,25
1,60
4,22
57,34
264,32
220,81
575,40
628,04
1434,71
33,36
23,39
237,47
229,30
tr
5,71
898,87
1693,10
VA5 L
151,76*
182,58*
19,45
14,48
44,81
34,64
0,96
7,47
12,63
58,98
229,61
298,16
701,79
1024,95
39,80
36,69
248,39
213,80
4,35
5,31
994,33
1280,75
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
6,11
5,23
3,86
0,42
2,13
0,29
0,08
0,07
3,31
1,16
3,35
5,74
7,29
129,20
2,10
3,65
1,60
9,01
0,19
0,85
6,98
133,70
VA5 B-1
178,61
189,67
9,43
9,16
26,91
22,85
2,19
2,17
5,29
27,14
222,43
250,98
342,08
677,59
11,43
5,01
98,91
86,82
1,31
3,56
453,74
772,98
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
15,40
11,71
1,01
0,66
0,19
0,17
0,05
0,12
0,42
0,54
16,23
12,12
0,31
10,09
0,54
0,13
0,00
0,85
0,19
0,15
0,42
9,22
MMb5
VMb5 B
576,24
303,84
324,23
11,25
27,41
40,39
44,74
1,46
3,58
78,61
87,61
435,56
487,56
717,49
887,54
34,71
38,29
210,12
220,57
tr
2,68
320,77
287,27
nd
nd
nd
3,28
579,52
1108,61
34,75
224,04
3,17
1370,57
VMb5 L
462,49
858,69
9,06
11,55
37,56
26,40
3,62
5,67
48,81
73,93
512,73
902,31
523,94
661,34
15,79
16,89
171,93
169,78
1,14
1,34
712,81
849,34
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,10
9,79
0,90
0,24
0,42
3,63
0,27
0,05
8,58
4,97
8,23
18,69
22,63
92,20
0,15
1,28
1,12
20,40
0,13
0,06
21,52
113,93
VMb5 B-1
276,96
267,98
10,22
8,22
33,81
20,77
2,16
2,15
6,92
8,94
330,06
308,05
295,55
399,77
5,68
5,84
72,47
79,70
1,10
1,50
374,80
486,82
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
13,95
15,39
0,08
0,11
0,37
0,40
0,22
0,15
0,18
0,14
13,90
15,37
6,45
0,20
0,66
0,04
0,65
0,19
0,11
0,08
7,65
174,81
Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de los ácidos alifáticos presentes en los vinos de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia
2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental, y al año de almacenamiento, y sus desviaciones estándar (n=2).
MA5
ácido acético
ácido isobutírico
ácido butanoico
ácido isovalerico
ácido hexanoico
ácido 4-hexenoico
ácido 2-hexenoico
ácido octanoico
ácido nonanoico
ácido decanoico
ácido 9-decenoico
ácido dodecanoico
ácido glutámico
Total ácidos
nd- no detectado.
C
nd
H
C
7,71
H
C
0,53
H
C
4,74
H
C
92,92
H
C
3,93
H
C
55,55
H
C
12,89
H
C
9,09
H
C
18,25
H
C
nd
H
C
11,46
H
C
nd
H
C
89,60
H
C 306,68
H
VA5 B
1,12
0,78
77,21
102,11
13,90
11,34
621,29
640,86
2205,94
1663,79
5,94
20,76
13,74
35,52
4477,42
2735,22
17,35
8,39
1707,69
811,88
95,24
208,65
32,63
12,07
10,35
3,12
52,99
68,43
9332,80
6322,91
VA5 L
3,08
1,75
103,49
128,51
13,58
14,73
672,67
702,82
1927,48
1741,28
6,65
8,22
17,88
31,31
3289,10
2881,28
8,54
16,56
985,64
1063,32
486,99
389,00
36,45
63,79
1,66
2,20
60,04
51,50
7613,24
7096,29
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,52
0,44
10,09
21,37
0,74
1,81
21,07
27,92
113,55
229,60
0,20
0,32
2,64
1,39
95,09
262,52
0,21
1,05
8,89
59,80
27,66
1,53
7,70
5,08
0,04
0,28
0,85
6,52
162,74
600,09
VA5 B-1
0,55
1,04
7,68
12,84
11,78
7,30
248,45
251,27
1255,26
883,79
5,37
4,05
6,34
9,14
2547,12
1948,62
nd
nd
583,93
668,93
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
4666,48
3786,98
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,10
0,13
0,62
0,15
0,63
5,88
0,28
36,39
45,39
0,71
0,11
0,35
0,97
102,98
98,08
MMb5
1,00
34,24
1,16
8,80
88,61
4,25
23,68
16,83
tr
± 4,00
± 17,99
51,50
nd
38,00
nd
195,74
± 149,37
± 125,69
463,81
VMb5 B
1,58
1,47
110,91
84,74
15,77
13,14
535,94
408,11
1576,59
1516,11
5,14
6,63
10,63
9,25
2597,96
2558,02
11,96
8,05
915,68
966,72
36,63
50,53
24,24
50,24
3,65
3,28
44,22
28,54
5890,90
5704,81
VMb5 L
1,50
1,70
127,93
109,44
18,47
19,60
580,40
469,65
1754,77
1796,01
4,65
5,61
6,82
9,22
3041,12
3062,05
16,39
2,30
1028,55
1096,37
189,68
273,56
112,56
77,67
3,44
6,18
87,94
75,96
6974,23
7005,32
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,64
0,15
6,71
3,18
0,60
0,63
16,87
29,71
260,61
152,64
0,24
0,66
0,48
1,91
681,90
336,28
0,78
0,42
245,22
106,36
63,73
3,22
87,57
4,46
0,99
0,31
25,12
29,42
1376,48
601,47
VMb5 B-1
0,45
1,05
8,49
9,88
10,13
9,45
194,33
146,90
914,28
980,63
nd
nd
10,33
9,10
1810,56
2047,65
nd
nd
417,56
629,33
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
3366,13
3833,97
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
0,04
0,31
0,37
0,44
0,70
1,44
1,53
38,09
21,26
±
±
±
±
0,73
1,46
42,69
44,19
± 1,28
± 9,29
± 78,04
± 73,65
Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de los ácidos alifáticos presentes en los vinos de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia
2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental, y al año de almacenamiento, y sus desviaciones estándar (n=2).
MA5
benzaldehído
2-metil-dihidro3(2H)-tiofenona
2-metoxifenol
alcohol bencílico
2-feniletanol
fenol
4-vinilguaiacol
2-metoxi-4-(1propenil)-fenol
2,3dihidrobenzofurano
ácido benzoico
vainillina
acetovainillona
Total bencénicos
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
1,22
H
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
VA5 L
VA5 B-1
2,84
2,89
5,51
4,02
1,36
1,79
2,69
3,48
3,65
0,90
±
±
±
±
±
0,10
0,23
0,35
0,01
0,20
1,47
37,51
44,84
11009,79
21328,39
7,13
1,30
26,09
62,04
7805,91
8239,66
1,47
±
±
±
±
±
±
0,29
1,38
2,66
914,90
1800,91
0,87
3,05
6,26
220,82
94,50
4,96
8,70
94,28
135,09
3,41
±
±
±
±
10,71
9,14
46,68
0,11
3,33
3,60
±
0,68
nd
nd
67,07
41,01
±
4,67
nd
3,74
46,58
16,15
10,10
11,18
2,09
2,21
23,47
15,34
16,14
16,41
36,40
8,97
14,67
1,51
2,32
15,76
15,39
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,38
2,00
2,39
1,48
3,09
0,04
0,18
0,03
0,22
nd
17,01
21,65
13,39
18,93
nd
nd
nd
nd
11439,23
21534,32
8020,98
8541,64
±
±
894,73
1839,60
nd
nd
31,05
98,52
nd
3,53
H
C
VA5 B
22,61
5,43
22,44
nd
187,86
6,72
6,06
1,14
1,29
nd
nd
63,16
61,94
8402,01
12488,38
5,73
nd
52,56
46,34
nd
8561,72
12644,58
±
±
±
±
0,11
0,87
0,02
0,13
MMb5
VMb5 B
4,71
5,53
7,96
7,07
5,94
1,13
13,63
8,37
8,94
4,96
0,95
±
±
±
±
±
0,37
0,16
0,44
0,71
0,22
1,03
33,34
36,31
6880,61
7466,87
tr
0,56
17,55
21,66
8700,27
9271,98
nd
±
±
±
±
±
0,35
0,13
2,66
1203,86
278,39
1,06
tr
122,98
115,14
2,89
nd
61,86
40,62
2,32
±
±
±
0,16
1,55
0,45
2,53
2,49
±
nd
35,59
20,91
±
21,22
27,62
20,37
5,52
6,35
0,58
0,75
27,48
11,64
11,77
37,76
28,58
6,56
8,89
0,88
0,85
11,89
8,65
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,94
15,26
0,66
0,01
0,44
0,16
0,21
3,23
0,46
7150,34
7696,11
8883,51
9409,07
±
±
1230,03
273,37
nd
nd
±
±
±
±
±
1,72
0,23
225,76
1413,88
0,27
±
±
2,66
3,13
±
±
±
±
4,06
3,70
0,99
1,11
34,48
194,85
nd
nd
20,92
5,88
15,69
nd
±
±
221,61
1406,72
277,59
VMb5 L
VMb5 B-1
18,20
29,22
1,50
0,68
nd
±
±
±
±
0,03
0,16
0,06
0,01
±
±
±
±
7,08
0,59
264,03
245,92
nd
27,05
28,65
nd
±
±
±
2,58
1,35
0,34
nd
±
6,74
nd
±
nd
33,05
17,21
10,19
10,65
nd
nd
nd
nd
±
±
±
±
±
3,54
1,46
0,44
0,80
6590,53
8055,23
±
±
251,24
250,29
nd
78,84
67,94
6441,71
7900,88
nd
Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de otros compuestos volátiles minoritarios presentes en los vinos de las variedades Airén (A) y Macabeo
(Mb) de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental, y al año de almacenamiento, y sus desviaciones estándar (n=2).
MA5
t-geraniol
γ-butirolactona
pantolactona
tetrahidro-6-propil-2H-piran-2-ona
β-damascenona
C
H
C
H
C
H
C
H
C
H
0,59
nd
nd
nd
0,80
VA5 B
2,10
1,02
0,02
0,02
4,34
5,28
0,16
0,20
1,85
0,64
VA5 L
1,80
2,50
0,02
0,18
3,11
4,04
0,07
0,08
1,08
1,07
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,25
0,41
0,00
0,01
1,75
2,27
0,01
0,00
0,22
0,21
VA5 B-1
nd
nd
nd
nd
10,60
7,71
0,20
0,39
nd
nd
MMb5
VMb5 B
tr
0,72
1,64
0,10
0,11
6,17
5,15
0,28
0,27
tr
0,78
0,01
±
±
±
±
1,29
0,23
0,02
0,04
nd
nd
tr
VMb5 L
1,97
2,46
0,03
0,03
1,35
1,02
0,39
0,26
0,71
0,83
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,15
0,69
0,00
0,00
0,36
0,11
0,08
0,06
0,16
0,23
VMb5 B-1
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
Tabla A.I.17. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los mostos (M) control (C), hiperoxigenados (H) y macerado-hiperoxigenado
(MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2).
MA6 H
MA6 MH
MA6 C
A
B
2-hexanol
2,51 ± 0,23 A
2,33 ± 0,05
3,20 ± 0,02
B
1-hexanol
51,98 ± 1,94 A 556,39 ± 12,88 C
526,98 ± 6,98
(E)-3-hexen-1-ol
1,29 ± 0,21
2,33 ± 2,00
4,98 ± 0,53
B
C
(Z)-3-hexen1-ol
19,40 ± 0,46 A
25,09 ± 0,25
35,97 ± 2,91
B
A
(E)-2-hexen-1-ol
60,03 ± 6,86 C
31,26 ± 0,62
13,36 ± 0,79
C
B
(Z)-2-hexen-1-ol
0,78 ± 0,06 A
3,70 ± 0,10
1,70 ± 0,04
C
B
135,98 ± 8,83 A 621,09 ± 9,96
586,20 ± 3,76
Total alcoholes C6
C
A
linalol
0,84 ± 0,12 B
1,97 ± 0,20
nd
A
B
hotrienol
0,31 ± 0,04 C
tr
0,18 ± 0,03
A
B
α-terpineol
0,14 ± 0,09 A
tr
0,86 ± 0,15
A
B
citronelol
0,28 ± 0,19 A
nd
1,46 ± 0,24
A
B
nerol
nd
tr
1,28 ± 0,42
A
A
B
geraniol
1,14 ± 0,02 A
3,00 ± 0,08
8,71 ± 1,45
A
B
ácido geránico
nd ±
nd
9,82 ± 1,94
A
A
B
2,72 ± 0,46 A
4,96 ± 0,12
22,32 ± 3,03
Total terpenos monooxigenados
1,72 ± 0,27
2,50 ± 0,84
2,20 ± 0,16
A
B
2,58 ± 0,64 A
2,74 ± 0,64
11,31 ± 2,38
A
B
3,7-dimetil-1,6-octadien-3-ol
nd
nd
0,37 ± 0,09
A
A
B
nd
tr
0,11 ± 0,02
A
AB
B
epoxilinalol
0,48 ± 0,27 A
0,87 ± 0,24
1,39 ± 0,00
A
B
4,78 ± 0,64 A
6,11 ± 1,25
15,37 ± 2,43
Total terpenos polioxigenados
A
B
ß-damascenona
nd
nd
0,12 ± 0,01
A
A
B
3-oxo-α-ionol
nd
nd
1,75 ± 0,37
A
A
B
nd
nd
1,86 ± 0,38
Total C13-norisoprenoides
A
nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
Tabla A.I.17 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los mostos (M) control (C), hiperoxigenados (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2).
MA6 C
MA6 H
MA6 MH
benzaldehído
3,28 ± 0,16
3,57 ± 0,36
4,01 ± 0,59
A
B
bencenacetaldehído
tr
0,45 ± 0,45
2,91 ± 0,17
A
etil benzaldehído
1,14 ± 0,50
nd
1,08 ± 0,63
4-vinilguaiacol
3,41 ± 0,73
4,71 ± 0,56
5,69 ± 0,75
alcohol bencílico
34,28 ± 1,73
40,90 ± 0,58
51,29 ± 7,48
2-fenil etanol
43,68 ± 3,99 A 153,43 ± 15,97 B 214,34 ± 25,88 C
B
A
ácido benzoico
63,51 ± 6,34 B
49,68 ± 3,05
23,07 ± 4,02
A
B
ácido 4-hidroxi-3-metoxi-benzoico
nd
nd
191,49
±
1,62
A
A
B
isoeugenol
nd
nd
9,75 ± 0,73
A
C
B
vainillina
8,26 ± 1,17 A
41,21 ± 0,74
27,32 ± 2,76
A
B
acetovainillona
nd
nd
16,19 ± 0,62
A
A
B
nd
nd
4,25 ± 0,22
A
zingerona
nd
nd
0,12 ± 0,01
157,56 ± 0,48 A 293,95 ± 12,97 B 551,52 ± 39,04 C
C
A
hexanal
0,42 ± 0,01 B
3,30 ± 0,19
nd
B
A
2-hexenal
11,02 ± 1,89 B
9,77 ± 0,10
3,63 ± 0,95
Tabla A.I.18. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y macerado-hiperoxigenado (MH)
de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2).
VA6 H
VA6 MH
VA6 C
C
A
B
93,59 ± 1,53
60,90 ± 1,27
71,04 ± 3,19
butirato de etilo
B
A
B
2,38 ± 0,08
1,47 ± 0,25
2,91 ± 0,23
2,25 ± 0,59
2,01 ± 0,23
1,41 ± 0,20
pentanoato de etilo
C
B
A
767,59 ± 1,24
587,36 ± 19,38
545,49 ± 0,28
hexanoato de etilo
A
AB
B
71,58 ± 0,52
90,39 ± 9,71
100,28 ± 3,25
acetato de hexilo
A
AB
B
tr
1,06
±
0,47
2,11
±
0,53
piruvato de etilo
3,87 ± 0,74
4,84 ± 0,46
4,10 ± 0,32
3-hexanoato de etilo
B
A
C
4,60 ± 0,20
4,02 ± 0,10
5,18 ± 0,01
acetato de 3-hexen-1-ol
A
B
B
nd
2,88 ± 0,32
1,87 ± 0,49
heptanoato de etilo
A
B
C
8,21 ± 0,33
23,78 ± 1,23
27,07 ± 0,56
lactato de etilo
A
A
B
4,43 ± 0,49
3,92 ± 0,05
5,75 ± 0,13
octanoato de metilo
0,89 ± 0,32
1,41 ± 0,62
0,87 ± 0,10
B 1636,28 ± 26,57
A
A
2516,41 ± 64,28
1741,83 ± 115,93
octanoato de etilo
C
B
A
6,91
±
0,32
5,27
±
0,48
3,61
±
0,21
1,56 ± 0,09
1,18 ± 0,27
1,14 ± 0,15
C
A
B
3,64 ± 0,02
2,51 ± 0,12
3,21 ± 0,00
nonanoato de etilo
7,82 ± 0,91
8,94 ± 0,83
8,53 ± 0,33
A
B
B
nd
1,34 ± 0,43
1,07 ± 0,09
diacetato de 1,2-etanediol
A
B
B
3,37 ± 2,52
20,09 ± 0,79
20,59 ± 1,24
1,48 ± 0,02
1,83 ± 0,24
2,56 ± 0,53
decanoato de metilo
B
A
B
851,48 ± 29,13
644,02 ± 30,82
807,39 ± 3,50
decanoato de etilo
A
B
B
nd
1,00
±
0,17
0,91
±
0,10
16,44 ± 1,41
12,87 ± 2,06
13,04 ± 0,57
9,71 ± 0,25
8,31 ± 2,01
6,26 ± 0,13
A
A
B
251,60 ± 3,96
255,94 ± 16,78
329,17 ± 21,71
B
B
A
574,47 ± 41,91
568,00 ± 7,76
259,70 ± 47,91
1,81 ± 0,75
0,94 ± 0,18
1,09 ± 0,05
4-metil octanoato de metilo
C
B
A
714,60 ± 25,09
492,84 ± 6,02
436,65 ± 3,41
31,30 ± 1,69
25,07 ± 2,82
26,92 ± 1,13
laurato de etilo
A
A
B
36,05 ± 3,99
36,71 ± 1,46
53,52 ± 1,26
acetato de 1,3-propanodiol
A
B
B
nd
20,64 ± 2,67
15,62 ± 0,77
3-hidroxihexanoato de etilo
nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
Tabla A.I.18 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2).
VA6 C
VA6 H
VA6 MH
B
A
A
49,14 ± 1,51
28,68 ± 2,00
25,92 ± 1,46
malato de dietilo
A
A
B
14,55 ± 0,09
12,28 ± 1,45
18,43 ± 1,02
B
B
A
42,91 ± 1,55
45,06 ± 2,17
31,58 ± 0,96
glutarato de etilo
AB
3132,85 ± 208,19 B 2494,13 ± 31,77 A 2750,32 ± 2,26
B
740,04 ± 55,59
637,44 ± 35,86 B
389,26 ± 13,22 A
0,23 ± 0,04
0,22 ± 0,05
0,26 ± 0,01
3-metiltiopropanoato de etilo
9967,75 ± 287,34 B 7745,61 ± 72,55 A 7716,66 ± 73,24 A
Total ésteres
A
2-metil-1-propanol
234,17 ± 2,77
119,41 ± 8,99
91,44 ± 2,95 A
B
B
1-butanol
13,06 ± 0,21
13,18 ± 0,44
10,60 ± 0,29 A
B
A
1-pentanol
3,42 ± 0,08
3,50 ± 0,38
7,34 ± 0,43 B
A
B
1,33 ± 0,02
1,22 ± 0,07
1,00 ± 0,06 A
B
A
1-hepten-4-ol
nd
nd
1,04 ± 0,22 B
A
C
4-metil-1-pentanol
2,65 ± 0,22
12,79 ± 0,20
11,87 ± 0,30 B
A
B
(Z)-2-penten-1-ol
0,85 ± 0,11
1,27 ± 0,14
1,66 ± 0,03 C
A
B
3-metil-1-pentanol
47,88 ± 0,36
47,89 ± 0,64
31,48 ± 0,38 A
B
B
3-etoxi-1-propanol
1,30 ± 0,37
2,12 ± 0,07
1,20 ± 0,03 A
A
3-octanol
0,97 ± 0,34
1,59 ± 0,09
1,75 ± 0,02
B
1-octen-3-ol
tr
0,30 ± 0,01
0,32 ± 0,11 B
A
B
1-heptanol
7,61 ± 0,51
8,15 ± 0,90
1,61 ± 0,10 A
B
B
butadienol
tr
2,28
±
0,26
2,18 ± 0,06 B
A
A
2-etil-1-hexanol
1,07 ± 0,36
1,18 ± 0,10
1,01 ± 0,01 A
A
A
1-octanol
4,19 ± 0,01
1,64 ± 0,91
3,02 ± 0,04 AB
B
3-metil tiopropanol
15,05 ± 0,57
16,66 ± 4,04
17,41 ± 3,13
333,54 ± 3,71
233,16 ± 17,24 B 184,92 ± 6,89 A
Total alcoholes
C
B
1-hexanol
233,11 ± 11,41 A 382,12 ± 7,84
382,52 ± 2,34 B
A
(E)-3-hexen-1-ol
13,64 ± 0,95
5,51 ± 0,44
7,32 ± 0,34 A
B
A
(Z)-3-hexen1-ol
62,61 ± 0,55
24,20 ± 0,49
23,40 ± 1,71 A
B
C
(Z)-2-hexen-1-ol
1,02 ± 0,18
2,77 ± 0,01
1,48 ± 0,01 B
A
B
310,38 ± 11,65 A 414,60 ± 7,88
414,72 ± 4,41 B
Total alcoholes C6
VA6 C
VA6 H
VA6 MH
acido acético
0,37 ± 0,12
0,50 ± 0,12
0,42 ± 0,02
B
B
A
ácido isobutírico
9,00 ± 0,08
8,33 ± 0,19
7,45 ± 0,42
A
B
B
acido butírico
tr
9,01 ± 1,01
8,45 ± 0,81
C
A
acido isovalérico
328,08 ± 6,57
224,70 ± 15,10 B
151,36 ± 1,93
A
ácido hexanoico
940,84 ± 10,43 B
654,91 ± 46,93 A
636,56 ± 57,82
A
B
B
tr
21,89 ± 2,54
19,58 ± 0,46
A
C
B
nd
20,87 ± 1,03
10,04 ± 1,32
B 1427,32 ± 6,65
A
ácido octanoico
2614,37 ± 23,33 C 1493,79 ± 3,91
A
ácido decanoico
1084,94 ± 15,79 B
725,62 ± 45,16 A
724,70 ± 24,79
B
A
A
ácido dodecanoico
124,27 ± 6,70
97,97 ± 2,44
78,45 ± 9,81
A
A
B
ácido bis-(2-etilhexil) hexanedioico
nd
nd
109,16 ± 10,89
0,48 ± 0,20
0,49 ± 0,11
0,96 ± 0,03
A
5102,36 ± 62,67 B 3258,08 ± 70,56 A 3174,46 ± 108,40
Total ácidos
linalol
4,84 ± 0,21
4,33 ± 0,73
3,43 ± 0,35
hotrienol
tr
1,00 ± 0,51
1,20 ± 0,23
B
A
AB
α-terpineol
1,89 ± 0,22
1,20 ± 0,07
1,52 ± 0,02
A
B
C
citronelol
tr
1,27 ± 0,24
2,59 ± 0,12
B
A
A
ácido geránico
40,17 ± 2,63
25,60 ± 1,47
24,75 ± 0,35
B
A
A
46,90 ± 2,62
33,40 ± 0,09
33,50 ± 0,37
A
A
B
tr
tr
0,59 ± 0,04
B
A
C
2,7-dimetil-4,5-octandiol
5,99 ± 0,22
5,08 ± 0,15
9,06 ± 0,21
A
B
B
9,09 ± 0,42
15,75 ± 1,95
14,75 ± 0,34
A
A
B
3,7-dimetil-1-octen-3,7-diol
nd
nd
6,66 ± 1,02
A
B
C
nd
5,50 ± 1,70
12,22 ± 2,10
A
B
C
15,09 ± 0,20
26,33 ± 3,51
43,29 ± 1,16
Total terpenos polioxigenados
VA6 H
VA6 MH
VA6 C
1,4-dimetil benceno
4,28 ± 1,70
2,46 ± 0,43
2,35 ± 0,23
fenilacetato de etilo
6,79 ± 0,37
4,02 ± 1,36
6,85 ± 0,24
B
A
C
alcohol bencílico
51,40 ± 1,74
43,23 ± 2,46
67,01 ± 1,37
B
A
2-fenil etanol
13401,53 ± 900,67
7254,88 ± 54,09
6270,34 ± 124,27 A
A
C
B
benzotiazol
nd
40,95 ± 1,01
23,57 ± 2,11
A
B
C
benzaldehído
tr
2,46 ± 0,34
8,98 ± 0,25
A
A
B
2-fenil benceneacetato de etilo
nd
tr
4,64 ± 0,23
ácido benzoico
49,90 ± 4,79
53,78 ± 1,50
56,48 ± 2,93
A
C
B
nd
20,75 ± 0,06
12,55 ± 1,31
C
B
A
32,23 ± 2,66
25,44 ± 0,50
20,28 ± 0,58
A
B
B
guaiacol
nd
4,07 ± 0,32
3,68 ± 0,25
B
A
A
4-vinilguaiacol
138,30 ± 10,81
45,76 ± 0,50
42,74 ± 1,43
acetofenona
nd
0,87 ± 0,67
1,45 ± 0,37
B 1172,38 ± 49,45 A
4-metoxifenol
6053,13 ± 61,05
1487,66 ± 209,94 A
B
A
B
2,3-dihidro-benzofurano
122,44 ± 33,48
nd
73,11 ± 18,15
A
B
B
zingerona
nd
1,16 ± 0,35
1,19 ± 0,08
A
B
C
nd
7,51 ± 0,63
29,50 ± 1,67
A
8112,36 ± 106,24 A
Total compuestos bencénicos 19860,01 ± 944,24 B 8679,71 ± 1,92
A
B
B
furfural
tr
1,44 ± 0,39
1,86 ± 0,14
19,23 ± 1,55
36,80 ± 2,40
35,65 ± 1,35
B
B
A
furoato de etilo
3,00 ± 0,58
2,47 ± 0,03
1,14 ± 0,12
A
B
B
22,23 ± 2,13
40,71 ± 2,03
38,64 ± 1,33
Total furánicos
γ-butirolactona
0,21 ± 0,00
0,22 ± 0,06
0,19 ± 0,02
γ-caprolactona
2,77 ± 0,74
1,65 ± 0,18
1,73 ± 0,00
γ-nonalactona
3,83 ± 0,90
5,51 ± 0,16
5,99 ± 0,26
A
AB
B
pantolactona
6,62 ± 1,82
10,31 ± 0,79
12,78 ± 0,84
δ-decalactona
11,06 ± 1,09
17,96 ± 1,04
8,67 ± 0,17
C
B
A
γ-undecalactona
216,47 ± 12,57
153,21 ± 0,87
126,16 ± 2,89
A
C
B
5-etoxi-dihidro-2(3H)-furanona
tr
6,51 ± 1,11
4,05 ± 0,15
C
B
A
240,97 ± 1,54
195,39 ± 1,83
159,58 ± 1,76
Total lactonas
ß-damascenona
n-etil-N-fenil-acetamida
2-metil-dihidro-3(2H) tiofenona
2-metil tetrahidrotiofen-3-ona
2,5-bis(1,1)-dimetil etil tiofeno
VA6 C
11,24 ± 0,39
tr
nd
5,81 ± 0,82
6,73 ± 0,20
tr
A
A
A
B
A
VA6 H
10,17 ±
0,15 ±
13,00 ±
6,49 ±
5,80 ±
3,17 ±
0,92
0,05
5,34
0,65
0,15
0,03
B
B
A
A
C
VA6 MH
12,54 ±
0,14 ±
12,54 ±
10,23 ±
5,54 ±
2,09 ±
0,59
0,01
0,48
0,79
0,33
0,16
B
B
B
A
B
acetaldehído*
78,31 ± 5,08
76,04 ± 6,37
78,22 ± 14,52
acetato de etilo*
32,86 ± 3,90
32,31 ± 5,41
28,73 ± 3,93
C
metanol*
19,72 ± 0,71
27,05 ± 0,72 B
36,42 ± 3,84
A
1-propanol*
16,70 ± 0,11
20,03 ± 0,81
16,88 ± 2,61
A
isobutanol*
30,36 ± 0,04
25,33 ± 1,32 AB
21,23 ± 2,69
B
2-metil-1-butanol*
62,99 ± 19,09
77,01 ± 2,86
67,72 ± 1,27
A
3-metil-1-butanol*
152,39 ± 1,60
114,21 ± 7,50
B 140,54 ± 3,96 B
nd.- no detectado. tr.- trazas. * Concentración en mg/L. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-NewmanKeuls.
Tabla A.I.19. Concentración en μg/L de los compuestos volátiles organizados por familias en los
mostos (M) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, control (C) e hiperoxigenado (H), y
sus desviaciones estándar.
MCh6 C
MCh6 H
2-hexanol
2,62 ± 0,13
3,70 ± 0,72
A
B
1-hexanol
171,47 ± 3,08
398,72 ± 10,82
A
B
(E)-3-hexen-1-ol
nd
8,33 ± 0,15
A
B
(Z)-3-hexen-1-ol
nd
9,61 ± 0,06
A
B
(E)-2-hexen-1-ol
1,54 ± 0,33
9,08 ± 0,44
(Z)-2-hexen-1-ol
1,28 ± 0,27
1,68 ± 0,15
A
B
176,93 ± 2,60
431,12 ± 10,88
Total alcoholes C6
α-terpineol
1,71 ± 0,16
1,61 ± 0,06
A
B
epoxilinalol
nd
3,61 ± 0,27
A
B
1,71 ± 0,16
5,21 ± 0,21
Total terpenos
benzaldehído
3,05 ± 0,82
nd
etil benzaldehído
0,69 ± 0,16
nd
A
alcohol bencílico
92,97 ± 10,30 B
1,20 ± 0,23
B
2-fenil etanol
227,06 ± 39,10 A
598,10 ± 11,22
4-vinilguaiacol
13,52 ± 0,73
12,44 ± 0,28
ácido benzoico
40,20 ± 11,84
47,15 ± 2,19
A
B
vainillina
nd
10,95 ± 0,48
A
B
377,48 ± 38,96
669,83 ± 8,61
Total bencénicos
2-hexenal
1,91 ± 1,02
9,81 ± 1,72
A
B
heptanal
0,75 ± 0,06
2,68 ± 0,07
nd.- no detectado. Diferentes letras en una misma línea denotan diferencias significativas según el test de la “t de
Student” (α = 0,05).
Tabla A.I.20. Concentración en μg/L de los compuestos volátiles organizados por familias en los vinos
(V) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, control (C) e hiperoxigenado (H), y sus
desviaciones estándar.
VCh6 C
VCh6 H
butirato de etilo
81,50 ± 2,11
92,62 ± 2,95
1,27 ± 0,10
0,71 ± 0,00
pentanoato de etilo
2,38 ± 0,75
2,54 ± 0,71
hexanoato de etilo
655,00 ± 17,66
693,47 ± 2,70
acetato de hexilo
32,14 ± 7,70
66,20 ± 8,57
piruvato de etilo
4,46 ± 2,88
3,81 ± 2,76
heptanoato de etilo
5,96 ± 0,88
6,93 ± 0,81
lactato de etilo
13,79 ± 2,42
10,17 ± 1,22
octanoato de metilo
4,17 ± 0,29
4,22 ± 0,48
2,81 ± 0,13
3,54 ± 0,74
octanoato de etilo
1299,93 ± 145,24
1499,61 ± 192,50
3,96 ± 0,79
5,03 ± 1,72
nd
3,79 ± 2,14
3-hidroxi-butirato de etilo
72,67 ± 3,58
84,72 ± 1,57
nonanoato de etilo
1,96 ± 0,69
2,70 ± 0,09
13,57 ± 2,42
11,17 ± 0,18
13,87 ± 2,67
9,70 ± 0,91
decanoato de etilo
503,63 ± 36,04
376,08 ± 98,65
2,02 ± 0,32
2,69 ± 0,23
12,98 ± 1,58
11,75 ± 1,19
9,64 ± 5,05
12,03 ± 1,93
860,60 ± 113,10
794,62 ± 20,15
decenoato de dietilo
447,18 ± 94,00
734,17 ± 69,35
B
A
196,93 ± 20,72
30,07 ± 1,17
B
A
laurato de etilo
80,05 ± 2,81
56,00 ± 3,71
malato de dietilo
120,86 ± 8,39
108,40 ± 10,20
44,13 ± 0,47
56,25 ± 9,51
A
B
glutarato de etilo
107,11 ± 5,52
82,76 ± 3,82
3960,74 ± 367,42
4025,56 ± 183,31
362,92 ± 2,01
529,45 ± 47,03
8918,23 ± 37,84
9320,41 ± 469,96
Total ésteres
2-metil-1-propanol
147,19 ± 6,52
162,80 ± 6,33
1-butanol
16,66 ± 0,38
13,64 ± 1,75
1-pentanol
10,48 ± 2,23
16,17 ± 3,84
0,85 ± 0,06
0,64 ± 0,00
4-metil-1-pentanol
11,20 ± 1,88
11,14 ± 1,92
(Z)-2-penten-1-ol
1,20 ± 0,01
2,29 ± 0,59
3-metil-1-pentanol
36,03 ± 4,90
32,24 ± 4,25
5-metil-1-hexanol
3,46 ± 1,63
6,09 ± 2,09
B
A
3-etoxi-1-propanol
7,03 ± 0,74
11,00 ± 0,94
3-octanol
1,27 ± 0,20
1,70 ± 0,91
1-octen-3-ol
1,24 ± 0,17
1,55 ± 0,23
1-heptanol
50,88 ± 8,54
95,09 ± 15,87
butadienol
1,67 ± 0,67
1,42 ± 0,18
2-etil-1-hexanol
nd
3,42 ± 0,78
1-octanol
6,55 ± 0,53
6,87 ± 0,08
3-metil tiopropanol
10,25 ± 2,48
9,37 ± 0,60
305,96 ± 29,48
375,10 ± 38,55
Total alcoholes
1-hexanol
206,11 ± 2,15
330,42 ± 17,75
(E)-3-hexen-1-ol
15,53 ± 0,21
11,75 ± 2,11
(Z)-3-hexen1-ol
4,91 ± 2,39
5,83 ± 2,50
(E)-2-hexen-1-ol
nd
1,94 ± 0,69
(Z)-2-hexen-1-ol
1,17 ± 0,02
1,95 ± 0,79
227,72 ± 0,02
351,90 ± 23,84
Total alcoholes C6
nd.- no detectado. Diferentes letras en una misma línea denotan diferencias significativas según el test de
la “t de Student” (α = 0,05).
Tabla A.I.20 continuación. Concentración en μg/L de los compuestos volátiles organizados por
familias en los vinos (V) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, control (C) e
hiperoxigenado (H), y sus desviaciones estándar.
ácido acético
ácido isobutírico
ácido butirico
ácido isovalérico
ácido hexanoico
ácido octanoico
ácido decanoico
ácido dodecanoico
Total ácidos
fenilacetato de etilo
alcohol bencílico
2-fenil etanol
benzotiazol
ácido benzoico
4-vinilguaiacol
4-metoxifenol
linalol
α-terpineol
citronelol
ácido geránico
Total terpenos
γ-butirolactona
γ -caprolactona
γ-nonalactona
pantolactona
δ-decalactona
γ-undecalactona
5-etoxidihidro-2(3H)-furanona
Total lactonas
furfural
furoato de etilo
2-furanmethanol
ácido 2-furancarboxílico
Total furanos
ß-damascenona
n-etil-N-fenil-acetamida
2-methyl-dihidro-3(2H)thiofenona
2,5-bis (1,1) dimetil etil tiofeno
VCh6 C
0,78 ± 0,14
1,87 ± 0,37
7,60 ± 0,92
70,20 ± 20,17
632,64 ± 13,60
1285,91 ± 65,47
556,90 ± 23,92
146,95 ± 0,25
0,75 ± 0,08
2763,67 ± 82,83
15,28 ± 2,25
103,26 ± 3,40
5336,45 ± 222,62
21,39 ± 2,44
80,67 ± 1,78
48,23 ± 6,03
25,96 ± 10,10
116,05 ± 5,31
3480,19 ± 96,12
9227,47 ± 117,11
5,07 ± 0,35
1,69 ± 0,69
4,10 ± 0,17
60,08 ± 39,97
70,94 ± 40,84
0,22 ± 0,03
2,55 ± 0,72
14,80 ± 2,25
26,10 ± 5,73
18,98 ± 3,46
247,08 ± 6,81
8,95 ± 1,59
318,67 ± 15,96
5,62 ± 1,69
5,24 ± 0,86
2,26 ± 0,63
34,49 ± 2,97
43,18 ± 11,83
90,79 ± 7,39
0,31 ± 0,04
15,63 ± 2,29
41,36 ± 19,25
3,99 ± 0,31
2,28 ± 0,58
A
A
B
A
VCh6 H
0,75 ± 0,17
2,02 ± 0,08
9,15 ± 0,11
45,29 ± 2,44
741,89 ± 46,76
1474,06 ± 8,82
558,75 ± 20,01
147,77 ± 20,87
0,80 ± 0,08
3054,53 ± 64,76
12,34 ± 0,74
121,43 ± 3,78
5351,02 ± 621,47
24,87 ± 2,05
105,62 ± 2,13
70,76 ± 14,27
38,38 ± 5,10
136,91 ± 1,46
889,13 ± 87,69
6750,46 ± 722,63
6,80 ± 0,39
1,81 ± 0,06
4,57 ± 0,14
74,05 ± 12,35
87,23 ± 12,66
0,19 ± 0,05
3,52 ± 0,10
20,77 ± 0,85
23,24 ± 0,43
22,88 ± 1,08
208,70 ± 29,61
5,87 ± 1,11
285,17 ± 30,81
0,40 ± 0,11
4,95 ± 0,13
3,73 ± 0,03
46,39 ± 1,71
59,09 ± 3,38
114,55 ± 1,67
0,45 ± 0,01
6,32 ± 1,28
75,18 ± 8,12
3,41 ± 0,51
4,17 ± 0,26
B
B
A
B
acetaldehído*
178,77 ± 21,41
98,43 ± 21,19
acetato de etilo*
38,56 ± 1,89
38,40 ± 3,37
metanol*
61,01 ± 0,92
54,34 ± 10,40
1-propanol*
43,39 ± 2,90
46,12 ± 0,58
Isobutanol*
31,61 ± 5,48
33,31 ± 1,97
2-metil-1-butanol*
71,65 ± 2,84
60,56 ± 4,11
3-metil-1-butanol*
132,52 ± 9,95
110,55 ± 2,50
nd.- no detectado. Diferentes letras en una misma línea denotan diferencias significativas según el test de
la “t de Student” (α = 0,05). * Concentración en mg/L.
Tabla A.I.21. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles seleccionados presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la variedad
Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 almacenados durante un año bajo condiciones de luz y oscuridad (osc), con sus desviaciones estándar (n=2).
VCh6 Cluz-1
VCh6 Hluz-1
VCh6 Cosc-1
VCh6 Hosc-1
A
B
A
butirato de etilo
98,33 ± 3,37
113,81 ± 3,83
91,12 ± 2,23
110,50 ± 1,04
A
B
A
hexanoato de etilo
813,12 ± 8,99
946,47 ± 21,60
787,07 ± 16,12
936,48 ± 2,55
piruvato de etilo
3,91 ± 1,60
3,22 ± 0,23
8,14 ± 0,07
7,43 ± 2,39
heptanoato de etilo
17,16 ± 0,25
17,78 ± 0,73
18,21 ± 0,56
19,01 ± 1,70
lactato de etilo
68,88 ± 9,05
68,82 ± 0,97
73,49 ± 1,01
39,87 ± 34,23
A
AB
B
19,85 ± 2,18
23,17 ± 0,15
27,91 ± 1,11
20,64 ± 3,08
51,36 ± 3,53
54,71 ± 0,37
59,20 ± 0,37
50,72 ± 4,93
4-oxo-pentanoato de etilo
4,82 ± 0,72
4,21 ± 0,40
4,33 ± 0,09
4,72 ± 0,68
succinato de etil metil
51,10 ± 2,78
48,75 ± 1,05
56,12 ± 0,53
47,59 ± 3,33
9949,15 ± 1582,96
7913,50 ± 114,80
9124,04 ± 52,07
8734,76 ± 673,21
nd
nd
nd
nd
laurato de etilo
nd
nd
nd
nd
3-metilbutilsuccinato de etilo
28,82 ± 4,88
24,19 ± 1,80
29,29 ± 0,79
29,29 ± 5,70
B
B
A
malato de dietilo
1286,32 ± 8,81
1344,90 ± 5,21
466,27 ± 6,21
1651,29 ± 307,67
glutarato de etilo
904,99 ± 68,61
781,96 ± 14,80
876,38 ± 5,18
797,01 ± 8,45
15209,53 ± 2884,79
11097,68 ± 60,18
12932,68 ± 42,78
11715,53 ± 885,41
B
A
A
40,84 ± 0,06
25,73 ± 2,40
21,50 ± 1,30
21,80 ± 2,51
28548,19 ± 4575,73
22468,90 ± 213,50
24575,76 ± 117,44
24186,65 ± 1817,37
Total ésteres
2-metil-1-propanol
188,77 ± 11,53
234,36 ± 2,75
239,41 ± 9,24
159,00 ± 105,26
B
AB
AB
1-butanol
21,68 ± 0,10
18,33 ± 1,13
19,34 ± 0,28
14,23 ± 2,81
nd
nd
nd
nd
A
B
B
(Z)-2-penten-1-ol
nd
2,04 ± 0,34
1,73 ± 0,01
1,93 ± 0,02
210,45 ± 11,62
254,74 ± 1,29
260,47 ± 9,53
175,16 ± 108,05
Total alcoholes
A
B
A
1-hexanol
315,23 ± 4,96
482,57 ± 4,35
316,55 ± 6,73
489,55 ± 21,69
B
A
A
(E)-3-hexen-1ol
20,42 ± 3,57
8,79 ± 0,38
14,72 ± 1,02
8,48 ± 0,20
(Z)-2-hexen-1-ol
nd
nd
nd
nd
A
B
A
335,65 ± 1,38
491,36 ± 3,96
331,27 ± 7,75
498,03 ± 21,49
Total alcoholes C6
ácido 4-hidroxihexanoico lactona
12,77 ± 1,46
12,45 ± 0,67
15,27 ± 0,97
11,90 ± 0,40
γ-undecalactona
457,72 ± 0,95
389,74 ± 7,67
445,43 ± 9,89
450,41 ± 78,71
470,49 ± 0,51
402,19 ± 8,34
460,70 ± 10,86
462,32 ± 78,31
Total lactonas
nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls
B
B
A
B
A
A
B
B
A
B
Tabla A.I.21 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles seleccionados presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la
variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 almacenados durante un año bajo condiciones de luz y oscuridad (osc), con sus desviaciones estándar (n=2).
VCh6 Cluz-1
VCh6 Hluz-1
VCh6 Cosc-1
VCh6 Hosc-1
A
B
A
linalol
3,44 ± 0,02
5,48 ± 0,63
2,12 ± 0,42
3,35 ± 0,53
hotrienol
nd
nd
nd
nd
citronelol
nd
nd
nd
nd
nerol
nd
nd
nd
nd
ácido geránico
nd
nd
nd
nd
A
B
A
3,44 ± 0,02
5,48 ± 0,63
2,12 ± 0,42
3,35 ± 0,35
benzofurano
6,95 ± 0,88
10,21 ± 0,47
8,70 ± 0,88
8,34 ± 1,61
4-vinilguaiacol
236,91 ± 41,70
198,53 ± 9,77
243,10 ± 5,13
224,07 ± 32,14
zingerona
nd ±
nd ±
nd ±
nd ±
243,86 ± 40,82
208,74 ± 9,30
251,80 ± 4,25
232,41 ± 33,75
Total bencénicos
B
A
C
furfural
72,10 ± 3,31
56,53 ± 1,35
85,38 ± 0,62
62,68 ± 5,21
5-metil-2-furancarboxaldehído
14,28 ± 1,75
10,73 ± 0,56
14,84 ± 0,63
13,82 ± 2,70
B
A
AB
furoato de etilo
30,19 ± 2,63
21,40 ± 1,87
23,49 ± 0,82
26,43 ± 2,23
2-furanmetanol
nd
nd
nd
nd
B
A
B
116,57 ± 7,69
88,66 ± 0,04
123,72 ± 0,83
102,93 ± 10,15
Total furanos
B
B
B
2-etil-2,4,5-trimetil-1,3-dioxolano
37,61 ± 2,67
32,75 ± 0,16
38,07 ± 0,16
15,34 ± 1,73
B
B
B
cis-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano
15,05 ± 2,53
17,33 ± 2,80
18,75 ± 3,28
7,25 ± 1,10
A
AB
B
cis-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano
2,74 ± 0,42
3,42 ± 0,44
5,15 ± 0,99
2,52 ± 0,48
trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano
3,32 ± 0,11
5,96 ± 1,16
2,88 ± 0,38
5,79 ± 1,00
B
A
C
trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano
41,03 ± 3,18
24,57 ± 0,59
49,21 ± 0,34
19,80 ± 3,87
C
B
D
99,75 ± 3,63
84,03 ± 3,66
114,06 ± 3,71
50,71 ± 3,01
Total dioxanos y dioxolanos
ácido hexanoico
1058,22 ± 165,09
1024,24 ± 9,84
925,37 ± 6,85
1069,48 ± 43,17
ácido decanoico
410,41 ± 34,73
336,52 ± 3,61
388,66 ± 12,10
389,64 ± 36,24
C
B
C
ácido dodecanoico
51,03 ± 1,17
33,22 ± 1,03
53,98 ± 6,38
17,92 ± 1,80
1519,66 ± 198,66
1393,97 ± 7,26
1368,01 ± 11,63
1477,04 ± 77,62
Total ácidos
A
B
A
ß-damascenona
18,57 ± 0,22
12,99 ± 0,29
11,99 ± 1,68
14,02 ± 0,90
3-hidroxi-ß-damascona
nd
nd
nd
nd
3-oxo-α-ionol
nd
nd
nd
nd
A
B
A
18,57 ± 0,22
12,99 ± 0,29
11,99 ± 1,68
14,02 ± 0,90
B
AB
A
4,56 ± 0,01
3,86 ± 0,04
3,42 ± 0,00
3,60 ± 0,56
TDN
6,09 ± 0,30
4,99 ± 0,07
7,02 ± 0,57
6,48 ± 1,03
nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
A
A
A
AB
A
A
A
A
A
A
A
A
A
AB
Tabla A.I.21 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles seleccionados presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la
variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 almacenados durante un año bajo condiciones de luz y oscuridad (osc), con sus desviaciones estándar (n=2).
VCh6 Cluz-1
VCh6 Hluz-1
VCh6 Cosc-1
±
±
acetaldehído
161,82
16,79
111,49
15,09
157,87 ± 13,20
acetato de etilo
56,74 ± 5,65
54,86 ± 2,91
67,37 ± 7,05
metanol
43,50 ± 0,77
41,03 ± 4,38
45,63 ± 3,35
1-propanol
42,82 ± 1,71
44,17 ± 2,82
43,55 ± 3,98
isobutanol
31,17 ± 3,08
31,47 ± 0,65
31,82 ± 4,45
2-metil-1-butanol
28,74 ± 0,41
22,69 ± 0,04
28,96 ± 1,36
C
A
±
±
3-metil-1-butanol
127,43
6,75
103,40
7,44
129,24 ± 11,60
Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls.
C
VCh6 Hosc-1
140,58 ± 14,85
67,27 ± 6,68
42,71 ± 3,36
45,39 ± 2,11
32,31 ± 3,05
25,26 ± 0,46
107,81 ± 2,72
B
CAPÍTULO II.
MICROOXIGENACIÓN DE VINOS TINTOS
Introducción
II.1. INTRODUCCIÓN
II.1.1. CONCEPTO Y APLICACIONES DE LA MICROOXIGENACIÓN
La crianza de un vino tinto en barricas de roble es un fenómeno realmente complejo
en el que participan diversos procesos mediante los cuáles el vino se transforma, ganando
complejidad y estabilidad. El roble aporta al vino aromas y compuestos fenólicos que
mejoran su calidad aromática y gustativa. Además, la crianza en barricas permite una
oxigenación moderada que tiene lugar a través de los poros de la madera y proporciona el
substrato necesario para que las reacciones de polimerización y combinación de los
antocianos y proantocianidinas (taninos) tengan lugar. De este modo, se producirá una
estabilización del color del vino y una suavización de su astringencia (Dournel, 1985;
Castellari y col., 2004). Así mismo, esto conlleva una cierta precipitación de parte de la
materia colorante del vino, evitando que esta parte inestable del color precipite
posteriormente en botella (Figura II.1).
Louis Pasteur en 1866, describió esta función del oxígeno en su famosa obra “Études
sur le vin” afirmando “C’est l’oxygène qui fait le vin; c’est par son influènce qu’il vieillit”
(es el oxígeno quien hace el vino; es la influencia del oxígeno lo que hace envejecer al vino).
Combinaciones y
polimerizaciones
de taninos y
antociano
Suavización de
la astringencia
Estabilización
del color
Precipitación de
materia colorante
Figura II.1. Fenómenos implicados en la evolución del vino tinto durante la crianza en barrica.
Basada en dicho concepto, la técnica de microoxigenación nació en 1993 en Madiran
(Francia), fruto de las experiencias de Patrick Ducournau y la familia Laplace, viticultores de
la Denominación de Origen Madiran, y finalmente patentada en 1998. Posteriormente, fue
223
Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos
desarrollada por la empresa OenoDev, y desde entonces se ha expandido enormemente a lo
largo de muchas regiones vitivinícolas.
La microoxigenación consiste en la introducción controlada de pequeñas dosis de
oxígeno en tiempos largos mediante un microdifusor poroso (Moutounet y col., 1995)
permitiendo la disolución del oxígeno en el vino. Dicha técnica es utilizada con el fin de
reproducir e incluso acelerar el proceso de la estabilización de la materia colorante que tiene
lugar durante la crianza del vino en barricas.
El equipo de microoxigenación consta de una bomba de oxígeno, un panel de control
y un microdifusor poroso, el cuál se introduce en la cuba y permite la aplicación de dosis
verdaderamente pequeñas de oxígeno de forma continua. Resulta imprescindible evitar la
acumulación de oxígeno disuelto en el vino, para evitar así fenómenos indeseables de
oxidación (Glories, 1987). Por esta razón, el vino recibe una cantidad de oxígeno inferior a la
que es capaz de consumir. La única limitación del sistema es que el depósito donde se
encuentra el vino ha de tener un mínimo de 2 metros de altura, con el fin de garantizar la
disolución completa de las microburbujas en el vino durante su ascensión.
En la consecución de objetivos perseguidos con el empleo de la técnica de
microoxigenación influyen una serie de factores tales como la estructura inicial del vino
(composición polifenólica y relación tanino-antociano) que depende de cada variedad (Silva
y col., 2006), momento, dosis y tiempo de aplicación del oxígeno, temperatura, SO2 libre y
potencial redox (Vivas y col., 1992 y 1997c), y a su vez de ellos depende la concentración de
oxígeno en el vino.
La dosis de oxígeno a aplicar está en función de la concentración inicial de
compuestos fenólicos, el grado de evolución fenólica y la dinámica de producción y consumo
de acetaldehído (Morata y col., 2005). El orden de magnitud de la oxigenación natural en una
barrica se sitúa en torno a 2-3 mL de oxígeno/L vino/mes, mientras que las dosis aplicadas en
el tratamiento de microoxigenación son superiores, dependiendo en gran medida del
momento de aplicación, de la estructura fenólica y del carácter vegetal de los vinos (Flanzy,
2000).
224
Introducción
La temperatura idónea del vino durante la microoxigenación debe ser entre 12-17ºC,
en la cual se alcanza el óptimo grado de solubilidad el oxígeno. Temperaturas superiores
dificultarían la solubilidad del oxígeno en la matriz, así como temperaturas inferiores
producirían una acumulación del mismo (Toit y col., 2006a).
El momento de aplicación de oxígeno puede realizarse durante la fermentación
alcohólica y antes o después de la fermentación maloláctica.
La microoxigenación aplicada durante la fermentación alcohólica con el fin de
favorecer la multiplicación celular de las levaduras, no obtuvo resultados idóneos para
Castellari y col. (1998), obteniendo vinos menos equilibrados y con mayor astringencia, con
menor cantidad de compuestos fenólicos y con la aparición de pigmentos marrones (PérezMagariño y col., 2003). Sin embargo, Lemaire (1995) y Silva y col. (2005) obtuvieron
buenos resultados aplicando la técnica de microoxigenación durante el desarrollo de dicha
fermentación.
La microoxigenación producida entre la fermentación alcohólica y maloláctica
consigue una mayor intensidad colorante y estructura de los vinos, sin que a posteriori
repercuta en riesgos para el desarrollo de la fermentación (Pérez-Magariño y col., 2007;
Rivero-Pérez y col., 2008). El hecho a tener en cuenta es la adición de lisozima o anhídrido
sulfuroso con el fin de evitar el desarrollo de la fermentación maloláctica, pero en pequeñas
dosis para evitar el consumo excesivo de acetaldehído. Generalmente, el período de duración
de la microoxigenación en esta etapa es de aproximadamente un mes, y las dosis varían en
función del contenido polifenólico del vino entre 10-60 mL/L/mes (Hidalgo y col., 2003;
Roig y col., 2003; Pérez-Magariño y col., 2007; Rivero-Pérez y col., 2008; Hernández-Orte y
col., 2009).
La aplicación de microoxigenación tras la fermentación maloláctica ha sido
igualmente descrita por diversos autores (McCord, 2003; Pour-Nikfardjam y col., 2003; Otto,
2003; Cano-López y col., 2006). La duración y la dosis de oxígeno suministrada varió en
torno a 5-10 mL/L/mes durante aproximadamente un mes. En esta fase, han de ser respetados
los niveles de sulfuroso para proteger al vino frente a la oxidación (Toit y col., 2006a). Sin
embargo, el uso de niveles altos de sulfuroso limitan el efecto de la microoxigenación, ya que
éste reacciona con el peróxido, el acetaldehído y los antocianos (Pour-Nikfardjam y col.,
225
2002). La microoxigenación aplicada tras la fermentación maloláctica asegura una suficiente
cantidad de acetaldehído para el desarrollo de productos de condensación entre antocianos y
taninos (Cano-López y col., 2006), con la precaución de que un exceso de oxígeno en esta
etapa puede llevar a la formación de grandes moléculas que precipitan y dejan el vino con
menos intensidad colorante, además de aumentar el riesgo de deterioro microbiano.
Los cambios en la calidad organoléptica de los vinos podrían separarse en dos etapas
(Moutounet y col., 2001) (Figura II.2):
-
Fase de estructuración, que se caracteriza por el aumento de la intensidad
colorante y corresponde normalmente al incremento del carácter tánico.
Igualmente, se produce una disminución en la intensidad aromática y complejidad
del vino (Parish y col., 2000), así como cambios organolépticos. La duración de la
fase de estructuración normalmente se encuentra entre uno y cuatro meses,
normalmente hasta la finalización de la fermentación maloláctica, y depende de
una serie de parámetros:
-
•
el contenido inicial polifenólico del vino
•
el momento de aplicación de la microoxigenación
•
la dosis de oxígeno añadido
•
la temperatura
•
el nivel de anhídrido sulfuroso
Fase de armonización, en la cuál los vinos se suavizan, aumenta su complejidad
aromática y desaparece el carácter vegetal y aromas reducidos. Si la cantidad de
oxígeno aportada durante dicha etapa fuera demasiado elevada, podría dar lugar a
la oxidación del vino, que repercute en la aparición de sequedad debida a los
taninos, acompañada de la disminución de frescura y de aromas oxidados.
Corresponde con la etapa de crianza o almacenamiento en botella.
226
Introducción
Aromas de
fermentación
Co
mp
lej
ida
d
Aromas
varietales
Aromas
oxidados
sequedad
Incremento
de taninos
suavización
Fase de estructuración
Fase de
Sobre-oxigenación
armonización
Figura II.2. Fases organolépticas observadas en un vino tinto durante el proceso de
microoxigenación (Parish y col., 2000).
El proceso de microoxigenación presenta varias ventajas frente al sistema de
elaboración tradicional, afectando en un grado elevado a la fracción fenólica, volátil y
sensorial. Dichas modificaciones están encaminadas hacia el aumento de la intensidad y
complejidad de aromas, tales como frutas confitadas, regaliz y pimienta (Ortega-Heras y col.,
2008; Rivero-Pérez y col., 2008), proporcionando mayor cuerpo y grado de frescura, así
como un aumento en la estabilidad del color y resistencia frente a la oxidación. De igual
manera, se produce un control de la presencia de compuestos reductores y disminuyen los
aromas herbáceos en vinos procedentes de uvas poco maduras (Bertuccioli y col., 2002;
Pour-Nikfardjam y col., 2002; Gerbi y col., 2006; Nevares y col., 2008).
La microoxigenación aplicada durante la crianza es una alternativa para aquellos
vinos que no pueden envejecer en barrica. Su aplicación durante dicha etapa permite alargar
la crianza sin que se produzcan oxidaciones, aportando mayor color y redondez en boca, así
como disminuyendo sus notas herbáceas (Moutounet, 2003).
La microoxigenación ha sido propuesta por Zamora (2003) como una alternativa al
uso de barricas, debido a que dicho proceso es costoso y duradero en bodega (Iniesta-Ortiz y
col., 2006; Rodriguez-Bencomo y col., 2008). Si bien mediante este proceso se consigue la
estabilización de la materia colorante, por incremento del fenómeno de copigmentación
(Navascués y col., 2001) y la suavización de la astringencia debido al aporte de oxígeno al
227
vino, se precisa del aporte a los mismos de aromas y taninos elágicos que complementen
sensorialmente al vino y le aporten suficiente complejidad (Feuillat y col., 1998). Por ello, las
técnicas alternativas a la crianza en barrica radican en el uso complementario de
microoxigenación y aromatización con fragmentos de madera de roble (chips o virutas), cuyo
uso ha sido recientemente aprobado y legislado por la Comunidad Europea (CE 2165/2005 y
CE 1507/2006).
II.1.2. EFECTO DE LA ADICIÓN DE OXÍGENO SOBRE LOS COMPUESTOS
FENÓLICOS RESPONSABLES DEL COLOR DE LOS VINOS TINTOS
El efecto del aporte de oxígeno en la fracción de compuestos fenólicos del vino,
favorece la polimerización de formas monómeras, principalmente antocianos, y se forman
taninos de elevado peso molecular (Blouin y col., 2000; Castel y col., 2001; Peña-Neira y
col., 2003; Pour-Nikfardjam y col., 2003), que pueden producir precipitados. De forma
simultánea, tiene lugar una evolución del color del vino tinto, inicialmente rojo-violáceo,
hacia tonalidades rojo-anaranjadas (Vivas y col., 1993; Gerbi y col., 2006). De este modo, la
evolución de los antocianos hacia formas no coloreadas se ve impedida, consiguiéndose así
un color más estable durante un mayor periodo de tiempo.
La disolución del oxígeno en el vino determina una serie de reacciones redox, en las
cuales participan sobre todo los compuestos polifenólicos (Ferrarini y col., 2001). Se
favorece la presencia de nuevos pigmentos responsables de un incremento de color y de la
estabilización del mismo (Atanasova y col., 2002; Cano-López y col., 2006; Pérez-Magariño
y col., 2006). Estos pigmentos pueden formarse de diferentes vías, alguna de las cuáles
guarda relación con el oxígeno presente o añadido al vino (Figura II.3.):
-
condensación directa de antocianos y taninos, (A-T o T-A) (Guerra y col., 1996),
dando lugar a compuestos con tonalidades rojo-anaranjadas.
-
condensación mediante puentes de etilo, donde está involucrado el acetaldehído
como puente de unión (Sims y col., 1986; Es-Safi y col., 1999; Escribano-Bailón
y col., 2001; Atanasova y col., 2002), que al ser protonado, da lugar a un
compuesto coloreado (Alcade-Eon y col., 2004; Monagas y col., 2005). Este
mecanismo fue descrito por Timberlake y col. (1976) y finalmente demostrado
por Fulcrand y col. (1996).
228
Introducción
-
Cicloadición de antocianos con otros compuestos como ácido glioxílico,
vinilfenoles o hidroxicinamatos, ácido pirúvico y acetaldehído (Romero y col.,
2000a; Schwarz y col., 2004), dando lugar a piranoantocianos (vitisinas y pinotina
A, entre otros).
A
T
Combinación
Degradación
otros
O2
SO2
O2
GT
PA
AHSO3
Polimerización
Condensación
acet
Directa
O2
PT
Incoloro /
Amarillo
T-etilo-A
T-A
Oxidación
T–A
TC
T-A
Incoloro
TmC
O2
DISMINUCIÓN
DEL COLOR
T-A
ESTABILIZACIÓN
DEL COLOR
Td
Amarillo Anaranjado Oscuro
DISMINUCIÓN DE
LA ASTRINGENCIA
Figura II.3. Evolución de los compuestos fenólicos a lo largo de la conservación del vino tinto.
Influencia de las diferentes reacciones sobre las características organolépticas del vino. A, antociano;
T, tanino; PA, piranoantocianos; GT, grandes taninos; PT, pequeños taninos; acet, acetaldehído;
TmC, taninos muy condensados; TC, taninos condensados; Td, taninos degradados;
precipitado.
(Adaptado de Cabanillas y col., 2001).
La presencia de dichos pigmentos incrementa y estabiliza el color del vino (RibéreauGayon y col., 1983; Cabanillas y col., 2001), al ser más resistentes a las variaciones de pH, a
la decoloración debida al sulfuroso y a las oxidaciones que a los antocianos libres (Thorngate
y col., 1994; Sarni Manchado y col., 1996; Bakker y col., 1997a; Saucier y col., 1997;
Mateus y col., 2001), aunque la concentración de antocianos se vea disminuida (Bakker y
col., 1993).
A priori, de entre las reacciones descritas, las más importantes favorecidas por el
oxígeno, que se traducen en una estabilización del color, son aquellas que implican al
acetaldehído (piranoantocianos tipo vitisina B y compuestos unidos por puente de etilo)
(Cabanillas y col., 2001). A continuación, se describen de forma más detallada las distintas
reacciones o fenómenos implicados en la estabilización y evolución del vino tinto.
229
II.1.2.1. Copigmentación
En disoluciones acuosas o hidroalcohólicas como es el vino, los antocianos existen
bajo diversas formas estructurales en equilibrio condicionado por el pH. Sólo los cationes
flavilio, predominantes a pH muy ácidos, poseen el color rojo, por lo que al pH del vino, la
mayor proporción de los antocianos debería encontrarse bajo sus formas incoloras o
débilmente coloreadas (Figura II.4.).
No obstante, los vinos tintos jóvenes mantienen un intenso color rojo mediante el
fenómeno de la copigmentación, que consigue contrarrestar el efecto negativo de la baja
acidez. Dicho fenómeno se trata de una interacción molecular producida entre antocianos y
otros compuestos denominados copigmentos, los cuáles pueden ser flavan-3-oles, flavonoles,
ácidos fenólicos y los propios antocianos (Brouillard y col., 1991).
R1
OH
R1
OH
O
O
-H+
H
OH
H
OH
+
R2
H
OH
H
R2
O HO
O
HO
+H
+
O
H
H
Base quinoidal
(violácea)
O HO
OH
OH
OH
O
H
H
R3
O
R3
O
Catión Flavilio
(rojo)
H 20
R1
R1
OH
OH
OH O
HO
R2
H
O HO
OH
TAUTOMERÍA
H
OH
H
H
O
R2
H
OH
O
Calcona
(incolora/amarilla)
O
HO
OH
R3
O HO
OH
H
OH
OH
O
H
H
O
R3
Pseudobase carbinol
(incolora)
Figura II.4. Equilibrios entre formas estructurales de los antocianos en función del pH del vino tinto.
Los iones flavilio y las bases quinoidales de los antocianos presentan una estructura
prácticamente plana, capaz de asociarse de forma no covalente con los copigmentos. Ambos
compuestos deben tener una estructura plana (Brouillard y col., 1994) ya que se forman
complejos de apilamiento vertical mantenidos por enlaces de baja energía (Van der Waals,
interacciones hidrofóbicas), que se estabilizan por disposición de las moléculas de azúcar en
la parte externa, entre las cuáles se establecen puentes de hidrógeno. Las moléculas de agua
230
Introducción
no pueden acceder al interior de dicha estructura, manteniendo el color rojo más estable
debido a la imposibilidad de formación de bases pseudocarbinol incoloras (Figura II.5.).
R1
OH
+
O
HO
R2
R1
OH
O
+
Glu
OH
O
OH
R1
ANTOCIANO
OH
R1
R2
O
HO
O
OH
OH
Glu
R2
HO
O
R2
O
OH
O
HO
O
Glu
Glu
O
COPIGMENTO (flavonol)
Figura II.5. Formación de un complejo de copigmentación a partir de un pigmento (antociano
monómero en su forma de catión flavilio) y de un copigmento (flavonol).
Los antocianos monómeros, en su forma de catión flavilio, al formar los complejos de
copigmentación, contribuyen al aumento de la proporción de antocianos monómeros
transferidos al vino, ya que una parte de los antocianos monómeros extraídos de las uvas son
retirados del equilibrio de transferencia uva-vino, siendo reemplazados por nuevos
antocianos monómeros procedentes de las uvas para restablecer dicho equilibrio (HermosínGutiérrez y col., 2005; Schwarz y col., 2005).
Los complejos de copigmentación producen un cambio en las propiedades
espectroscópicas en el visible, causando dos efectos que se manifiestan simultáneamente en
los vinos tintos:
-
Un efecto hipercrómico, es decir, un incremento del coeficiente de absorción
molar del cromóforo del antociano monómero, que se traduce en una mayor
intensidad del color rojo mostrado por el vino tinto con copigmentación.
-
Un efecto batocrómico (Timberlake y col., 1983), es decir, un aumento de la
longitud de onda de máxima absorción visible del cromóforo del antociano
231
monómero, que se traduce en un viraje hacia tonalidades más azuladas del color
rojo del vino tinto (Asen y col., 1972).
La copigmentación se ve influida por parámetros como el pH, el solvente (Dangles y
col., 1992) y la temperatura, cuyo aumento provoca perturbaciones parciales en la estructura
del agua y en la estabilidad de los complejos de copigmentación, disminuyendo la eficacia de
la misma.
II.1.2.2. Condensación directa antociano-tanino y tanino-antociano
La presencia de antocianos y taninos en el vino conduce a reacciones de condensación
entre ambos (Guerra y col., 1996). Como consecuencia de su doble naturaleza de nucleófilos
y electrófilos, pueden ser del tipo antociano-tanino (A-T) y tanino-antociano (T-A),
interviniendo el tanino en forma de molécula monómera de flavan-3-ol o como oligómeros
(proantocianidina) (Mateus y col., 2002a) (Figura II.6.).
Al pH del vino, la forma catiónica del antociano se encuentra en pequeña proporción,
por lo que las reacciones de condensación antociano-tanino (A+-T) sólo son conocidas por
ahora en sistemas modelo ya que, si bien existen evidencias que parecen demostrar su
ocurrencia (Bishop y col., 1984; Rémy-Tanneau y col., 2003), aún no se han identificado la
estructura química de los intermedios de reacción (Cheynier y col., 1992; Ribèreau-Gayon y
col., 1999). Según la bibliografía, dicha reacción donde el antociano participa como
electrófilo (carga positiva) bajo su forma de catión flavilio, sería seguida de una oxidación
que reintroduciría la carga positiva del antociano y restauraría así su color rojo. Así, se
formarían nuevos pigmentos rojo-anaranjados en soluciones modelo debido a la formación
de sales xanthilium de color naranja (λmax = 440 nm) (Liao y col., 1992; Santos-Buelga y
col., 1999; Ribéreau-Gayon y col., 2000).
Por otro lado, al pH del vino, los antocianos existen mayoritariamente en forma
hemiacetal (pseudobases carbinol incoloras), que por su carácter nucleófilo, es susceptible
del ataque electrófilo de proantocianidinas, conduciendo a la formación de aductos taninoantociano (T-A+) (Santos-Buelga y col., 1995; Salas y col., 2004; Dueñas y col., 2006). Estas
reacciones se fundamentan en la capacidad de las proantocianidinas (T-T) de formar un
carbocatión a partir de la ruptura de la unión interflavánica en medio ácido (Haslam, 1980;
Ribéreau-Gayon, 1998). Éste actuaría como electrófilo atacando las posiciones 6 ù 8 del
232
Introducción
antociano, que en forma de base carbinol, actuaría como nucleófilo (Glories, 1984a; Flanzy,
2000). En esta reacción, los flavan-3-oles monómeros no reaccionan, ya que no pueden dar
lugar al carbocatión, por lo que no progresan hacia estructuras más polimerizadas. Estos
compuestos, al contener al antociano en su forma carbinol, son inicialmente incoloros; no
obstante, en función del pH del medio, se establecerá un equilibrio con las otras formas
coloreadas (Glories, 1984b) dando lugar a un espectro visible similar al de los antocianos
(Vivar-Quintana y col., 1999; Remy y col., 2000).
ANTOCIANO
TANINO
R1
OH
OH
OH
R1
+
O
HO
HO
R2
O
OH
O
Glu
OH
HSO3-
R1
OH
OH
OH
OH
HO
O
+
O
HO
R2
OH
OH
R1
O
OH
TANINO
ANTOCIANO
Pigmento tipo A-T
Pigmento tipo T-A
Glu
HSO3-
Figura II.6. Estructuras de los pigmentos antociánicos poliméricos resultantes de la unión entre
antocianos monómeros y taninos (pigmentos tipo A-T y T-A).
Este mecanismo de transformación de antocianos monómeros en pigmentos
poliméricos permite explicar la pérdida de intensidad colorante durante el envejecimiento,
pues se producen precipitaciones debido al elevado peso molecular tras la polimerización. El
cambio de tonalidad del color de los vinos tintos durante el envejecimiento se debe a la
pérdida del grupo cromóforo del antociano monómero al formarse dichas estructuras. Por lo
tanto, no pueden formar complejos de copigmentación por impedimento estérico y se pierden
las tonalidades púrpuras del color rojo de los vinos, asociadas al efecto batocrómico del
fenómeno de copigmentación. Este hecho también explica la disminución de intensidad
colorante mediante la pérdida del efecto hipercrómico asociado a la copigmentación.
La estabilización del color se explica tanto por la pérdida de la capacidad de
decoloración del bisulfito como por los cambios de color asociados a la variación del pH (y
233
al paso a formas incoloras de antocianos), para lo cual necesitan la posición C4 libre del
antociano. Así, de las dos estructuras descritas anteriormente, sólo las uniones taninoantociano (T-A) serían susceptibles de decoloración.
II.1.2.3. Condensación mediada por acetaldehído entre antocianos y taninos
El acetaldehído es un compuesto natural que aparece en los vinos, producido tanto por
la descarboxilación del ácido pirúvico en el metabolismo de las levaduras durante la
fermentación (Wildenradt y col., 1974), como por oxidación del etanol en presencia de
compuestos fenólicos (Atanasova y col., 2002).
La reacción entre antociano y tanino mediada por acetaldehído fue propuesta por
primera vez por Timberlake y col. (1976) y ha sido postulada en base a datos de
espectrometría de masas (Francia-Aricha y col., 1997) en pigmentos que implican a una
procianidina o a una molécula de flavan-3-ol monómero. Dichas estructuras proporcionan
una estabilización del color debido a la protección que produce la procianidina sobre el
antociano, mediante el impedimento estérico que supone frente al ataque nucleofílico por
moléculas de agua (Brouillard y col., 1990). Este ataque nucleofílico en antocianos libres
supone el primer paso en su evolución a pseudobases carbinol (formas no coloreadas) y por
tanto sin un papel importante en el color de los vinos.
La formación de dichos compuestos produce cambios de color durante el
envejecimiento y almacenamiento de vinos (Singleton y col., 1992; Picinelli y col., 1994).
Presentan una longitud máxima de absorción en el rango de los 540 nm, dando lugar a
tonalidades rojo-azuladas o violáceas debido a un efecto batocrómico (Bakker y col., 1993;
Dallas y col., 1996a y b; Escribano-Bailón y col., 2001; Asenstorfer y col., 2006). Este
fenómeno ha sido interpretado como un efecto de copigmentación intermolecular (EscribanoBailón y col., 1996).
Las
combinaciones
antociano-flavanol
son
menos
hidrofóbicas
que
los
correspondientes taninos, por lo que ejercen un efecto favorable en la evolución de la
astringencia del vino, al disminuir gradualmente la misma (Haslam, 1980; Vivas y col., 1996;
Rémy y col., 2000; Escribano-Bailón y col., 2001).
234
Introducción
Se han postulado dos mecanismos posibles. En el primero, el antociano bajo su forma
flavilio reacciona primero con el etanal y posteriormente el carbocatión resultante lo hace
con el flavan-3-ol (Dournel, 1985). En el segundo, el orden es el contrario (Figura II.7.),
siendo el flavan-3-ol el que reacciona con el acetaldehído para posteriormente unirse a la
molécula de antociano (Timberlake y col., 1976). El primer mecanismo no ha sido
demostrado, a diferencia del segundo que ha sido confirmado por autores como Escribano y
col. (1996) y Fulcrand y col. (1996).
OH
OH
OH
OGlu
HO
O
R2
HO
O
+
OH
OH
FLAVAN-3-OL
OH
R1
HC-CH3
OH
CI
AN
O
[H+]
OH
AN
TO
+ CH3 – CHO
- H20
+
OH
OH
+
HO
O
HC-CH3
HO
O
OH
OH
OH
OH
PIGMENTO DE CONDENSACIÓN
Figura II.7. Mecanismo propuesto para la condensación mediada por acetaldehído entre antocianos y
flavan-3-oles (Timberlake y col., 1976).
La cinética de formación de estos compuestos parece ser relativamente rápida,
produciendo un incremento en la intensidad y estabilidad del color, aunque un aumento en el
porcentaje de reacciones de polimerización producen inestabilidad, precipitación y
disminución del color (Es-Safi y col., 2002).
La presencia del antociano hace finalizar la cadena del proceso de polimerización,
debido a que la interacción entre el grupo etílico procedente del acetaldehído y la malvidina3-O-glucósido es mucho más fuerte que la unión con el flavan-3-ol (Es-Safi y col., 1999).
La formación de pigmentos mediados por acetaldehído está favorecida por pH ácidos
(García-Viguera y col., 1994), debido a:
-
la mayor facilidad del acetaldehído a formar el carbocatión necesario para la
condensación (Rivas-Gonzalo y col., 1995). De hecho, Francia-Aricha y col.
235
(1997), observaron que los condensados formados por reacción entre malvidina-3glucósido y procianidina B2, mediada por acetaldehído, se formaban en menor
medida a valores de pH más bajos, a cambio de la formación de mayor
concentración de estructuras condensadas que precipitaban con un tono violáceo.
-
la mayor proporción de antocianos en su forma flavilio (roja) (Glories y col.,
1984b).
-
mantenimiento de un mayor y más regular potencial redox durante el añejamineto
(necesario para producir oxígeno activado).
-
mayor protección de los antocianos al favorecerse el fenómeno de
copigmentación (Boulton, 2001; Brouillard y col., 1989; Esparza y col., 2005).
-
el carbocatión interviniente en este tipo de reacciones se forma sólo en medio
ácido (Ribéreau-Gayon, 1998).
Diversos autores han manifestado la importante relevancia de la presencia de dichos
compuestos en el vino (Ribéreau-Gayon y col., 1983; Pontallier y col., 1983; Saucier y col.,
1997), a diferencia de otros autores (Baranowski y col., 1983; Somers y col., 1986) que
argumentan que la disponibilidad del acetaldehído para participar en reacciones de
condensación se ve limitada por la presencia de sulfitos y la insuficiente acidez, por lo que
este tipo de procesos podrían estar dificultados en el vino.
Una vez formados, los pigmentos de condensación mediados por acetaldehído son
poco estables y despolimerizan con cierta facilidad, liberando formas etil-flavanol reactivas
que pueden ser captadas nuevamente por los propios condensados, aumentando así su
tamaño, o reaccionar con nuevos antocianos para formar pigmentos de otro tipo (EscribanoBailón y col., 2001).
Su poca estabilidad y facilidad de precipitación hace suponer que son poco
importantes para la definición del color en los vinos envejecidos (Escribano-Bailón y col.,
2001; Santos-Buelga, 2001). Tales suposiciones se basan en:
-
las condensaciones flavan-3-ol-antociano directas o mediadas por acetaldehído
dan lugar a oligómeros grandes y con tendencia a continuar polimerizándose para
posteriormente dar lugar a precipitaciones (Es-Safi y col., 1999).
-
son sólo parcialmente resistentes a la decoloración por SO2 y poco resistentes al
aumento del pH (Salas y col., 2004; Asenstorfer y col., 2006).
236
Introducción
-
Presentan tonalidades rojo-azuladas, las cuáles están ausentes en vinos de más de
seis años de añejamiento.
II.1.2.4. Formación de piranoantocianos
La formación de nuevos pigmentos caracterizados por la estabilización del color que
producen en los vinos está siendo investigada recientemente por numerosos autores,
elucidando diversas estructuras químicas que permitirán un entendimiento más completo de
la química del color en los vinos envejecidos (Francia-Aricha y col., 1997; Atanasova y col.,
2002; Mateus y col., 2002a, 2003a y 2003b; Pozo-Bayón y col., 2004; Macz-Pop y col.,
2006; Drinkine y col., 2007; Rentzsch y col., 2007a; Cruz y col., 2008). Dichos compuestos
no están presentes en la uva, sino que se forman en el curso de la fermentación alcohólica y
en las etapas subsiguientes de la elaboración (Bakker y col., 1997b; Romero y col., 2000a).
Los piranoantocianos son compuestos formados por la reacción entre un antociano
monómero y una sustancia que contenga un doble enlace polarizado, es decir, con
sustituyentes de diferente polaridad en ambos extremos del doble enlace, incorporando un
anillo piránico adicional que está fusionado con el esqueleto flavonoideo del catión flavilio
del antociano original (FiguraII.8.). Todos los aductos presentan un comportamiento
espectral similar, con rangos máximos de absorción que oscilan entre 495 y 520 nm, es decir,
menor que el correspondiente a los antocianos (efecto hipsocrómico) (Amico y col., 2004;
Alcalde-Eón y col., 2005). También presentan un pico de absorción en la región de 420 nm,
lo que explica porqué estas moléculas presentan tonalidades anaranjadas (Fulcrand y col.,
1998).
La inclusión del C4 del antociano en el anillo pirano, provoca un impedimento
estérico y hace más estable a la molécula frente a la decoloración por efecto del SO2 (SarniManchado y col., 1996; Bakker y col., 1997; Vivar-Quintana y col., 2002; Asenstorfer y col.,
2006), el aumento del pH (Francia-Aricha y col., 1997; Romero y col., 1999; Schwarz y col.,
2003; Asenstorfer y col., 2006), la degradación oxidativa (Bakker y col., 1997b), e incluso la
temperatura (Sarni-Manchado y col., 1996). Además de ser estructuralmente más estables
que los antocianos, los piranoantocianos son poco adsorbidos por las paredes celulares de la
levadura debido a que se forman en la mitad/final de la fermentación alcohólica, cuando las
paredes se encuentran ya saturadas en antocianos (Casassa y col., 2006).
237
R
1
1
R
H
O
H
O
OO
NR
AE
I
M
C
OÓ
TN
NO
AM
+
2
R
O
2
R
O
H
+
O
O
H
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c
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l
G
O
O
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o
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R
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C
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A
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P
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L
B
OO
DD
A
NZ
OR
I
CA
OL
TO
SP
EE
UC
PA
ML
ON
CE
R
Figura II.8. Mecanismo de formación de los piranoantocianos.
En los últimos años se han descubierto un gran número de nuevos piranoantocianos y
actualmente el abanico de posibles estructuras es muy amplio:
-
Vitisinas: proceden de la reacción de antocianos monómeros con moléculas de
pequeño tamaño molecular, procedentes del metabolismo de las levaduras, como
el ácido pirúvico (vitisina A), el acetaldehído (vitisina B) o el acetilacetato (4metil-piranoantociano). El acetaldehído también puede proceder de la oxidación
química del etanol, durante la crianza en barrica o la microoxigenación.
-
Hidroxifenil-piranoantocianos:
se
forman
por
reacción
de
antocianos
monómeros con ácidos hidroxicinámicos (cafeico, cumárico, ferúlico, sinápico)
ya sea de forma directa o previa descarboxilación inducida por las levaduras (no
posible con el ácido cafeico). A esta tipología pertenece la pinotina A, formada a
partir del ácido cafeico.
-
Vinilflavanol-piranoantocianos: se trata del producto de reacción entre
antocianos monómeros y vinil-flavanoles, originados estos últimos por
despolimerización de polímeros de flavan-3-oles con uniones mediadas por
acetaldehído o por hidrólisis de pigmentos del tipo antociano-tanino mediada por
acetaldehído (antociano-etil-flavan-3-ol).
238
Introducción
-
Portisinas (vinilpiranoantocianos): proceden de la reacción de un vinil-flavanol
o de un ácido hidroxicinámico (o su producto de descarboxilación, un vinilfenol)
con la vitisina A. Reciben este nombre por haberse encontrado inicialmente en
vinos de Oporto, cuya elaboración se caracteriza por una fortificación (adición de
alcohol) a mitad de fermentación alcohólica, cuando la actividad de las levaduras
es alta y hay, por tanto, una alta concentración de acetaldehído.
La primera estructura de piranoantocianos identificada fue la vitisina A, un
piranoantociano originario de la reacción de cicloadición de C4 y del grupo hidroxilo del C5
de la malvidina 3-O-glucósido con la forma enólica del ácido pirúvico (Fulcrand y col., 1996;
Revilla y col., 2001; Wittkowski y col., 2002). Dado que el ácido pirúvico es el producto
final de la glicólisis durante la fermentación alcohólica, el compuesto formado se encuentra
exclusivamente en vinos.
En soluciones modelo, la vitisina A se forma muy rápidamente a pH bajos (2.7-3)
coincidiendo con la máxima concentración de ácido pirúvico disociado. Fuera de dicho rango
de pH su concentración se ve disminuida (Romero y col., 1999). Con respecto a la
temperatura, la máxima tasa de producción se alcanza en el rango comprendido entre 1015ºC, mientras que temperaturas superiores (32ºC) favorecen la formación de pigmentos
poliméricos. Otra característica relacionada con su elevada estabilidad (Romero y col.,
2000b) es su baja tasa de degradación (Bakker y col., 1998; Mateus y col., 2001), ya que ha
sido determinado que más de la mitad de su contenido hipotético inicial (55%) permanece
aún presente en vinos de 15 años (Schwarz y col., 2003d). Además, es uno de los pocos
pigmentos que se puede generar constantemente a lo largo de toda la vida del vino, siempre y
cuando existan en el medio antocianos monómeros y ácido pirúvico disponibles (Morata y
col., 2006).
La vitisina B resulta de la reacción química producida entre la malvidina 3-Oglucósido y el acetaldehído (Bakker y col., 1997a; Revilla y col., 1999). Se han identificado
la presencia de vitisina A y B derivadas de la forma acetilada de la malvidina 3-O-glucósido,
llamadas acetil- y p-cumaril-vitisinas A y B, respectivamente (Mateus y col., 2002a y 2003b;
Salas y col., 2005). El acetaldehído reacciona preferentemente con los antocianos acetilados
(Alcalde-Eón y col., 2006), y en menor medida con los p-cumarilados.
239
Debido a que el antociano mayoritario presente en el vino es la malvidina 3-Oglucósido, las vitisinas se forman mayoritariamente a partir de él, aunque se han identificado
con otros antocianos tales como peonidina y petunidina (Pozo-Bayón y col., 2004).
La maceración de la uva para la extracción del color sucede de forma simultánea a la
fermentación. Las levaduras del género Saccharomyces spp. degradan los azúcares por vía
fermentativa transformándolos en etanol. Durante este complejo proceso, se producen varios
metabolitos intermedios que son en parte excretados al exterior celular. Entre dichos
metabolitos se encuentran el ácido pirúvico y el acetaldehído, muy importantes en la
formación de vitisinas. Por tanto, la selección de levaduras Saccharomyces con elevadas
producciones de ácido pirúvico y acetaldehído permiten maximizar el contenido en vitisina A
y B en los vinos por ellas fermentados, mejorando notablemente su color (Morata y col.,
2002).
Las vitisinas se caracterizan por una formación relativamente precoz, a diferencia de
otros piranoantocianos. Así, durante la fermentación alcohólica, e independientemente de la
cepa de levadura, la vitisina A se forma más rápidamente que la vitisina B, con picos de
producción durante los 2-3 primeros días de fermentación, en el período comprendido entre
20-85% de la utilización total de la glucosa (Jones y col., 2003). Hacia la mitad de la
fermentación, la formación de ácido pirúvico alcanza el pico máximo, y con ello la
formación de vitisina A. Hacia el final de la fermentación alcohólica, cuando el medio se
empobrece nutricionalmente, la levadura comienza a reutilizar parte del piruvato excretado y
por tanto la concentración de vitisina A se ve disminuida (Morata y col., 2003). Con el
tiempo, la tendencia a disminuir se ve favorecida, como ha sido demostrado en una serie
vertical de vinos chilenos de Cabernet Sauvignon de una misma bodega (Schwarz y col.,
2003d).
La vitisina B comienza a sintetizarse hacia el final de la fermentación alcohólica
(Morata y col., 2003). La producción de acetaldehído es proporcional a la cantidad de azúcar
fermentado, que es mayor hacia el final de dicha fermentación. Además, en dicho momento
la influencia del SO2 por reacción con el acetaldehído es menor.
240
Introducción
La formación de ambos tipos de vitisinas parece seguir una cinética antagónica, ya
que el acetaldehído podría competir con el ácido pirúvico por la molécula del antocianos
(Romero y col., 2000).
Han sido identificados por Fulcrand y col. (1996), unos compuestos resultantes de la
condensación de antocianos con 4-vinilfenol, 4-vinilcatecol y 4-vinilguaiacol (Schwarz y
col., 2003a; Cameira-dos-Santos y col., 1996; Rentzsch y col., 2007a; Castañeda-Ovando y
col., 2009). Inicialmente se propuso que la formación de piranoantocianos derivados de los
ácidos hidroxicinámicos ocurría a través de los 4-vinilfenoles formados por descarboxilación,
catalizada enzimáticamente por los microorganismos implicados en la fermentación
alcohólica. No obstante, si bien se han encontrado levaduras con esta actividad enzimática,
éstas no son activas frente al ácido cafeico (Chatonnet y col., 1993) y hace poco se demostró
la formación de piranoantocianos por reacción directa entre los ácidos hidroxicinámicos y los
antocianos monómeros (Schwarz y col., 2003b). Más recientemente se ha comprobado que,
en vinos tintos de la variedad Garnacha, la formación de piranoantocianos derivados de los
ácidos hidroxicinámicos ocurre en dos etapas (Rentzsch y col., 2007a): durante la
fermentación alcohólica se forman pequeñas cantidades de los piranoantocianos derivados de
los ácidos p-cumárico y ferúlico, por vía enzimática que implicaría la hidrólisis de los
precursores (ácidos cutárico y fertárico, respectivamente) y la posterior descarboxilación que
originaría los muy reactivos 4-vinilfenol y 4-vinilguaiacol; en una segunda fase, tras la
fermentación maloláctica y algunos meses de envejecimiento, se observa la hidrólisis de los
precursores de los ácidos cafeico, p-cumárico y ferúlico (ácidos caftárico, cutárico y
fertárico, respectivamente) y la reacción directa de éstos con los antocianos.
Así, aparecen compuestos tales como la pinotina A (Rentzsch y col., 2007b)
resultante de la reacción química entre el ácido cafeico (o su derivado vinílico) y la
malvidina 3-O-glucósido durante el envejecimiento. Además, se han identificado
hidroxifenilpiranoantocianos tales como la malvidina 3-O-glucósido-4-vinilfenol y malvidina
3-O-glucósido-4-vinilguaiacol, en sus formas monoglucosiladas, acetiladas y p-cumariladas
de la Malvidina por reacción con los ácidos ácido p-cumárico y ferúlico (o sus derivados
vinílicos), respectivamente.
Por otro lado, Francia-Aricha y col. (1997) detectaron la formación en disoluciones
modelo de un pigmento de estructura similar a través de un mecanismo alternativo a las
241
reacciones clásicas asumidas de condensación mediada por acetaldehído. La formación de
dicho compuesto radica en la inestabilidad de los puentes etilo entre antociano y flavan-3oles (Escribano-Bailón y col., 2001; Zamora, 2003). Así, se originan vinil-flavan-3-oles, que
pueden reaccionar con una nueva molécula de flavan-3-ol, dando lugar a polimerizaciones y
posibles precipitaciones si hubiera una cantidad de acetaldehído suficiente para ello. De igual
modo, puede reaccionar con una molécula de antociano, dando lugar a vinilflavan-3-oles
piranoantocianos (antociano-vinil-flavan-3-ol), expuesto en la Figura II.9., e incluso su
derivado acetilado (Mateus y col., 2003a).
OCH3
antociano
CH=CH2
COOH
OH
+
O
HO
OCH3
OH
OH
OH
OGlu
OH
ácido cafeico vinilcatecol
OH
H3C
HC
O
acetaldehído
OCH3
OH
OH
OH
CH = CH2
COOH
HO
O
H3C
OCH3
C
HO
O
O
OCH3
Ácido pirúvico
OH
OH
OGlu
HO
R1
vinilflavan-3-ol
O
O
OCH3
OCH3
OCH3
OGlu
OH
OH
OH
HO
HO
O
+
O
O
Pinotina A
(hidroxifenilpiranoantociano)
vitisina B
OCH3
OCH3
OH
OGlu
OH
OGlu
O
OH
O
HO
O
COOH
vitisina A
OH
R1
vinilflavan-3-ol
piranoantociano
Figura II.9. Posibles mecanismos de formación de piranoantocianos (adaptado de Zamora, 2003).
Dos nuevos pigmentos formados a partir de la vitisina A se han identificado en
disoluciones modelo y en vinos de Oporto de 2 años, y reciben el nombre de portisinas
(Mateus y col., 2003b; Oliveira y col., 2007), así como en soluciones modelo (Oliveira y col.,
2006; Mateus y col., 2004). El primero de ellos, derivado de la reacción de la vitisina A con
un resto vinil-flavan-3-ol (Figura II.10.b) (procedente de la ruptura de las condensaciones TT o A-T mediadas por acetaldehído), posee una longitud de onda máxima de absorción a 575
nm, por lo que presenta una coloración azul oscura. Oliveira y col. (2006) postulan un
mecanismo de reacción, donde el aducto 8-vinilflavan-3-ol, como intermediario, reacciona
con la vitisina A en su C10. El último paso en su formación es la pérdida de una molécula de
ácido fórmico y una oxidación para dar lugar al puente vinílico. Aunque se forma en
242
Introducción
pequeñas cantidades, es un compuesto muy estable, por lo que sería susceptible de contribuir
al cambio de color de estos vinos durante el añejamiento (Mateus y col., 2003b). El segundo,
producto de la reacción entre la vitisina A y un resto vinil-fenol (procedente de la
descarboxilación del ácido p-cumárico) (Figura II.10.a), posee una longitud de onda de
máxima absorción a 538 nm, por lo que presenta tonalidades púrpuras. Posee una alta
estabilidad y podría jugar un rol crucial como precursor a su vez de otros nuevos pigmentos
durante la evolución del color (Mateus y col., 2006).
1
R
1
R
H
O
H
O
2
R
O
+
2
R
O
O
H
+
O
H
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o
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G
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s
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O
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b
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O
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O
'
R
R
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R
O
P
Figura II.10. Estructura química de las portisinas. a.- vinil-flavan-3-ol portisina. b.- vinil-fenol
portisina.
A diferencia de los pigmentos antociánicos poliméricos, los piranoantocianos son
moléculas de un tamaño similar al de los antocianos monómeros de los que derivan, y por lo
tanto se encuentran disueltos en el vino, por lo que tendrán poca tendencia a perderse en las
precipitaciones de materia colorante que se producen en los vinos tintos envejecidos o a
quedarse retenidos en los filtros por los que se pasan los vinos antes de su embotellado
(Hermosín-Gutiérrez, 2004).
Los antocianos monómeros poseen unos cromóforos muy potentes, con un coeficiente
de absorción molar a 520 nm a pH 1.5 de 27000 L/g cm para la malvidina 3-O-glucósido de
Malvidina, a diferencia de los piranoantocianos, con grupos cromóforos más débiles (con
coeficientes de absorción molar en torno a la mitad de los correspondientes antocianos de los
que derivan) (Håkansson y col., 2003). Por lo tanto, para concentraciones molares iguales en
medio muy ácido, estos últimos otorgan menor intensidad colorante y una tonalidad roja más
anaranjada que los correspondientes antocianos monómeros; no obstante, mientras los
243
antocianos monómeros (por ejemplo, la malvidina 3-O-glucósido) al pH del vino pierden en
gran parte la intensidad de su color rojo (al pasar la mayoría a la forma incolora de base
pesudocarbinol), los piranoantocianos no se modifican y presentan prácticamente la misma
intensidad colorante qu a pH muy ácido.
II.1.3. EFECTO DE LA ADICIÓN DE OXÍGENO SOBRE LOS COMPUESTOS
VOLÁTILES RESPONSABLES DEL AROMA DE LOS VINOS TINTOS
Cabe destacar la escasez de investigaciones en lo que al efecto de la adición de
oxígeno sobre el aroma de los vinos tintos se refiere. Aún así, se han realizado algunas
elucidaciones generales que afirman que el aporte de oxígeno al vino hace disminuir los
aromas de reducción característicos de aquellos vinos que permanecen al abrigo del aire
durante largos periodos, los cuáles producen olores desagradables (Boulet y col., 1998).
El tratamiento de microoxigenación produce un efecto variable sobre el aroma del
vino, sobre todo en algunos compuestos varietales (Ortega-Heras y col., 2008), aunque
depende en gran medida de la variedad y vendimia utilizadas (Ortega-Heras y col., 2008;
Hernández-Orte y col., 2009).
La microoxigenación no modifica significativamente el contenido de terpenos en el
vino (Hernández-Orte y col., 2009). Así, se observan diferencias en terpenos, ésteres y
acetatos en los vinos procedentes de microoxigenación con anterioridad a la fermentación
maloláctica, cuyas diferencias desaparecen tras la misma (Pérez-Magariño y col., 2009;
Hernández-Orte y col., 2009). De manera similar, Ortega-Heras y col. (2008) afirmaron que
la microoxigenación no ejerce un efecto marcado sobre la familia de ésteres, aunque Cerdán
y col. (2004) observaron diferencias puntuales sólo en alguno de ellos.
Ortega-Heras y col. (2008) observaron diferencias tras la fermentación maloláctica en
los acetatos y alcoholes para las variedades de Tinta del Toro y Mencía, variando su
concentración respecto al control según la vendimia. Los vinos microoxigenados poseían
mayores concentraciones de ácidos grasos y alcoholes, especialmente de 2-feniletanol, pero
no se encontraron correlaciones con la variedad y el año de vendimia.
Pese a la disminución que sobre las notas herbáceas se observa en los vinos sometidos
a microoxigenación, pocos estudios científicos lo avalan. Los alcoholes C6, responsables de
244
Introducción
dicho aroma, no se ven modificados o incluso sufren un aumento con el tratamiento de
oxigenación para Ortega-Heras y col. (2008). Por tanto, la disminución de las notas verdes
descrita por numerosos autores (Bertuccioli y col., 2002; Gerbi y col., 2001; PourNikfarkjam y col., 2003), debería correlacionarse con otro tipo de compuestos adicionales.
Du Toit y col. (2006b) observó una disminución en la concentración de acetato de
isoamilo producido por una oxigenación excesiva, que desencadenó en un aumento en la
concentración de acetaldehído. El oxígeno podría favorecer la formación de ß-ionona, ßdamascenona y vitispirano, con la consecuente aparición de notas florales, afrutadas y
eucalipto, respectivamente, aunque una oxigenación excesiva produce su degradación (SilvaFerreira y col., 2004).
II.1.4. EFECTO COMBINADO DEL OXÍGENO Y DEL TRATAMIENTO CON
MADERA
El uso de chips o virutas está siendo utilizado como alternativa al uso de barricas, con
el fin de abaratar costes debido al menor requerimiento de tiempo de contacto con el vino, así
como de mejorar el proceso tecnológico del envejecimiento del mismo (Spillman, 1999).
El uso de virutas influye en el perfil sensorial y químico del vino, debido al gran
número de compuestos fenólicos y taninos que posee (Viriot y col., 1994; Fernández de
Simón y col., 1996), así como de compuestos volátiles, aunque depende en gran medida del
origen botánico y geográfico del roble, del sistema de secado y grado de tostado (Pérez
Coello y col., 1997, 1998, 1999a, 2000a; Guchu y col., 2006a; Fernández de Simón y col.,
2006).
Dentro del numeroso grupo de compuestos que proporcionan unas características
organolépticas peculiares al ser cedidos al vino así como un aroma más delicado y mayor
redondez y armonía en la percepción sensorial, cabe destacar compuestos volátiles tales
como cis- y trans-ß-metil-γ-octolactona (whiskey lactonas), con un olor característico a nuez
de coco, así como de compuestos procedentes de la lignina de la madera (Pérez-Coello y col.,
2008):
245
-
Fenoles volátiles, tales como eugenol y guaiacol, con olor a clavo y especiado,
respectivamente.
-
Furanos (furfural y derivados) proporcionan la nota aromática de almendra
tostada, así como otros heterocíclos volátiles.
-
Aldehídos fenólicos como la vainillina y fenilcetonas como acetovainillona,
propio- y butirovainillona, con características sensoriales a vainillina (RibéreauGayon y col., 1999).
Entre los compuestos fenólicos cedidos por la madera al vino, caben destacar los
ácidos fenólicos y taninos gálicos (amargos) y elágicos, así como flavan-3-oles,
contribuyendo en gran medida a la astringencia (Vivas, 1997c).
Actualmente, se encuentran en la bibliografía numerosos estudios basados en la
acción conjunta de la técnica de microoxigenación y madera (McCord, 2003; Sartini y col.,
2007; Rodríguez-Bencomo y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009; Pérez-Magariño y col.,
2009; Rudnitskaya y col., 2009), tanto en barricas como en forma de virutas. Con ello, se
pretende el aumento de la estabilidad del color, así como de acentuar las características
organolépticas del vino con aromas típicos de la madera.
Pérez-Magariño y col. (2009) observaron que la aplicación de la técnica de
microoxigenación con anterioridad a la fermentación maloláctica influye positivamente en el
efecto que produce la adición posterior de virutas en el color y la composición fenólica del
vino, a diferencia de lo observado por otros autores (Sartini y col., 2007). Así mismo, las
diferencias son apreciables a nivel sensorial, donde los vinos microoxigenados envejecidos
en barrica destacan por una mayor percepción de notas especiadas, además de presentar una
menor astringencia (Cano-López y col., 2005; Llaudy y col., 2006).
En cuánto al efecto del tratamiento conjunto de microoxigenación y madera sobre el
aroma del vino, se observan numerosos factores influyentes tales como la variedad de uva y
el año de vendimia, que a su vez están relacionados con la composición fenólica y la dosis de
oxígeno empleada a partir de la misma (Ortega-Heras y col., 2008). Así, en los vinos
procedentes de la variedad Mencía se produjo un incremento en la complejidad del aroma, a
diferencia de los vinos de la variedad Tinta de Toro, con un incremento de las notas
punzantes producidas por diversos alcoholes. En la oxigenación producida en barricas,
246
Introducción
Jarauta y col. (2005) observaron una degradación del 2-feniletanol en favor de un aumento
del fenilacetaldehído.
En relación a los compuestos característicos de la madera, se aprecia una disminución
de compuestos derivados del furfural, cis-whiskey lactona y eugenol, así como un incremento
en la concentración de vainillina y guaiacol en los vinos sometidos a la acción del oxígeno
con anterioridad a la fermentación maloláctica y posterior crianza en barricas (Ortega-Heras
y col., 2008), y una correlación positiva entre las notas frutales y aromas varietales.
Resultados similares fueron observados por Hernández-Orte y col. (2009) en trans-whiskey
lactona y γ-butirolactona.
II.1.5. EFECTO DE LA MICROOXIGENACIÓN EN EL PERFIL SENSORIAL DE
LOS VINOS TINTOS
Los compuestos fenólicos están relacionados con el amargor, astringencia y redondez
en boca del vino tinto, pero son principalmente los flavan-3-oles los responsables del flavor y
la textura. Así, durante el envejecimiento del vino tinto en barricas, se producen
transformaciones sensoriales encaminadas hacia la suavidad y la menor astringencia. Las
reacciones de polimerización de (+)-catequina y (-)-epicatequina, así como las mediadas por
acetaldehído, producen una menor reactividad con las proteínas presentes en la saliva,
percibiéndose así una menor astringencia (Pour-Nikfardjam y col., 2003).
Sin embargo, las reacciones de polimerización directas de los flavan-3-oles mediante
uniones C4-C8 y C4-C6 que originan las proantocianidinas, dan lugar a productos muy
reactivos para las proteínas salivares, aumentando dicho atributo. Las reacciones de
antocianos con proantocianidinas también influyen sobre el flavor del vino en este sentido,
debido a que previenen polimerizaciones posteriores (Ribéreau-Gayon y col., 2000; Monagas
y col., 2005).
La microoxigenación produce una disminución en las notas vegetales y herbáceas a
favor de un aumento de las notas afrutadas (Sullivan, 2002; Ortega-Heras y col., 2008), pasas
(Hernández-Orte y col., 2009), aroma de café y especias (Llaudy y col., 2006). Respecto a
los atributos característicos de la madera, Llaudy y col. (2006), Ortega-Heras y col. (2008) y
247
Rodríguez-Bencomo y col. (2008) observaron una intensificación de los mismos, de manera
contraria a los resultados obtenidos por Hernández-Orte y col. (2009).
Durante la fase de estructuración, los vinos son más fuertes y astringentes para luego
suavizarse durante la fase de armonización. Si se produjera una sobre-oxidación, se
incrementaría el amargor y la sequedad producidos por los fenómenos de polimerización
(Parish y col., 2000; Pour-Nikfardjam y col., 2003). Así, el exceso de oxigenación puede
producir una disminución en las notas aromáticas de café, afrutado y plátano. Dicha
disminución está correlacionada con el incremento del aroma de piel de patata, que
desencadena posteriormente en aroma típico a acetaldehído (Du Toit y col., 2006b).
248
Material y métodos
II.2. MATERIAL Y MÉTODOS
II.2.1. ELABORACIÓN DE VINOS TINTOS
Se han vinificado los vinos de tres variedades de uvas tintas (Cencibel, Merlot y Petit
Verdot) cultivadas en la región de Castilla-La Mancha, recogidas en perfecto estado
sanitario, con el fin de someter a sus vinos a la técnica de microoxigenación. En el caso de
los vinos tintos de la variedad Cencibel, se han realizado dos experiencias en dos años
diferentes de vendimia, cuyas diferencias radican en la dosis y momento de aplicación del
oxígeno.
Los vinos fueron elaborados en la bodega experimental de la Universidad de CastillaLa Mancha, según el esquema mostrado en la Figura II.11.
La vendimia fue despalillada, estrujada y adicionada de SO2 a razón de 100 mg/Kg en
forma de K2S2O7 (50% de rendimiento). El inóculo para llevar a cabo la fermentación
alcohólica fue, en todos los casos, la cepa de levadura seleccionada Saccharomyces
cerevisiae cerevisiae C.E.C.T. nº 10835. La fermentación se realizó a una temperatura
controlada de 24ºC, realizando el seguimiento de la misma por medidas de densidad y
llevando a cabo remontados cada 12 horas.
Cencibel
2005
Cencibel
2006
FML
10 mL/L O2
3,5 mL/L O2
0,5 mL/L O2
2,0 mL/L O2
C
Merlot
2007
Petit Verdot
2007
20 mL/L O2
30 mL/L O2
C
M
C
M
C
M
FML
FML
FML
FML
FML
FML
7 g/L virutas
25 días
7 g/L virutas
25 días
7 g/L virutas
25 días
7 g/L virutas
25 días
M
5 meses 5 meses
Figura II.11. Esquema de vinificaciones y momento y dosis de microoxigenación para las variedades
utilizadas. C, Control; M, microoxigenado; FML, fermentación maloláctica.
249
El oxígeno puro fue aplicado usando un equipo de microoxigenación suministrado
por Laffort (España).
II.2.1.1. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005
Los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005, variedad autóctona en
Castilla-La Mancha y ampliamente cultivada en esta región, fueron suministrados por una
bodega de la zona con un índice de polifenoles medio (IP=50). Dichos vinos fueron
distribuidos en cuatro depósitos de acero inoxidable de 2 m de altura y 2000L de capacidad,
dos destinados para el vino control (con elaboración tradicional), y otros dos para el
tratamiento de microoxigenación aplicado tras la fermentación maloláctica.
A los depósitos destinados a microoxigenación se les fue suministrada una cantidad
de oxígeno total de 6mL/L durante 42 días en diferentes dosis de oxígeno, según la Tabla
II.1. Este valor de oxígeno fue el apropiado para el índice de polifenoles totales de dicho
vino tinto (IPT = 45).
Terminado el tratamiento de microoxigenación, los vinos fueron trasegados y
filtrados a través de membranas de 1.2 μm de poro (Millipore Bedfor, MA, USA),
embotellados y almacenados a temperatura controlada de 10 ºC hasta su posterior análisis,
por duplicado.
Tabla II.1. Esquema de dosis de oxígeno aplicado a los vinos sometidos a microoxigenación.
Flujo (mL/L/mes) Duración (días) Dosis de oxígeno (mL/L)
15
7
3,5
1
15
0,5
3
20
2
6
II.2.1.2. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006
Los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 fueron elaborados en la
bodega experimental de la Universidad de Castilla-La Mancha. Dichos vinos fueron
microoxigenados previamente a la fermentación maloláctica (y tras la fermentación
alcohólica), debido a que el efecto del tratamiento de microoxigenación aplicado tras la
250
Material y métodos
fermentación maloláctica en los vinos tintos de la anterior vendimia fue mínimo. Además,
numerosos autores han aplicado dicho tratamiento con anterioridad a la realización de la
fermentación maloláctica (Castellari y col., 2000; Cano-López y col., 2006; Llaudy y col.,
2006).
Con el fin de evitar el desarrollo de la fermentación maloláctica durante el tiempo de
aplicación de oxígeno, fue adicionada lisozima en una concentración de 20 g/HL, a los cuatro
depósitos de 2 metros de altura y 2000 L de capacidad, dos destinados a fermentaciones
control (elaboración tradicional) y dos para el tratamiento de microoxigenación.
La dosis de oxígeno total adicionada a los vinos fue de 10mL/L, a razón de 15
mL/L/mes durante 20 días, dosis apropiada para el índice de polifenoles totales de dicho vino
(IPT = 65-70) y recomendado por la casa suministradora del dosificador de oxígeno
(Laffort).
Terminada la microoxigenación, se procedió a la inoculación con 1 g/HL de bacterias
lácticas Oenococcus Oeni (Lactobacter SP1; Laffort) con el fin del desarrollo de la
fermentación maloláctica, a una temperatura controlada de 20ºC. Dicha fermentación fue
seguida mediante Cromatografía en Capa Fina (TLC), así como con medidas enzimáticas de
los ácidos málico y láctico. Tras el trasiego de los vinos y posterior filtrado, se tomaron
muestras de los vinos, que fueron conservadas en refrigeración con una temperatura
controlada de 10 ºC hasta su posterior análisis. De manera paralela, tanto los vinos control
como microoxigenados se almacenaron en bodega durante cinco meses, realizando un
seguimiento analítico de los mismos.
II.2.1.3. Vinos de la variedad Merlot y Petit Verdot de la vendimia 2007
Los vinos de las variedades Merlot y Petit Verdot correspondientes a la vendimia
2007, suministrados por la bodega Cooperativa de Miguelturra (Ciudad Real), fueron
sometidos a microoxigenación con anterioridad a la fermentación maloláctica, a la vista de
los buenos resultados obtenidos en el caso de los vinos tintos de la variedad Cencibel
elaborados en la vendimia anterior.
251
Dichas experiencias fueron llevadas a cabo en depósitos de 2 metros de altura y 360
litros de capacidad. Con el fin de evitar el desarrollo de la fermentación maloláctica, fue
añadido lisozima a una concentración de 30 g/HL.
La adición de oxígeno fue de 20 mL/L de oxígeno total, suministrado a razón de 30
mL/L/mes durante 20 días para los vinos de la variedad Merlot, y de 30 mL/L con un flujo
de 45 mL/L/mes durante 20 días para los vinos de la variedad Petit Verdot.
Una vez terminada la aplicación de oxígeno, y en igualdad de condiciones con el resto
de vinificaciones, una concentración de 1 g/HL de bacterias lácticas Oenococcus Oeni fue
añadida con el fin del desarrollo de la fermentación maloláctica, a una temperatura
controlada de 20ºC.
Previa filtración de los vinos mediante filtros Millipore de 1.2 µm de tamaño de poro,
se procedió a la realización de la experiencia con virutas de roble americano sin tostar
(Quercus alba) (de la casa comercial Tonelería Magreñán, La Rioja) de los vinos control y
microoxigenados de las variedades Merlot y Petit Verdot, realizada a escala laboratorio. Para
ello, a 3 L de vino se les añadió una concentración de 7 g/L de virutas durante un tiempo total
de 25 días y a una temperatura controlada de 16 ºC. Dichas condiciones aseguran una
extracción óptima de los compuestos de la madera (Pérez-Coello y col., 2000b; Guchu y col.,
2006b). Tras dicho periodo, se retiraron las virutas y se almacenó el vino en refrigeración
controlada de 10 ºC para su análisis.
Mediante las experiencias realizadas, se permitirá observar el efecto de la
microoxigenación en diferentes momentos de aplicación y dosis de oxígeno para una misma
variedad, así su efecto para diferentes variedades.
II.2.2. TÉCNICAS DE ANÁLISIS
II.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales
Las determinaciones de análisis convencionales, azúcares y ácidos orgánicos se
realizaron según los métodos oficiales de la OIV (1990).
252
Material y métodos
Los métodos enzimáticos (Boherhinger) para la determinación de los ácidos láctico y
málico con el fin de comprobar la evolución de la fermentación maloláctica se basan en la
medida del aumento o disminución, según los casos, del NADH o NADPH. Estos
compuestos presentan su máximo de absorción a la longitud de onda de 340 nm. Para la
medida de las absorbancias se utilizaron cubetas de plástico desechables de 1 cm de paso
óptico, realizándose las medidas a temperatura ambiente.
II.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos y características cromáticas de los vinos tintos
a) Análisis espectrofotométricos
El espectrofotómetro utilizado para las determinaciones fue Hewlett Packard 8452A.
Se realizaron diversas medidas similares a las realizadas en el caso de los vinos blancos:
- Polifenoles totales
La determinación de polifenoles totales fue llevada a cabo mediante el método
propuesto por Mazza y col. (1999), que a su vez fue una modificación del método descrito
por Glories (1979). Mediante dicha técnica espectrofotométrica, se obtuvo la determinación
de diferentes familias de compuestos fenólicos, tales como ácidos y ésteres derivados de
ácidos hidroxicinámicos (DAHC) (320 nm), flavan-3-oles (280 nm), flavonoles (360 nm) y
antocianos (520 nm).
Las muestras fueron previamente filtradas mediante filtros de poliéster de 0.20 μm y
diluidas 1/10 en etanol al 10%. A un volumen de 0.5 mL de muestra se le añadió 0.5 mL de
una disolución de HCl al 0.1% en etanol absoluto y 9.1 mL de una disolución de HCl al 2%,
también en etanol absoluto. Tras una homogeneización de la muestra y un tiempo de espera
de 15 minutos, fue medida la absorbancia a 280 nm, 320 nm y 360 nm con cubetas de cuarzo
de 1 cm de paso óptico y utilizando agua bidestilada como blanco con el mismo tratamiento
de las muestras.
Para llevar a cabo la cuantificación de estos grupos de compuestos, se utilizaron
rectas de calibrado de las siguientes sustancias patrón (Sigma-Aldrich): ácido gálico en una
disolución etanólica al 10% v/v para la determinación de los polifenoles totales; ácido
253
cafeico en una disolución de etanol al 10% v/v para la determinación de los derivados de
ácidos hidroxicinámicos y quercetina en una disolución al 95% de etanol para la
determinación de la familia de flavonoles. Los resultados se expresaron en mg/L como
equivalentes de cada compuesto patrón. En el caso de la determinación de la concentración
de antocianos libres, se recurrió a la ley de Lambert-Beer, utilizando el coeficiente de
extinción molar del 3-glucósido de malvidina (27000 L/mol*cm).
- Flavan-3-oles
La determinación de la familia de flavan-3-oles fue llevada a cabo mediante el
método propuesto por Amerine y col. (1980), basado en la reacción con la vainillina, dando
lugar a un producto coloreado que puede ser determinado de forma cuantitativa por medida
colorimétrica.
La determinación de flavan-3-oles se fundamenta en la reacción de la vainillina en la
posición 6 y 8 de los flavan-3-oles, leucoantocianos y proantocianidinas, pudiendo reaccionar
en este último caso sólo en la posición 6. Por lo tanto, es una medida global de monómeros,
oligómeros y polímeros derivados de flavan-3-oles.
La muestra, tras su filtración, fue diluida 1/10 en etanol al 10%. En un matraz de 25
mL, se añadió 2 mL de muestra previamente filtrada, 10 mL de ácido clorhídrico concentrado
y 5 mL de una disolución de vainillina al 1% (p/v) en etanol absoluto, enrasando con etanol
al 96%. Tras veinte minutos de reacción a temperatura ambiente, se procedió a medir la
absorbancia a 500 nm en una cubeta de cuarzo de 1 cm de paso óptico. Como blanco se
utilizó una muestra tratada de la misma forma pero sin adición de vainillina.
La cuantificación se llevó a cabo usando la recta de calibrado del patrón comercial de
(+)-catequina (Sigma-Aldrich), expresando los resultados en mg/L como equivalentes de (+)catequina.
- Características cromáticas en el espacio CIELAB
Tras la filtración y posterior ajuste a pH 3.6 de los vinos tintos, se procedió al cálculo
de las características cromáticas en el espacio CIELAB mediante el método descrito por CIE
254
Material y métodos
(1986) y Pérez-Caballero y col. (2003). Mediante la medida directa de las muestras de vino
en cubetas de cuarzo de 2 mm de paso óptico a las absorbancias de 450, 520, 570 y 630nm,
se calcularon los parámetros cromáticos L*, C*, h*, a* y b* mediante la utilización del
programa MSCVES (http:\\www.unizar.es\negueruela\html\grupo_color.htm) de descarga
gratuita.
- Tonalidad e intensidad colorante (IC)
La intensidad colorante (IC) característica de un vino resulta de la suma de las
medidas de absorbancia a 420, 520 y 620 nm, según Glories (1984), corrigiendo las
absorbancias para 1 cm de paso óptico. La tonalidad de un vino, medida de la ganancia del
tono amarillo de los vinos, viene dado por el cociente entre la absorbancia del vino a 420 nm
y 520 nm.
IC = A420 + A520 + A620
Tonalidad = A420 / A520
- Copigmentación y polimerización
Según el método descrito por Boulton y col. (1996), las muestras de vino fueron
centrifugadas a 3500 rpm y ajustadas a pH 3.6. Se realizaron tres medidas para el mismo
vino:
- A una primera alícuota de 2 mL de vino se añadieron 20 μL de acetaldehído al 10% (v/v) en
agua. Tras homogeneizar y esperar 45 minutos, se midió su absorbancia a 520 nm con una
cubeta de cuarzo de 2 mm de paso óptico, utilizando agua bidestilada como blanco. Este
análisis constituye la fracción de antocianos totales presentes en el vino, ya que el
acetaldehído captura el bisulfito presente en el mismo que está unido a los antocianos. Esta
medida, multiplicada por el factor de dilución 1.01, constituye el valor de Aacet.
- A una segunda alícuota de 2 mL se añadieron 160 μL de SO2 al 5% (p/v) en agua y, tras
homogeneización, se midió su absorbancia a 520 nm con una cubeta de cuarzo de 2 mm de
espesor, utilizando agua bidestilada como blanco. Esta fracción así obtenida constituye la
fracción de antocianos polimerizados, ya que el bisulfito decolora ciertos antocianos, excepto
los polimerizados. Esta medida, multiplicada por el factor de dilución 1.08, constituye el
valor ASO2.
255
- Una tercera alícuota se diluyó 1/20 con vino sintético (12% etanol y 5 g/L de ácido
tartárico, ajustado a pH 3.6), midiéndose su absorbancia a 520 nm en una cubeta de cuarzo de
10 mm de paso óptico, utilizando agua bidestilada como blanco. La dilución provoca la
disociación de los complejos de copigmentación, desapareciendo los efectos hipercrómico y
batocrómico asociados. Esta medida, multiplicada por el factor de corrección 4 (ressultado de
la combinación de la dilución realizada y del distinto espesor de cubeta utilizada), constituye
el valor Adil.
Así, el color al pH de referencia del vino debido a los antocianos copigmentados (%
copigmentación) se obtuvo mediante la diferencia entre la medida de antocianos totales (la
obtenida mediante la adición de acetaldehído) y la de antocianos presentes en el vino diluido.
El color al pH de referencia del vino (3.6) debido a los antocianos polimerizados (%
polimerización) corresponde con la medida directa resultante de la adición de bisulfito, en
relación a la cantidad de antocianos totales.
% copigmentación = [(Aacet – Adil) / Aacet] x 100
% polimerización = (ASO2/Aacet) x 100
- Taninos
Para el cálculo de los taninos presentes en los vinos tintos, se diluyó el vino 1/50,
previa centrifugación a 3500 rpm, con agua bidestilada. A 4 mL de vino diluido, se le
añadieron 2 mL de agua y 6 mL de ácido clorhídrico. Tras un periodo de 30 minutos en baño
de agua hirviendo, se dejó enfriar, para posteriormente añadir 1 mL de etanol al 96%. A
continuación, se midió la absorbancia a 550 nm con una cubeta de cuarzo de 10 mm de paso
óptico (medida D). El blanco se realizó mediante el mismo procedimiento con excepción del
calentamiento (medida D0).
Taninos (g/L) = 19.19 x (D – D0)
256
Material y métodos
b) Determinación de compuestos fenólicos mediante Cromatografía de LíquidosEspectrometría de Masas
Separación e identificación de antocianos y flavan-3-oles
Con el fin de la separación y posterior identificación de antocianos y flavan-3-oles
presentes en los vinos tintos, se realizó una inyección directa de los mismos en el
Cromatógrafo de Líquidos, mediante el método descrito por Castillo-Muñoz y col. (2007),
cuyo protocolo en relación al gradiente cromatográfico empleado, así como las condiciones
de inyección, ya ha sido descrito en el capítulo I, epígrafe I.2.2.2c (método A).
La identificación y cuantificación de antocianos y flavan-3-oles (Tabla II.2.), se llevó
a cabo a las siguientes longitudes de onda:
-
280 nm para los flavan-3-oles: (+)-catequina, (-)-epicatequina y galato de (-)epicatequina y para el ácido gálico, entre los ácidos benzoicos. Sus concentraciones
fueron calculadas a partir de disoluciones modelo con concentraciones crecientes
dentro del rango que cabe esperarlos en vinos tintos (Sigma-Aldrich). El galato de (-)epicatequina fue cuantificado según la recta de calibrado de la (-)-epicatequina.
-
320nm para el trans-GRP (ácido 2-S-glutationilcaftárico), para cuya cuantificación
fue utilizada la recta de calibrado del ácido cafeico (Sigma-Aldrich).
-
520 nm para los antocianos monómeros (3-O-glucósidos de delfinidina, cianidina,
petunidina, peonidina y malvidina), así como para pigmentos antociánicos derivados
(piranoantocianos y pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol) (Tabla A-C), para cuya
cuantificación fue utilizada la recta de calibrado de la malvidina 3-O-glucósido
(Extrasynthése), por ser el antociano mayoritario presente en los vinos tintos.
257
Tabla II.2. Concentración (mg/L) de las sustancias patrón de la disolución madre empleadas en las
rectas de calibrado. Ecuación de la recta y coeficientes de regresión utilizados mediante la inyección
directa de los vinos tintos.
Compuestos
λdetección (nm) Concentración (mg/L)
Recta calibrado
520
300
y = (x + 1486,8) / 206,5
malvidina-3-glucósido
280
60
y = (x - 30,6) / 294,3
ácido gálico
280
250
y
= (x + 211,1) / 80,8
(+)-catequina
280
120
y = (x + 458,5) / 86,9
(-)-epicatequina
320
50
y = (x + 927,7) / 431,0
ácido cafeico
r2
0,9899
0,9989
0,9999
0,9948
0,9937
Determinación de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos
Aislamiento de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos mediante la técnica de
extracción en fase sólida (SPE)
Con el fin de extraer los compuestos flavonoles y derivados de ácidos
hidroxicinámicos presentes en el vino, se llevó a cabo la técnica de extracción en fase sólida
con un sistema de vacío (Supelco), para la cuál se utilizaron cartuchos Oasis MCX (Waters
Corp.; Milford, MA) de 6 cm3 de capacidad y 500 mg de adsorbente. Dichos cartuchos
poseen una mezcla de fase reversa (divinilbenceno-poliestireno) e intercambio catiónico, que
permitió el aislamiento de los flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos (CastilloMuñoz y col., 2007). Todos los solventes fueron de calidad HPLC y el agua empleada de
calidad Milli-Q. El procedimiento de separación, adaptado del método de González-Manzano
y col. (2006), se indica a continuación:
-
Preparación de la muestra: 3 mL de vino fueron mezclados con 3 mL ácido
clorhídrico 0.1 N, con posterior agitación para la completa homogeneización. Así,
se consiguió un medio ácido con el fin de que los antocianos estuvieran presentes
en su forma de catión flavilio (cargados positivamente).
-
Acondicionamiento del cartucho: Se hizo pasar a través del cartucho 5 mL de
metanol, con el fin de activar el cartucho de SPE. A continuación, se pasaron 5
mL de agua bidestilada con el fin de eliminar el exceso de metanol.
-
Introducción de la muestra: Se hizo pasar la muestra a través del cartucho,
consiguiendo así que los compuestos fenólicos quedaran retenidos en él, tomando
el cartucho una coloración roja.
258
Material y métodos
-
Lavado: A continuación, se hicieron pasar 5 mL de ácido clorhídrico 0.1 N y 5
mL de agua bidestilada.
-
Elucción: Una vez retenidos los compuestos de interés en el cartucho, se procedió
a la extracción de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos mediante el
paso de 10 mL de metanol, tomando la muestra cierta coloración amarilla.
-
Regeneración del cartucho MCX: Tras el paso de 5 mL de agua bidestilada, se
añadieron 10 mL de una disolución al 2% de hidróxido amónico y 55% de
metanol, con el fin de extraer los compuestos antociánicos cargados positivamente
retenidos en el cartucho. Posteriormente, se aumentó a 80% la proporción de
metanol, manteniendo constante la de hidróxido amónico. Debido al carácter
básico de la disolución, los antocianos fueron extraídos con un color azul fuerte.
Posteriormente se añadieron 10 mL de una disolución al 2% de ácido clorhídrico
y 80% metanol, con el fin de regenerar el material de intercambio catiónico del
cartucho. Dicho acondicionamiento, permitió la utilización posterior del cartucho
durante al menos cuatro o cinco veces más.
Posteriormente, la fracción metanólica que contenía los flavonoles y los derivados de
ácidos hidroxicinámicos se concentró en un rotavapor (40ºC) hasta sequedad. El residuo
sólido se redisolvió en 3 mL de metanol al 25%, y así fue conservado en congelación hasta su
inyección en el cromatógrafo de líquidos.
Análisis mediante Cromatografía de líquidos-Espectrometría de masas (método B)
La determinación, identificación y cuantificación de los diferentes flavonoles y
derivados de ácidos hidroxicinámicos presentes en el vino fue llevada a cabo mediante un
Cromatógrafo de Líquidos Agilent 1100 Series System (Agilent, Waldbronn, Germany)
equipado con un detector ultravioleta de diodos array (DAD) (G1315B) y un sistema de
detección de espectrometría masas LC/MSD Trap VL (G2445C VL), dotado de un sistema
de ionización por electrospray (ESI/MSn). Los datos de espectros de masas fueron
procesados mediante un software Agilent LC/MSD Trap (versión 5.3). La muestra fue
filtrada mediante filtros de polyester de 0.20 μm de tamaño de poro (Chromafil, PET, 20/25,
Machery-Nagel, Düren, Germany). 50 μL de muestra fue inyectada en una columna de fase
reversa Zorbax Eclipse XDB-C18 (4.6 x 250 mm; 5 μm de partícula; Agilent), termostatizada
a 40ºC.
259
Eluyentes utilizados
Los eluyentes utilizados, de calidad HPLC, fueron una mezcla en diferentes
proporciones de acetonitrilo/ agua/ácido fórmico/metanol, v/v, según la Tabla II.3.
Tabla II.3. Composición de los eluyentes utilizados para el análisis por Cromatografía de Líquidos
de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos.
acetonitrilo
agua
ácido fórmico
metanol
% Eluyente A % Eluyente B % Eluyente C
3
50
0
88.5
41.5
1.5
8.5
8.5
8.5
0
0
90
Dichos eluyentes fueron filtrados mediante un sistema de filtración Millipore y
posteriormente sometidos a ultrasonidos, con el fin de eliminar las posibles burbujas que
pudieran interferir en el Cromatógrafo de Líquidos.
El método utilizado fue el descrito por Castillo-Muñoz y col. (2009). El flujo
utilizado fue de 0.63 mL/min, con el gradiente de elución que se expone a continuación:
Tabla II.4. Gradiente de elución de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos, denominado
método B.
Tiempo (min) % Eluyente A % Eluyente B % Eluyente C
0
94
4
0
7
94
4
0
38
70
17
13
52
50
30
20
52.5
30
40
30
57
0
50
50
58
0
50
50
65
96
4
0
La identificación y cuantificación de las diferentes familias de compuestos fenólicos
se llevó a las siguientes longitudes de onda:
- 320 nm para los derivados de ácidos hidroxicinámicos: ácidos cafeico, trans-caftárico,
cutárico, cis- y trans-cutárico, ferúlico y cis- y trans fertárico. El trans-GRP, fue identificado
y cuantificado en mejores condiciones mediante el método A, como se ha descrito con
anterioridad.
260
Material y métodos
- 360 nm para los flavonoles: miricetina, quercetina, kaempferol, isoramnetina, siringetina y
laricitrina, así como sus derivados glucósidos, glucurónidos y galactósidos.
Parámetros del ESI/MSn
Para la identificación por ESI/MSn se utilizaron los siguientes parámetros (CastilloMuñoz y col., 2009):
- detector de masas-masas con electrospray en modos positivo y negativo, y analizador de
masas de trampa iónica.
- gas de secado: N2, con un flujo de 11 mL/min
- temperatura de secado: 350ºC
- presión del nebulizador: 65 psi (N2)
- voltaje del capilar: +2500 V (modo de ionización negativo) y -2500 V (modo de ionización
positivo).
- target mass: 600 m/z.
- estabilidad de los compuestos: 40% en modo de ionización negativa y 100% en modo de
ionización positiva.
- trap drive level: 100%.
- rango de escaneado m/z: 50-1200
Rectas de calibrado y coeficientes de regresión
La cuantificación de los ésteres tartáricos derivados de ácidos hidroxicinámicos, al
carecer de patrones comerciales, se llevó a cabo a partir de la recta de calibrado de los ácidos
correspondientes: ácido cafeico para el cálculo del ácido t-caftárico, ácido cumárico para los
ácidos trans- y cis-cutárico y ácido ferúlico para los ácidos trans y cis-fertárico. Para la
cuantificación de los flavonoles no glicosilados, se utilizó la recta de calibrado de cada
aglicona correspondiente (Sigma-Aldrich). En el caso de los derivados glicosilados de
flavonoles, se utilizó la recta de calibrado del derivado glucosilado correspondiente, con
excepción de la quercetina, donde su derivado glucurónido tuvo su propia recta de calibrado.
Para la cuantificación del flavonol laricitrina, se tuvo en cuenta la recta de calibrado de la
miricetina, por su semejanza estructural (Tabla II.5.). Para los compuestos que carecían de
261
patrones comerciales y por tanto de recta de calibrado propia, se realizó la corrección de
pesos moleculares, para llevar a cabo una cuantificación más exacta.
Tabla II.5. Concentración (mg/L) de las sustancias patrón de la disolución madre empleadas en las
rectas de calibrado. Ecuación de la recta y coeficientes de regresión utilizados mediante la inyección
directa de los vinos tintos.
Compuestos
ácido cafeico
ácido cumárico
ácido ferúlico
Recta calibrado
r2
50
54
20
y = (x + 927,7) / 431,0
y = x / 535,4
y = x / 370,7
0,9939
0,9998
0,9997
6,5
25
35
4,25
28,33
3,75
25
3,5
24
15
19
y = x / 124
y = x / 145
y = x / 146
y = x / 212
y = x / 146
y = x / 122
y = x / 148
y = x / 140
y = x / 103
y = x / 80
y = x / 113
0,9998
0,9998
0,9999
0,9996
0,9997
0,9998
0,9996
0,9984
0,9837
0,9998
0,9995
λdetección (nm) Concentración (mg/L)
320
320
320
360
quercetina
360
glucósido quercetina
360
glucurónido quercetina
360
kaempferol
360
glucósido kaempferol
360
isoramnetina
360
glucósido isoramnetina
360
miricetina
360
glucósido miricetina
360
siringetina
360
glucósido siringetina
La identificación de los diferentes compuestos se llevó a cabo mediante la
comparación de los tiempos de retención, los espectros UV-vis y de masas con los de las
sustancias patrón inyectadas, así como con los datos reportados en la bibliografía (Tablas
A.II.1-A.II.6).
II.2.2.3. ANÁLISIS DE COMPUESTOS VOLÁTILES
El método de extracción de los compuestos volátiles minoritarios mediante extracción
en fase sólida (SPE) en vinos tintos, fue el desarrollado por Günata y col. (1985) y
modificado por Sánchez-Palomo y col. (2007), y ya ha sido descrito con detalle para vinos
blancos en el capítulo I, epígrafe I.2.2.3b.
Del mismo modo, las condiciones de separación y posterior identificación y
cuantificación mediante Cromatografía de gases-Espectrometría de masas para los
compuestos volátiles minoritarios y mediante Cromatografía de gases-FID para el análisis de
los compuestos volátiles mayoritarios de un vino tinto, fueron las mismas que las descritas en
262
Material y métodos
el capítulo I, epígrafe I.2.2.3c y I.2.2.3a respectivamente, para el caso de los vinos blancos.
Se realizó una identificación tentativa de aquellos compuestos que carecían de
patrones comerciales, mediante la comparación de los datos espectrales con los que
proporcionaban las bibliotecas Wiley G 1035A y NBS75K. Por otro lado, fueron calculados
los factores de respuesta para aquellos compuestos con patrón comercial, con el fin de llevar
a cabo una cuantificación más exacta de los compuestos volátiles presentes en el vino tinto, y
aplicados a las concentraciones relativas de cada uno. Las disoluciones de dichos compuestos
se realizaron sobre vino sintético (12% de etanol absoluto y 5 g/L de ácido tartárico, ajustado
a pH = 3,6) con el fin de asemejar al máximo las condiciones reales. En el caso de carecer de
patrones comerciales de alguno de los compuestos identificados, se utilizó el factor de
respuesta de aquel compuesto con mayor similitud química (capítulo I, Tabla A.I.1).
II.2.3. ANÁLISIS SENSORIAL
Se realizó un análisis sensorial descriptivo de los vinos de las variedades Cencibel,
Merlot y Petit Verdot, mediante un panel de catadores entrenados con una edad comprendida
entre los 25 y 45 años.
Previamente al análisis sensorial de los vinos objeto de estudio, se procedió al
entrenamiento de los catadores en varias sesiones, eliminando los atributos confusos y/o
sinónimos hasta unificar todos los descriptores en una lista definitiva.
Para la evaluación de los descriptores fueron utilizados estándares físico-químicos
como sustancias de referencia que ayudasen a los catadores a establecer patrones de olores y
sabores (Noble y col., 1984, 1987; Ferreira, 2001; González-Viñas y col., 1998).
Los atributos finales de evaluación fueron frutas rojas, pasas/ciruelas y especias para
el análisis olfativo, mientras que además se incorporaron los atributos de gusto a verde,
acidez y amargor en el análisis gustativo. En el caso del análisis sensorial realizado en la
vendimia 2007 a los vinos de las variedades Merlot y Petit Verdot, éste fue desarrollado de
manera más detallada (teniendo en cuenta el mayor entrenamiento de los catadores en la cata
de vinos), incorporando descriptores tales como regaliz, verde/vegetal, especias dulces,
263
afrutado (melocotón, albaricoque) y frutos secos, así como aquellos característicos de vinos
tratados con virutas de roble, tales como vainilla, madera y cuero.
La intensidad de cada uno de los descriptores fue evaluada mediante una escala no
estructurada de 10 cm de longitud, en cuyo extremo izquierdo se encontraba el término
“intensidad nula” e “intensidad elevada” en el extremo derecho.
Universidad de Castilla-La Mancha. Los vinos fueron presentados en copas normalizadas
(ISO, 3591-1997), codificados con tres dígitos y servidos, por duplicado, a una temperatura
de 18º C.
II.2.4. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Con el fin de estudiar las posibles diferencias entre las concentraciones medias de los
parámetros y compuestos responsables del aroma y color de los vinos se utilizó el análisis
estadístico mediante el programa de SPSS para Windows en su versión 15.0.
Se aplicó el test de la “t” de Student para determinar las diferencias significativas
entre los vinos control y los sometidos al tratamiento de microoxigenación en cada momento
de estudio. El Análisis de Componentes Principales, calculado a partir de la matriz de
correlación, proporcionó una información sobre las diferencias que existían entre las
muestras en base a las variables estudiadas.
264
II.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
II.3.1. IDENTIFICACIÓN DE COMPUESTOS EN LOS VINOS TINTOS
II.3.1.1. Compuestos fenólicos
En los vinos objeto de estudio se han identificado un gran número de compuestos
fenólicos de distinta naturaleza, que se pueden agrupar en función de la longitud de onda de
máxima absorción correspondiente a cada familia.
Los antocianos son los responsables de la coloración roja de los vinos tintos y han
sido descritos por numerosos autores en diversas variedades (Mazza y col., 1999; Chicón y
col., 2002; Ryan y col., 2003; Núñez y col., 2004). Se ha llevado a cabo una identificación
cualitativa de un gran número de dichos compuestos (a una longitud de onda de 520 nm) en
los vinos tintos objeto de estudio (Figura II.17a), en base a sus características por
espectrometría de masas y ultravioleta-visible (Tabla A.II.1). Así, cabe destacar los
derivados no acilados, acetilados y p-cumarilados, tanto en la forma cis como en la forma
trans de estos últimos, de los 3-O-glucósidos de delfinidina, cianidina, petunidina, peonidina
y malvidina (Figura II.14). Igualmente, ha sido identificado el derivado cafeoilado de la
malvidina 3-O-glucósido, antociano mayoritario en los vinos tintos estudiados. Dichos
compuestos han sido descritos de manera amplia en vinos de la variedad Tempranillo por
Alcalde-Eón y col. (2006).
ANTOCIANIDINA
(CATIÓN FLAVILIO)
R3 = H (antocianos no acilados)
R1
OH
HO
R3 =
COCH3
(antocianos acetilados)
O
R2
OR3
O
OH
O
R3 =
OC
HC
(antocianos p-cumarilados)
OH
3-GLUCÓSIDO
R3 =
R1
OC
HC
H
C
OH
R2
cianidina
OH
H
delfinidina
OH
OH
peonidina
OCH3
H
petunidina
OH
OCH3
malvidina
OH
OH
OH
Antocianidina
H
C
(antociano cafeilados)
OH
OCH3 OCH3
Figura II.14. Antocianos monómeros (3-glucósidos de antocianidinas) presentes en los vinos tintos.
265
A dicha longitud de onda (520 nm) también han sido detectados una serie de
compuestos fenólicos, algunos de reciente identificación. Entre ellos, cabe destacar los
compuestos fruto de la reacción entre un antociano y un flavan-3-ol (o procianidina tipo B)
mediados por acetaldehído (Figura II.15) (Timberlake y col., 1976; Francia-Aricha y col.,
1997; Saucier y col., 1997). Debido a que la malvidina-3-O-glucósido es el antociano
mayoritario en los vinos tintos, los compuestos resultantes de ella fueron los más
ampliamente detectados, realizándose la identificación mediante la técnica de Espectrometría
de Masas (Tabla A.II.3). Entre ellos, cabe destacar la identificación de dos parejas de
diasteroisómeros de malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol (m/z = 809), debido a la
quiralidad del átomo de carbono del puente etilo, así como de la configuración R y S del
flavan-3-ol (Es-Safi y col., 1999; Asenstorfer y col., 2006). De igual forma, ha sido
identificado el derivado petunidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol en los vinos Merlot y Petit
Verdot (Alcalde-Eón y col., 2004). Dentro de los derivados no acilados de la malvidina, han
sido detectados dos isómeros de malvidina-3-glucósido-etil-procianidina tipo B, con un m/z =
1097 (Francia-Aricha y col., 1997). Igualmente, en los vinos Petit Verdot destacaron los
cuatro isómeros posibles de los derivados malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol así
como tres isómeros de malvidina-3-pcumarilado-glucósido-etil-flavan-3-ol, con m/z = 851 y
955, respectivamente. Alcalde-Eón y col. (2004 y 2006) encontraron dos de los tres isómeros
identificados en esta tesis derivados de la malvidina-3-pcumaril-glucósido en vinos
almacenados durante dos años, así como uno de los cuatro derivados de la malvidina-3acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol en vinos de la variedad Tempranillo, respectivamente.
OH
OGlc - OR3
R2
HO
O
+
OH
R1
HC-CH3
*
OH
OH
HO
O
OH
OH
R4
Figura II.15. Estructura de los pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y antociano-etil-procianidina B
(R4=flavan-3-ol) presentes en los vinos tintos objeto de estudio. R1, R2, R3, se muestran en la Figura
II.14.
266
A la vista de los resultados, a la longitud de onda correspondiente a 520 nm se han
identificado un gran número de compuestos, a los que hay que sumar los compuestos
piranoantocianos. Entre ellos, cabe destacar las vitisinas tipo A y tipo B derivadas de la
malvidina no acilada, acetilada y p-cumarilada (Figura II.16). De igual forma, han sido
identificadas vitisinas tipo B derivadas de peonidina y petunidina en los vinos Merlot, en
base a sus datos de espectrometría de masas (Tabla A.II.2). Dichos piranoantocianos han
sido recientemente descritos por numerosos autores tales como Francia-Aricha y col. (1997),
Alcalde-Eón y col. (2006), Macz-Pop y col. (2006) y Cruz y col. (2008), tanto en
disoluciones modelo como en vinos Tempranillo.
A dichos compuestos hay que sumar la identificación realizada de los
piranoantocianos derivados de ácidos hidroxicinámicos (Figura II.16), donde la malvidina3-O-glucósido fue el único derivado antociánico implicado. Así, cabe destacar los derivados
no acilados, acetilados y p-cumarilados de la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol,
procedentes del ácido p-cumárico (m/z = 609, 651, 755, respectivamente), así como el
derivado no acilado de la malvidina y del ácido cafeico y ferúlico (malvidina-3-glucósido-4vinilcatecol o pinotina A y malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol, respectivamente), con m/z
= 625 y 639, respectivamente. Entre ellos, cabe destacar un compuesto que no ha sido
descrito con anterioridad: el derivado 8-vinílico de la malvidina-3-glucósido (m/z = 519), el
cuál podría proceder de la ruptura de las uniones malvidina-3-glucósido-etil-tanino. La
inestabilidad de éste último desencadena la ruptura del enlace entre el puente etilo y la
malvidina-3-glucósido, dando lugar a la formación de dos compuestos: por un lado, del
derivado vinil-flavan-3-ol, y por otro lado de la malvidina-3-glucósido (Escribano-Bailón y
col., 2001; Mateus y col., 2002). Sin embargo, en los vinos objeto de estudio, la presencia del
derivado 8-vinílico de la malvidina-3-glucósido parece poner de manifiesto que dicha ruptura
ha sido producida entre el puente etilo y el flavan-3-ol.
267
R3 = H (vitisina B)
R1
OH
HO
R3 = COOH (vitisina A)
O
R5 = H (ácido cumárico)
R2
R3 =
OGlc - OR 3
R5 = OH (ácido cafeico)
PINOTINA A
O
R5
R5 = OCH3 (ácido ferúlico)
OH
R4
Figura II.16. Estructuras químicas de los piranoantocianos presentes en los vinos tintos objeto de
estudio. R1, R2, R3, se muestran en la Figura II.14.
A 280 nm han sido identificados diversos flavan-3-oles (Figura II.12), al igual que
fue descrito en el caso de los vinos blancos. Éstos correspondieron a la (+)-catequina, (-)epicatequina y galato de (-)-epicatequina y al ácido gálico como ácido benzoico (Figura
II.13). Su identificación se ha llevado a cabo en base a los tiempos de retención de las
sustancias patrón (Figura II.17b), así como por sus características espectrales (en
ultravioleta-visible y en espectrometría de masas), tal y como se describe en la Tabla A.II.6.
OH
OH
HO
O
Monómeros
R1
R2
(+)-catequina
H
OH
(-)-epicatequina OH
R1
H
R2
OH
Figura II.12. Estructura de los flavan-3-oles monómeros identificados en los vinos tintos.
OH
HOOC
OH
OH
Figura II.13. Estructura del ácido gálico.
268
DAD1A,Sig=520,8Ref=off (MICROOX2007\MICROOX000113.D)
mAU
10
a
1600
1400
1200
1000
800
17
600
7
3
37
32
26
19
12
29 33
18 23
13
35
21 25 27 31
16
28
34
36
20
11 14
30
22
15
400
8
200
5 6
24
0
0
5
10
DAD1E,Sig=280,16Ref=360,100(MICROOX2007\MICROOX000113.D)
15
20
25
30
41
39
38
42
40
35
40
45min
mAU
2000
b
1750
2
1500
1
1250
4
1000
750
500
9
250
0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45min
Figura II.17. Cromatograma del perfil polifenólico de antocianos a 520 nm (a) y flavan-3-oles a 280
nm (b) de un vino tinto control de la variedad Petit Verdot después de la fermentación maloláctica
mediante el método A. Los tiempos de retención se encuentran especificados en las Tablas A.II.1A.II.3 y A.II.6., donde las siglas A y B corresponden a compuestos cuyo tiempo de retención es
inmediatamente posterior al número que le precede, y que no están presentes en la muestra
correspondiente a dicho cromatograma.
Los antocianos presentes en los vinos tintos normalmente causan una gran
interferencia en la separación cromatográfica e identificación de flavonoles, a pesar de que la
longitud de onda de detección sea diferente (360 nm) (Figura II.18; Figura II.20a). La casi
completa eliminación de antocianos presentes en vinos tintos realizada mediante extracción
en fase sólida usando un material que combina fase reversa e intercambiador catiónico,
permitió una mejor separación, identificación y cuantificación de los flavonoles. Así, en los
vinos tintos se han identificado hasta doce flavonoles glicosilados y seis agliconas, según sus
datos espectrales (Tabla A.II.4). Además de los flavonoles identificados en vinos blancos, se
269
han identificado los flavonoles trisustituidos (miricetina, laricitrina y siringetina), ausentes en
vinos blancos (Castillo-Muñoz y col., 2007). Han sido identificados los derivados glucósidos,
galactósidos y glucurónidos de miricetina, quercetina y kaempferol, y los derivados
glucósidos de isoramnetina, laricitrina y siringetina.
R1
OH
HO
O
R2
Flavonoles
R1
R2
kaempferol
H
H
quercetina
OH
H
miricetina
OH
OH
isoramnetina OCH3
OH
OH
laricitrina
siringetina
O
H
OH
OCH3
OCH3 OCH3
Figura II.18. Estructura de los flavonoles identificados en vinos tintos.
Los derivados de ácidos hidroxicinámicos identificados a 320 nm en vinos tintos
coincidieron cualitativamente con los presentes en las muestras de vinos blancos (Figura
II.19; Figura II.20b). Han sido ampliamente estudiados en una gran diversidad de vinos
(Gambelli y col., 2004; Rentzsch y col., 2007a). Dichos compuestos fueron identificados en
base a los tiempos de retención de los estándares comerciales, así como según su absorción
máxima en el ultravioleta-visible y espectros de masas característicos (Tabla A.II.5).
O
R2O
C
H
R1
C
C
OH
H
TH =
H OOC
HC
OH
HC
OH
C OOH
DAHC
R1
R2
ácido cafeico
OH
H
ácido caftárico
OH
TH
ácido cumárico
H
H
ácido cutárico
H
TH
ácido ferúlico
OCH3
H
ácido fertárico
OCH3 TH
Figura II.19. Estructura de derivados de ácidos hidroxicinámicos (DAHC) identificados en vinos
tintos.
270
DAD1B,Sig=360,8Ref=off (MICROOX2007\MICROOX000161.D)
mAU
400
350
a
300
250
200
150
9
100
8 10
12
14
50
1718
19
15
13
16
0
0
10
20
30
40
50
60
min
50
60
min
DAD1C,Sig=320,8Ref=off (MICROOX2007\MICROOX000161.D)
1
mAU
b
1000
800
600
400
2
4
200
7
6
11
3
5
0
0
10
20
30
40
Figura II.20. Cromatograma del perfil polifenólico de flavonoles a 360 nm (a) y derivados de ácidos
hidroxicinámicos a 320 nm (b) de un vino tinto control de la variedad Petit Verdot después de la
fermentación maloláctica mediante el método B. Los tiempos de retención están especificados en la
Tabla A.II.4 y A.II.5, donde las siglas A, B, C y D corresponden a compuestos cuyo tiempo de
retención es inmediatamente posterior al número que le precede, y que no están presentes en la
muestra correspondiente a dicho cromatograma.
II.3.1.2. Compuestos volátiles
En la Figura II.21 se muestra un cromatograma de compuestos volátiles presentes en
un vino tinto de la variedad Petit Verdot. En total, se han identificado 137 compuestos
volátiles presentes en los vinos tintos objeto de estudio, que se muestran por tiempo de
retención en la Tabla II.6. Con el fin de simplificar los resultados, y al igual que se realizó
271
en el caso de los vinos blancos en las tablas de resultados, los compuestos volátiles
identificados han sido clasificados por familias: ésteres (que engloba ésteres e hidroxiésteres
de cadena corta y larga, así como acetatos y succinatos), alcoholes de cadena corta, alcoholes
de seis átomos de carbono, ácidos, compuestos bencénicos entre los que están presentes los
derivados de la vainillina, C13-norisoprenoides, terpenos y lactonas. En el caso de los vinos
de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 fueron identificadas numerosas pirazinas, así
como acetamidas y C13-norisoprenoides en los vinos Merlot y Petit Verdot elaborados en la
vendimia 2007, contribuyendo ambas al flavor de los vinos tintos.
Cabe destacar la identificación cualitativamente más numerosa de una vendimia a la
siguiente, realizada con el objetivo de profundizar más en el posible efecto del tratamiento de
microoxigenación sobre la fracción aromática de los vinos tintos. Además, en los vinos de la
vendimia 2007 se incluyeron los compuestos procedentes de las virutas de roble americano
sin tostar, incrementando así la variabilidad en composición volátil.
TIC: PVERDOT C1 DESPFML 0.6SPLITLSS.D
82
6e+07
108
5.5e+07
5e+07
4.5e+07
59
91
4e+07
73
80
3.5e+07
75
3e+07
119
2.5e+07
2e+07
4
3
1.5e+07
12
98
78
11
103
33
57
22
1e+07
121
124
90
2
5000000
15
36
45
52
135
62
0
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
Figura II.21. Cromatograma del perfil volátil de un vino tinto control de la variedad Petit Verdot
después de la fermentación maloláctica. Los tiempos de retención se muestran en la Tabla II.6.
272
Tabla II.6. Tiempo de retención de los compuestos volátiles identificados en vinos tintos mediante
GC/MS.
Nº
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
t (min)
6,23
7,01
8,20
12,41
12,96
14,40
15,82
16,63
17,22
17,51
18,83
19,44
20,23
21,15
21,82
22,79
23,14
23,56
23,65
24,41
25,24
Nº
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
t (min)
42,49
43,38
45,68
45,87
46,99
47,13
48,47
48,62
49,09
50,24
51,07
51,38
52,42
53,33
53,67
55,31
55,71
58,88
59,13
59,24
59,37
68
69
70
71
72
73
74
75
28,58
28,93
29,45
30,04
Compuestos
butirato de etilo
isobutanol
acetato de isoamilo
hexanoato de etilo
1-pentanol
acetato de hexilo
ciclohexanona
4-metil-1-pentanol
(Z)-2-penten-1-ol
3-metil-1-pentanol
lactato de etilo
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
3-etoxi-1-propanol
(Z)-3-hexen-1-ol
nonanal
2-butoxi-etanol
trimetil pirazina
(E)-2-hexen-1-ol
(Z)-2-hexen-1-ol
2-hidroxi-3-metil
butanoato de etilo
octanoato de etilo
derivado succinato I
1-octen-3-ol
ácido acético
1-heptanol
5-metil-2-hexanol
3-etil-2,5-dimethyl
pirazina
6-metil-5-hepten-2-ol
óxido de linalilo
tetrametil pirazina
4-nonanol (p.i.)
22
23
24
25
26
27
28
29
26,13
26,88
27,39
27,46
27,82
27,99
28,22
28,31
30
31
32
33
Compuestos
malonato de dietilo
(E)-6-metil-3,5-heptadien-2-ona
hotrienol
2,6-dimetil-2,4-heptadieno
γ-butirolactona
ácido butanoico
decanoato de etilo
succinato de etil metilo
benceneacetaldehído
2,6-dimetil-5-hepten-1-ol
ácido 3-metilbutanoico
2,6-heptadieno
α-terpineol
γ-caprolactona
3-metiltio-1-propanol
5-etoxidihidro-2(3H)furanona
epoxilinalol
derivado succinato II
salicilato de metilo
4-hidroxibutanoato de metilo
Nº
92
93
94
95
96
97
98
99
100
101
102
103
104
105
106
107
108
109
110
111
112
t (min)
77,33
77,79
79,86
81,62
81,85
82,83
83,33
84,15
85,14
85,96
86,53
86,67
86,79
88,61
89,32
89,44
91,50
92,59
93,39
95,87
98,36
Compuestos
δ-nonalactona
p-cresol
derivado succinato III
glutarato de etilo
eugenol
ácido siringico
4-vinilguaiacol
3,7-dimetil-1,7-octanediol
lactona (85)
hexadecanoato de etilo
ácido decanoico
siringol
cinamato de etilo
4-metil 5-tiazoletanol
ácido geránico
S-dihidroactinidiolide
siringato de metilo
ácido benzoico
oleato de etilo
linoleato de etilo
59,49
60,47
60,53
61,46
62,20
62,41
62,46
64,37
ß-citronellol
2-fenilacetato de etilo
nerol
succinato de etil propilo
ß-damascenona
ácido hexanoico
113
114
115
116
117
118
119
120
98,72
99,31
99,85
100,29
100,46
101,97
102,90
104,33
3-hidroxi-β-damascona
propenil siringol
ácido benceneacético
2-[(1-metiletil)tio]pentano
vainillina
N-(2-feniletil)acetamida
vainillato de metilo
derivado succinato IV
76
77
78
79
65,02
65,39
66,45
67,21
121
122
123
124
104,74
104,97
105,21
110,00
3-oxo-α-ionol
vainillato de etilo
acetovainillona
propio vainillona
2-etil-1-hexanol
1-metilciclohexeno
(E)-3-metil-2-penteno
80
81
82
83
67,46
67,99
69,07
70,99
125
126
127
128
110,15
111,91
113,24
115,29
vomifoliol
4-metil-bencenetiol
alil siringol
3-hidroxi-7,8-dihidro-β-ionol
vitispirano
benzaldehído
2-metil-dihidro,
3(2H)tiofenona
ácido propanoico
2-hidroxi-4-metilpentanoato de etilo
linalol
1-octanol
84
85
86
71,37
71,53
73,82
trans-geraniol
guaiacol
alcohol bencílico
trans-β-metil-γ-octalactona
(whiskey lactona)
N-(3-metilbutil)acetamida
3-hidroxi-octanoato de etilo
2-feniletanol
cis-β-metil-γ-octalactona
(whiskey lactona)
5-butil-dihidro-2(3H)-furanona
ácido (E)-3-hexenoico
fenol
34
35
36
37
30,99
32,46
32,89
33,92
38
39
40
34,12
34,54
34,90
129
130
131
116,02
116,19
116,98
3,4,5-trimetoxifenol
2,3-dehidro-4-oxo-ß-ionol
3,4-dimetoxifenol
41
42
36,19
36,83
87
88
74,84
75,16
γ-nonalactona
pantolactona
132
133
118,57
120,91
zingerona
butirovainillona
43
44
37,60
38,93
89
90
75,57
75,83
nerolidol
malato de dietilo
134
135
124,86
127,78
91
76,46
ácido octanoico
136
129,11
6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxo-α-ionol
ácido vainíllico
45
46
39,85
40,18
ácido isobutírico
2-hidroxi-propanoato de
pentilo
273
II.3.2. VINOS CENCIBEL DE LA VENDIMIA 2005
Se aplicó el tratamiento de microoxigenación a un vino Cencibel durante la fase de
armonización (después de la fermentación maloláctica) y según las recomendaciones
sugeridas por el suministrador del microoxigenador. Se suministraron diferentes dosis de
oxígeno divididas en tres fases, realizándose un muestreo y las correspondientes analíticas
durante el tratamiento de microoxigenación: análisis convencionales, estudio de la fracción
fenólica, aromática y el análisis sensorial a lo largo del proceso (42 días), realizándose los
análisis por duplicado, y tomando un vino sin tratamiento como control del ensayo.
II.3.2.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales
La Tabla II.7 muestra la composición general de los vinos control y microoxigenado
tras la fermentación maloláctica. El análisis de los azúcares residuales de los vinos nos dio
información acerca del correcto desarrollo de la fermentación alcohólica. Los principales
azúcares del mosto, glucosa y fructosa, son incorporados por transporte facilitado a la célula
para ser metabolizados. Sin embargo, la velocidad de desaparición del medio de la glucosa y
la fructosa es diferente, lo cual se debe principalmente a las diferencias de cinética de los
transportadores de estos dos azúcares. Esta diferencia se hizo especialmente notable al final
de la fermentación, donde la glucosa desapareció prácticamente del medio, quedando
cantidades superiores de fructosa sin metabolizar.
Teniendo en cuenta los valores de densidad y el contenido en azúcares residuales,
expresados como suma de glucosa y fructosa remanente, que fue en ambos vinos inferior a 5
g/L, permiten considerarse a dichos vinos como vinos secos. El grado alcohólico obtenido es
idóneo para el correcto equilibrio de los vinos.
La acidez es una característica de los productos derivados de la uva que confiere al
vino una serie de propiedades sensoriales, químicas y microbiológicas (Flowes, 1992;
Jackson y col., 1994; Boulton y col., 1998).
Los vinos contienen importantes cantidades de ácidos orgánicos, entre los cuáles el
ácido tartárico y málico son los principales ácidos presentes en los mostos. Durante la
fermentación maloláctica, el ácido málico es transformado en ácido láctico por las bacterias
274
lácticas (Radler, 1993). A la vista de los resultados, puede observarse el idóneo desarrollo de
la fermentación maloláctica para ambos vinos.
Por otro lado, el ácido glucónico es un ácido presente en los vinos e imparte un sabor
amargo aunque refrescante. Dicho ácido es un indicativo de la presencia de Botrytis en el
vino (Flanzy, 2000), llegando a valores entre 1-2 g/L en caso de presencia microbiana,
situándose los vinos objeto de estudio por debajo de dicho límite. De igual forma, la
glicerina, producto secundario de la fermentación alcohólica, confiere al vino suavidad y
untuosidad. Puede utilizarse igualmente como indicativa de la presencia de Botrytis,
pudiendo alcanzar una concentración de 20 g/L en estos casos.
La acidez volátil hace referencia a un grupo de ácidos volátiles orgánicos de cadena
corta, siendo el ácido acético el que constituye el 90% de la acidez volátil. Aún teniendo una
acidez volátil algo elevada, los vinos no superaron el límite legal establecido (0.8 g/L).
Según la Tabla II.7, el tratamiento de microoxigenación no afectó en gran medida a
los resultados de análisis convencionales. Por ello, resultó necesario profundizar en los
aspectos químicos derivados de dicho tratamiento en materia de análisis de compuestos
fenólicos y volátiles, de manera complementaria con el análisis sensorial.
Tabla II.7 Análisis convencionales realizados a los vinos control (C) y microoxigenados (M) tras el
tratamiento de microoxigenación realizado tras la fermentación maloláctica.
acidez total (g/L ác tartárico)
acidez volátil (g/L ác. acético)
pH
densidad
fructosa (g/L)
glicerina (g/L)
glucosa (g/L)
ácido L-láctico (g/L)
IPT
C
4,52
0,76
3,90
0,9915
19
63
12,98
<1,50
<1,20
9,66
<0,20
0,69
0,45
1,91
2,04
<0,10
45
M
4,58
0,77
3,92
0,9915
20
64
13,02
<1,50
<1,20
9,74
<0,20
0,72
0,55
1,86
2,11
<0,10
44
275
II.3.2.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y características
cromáticas
Como consecuencia de la fermentación tradicional en tinto, los compuestos fenólicos
son extraídos de los hollejos que están en contacto con el mosto, y que son responsables del
color de los vinos tintos jóvenes (Flanzy, 2000; Ribéreau-Gayon y col., 2000). Las Tablas
A.II.8-A.II.14 muestran las concentraciones medias de los principales compuestos fenólicos
de los vinos identificados mediante HPLC-MS y espectrofotometría, y clasificados por
familias en función de la longitud de onda de máxima absorción: derivados de ácidos
hidroxicinámicos, flavan-3-oles, flavonoles, antocianos y pigmentos derivados de éstos
últimos.
1. Ácidos hidroxicinámicos
El principal derivado de ácido hidroxicinámico presente en los vinos Cencibel, tanto
control como microoxigenado, tras la fermentación maloláctica fue el ácido t-caftárico
(Tabla A.II.8), seguido de los ácidos t-cutárico y t-fertárico. Las cantidades de ácido ccutárico se situaron por debajo de su correspondiente isómero (Hermosín-Gutiérrez y col.,
2005).
A lo largo del tiempo, se observó una clara hidrólisis de los ésteres tartáricos
derivados de ácidos hidroxicinámicos (t-caftárico, t- y c-cutárico y t-fertárico), aumentando
paralelamente las concentraciones de los ácidos de los cuáles proceden, para los vinos control
y microoxigenados. Se observó el elevado grado de hidrólisis de los ésteres tartáricos del
ácido cumárico (t- y c-cutáricos), con un porcentaje de disminución en torno al 97%, seguido
del ácido t-caftárico (85%) y t-fertárico (62%). Dicha disminución no se correlacionó
exactamente con el aumento de sus correspondientes ácidos hidroxicinámicos. Este hecho se
explica partiendo de la base de que los ácidos hidroxicinámicos participan en numerosas
reacciones químicas, como su reacción con antocianos monómeros que originan hidroxifenilpiranoantocianos, disminuyendo así la concentración de su forma libre. Pese al menor
porcentaje de formación del ácido cafeico, este ácido hidroxicinámico fue el predominante en
los vinos tintos Cencibel tras la fermentación maloláctica (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005).
Entre las reacciones químicas en las que es partícipe el ácido t-caftárico está la
formación del ácido 2-S-glutationilcaftárico (t-GRP), resultado de la adición nucleófila del
276
glutatión sobre la quinona del ácido t-caftárico generado por oxidación enzimática de este
último. La marcada variabilidad a lo largo del tiempo puede ser debida a la cantidad de
glutatión disponible en el medio (Singleton y col., 1984 y 1985; Cheynier y col., 1986). El
ácido t-GRP es ya formado durante el estrujado de las uvas, momento en el que está presente
una gran concentración de oxígeno. Por tanto, las pequeñas dosis de oxígeno suministradas
durante la microoxigenación no parece que afectaran a dicho compuesto.
Del estudio comparativo de los vinos con y sin tratamiento de microoxigenación, se
observó una concentración superior del ácido t-caftárico en los vinos microoxigenados, en
detrimento de una menor concentración de ácido cafeico durante prácticamente todo el
tratamiento de microoxigenación, de manera significativa a partir de la segunda fase del
tratamiento de microoxigenación (Tabla A.II.8).
Una evolución similar sufrieron los ácidos t- y c-cutárico hasta la segunda e inicio de
la tercera fase del tratamiento de microoxigenación, aunque sin diferencias significativas para
el ácido c-cutárico. Así, sus concentraciones fueron superiores en los vinos sometidos al
tratamiento de microoxigenación durante esta fase, momento a partir del cual las
concentraciones para ambos vinos se igualaron, no afectándoles el aumento en la dosis de
oxígeno suministrada en la tercera fase. Este hecho estuvo estrechamente relacionado con la
evolución del ácido cumárico correspondiente (Tabla A.II.8). El ácido ferúlico y su éster
tartárico no presentaron diferencias significativas en la concentración presente para ambos
vinos.
A juzgar por los resultados obtenidos para los derivados de ácidos hidroxicinámicos,
puede afirmarse que los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica no sufrieron
una hidrólisis tan intensa como los vinos sin tratamiento de oxigenación, ya que presentaron
concentraciones significativamente superiores de los ácidos t-caftárico y t-cutárico en
concordancia con las cantidades inferiores de sus ácidos hidroxicinámicos. No existe
bibliografía sobre la influencia de la microoxigenación tras la fermentación maloláctica sobre
la concentración y evolución de cada derivado de ácidos hidroxicinámicos.
277
2. Flavan-3-oles
En relación a los flavan-3-oles identificados mediante HPLC-MS, la (+)-catequina fue
el principal flavan-3-ol presente en los vinos Cencibel al final de la fermentación maloláctica
(Tabla A.II.9).
La (+)-catequina sufrió un aumento a lo largo del tiempo para los vinos control y
microoxigenados, tal y como ha sido descrito por Hermosín-Gutiérrez y col. (2005). Las
diferencias en la evolución de la concentración de flavan-3-oles monómeros puede ser
atribuible a diferentes causas: por un lado, la concentración de flavan-3-oles monómeros
tiende a disminuir debido a que están implicados en reacciones de oxidación, así como en
reacciones de polimerización tanino-tanino y aductos antociano-tanino (o tanino-antociano);
por otro lado, un incremento en la concentración de flavan-3-oles monómeros puede ser
debido a su liberación por parte de los precursores galoilados (Hermosín-Gutiérrez y col.,
2005). Estas variaciones se ponen de manifiesto de igual forma en la medida
espectrofotométrica global de los derivados de los flavan-3-oles.
La (-)-epicatequina no sufrió variaciones a lo largo del tiempo, al igual que el ácido
gálico, por lo que puede afirmarse que la reacciones de hidrólisis del galato de (-)epicatequina son prácticamente inexistentes.
Respecto al efecto que sobre la fracción de flavan-3-oles ejerció el tratamiento de
oxigenación aplicado tras la fermentación maloláctica de los vinos tintos, no existieron
diferencias significativas según el test de “t de Student” (Tabla A.II.9). Sin embargo, pudo
observarse que la (+)-catequina y (-)-epicatequina poseían concentraciones superiores en los
vinos microoxigenados hasta la segunda fase del tratamiento de microoxigenación, momento
a partir del cuál un aumento en la dosis de oxígeno provocó que dichas variaciones, aunque
sin diferencias significativas, tendieran a invertirse (Vidal y col., 2002; McCord, 2003). Así,
los vinos microoxigenados poseían un menor porcentaje de polimerización (taninos
condensados) hasta la segunda fase del tratamiento, que podrían influir de manera positiva en
la disminución de la astringencia.
278
3. Flavonoles
La mayor parte de los flavonoles identificados en los vinos Cencibel de la vendimia
2005 fueron glicosilados, siendo el principal la miricetina-3-glucósido, seguido de la
quercetina-3-glucurónido y quercetina-3-glucósido, como ya fue descrito por Cheynier y col.
(1986).
A lo largo del tiempo (Tabla A.II.10), en los vinos con y sin tratamiento de
oxigenación se observó una disminución en la concentración de los compuestos
pertenecientes a la familia de flavonoles (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005), de entre 20-30%
para los flavonoles glicosilados y algo superior para las agliconas (30-50%) (Figura II.22).
Dichas variaciones se produjeron prácticamente durante la primera y segunda fase del
proceso de microoxigenación, momento a partir del cuál se mantuvieron constantes, salvo
algunas variaciones. Dicha evolución fue corroborada mediante la determinación global
espectrofotométrica de la familia de flavonoles (Tabla A.II.13).
Las pérdidas de flavonoles glicosilados no pueden ser explicadas únicamente por la
hidrólisis del enlace glicosídico, debido a que no hubo un incremento paralelo de la
concentración de las agliconas de las que derivan. Así, hay que tener en cuenta la existencia
de otro tipo de reacciones, tales como reacciones de condensación u oxidación, en las que
están involucrados los flavonoles glicósidos y/o sus agliconas tras su liberación (HermosínGutiérrez y col., 2005), e incluso pueden producirse pérdidas por precipitación de las
agliconas, que son bastante insolubles en el medio hidroalcohólico que es el vino.
Según se muestra en la Tabla A.II.10, el efecto de la microoxigenación sobre los
flavonoles glicosilados fue escasa o prácticamente inexistente, según el test de “t de
Student”. Sin embargo, se observaron diferencias significativas en cuánto a las agliconas se
refiere, especialmente en kaempferol y en menor medida para la quercetina (Castellari y col.,
2000). A pesar de que el tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa
al perfil de flavonoles, se observaron pequeñas variaciones entre las distintas fases del
tratamiento. Así, de manera general, la microoxigenación hizo disminuir mínimamente la
concentración de flavonoles en los vinos durante la primera y segunda fase del tratamiento,
especialmente las formas glicosiladas.
279
En base a los resultados obtenidos, puede afirmarse que los vinos microoxigenados
sufrieron una hidrólisis del enlace glicosídico algo más rápida y superior (McCord, 2003) que
los vinos control, cuya hidrólisis fue más atenuada pero más duradera en el tiempo.
250
Conc. (mg/L)
200
150
100
50
0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
días
antocianos control
antocianos microox
flavonoles control
flavonoles microox
Figura II.22. Evolución de la suma de antocianos y flavonoles identificados por HPLC-MS a lo largo
del tratamiento de microoxigenación, para los vinos control y microoxigenados.
4. Antocianos
En la fracción de antocianos nativos de la uva se observaron algunas variaciones a lo
largo del tiempo y en lo que al tratamiento de microoxigenación se refiere (Tabla A.II.11).
Tanto en los vinos control como microoxigenados, se observó una disminución con el
tiempo en la concentración de prácticamente todos los antocianos monómeros identificados
(Gao y col., 1997; Atanasova y col., 2002), la cual fue apreciable sobre todo en los derivados
no acilados de petunidina y malvidina, con un % de pérdida del 30 y 45% respectivamente,
así como en los derivados no acilados y p-cumarilados de la delfinidina (23 y 10%) y
peonidina (en torno al 10%). Como consecuencia, se produjo una clara disminución del % de
copigmentación a lo largo del tiempo (Tabla A.II.12) para ambos vinos, en concordancia
con la intensidad de color (Atanasova y col., 2002). Dicha disminución está asociada, entre
otros factores, a la disminución en la concentración de antocianos monómeros y flavonoles
(copigmentos) a lo largo del tiempo (observada en las Tablas A.II.10 y A.II.11) e influyendo
como consecuencia en la menor formación de complejos de copigmentación (Baranac y col.,
1996, 1997a y b). De manera paralela fue observado un aumento del % de polimerización de
los vinos, debido a que los antocianos monómeros están envueltos en una serie de reacciones
280
químicas dando lugar a pigmentos oligómeros y polímeros de mayor peso molecular, por
reacción con flavan-3-oles (Es-Safi y col., 2002; Schwarz y col., 2005).
Posteriormente, se observó una ligera disminución de antocianos en la tercera fase del
tratamiento de microoxigenación (donde la dosis de oxígeno fue aumentada), que se mantuvo
hasta el final del mismo. Este hecho supuso un incremento en el % de polimerización de los
vinos sometidos al tratamiento de microoxigenación (día 42) (Tabla A.II.12) que podría
responder al argumento de Pour-Nikfardjam y col. (2003) como indicativo de que podría
haber dado lugar una sobre-oxidación de los vinos. Dicha evolución fue observada
igualmente mediante la medida espectrofotométrica global de los antocianos (Tabla
A.II.13).
La copigmentación normalmente induce un efecto batocrómico en los vinos tintos
jóvenes, produciendo un incremento en la tonalidad azulada. Debido al mayor descenso
significativo en el % de copigmentación para los vinos microoxigenados (Tabla A.II.12), su
tonalidad presentó valores de b* mayores, es decir, con mayor contribución a la componente
amarilla. Por otro lado, la disminución en el % copigmentación provocó también la pérdida
del efecto hipercrómico asociado a este fenómeno, haciendo que los vinos microoxigenados
fueran más claros (con mayores valores de L*) que sus respectivos controles (Cano-López y
col., 2006).
Estadísticamente (según el test de “t de Student”), existieron escasas diferencias en la
fracción antociánica entre los vinos control y microoxigenados tras la fermentación
maloláctica. Los derivados p-cumarilados de delfinidina, petunidina, peonidina y malvidina
mostraron diferencias significativas tras la aplicación del oxígeno de la segunda fase y
principios de la tercera (con concentraciones significativamente inferiores en los vinos
microoxigenados), mostrándose indiferentes al aumentar la dosis de oxígeno en el tiempo
(Tabla A.II.11). Cabe destacar las diferencias significativas durante todo el proceso del
derivado no acilado del 3-glucósido de delfinidina.
El
efecto
que
sobre
la
fracción
antociánica
ejerció
el
tratamiento
de
microoxigenación, apenas fue considerable (Figura II.22), aunque cabe destacar que las
concentraciónes en antocianos monómeros fueron superiores en los vinos control al inicio del
tratamiento (Atanasova y col., 2002).
281
5. Piranoantocianos
Los piranoantocianos identificados en los vinos tintos de la variedad Cencibel
estuvieron presentes en cantidades inferiores a 1 mg/L, con excepción de la vitisina tipo B
derivada de la malvidina-3-glucósido, piranoantociano mayoritario en dichos vinos. Sin
embargo, pueden tener una importancia relevante en el color de los vinos tintos. Al pH del
vino, la concentración necesaria de malvidina-3-glucósido para obtener un valor de
absorbancia de 1 a 520 nm, es de 260 mg/L, comparada con 29 mg/L de la vitisina tipo A
(Lee y col., 2004). Los antocianos al pH del vino no contribuyen en gran medida al color del
vino tinto, por lo que éste depende de otros pigmentos más resistentes al pH y a la
decoloración por SO2, aunque aparezcan como picos minoritarios en HPLC (Vivar-Quintana
y col., 2002).
Los piranoantocianos a lo largo del tiempo (Tabla A.II.14) sufrieron una evolución
similar y variable según la dosis de oxígeno suministrada al vino. Para ello, se hará hincapié
en aquellos piranoantocianos con diferencias significativas durante la evolución del
tratamiento de microoxigenación, así como los posibles factores que actúan en concordancia
con ellos. Los piranoantocianos mayoritarios presentes en los vinos Cencibel de la vendimia
2005 han sido identificados por HPLC-MS, según la Figura II.23.
Intens.
mAU
MICROOX000110.D: UV Chromatogram, 516-524 nm
DAD 520 nm
400
200
0
x106
2.0
MICROOX000110.D: EIC 399 +All
MS+
Vit A Mv-3-glc
1.5
1.0
Vit A Mv-3-pcum-glc
EIC m/z = 399
0.5
0.0
x106
6
4
EIC m/z = 355
Vit B Mv-3-glc
Vit B Mv-3-acet-glc
Vit B Mv-3-pcum-glc
2
0
x106
2.0
1.5
Mv-3-glc-4vf
EIC m/z = 447
Mv-3-acet-glc-4vf
Mv-3-pcum-glc-4vf
1.0
0.5
0.0
20
25
30
35
40
45
Time [min]
Figura II.23. Cromatograma a 520 nm y cromatogramas de ión extraído (EIC; modo de ionización
positivo) para las vitisinas tipo A (m/z = 399), vitisinas tipo B (m/z = 355) e hidroxifenilpiranoantocianos derivados del ácido p-cumárico y la malvidina-3-glucósido (m/z = 447).
282
La evolución de la vitisina tipo B no acilada, acetilada y/o p-cumarilada, a lo largo del
tiempo y tratamiento de microoxigenación se muestra en la Figura II.24. Puede observarse
la disminución significativa en la concentración de las tres formas identificadas de la vitisina
tipo B al inicio del tratamiento en los vinos microoxigenados (Tabla A.II.14).
Posteriormente, las concentraciones se equipararon con las de los vinos control coincidiendo
con la disminución en la dosis de oxígeno (segunda fase del tratamiento), para evolucionar de
manera similar en atenuación a lo largo del tratamiento para ambos vinos, teniendo una
concentración significativamente superior de los derivados de la vitisina tipo B en los vinos
microoxigenados. Este hecho concuerda con la mayor concentración de acetaldehído en
dichos vinos (que se verá posteriormente) debido a la oxidación por parte del oxígeno
presente de forma externa y el suministrado en el proceso de microoxigenación.
Posteriormente, prácticamente al final del tratamiento, se observó un ligero aumento de
concentración de las vitisinas tipo B en los vinos control, donde se invirtió el orden de
concentración entre ambos vinos, hecho que ocurrió de igual forma para el acetaldehído. Así,
puede afirmarse que las vitisinas tipo B evolucionan en el mismo sentido que el acetaldehído,
siendo éste el factor limitante de su formación.
4,0
3,5
Conc. (mg/L)
3,0
2,5
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
días
Vit B-glc control
Vit B-acet-glc control
Vit B-pcum-glc control
Vit B-glc microox
Vit B-acet-glc microox
Vit B-pcum-glc microox
Figura II.24. Evolución de la vitisina B no acilada, acetilada y p-cumarilada para los vinos control y
microoxigenado de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 a lo largo del tratamiento de
microoxigenación.
Otra familia de compuestos a destacar fueron los carboxipiranoantocianos (vitisinas
tipo A), los cuáles confieren un color anaranjado al pH del vino. Su formación resulta de la
283
reacción de cicloadición del ácido pirúvico en su posición C4 y el OH en posición 5 del
antociano (Fulcrand y col., 1998; Mateus, y col., 2001). La vitisina A, fruto de la reacción
entre el ácido pirúvico y la malvidina-3-glucósido, sufrió la misma evolución que los
derivados de la vitisina tipo B, citados con anterioridad, aunque de manera menos acusada.
La presencia de pigmentos piranoantociánicos como la vitisina A y sus derivados
influyeron en las tonalidades anaranjadas de los vinos microoxigenados (mayores valores de
b*) (Schwarz y col., 2005; Cruz y col., 2008). Dicha evolución se apreció de manera
significativa prácticamente al final del segundo tratamiento de microoxigenación (Tabla
A.II.15).
Además, han sido descritos una serie de piranoantocianos derivados de la reacción
entre
antocianos
monómeros
y
ácidos
hidroxicinámicos
(o
sus
4-vinilfenoles
correspondientes), denominados hidroxifenil-piranoantocianos (Fulcrand y col., 1996;
Schwarz y col., 2003a; Rentzsch y col., 2007a; Castañeda-Ovando y col., 2009), siendo los
derivados de la malvidina-3-glucósido los presentes en mayores cantidades en los vinos
tintos. Estos compuestos son el resultado de la reacción entre la malvidina-3-glucósido y el
derivado vinílico de un ácido hidroxicinámico (4-vinilfenoles), procedente éste de la
hidrólisis enzimática de su éster tartárico, que posteriormente sufre una descarboxilación para
dar lugar al derivado vinílico (Cameira dos Santos y col., 1996; Schwarz y col., 2005).
Recientemente, ha sido descrita la reacción química directa entre la malvidina-3-glucósido y
el ácido cafeico (Schwarz y col., 2003c), dando lugar a la malvidina-3-glucósido-4vinilcatecol o pinotina A. Si el piranoantociano deriva del ácido cumárico se forma la
malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol, o la malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol si procede
del ácido ferúlico.
Según muestra la Figura II.25, la evolución de los ácidos hidroxicinámicos durante el
tiempo y el tratamiento de microoxigenación estuvo en concordancia con la formación y
evolución de los piranoantocianos de los que forman parte (Rentzsch y col., 2007a). Este
hecho sugiere una formación ya durante la fermentación alcohólica, debido a una hidrólisis
enzimática de los correspondientes ésteres tartáricos de ácidos hidroxicinámicos y posterior
descarboxilación enzimática de dichos ácidos, o bien por reacción directa entre los ácidos y
antocianos.
284
Respecto a la evolución de los hidroxifenil-piranoantocianos, se observó cómo
durante la primera semana, los vinos microoxigenados sufrieron una disminución en su
concentración, aunque no de manera tan significativa como las vitisinas tipo B, que se
relacionó con la disminución paralela de los ácidos hidroxicinámicos de los que proceden.
Durante la segunda fase del tratamiento, los vinos sufrieron una disminución en la
concentración de hidroxifenil-piranoantocianos, más brusca en el caso de los vinos control.
Posteriormente, sufrieron un incremento hasta equipararse a los valores iniciales, con
excepción de la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol. En los vinos microoxigenados, tras la
primera semana, la concentración de dichos compuestos se vio incrementada ligeramente
equiparándose a los vinos control. Posteriormente, dicho aumento continuó coincidiendo con
el aumento en la dosis de oxígeno (tercera fase del tratamiento de microoxigenación). La
concentración de pinotina A en el vino microoxigenado final fue significativamente superior
al inicial, a diferencia de la malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol que no es detectada en
ninguno de los vinos.
La concentración de los ácidos hidroxicinámicos en los vinos control prácticamente al
término del tratamiento se vió incrementada de manera significativa, reactivándose la
formación de los respectivos hidroxifenil-piranoantocianos. Este hecho sugiere una reacción
directa entre los ácidos hidroxicinámicos liberados con la malvidina-3-glucósido, la cuál se
vio igualmente incrementada (Schwarz y col., 2003c; Rentzsch y col., 2007a).
Los ácidos hidroxicinámicos sufrieron un incremento en su concentración a lo largo
del tiempo de tratamiento, debido a la hidrólisis de sus ésteres tartáricos, siendo ésta menor
para los vinos microoxigenados. Puede observarse la relación entre los ácidos
hidroxicinámicos y los hidroxifenil-piranoantocianos derivados de ellos (Figura II.25), ya
que los vinos microoxigenados poseían menores concentraciones de hidroxifenilpiranoantocianos cuando la concentración de sus respectivos ácidos hidroxicinámicos fue
inferior.
285
30
1,4
20
1,2
15
14
a
1,0
Conc. (mg/L)
Conc. (mg/L)
b
b
25
0,8
0,6
0,4
0,2
12
10
8
6
2,0
0,0
0
10
20
30
40
50
días
1,5
1,0
Pinotina A control
Mv-3-glc-4vf control
Mv-3-glc-4vg control
Pinotina A microox
Mv-3-glc-4vf microox
Mv-3-glc-4vg microox
0,5
0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
días
caf control
caf control
cum control
caf microox
cum control
caf microox
cum microox
fer control
cum microox
fer microox
Figura II.25. Evolución durante el tratamiento de microoxigenación tras la fermentación maloláctica
de los hidroxifenil-piranoantocianos derivados de vinilfenoles (a) y ácidos hidroxicinámicos (b)
presentes en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005. Abreviaturas: vf, vinilfenol; vg,
vinilguaiacol; caf, ácido cafeico; cum, ácido p-cumárico; fer, ácido ferúlico; glc, glucósido.
II.3.2.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil
a) Efecto de la microoxigenación sobre la composición volátil mayoritaria llevada a cabo
mediante Cromatografía de Gases-FID
En la Figura II.26 se muestra la evolución de las concentraciones medias (mg/L) de
los compuestos volátiles mayoritarios a lo largo del tiempo y del tratamiento de
microoxigenación.
El acetaldehído es el aldehído mayoritario en el vino. Está originado principalmente
por el metabolismo de las levaduras, y se asocia con aromas afrutados y con notas a nueces o
frutos secos. La cantidad de acetaldehído está estrechamente relacionada con la dotación
enzimática de la cepa de levadura utilizada (Marchetti y col., 1987; Briones y col., 1995) y
con las condiciones de fermentación (Herraiz y col., 1989).
A partir de la primera semana de la finalización de la fermentación maloláctica, la
concentración de acetaldehído disminuyó para los vinos control, a diferencia de los vinos
microoxigenados, cuya concentración permaneció constante hasta la finalización de la
segunda fase del tratamiento de oxigenación. Esta causa puede deberse al hecho de que el
oxígeno favorece la oxidación del etanol formado durante la fermentación, dando lugar a
acetaldehído (Heux y col., 2006). Curiosamente, al aumentar la dosis de oxígeno,
286
correspondiente a la tercera fase del tratamiento, las concentraciones de acetaldehído en los
vinos microoxigenados descendieron considerablemente para igualarse a las presentes en los
vinos control. Dicha disminución podría deberse al aumento en la concentración de los
acetatos (Tabla A.II.16) y en particular, del acetato de etilo (Figura II.26b).
En cuanto al acetato de etilo, los vinos microoxigenados sufrieron la misma evolución
y poseían concentraciones similares que los respectivos vinos control cuando las dosis
suministradas de oxígeno fueron pequeñas en los compuestos volátiles presentes en la Figura
II.26. Sin embargo, al aumentar la cantidad de oxígeno en el vino (tercera fase), las
cantidades de acetato de etilo se vieron incrementadas respecto de las presentes en los vinos
control, si bien ambos vinos siguieron una evolución ascendente en su concentración. En
cualquier caso, los valores obtenidos para ambos vinos no superaron el límite a partir del cuál
dicho compuesto aporta características sensoriales negativas (100 mg/L), descritas como
goma o pegamento por Ribèreau-Gayon y col. (2000).
El metanol, uno de los alcoholes mayoritarios en el vino, proviene principalmente de
la desmetilación de las pectinas del hollejo. Su concentración puede variar en función de la
dotación enzimática del fruto y de los tratamiento prefermentativos de la vendimia
(estrujado, intensidad de la prensada, clarificación del mosto, maceración con hollejos,...).
Excepto pequeñas variaciones, el metanol no sufrió grandes cambios a lo largo del tiempo y
no vio influenciado de manera significativa por la presencia del oxígeno. En todos los casos,
no fue superado el límite legal permitido por razones de salubridad, situado en 250 mg/L
(Bertuccioli y col., 1983).
Los alcoholes formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica (Figura
II.26 c-g) siguieron una evolución similar en ambos vinos, si bien los vinos microoxigenados
poseían mayores concentraciones en todos los alcoholes, con excepción del metanol. A partir
de la tercera fase del tratamiento y coincidiendo con el suministro de mayores cantidades de
oxígeno, las concentraciones de los alcoholes aumentaron de manera significativa en los
vinos microoxigenados, situándose en unos valores superiores al vino control.
287
140
Conc. acetato de etilo (mg/L)
Conc. acetaldehído (mg/L)
a
120
100
80
60
40
20
0
0
10
20
30
40
50
90
b
80
70
60
50
40
30
0
10
20
días
110
100
90
80
70
60
50
40
30
Microox
c
0
10
20
Conc. isobutanol (mg/L)
Conc. metanol (mg/L)
Control
30
40
55
Control
Microox
20
30
30
10
días
Control
Microox
36
34
32
30
10
20
30
40
60
Microox
f
55
50
45
40
35
30
0
50
10
20
30
40
50
días
días
Control
Microox
Conc. 3-metil-1-butanol
(mg/L)
Control
50
35
0
38
0
40
40
50
e
40
50
45
Conc. 2-metil-1-butanol
(mg/L)
Conc. 1-propanol (mg/L)
42
40
d
50
días
Control
30
días
250
Microox
g
230
210
190
170
150
0
10
20
30
40
50
días
Control
Microox
Figura II.26. Evolución a lo largo del tratamiento de microoxigenación de los compuestos volátiles
mayoritarios de los vinos control e microoxigenados de la variedad Cencibel de la vendimia 2005. a,
acetaldehído; b, acetato de etilo; c, metanol; d, isobutanol; e, 1-propanol; f, 2-metil-1-butanol; g, 3metil-1-butanol.
Ambos vinos no sobrepasaron el valor límite establecido para el 3-metil-1-butanol,
situado en 300 mg/L, a partir del cuál proporciona al vino características sensoriales
negativas a rancio o queso (Etiévant y col., 1991; Dubois, 1994a y b; Callejón y col., 2008a).
288
Sin embargo, aunque lejos del valor a partir del cuál la concentración de los alcoholes
formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica entraña defectos en el aroma
(1 g/L) (Etiévant, 1991; Dubois, 1994a y b), su aumento en la tercera etapa de la
microoxigenación hace pensar de nuevo en una sobre-oxidación.
b) Efecto de la microoxigenación sobre la composición volátil minoritaria llevada a cabo
mediante Cromatografía de Gases-Espectrometría de Masas
La Tabla A.II.16 muestra los compuestos volátiles minoritarios en los vinos tintos
Cencibel después de la fermentación maloláctica, antes y después del tratamiento de
microoxigenación. Cabe destacar la escasa bibliografía en relación al efecto del tratamiento
de microoxigenación sobre la fracción volátil de vinos tintos tras la fermentación
maloláctica.
De manera general, puede observarse el aumento en la concentración total de ésteres,
alcoholes C6 y compuestos bencénicos a lo largo del tiempo (Figuras II.27 y II.28). El
tratamiento de microoxigenación influyó en dicho aumento para las familias de alcoholes C6,
ácidos y compuestos bencénicos. Cabe destacar que las cantidades de terpenos y lactonas se
vieron disminuidas a lo largo del tiempo para los vinos control, influyendo positivamente el
aporte de oxígeno a los vinos en la conservación del aroma floral (Callejón y col., 2005a;
Hernández-Orte y col., 2009) y afrutado (Culleré y col., 2004).
12000
Conc. (ug/L)
10000
8000
6000
4000
2000
0
ésteres
ácidos
antes Mox
C fin Mox
bencénicos
M fin Mox
Figura II.27. Concentración (μg/L) de las familias de ésteres, ácidos y compuestos bencénicos
presentes en los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Cencibel de la vendimia
2005 antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox).
289
800
700
Conc. (ug/L)
600
500
400
300
200
100
0
alcoholes
alcoholes C6
antes Mox
terpenos
C fin Mox
lactonas
C13-norisoprenoides
M fin Mox
Figura II.28. Concentración (μg/L) de las familias de alcoholes, alcoholes C6, terpenos, lactonas y
C13-norisoprenoides presentes en los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad
Cencibel de la vendimia 2005 antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox).
De manera más pormenorizada, el aumento a lo largo del tiempo de la concentración
de ésteres se debió principalmente al succinato de dietilo (González-Viñas y col., 1996) y al
2-hidroxipropanoato de etilo, que triplicaron su concentración, con concentraciones similares
para los vinos con y sin tratamiento (Tabla A.II.16). Respecto a los derivados del succinato,
se observó un aumento en el monosuccinato de dietilo para ambos vinos, aunque mucho más
acusado para los vinos microoxigenados, así como del monosuccinato de etil metilo para los
vinos con tratamiento de oxigenación. Ese efecto ha sido observado en vinos blancos
almacenados en botella (Pérez-Coello y col., 1999b).
El incremento de dichos ésteres, junto con el malato de dietilo, ha sido descrito por
Brock y col. (1984) en el vino de Jerez, donde el oxígeno participó en una forma activa
durante su elaboración. Además, se ha observado una buena correlación entre la edad del
vino de Oporto y la concentración en dichos ésteres (De Revel y col., 1996; Silva-Ferreira y
col., 1996).
El butanoato de etilo y hexanoato de etilo se vieron influidos positivamente por el
tratamiento de microoxigenación, en el sentido de que sus concentraciones no mostraron
modificaciones respecto al valor inicial, a diferencia de los vinos control que sufrieron una
importante atenuación. Dichos compuestos contribuyen al aroma afrutado de los vinos
(Culleré y col., 2004).
290
Sin embargo se observó la disminución en los vinos microoxigenados,
independientemente del tratamiento de microoxigenación, de la concentración del diacetato
de 1,4-butanediol (en torno al 70%) y en menor medida del acetato de 3-metil-1-butilo,
octanoato de etilo y acetato de 2-feniletilo (entre 20-35%).
Los valores totales de alcoholes alifáticos no se vieron modificaron ni por el tiempo ni
por el tratamiento de oxigenación. Aún así, se observaron pérdidas en la concentración de 4metil-1-pentanol y ganancias en la del 3-metiltio-1-propanol a lo largo del tiempo, sin
influencia del tratamiento de microoxigenación.
La presencia de alcoholes C6 en los vinos se relaciona principalmente con el estado de
madurez de la vendimia, así como con los tratamientos pre-fermentativos (acción de las
lipooxigenasas y contacto con las partes sólidas), y por tanto su concentración se suele
considerar independiente de la variedad (Sánchez-Palomo y col., 2005).
El aumento observado a lo largo del tiempo en la familia de alcoholes C6 fue
propiciado por el 1-hexanol, alcohol de seis átomos de carbono más abundante en la fracción
volátil libre de los vinos, estando influido de manera significativa por el tratamiento de
microoxigenación, debido a la oxidación de hexanal procedente de la uva. Así, fue observado
un incremento en dicho compuesto, propiciando el aumento de las notas verdes para los
vinos microoxigenados (Ortega-Heras y col., 2008), contrariamente a los resultados
obtenidos por Hernández-Orte y col. (2009).
A la vista de los resultados, se observó un aumento de los ácidos presentes en los
vinos microoxigenados al final del tratamiento por oxidación, manteniéndose invariables los
vinos control (Tabla A.II.16). Este hecho se debió sobre todo a los valores elevados de
ácidos de cadena larga presentes en los vinos con tratamiento de oxigenación. Dichos ácidos
poseen un aroma graso, por lo que puede influir en la palatabilidad de los vinos (Ferreira y
col., 2004). A lo largo del tratamiento, se observaron aumentos en las concentraciones de
ácido acético, ácido 3-metilbutanoico, ácido hexanoico, ácido octanoico y ácido glutámico,
las cuales fueron ligeramente superiores en los vinos procedentes de oxigenación. Estos
ácidos no contribuyen de manera positiva al aroma global del vino, ya que poseen atributos a
queso, ácido graso y umami.
291
A pesar de que cuantitativamente son un grupo de compuestos minoritarios en los
vinos, la importancia de los C13-norisoprenoides radica en sus valores bajos de umbrales de
percepción olfativa, pudiendo contribuir de manera individual o sinérgica al aroma final del
vino. Durante la microoxigenación, se produjeron pérdidas en los C13-norisoprenoides ßdamascenona (considerado como un compuestos impacto con aromas afrutado y dulzón) y αionol, a cambio de la formación de su derivado 6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxo-α-ionol. Este
hecho puede deberse a una oxigenación excesiva de los vinos microoxigenados, que es
corroborada por Silva-Ferreira y col. (2004) y Du Toit y col. (2006a).
Cabe destacar la disminución en los vinos control de terpenos, manteniendo constate
su concentración en vinos procedentes de oxigenación (Hernández-Orte y col., 2009) y, con
ella la del aroma floral de dichos vinos.
Dentro del grupo de compuestos bencénicos (Tabla A.II.16), grupo mayoritario
cuantitativamente junto con los ésteres, se engloban alcoholes superiores aromáticos,
aldehídos y fenoles volátiles y derivados del ácido shikímico, entre otros. Algunos de estos
compuestos se forman por el metabolismo de las levaduras, como el 4-vinilguaiacol, mientras
que otros están presentes de manera natural en la uva, como el benzaldehído. Dichos
compuestos incrementan con el tiempo, debido a que algunos forman parte de la fracción
ligada del aroma (Sánchez-Palomo y col., 2005).
El aumento a lo largo del tiempo en la concentración de la familia de compuestos
bencénicos, se debió principalmente al 2-feniletanol, cuya concentración fue superior al
límite de su umbral de percepción olfativa (10 mg/L) en el caso de los vinos
microoxigenados (Ortega-Heras y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009). Dicho
compuesto procede principalmente del metabolismo de las levaduras (Etiévant, 1991; Marais
y col., 1992) y destaca por su aroma floral y notas a rosas.
Entre los fenoles volátiles, cabe destacar el aumento producido en los vinos
microoxigenados del 3,4-dimetoxifenol, eugenol y 4-vinilguaiacol, este último por encima de
su umbral de percepción (440 μg/L), favoreciendo así las notas especiadas presentes en los
vinos sometidos a oxigenación. Cabe destacar el descenso producido en los vinos control del
guaiacol y fenol, entre otros, lo que podría contribuir a las notas a medicina y tinta (Zamora,
2003).
292
Los compuestos derivados del ácido shikímico destacan por su impacto sensorial. Se
forman a partir de las rutas metabólicas de los aminoácidos aromáticos, por la levadura o por
extracción de la madera (Swiegers y col., 2005). Cabe destacar la concentración superior de
vainillina y sus derivados (acetovainillona y metil vainillil éter) en los vinos procedentes de
microoxigenación, contribuyendo así a las notas dulces y vainilla (Zamora, 2003).
II.3.2.4. Análisis sensorial descriptivo
El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Cencibel, control y
microoxigenados fue realizado por el panel de catadores entrenados pertenecientes al área de
Ciencia y Tecnología de Alimentos, de la Universidad de Castilla-La Mancha.
Se llevaron a cabo varias sesiones de entrenamiento de los catadores en cuanto al
análisis sensorial de vinos tintos se refiere. En ellas, se llevó a consenso los descriptores
desarrollados por cada catador, con el fin de eliminar sinónimos o conceptos inapropiados.
Así, los descriptores definitivos se exponen en la Tabla II.8.
Tabla II.8. Lista de descriptores utilizada en la caracterización sensorial de los vinos tintos de la
variedad Cencibel.
Olfativo
Frutas rojas
Pasas
Regaliz
Especias
Fresco
Amontillado
Descriptores
Gustativo
Frutas rojas
Acidez
Verde
Astringencia
Amargo
Intensidad del dejo
Especias
Calidad del dejo
Cuerpo
Impresión global
Se llevó a cabo el estudio del perfil sensorial de los vinos de la variedad Cencibel del
2005 en diversos puntos y fases del tratamiento de microoxigenación, siempre comparado
con un vino control o testigo. De este modo, las diferencias encontradas entre ambos serán
exclusivamente atribuibles al efecto de la adición de oxígeno.
El perfil olfativo y gustativo de los vinos evaluados se ha representado en forma de
diagrama de tela de araña en las Figuras II.29 y II.30, respectivamente, con el objetivo de
poder visualizar de una manera más clara y concisa los resultados obtenidos. El centro de la
figura constituye la intensidad nula para todos los atributos, cuya intensidad va aumentando a
293
medida que nos alejamos del punto central. Los valores de intensidad vienen representados
en forma numérica en cada uno de los radios.
En la fisonomía del perfil sensorial olfativo representado en la Figura II.29, se
observa cómo los atributos más destacados en los vinos tintos de la variedad Cencibel fueron
las frutas rojas y las pasas. Los perfiles sensoriales de los vinos microoxigenados se
caracterizaron por presentar un intenso aroma a frutas rojas, especias y pasas (Llaudy y col.,
2006).
Los atributos frutas rojas y pasas se vieron incrementados durante la primera y
segunda fase del tratamiento de oxigenación (Hernández-Orte y col., 2009), para verse
atenuados posteriormente (aunque por encima de los valores atribuidos a los vinos control en
el caso del atributo de frutas rojas). El atributo regaliz sufrió una evolución similar, aunque al
final del tratamiento se situó por debajo del valor de los vinos control.
Contrariamente, los vinos microoxigenados en la tercera fase del tratamiento poseían
un incremento en el atributo especiado y frutas rojas y en la frescura de los mismos,
relacionada con la mayor concentración en alcoholes C6, compuestos bencénicos y ésteres
como el butanoato de etilo).
Frutas rojas
8
6
Amontillado
4
Pasas
2
0
Fresco
Regaliz
Especias
Control
mitad 1ª Fase
mitad 2ª Fase
fin 2ª Fase
mitad 3ª Fase
fin 3ª Fase
Figura II.29. Perfil sensorial olfativo de los vinos control y microoxigenados en diferentes momentos
y con dosis después de la fermentación maloláctica.
294
El
carácter
amontillado
percibido
durante
la
mitad
del
tratamiento
de
microoxigenación guardó una estrecha relación con las concentraciones de acetaldehído en
dicha fase (Figura II.26a), disminuyendo ambos en el mismo sentido a lo largo del proceso
de oxigenación.
El perfil sensorial gustativo de los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005
(Figura II.30), puso de manifiesto la disminución de las notas herbáceas (Sullivan, 2002;
Ortega-Heras y col., 2008), amargor, acidez y astringencia debido al tratamiento de
microoxigenación. La disminución en la astringencia puede ser atribuida a la disminución en
los flavan-3-oles (+)-catequina y (-)-epicatequina (Ribéreau-Gayon y col., 2000; Castellari y
col., 2000; Monagas y col., 2005a), así como a la formación de pigmentos antociano-flavan3-ol (cuya formación puede ser o no mediada por acetaldehído), ya que reduce taninos del
medio de reacción (Tanaka y col., 1994; Es-Safi y col., 2002).
Frutas rojas
10
Impresión global
8
Verde
6
Calidad dejo
4
Amargo
2
0
Intensidad dejo
Especias
Astrigencia
Cuerpo
Acidez
Control
mitad 1ª Fase
mitad 2ª Fase
fin 2ª Fase
mitad 3ª Fase
fin 3ª Fase
Figura II.30. Perfil sensorial gustativo de los vinos control y microoxigenados en diferentes
momentos y con dosis después de la fermentación maloláctica.
Durante la última fase del tratamiento de oxigenación, que coincidió con un aumento
en la dosis de oxígeno, dichas tendencias se invirtieron. Así, se produjo un aumento en las
notas herbáceas, coincidiendo con un aumento en la concentración de alcoholes C6, así como
de la astringencia (que se mantuvo mucho más baja que en los vinos control) y el amargor,
evolucionando los flavan-3-oles en el mismo sentido. Este hecho se tradujo en un aumento en
295
el % de polimerización y del amargor, que está asociado a fenómenos de sobre-oxidación
(Parish y col., 2000; Pour-Nikfardjam y col., 2003; Du Toit y col., 2006b).
Respecto al atributo especiado, al igual que se mostraba en el perfil sensorial olfativo,
fue mejor valorado en los vinos al final del tratamiento de microoxigenación.
El atributo de frutas rojas y el cuerpo pareció estar relacionado con la dosis de
oxígeno suministrada, ya que dichos atributos se aprecian en mayor medida cuando el flujo
de oxígeno es superior. En este sentido varía la calidad del dejo y la impresión global general
de los vinos tintos catados, resultando vinos de mejores características organolépticos
aquellos correspondientes a la primera y segunda fase, considerando negativa la prolongación
en la dosis de oxígeno en el tiempo en base al aumento de la astringencia y aromas y gustos
herbáceos.
II.3.3. VINOS CENCIBEL DE LA VENDIMIA 2006
Se realizó la experiencia de microoxigenación sobre los vinos de la variedad
Cencibel, al igual que en la vendimia anterior, con una dosis y momento de aplicación
diferentes (entre la fermentación alcohólica y la fermentación maloláctica) con el fin de
observar un mayor efecto en el perfil polifenólico, aromático y sensorial de los vinos
sometidos al tratamiento.
La Tabla II.9 muestra la composición general de los vinos control y microoxigenados
de la variedad Cencibel correspondientes a la vendimia 2006. Los análisis convencionales
han sido realizados en diferentes momentos del proceso: antes y después del tratamiento de
microoxigenación y tras la fermentación maloláctica, siempre comparados con un vino
control.
Las medidas de azúcares reductores, fructosa y glucosa dejan patente la correcta
fermentación alcohólica llevada a cabo por los vinos debido a las bajas concentraciones
presentes, considerando dichos vinos como secos (concentración inferior a 5 g/L).
296
Se produjo una desacidificación como consecuencia de la fermentación maloláctica
(Divies y col., 2000), de manera contraria a la acidez volátil. El valor de esta última es
inferior en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación, lo cuál concuerda con la menor
concentración de ácido.
A la vista de los resultados, puede demostrarse el correcto desarrollo de la
fermentación maloláctica en base a la transformación del ácido málico en ácido láctico por
las bacterias lácticas (Radler, 1993).
El tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa a los
parámetros analíticos convencionales, por lo que habría que profundizar en dicha técnica
para elucidar posibles cambios en el perfil polifenólico, aromático y sensorial.
Tabla II.9. Análisis convencionales realizados a los vinos control (C) y microoxigenados (M) en
diferentes momentos del proceso: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox) y tras
la fermentación maloláctica (FML).
Antes Mox
acidez total (g/L)
pH
densidad
fructosa (g/L)
glicerina (g/L)
glucosa (g/L)
ácido L-láctico (g/L)
IPT
5,95
0,32
4,13
0,9963
29
80
14,5
1,72
<1,20
8,44
0,8
<0,10
nd
3,00
0,70
1,97
76
Fin Mox
C
6,44
0,41
3,79
0,9938
26
78
14,52
1,79
<1,20
8,41
<0,20
0,25
nd
2,92
0,74
1,95
65
M
6,34
0,33
3,79
0,9941
30
81
14,53
1,9
<1,20
8,3
<0,20
0,15
nd
3,06
0,75
1,92
66
Fin FML
C
4,83
0,6
3,96
0,9932
37
96
14,64
1,64
<1,20
9,48
<0,20
0,44
nd
2,95
1,94
<0,10
70
M
4,75
0,53
3,97
0,9931
24
98
14,64
<1,50
<1,20
9,32
<0,20
0,39
nd
3,04
1,96
<0,10
71
II.3.3.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática
Puede observarse en la Tabla A.II.17 la concentración (mg/L) y la desviación
estándar de los derivados de ácidos hidroxicinámicos presentes en los vinos control y
microoxigenados objeto de estudio en diferentes momentos: antes y después del tratamiento
297
de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras cinco meses de
almacenamiento.
El derivado tartárico del ácido cafeico (t-caftárico) fue el derivado de ácidos
hidroxicinámicos presente en mayor proporción en las muestras de vino de la variedad
Cencibel estudiadas (en torno al 50% del total) (Zafrilla y col., 2003), como en los vinos
Cencibel de la vendimia 2005, seguido de los derivados del ácido cumárico y posteriormente
del ácido ferúlico. Dichos resultados fueron superiores a los obtenidos por Pellegrini y col.
(2000) y Alonso y col. (2002) en vinos tintos jóvenes y menor aún que los resultados
observados por Gómez-Plaza y col. (2001) en vinos Monastrell.
Como consecuencia de la fermentación maloláctica, se produjo una disminución de la
concentración de los ésteres tartáricos, aumentando la correspondiente a los ácidos
hidroxicinámicos de los que derivan (Zafrilla y col., 2003; Cabrita y col., 2008). Los ácidos tcaftárico, t- y c-cutárico y el t-fertárico disminuyeron en torno a un 50% tras la fermentación
maloláctica, mientras que el c-fertárico sufrió una disminución superior (75%) en los vinos
control. El porcentaje de disminución con la fermentación maloláctica de la concentración de
derivados de ácidos hidroxicinámicos en los vinos microoxigenados fue un 10% superior en
todos los derivados de ácidos hidroxicinámicos, por lo que puede afirmarse que la hidrólisis
fue más intensa en dichos vinos. A lo largo del tiempo, dicha atenuación se prolongó con
porcentajes de pérdida superiores. Así para los derivados t-caftárico y t- y c-cutáricos se
produjeron pérdidas en torno al 70-75% y en menor medida para los derivados t- y cfertáricos (50 y 35% respectivamente).
Con el fin de elucidar las posibles diferencias producidas como consecuencia de la
adición de oxígeno al vino, se realizó el tratamiento estadístico de “t de Student” a los vinos
control y microoxigenados en cada uno de los momentos estudiados (Tabla A.II.17). Así,
cabe destacar las mínimas y casi inexistentes diferencias significativas que sobre los
derivados de ácidos hidroxicinámicos produjo el tratamiento de microoxigenación, tal y
como fue observado por Castellari y col. (2000) y Pérez-Magariño y col. (2007) sobre los
vinos de las variedades Mencía y Tempranillo, viéndose fuertemente influenciados por el año
de vendimia.
298
2. Flavan-3-oles
Como consecuencia de la fermentación maloláctica, se produjo un aumento en (+)catequina en los vinos tintos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006, tal y como sucedía
en los vinos de la misma variedad correspondientes a la vendimia 2005 (Hermosín-Gutiérrez
y col., 2005), de manera contraria a lo ocurrido con la (-)-epicatequina (Tabla A.II.17). Los
flavan-3-oles monómeros participan activamente en un gran número de reacciones químicas,
tales como las reacciones de polimerización antociano-tanino o tanino-antociano. Además,
pueden ser liberados mediante reacciones de hidrólisis de los derivados galoilados
(Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). La adición de oxígeno a los vinos no afectó de manera
significativa a ninguna de las concentraciones de flavan-3-oles identificados en ninguno de
los momentos estudiados (Pérez-Magariño y col., 2007), a diferencia de lo ocurrido en los
vinos de la variedad Sangiovese descrito por Castellari y col. (2000), los cuáles sufrieron una
disminución significativa en (+)-catequina y (-)-epicatequina.
3. Flavonoles
Del mismo modo que lo observado en los vinos Cencibel de la vendimia del 2005, se
identificaron un gran número de compuestos flavonoles glicosilados (Makris y col., 2006),
donde el glucósido de miricetina fue el detectado en mayor concentración, seguido del
glucósido de quercetina (Cheynier y col., 1986; Zafrilla y col., 2003; Castillo-Muñoz y col.,
2007).
A la vista de los resultados de la Tabla A.II.18, se produjo una hidrólisis glicosídica
de los flavonoles glicosilados identificados como consecuencia de la fermentación
maloláctica. Así, se observó una disminución en la concentración de todos los derivados
glicosilados de flavonoles en torno al 10-15% para ambos vinos. A lo largo del
almacenamiento, dicho porcentaje de disminución siguió creciendo en torno a un 5-10%,
siendo inferior para los vinos microoxigenados. Paralelamente, fueron observaron
incrementos en la concentración de los flavonoles agliconas como consecuencia de la
hidrólisis enzimáticas (McDonald y col., 1998), con diferencia de los vinos microoxigenados,
en los cuáles fueron observados disminuciones de quercetina y laricitrina tras la fermentación
maloláctica y durante el almacenamiento. Este hecho podría ser debido a fenómenos de
oxidación enzimática de la quercetina, descritos por Jiménez y col. (1999).
299
De manera general, según el análisis estadístico de “t de Student” (Tabla A.II.18) no
fueron detectadas diferencias significativas en la concentración individual de la fracción de
flavonoles como consecuencia del tratamiento de microoxigenación, tal sólo en casos
puntuales como quercetina, con concentraciones significativamente inferiores en los vinos
procedentes del tratamiento de microoxigenación (Castellari y col., 2000). Así, de manera
similar a lo ocurrido en la fracción de derivados de ácidos hidroxicinámicos, se produjo una
hidrólisis más intensa en los vinos microoxigenados durante el almacenamiento, al igual que
fue observado para los vinos Cencibel de la vendimia 2005 y otros autores como McCord
(2003).
4. Antocianos
En la Tabla A.II.19 se muestran las concentraciones de los antocianos monómeros
nativos de la uva que se identificaron en los vinos Cencibel de la vendimia 2006. A
diferencia de los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005, fueron identificados los
derivados cis de todos los antocianos glucósilados-p-cumarilados, con excepción del
derivado de cianidina. Los isómeros cis estuvieron presentes en una concentración inferior
que sus respectivos isómeros trans (George y col., 2001; Núñez y col., 2003) y poseen ciertas
diferencias espectrales (Figura II.31 y Tabla A.II.1).
Norm.
400
300
200
100
0
250
300
350
cis.- 280, 301, 535 nm
400
450
500
550
nm
trans.- 282, 313, 532 nm
Figura II.31. Espectro ultravioleta-visible correspondiente a los isómeros cis y trans de la malvidina3-glucósido-p-cumarilado.
300
De manera paralela a la disminución del contenido de antocianos monómeros con el
tiempo, e igual que sucedía en los vinos Cencibel de la vendimia anterior, fue observada una
disminución del % de copigmentación, sobre todo en los vinos microoxigenados (Tabla
A.II.20), asociada a la atenuación en la formación de complejos de copigmentación
(Hermosín-Gutiérrez y col., 2007). Así, los derivados no acilados de todos los antocianos
identificados sufrieron una disminución entre dos y tres veces superior que la observada en
los vinos control. Los derivados acetilados y p-cumarilados se vieron influidos en mayor
medida, con un descenso de hasta seis veces superior en los derivados acetilados de
peonidina y malvidina y en los derivados p-cumarilados de la peonidina y petunidina en
vinos microoxigenados.
De manera inmediata al término del tratamiento de microoxigenación, prácticamente
no se vieron afectadas las concentraciones de los antocianos monómeros nativos de la uva.
Sin embargo, dichas diferencias se pusieron de manifiesto tras la fermentación maloláctica,
donde prácticamente las concentraciones de todos los antocianos monómeros mostraron
disminuciones significativas en relación a sus respectivos vinos control, según el análisis
estadístico de “t de Student” mostrado en la Tabla A.II.19, lo que igualmente observaron
otros autores (Pérez-Magariño y col., 2007). La menor concentración de antocianos libres en
los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica junto con la disminución de (+)catequina y (-)-epicatequina, pusieron de manifiesto que la adición de oxígeno activa las
reacciones entre antocianos libres y flavan-3-oles, formando nuevos compuestos estables a
los cambios de SO2 y pH (Bosso y col., 2000; Castel y col., 2001). Este hecho se corrobora
con el significativo incremento del % polimerización observado en los vinos
microoxigenados tras la fermentación maloláctica (Tabla A.II.20), así como el valor inferior
del % copigmentación asociado a la menor concentración de antocianos monómeros
presentes en los vinos microoxigenados.
Las mayores diferencias significativas entre ambos vinos tras la fermentación
maloláctica tuvieron lugar en los derivados no acilados, ocupando la malvidina-3-glucósido
el primer lugar (27%). Cabe destacar la variación entre los vinos control y microoxigenados
en las concentraciones de los derivados trans p-cumarilados de todos los antocianos,
llegando a alcanzar un 37% de disminución en el derivado de la malvidina.
301
Durante el almacenamiento del vino una vez realizada la fermentación maloláctica, la
concentración de antocianos monómeros (no acilados, acetilados y p-cumarilados) nativos de
la uva siguió disminuyendo (Revilla y col., 2005; Hermosín-Gutiérrez y col., 2007), con un
porcentaje de pérdida algo superior al producido tras la fermentación maloláctica. Sin
embargo, cabe destacar el aumento en la concentración de los derivados cis-p-cumarilados de
todos los antocianos identificados a lo largo del almacenamineto, sobre todo en el caso del
derivado de malvidina (Tabla A.II.19). Pese a que la longitud de onda de máxima
absorbancia de los isómeros trans y cis, para las formas de catión flavilio, no muestren
grandes diferencias, el coeficiente de extinción molar del isómero cis es 1.5 veces superior
que su isómero trans, produciéndose un incremento en la intensidad colorante durante el
almacenamiento de los vinos microoxigenados (George y col., 2001) (Tabla A.II.20).
Además, la presencia de isómeros cis confiere una protección adicional contra la hidratación.
Las concentraciones de antocianos significativamente inferiores existentes en los
vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica se hicieron extensivas durante el
almacenamiento. Prácticamente todos los derivados antociánicos presentaron diferencias
significativas tras el almacenamiento de los vinos sometidos al tratamiento de
microoxigenación, aunque fueron inferiores a las observadas tras la fermentación
maloláctica.
5. Compuestos antociano-flavan-3-ol mediados por acetaldehído y piranoantocianos
Se han identificado una familia de compuestos en los vinos de la variedad Cencibel de
la vendimia 2006, que no fueron detectados en el estudio polifenólico de los vinos Cencibel
de la vendimia anterior (Tabla A.II.21). Son dos pares de diasteroisómeros unidos mediante
un puente 8,8-etilo entre el antociano malvidina-3-glucósido y un flavan-3-ol monómero
((+)-catequina y (-)-epicatequina) (Figura II.14) (Es-Safi y col., 1999; Asenstorfer y col.,
2006), mediante el mecanismo postulado por Bakker y col. (1993) y Es-Safi y col. (1996). Su
cinética de formación es relativamente rápida y presentan una longitud de onda máxima de
absorción en el rango de los 540 nm, lo cuál otorga a la molécula tonalidades rojo-azuladas o
violáceas (Vivar-Quintana y col., 2002; Asenstorfer y col., 2006), con un hombro adicional a
450 nm (Es-Safi y col., 1999) (Figura II.32). Además, dichos compuestos son más
resistentes a la pérdida de color por SO2 y a los cambios del pH (Escribano-Bailón y col.,
2001).
302
DAD1, 21.621 (45.0 mAU, ) Ref 16.314 & 28.334 of MICROOX000137.D
Norm.
1200
1000
800
600
400
200
0
250
300
350
Mv-3-glc.- 277, 348, 527 nm
400
450
500
550
nm
Mv-3-glc-et-fl 1.- 283, 350, 455, 539 nm
Figura II.32. Espectro ultravioleta-visible de la malvidina-3-glucósido (Mv-3-glc) y la malvidina-3glucósido-etil-flavan-3-ol 1 (Mv-3-glc-et-fl 1) identificados en un vino Cencibel de la vendimia 2006.
Desde el punto de vista de la espectrometría de masas, poseen una relación m/z = 809
(Figura II.33). La fragmentación MS2 (modo de ionización positivo) da lugar a tres señales:
m/z = 647, correspondiente a la pérdida de una molécula de glucosa ([M-162]+), m/z = 519
producida por la pérdida de la molécula de flavan-3-ol monómero ([M-290]+), y por último
m/z = 357, producida por la pérdida de ambas moléculas de manera simultánea ([M-452]+),
dando lugar al compuesto 8-vinil-malvidina-3-glucósido (Figura II.34), cuya señal es la que
posee mayor intensidad. La fragmentación a la que da lugar dicho compuesto ha sido
previamente descrita por Hayasaka y col. (2002) y Mateus y col. (2002b).
Tras la fermentación maloláctica, dichos compuestos no vieron afectada en gran
medida su concentración en los vinos control, incrementando ligeramente en los vinos
microoxigenados. Según el análisis estadístico de “t de Student”, se observaron diferencias
significativas sólo en los derivados 1 y 2, con concentraciones superiores en los vinos
microoxigenados.
303
Intens.
mAU
125
DAD 520 nm
100
75
50
25
x10 6
1.0
+MS
0.8
0.6
0.4
EIC m/z = 809
0.2
0.0
18
19
20
21
22
23
24
x10 5
Time [min]
+MS2(809.8), 21.6min #707
5
357.2
+MS2
4
3
519.2
2
1
647.2
0
200
400
600
800
1000
m/z
Figura II.33. Cromatograma a 520 nm, cromatograma de ion extraído (EIC; modo positivo de
ionización) para los compuestos con relación m/z = 809, y espectro de masas (MS2) correspondiente a
estos últimos compuestos.
OH
OH
R2
HO
O
+
OH
R1
- glucosa
HC-CH3
OH
OH
OH
m/z 647
OGlc
HO
O
R2
HO
O
+
OH
OH
OH
R1
HC-CH3
-flavan-3-ol
OH
- flavan-3-ol
OH
OGlc
OH
R2
HO
HO
O
O
+
m/z 519
CH = CH2
OH
OH
OH
- glucosa
- flavan-3-ol
R1
- glucosa
OH
m/z 809
OH
R2
O
HO
+
m/z 357
CH = CH2
OH
R1
Figura II.34. Fragmentaciones compatibles con los datos de espectrometría de masas (MS y MS2)
correspondientes a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3-glucósido y flavan-3ol monómero mediado por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3.
304
A lo largo del almacenamiento se produjo una disminución de dichos compuestos
debido a su inestabilidad en soluciones acuosas (Escribano-Bailón y col., 2001), siendo más
acusada en el caso de los vinos microoxigenados. Al final del periodo de almacenamiento se
observaron concentraciones significativamente superiores en los vinos microoxigenados, con
excepción del derivado 2.
Cabe destacar la escasa presencia de piranoantocianos observada en los vinos de la
variedad Cencibel de la vendimia 2006. En relación a los compuestos piranoantociánicos
derivados de la reacción con el acetaldehído, se han identificado los derivados no acilado y pcumarilado de la vitisina tipo B derivada de la malvidina. Cabe destacar el incremento en la
concentración de ambos compuestos durante la fermentación maloláctica en los vinos
microoxigenados, tal y como fue observado por Cano-López y col. (2006), a diferencia de los
vinos control. Así, la concentración de dichos compuestos fue significativamente superior en
los vinos microoxigenados (Tabla A.II.21). Durante el almacenamiento, el porcentaje de
disminución sufrido fue similar para ambos vinos, por lo que la concentración de vitisinas
tipo B presente en los vinos microoxigenados continuó siendo significativamente superior,
duplicando la concentración en dichos vinos respecto a la concentración presente en los vinos
control.
Como consecuencia de la concentración significativamente superior de las vitisinas
tipo B identificadas en los vinos de la variedad Cencibel, se produjo un incremento en la
formación de pigmentos anaranjados con que contribuyó a los mayores valores de la
componente cromática b* (Tabla A.II.20) (Sartini y col., 2007). De manera paralela, fue
observada una menor intensidad colorante, correlacionada negativamente con la luminosidad
presente en los vinos (Izquierdo-Cañas y col., 2001; Hermosín y col., 2003).
Los hidroxifenil-piranoantocianos (malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol y malvidina-3glucósido-4-vinilguaiacol) siguieron la evolución contraria a las vitisinas tipo B tras la
fermentación maloláctica, en el sentido de que fue observada una disminución de los
hidroxifenil-piranoantocianos en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación. Pese al
aumento producido en dichos compuestos para los vinos microoxigenados, su concentración
se sitúo por debajo de la presente en los vinos control almacenados durante cinco meses.
305
La disminución sufrida por la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol y la malvidina-3glucósido-4-vinilguaiacol en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica está
estrechamente relacionada con la evolución de los ácidos hidroxicinámicos de los cuáles
derivan (ácido cumárico y ácido ferúlico, respectivamente) (Schwarz y col., 2003c; Rentzsch
y col., 2007a), tal y como fue observada en los vinos Cencibel de la vendimia anterior.
Puesto que no se observaron los hidroxifenil-piranoantocianos derivados del ácido cafeico,
puede sugerirse que el único mecanismo que actuó en la formación de este tipo de pigmentos
fue el de tipo enzimático (hidrólisis de los ésteres tartáricos y posterior descarboxilación de
los ácidos hidroxicinámicos).
A la vista de los resultados estadísticos realizados mediante el test de “t de Student”,
el efecto producido por la adición de oxígeno a los vinos Cencibel de la vendimia 2006
afectó principalmente y en gran medida a la fracción de antocianos y sus derivados
(piranoantocianos y uniones antociano-flavan-3-ol mediadas por acetaldehído). Tras observar
las diferencias significativas para cada compuesto individual entre los vinos control y
microoxigenados en cada momento, se realizó el Análisis de Componentes Principales
(Figura II.35), aplicado a las variables relacionadas con los antocianos y sus derivados, con
el objetivo de poner de manifiesto las diferencias entre las muestras y las variables
implicadas (Tabla II.10).
306
Tabla II.10. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los antocianos y
derivados identificados en los vinos control e microoxigenados de la variedad Cencibel de la
vendimia 2006, analizados en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de
microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses (5m) de
almacenamiento.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
54.9
CP-2
21.1
Variables
Loadings
54.9
Pt-3-glc
Mv-3-glc
Pn-3-glc
Df-3-glc
Cn-3-glc
Pt-3-acet-glc
Mv-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Df-3-acet-glc
t-Cn-3-pcum-glc
t-Pn-pcum-glc
t-Mv-3-pcum-glc
t-Pt-3-pcum-glc
t-Df-3-pcum-glc
Mv-3-caf-glc
Vit B Mv-3-pcum-glc
0,924
0,903
0,878
0,875
0,874
0,960
0,954
0,946
0,945
0,970
0,961
0,957
0,952
0,926
0,891
0,898
76.0
Mv-3-glc-et-fl 2
Mv-3-glc-et-fl 4
Mv-3-glc-et-fl 1
Mv-3-glc-et-fl 3
Vit B Mv-3-glc
Mv-3-glc-4-vf
Mv-3-glc-4-vg
0,889
0,883
0,770
0,724
0,962
-0,899
-0,876
Así, la representación de las distintas muestras de vino en el espacio bidimensional
definido por los dos primeros Componentes Principales (CP) puso de manifiesto la evolución
sufrida por los antocianos y derivados, con un porcentaje de varianza explicada del 76%. El
CP1 agrupó las muestras según el factor “tiempo de almacenamiento”, durante el cuál se
produjo una disminución considerable de los antocianos monómeros, como ya se comentó
anteriormente, y que fueron las variables que se correlacionaron positivamente con este CP.
Mediante el CP2 se pusieron de manifiesto las diferencias entre los vinos control y los
sometidos al tratamiento de microoxigenación, donde las variables más influyentes fueron los
pigmentos malvidina-glucósido-flavan-3-ol unido mediante un puente etilo, así como el
piranoantociano
vitisina
B
derivada
de
la
y
los
hidroxifenilpiranoantocianos malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol y malvidina-3-glucósido-4vinilguaiacol.
307
A raíz de dicha representación gráfica, cabe destacar la similitud de los vinos justo
tras el tratamiento de microoxigenación, lo cuál se complementa con las escasas diferencias
significativas mediante el análisis estadístico de la “t de Student” aplicado a los vinos control
y microoxigenados en dicho momento. Como ya fue demostrado anteriormente, el efecto del
oxígeno aplicado a los vinos Cencibel se puso de manifiesto tras la fermentación maloláctica.
De esta forma, los vinos microoxigenados poseían una concentración superior en los
derivados antociano-flavan-3-ol mediados por acetaldehído (Cano-López y col., 2006),
donde los que más influyeron en dicha separación fueron los derivados 2 y 4. Sin embargo,
los
vinos
microoxigenados
poseían
una
concentración
inferior
de
hidroxifenilpiranoantocianos. Dichas diferencias, aunque atenuadas, se mantuvieron a lo
largo del almacenamiento.
2,0
C antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
C fin FML
M fin FML
C 5m tras FML
M 5m tras FML
CP2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP1
Figura II.35. Representación en el espacio de las componentes principales CP1 y CP2 de las
muestras de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Cencibel correspondiente a
la vendimia 2006 en varios momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox),
tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses (5m) de almacenamiento.
Cabe destacar la mayor similitud en cuanto a la familia de piranoantocianos y
antociano-etil-tanino de los vinos control tras la fermentación maloláctica y los vinos
308
microoxigenados almacenados durante cinco meses. Así, podría afirmarse que el tratamiento
de microoxigenación evita la evolución piranoantociánica y de los compuestos antocianoetil-tanino sufrida por los vinos con elaboración tradicional a lo largo de su almacenamiento.
En la Tablas A.II.22 se muestran los compuestos volátiles, clasificados por familias,
en los vinos Cencibel de la vendimia 2006, y en las Figuras II.36 y II.37 se observan los
sumatorios de las concentraciones de las familias de compuestos volátiles identificados en los
vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006.
Puede observarse como a lo largo del tiempo se produjo un aumento significativo en
la concentración de las familias de ésteres y lactonas, y en menor medida de compuestos
bencénicos, probablemente debido a la actividad ß-glucosidasa de las bacterias lácticas
(Izquierdo-Cañas y col., 2008), a diferencia de la disminución observada en la concentración
de la familia de terpenos, propiciado por el desarrollo de la fermentación maloláctica y el
tiempo de almacenamiento (Rapp y col., 1986; Rapp, 1988). Cabe destacar, la evolución
sufrida en la concentración de los alcoholes de seis átomos de carbono, los cuáles sufrieron
un aumento con anterioridad a la fermentación maloláctica. Tras ésta y a lo largo del tiempo,
la evolución de los vinos microoxigenados estuvo encaminada hacia su disminución,
contribuyendo así a la atenuación del carácter herbáceo de los mismos.
Así, según la Tabla A.II.22, el aumento sufrido por los ésteres a lo largo del tiempo
se debió principalmente a los derivados de ácido succínico (González-Viñas y col., 1996;
Pérez-Coello y col., 1999b), a los ésteres de cadena larga (malato de dietilo y glutarato de
etilo) y a algunos hidroxi-ésteres (lactato de etilo, 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo, 2hidroxipropanoato de pentilo y 3-hidroxioctanoato de etilo) (Rapp y col., 1993), aunque cabe
destacar la disminución del 4-hidroxibutirato de etilo, hidroxiéster mayoritario identificado
en los vinos (Pérez-Coello y col., 2003). Por otro lado, se observó una disminución en
acetatos y ésteres de cadena corta (Ramey y col., 1980), relacionado con la pérdida de
aromas frutales en vinos almacenados en botella, debido quizás a reacciones de hidrólisis
(Izquierdo-Cañas y col., 2008).
309
12000
Conc. (ug/L)
10000
8000
6000
4000
B A
2000
0
ésteres
ácidos
antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
bencénicos
C 5m FML
M 5m FML
presentes en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes momentos: antes y
después del tratamiento de microoxigenación y tras cinco meses después de terminada la
fermentación maloláctica. En la concentración de ésteres se ha obviado la concentración de
monosuccinato de dietilo. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para vinos control
(C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Mox.- microoxigenación.
FML.- fermentación maloláctica. 5m.- 5 meses.
A lo largo del tiempo, se produjo un aumento de los derivados bencénicos, debido
principalmente al eugenol, 4-vinilguaiacol, siringol y ácido benzoico (Cutzach y col., 2000),
hecho que podría ser debido a la liberación debida a una hidrólisis enzimática producida en
los vinos (Sánchez-Palomo y col., 2005).
b
a b
350
a
300
Conc. (ug/L)
250
200
150
BA
100
50
0
alcoholes
alcoholes C6
antes Mox
C fin Mox
terpenos
M fin Mox
lactonas
C 5m FML
C13-norisoprenoides
M 5m FML
C13-norisoprenoides presentes en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes
momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación y tras cinco meses después de
terminada la fermentación maloláctica. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para
vinos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras
minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación. FML.- fermentación
maloláctica. 5m.- 5 meses.
310
Pese a que cada terpeno individual evolucionó de manera diferente a lo largo del
tiempo, debido principalmente a las interconversiones sufridas en las condiciones del pH del
vino (Rapp y col., 1985; Voirin, 1990), la disminución en la concentración total de dicha
familia se debió principalmente a la desaparición del ácido geránico y en menor medida al tgeraniol, mientras que se produjo un aumento del α-terpineol.
Se realizó el análisis estadístico de la “t de Student” por parejas de vinos control y
microoxigenado en cada momento del proceso, con el fin de elucidar las posibles diferencias
entre los vinos con y sin tratamiento de oxigenación (Tabla II.11). Así, cabe destacar la
escasa variación en el perfil aromático global de los vinos como consecuencia del tratamiento
de microoxigenación. Sin embargo, se observaron pérdidas significativas en la concentración
total de la familia global de terpenos entre ambos vinos durante el almacenamiento (al igual
que los resultados obtenidos por Hernández-Orte y col. (2009) para los vinos de la variedad
Cabernet Sauvignon), así como en alcoholes de seis átomos de carbono y ácidos (Figura
II.36 y II.37), hecho contrario a lo observado por Ortega-Heras y col. (2008).
Realizando un estudio más pormenorizado (mediante el tratamiento estadístico de “t
de Student”) en relación al efecto en la fracción aromática del tratamiento de
microoxigenación sobre los compuestos volátiles tratados individualmente (Tabla II.11 en la
que se indican sólo aquellos compuestos con diferencias significativas), se observaron
algunas diferencias a destacar. Así, la concentración superior de acetaldehído en los vinos
microoxigenados tras cinco meses de almacenamiento después de la fermentación
maloláctica pudo estar relacionada con la disminución en los compuestos fenólicos en los
que participa (Vitisina tipo B-Malvidina-3-glucósido y Malvidina-3-glucósido-flavan-3-ol
unidos por puentes etilo) (Mateus y col., 2002a; Francia-Aricha y col., 1997).
Por otro lado, respecto a la familia de ésteres (Tabla II.11), las mayores diferencias
observadas entre vinos control y microoxigenados, se manifestaron tras cinco meses de
almacenamiento. Así, se observaron concentraciones significativamente superiores en los
derivados del ácido succínico (con excepción del monosuccinato de dietilo, derivado
succínico mayoritario) y de ésteres de cadena larga (decanoato de etilo, entre otros) en los
vinos microoxigenados. Sin embargo, una atenuación fue observada en la concentración de
ésteres de cadena corta, tales como el butanoato de etilo, y de acetatos como el acetato de
isoamilo. Cabe destacar la inexistencia de diferencias significativas en el acetato de 2-
311
feniletilo durante la conservación del vino, responsable del aroma a rosas, pese a la
significativa concentración superior sufrida tras el proceso de microoxigenación.
Las diferencias significativas observadas en la familia de alcoholes de seis átomos de
carbono se debieron principalmente a los dos isómeros de 3-hexen-1-ol, que tras un
incremento significativo justo después del tratamiento de microoxigenación, sufrieron una
importante atenuación, disminuyendo así el carácter herbáceo de los vinos microoxigenados
(Ferreira y col., 2001), al igual que el ácido correspondiente.
Las diferencias significativas en la familia de terpenos entre los vinos control y
microoxigenados tras cinco meses de almacenamiento fueron debidas principalmente al αterpineol y nerol, los cuáles poseían una evolución contraria, siendo la concentración de este
último superior en los vinos microoxigenados. Este hecho podría ser debido a la producción
de α-terpineol a partir de nerol (Rapp y col., 1985; Voirin, 1990).
Cabe destacar la disminución significativa producida en la concentración de 2feniletilo para los vinos microoxigenados en los dos momentos estudiados, pudiendo influir
en la atenuación del aroma a rosas. De manera contraria evolucionó la δ-nonalactona,
relacionada con el carácter dulce de los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación
(Hernández-Orte y col., 2009).
Las alquilpirazinas y tiazoles provienen de la reacción entre el aminoácido cisteína y
compuestos dicarbonílicos según la reacción de Maillard (Nagodawithana, 1992; Elisea,
2004; Comuzzo y col., 2006), y su formación está influenciada por la temperatura. La
tetrametilpirazina, que ejerce efectos positivos en el campo de la neurología (Fan y col.,
2006), está descrita con aromas de chocolate y frutos secos por Elisea (2004), de manera
contraria a lo descrito por Comuzzo y col. (2006), que le atribuyeron un olor desagradable,
así como a levadura y cocido por Ames y col. (1985). Pese a encontrarse en una
concentración significativamente superior en los vinos microoxigenados, no fue alcanzado su
umbral de percepción sensorial (Elisea, 2004).
En relación al resto de pirazinas identificadas en los vinos de la variedad Cencibel,
mostraron escasas o nulas diferencias significativas entre los vinos control y
microoxigenados. La 2,3,5-trimetil pirazina posee un aroma de frutos secos y patata cocida
312
Tabla II.11. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de los compuestos con diferencias significativas según el test de “t de Student”
para los vinos control (C) y microoxigenados (M) de vinos Cencibel de la vendimia 2006, para dos momentos diferentes: tras el tratamiento de
microoxigenación (Mox) y a los cinco meses de maduración tras la fermentación maloláctica (FML).
Fin Mox
5meses tras FML
C
Aldehídos
acetaldehído
Ésteres
butanoato de etilo
acetato de isoamilo
decanoato de etilo
octanoato de 3-metilbutil
succinato de etil propil
cinamato de etilo
octadecanoato de etilo
linoleato de etilo
Alcoholes
1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
1-heptanol
1-octanol
53,69
M
± 3,01
123,01
825,12
6,63
199,78
2,87
8,93
660,02
2,55
3,16
78,41
1,50
17,84
nd
129,84
144,66
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
29,30
3,06
11,94
10,39
±
±
±
±
2,36
11,42
1,26
1,77
0,33
0,53
1,93
0,08
0,31
0,91
0,04
0,04
48,74
A
A
a
± 6,49
± 3,26
4,34
0,45
0,14
0,28
a
b
a
C
± 3,76
129,55
850,92
5,56
252,18
3,48
12,35
757,69
2,37
2,74
82,81
1,65
18,98
nd
127,66
142,04
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
30,47
4,77
10,92
11,08
±
±
±
±
0,63
12,74
0,40
43,95
0,57
0,61
11,69
0,48
0,26
1,40
0,09
0,71
31,70
B
B
b
± 4,48
± 24,19
0,72
0,13
0,00
0,19
b
a
b
M
± 0,03
a
40,35
119,53
586,11
3,28
261,46
14,87
11,25
5952,38
17,59
8,73
56,27
16,85
24,67
11311,01
149,82
169,95
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,17
12,59
0,44
6,59
0,47
0,25
184,91
0,30
0,08
0,69
0,24
0,15
356,13
13,58
5,98
B
b
A
b
A
34,26
3,36
11,40
9,32
±
±
±
±
0,94
0,30
0,51
0,58
b
A
A
A
A
B
b
B
± 1,96
b
106,22
547,30
6,74
223,87
17,92
8,98
6314,19
21,24
10,04
54,47
22,10
27,33
9898,12
88,24
136,80
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,98
8,60
0,03
13,05
0,59
1,65
51,66
0,70
0,10
1,92
0,05
0,13
265,24
6,24
2,47
A
a
B
a
B
31,76
2,74
10,43
10,02
±
±
±
±
0,67
0,28
0,86
0,58
B
B
B
B
A
a
A
a
nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05.
Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”
Tabla II.11 continuación. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de los compuestos con diferencias significativas según el test de “t de
Student” para los vinos control (C) y microoxigenados (M) de vinos Cencibel de la vendimia 2006, para dos momentos diferentes: tras el tratamiento de
microoxigenación (Mox) y a los cinco meses de maduración tras la fermentación maloláctica (FML).
Fin Mox
5meses tras FML
C
Alcoholes C6
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
Total alcoholes C6
Ácidos
ácido acético
ácido pentanoico
Total ácidos
Terpenos
nerol
Total terpenos
Compuestos bencénicos
alcohol bencílico
2-feniletanol
Lactonas
δ-nonalactona
Pirazinas
3-etil-2,5-dimetil pirazina
Tetrametil pirazina
Otros
4-metil-5-tiazoletanol
12,03
45,91
316,90
0,59
2,49
10,68
1738,18
M
± 1,00
± 0,12
± 3,25
a
A
a
15,48
49,42
328,10
±
±
±
±
B
B
0,35
1,27
11,28
1746,22
0,02
0,07
0,23
30,05
18,44
150,05
C
± 0,51
± 0,47
± 0,59
b
B
b
16,34
46,52
330,21
±
±
±
±
A
A
0,83
2,77
11,85
1949,59
0,02
0,04
0,65
45,11
± 0,27
± 2,99
B
19,18
106,62
M
± 2,00
± 0,44
± 9,16
b
b
b
10,77
43,62
302,25
B
B
0,85
2,76
5,68
1815,20
± 2,05
± 1,03
B
23,43
102,52
± 1,61
± 0,88
A
± 0,06
± 186,98
a
b
87,04
5346,70
± 1,23
± 95,84
b
a
±
±
±
±
0,10
0,09
0,26
32,57
15,04
148,56
± 0,31
± 1,70
A
72,34
5968,87
± 2,33
± 89,26
70,48
B 5442,73
± 0,49
± 38,12
A
81,91
5960,46
9,95
± 1,19
a
14,30
± 0,72
b
12,11
± 2,30
29,00
8,09
± 0,54
± 0,10
a
30,92
8,54
± 0,42
± 0,40
b
36,34
6,30
± 0,39
± 0,86
35,47
± 0,52
42,76
± 8,47
99,91
± 16,07
± 1,72
± 0,77
± 2,84
a
a
a
±
±
±
±
A
A
0,04
0,10
0,30
21,34
12,55
± 0,54
a
35,73
8,75
± 0,16
± 0,68
b
b
37,68
± 0,96
a
nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05.
Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”
Chatrette y col. (1997) y Münch y col. (1997), así como un carácter herbáceo y patata de la 3etil-2,5-dimetilpirazina (Comuzzo y col., 2006), también descrito como humo y quemado por
Ames y col. (1985). El 4-metil-5-tiazoletanol o sulfurol, sufrió un aumento significativo a lo
largo del tiempo en los vinos control, a diferencia de los vinos microoxigenados que se
mantuvo prácticamente constante. Dicho compuesto se caracteriza por tener un flavor a carne
asada, metálico y ligeramente a frutos secos (Rowe, 2005).
El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Cencibel correspondientes
a la vendimia 2006, fue realizado por catadores entrenados en el análisis sensorial de vinos,
pertenecientes a la Universidad de Castilla-La Mancha.
Se llevaron a cabo sesiones de entrenamiento con el fin de desarrollar la agudeza
olfato-gustativa de los catadores, así como de unificar descriptores y atributos anómalos. Los
atributos seleccionados para el análisis sensorial de los vinos se muestran en la Tabla II.12.
Tabla II.12. Tabla de descriptores olfativo-gustativos y táctiles empleados para el análisis sensorial
descriptivo de los vinos tintos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006.
Sensación olfativa
Frutas rojas
Pasas/ciruelas
Especiado
Regaliz
Fresco
Sensación gustativa
Sensación táctil
Frutas rojas
Verde
Acidez
Amargo
Cuerpo
Intensidad dejo
Calidad dejo
Astringencia
Impresión global
La evaluación de los atributos se realizó mediante una escala no estructurada de 10 cm
de longitud, en cuyo extremo izquierdo se situaba la valoración “poca intensidad” y en el
extremo derecho la de “elevada intensidad”.
El análisis sensorial descriptivo de los vinos control y microoxigenados de la variedad
Cencibel de la vendimia 2006 fue evaluado en diferentes momentos: antes y después del
tratamiento de microoxigenación y después de cinco meses de almacenamiento tras haber
realizado la fermentación maloláctica. En ellos, destacó el aroma y gusto a frutas rojas como
el atributo más notable del perfil sensorial de los vinos tintos Cencibel.
315
Los descriptores identificados a nivel olfativo fueron los que se muestran en la Figura
II.38. A lo largo del tiempo, los atributos olfativos detectados se mantuvieron constantes en
los vinos control, aumentando significativamente su olor especiado en los vinos sometidos al
tratamiento, probablemente debido a la concentración superior de 4-vinilguaiacol y eugenol.
Resultados similares fueron atribuidos por Llaudy y col. (2006) en vinos de la variedad
Cabernet Sauvignon, por lo que puede afirmarse que la microoxigenación acentuó dichas
notas aromáticas. Además, en los vinos microoxigenados se produjo un aumento del olor a
frutas rojas, regaliz a lo largo del tiempo, llegando a ser significativamente superior a los
vinos control para este último. Sin embargo, según Cabanillas y col., (2001), el olor a frutas
rojas fue inferior en los vinos tras el tratamiento de oxigenación, aunque sin diferencias
significativas.
Cabe destacar la apreciación del atributo pasas/ciruelas exclusivamente en los vinos
microoxigenados, el cuál está estrechamente relacionado con la concentración de ßdamascenona y γ-nonalactona según ha sido descrito por Pons y col. (2008) por comparativa
mediante la técnica de Cromatografía de Gases-Olfatometría, de extractos de ciruela y frutas
secas (higo) con diferentes tipos de vinos.
10
9
8
7
A
6
5
b
B
A
4
b
B a
A
3
a
A
2
1
0
Frutas rojas
Pasas/ciruelas
C antes Mox
Especiado
C fin Mox
M fin Mox
Regaliz
C 5meses
Fresco
M 5meses
Figura II.38. Perfil sensorial olfativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad
Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de
microoxigenación (Mox), y después de cinco meses tras la fermentación maloláctica. Diferentes letras
mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de
p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de
Student”.
316
Respecto al perfil gustativo de los vinos Cencibel vinificados en la vendimia 2006
(Figura II.39), se observó la constancia en los atributos de frutas rojas, verde, acidez y
amargor en los vinos control, en paralelo a lo observado en el perfil olfativo. Respecto a los
vinos microoxigenados, cabe destacar la concentración superior en cuanto al atributo de frutas
rojas en todos los momentos estudiados con respecto a
los vinos control, aunque sin
diferencias significativas. Este hecho puede atribuirse a la concentración superior del
cinamato de etilo en los vinos microoxigenados (Aznar y col., 2001).
Por otro lado, puede observarse el comportamiento similar de los atributos amargo y
verde, que tras un ligero aumento tras el tratamiento de microoxigenación, se vio atenuado de
manera considerable. Este hecho se relaciona directamente con las concentraciones de
alcoholes C6 presentes en los vinos microoxigenados (López y col., 2003). Estos resultados
son contrarios a los valores observados para la astringencia en los vinos microoxigenados,
pudiéndose relacionar con el mayor porcentaje de polimerización observado en dichos vinos
(Pour-Nikfardjam y col., 2002).
10
9
8
A
B
7
6
A
B
5
b
b
a
a
b
a A
4
3
A
2
B
1
B
0
Frutas rojas
Verde
Acidez
C antes Mox
Amargo
C fin Mox
Cuerpo
Astringencia
M fin Mox
C 5meses
Intensidad
Dejo
Calidad
Dejo
Calidad
Global
M 5meses
Figura II.39. Perfil sensorial gustativo y táctil de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la
variedad Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de
microoxigenación (Mox), y después de cinco meses tras la fermentación maloláctica. Diferentes letras
mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de
p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de
Student”.
317
La disminución de las notas herbáceas está correlacionada positivamente con el
aumento en las notas frutales, tal y como observaron Pour-Nikfardjam y col. (2002) mediante
un Análisis de Componentes Principales realizado sobre los atributos sensoriales de un vino
de la variedad Pinot Noir. Resultados similares fueron propuestos por Sullivan (2002).
Cabe destacar la disminución en el carácter ácido de los vinos microoxigenados,
correlacionado con la disminución de la acidez volátil y de la concentración del ácido acético
presente en los mismos en comparación con los vinos control.
La intensidad y calidad del dejo de los vinos control se vieron atenuadas con el
tiempo, a diferencia de los vinos microoxigenados, en los que permanecieron invariable. Este
hecho se refleja en la calidad global de los vinos, siendo mejor considerados los vinos
microoxigenados.
La calidad global de los vinos microoxigenados fue mejor valorada que la de los vinos
sin tratamiento, debido a su marcado carácter a frutas rojas, regaliz y especiado, así como a
una menor percepción del atributo verde, ácido y amargo. A todo ello hay que sumarle el
aumento de cuerpo, así como la mejor puntuación obtenida de la intensidad y la calidad del
dejo.
II.3.4. VINOS MERLOT DE LA VENDIMIA 2007
En la vendimia 2007 se realizó el tratamiento de microoxigenación sobre una nueva
variedad, Merlot. El momento de aplicación elegido para ello fue el mismo que para la
vendimia 2006 de la variedad Cencibel (antes de la fermentación maloláctica), dado los
buenos resultados obtenidos. En el tratamiento de los vinos de la variedad Merlot fue
aumentada la dosis de oxígeno suministrada, y fue estudiada la fracción polifénolica,
aromática y sensorial, tal y como se ha llevado a cabo en los vinos de las vendimias
anteriores. Se introdujo una nueva variable en el ensayo (virutas), con el fin de elucidar su
efecto conjunto con la microoxigenación.
La Tabla II.13 muestra los parámetros convencionales de los vinos control y
microoxigenados de la variedad Merlot con posterioridad a la fermentación maloláctica.
318
Puede observarse la similitud de ambos vinos en todos los parámetros estudiados, con
excepción de la acidez volátil, donde los vinos microoxigenados poseía una concentración
ligeramente inferior.
Tabla II.13. Análisis convencionales de los vinos de la variedad Merlot tras realizar la fermentación
maloláctica.
pH
SO2 libre (mg/L)
SO2 total (mg/L)
grado alcohólico (v/v)
C
M
3,75
0,41
10
15
14,5
3,65
0,31
13
17
14,3
Tal y como fue observado en los vinos de la variedad Cencibel, el ácido t-caftárico fue
el principal derivado de ácidos hidroxicinámicos presentes en los vinos Merlot (en torno al
60%), seguido de los derivados cutáricos (Zafrilla y col., 2003) (Tabla A.II.23). Si bien la
proporción del ácido t-caftárico respecto al contenido total de derivados de ácidos
hidroxicinámicos en los vinos Merlot fue superior a la detectada en los vinos de la variedad
Cencibel (60%), su concentración fue aproximadamente la mitad.
La fermentación maloláctica no afectó en gran medida a las concentraciones de
derivados de ácidos hidroxicinámicos, a diferencia de lo observado en los vinos de la variedad
Cencibel. Simplemente se observó una disminución en la concentración del ácido t-fertárico
así como un aumento del contenido de ácido p-cumárico (Zafrilla y col., 2003; Cabrita y col.,
2008). Tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar se produjo un incremento
en la concentración de prácticamente todos los ácidos hidroxicinámicos y sus derivados (Del
Álamo y col., 2004).
La adición de oxígeno no produjo diferencias significativas según el test de “t de
Student” en la fracción de derivados de ácidos hidroxicinámicos con un grado de significación
del 95%, con excepción del ácido t-caftárico en el que fue observada una concentración
significativamente superior en los vinos microoxigenados.
319
2. Flavan-3-oles
La fermentación maloláctica produjo una pequeña disminución en la concentración de
los flavan-3-oles monómeros identificados (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005) (Tabla
A.II.23), produciéndose como consecuencia un aumento en el porcentaje de polimerización
(Tabla A.II.24). Dicha tendencia evolucionó en el mismo sentido tras el tratamiento con
virutas (Jordão y col., 2006).
La adición de oxígeno afectó de manera significativa a las concentraciones de los
flavan-3-oles monómeros tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento posterior con
virutas. Dichas diferencias se manifestaron en una menor concentración presente en los vinos
microoxigenados, especialmente tras el tratamiento con virutas, llegando a reducirse incluso a
la mitad en el caso de (+)-catequina. Así, puede afirmarse que los vinos microoxigenados de
la variedad Merlot bajo dichas condiciones de oxigenación poseen una cantidad
significativamente superior de compuestos fruto de reacciones de polimerización (Tabla
A.II.24) ya que los flavan-3-oles monómeros son compuestos con una elevada reactividad en
un medio oxidante (Sartini y col., 2007).
3. Flavonoles
Cabe destacar la baja concentración de los flavonoles identificados en los vinos de la
variedad Merlot en relación al contenido presente en los vinos de la variedad Cencibel. Entre
ellos, el flavonol más abundante fue el glucurónido de quercetina (Castillo-Muñoz y col.,
2007), seguido de los glucósidos de miricetina y siringetina, representando entre los tres un
65-70% del total de flavonoles identificados en los vinos de la variedad Merlot (Tabla
A.II.25). La aglicona presente en mayor concentración correspondió a quercetina, tal y como
ha sido descrito por Mattivi y col. (2006).
El efecto producido por la adición de oxígeno en la fracción de flavonoles tras la
fermentación maloláctica se tradujo en una disminución de la concentración de todos los
flavonoles identificados (Castellari y col., 2000), a diferencia del incremento observado en los
vinos sin tratamiento de oxigenación. Este hecho tuvo incidencia en el menor % de
copigmentación observado en los vinos microoxigenados, ya que los flavonoles actúan como
muy buenos copigmentos (Brouillard y col., 1991; Baranac, 1996, 1997a y 1997b) (Tabla
320
A.II.25). Sin embargo, sólo se observaron diferencias significativas puntuales entre vinos
control y microoxigenados tras la fermentación maloláctica en el glucósido de isoramnetina y
su aglicona, hecho que podría estar relacionado con la disminución de la tonalidad amarilla de
los vinos microoxigenados (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). Tras el tratamiento con virutas,
cabe destacar la gran disminución en la concentración de quercetina para ambos vinos (Sartini
y col., 2007), siendo superior en el caso de los vinos control (50% frente al 25% observado en
los vinos microoxigenados). Este hecho puede ser debido a la capacidad de adsorción de las
virutas frente a determinados compuestos (Amati y col., 2001). Pese a dicha disminución, las
concentraciones de flavonoles agliconas fueron significativamente inferiores en los vinos
microoxigenados tras el tratamiento con virutas (Tabla A.II.25).
4. Antocianos
En la Tabla A.II.26 se muestran las concentraciones de los diferentes antocianos
monómeros nativos de la uva que se identificaron en los vinos de la variedad Merlot. Esta
familia comprendió derivados de antocianos no acilados, acetilados, p-cumarilados y
cafeoilados. Cabe destacar la menor carga antociánica de dichos vinos en relación a los vinos
Cencibel de la vendimia 2006, especialmente en la malvidina-3-glucósido, aunque los
derivados acetilados se encontraron en concentraciones superiores en los vinos de la variedad
Merlot (Hermosín-Gutiérrez y col., 2004) entre un 15-30%.
Tras la fermentación maloláctica se produjo una disminución en la concentración de
todos los antocianos monómeros para ambos vinos, sobre todo en los derivados de la
malvidina. Dicha disminución se debe a fenómenos de polimerización por formación de
combinaciones antociano-tanino (Izquierdo Cañas y col., 2001), bien de manera directa
(Remy y col., 2000; Salas y col., 2004), por mediación del acetaldehído (Rivas-Gonzalo y
col., 1995; Francia-Aricha y col., 1997; Es-Safi y col., 1999) o por reacción con otros
compuestos (Pissarra y col., 2004) como ha sido demostrado en soluciones modelo y vinos.
Como consecuencia, fue observado una disminución en el % de copigmentación de los vinos
(Tabla A.II.24) y una tonalidad significativamente inferior del color rojo (menores valores de
a*), de manera contraria a lo observado en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia
2006. El porcentaje de pérdida fue superior en el caso de los vinos microoxigenados (en torno
al 10-20%), sobre todo para los antocianos no acilados y en menor medida para los acetilados,
mientras que los derivados p-cumarilados no mostraron prácticamente diferencias.
321
Al igual que ocurrió en los vinos de la variedad Cencibel, el efecto de la adición de
oxígeno a los vinos de la variedad Merlot se puso de manifiesto de manera significativa tras la
fermentación maloláctica. Así, se observaron diferencias significativas en prácticamente todos
los antocianos monómeros identificados, con concentraciones menores en los vinos
microoxigenados, sobre todo en los derivados no acilados (en torno al 5-10%) (Cano-López y
col., 2008; Jordão y col., 2006). Dicha tendencia siguió en el mismo sentido tras el
tratamiento con virutas de roble, aunque sólo con diferencias significativas puntuales según el
test de “t de Student”.
La adición de virutas al vino produjo un descenso en la concentración total de
antocianos monómeros para ambos vinos (Du Toit y col., 2006), debido entre otros a
fenómenos de adsorción por parte de las virutas (Amati y col., 2001) frente a determinados
compuestos (Amati y col., 2001). Las mayores pérdidas producidas tras el tratamiento con
virutas se observaron en los derivados no acilados, siendo los derivados p-cumarilados menos
afectados por este tratamiento (Alcalde-Eón y col., 2006). El hecho de que el ratio de
disminución de los derivados p-cumarilados sea inferior que el de los derivados no acilados,
podría ser debido a los fenómenos de copigmentación intramolecular (Dangles y col., 1993;
Malien-Aubert y col., 2001). Los vinos sometidos a la adición de oxígeno sufrieron una
menor disminución (en torno al 5%) de los derivados no acilados y acetilados, y mayor en los
derivados p-cumarilados.
5. Compuestos antociano-flavan-3-ol mediados por acetaldehído y piranoantocianos
En los vinos de la variedad Merlot fueron identificados un mayor número de
compuestos derivados de la reacción entre un antociano y un flavan-3-ol monómero mediada
por acetaldehído que en el caso de los vinos Cencibel de la anterior vendimia (Tabla A.II.27).
Así, además de los dos pares de diasteroisómeros derivados del antociano malvidina-3glucósido con la (+)-catequina y (-)-epicatequina identificados en los vinos de la variedad
Cencibel, se han identificado tentativamente aquellos en los que interviene la malvidina-3glucósido-p-cumarilada (Figura II.39 y II.40), aunque en este caso han sido identificados
sólo tres de los cuatro posibles compuestos. Además, dos isómeros resultado de la unión entre
la malvidina-3-glucósido y una procianidina tipo B mediada por acetaldehído (Dallas y col.,
1996b), así como el derivado de petunidina-3-glucósido con un flavan-3-ol monómero
322
formado mediante un puente etilo (Alcalde-Eón y col., 2006) han podido ser identificados de
forma tentativa.
Los compuestos procedentes de reacciones de ruptura de los compuestos antocianoflavan-3-ol mediados por acetaldehído han sido descritos en base a la liberación de unidades
vinil-(epi)catequina (Alcalde-Eón y col., 2006). Sin embargo, en los vinos objeto de estudio
no ha sido observada dicha ruptura, sino que parece haberse encaminado hacia la formación
de unidades vinil-antociano. Así, ha sido identificado el derivado vinílico de la malvidina-3glucósido, resultado de la fragmentación producida entre el puente etilo y el flavan-3-ol o
procianidina B de los compuestos malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol y malvidina-3glucósido-etil-procianidina B (Figura II.40 y II.41).
OH
OGlc - pcum
R2
HO
- flavan-3-ol
OH
O
+
CH = CH2
OH
OGlc - pcum
R1
R2
HO
m/z = 665
O
+
OH
R1
- glucosa-pcum
HC-CH3
OH
OH
HO
O
OH
OH
- glucosa-pcum
- flavan-3-ol
OH
R2
OH
O
HO
+
CH = CH2
m/z = 955
OH
R1
m/z = 357
Figura II.39. Fragmentaciones compatibles con el análisis MS y MS2 (modo de ionizacíon positivo)
del ión molecular correspondiente a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3glucósido-p-cumarilada y flavan-3-ol monómero mediadas por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3.
La
concentración
del
derivado
vinílico
de
la
fue
significativamente superior en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica,
coincidiendo con la menor concentración de los derivados malvidina-3-glucósido-etilprocianidina B 2 y malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 1. Aún así, la concentración de los
cuatro isómeros derivados de malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol y los dos isómeros de la
malvidina-3-glucósido-etil-procianidina B se vieron prácticamente invariables de manera
323
significativa tras la fermentación maloláctica y el posterior tratamiento con virutas. Sin
embargo, los derivados malvidina-3-glucósido-p-cumarilado-etil-flavan-3-ol mostraron
diferencias
significativas
tras
la
fermentación
maloláctica,
con
concentraciones
significativamente inferiores en los vinos microoxigenados, coincidiendo con la menor
concentración de la t-malvidina-3-glucósido-p-cumarilada. Dichas diferencias desaparecieron
tras el tratamiento posterior con virutas.
- glucosa
m/z = 935
OH
OH
OGlc
OGlc
R2
HO
R2
O
HO
O
+
- flavan-3-ol
+
OH
OH
- glucosa
m/z = 645
R1
HC-CH3
R1
OH
HC-CH3
OH
OH
OH
HO
HO
O
- flavan-3-ol
O
OH
OH
OH
OH
OH
m/z = 807
OH
O
HO
- flavan-3-ol
OH
- procianidina B
OH
OH
- glucosa
OGlc
m/z = 1097
m/z = 357
R2
HO
O
+
CH = CH2
OH
m/z = 519
R1
Figura II.40. Fragmentaciones compatibles con el análisis MS y MS2 (modo de ionizacíon positivo)
del ión molecular correspondiente a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3glucósido y procianidina tipo B mediadas por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3.
Respecto a los piranoantocianos (Tabla A.II.28), cabe destacar la identificación
cualitativa de un gran número de ellos en los vinos de la variedad Merlot. Así, han sido
detectadas diversas vitisinas tipo B procedentes del antociano malvidina en sus formas no
aciladas, acetiladas y p-cumariladas, así como de peonidina en sus formas no aciladas y pcumariladas, y de petunidina en su forma acetilada. Respecto a las vitisina tipo A, fue
identificada la derivada de la malvidina-3-glucósido-acetilada. La vitisina tipo B derivada de
324
Malvidina-3-glucósido-acetilada ha sido identificada en mayor concentración que su derivado
p-cumarilado, tal y como fue descrito por Alcalde-Eón y col. (2006).
Intens.
mAU
600
DAD 520nm
400
200
0
x10 5
4
+MS
EIC m/z = 1097
2
0
x10 6
Mv-3-glc-pcum-et-fl 1
3
2
EIC m/z = 955
1
0
Intens.
x10 4
3.0
18
20
22
24
26
28
30
32
34
36
Time [min]
+MS2(1097.8), 18.1min #656
519.1
357.1
2.5
+MS2
2.0
1.5
1.0
0.5
807.2
645.2
935.2
0.0
200
400
600
Intens.
x10 5
8
800
1000
m/z
+MS2(955.8), 28.9min #1078
665.1
6
4
357.1
2
0
200
400
600
800
1000
m/z
Figura II.41. Cromatograma a 520 nm, cromatogramas de ión extraído (EIC) para las relaciones m/z
= 1097 y 955, y espectro de masas (MS2) de dichos compuestos. Mv, malvidina; glc, glucósido;
procn, procianidina; pcum, pcumarilado; et, etil; fl, flavan-3-ol.
De igual forma, han sido detectados diversos hidroxifenil-piranoantocianos derivados
de la malvidina, como son la pinotina A, por reacción del ácido cafeico con la malvidina-3glucósido, y los derivados por reacción con el ácido p-cumárico en las formas no acilada,
acetilada y p-cumarilada de la malvidina, como ha sido descrito en vinos Tempranillo por
Alcalde-Eón y col. (2006).
La fermentación maloláctica provocó una gran disminución en las vitisinas tipo B para
ambos vinos (Cano-López y col., 2008), aunque los sometidos a microoxigenación sufrieron
una pérdida aún superior (en torno al 15%). Así, los vinos microoxigenados presentaron
concentraciones significativamente inferiores de vitisinas tras la fermentación maloláctica,
disminuyendo así la contribución de la componente amarilla del color en dichos vinos
(Romero y col., 1999; Sartini y col., 2007) (menores valores de b*) (Tabla A.II.24). La
tendencia contraria fue observada en los piranoantocianos derivados de ácidos
hidroxicinámicos, produciéndose un aumento en sus concentraciones para ambos vinos. De
325
manera paralela, se observó un incremento del parámetro b* para ambos vinos, el cual siguió
aumentando tras el tratamiento con virutas. Así, como consecuencia del paso del tiempo, los
vinos fueron adquiriendo tonalidades anaranjadas (Alcalde-Eón y col., 2006). Sin embargo, la
pinotina A y malvidina-3-glucósido-p-cumarilada-4-vinilfenol siguieron una tendencia
contraria en los vinos control y microoxigenados, con concentraciones significativamente
superiores en éstos últimos.
El tratamiento con virutas produjo una disminución en las vitisinas identificadas en
ambos vinos, siendo entre un 20-30% superior en los vinos procedentes del tratamiento de
oxigenación (Cano-López y col., 2007). Cabe destacar el aumento producido las vitisina tipo
B derivada de peonidina-3-glucósido y vitisina tipo A derivada de malvidina-3-glucósidoacetilada en los vinos control como consecuencia del tratamiento con virutas, de manera
contraria a los vinos sometidos al tratamiento de microoxigenación.
Respecto a los hidroxifenilpiranoantocianos, los vinos control y microoxigenados con
aplicación de virutas de roble sufrieron una evolución contraria, produciéndose un incremento
en su concentración en los vinos control y una disminución en los vinos microoxigenados. Sin
embargo, entre ambos vinos no existen diferencias significativas importantes según el
tratamiento estadístico de “t de Student” (0.1<p<0.05) (Tabla A.II.28).
A la vista de los resultados, y de manera análoga a los resultados obtenidos en los
vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006, los compuestos fenólicos que más se
modificaron con la adición de oxígeno a los vinos fueron los antocianos y sus derivados
(pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y piranoantocianos). Así, con el objetivo de poner de
manifiesto las diferencias entre las muestras y las variables implicadas, se realizó el Análisis
de Componentes Principales (Tabla II.14 y Figuras II.42 y II.43), con los datos
correspondientes a los antocianos y sus derivados identificados en los vinos de la variedad
Merlot.
326
Tabla II.14. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido
en antocianos, piranoantocianos y compuestos resultado de la reacción antociano-tanino mediada por
acetaldehído, correspondientes a las muestras de los vinos control y microoxigenados de la variedad
Merlot de la vendimia 2007, analizados en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de
microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de
roble americano sin tostar.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
42.2
42.2
Pn-3-glc
Mv-3-glc
Cn-3glc
Pt-3-glc
Df-3-glc
Mv-3-acet-glc
Df-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
t-Pn-3-pcum-glc
t-Pn-3-pcum-glc
t-Mv-3-pcum-glc
Vit B Pn-3-pcum-glc
0,987
0,986
0,982
0,979
0,973
0,988
0,988
0,979
0,951
0,990
0,981
0,968
0,993
CP-2
33.4
75.6
Mv-3-glc-et-fl 4
Mv-3-glc-et-fl 1
Mv-3-glc-et-fl 2
Mv-3-glc-et-fl 3
Pt-3-glc-et-fl
Mv-3-pcum-glc-et-fl 2
Vit B Mv-3-glc
Vit B Mv-3-acet-glc
Vit B Pt-3-acet-glc
Vit B Mv-3-pcum-glc
t-Df-3-pcum-glc
0,978
0,978
0,957
0,861
0,807
0,851
0,932
0,844
0,947
0,928
0,907
0,852
0,928
CP-3
19.2
94.8
Mv-3-glc-4-vf
Mv-3-acet-glc-4vf
Mv-3-pcum-glc-4-vf
Pinotina A
Mv-vinil-glc
Vit A Mv-3-acet-glc
0,944
0,890
0,868
0,773
0,833
0,916
Variables
Loadings
Los resultados obtenidos pusieron de manifiesto la evolución de los antocianos y
derivados en función del tiempo y de los tratamientos aplicados a los vinos, con un % de
varianza explicada del 95% con los tres componentes principales. Así, a lo largo del tiempo,
se observó una disminución de los antocianos monómeros nativos de la uva, que más
contribuyeron al CP1, así como de la vitisina tipo B derivada de la peonidina-3-glucósido-pcumarilada. El CP2 permitió separar las muestras control y microoxigenadas, en cuya
separación tuvieron especial influencia las vitisinas tipo B y los compuestos formados a partir
327
de la unión antociano-tanino mediante un puente etilo, variables más correlacionadas con
dicho componente principal. En la Figura II.42 se observa cómo tras el tratamiento de
microoxigenación, dichos compuestos poseen una concentración superior en los vinos
microoxigenados. Tras la fermentación maloláctica se produjo una inversión en relación a la
posición que ocupan en el espacio las muestras control y microoxigenadas. Así, los vinos
microoxigenados presentaron concentraciones significativamente inferiores de los compuestos
más correlacionados con el CP2 (antociano-tanino mediados por acetaldehído y vitisinas tipo
B).
2,0
C antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
C fin FML
M fin FML
C virutas
M virutas
CP2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP1
Figura II.42. Representación de las muestras de vinos en el espacio determinado por las componentes
principales CP1 y CP2, obtenidas en el análisis de los datos del contenido en antocianos,
piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados en los vinos control (C) y
microoxigenados (M) de la variedad Merlot en varios momentos: antes y después del tratamiento de
microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Por otro lado, se observó la proximidad entre los vinos control sometidos al
tratamiento con virutas y los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica. Sin
embargo, los vinos control sometidos al tratamiento con virutas poseen cantidades superiores
328
de hidroxifenilpiranoantocianos (variables más correlacionadas con el CP3), aunque sólo en
alguno de ellos fueron observadas diferencias significativas (Tabla A.II.28; Figura II.43).
Así, la aplicación conjunta de microoxigenación y virutas en vinos de la variedad
Merlot, proporciona vinos con menor concentración en compuestos antociano-etil-tanino,
vitisinas tipo B y piranoantocianos derivados de ácidos hidroxicinámicos, lo que daría lugar a
vinos con menor estabilización colorante.
3,0
C antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
C fin FML
M fin FML
C virutas
M virutas
2,0
CP3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-3,0
-3,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
3,0
CP1
Figura II.43. Representación de las muestras de vinos en el espacio determinado por las componentes
principales CP1 y CP3, obtenidas en el análisis de los datos del contenido en antocianos,
piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados en los vinos control (C) y
microoxigenados (M) de la variedad Merlot en varios momentos: antes y después del tratamiento de
La Tabla A.II.29 muestra las concentraciones de los compuestos volátiles
identificados y clasificados por familias, así como las Figuras II.44 y II.45 ponen de
manifiesto el sumatorio de la concentración de las diferentes familias de compuestos volátiles
presentes en los vinos control y microoxigenados de la variedad Merlot de la vendimia 2007,
329
en diferentes momentos del proceso. Con el fin de realizar un estudio pormenorizado sobre el
efecto que produce la microoxigenación en la fracción aromática de los vinos, se llevaron a
cabo analíticas en varios momentos del proceso.
El efecto de la microoxigenación sobre la fracción aromática global de los vinos tintos
de la variedad Merlot fue estudiada mediante el análisis estadístico de “t de Student” realizado
por parejas de vinos control y microoxigenado para cada momento estudiado.
Las virutas proporcionan al vino un gran número de compuestos tales como
compuestos bencénicos, derivados de la vainillina y lactonas de roble, entre otros. Las
cantidades de compuestos volátiles extraídos de las virutas dependen de un gran número de
factores, tales como el origen geográfico de las barricas (Frangipane y col., 2007), el grado de
tostado y el tiempo de contacto con el vino (Guchu y col., 2006b), el tamaño y la diversidad
de las virutas (Arapitsas y col., 2004; Rodríguez-Bencomo y col., 2006). Además, RodríguezBencomo y col. (2008) demostraron las escasas diferencias significativas que el tratamiento
de microoxigenación ejercía sobre la extracción de los compuestos volátiles de las virutas.
Puede observarse el incremento en la concentración de la familia de ésteres producido
tras
la
fermentación
maloláctica
(Figura II.44)
para
ambos
vinos
(control
y
microoxigenados), con una concentración inferior en los vinos microoxigenados, aunque no
significativa. Dicho aumento fue debido principalmente, según la Tabla A.II.29, a los
derivados del ácido succínico (succinato y monosuccinato de dietilo) (Pozo-Bayón y col.,
2005), a ésteres de cadena larga (glutarato de etilo), a algunos hidroxiésteres (lactato de etilo,
4-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo) (Ugliano y col., 2005), igualmente observado en los
vinos de la variedad Cencibel anteriormente estudiados. Un aumento en la concentración del
4-oxobutirato de etilo es observado, el cuál es precursor de la γ-butirolactona (Fagan y col.,
1981) y 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona (Muller y col., 1972). Cabe destacar un aumento en la
concentración del acetato de 2-feniletilo tras la fermentación maloláctica (Maicas y col.,
1999), a diferencia de lo observado por otros autores (Ugliano y col., 2005).
Un incremento en la concentración de ésteres fue observada tras la fermentación
maloláctica, tal y como han observado Ugliano y col. (2005) y en menor medida por PozoBayón y col. (2005). Delaquis y col. (2002) puso de manifiesto el incremento de ciertos
ésteres como consecuencia del metabolismo de las bacterias lácticas, aunque existe una gran
330
variabilidad en función de la cepa bacteriana utilizada (Maicas y col., 1999). El aumento
producido en la familia de ésteres tras el tratamiento con virutas, sobre todo en los vinos
microoxigenados, se debió principalmente a algunos hidroxiésteres como el lactato de etilo, al
glutarato de etilo y monosuccinato de dietilo (Pérez-Coello y col., 2000), aunque se produjo
una disminución en la concentración de hexanoato y octanoato de etilo para ambos vinos,
debido probablemente a fenómenos de adsorción por parte de las virutas (Ramírez-Ramírez y
col., 2001).
Durante la fermentación maloláctica se produjo un aumento en la concentración de
compuestos bencénicos para ambos vinos, si bien la cantidad global de los mismos fue
significativamente inferior en los vinos microoxigenados. Dicho aumento se hizo extensible
tras el tratamiento con virutas y se debió principalmente al benzaldehído, fenilacetaldehído,
alcohol bencílico, ácido siríngico, ácido benzoico y 2-feniletanol (Ugliano y col., 2005),
influenciado en gran medida por la cesión de compuestos por parte de las virutas (PérezCoello y col., 2000b).
No se produjeron grandes variaciones en las familias de ácidos y alcoholes alifáticos
(Figura II.44 y II.45) como consecuencia de la fermentación maloláctica y del tratamiento
con virutas.
20000
18000
16000
b
Conc. (ug/L)
14000
a
12000
10000
8000
6000
4000
2000
0
ésteres
antes Mox
C fin Mox
ácidos
M fin Mox
C fin FML
bencénicos
M fin FML
C virutas
M virutas
presentes en los vinos de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento
de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble
americano sin tostar. Diferentes letras minúsculas por tratamiento por parejas para vinos control (C) y
microoxigenado (M) indican diferencias significativas de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación.
FML.- fermentación maloláctica.
331
La familia de terpenos se ve muy influenciada por diversos factores: puede darse lugar
una liberación de terpenos por hidrólisis ácida o enzimática, tal y como se observa en el
aumento del t-geraniol a lo largo del tiempo (Sánchez-Palomo y col., 2005). De igual forma,
pueden producirse interconversiones entre ellos, hecho que se observó entre los isómeros
nerol y t-geraniol, ya que sus concentraciones están invertidas en el tiempo (Voirin, 1990).
Otro hecho a tener en cuenta es la capacidad de adsorción de las virutas para determinados
compuestos volátiles, como puede observarse en el descenso de α-terpineol y nerolidol en los
vinos tratados con virutas (Ramirez-Ramirez y col., 2001).
Los terpenos presentaron concentraciones significativamente inferiores en los vinos
microoxigenados tras la fermentación maloláctica, que dejan de serlo tras el tratamiento con
virutas de roble debido a las concentraciones similares presentes en ambos vinos.
El aumento que tras la fermentación maloláctica para ambos vinos se produjo en la
fracción de alcoholes de seis átomos de carbono se debió principalmente al 1-hexanol y (E)-2hexen-1-ol, cuyas concentraciones siguieron incrementando tras el tratamiento con virutas, a
diferencia de los resultados obtenidos por Pérez-Coello y col. (2000b). De manera general, los
vinos microoxigenados poseían unas concentraciones inferiores de alcoholes C6, siendo
significativas para el 1-hexanol, lo cual podría influir en el carácter herbáceo más atenuado de
estos vinos.
La concentración superior de la familia de C13-norisoprenoides tras la fermentación
maloláctica y posterior tratamiento con virutas (Figura II.45) podría deberse a una hidrólisis
ácida de las formas glicosiladas (Sefton, 1998; Sánchez-Palomo y col., 2005). El aumento
producido en los C13-norisoprenoides tras el tratamiento con virutas se debió principalmente a
la 3-hidroxi-ß-damascona, siendo superior en los vinos microoxigenados, al igual que su
derivado ß-damascenona. Se produjeron numerosos equilibrios entre los C13-norisoprenoides
identificados, por lo que es difícil estandarizar el efecto que sobre ellos produce la
microoxigenación. Ésta provocó una disminución en los compuestos que forman parte de
dicha familia.
La familia de lactonas mostró diferencias significativas entre los vinos control y
microoxigenados tras la fermentación maloláctica, hecho que continuó tras el tratamiento con
virutas de roble. En ambos momentos, la concentración de lactonas presente en los vinos
332
microoxigenados resultó inferior a la de los respectivos vinos control y se debió
principalmente a la 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona, lactona identificada por primera vez por
Muller y col. (1972). Como consecuencia del tratamiento con virutas, la cantidad total de
lactonas se vio incrementada, debido principalmente a la transferencia de las lactonas de roble
por parte de la madera (t- y c-ß-metil octalactona) (Guchu y col., 2006b Las lactonas de roble
poseen unos bajos umbrales de percepción, por lo que participan en gran medida en el aroma
a madera (Abbott y col., 1995; Maga, 1996).
1600
b
1400
a
Conc. (ug/L)
1200
BA
1000
800
600
B
400
A
BA
200
0
alcoholes
antes Mox
alcoholes C6
C fin Mox
M fin Mox
terpenos
C fin FML
lactonas
M fin FML
C virutas
C13-norisoprenoides
M virutas
C13-norisoprenoides presentes en los vinos de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y
después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento
con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para
maloláctica.
En base a los resultados obtenidos, se procedió a realizar un estudio más
pormenorizado de las variaciones sufridas en el perfil aromático como consecuencia del
tratamiento de microoxigenación, tratando individualmente cada compuesto volátil. Para ello,
se ha llevado a cabo el tratamiento estadístico de “t de Student” aplicado por parejas de vinos
control y microoxigenados. La Tabla II.15 muestra las concentraciones en μg/L y la
desviación estándar (n=2) de aquellos compuestos volátiles con diferencias significativas en
alguno de los momentos estudiados.
El acetaldehído, aldehído mayoritario presente en los vinos tintos, adquirió
concentraciones significativamente superiores en los vinos microoxigenados tras el
tratamiento de oxigenación y tras la fermentación maloláctica. Dicha evolución permanece
333
paralela a la de aquellos compuestos en los que participa, tales como la Vitisina tipo B y sus
derivados (Romero y col., 2000a; Atanasova y col., 2002; Schwarz y col., 2004).
Las mayores diferencias significativas en cuanto a los ésteres se refiere entre los vinos
control y microoxigenados, se produjeron tras el tratamiento de microoxigenación y tras la
fermentación maloláctica en menor medida, tal y como observaron Pérez-Magariño y col.
(2007). Cabe destacar la mayor concentración de cinamato de etilo presente en los vinos
control (incrementando el olor a fruta roja descrito por Aznar y col. (2001), así como del
acetato de isoamilo y acetato de hexilo, con concentraciones significativamente superiores los
vinos control tras el tratamiento con virutas (Ortega-Heras y col., 2008).
Las mayores diferencias estadísticamente significativas en los alcoholes superiores
tuvieron lugar tras el tratamiento de microoxigenación y tras la fermentación maloláctica,
donde mayoritariamente los vinos sometidos al tratamiento obtuvieron mayores
concentraciones de alcoholes superiores. Estos resultados coinciden con los observados por
Pérez-Magariño y col. (2007) en las variedades estudiadas. Cabe destacar la concentración
significativamente superior de 1-octen-3-ol presente en los vinos microoxigenados,
caracterizado por su olor a champiñón (Jirovetz y col., 2002; López y col., 2003), superando
su umbral de percepción olfativa para ambos vinos (20 ng/L). El 3-etoxi-1-propanol, de gusto
amargo (Dubois, 1993) presentó concentraciones significativamente superiores en los
microoxigenados. La menor concentración del 3-metil-1-tiopropanol presente en los vinos
microoxigenados puede contribuir positivamente en el aroma, ya que este compuesto posee un
olor desagradable a patata cocida (Aznar y col., 2001).
Pese a la existencia de una controversia en relación a la disminución de los alcoholes
de seis átomos de carbono con el tratamiento de microoxigenación, ya que dicha técnica se
caracteriza de manera teórica por la atenuación de las notas herbáceas (Fulcrand y col., 1998;
Bertuccioli y col., 2002; Pour-Nikfardjam y col., 2003), no parece estar directamente
relacionado con el contenido en alcoholes C6 según varios autores (Pérez-Magariño y col.,
2007; Ortega-Heras y col., 2008). Sin embargo, en los vinos objeto de estudio, el (E)-2-hexen1-ol mostró diferencias significativas entre el vino control y microoxigenado tras el
tratamiento de microoxigenación, con concentraciones significativamente inferiores en estos
últimos.
334
Diversos autores no encontraron diferencias significativas en el sumatorio de ácidos
(Pérez-Magariño y col., 2007; Ortega-Heras y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009) como
es el caso de los vinos Merlot, aunque es destacable la menor concentración de ácido acético
en los vinos microoxigenados.
A la vista de los resultados obtenidos, fueron observadas concentraciones superiores
de α-terpineol tras la fermentación maloláctica y de t-geraniol tras el tratamiento de
microoxigenacón en los vinos microoxigenados, aunque sus diferencias no fueron
significativas tras el tratamiento con virutas. Respecto al nerolidol, las mayores diferencias
observadas se produjeron durante el tratamiento con virutas, con mayores concentraciones en
los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación. A la vista de los resultados, parece que en
los vinos microoxigenados se produjeron en mayor medida los fenómenos de transformación
entre terpenos, como es el caso de t-geraniol en α-terpineol, así como de linalol en óxido de
linalol observado en el tratamiento con virutas. Según Ortega-Heras y col. (2008), resulta
complicado establecer la influencia de la adición de oxígeno en la evolución de la familia de
terpenos debido a estas reacciones.
Las diferencias significativas más notables identificadas en los compuestos bencénicos
presentes en los vinos control y microoxigenados se pusieron de manifiesto tras la
fermentación maloláctica, donde la mayoría de ellos presentaron concentraciones superiores
en los vinos control, hecho que concuerda con lo descrito en Hernández-Orte y col. (2009). Se
produjeron escasas diferencias significativas entre ambos vinos tras el tratamiento con virutas,
aunque cabe destacar las concentraciones superiores de vainillina, aunque sin diferencias
significativas (Rodríguez-Bencomo y col., 2008), fenilacetaldehído, ácido siríngico y ácido
benzoico en los vinos control, a diferencia del salicilato de metilo que tras el tratamiento con
virutas sigue siendo significativamente superior en los vinos microoxigenados. El salicilato de
metilo no ha sido previamente identificado en vinos, sino en melazas (El-Sayed y col., 2005),
mango (Pino y col., 2005) y ciertas hierbas (Téllez y col., 1999); se caracteriza por un olor a
gaultería y a frutas rojas y es utilizado con fines terapéuticos, entre otros, aunque también se
ha identificado en vinagres con olor a plástico (Callejón y col., 2008b).
Las mayores diferencias detectadas entre los compuestos pertenecientes a la familia de
C13-norisoprenoides se encontraron principalmente tras la fermentación maloláctica, donde la
335
Tabla II.15. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Merlot de la vendimia 2007, control (C) y
microoxigenado (M), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación (Mox), final de la fermentación maloláctica (FML), y adición de virutas.
Fin Mox
Fin FML
C
Aldehídos
acetaldehído
Ésteres
acetato de etilo
acetato de isoamilo
acetato de hexilo
4-oxobutirato de etilo
decanoato de etilo
cinamato de etilo
Alcoholes
metanol
1-propanol
2-metil-1-butanol
4-metil-1-pentanol
(Z)-2-penten-1-ol
3-metil-1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
1-octen-3-ol
1-heptanol
2-etil-1-hexanol
Alcoholes C6
(E)-2-hexen-1-ol
Ácidos
ácido acético
ácido isobutírico
ácido decanoico
M
51,01
±
2,07
49,82
219,39
8,42
14,51
1,28
130,76
±
±
±
±
±
±
2,48
1,26
0,05
0,71
0,17
3,10
2461,18
± 12,10
12,93
± 1,05
A
71,65
±
0,22
59,72
179,89
7,64
15,75
A
2,12
B 107,14
±
±
±
±
±
±
5,24
12,32
0,25
1,93
0,20
5,27
a
2711,22
± 50,34
16,02
± 3,13
25,51
±
1,48
B
A
63,59
193,94
8,94
23,53
6,81
49,52
±
±
±
±
±
±
1,50
3,66
1,74
4,64
0,96
3,71
b
4175,92
18,70
± 21,72
b
1748,96
± 75,30
a
2094,16
30,83
± 1,16
b
26,67
± 0,03
a
58,90
± 348,72
46,37
20,19
64,79
25,25
5,28
70,54
3,85
2,01
16,19
12,74
2,43
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
10,38
± 1,14
B
±
±
±
±
1,11
a
3,70
b 245,09
305,79
0,97
3,46
255,89
301,24
1,61
0,13
0,88
0,30
0,27
0,48
0,01
0,22
0,48
0,36
0,12
7125,28
0,05
0,10
2,83
17,33
b
a
b
b
b
a
A
a
42,29
21,52
61,08
24,35
4,12
72,98
6,01
1,97
17,68
11,93
4,00
6,06
± 513,81
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,06
0,41
1,01
0,26
0,14
0,73
0,07
0,16
0,31
1,36
0,57
b
b
± 133,83
± 1,97
38,59
±
2,19
60,19
155,16
7,47
20,11
7,76
43,63
±
±
±
±
±
±
1,38
11,80
0,70
0,54
1,02
3,55
4426,14
a
a
± 116,27
± 0,95
5,31
±
0,62
51,72
169,04
9,32
23,81
9,52
48,96
±
±
±
±
±
±
0,59
1,26
0,71
1,13
0,70
6,95
4508,00
b
18,71
± 362,13
± 9,20
49,39
± 0,85
A
53,81
± 476,78
b
8745,90
± 1,35
a
11209,31
42,58
20,46
63,87
28,83
5,15
78,34
4,87
2,24
18,25
16,90
3,53
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
B
39,74
21,53
61,19
25,65
4,23
79,70
6,12
4,33
19,47
14,86
4,50
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
A
40,70
20,80
64,24
27,62
4,51
72,78
4,47
1,97
16,11
9,88
1,98
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
± 1,79
17,60
± 2,17
13,60
±
±
±
±
b
a
1,51
3,96
281,38
241,87
±
±
±
±
0,17
1,03
2,11
1,29
0,56
7,59
1,00
0,31
0,11
0,32
0,34
0,18
0,37
22,28
3,28
A
a
b
a
8,33
b
0,72
3,83
260,65
212,60
0,39
0,65
1,79
1,69
0,23
2,01
0,24
0,17
0,35
0,64
0,36
1988,09
B
b
a
b
± 0,39
±
±
±
±
0,03
0,08
5,14
14,18
a
1,72
4,27
285,70
198,30
A
B
b
± 178,64
± 1409,53
±
±
±
±
0,33
0,25
15,66
1,70
±
0,09
66,78
150,99
7,29
22,03
7,63
36,29
±
±
±
±
±
±
1,54
3,03
0,45
1,80
0,16
3,20
24,79
± 6,40
1,37
0,69
1,13
2,13
0,21
1,82
0,95
0,28
1,25
0,58
0,33
5,73
4829,49
± 2,80
1774,91
A
± 151,39
25,07
B
M
B
10862,01
a
b
a
a
a
b
B
A
C
± 0,10
± 0,89
0,10
0,07
1,17
46,94
M
B
2004,12
8015,83
Virutas
C
a
a
A
A
± 153,78
± 1,90
1758,59
± 42,51
47,66
± 0,32
9747,43
± 358,26
40,01
22,59
64,36
25,69
4,51
77,03
6,37
2,78
18,78
9,51
3,90
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
15,74
± 0,60
1,41
4,31
272,09
212,77
B
A
a
±
±
±
±
nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras
minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test “t de Student”
0,37
0,52
1,90
0,35
0,51
0,91
0,01
0,27
0,19
1,19
0,38
0,18
0,02
6,99
2,78
b
b
B
B
Tabla II.15 continuación. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Merlot de la vendimia 2007,
control (C) y microoxigenado (M), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación (Mox), final de la fermentación maloláctica (FML), y adición
de virutas.
Fin Mox
Fin FML
C
Terpenos
α-terpineol
trans-geraniol
nerolidol
fenilacetaldehído
2-feniletanol
fenol
ácido siríngico
4-vinilguaiacol
ácido benzoico
vainillina
vainillado de metilo
vainillado de etilo
acetovainillona
3,4,5-trimetoxi fenol
Total bencénicos
Lactonas
γ-butirolactona
5-etoxi-dihidro 2(3H)furanona
Total lactonas
C13-norisoprenoides
3-oxo-α-ionol
Otros
ciclohexanona
nonanal
M
12,94
8,08
15,79
33,75
±
±
±
±
0,79
0,27
3,03
6,77
nd
23,52
± 4,82
9711,17
± 507,11
38,19
17,24
123,57
71,24
80,79
62,94
141,92
192,99
154,55
±
±
±
±
±
±
±
±
±
a
13,87
9,85
14,78
26,15
±
±
±
±
nd
17,18
± 3,25
8192,35
2,06
0,62
1,25
6,63
2,85
2,33
2,21
3,25
6,27
0,87
6,14
20,04
31,19
46,74
12,84
B 108,55
70,12
73,42
b 38,71
b 121,01
210,09
140,43
± 535,36
9659,06
± 931,07
0,72
18,87
nd
203,48
± 0,04
± 1,20
0,66
25,34
15,37
223,47
±
±
±
±
0,12
4,72
3,08
10,15
35,50
182,96
75,29
54,74
351,39
±
±
±
±
±
b 26,09
b 156,00
62,36
39,16
B 287,55
±
±
±
±
±
1,84
6,64
0,46
9,17
0,02
B
± 0,90
± 0,14
11397,59
14,79
2,55
nd
a
± 23,92
2,12
7,92
11,44
7,37
12,86
± 0,29
± 0,54
8,05
3,24
nd
b
± 874,86
±
±
±
±
±
±
±
±
±
Virutas
C
0,55
2,42
3,58
10,79
11,79
5,89
5,15
29,59
44,54
5,67
13,15
18,03
42,46
±
±
±
±
0,58
11,37
± 0,08
± 1,09
11869,30
A
a
a
26,12
27,33
119,77
124,29
45,15
41,96
158,53
262,02
185,83
a
a
A
A
0,29
0,81
4,11
1,55
A
±
±
±
±
0,47
0,56
0,23
3,95
b
0,64
11,72
± 0,04
± 0,45
± 242,08
a
11644,56
±
±
±
±
±
±
±
±
±
b
B
±
±
±
±
a
0,55
20,64
± 0,10
± 0,82
± 719,41
b
9468,57
±
±
±
±
±
±
±
±
±
a
47,47
26,12
107,04
66,58
53,12
52,99
144,21
156,95
103,22
a
b
b
b
M
5,36
14,77
11,70
38,43
10,58
12,00
15,44
31,90
3,87
4,75
5,76
25,43
1,24
4,43
2,20
34,67
6,49
a
C
1,05
0,11
0,04
0,46
b
0,47
6,14
11,58
6,92
0,68
1,29
0,08
24,45
17,58
a
a
a
59,08
41,45
122,14
140,20
60,91
33,84
167,09
298,91
nd
b
B
A
0,27
17,30
± 0,03
± 0,48
A
B
± 306,26
±
±
±
±
±
±
±
±
13967,79
± 1514,42
0,66
740,39
28,08
981,17
±
±
±
±
0,02
32,88
5,13
4,35
a
0,85
682,63
25,98
925,15
±
±
±
±
0,05
8,73
0,06
0,57
b
0,78
537,38
25,02
1416,26
±
±
±
±
0,09
3,48
0,70
45,55
42,92
204,37
97,87
24,64
373,51
±
±
±
±
±
1,14
2,83
4,91
5,03
2,31
b
b
B
a
36,95
185,91
71,19
58,84
357,25
±
±
±
±
±
2,12
0,11
4,94
11,08
18,36
a
a
A
b
65,29
215,40
69,11
85,17
439,13
±
±
±
±
±
0,61
27,22
14,21
8,36
48,35
± 0,86
± 0,10
± 0,98
B
A
b
8,37
2,76
4,77
A
B
a
17,27
2,22
nd
± 0,87
± 0,06
± 0,88
B
a
53,98
24,28
123,70
70,15
70,42
35,26
186,27
198,90
nd
a
17,14
1,76
8,46
0,86
1,05
0,20
0,83
9602,91
3,11
5,89
1,18
1,77
7,39
4,48
21,11
40,73
± 204,76
A
±
±
±
±
± 1364,18
b 10929,82
B
A
b
5,87
14,53
13,91
32,86
±
±
±
±
±
±
±
±
± 801,88
13703,69
b
M
± 1,59
± 0,49
b
B
11826,15
2,75
4,02
2,04
7,23
2,15
3,63
1,18
6,99
±
±
±
±
0,12
27,25
0,90
59,95
a
±
±
±
±
±
1,57
22,34
4,29
4,04
3,20
b
B
A
69,94
225,43
71,18
32,78
418,93
8,97
2,89
9,51
A
± 397,07
0,79
382,90
23,80
b 1232,04
b
a
± 0,92
± 0,16
± 0,40
minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test “t de Student”
a
a
b
a
A
B
mayoría de ellos presentaron concentraciones inferiores en los vinos microoxigenados. Tras el
tratamiento con virutas, dichas diferencias no fueron tan notables.
Las lactonas, consideradas de manera individual, no presentaron diferencias en un
momento concreto del tratamiento, sino que dependió en gran medida de la lactona en
cuestión. Así, cabe destacar la concentración significativamente superior de γ-butirolactona en
los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica, con un característico aroma
dulzón, aunque dichas diferencias desaparecieron tras el tratamiento con virutas.
Otros compuestos identificados tales como el nonanal, caracterizado por el olor cítrico
y floral presente en vinos Merlot y Cabernet Sauvignon (Gürbüz y col., 2006), está presente en
concentraciones significativamente superiores en los vinos microoxigenados, favoreciendo
dichos atributos en los mismos.
El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Merlot se llevó a cabo por
un panel de catadores entrenados en el análisis sensorial de vinos tintos y pertenecientes al
Área de Tecnología de Alimentos de la Universidad de Castilla-La Mancha.
Los catadores fueron seleccionados con edades comprendidas entre los 20 y 40 años.
Con carácter previo al análisis sensorial, los catadores fueron sometidos a pruebas de agudeza
olfato-gustativa con compuestos estándar.
Se realizaron numerosas sesiones de entrenamiento con el objetivo de eliminar
atributos sinónimos o difícilmente entendibles previamente al análisis sensorial descriptivo de
los vinos objeto de estudio. Finalmente, los atributos seleccionados se representan en la Tabla
II.16.
Al igual que para el análisis sensorial de los vinos de las variedades anteriormente
descritas, las sesiones de cata se realizaron en una sala de catas normalizada (ISO 8589-1998)
sirviendo las muestras en copas normalizadas (ISO 3591-1997) bajo clave y a una temperatura
en torno a 18 ºC. El análisis sensorial descriptivo de cada vino fue realizado por duplicado.
338
La evaluación de los atributos que caracterizaron cada vino fue realizada en una escala
no estructurada de 10 cm de longitud, donde en su extremo izquierdo estaría presente la
evaluación “poco intenso” y en el extremo derecho “muy intenso”.
descriptivo de los vinos tintos de la variedad Merlot.
Pasas/ciruelas
Acidez
Regaliz
Verde
Cuerpo
Frutas rojas
Intensidad dejo
Fruta dulce (pera)
Calidad dejo
Frutos secos
Astringencia
Especiado
Vainilla
Madera
Impresión global
El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Merlot fue realizado en
distintos momentos a lo largo del proceso, para vinos control y microoxigenados: antes y
después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el
tratamiento con virutas de roble americano sin tostar.
En las Figuras II.46-II.48 se presentan en forma de gráficos de barras los valores
medios de las puntuaciones adjudicadas por los catadores a los diferentes atributos sensoriales
en el perfil olfativo y gustativo de los vinos de la variedad Merlot. Con el objetivo de elucidar
las posibles diferencias significativas producidas en las características sensoriales como
consecuencia del tratamiento de microoxigenación, se ha realizado el tratamiento estadístico
de “t de Student” a los datos sensoriales de los vinos control y microoxigenación en cada
momento estudiado.
339
10
9
8
7
6
5
A
4
A A
A
a
a
B
3
b
B
2
A
b
1
0
Frutas rojas Pasas/ciruelas Verde/vegetal
C antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
Especiado
C fin FML
Fruta dulce
(pera)
M fin FML
Vainilla
C virutas
Madera
M virutas
Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la
fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar.
Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias
significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el
Cabe destacar el aumento del atributo olfato-gustativo a frutas rojas tras la
fermentación maloláctica para ambos vinos, viéndose disminuido el atributo tras el
tratamiento con virutas de roble. En todos los casos, los vinos microoxigenados se
caracterizaron por poseer un mayor valor en el atributo a frutas rojas (aunque sin diferencias
significativas), que puede estar relacionado con las concentraciones significativamente
superiores de salicilato de metilo, octanoato de etilo, benzaldehído y óxido de linalol, entre
otros (Callejón y col., 2008a).
Se observaron valores significativamente inferiores del atributo olfativo pasas/ciruelas
en los vinos microoxigenados, atributo también detectado en los vinos sometidos al
tratamiento de oxigenación por otros autores (Otto, 2003). Este hecho puede verse relacionado
con las menores concentraciones detectadas en el cinamato de etilo (Aznar y col., 2001), de
manera contraria a la evolución observada en la concentración de la ß-damascenona y γnonalactona en estos vinos, responsables del aroma a ciruelas y fruta madura según Pons y col.
(2008).
340
10
9
b
8
7
6
a
5
3
A A
A
a
4
A
A
A
A
2
B
1
0
Frutas rojas
Acidez
Fruta dulce
(pera)
Frutos secos
C antes M ox
C fin M ox
M fin M ox
C fin FM L
Especiado
Vainilla
M fin FM L
C virutas
M adera
M virutas
Figura II.47. Perfil sensorial gustativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad
Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la
fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar.
A la vista de los resultados, el tratamiento de microoxigenación no se tradujo en una
disminución significativa del atributo verde en ninguno de los momentos estudiados,
paralelamente a la escasa variación detectada en la concentración de los alcoholes de seis
átomos de carbono.
Se apreciaron, de manera exclusiva y significativa para los vinos microoxigenados, los
atributos sensoriales de frutos secos y fruta dulce (pera). El atributo frutos secos ha sido
descrito por Hernández-Orte y col. (2009) en los vinos microoxigenados de las variedades
Tempranillo y Cabernet Sauvignon, y presentó menores valoraciones en los vinos sometidos al
tratamiento de oxigenación, a diferencia de la apreciación en los vinos Merlot objeto de
estudio, hecho que ya fue observado por Bartowsky y col. (1995) y Henick-Kling (1995).
El atributo a fruta dulce se debe a diversos ésteres (Komthong y col., 2006), tales
como el acetato de hexilo, con olor a pera (Takeoka y col., 1996), diversas lactonas (López y
col., 2003; Callejón y col., 2008a), ß-damascenona (Ferreira y col., 2001; Aznar y col., 2001)
la cual posee una concentración superior en los vinos microoxigenados.
341
Cabe destacar las notas a regaliz presentes en los vinos microoxigenados y tratamiento
con virutas. Los compuestos responsables de dicho atributo no están bien definidos, ya que
mientras que Ferreira y col. (1995) no define su procedencia, Callejón y col. (2008a) han
identificado como responsables al ácido benzoico, acetovainillona, metoxieugenol y ácido
fenilacético, los cuáles efectivamente se encuentran en mayores concentraciones en vinos
microoxigenados.
El
atributo
especiado,
identificado
olfativamente,
posee
una
valoración
significativamente superior en los vinos procedentes del tratamiento de microoxigenación
(Llaudy y col., 2006) y tras la fermentación maloláctica (igualmente observado por Llaudy y
col., 2006; Hernández-Orte y col., 2009). Tras el tratamiento con virutas, el especiado
atribuido a los vinos microoxigenados tomó valores por debajo de los correspondientes al vino
control, lo cual puede explicarse por las concentraciones inferiores de eugenol presentes en los
vinos microoxigenados (Ferreira y col., 2002), aunque dicha diferencia no fue significativa.
La concentración del isómero cis-whiskey lactona, detectado en mayor concentración
que su isómero trans (Pollnitz y col., 2000), se situó por encima de su umbral de detección (74
μg/L) para ambos tipos de vinos (Chatonnet y col., 1992), por lo que contribuye de manera
individual a las notas de madera y vainillina presentes en los vinos. La concentración del
isómero t-whiskey lactona fue detectado por debajo de su umbral (32 μg/L). Sin embargo,
Mosedale y col. (1999), expuso que algunos componentes podrían influenciar en
concentraciones inferiores a su umbral de detección mediante efectos sinérgicos.
Algo similar a lo observado para el atributo especiado sucedió con los atributos típicos
de la presencia de virutas en el vino, tales como los atributos de vainillina y madera,
disminuyendo su percepción olfativa en los vinos microoxigenados, tal y como fue detectado
en la variedad Tempranillo por Hernández-Orte y col. (2009) y a diferencia de otros autores
(Rodríguez-Bencomo y col., 2008). Así, dicha diferencia podría ser debida a la concentración
estadísticamente inferior del fenilacetaldehído y vainillato de metilo, entre otros, así como de
γ-nonalactona (Ferreira y col., 2001). Además, podría relacionarse con la menor concentración
presente de algunos compuestos derivados de la vainillina, tales como acetovainillona,
propiovainillona y metil vainillil éter y con la 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona.
342
Los atributos de acidez y cuerpo fueron evaluados por los catadores considerando el
cinco como valor de acidez y cuerpo óptimos para un vino tinto joven (Figura II.48). No se
observaron diferencias significativas entre la acidez de los vinos estudiados según el test de “t
de Student”. Se observó una disminución mayor de la astringencia en los vinos
microoxigenados, tal y como fue demostrado por Cabanillas y col. (2001), y Llaudy y col.
(2006), a juzgar por la menor formación de taninos condensados y flavan-3-oles monómeros
en dichos vinos (Vivas, 1997b; Pour-Nikfardjam y col., 2002).
10
9
b
8
a
7
6
5
4
3
2
1
0
Cuerpo
C antes Mox
Astringencia
C fin Mox
Intensidad dejo
M fin Mox
C fin FML
Calidad dejo
M fin FML
C virutas
Calidad global
M virutas
Figura II.48. Perfil de la sensación táctil y calidad global de los vinos control (C) y microoxigenados
(M) de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de
roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado
(M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia
de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”.
A la vista de los resultados, podría decirse que la adición de oxígeno al vino no afectó
de manera significativa a la sensación táctil de los vinos objeto de estudio. Aún así, cabe
destacar que estos atributos obtuvieron mejor valoración en los vinos microoxigenados. A este
hecho podría contribuir en gran medida la percepción de nuevas notas olfato-gustativas de
fruta dulce y frutos secos, y especiado entre otros. Sin embargo, puede observase como el
tratamiento con virutas aplicado a los vinos microoxigenados no afectó de manera positiva en
la calidad global, a lo que podría influir la menor contribución de las notas de madera y
vainilla, así como a la atenuación de los atributos especiado, fruta dulce y frutos secos
derivados del uso de virutas.
343
Haciendo referencia a la calidad global de los vinos estudiados, puede afirmarse que el
tratamiento con virutas de roble americano influyó de manera positiva a los vinos control,
aumentando el cuerpo, especiado, y los atributos característicos de la madera. Sin embargo,
los vinos microoxigenados sin tratamiento con virutas fueron similarmente evaluados en los
atributos anteriores, e incluso en frutos secos y fruta dulce.
II.3.5. VINOS PETIT VERDOT DE LA VENDIMIA 2007
Tras la experiencia de microoxigenación aplicada a los vinos de la variedad Merlot, se
realizó la misma experiencia con la variedad Petit Verdot, llevándola a cabo con anterioridad a
la fermentación maloláctica. Así, se realizaron analíticas antes y después del tratamiento de
microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble
americano sin tostar. Debido a que una de las posibles razones para aplicar un tratamiento de
microoxigenación es disminuir la sensación de astringencia y las notas herbáceas de los vinos,
en este caso se ha realizado la experiencia con un vino con estas características, de la variedad
Petit Verdot. Así, se ha estudiado la fracción polifenólica, aromática y sensorial de dichos
vinos.
La Tabla II.17 muestra los análisis convencionales realizados a los vinos control y
microoxigenados de la variedad Petit Verdot con posterioridad a la fermentación maloláctica.
Puede observarse como el tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa
a los análisis convencionales. En ambos casos, no se ha producido infección por bacterias
lácticas, dado que el valor de acidez volátil se encuentra por debajo del límite establecido (1
g/L), al igual que en los casos anteriores.
Tabla II.17. Análisis convencionales de los vinos de la variedad Petit Verdot tras realizar la
fermentación maloláctica.
pH
SO2 libre (mg/L)
SO2 total (mg/L)
grado alcohólico (v/v)
344
C
M
3,99
0,47
32
38
12,8
3,90
0,42
30
35
12,6
Al igual que para el resto de variedades estudiadas, el ácido t-caftárico fue el principal
derivado de ácidos hidroxicinámicos presente en los vinos de la variedad Petit Verdot,
constituyendo el 50% del total de ácidos hidroxicinámicos, seguido de los ésteres tartáricos
del ácido p-cumárico (Tabla A.II.30).
Tras la fermentación maloláctica fue observada una disminución en la concentración
de los derivados de ácidos t- y c-fertáricos, sobre todo en los vinos control. Sin embargo, a
diferencia del resto de variedades se observó un ligero aumento en el resto de ésteres
tartáricos, y más aún en las formas libres de los ácidos hidroxicinámicos, siendo de especial
interés el ácido p-cumárico (Zafrilla y col., 2003).
La adición de virutas al vino se tradujo en un aumento de los isómeros trans de los tres
derivados de ácidos hidroxicinámicos identificados (ácidos caftárico, cutárico y fertárico) y
del ácido ferúlico. Sin embargo, la evolución sufrida por los vinos control y microoxigenados
tras el tratamiento con virutas mostró algunas diferencias. En este sentido, cabe destacar la
mayor disminución del ácido c-cutárico, ácido cafeico y ácido p-cumárico en los vinos
microoxigenados en relación a los respectivos vinos control.
El efecto de la adición de oxígeno a los vinos de la variedad Petit Verdot sobre la
fracción de derivados de ácidos hidroxicinámicos no fue estadísticamente significativa, según
mostraron los resultados del tratamiento estadístico aplicado por parejas de vinos (control y
microoxigenado) en cada momento estudiado según el test de “t de Student” (Tabla A.II.30).
2. Flavan-3-oles
A lo largo de la fermentación maloláctica y tras el posterior tratamiento con virutas se
produjo un descenso en la concentración de los flavan-3-oles monómeros, en porcentajes
similares para ambos vinos. La adición de virutas contribuyó a dicha disminución, a la par que
el % polimerización fue aumentando (Tabla A.II.33).
345
El tratamiento de microoxigenación se tradujo en la concentración significativamente
inferior de los flavan-3-oles monómeros (+)-catequina y (-)-epicatequina (Castellari y col.,
2000), al igual que lo observado en los vinos de la variedad Merlot, lo cual se tradujo en un
mayor porcentaje de polimerización para dichos vinos microoxigenados (Pérez-Magariño y
col., 2007).
3. Flavonoles
En los vinos de la variedad Petit Verdot se han identificado un gran número de
flavonoles (Tabla A.II.31), con una concentración total superior a la observada en los vinos
de la variedad Merlot e inferior a los vinos Cencibel. Los flavonoles más abundantes en los
vinos de la variedad Petit Verdot fueron el glucurónido de quercetina (Castillo-Muñoz y col.,
2007) y el glucósido de siringetina, constituyendo el 45% de la suma total de flavonoles. La
quercetina fue la aglicona presente en mayor concentración en los vinos de la variedad Petit
Verdot.
Los vinos control y los sometidos al tratamiento de microoxigenación de la variedad
Petit Verdot evolucionaron de manera diferente en cuanto al contenido de flavonoles
glicósidos se refiere. La concentración de glucurónido de quercetina aumentó ligeramente en
los vinos control, aunque las concentraciones en ambos vinos (control y microoxigenados) tras
la fermentación maloláctica no fueron significativamente distintas según el test de “t de
Student” (Tabla A.II.31). Respecto a los flavonoles agliconas, se observó un aumento tras la
fermentación maloláctica para ambos vinos, con la excepción de la disminución sufrida en
isoramnetina (20%) y siringetina (25%) en los vinos microoxigenados.
Tras el tratamiento con virutas, fue observada una disminución en la concentración de
todos los flavonoles glicósidos y agliconas, con la excepción de la siringetina presente en los
vinos microoxigenados, que aumentó su concentración en los vinos Petit Verdot, en
detrimento de la disminución de su correspondiente glucósido.
De manera individual para cada flavonol, y tras la aplicación del test estadístico de “t
de Student” a los vinos control y microoxigenados en cada momento (Tabla A.II.31), se
observaron como las mayores diferencias significativas fueron detectadas tras la fermentación
maloláctica y tras el tratamiento con virutas. Al contrario que las escasas o nulas diferencias
346
significativas detectadas en los vinos de las variedades Cencibel y Merlot en la fracción de
flavonoles,
los
vinos
microoxigenados
Petit
Verdot
presentaron
concentraciones
significativamente inferiores de glucósido de miricetina, glucósido de isoramnetina, glucósido
de siringetina y su aglicona, tras la fermentación maloláctica. Tras el tratamiento con virutas,
las diferencias se mantuvieron en todos ellos, a las cuáles se unió el flavonol quercetina.
Castellari y col. (2000) observaron la disminución producida en quercetina como
consecuencia de la adición de oxígeno, hecho que revela la elevada reactividad con el oxígeno
de este polifenol con un grupo o-difenol, en comparación con otros compuestos.
4. Antocianos
En la Tabla A.II.32 se muestran las concentraciones de los antocianos nativos de la
uva identificados en los vinos de la variedad Petit Verdot. Se identificaron los derivados no
acilados, acetilados y p-cumarilados de la delfinidina, cianidina, petunidina, peonidina y
malvidina, junto con el derivado cafeoilado de esta última, al igual que en los vinos de la
variedad Merlot. Cabe destacar la mayor similitud de los vinos Petit Verdot, en cuanto a la
concentración antociánica se refiere, con los vinos de la variedad Cencibel, teniendo un menor
valor los vinos procedentes de uvas Merlot.
El efecto producido en la fracción de antocianos monómeros presentes en los vinos
Petit Verdot tras la fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas de roble
americano sin tostar fue muy similar al observado en los vinos Merlot. Así, tras dicha
fermentación, se observó una disminución de los antocianos monómeros identificados para
ambos vinos, sobre todo en los derivados de la malvidina, con disminuciones más acentuadas
en el caso de los vinos microoxigenados, disminuyendo por tanto la tonalidad roja de los
mismos (menor valor de a*). En el mismo sentido evolucionó el % de copigmentación (Tabla
A.II.33) al igual que lo observado en los vinos Cencibel y Merlot descritos con anterioridad.
Los derivados p-cumarilados de los antocianos apenas sufrieron modificación para ambos
vinos. Las virutas produjeron una disminución en los antocianos, sobre todo de los no
acilados, debido entre otros a fenómenos de adsorción (Amati y col., 2001).
Al igual que sucedió en los vinos de la variedad Merlot, las mayores diferencias
significativas detectadas en la fracción antociánica de los vinos control y microoxigenados
tuvieron lugar tras la fermentación maloláctica, con concentraciones significativamente
inferiores en los vinos microoxigenados, sobre todo en los derivados no acilados (en torno al
347
20%). Este hecho se puso de manifiesto de igual forma en la medida global de antocianos
(Tabla A.II.33). Al contrario que el resto de variedades, dichas diferencias estadísticas se
mantuvieron tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar, con un porcentaje de
diferenciación entre ambos vinos del mismo orden que el observado tras la fermentación
maloláctica (Cano-López y col., 2006). La disminución del contenido total de antocianos
monómeros se tradujo en una disminución del % de copigmentación y de la contribución de la
tonalidad roja al color de los vinos tintos (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005) (Tabla A.II.33).
5. Compuestos antociano-etil-flavanol y piranoantocianos
En los vinos de la variedad Petit Verdot han sido detectados numerosos compuestos
fruto de la reacción entre antocianos y flavan-3-ol mediados por acetaldehído, sobre todo
derivados de la malvidina, antociano mayoritario en la especie Vitis vinifera (Flanzy, 2000)
(Tabla A.II.34). La determinación cualitativa fue similar a la vista en los vinos de la variedad
Merlot, detectándose además cuatro isómeros de los derivados malvidina-3-acetil-glucósidoetil-flavan-3-ol. La identificación de dichos compuestos, cuyo ión molecular correspondió a
m/z = 851 (Figura II.49 y II.50), se llevó a cabo mediante LC/MS. En cantidad creciente de
concentración, el derivado 3 se presentó en cantidades traza, seguido del derivado 1, 4 y 2.
Intens.
mAU
600
DAD 520nm
400
200
0
x106
4
+MS
3
EIC m/z = 851
2
1
0
18
20
22
24
26
28
30
32
34
x106
1.0
36
Time [min]
+MS2(851.7), 26.3min #978
+MS2
561.1
0.8
0.6
357.1
0.4
0.2
0.0
200
400
600
800
1000
m/z
Figura II.49. Cromatograma a 520 nm, cromatograma de ión extraído (EIC) para la relación m/z =
851, y espectro de masas (MS2) correspondiente a los derivados malvidina-3-acetil-glucósido-etilflavan-3-ol.
348
OH
O-Glc -acet
R2
OH
HO
- flavan-3-ol
OGlc - acet
O
+
CH = CH2
OH
R2
HO
R1
O
+
m/z = 561
OH
R1
HC-CH3
OH
- glucosa-acetil
OH
HO
O
- glucosa-acetil
OH
OH
- flavan-3-ol
OH
R2
OH
HO
O
+
CH = CH2
OH
m/z = 851
R1
m/z = 357
Figura II.50. Fragmentación compatible con el análisis MS y MS2 (modo positivo de ionización) del
ión molecular correspondiente a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3glucósido-acetilada y flavan-3-ol mediadas por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3.
La concentración de los compuestos antociano-etil-flavan-3-ol y antociano-etilprocianidina B prácticamente no varió durante la fermentación maloláctica y tras el posterior
tratamiento con virutas, tanto para los vinos control como para los vinos microoxigenados.
Únicamente, los cuatro isómeros de malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol sufrieron una
ligera disminución.
A diferencia de los resultados obtenidos para los vinos de la variedad Merlot, la
adición de oxígeno a los vinos de la variedad Petit Verdot se tradujo en un aumento
significativo de la concentración de los pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol, sobre todo de los
derivados
malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol
y
malvidina-3-glucósido-etil-
procianidina B, tal y como fue observado por Cano-López y col. (2006) para los vinos
Monastrell. Dichos compuestos presentan tonalidades rojo-violáceas y son menos sensibles al
blanqueamiento por SO2 y a las variaciones del pH que los antocianos monómeros. Tras el
tratamiento con virutas de roble americano sin tostar, sólo fueron observadas diferencias
puntuales entre las concentraciones de dichos compuestos en los vinos control y
microoxigenados.
349
Respecto a los piranoantocianos tipo vitisina identificados en los vinos de la variedad
Petit Verdot, se produjo una disminución de las vitisinas tipo B como consecuencia de la
fermentación maloláctica, siendo superior en el caso de los vinos microoxigenados (entre un
10-20%) (Tabla A.II.35). Cabe destacar las diferencias en cuanto a los cambios producidos
por la fermentación maloláctica observadas en las vitisinas tipo A, ya que se produjo una
disminución en torno al 20% en los vinos microoxigenados, mientras que se vio ligeramente
aumentada su concentración en los vinos control. A pesar de dicha disminución, tras la
fermentación maloláctica la concentración de vitisinas tipo A presentes en los vinos
microoxigenados fue significativamente superior, favoreciendo así las tonalidades anaranjadas
en dichos vinos. Este hecho se puso de manifiesto en los valores significativamente superiores
de la componente cromática b* (Tabla A.II.33). Según Alcalde-Eón y col. (2006), el oxígeno
no promueve la producción de la vitisina tipo A, pero puede convertirse en una especie
reactiva para el oxígeno con la presencia de ciertos compuestos como los elagitaninos
presentes en la madera (Vivas y col., 1996).
Respecto a los hidroxifenil-piranoantocianos, se observó una disminución en la
concentración de malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol en ambos vinos como consecuencia de la
fermentación maloláctica, de manera contraria a la pinotina A y malvidina-3-pcumaroilglucósido-4-vinilfenol. Sin embargo, la concentración de malvidina-3-acetil-glucósido-4vinilfenol en ambos vinos siguió una evolución contraria, disminuyendo un 15% en los vinos
microoxigenados.
Tras el tratamiento con virutas, las vitisinas tipo A sufrieron un aumento del mismo
orden en ambos vinos, de manera contraria a las vitisinas tipo B, con un porcentaje de
disminución en torno al 20% en la vitisina tipo B de la malvidina-3-glucósido.
De manera individual para cada compuesto, se realizó el tratamiento estadístico de “t
de Student” a los vinos control y microoxigenados, con el fin de encontrar diferencias
significativas entre ambos vinos en cada momento estudiado (Tabla A.II.35). Al contrario que
el resto de variedades estudiadas, se observaron ya diferencias significativas en cuanto a la
concentración de piranoantocianos justo tras el tratamiento de microoxigenación entre ambos
vinos, con concentraciones significativamente superiores en los vinos sometidos al tratamiento
de oxigenación (Pérez-Magariño y col., 2007). Dichas diferencias se mantuvieron tras la
fermentación maloláctica, aunque con algunas variaciones. Así, tras dicha fermentación, la
350
concentración de las vitisinas tipo B se situó por debajo de la presente en los vinos control
(aunque sólo de manera significativa para vitisina B derivada de malvidina-acetil-glucósido),
así como los derivados no acilados y acetilados de la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol. Tras
el tratamiento con virutas, dichas diferencias entre ambos vinos se siguieron observando,
aunque de manera significativa tan sólo para las vitisinas. Según fue descrito por PérezMagariño y col. (2007), el efecto de la adición de oxígeno a los vinos sobre la fracción de
piranoantocianos está muy influenciado por la variedad y el año de vendimia.
A la vista de los resultados, tal y como sucedía en los vinos del resto de variedades
estudiadas, la fracción que se vio afectada en mayor medida por el tratamiento de
microoxigenación fue la de antocianos y derivados. Así, se realizó un Análisis de
Componentes Principales sobre la matriz de los datos de concentraciones de dichos
compuestos presentes en los vinos control y microoxigenados en todos los momentos
estudiados (Figuras II.51 y II.52 y Tabla II.18).
Tabla II.18. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos de contenido
en antocianos, piranoantocianos y compuestos resultado de la reacción antociano-tanino mediada por
acetaldehído, identificados en los vinos control y microoxigenados de la variedad Petit Verdot de la
vendimia 2007, analizados en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de
roble americano sin tostar.
% Varianza
explicada
% Varianza
acumulada
CP-1
43.8
43.8
Df-3-glc
Pt-3-glc
Mv-3-glc
Pn-3-glc
Cn-3-glc
Df-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Mv-3-acet-glc
Mv-3-glc-caf
t-Pt-3-pcum-glc
t-Pn-3-pcum-glc
t-Mv-3-pcum-glc
Mv-3-acet-glc-et-fl 2
0,921
0,906
0,892
0,868
0,818
0,923
0,916
0,894
0,890
0,941
0,920
0,912
0,894
-0,826
CP-2
22.6
66.4
Mv-3-glc-et-fl 4
Mv-3-glc-et-fl 2
0,930
0,906
0,898
0,844
CP-3
12.3
78.7
Vit A Mv-3-acet-glc
Vit A Mv-3-glc
0,914
0,841
Variables
Loadings
351
A la vista de los resultados, en la Figura II.51 se observó como a lo largo del tiempo
(según el Componente Principal 1) se produjo una disminución de la concentración de los
antocianos monómeros nativos de la uva, tanto en los derivados no acilados, acetilados como
p-cumarilados de malvidina, petunidina y peonidina. De igual forma, se observó la menor
concentración en dichos compuestos presentes en los vinos microoxigenados tras la
fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas.
2,0
C antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
C fin FML
M fin FML
C virutas
M virutas
CP2
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP1
Figura II.51. Representación de las muestras de vinos en el espacio definido por las componentes
principales CP1 y CP2 obtenidas en el análisis de los datos de contenido en antocianos,
piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados de los vinos control (C) y
microoxigenados (M) de la variedad Petit Verdot en varios momentos: antes y después del tratamiento
de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Según la Componente Principal 2, los vinos microoxigenados poseían una
concentración ligeramente superior de los derivados antociano-etil-flavan-3-ol y antocianoetil-procianidina tipo B, según ya había sido descrito anteriormente, sobre todo tras el
tratamiento de microoxigenación y tras la fermentación maloláctica. Sin embargo, los
compuestos que realmente diferencian los vinos de la variedad Petit Verdot sometidos al
tratamiento de microoxigenación, en todos los momentos estudiados, fueron las vitisinas tipo
352
A (Componente Principal 3), con concentraciones significativamente superiores en los mismos
(Figura II.52).
De manera similar a lo observado en los vinos tintos de la variedad Merlot, el
tratamiento de microoxigenación podría suponer una alternativa al uso de virutas, ya que en el
caso de los vinos Petit Verdot, los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica
poseían concentraciones superiores de pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y vitisinas tipo A,
incrementando la estabilidad del color de dichos vinos.
2,0
C antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
C fin FML
M fin FML
C virutas
M virutas
CP3
1,0
0,0
-1,0
-2,0
-2,0
-1,0
0,0
1,0
2,0
CP1
Figura II.52. Representación de las muestras de vinos en el espacio definido por las componentes
principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de los datos de contenido en antocianos,
piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados de los vinos control (C) y
microoxigenados (M) de la variedad Petit Verdot en varios momentos: antes y después del tratamiento
de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
En la Tabla A.II.36 se muestran las concentraciones de los compuestos volátiles
identificados en los vinos control y microoxigenados Petit Verdot en distintos momentos:
antes y después del tratamiento de microoxigenación, con posterioridad a la fermentación
353
maloláctica, y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Por otro lado, las
Figuras II.53 y II.54 ponen de manifiesto el sumatorio de las concentraciones de las
diferentes familias de compuestos volátiles presentes en dichos vinos, aplicando el análisis
estadístico de la t de Student a los vinos control y microoxigenados en cada momento
estudiado.
A la vista de los resultados, se observó un incremento tras la fermentación maloláctica
en las familias de ésteres y en menor medida de alcoholes de seis átomos de carbono y de
terpenos, tanto para los vinos elaborados de manera convencional como para los sometidos al
tratamiento de microoxigenación. Dicho incremento puede deberse a la actividad ßglucosidasa de las bacterias lácticas, que juegan un papel muy importante en la composición
volátil de los vinos (Izquierdo-Cañas y col., 2008). No se observaron diferencias significativas
en cuanto a la concentración de dichas familias como consecuencia del tratamiento de
microoxigenación.
14000
12000
b
b
a
a
Conc. (ug/L)
10000
8000
6000
4000
2000
0
ésteres
antes Mox
C fin Mox
ácidos
M fin Mox
C fin FML
bencénicos
M fin FML
C virutas
M virutas
presentes en los vinos de la variedad Petit Verdot en diferentes momentos: antes y después del
tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de
roble americano sin tostar. Diferentes letras minúsculas por tratamiento por parejas para vinos control
(C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación.
FML.- fermentación maloláctica.
Al igual que lo observado con los vinos de la variedad Merlot, el aumento observado
en la familia de los ésteres se debió principalmente a los ésteres derivados del ácido succínico
(Tabla A.II.36), sobre todo succinato y monosuccinato de dietilo (Pozo-Bayón y col., 2005),
ésteres de cadena larga (glutarato de etilo y cinamato de etilo) y algunos hidroxiácidos (malato
354
de dietilo, 2-hidroxi-3-metil-butanoato de etilo, lactato de etilo, 2-hidroxi propanoato de
pentilo) (Ugliano y col., 2005). Se observó una disminución del octanoato y decanoato de etilo
durante la fermentación maloláctica (Izquierdo-Cañas y col., 2008).
El aumento tras la fermentación maloláctica en la familia de alcoholes C6 se debió
principalmente al 1-hexanol y al (E)-2-hexen-1-ol (Izquierdo-Cañas y col., 2008), así como al
nerolidol, t-geraniol y su correspondiente ácido en la familia de terpenos. De manera paralela,
fue observada una disminución del α-terpineol como consecuencia de dicha fermentación, lo
cuál pone en evidencia las interconversiones producidas entre los distintos terpenos en el vino
(Voirin, 1990).
Tras el tratamiento de los vinos con virutas se produjo una disminución notable en la
concentración de ésteres (Jiménez-Moreno y col., 2005), sobre todo en vinos
microoxigenados, así como un aumento considerable en las familias de lactonas, C13norisoprenoides y compuestos bencénicos debido al contacto con la madera (Guchu y col.,
2006b).
900
800
Conc. (ug/L)
700
600
500
400
a
300
b
200
100
0
alcoholes
antes Mox
alcoholes C6
C fin Mox
M fin Mox
terpenos
C fin FML
lactonas
M fin FML
C virutas
C13-norisoprenoides
M virutas
Figura II.54. Concentración (μg/L) de las familias de alcoholes, alcoholes C6, terpenos, lactonas y C13norisoprenoides presentes en los vinos de la variedad Petit Verdot en diferentes momentos: antes y
después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con
virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para
maloláctica.
La disminución de los ésteres como consecuencia del tratamiento con virutas, se debió
principalmente a los acetatos (acetato de isoamilo y acetato de 2-feniletilo) y a los ésteres
derivados de seis, ocho y diez átomos de carbono (hexanoato de etilo, octanoato de etilo, 3355
hidroxi octanoato de etilo, decanoato de etilo) (Jiménez-Moreno y col., 2005). El aumento
producido en las lactonas como consecuencia del contacto con las virutas se debió a las
lactonas de roble cedidas al vino (t- y c-whiskey lactonas) (Frangipane y col., 2007), siendo
cuantitativamente superior el isómero cis. Todos los compuestos identificados derivados de
C13-norisoprenoides se vieron incrementados como consecuencia del tratamiento con virutas
(Ferreras y col., 2002). Se produjo un incremento en la concentración de prácticamente todos
los compuestos bencénicos, tanto para los vinos control como para los microoxigenados. Sin
embargo, las diferencias observadas en la concentración global de compuestos bencénicos
para ambos vinos radicó en la concentración significativamente inferior del 2-feniletanol
sufrida en los vinos microoxigenados con virutas.
Con el objetivo de elucidar el efecto que sobre los compuestos volátiles individuales
provocó el tratamiento de microoxigenación, se ha llevado a cabo el test de “t de Student”,
aplicándolo a los vinos control y microoxigenados en cada momento estudiado (tras el
tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el posterior
tratamiento con virutas). Las concentraciones de los compuestos volátiles, con sus
desviaciones estándar (n=2), con diferencias significativas en alguno de los momentos
estudiados, están representadas en la Tabla II.19.
A la vista de los resultados, cabe destacar que las mayores diferencias significativas
detectadas en los ésteres y alcoholes presentes en los vinos control y microoxigenados
tuvieron lugar tras el tratamiento con virutas.
Los ésteres con diferencias significativas entre los vinos control y microoxigenados tras el
tratamiento con virutas corresponden a algunos derivados del ácido succínico, entre los que se
encuentra el succinato de dietilo como mayoritario (Hernández-Orte y col., 2009), acetatos
(acetato de hexilo y acetato de 2-feniletilo), y algunos hidroxiésteres (4-hidroxibutanoato de
etilo y 2-hidroxi propanoato de pentilo). En todos ellos, salvo para este último, las
concentraciones presentes en los vinos control fueron significativamente superiores a los
procedentes de microoxigenación (con un nivel de significación del 95%). Otros derivados del
succinato presentes en menor concentración en ambos vinos, presentaron diferencias
significativas tras el tratamiento de microoxigenación, desapareciendo tras terminada la
356
Tabla II.19. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Petit Verdot de la vendimia 2007,
caracterizadas por la presencia de microoxigenación (M) respecto a un vino control (C), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación (Mox),
final de la fermentación maloláctica (FML), y adición de virutas.
Fin Mox
Fin FML
C
Ésteres
acetato de etilo*
acetato de hexilo
lactato de etilo
octanoato de etilo
2-hidroxi propanoato de
pentilo
decanoato de etilo
4-hidroxi butanoato de metilo
Total ésteres
Alcoholes
3-etoxi-1-propanol
2-butoxi-etanol
1-octanol
2-etil-1-hexanol
Ácidos
ácido acético
ácido butanoico
ácido octanoico
Terpenos
linalol
hotrienol
57,36
19,62
8,98
467,54
20,19
19,08
M
±
±
±
±
±
1,59
0,15
0,37
11,74
0,31
b
± 0,33
100,48
1132,37
3,27
12,34
10,44
164,30
4,29
±
±
±
±
±
±
±
11409,92
± 414,99
9,14
2,32
0,12
0,98
0,15
2,62
0,20
4,90
5,81
11,95
7,40
3,06
±
±
±
±
±
0,02
0,37
0,23
0,21
0,25
1,33
4,68
27,66
653,20
±
±
±
±
0,01
0,56
0,80
13,41
7,99
2,75
b
± 0,72
± 0,09
45,79
18,25
9,31
396,77
18,77
18,80
b
±
±
±
±
±
C
3,01
3,91
0,32
135,26
0,54
a
±
±
±
±
±
±
±
b
9976,41
± 415,31
B
A
12,58
120,87
0,64
0,23
0,63
26,72
0,50
4,54
5,11
11,53
6,13
3,72
±
±
±
±
±
0,49
0,25
1,49
0,95
0,04
1,14
6,44
24,67
586,42
±
±
±
±
0,03
1,47
3,87
96,51
6,62
3,14
±
±
±
±
±
1,00
0,37
0,06
10,38
2,40
40,92
±
0,00
b
49,61
1585,85
5,38
8,92
12,89
154,76
5,81
±
±
±
±
±
±
±
a
13460,13
a
± 1,84
63,23
876,30
2,71
11,36
6,60
133,63
6,57
b
63,60
14,68
23,37
378,08
17,98
a
± 0,07
± 0,05
a
a
A
B
Virutas
M
C
54,67
14,13
27,34
349,87
20,08
±
±
±
±
±
6,03
0,23
0,13
8,68
0,61
46,88
±
1,77
3,19
87,20
0,97
0,74
0,89
11,48
0,98
45,07
1358,47
3,68
9,49
11,10
161,27
5,76
±
±
±
±
±
±
±
±
841,24
12781,04
4,30
5,36
14,32
10,08
3,53
±
±
±
±
±
0,20
0,29
0,13
1,51
0,04
1,08
3,78
27,20
664,81
±
±
±
±
0,16
0,50
1,75
43,74
9,74
3,23
±
±
0,77
0,10
A
b
A
a
M
47,97
12,54
33,16
307,16
22,47
±
±
±
±
±
5,70
0,54
2,75
5,73
2,11
55,37
±
1,66
A
0,67
91,06
0,52
0,17
0,96
14,35
0,84
35,53
1785,14
6,25
11,05
14,23
126,77
6,30
±
±
±
±
±
±
±
±
1117,21
13052,67
4,08
5,34
14,31
6,15
4,58
±
±
±
±
±
0,04
0,23
0,86
0,53
0,09
1,22
5,37
28,02
685,35
±
±
±
±
0,14
0,27
1,73
57,94
11,37
3,36
±
±
1,78
0,72
B
a
B
b
57,70
10,20
27,39
313,43
23,30
±
±
±
±
±
3,97
0,03
0,42
12,88
0,46
62,09
±
1,60
2,73
24,86
0,29
0,26
0,72
3,94
1,12
34,59
B 1466,59
B
3,13
B
9,36
14,88
B
83,78
9,39
±
±
±
±
±
±
±
1,92
32,62
0,07
0,13
0,24
0,99
0,01
±
589,77
11356,93
±
214,16
5,15
5,89
14,21
7,47
4,53
±
±
±
±
±
0,31
0,13
0,12
0,17
0,32
b
B
B
B
B
4,16
5,37
13,56
4,14
2,92
±
±
±
±
±
0,31
0,08
0,05
0,24
0,35
a
A
A
A
A
1,23
7,40
30,35
672,39
±
±
±
±
0,12
0,94
0,44
5,60
A
b
1,35
7,19
32,66
637,43
±
±
±
±
0,05
0,15
0,30
8,96
B
a
13,76
2,93
±
±
1,29
0,38
10,22
3,52
±
±
0,94
0,04
b
b
nd.- no detectado. tr.- trazas. * Concentración en mg/L. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias
significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”.
a
B
A
A
A
A
a
Tabla II.19 continuación. Valores medios de concentracion y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Petit Verdot de la vendimia
2007, caracterizadas por la presencia de microoxigenación (M) respecto a un vino control (C), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación
(Mox), final de la fermentación maloláctica (FML), y adición de virutas.
Fin Mox
Fin FML
C
benzaldehído
2-metil-dihidro,3(2H)tiofenona
2-feniletanol
4-vinilguaiacol
ácido benzoico
vainillado de metilo
3,4-dimetoxi fenol
butiro vainillona
Total bencénicos
Lactonas
γ-butirolactona
5-etoxi-dihidro 2(3H)furanona
lactona II
Total lactonas
C13-norisoprenoides
3-oxo-α-ionol
Otros
1-metil ciclohexeno
metil heptadienona
2,6-heptadieno
N-3-metilbutil acetamida
14,76
M
± 0,86
B
14,16
± 1,25
4,16
± 0,51
6,73
± 0,26
7362,28
± 90,65
187,52
59,64
88,22
54,01
125,76
71,11
48,38
±
±
±
±
±
±
±
5,21
2,22
5,86
1,57
11,37
6,31
3,54
B 147,57
A 106,92
B 30,76
b
34,09
128,51
B 32,01
b
30,81
9283,53
± 101,77
8322,38
6643,76
A
± 1064,15
±
±
±
±
±
±
±
Virutas
C
6,49
2,192
2,90
3,99
28,04
2,16
0,02
A
B
A
a
A
a
± 1180,46
M
16,01
±
0,67
b
B
C
13,85
±
0,80
a
A
M
43,27
±
3,55
b
42,28
±
0,14
4,92
±
0,08
3,51
±
0,13
3,56
±
0,23
B
2,37
±
0,33
A
7262,14
±
696,59
7178,60
±
533,67
7421,06
±
230,84
B
6153,01
±
122,15
A
200,37
76,58
32,41
51,51
126,20
52,63
35,75
±
±
±
±
±
±
±
2,15
0,34
6,93
7,45
18,34
4,13
2,52
232,21
90,25
38,69
43,40
25,25
43,90
57,85
±
±
±
±
±
±
±
33,94
16,76
5,72
7,00
7,11
4,97
11,71
248,90
122,21
47,09
43,04
28,22
79,66
69,94
±
±
±
±
±
±
±
32,74
25,670
5,09
8,04
0,39
11,46
4,07
271,04
144,40
47,60
43,49
37,30
83,07
72,17
±
±
±
±
±
±
±
41,00
13,32
2,62
3,33
6,32
11,25
4,22
9304,81
±
717,25
9367,80
±
837,64
10313,75
±
32,32
b
9250,50
±
266,67
a
0,34
±
0,06
0,28
±
0,02
B
0,14
±
0,02
A
8,36
±
1,31
A
B
B
A
0,27
± 0,01
B
0,22
± 0,01
A
0,47
±
0,06
6,14
± 0,52
a
8,28
± 0,20
b
16,76
±
0,70
B
10,52
±
0,99
A
5,44
±
1,02
88,07
208,22
± 4,52
± 5,82
85,49
194,86
± 12,85
± 4,43
115,61
249,66
±
±
5,71
10,18
A
a
176,71
311,52
±
±
10,87
20,30
B
b
196,51
754,52
±
±
10,16
25,13
212,05
856,38
±
±
0,73
48,27
100,33
238,26
± 7,86
± 5,44
B 45,28
a 375,54
± 9,88
± 27,72
A
b
66,59
252,22
±
±
4,14
15,19
a
89,17
284,90
±
±
8,03
53,40
b
102,02
348,24
±
±
19,36
32,91
90,36
358,05
±
±
17,99
15,79
±
±
±
±
B
±
±
±
±
A
3,42
60,81
6,80
13,03
±
±
±
±
0,42
1,00
0,28
0,91
4,12
59,23
4,79
11,20
±
±
±
±
0,07
1,54
0,58
0,04
5,05
67,82
3,61
6,89
±
±
±
±
0,30
0,24
0,02
0,01
B
B
B
4,12
63,49
1,41
nd
±
±
±
0,02
0,27
0,10
2827,90
±
192,80
2851,56
±
299,38
3076,91
±
54,48
B
2696,63
±
69,27
8,79
26,65
7,25
17,03
2824,03
0,40
0,20
0,17
0,74
± 49,83
3,69
25,40
7,01
16,59
2586,68
0,36
3,54
1,14
0,81
± 279,69
a
b
a
minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”
A
A
A
A
Cabe destacar que las diferencias en la concentración de alcoholes son significativas
exclusivamente tras el tratamiento con virutas, y que sus concentraciones son superiores en los
vinos sin tratamiento de oxigenación. No se encontraron diferencias significativas en cuanto a
los alcoholes C6 se refiere entre los vinos control y microoxigenados en ninguno de los
momentos estudiados.
Cabe destacar el ácido octanoico con una concentración significativamente superior en
los vinos control con virutas, con un olor desagradable y graso (Ferreira y col., 2002; López y
col., 2003; Callejón y col., 2008b). La evolución contraria fue observada en el ácido (E)-3hexenoico, con una concentración significativamente superior en los vinos microoxigenados
tratados con virutas.
Las diferencias en cuanto a la fracción terpénica se refiere fueron mínimas entre ambos
vinos, al igual que fue observado por Hernández-Orte y col. (2009), si bien el linalol se vio
negativamente influenciado por el tratamiento de microoxigenación aplicado de manera
conjunta con virutas. Cabe destacar la transformación del t-geraniol en su isómero nerol en los
vinos microoxigenados tratados con virutas de roble americano (Voirin, 1990). De igual
forma, se observó un incremento en la concentración del óxido de linalol a cambio de una
disminución en la del linalol.
Para todos los compuestos bencénicos con diferencias significativas encontradas en
alguno de los momentos estudiados, presentaron una concentración inferior como
consecuencia del tratamiento de microoxigenación, con excepción del ácido benzoico. Las
mayores diferencias estadísticamente significativas encontradas en los compuestos bencénicos
identificados como consecuencia del tratamiento de adición de oxígeno a los vinos tuvieron
lugar tras el tratamiento de microoxigenación. Cabe destacar la concentración menor del 2feniletanol en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación.
La concentración superior, aunque no significativa, de eugenol y 4-vinilguaiacol en los
vinos microoxigenados, sobre todo tras el tratamiento con virutas, tal y como ha sido descrito
por Ortega-Heras y col. (2008).
En relación a los compuestos volátiles pertenecientes a la familia de C13norisoprenoides, se encontraron las mayores diferencias significativas en el 3-oxo-α-ionol tras
359
el
tratamiento
de
microoxigenación.
Dicho
compuesto
tomó
concentraciones
significativamente superiores en los vinos microoxigenados y está relacionado con aromas a
tabaco (Flanzy, 2000), que se prolongaron tras la fermentación maloláctica y tras el
tratamiento con virutas, aunque de manera no significativa.
El análisis sensorial descriptivo fue llevado a cabo por un panel de catadores
entrenados en el análisis sensorial de vinos tintos y pertenecientes a la Universidad de
Castilla-La Mancha.
Al igual que para el análisis sensorial de los vinos de las variedades mencionadas con
anterioridad, las sesiones de cata se realizaron en una sala de catas normalizada (ISO 85891998) sirviendo los distintos vinos, por duplicado, en copas normalizadas (ISO 3591-1997)
etiquetados bajo clave.
La evaluación de los atributos sensoriales fue llevada a cabo mediante una escala no
estructurada de 10 cm de longitud, cuyo extremo izquierdo representaba la contribución de
“baja intensidad”, así como el extremo derecho fue atribuido como “alta intensidad”.
Tras las numerosas sesiones de entrenamiento llevadas a cabo por los catadores, se
llevaron a consenso los atributos definitivos que definieron la calidad olfato-gustativa de los
vinos estudiados, siendo los representados en la Tabla II.20.
descriptivo de los vinos tintos de la variedad Petit Verdot.
Pasas/ciruelas
Acidez
Regaliz
Amargor
Cuero
Cuerpo
Frutas rojas
Intensidad dejo
Verde
Calidad dejo
Tabaco
Astringencia
Frutos secos
Especiado
Vainilla
Madera
Impresión global
360
En las Figuras II.55-II.57 se muestran las representaciones en forma de gráficas de
barras de la intensidad en cada atributo identificado mediante el análisis sensorial descriptivo.
Con el objetivo de elucidar las posibles diferencias significativas producidas en las
características sensoriales como consecuencia del tratamiento de microoxigenación, se ha
realizado el tratamiento estadístico de “t de Student” a los vinos control y microoxigenación
en cada momento estudiado.
Cabe destacar el aumento olfato-gustativo del atributo frutas rojas en los vinos control
tras la fermentación maloláctica, de manera contraria a lo observado en los vinos
microoxigenados. Esta evolución es debida al octanoato de etilo, entre otros compuestos,
caracterizado por su olor a fresas descrito por Callejón y col. (2008a). Tras el tratamiento con
virutas fue observada una disminución en dicho atributo para ambos vinos, al igual que
sucedía con los vinos de la variedad Merlot. El tratamiento de oxigenación afectó de manera
significativamente positiva en las valoraciones olfato-gustativas de dicho atributo justo tras el
tratamiento de microoxigenación, aunque dejaron de mostrar diferencias estadísticas tras la
A la vista de los resultados, se observó el aumento sufrido por el atributo olfativo de
pasas/ciruelas durante la fermentación maloláctica para ambos vinos, disminuyendo tras el
tratamiento con virutas. Los vinos microoxigenados poseían en todos los momentos
estudiados mejores valoraciones en el atributo pasas/ciruelas que los correspondientes a los
vinos sin tratamiento de oxigenación, siendo significativo exclusivamente tras el tratamiento
de microoxigenación. Dicho atributo está estrechamente relacionado con la concentración de
ß-damascenona y γ-nonalactona presentes (Pons y col., 2008).
Pese a la disminución apreciada en el atributo verde de los vinos microoxigenados,
dicha atenuación no mostró diferencias significativas. Dichos resultados estuvieron así
correlacionados con la inexistencia de diferencias estadísticamente significativas en la
concentración de los alcoholes de seis átomos de carbono, responsables del carácter herbáceo
de los vinos (López y col., 2003). La concentración significativamente inferior de la metilheptadienona presente en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica y
posterior tratamiento con virutas, descrita por Flanzy (2000) por sus notas a fruta verde, podría
contribuir a la disminución del atributo verde/vegetal en dichos vinos.
361
El atributo olfato-gustativo especiado tras el tratamiento de microoxigenación y tras la
fermentación maloláctica se vio significativamente favorecido de manera positiva por el
tratamiento de microoxigenación (Llaudy y col., 2006), aunque fue valorado en menor
intensidad para los vinos microoxigenados tras el tratamiento con virutas.
10
9
8
A
7
6
A
A
B
5
B
B
4
A
3
B
B
B
A
A A
2
A A
1
C antes Mox
C fin Mox
M fin Mox
C fin FML
M fin FML
er
a
M
ad
V
ai
ni
l la
o
Ta
ba
c
Es
pe
ci
ad
o
eta
l
V
er
de
/v
eg
las
Pa
sa
s/ c
iru
e
Fr
ut
as
ro
ja
s
0
C virutas
M virutas
Petit Verdot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras
la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar.
significativas de p<0.05 según el test de “t de Student”.
En los vinos microoxigenados fueron descritos atributos de tabaco, en el cuál pueden
participar compuestos como 3-oxo-ionol y la ß-damascenona, descritos por Flanzy (2000). De
manera exclusiva para los vinos microoxigenados con tratamiento con virutas, han sido
percibidas ciertas notas a regaliz y cuero, tal y como ha sido observado por Hernández-Orte y
col. (2009) en vinos microoxigenados Tempranillo y Cabernet Sauvignon, que podría estar
relacionado con compuestos como el ácido benzoico (Callejón y col., 2008a), presente en una
concentración significativamente superior en los vinos microoxigenados.
Puede observarse la misma tendencia en el atributo frutos secos, detectado también en
los vinos control tratados con virutas, aunque con una concentración inferior de la presente en
los vinos microoxigenados tratados con y sin madera (Hernández-Orte y col., 2009).
362
Al igual que la valoración realizada por los catadores sobre la intensidad de los
compuestos de la madera en los vinos Merlot, se observó una contribución significativamente
menor de los atributos vainilla y madera en los vinos microoxigenados tras el tratamiento con
virutas de la variedad Petit Verdot (Hernández-Orte y col., 2009). Esta atenuación pudo ser
debida a una concentración inferior de vainillina y acetovainillona en los vinos
microoxigenados con virutas. Por dicho motivo, la intensidad y calidad del dejo obtuvo una
peor valoración por parte de los catadores, hecho que se vio influenciado en la impresión
global de dichos vinos.
10
9
8
7
ab
6
5
a
4
a
A
3
b
2
A
AA
b
A
B
A
1
0
Frutas
rojas
Verde
C antes Mox
Acidez Especiado Amargo
C fin Mox
M fin Mox
Tabaco
C fin FML
Frutos
secos
M fin FML
Vainilla
C virutas
Madera
M virutas
Figura II.56. Perfil sensorial gustativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad
Petit Verdot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras
la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar.
El tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa a la sensación
táctil de los vinos, al igual que ocurrió en los vinos de la variedad Merlot. Sin embargo, los
vinos control sometidos al tratamiento con virutas fueron ligeramente mejor valorados, aunque
dichas diferencias no fueron significativas.
363
10
9
8
A
7
6
B
5
4
3
2
1
0
Cuerpo
C antes Mox
Astringencia
C fin Mox
Intensidad dejo
M fin Mox
C fin FML
Calidad dejo
M fin FML
Calidad global
C virutas
M virutas
Figura II.57. Perfil de la sensación táctil y calidad global de los vinos control (C) y microoxigenados
(M) de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de
roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado
(M) indican diferencias significativas de p<0.05 según el test de “t de Student”.
364
Conclusiones
II.4. CONCLUSIONES
De manera general para todas las variedades estudiadas, tras la fermentación
maloláctica se produjo una disminución en la concentración de los compuestos fenólicos
identificados en los vinos tintos (ésteres tartáricos de ácidos hidroxicinámicos, flavan-3-oles,
flavonoles, antocianos y piranoantocianos), hecho que fue observado igualmente tras el
posterior tratamiento con virutas y a lo largo del almacenamiento. De manera contraria, se
produjo un incremento en la concentración de los ésteres derivados del ácido succínico y
ésteres de cadena larga, alcoholes C6, lactonas, terpenos y C13-norisoprenoides tras el
desarrollo de la fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas, así como una
disminución en la concentración de acetatos y ésteres de cadena corta.
La adición de oxígeno de manera controlada tras la fermentación maloláctica sobre los
vinos tintos de la variedad Cencibel no afectó en gran medida a los compuestos responsables
del color. Sin embargo, sí lo hizo cuando el tratamiento de microoxigenación se aplicó con
anterioridad a dicha fermentación, aunque sus efectos se notaron de manera significativa tras
el desarrollo de la fermentación maloláctica, y se mantuvieron a lo largo del almacenamiento.
La fracción que sufrió mayores diferencias significativas como consecuencia de la adición de
oxígeno a los vinos Cencibel fue la de antocianos y derivados (piranoantocianos y pigmentos
antociano-etil-flavan-3-ol). De este modo, fue observada una significativa concentración
superior de pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y vitisinas en los vinos microoxigenados, así
como inferior de antocianos e hidroxifenilpiranoantocianos, lo cuál se tradujo en una
coloración más anaranjada con el paso del tiempo (mayor valor de b* y a*) y una
estabilización en el color de dichos vinos. La aplicación de la microoxigenación con
anterioridad a la fermentación maloláctica no afectó de manera negativa a la fracción volátil
de los vinos, aunque su almacenamiento anual provocó una disminución significativa en la
concentración de terpenos, ácidos y alcoholes C6, atenuándose así el carácter verde de dichos
vinos. Los vinos microoxigenados incrementaron los atributos especiado y regaliz, aunque
vieron atenuado el atributo de frutas rojas.
365
Por otro lado, al igual que fue observado en los vinos Cencibel, el tratamiento de
microoxigenación aplicado a los vinos tintos Merlot con anterioridad a la fermentación
maloláctica, afectó de manera significativa a la fracción de antocianos y piranoantocianos, y
también a la de flavan-3-oles, sobre todo tras el desarrollo de dicha fermentación y posterior
tratamiento con virutas. Así, dichos compuestos estuvieron presentes en una concentración
significativamente inferior en los vinos microoxigenados, lo cuál no supuso una estabilización
del color. De hecho, dichos vinos poseían una contribución menor al color amarillo y rojo
(menores valores de b* y a*). Por otro lado, el tratamiento de microoxigenación aplicado a los
vinos tintos Merlot afectó de manera positiva en relación a la disminución de la concentración
de alcoholes C6 y 3-metil-1-tiopropanol, así como al aumento de γ-butirolactona, α-terpineol,
t-geraniol y ß-damascenona, aunque también se observaron menores concentraciones de
ésteres frutales (hexanoato y octanoato de etilo), compuestos bencénicos y lactonas.
Sensorialmente, los vinos microoxigenados se caracterizaron por la baja intensidad del
atributo pasas/ciruelas en relación a los vinos con elaboración tradicional, así como una mayor
intensidad de frutas rojas. Además, en los vinos con adición de oxígeno fueron apreciados
nuevas notas sensoriales tales como fruta dulce (pera) y frutos secos, aunque no se observó
una atenuación del carácter herbáceo. La adición de virutas de roble americano sin tostar a los
vinos microoxigenados produjo una atenuación significativa de las notas a madera, vainilla y
especiado.
Respecto al efecto del tratamiento de microoxigenación sobre el perfil polifenólico y
cromático de los vinos tintos Petit Verdot, y de acuerdo con el resto de variedades, la fracción
de compuestos fenólicos afectada de manera más significativa fue la de antocianos y sus
derivados, y en menor medida flavan-3-oles y flavonoles, con una concentración
significativamente inferior en los vinos microoxigenados. De manera particular, se observó
una concentración significativamente superior de pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol e
hidroxifenilpiranoantocianos tales como la pinotina A en vinos microoxigenados, de manera
contraria a la evolución sufrida por las vitisinas. De esta forma, los vinos microoxigenados
tuvieron una coloración más anaranjada (mayores valores de b* y menores de a*), lo cuál
estaría relacionado con una estabilización en el color. El tratamiento de microoxigenación no
afectó en gran medida a la fracción volátil de los vinos, si bien poseían una mayor
concentración de lactonas y C13-norisoprenoides, aunque menor de compuestos bencénicos
tras el tratamiento con virutas, entre los que destacó el 2-feniletanol. A nivel sensorial, y de
manera contraria a los vinos Merlot, se produjo un incremento en el atributo pasas/ciruelas y
366
Conclusiones
especiado, así como una disminución en el carácter verde de los mismos. Cabe destacar la
aparición de notas nuevas (tabaco y frutos secos), así como la menor apreciación de los
atributos típicos de virutas (vainilla y madera), de manera similar a lo observado en los vinos
Merlot.
Como conclusión general, la técnica de microoxigenación aplicada a los vinos tintos
podría considerarse como una técnica alternativa para la diversificación del mercado
enológico, muy importante en la región de Castilla-La Mancha donde existen excedentes de
producción. La aplicación de dicha técnica estaría encaminada hacia la elaboración de vinos
cromáticamente más estables en el tiempo, manteniendo la tipicidad aromática, a la vez que se
desarrollan características sensoriales peculiares, diferentes y deseables a los vinos elaborados
de manera tradicional.
367
II.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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400
II.6. ANEXO
Tabla A.II.1. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los antocianos monómeros identificados a 520 nm en los vinos tintos mediante el
método cromatográfico A.
Nº
3
6
7
8
10
11
21
25
26
19A
24
26A
25A
30
31A
35
32
37
29
Compuesto
Delfinidina-3-glucósido
Cianidina-3-glucósido
Petunidina-3-glucósido
Peonidina-3-glucósido
Malvidina-3-glucósido
Delfinidina-3-acetil-glucósido
Petunidina-3-acetil-glucósido
Peonidina-3-acetil-glucósido
Malvidina-3-acetil-glucósido
cis Delfinidina-3-pcumaril-glucósido
trans Delfinidina-3-pcumaril-glucósido
trans Cianidina-3-pcumaril-glucósido
cis Petunidina-3-pcumaril-glucósido
trans Petunidina-3-pcumaril-glucósido
cis Peonidina-3-pcumaril-glucósido
trans Peonidina-3-pcumaril-glucósido
cis Malvidina-3-pcumaril-glucósido
trans Malvidina-3-pcumaril-glucósido
trans Malvidina-3-cafeoil-glucósido
tr (min)
9,9
11,9
13,5
15,7
16,9
17,7
21,6
24,5
25,5
21,3
23,6
26,4
24,9
27,5
27,8
30,5
28,5
31,4
27,1
λmáx (nm)
277, 342, 524
279, 516
277, 347, 525
280, 517
277, 348, 527
276, 346, 527
270, 529
280, 522
278, 350, 530
280, 301, 532
282, 313, 531
284, 313, 524
281, 301, 530
282, 313, 532
283, 301, 535
283, 313, 526
280, 301, 535
282, 313, 532
282, 328, 534
M+ (m/z)
465
449
479
463
493
507
521
505
535
611
611
595
625
625
609
609
639
639
655
Frag. MS2
303
287
317
301
331
303
317
301
331
303
303
287
317
317
301
301
331
331
331
Abreviatura
Df-3-glc
Cn-3-glc
Pt-3-glc
Pn-3-glc
Mv-3-glc
Df-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Mv-3-acet-glc
c-Df-3-pcum-glc
t-Df-3-pcum-glc
t-Cn-3-pcum-glc
c-Pt-3-pcum-glc
t-Pt-3-pcum-glc
c-Pn-3-pcum-glc
t-Pn-3-pcum-glc
c-Mv-3-pcum-glc
t-Mv-3-pcum-glc
t-Mv-3-caf-glc
Tabla A.II.2. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los piranoantocianos identificados a 520 nm en los vinos tintos mediante el
método cromatográfico A.
Nº
14
19
25B
14A
17
23
13A
29A
31
40
40A
41
42
38
5
Compuesto
Vitisina A Malvidina-3-glucósido
Vitisina A Malvidina-3-acetil-glucósido
Vitisina A Malvidina-3-pcumaroil-glucósido
Vitisina B Peonidina-3-glucósido
Vitisina B Malvidina-3-glucósido
Vitisina B Malvidina-3-acetil-glucósido
Vitisina B Petunidina-3-acetil-glucósido
Vitisina B Peonidina-3-pcumaroil-glucósido
Vitisina B Malvidina-3-pcumaroil-glucósido
Malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol
Malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol
Malvidina-3-acetil-glucósido-4-vinilfenol
Malvidina-3-pcumaroil-glucósido-4-vinilfenol
Malvidina-3-glucósido-4-vinilcatecol
Malvidina vinilglucósido
tr (min)
19,1
20,8
25,3
19,2
20,4
22,7
18,8
27,1
27,7
35,2
36,5
37,7
39,8
32,3
11,0
λmáx (nm)
299, 372, 510
302, 371, 511
371, 514
299, 369, 511
294, 358, 490
298, 361, 494
496
282, 325, 530
497
470, 503
422, 512
472, 507
474, 506
474, 505
511
M+ (m/z)
561
603
707
487
517
559
545
633
663
609
639
651
755
625
519
Frag. MS2
399
399
399
325
355
355
341
325
355
447
477
447
447
463
357
Abreviatura
Vit A Mv-3-glc
Vit A Mv-3-acet-glc
Vit A Mv-3-pcum-glc
Vit B Pn-3-glc
Vit B Mv-3-glc
Vit B Mv-3-acet-glc
Vit B Pt-3-acet-glc
Vit B Pn-3-pcum-glc
Vit B Mv-3-pcum-glc
Mv-3-glc-4-vf
Mv-3-glc-4-vg
Mv-3-acet-glc-4-vf
Mv-3-pcum-glc-4-vf
Pinotina A
Mv-vinil-glc
Tabla A.II.3. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los aductos formados entre antocianos monómeros y flavan-e-oles mediado por
acetaldehído e identificados a 520 nm en los vinos tintos mediante el método cromatográfico A.
Nº
12
15
13
16
18
20
22
27
28
31A
36
33
34
39
Compuesto
Malvidina-3-glucósido-etil-procianidina B 1
Malvidina-3-glucósido-etil-procianidina B 2
Petunidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 1
Malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 1
Malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol 1
Malvidina-3-pcumaroil-glucósido-etil-flavan-3-ol 1
tr (min)
18,1
19,5
18,4
19,9
20,8
21,5
22,4
26,3
26,6
28,3
30,6
28,9
29,1
34,1
λmáx (nm)
528
528
547
539
539
540
540
540
540
540
550
551
550
M+ (m/z)
1097
1097
795
809
809
809
809
851
851
851
851
955
955
955
Frag. MS2
935, 809, 519, 357
935, 809, 519, 357
633, 505, 343
647, 519, 357
647, 519, 357
647, 519, 357
647, 519, 357
561, 357
561, 357
561, 357
561, 357
665, 357
665, 357
665, 357
Abreviatura
Pt-3-glc-et-fl 1
Mv-3-glc-et-fl 1
Mv-3-glc-et-fl 2
Mv-3-glc-et-fl 3
Mv-3-glc-et-fl 4
Tabla A.II.4. Tiempo de retención según el método cromatográfico B, características espectrales y abreviaturas de los flavonoles identificados a 360 nm.
Nº
Compuesto
tr (min)
λmáx (nm)
8
9
10
12
12A
12B
13
13A
13B
13C
13D
14
14A
15
16
17
18
19
Miricetina-3-O-glucurónido
Miricetina-3-O-galactósido
Miricetina-3-O-glucósido
Quercetina-3-O-glucurónido
Quercetina-3-O-galactósido
Quercetina-3-O-glucósido
Laricitrina-3-O-glucósido
Kaempferol-3-O-glucurónido
Kaempferol-3-O-galactósido
Kaempferol-3-O-glucósido
Isoramnetina-3-O-glucósido
Siringetina-3-O-glucósido
Miricetina
Quercetina
Laricitrina
Kaempferol
Isoramnetina
Siringetina
24,6
25,0
25,9
32,4
32,1
33,6
36,3
39,4
37,5
40,2
43,1
44,9
39,8
49,3
52,5
57,3
58,6
58,9
257, 260, 305, 354
254, 261, 305, 356
255, 261, 305, 355
254, 264, 300, 353
256, 264, 302, 354
256, 264, 300, 354
255, 262, 305, 357
265, 300, 325, 348
266, 292, 320, 348
264, 300, 325, 349
254, 264, 300, 354
253, 264, 305, 357
253, 265, 303, 372
255, 265, 300, 370
253, 265, 305, 372
264, 295, 320, 363
254, 265, 305, 371
253, 265, 304, 372
Iones molecular y
fragmentos (m/z)
Ionización
Ionización
positiva
negativa
495, 319
493, 317
481, 319
479, 317
481, 319
479, 317
479, 303
477, 301
465, 303
463, 301
465, 303
463, 301
495, 333
493, 331
463, 287
461, 285
449, 287
447, 285
449, 287
447, 285
479, 317
477, 315
509, 347
507, 345
319
317
303
301
333
331
287
285
317
315
347
345
Abreviatura
M-3-glcU
M-3-gal
M-3-glc
Q-3-glcU
Q-3-gal
Q-3-glc
L-3-glc
K-3-glcU
K-3-gal
K-3-glc
I-3-glc
S-3-glc
M
Q
L
K
I
S
Tabla A.II.5. Tiempo de retención según el método cromatográfico B, características espectrales y abreviaturas de los ácidos hidroxicinámicos y sus derivados
identificados a 320 nm.
Nº
1
2
3
4
5
6
7
11
Compuesto
trans-caftárico
trans-cutárico
cis-cutárico
trans-fertárico
cis-fertárico
ácido cafeico
ácido cumárico
ácido ferúlico
tr (min)
7,2
10,3
10,8
14,7
15,6
13,2
20,9
27,7
λmáx (nm)
297, 328
295, 314
294, 309
297, 331
289, 313
296, 323
294, 309
292, 322
M+ (m/z)
163
147
147
177
177
163
147
177
Frag. MS2
145
145
145
145
M- (m/z)
179
163
163
179
163
145
Abreviatura
t-caft
t-cut
c-cut
t-fert
c-fert
caf
cum
fer
Tabla A.II.6. Tiempo de retención, características espectrales, longitud de onda de detección y abreviaturas de los compuestos GRPs, ácido gálico y flavan-3oles, según el método cromatográfico A.
Nº
1
1A
2
4
9
Compuesto
ácido gálico
trans-GRP
(+)-catequina
(-)-epicatequina
galato de (-)-epicatequina
tr (min)
4,8
5,5
7,1
10,2
17,3
λmáx (nm)
279
327
279
279
-
λdetección (nm)
280
320
280
280
280
M+ (m/z)
Frag. MS2
618
291
291
291
543, 489, 264
M- (m/z)
169
Abreviatura
gal
t-GRP
cat
epi
gal epi
Tabla A.II.8. Concentración (mg/L) de los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel
control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2).
t-GRP
t-caft
t-cut
c-cut
t-fert
caf
cum
25,77
±
2,55
29,87
±
0,84
17,78
±
0,50
5,04
±
0,07
12,52
±
0,21
16,03
±
0,41
7,01
±
día 0
29,06 ± 2,28
17,06 ± 0,25
4,70 ± 0,03
11,13 ± 1,36
16,96 ± 0,33
7,27 ±
día 3
C 20,78 ± 4,43
27,92 ± 1,65
16,00 ± 0,21
4,52 ± 0,00
10,37 ± 1,07
15,49 ± 0,00
6,81 ±
M 16,19 ± 4,35
24,12 ± 1,19
14,53 ± 0,72
3,96 ± 0,22
9,87 ± 0,18
17,62 ± 1,45
7,79 ±
día 6
C 20,05 ± 1,53
26,24 ± 1,80
14,91 ± 0,18
4,24 ± 0,18
10,63 ± 1,27
16,65 ± 0,07
7,45 ±
M 16,24 ± 3,87
25,46 ± 1,98
14,09 ± 0,10 * 4,18 ± 0,29
10,04 ± 0,93
17,75 ± 0,36 * 7,61 ±
día 7
C 16,36 ± 3,61
25,83 ± 1,13
14,93 ± 0,06
4,41 ± 0,31
9,81 ± 0,52
16,40 ± 0,33
7,08 ±
M 16,27 ± 3,22
23,15 ± 1,10
12,83 ± 0,15 * 3,88 ± 0,33
8,96 ± 0,00
17,71 ± 0,56
7,58 ±
día 8
C 15,42 ± 2,54
26,07 ± 1,07
14,98 ± 0,17
4,44 ± 0,32
9,49 ± 0,34
16,98 ± 0,48
7,41 ±
M 15,69 ± 2,19
13,34 ± 0,09 * 6,01 ± 0,08 * 1,89 ± 0,43
7,85 ± 0,71
23,38 ± 0,59 * 10,96 ±
día 18
C 17,28 ± 4,82
15,36 ± 0,09
7,33 ± 0,08
2,19 ± 0,34
6,29 ± 3,36
20,61 ± 0,68
10,26 ±
M 16,76 ± 4,04
6,95 ± 0,34 * 2,49 ± 0,24 * 0,92 ± 0,40
8,10 ± 0,49
26,16 ± 0,10 * 13,08 ±
día 25
C 15,67 ± 3,09
8,32 ± 0,35
3,41 ± 0,16
1,09 ± 0,29
7,08 ± 1,67
24,55 ± 0,09
12,75 ±
M 15,40 ± 2,83
7,24 ± 0,09
1,42 ± 0,05 * 0,77 ± 0,00
4,79 ± 0,18
26,91 ± 0,05 * 13,55 ±
día 28
C 22,01 ± 4,57
7,58 ± 0,00
1,96 ± 0,06
0,48 ± 0,13
5,02 ± 0,11
26,01 ± 0,10
13,64 ±
M 22,99 ± 4,64
4,88 ± 0,04 * 0,93 ± 0,13
0,63 ± 0,03
4,34 ± 0,05
27,28 ± 0,19 * 13,73 ±
día 31
C 17,01 ± 1,20
6,44 ± 0,06
0,86 ± 0,04
0,57 ± 0,03
4,30 ± 0,09
26,40 ± 0,22
13,97 ±
M 20,06 ± 1,79
4,52 ± 0,16
0,36 ± 0,03
0,07 ± 0,01
3,87 ± 0,21
27,97 ± 0,32
14,04 ±
día 36
C 18,32 ± 1,57
4,92 ± 0,81
0,33 ± 0,02
0,07 ± 0,02
3,48 ± 0,66
27,56 ± 0,18
13,81 ±
M 18,51 ± 2,12
4,91 ± 0,91
0,39 ± 0,05
0,10 ± 0,04
3,43 ± 0,63
28,34 ± 0,14 * 14,29 ±
día 38
C 25,86 ± 2,65
5,27 ± 0,14
0,33 ± 0,03
0,06 ± 0,05
4,64 ± 1,43
26,54 ± 0,03
14,05 ±
M 20,67 ± 0,59
4,25 ± 0,12
0,40 ± 0,06
0,11 ± 0,06
4,49 ± 1,34
27,42 ± 0,15
13,68 ±
día 42
C 16,96 ± 0,08
4,86 ± 0,60
0,37 ± 0,04
0,10 ± 0,05
4,13 ± 0,86
26,30 ± 0,33
14,00 ±
M 19,08 ± 3,37
* Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”.
0,08
0,22
0,19
0,60
0,13
0,08
0,04
0,10
0,09
0,15
0,15
0,03
0,07
0,03
0,02
0,06
0,12
0,07
0,02
0,08
0,02
0,01
0,03
*
*
*
*
0,84
0,88
0,70
0,94
0,92
0,98
0,88
0,81
0,78
1,21
1,09
1,73
1,55
1,94
1,89
2,09
2,07
2,28
2,07
2,18
2,11
2,11
2,13
fer
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,08
0,04
0,22
0,07
0,04
0,04
0,02
0,17
0,18
0,17
0,13
0,12
0,10
0,04
0,01
0,02
0,03
0,07
0,30
0,31
0,29
0,29
0,28
*
Tabla A.II.9. Concentración (mg/L) de los flavan-3-oles y ácidos benzoicos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y
microoxigenados (M), de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2).
gal
cat
epi
gal epi
5,90 ± 0,91
15,83 ± 0,61
11,86 ± 0,63
nc
5,66 ± 0,84
15,53 ± 5,42
11,16 ± 0,12
*
nc
C
5,16 ± 0,22
15,67 ± 5,60
12,21 ± 0,10
nc
M
5,03 ± 0,23
14,06 ± 6,74
10,18 ± 2,00
nc
día 6
C
4,90 ± 0,27
14,67 ± 6,31
9,64 ± 1,71
nc
M
4,79 ± 0,28
18,64 ± 0,57
9,36 ± 1,15
nc
día 7
C
4,84 ± 0,28
18,96 ± 0,58
10,25 ± 2,17
nc
M
4,67 ± 0,18
17,96 ± 0,63
9,27 ± 1,02
nc
día 8
C
4,56 ± 0,13
19,04 ± 0,62
9,86 ± 1,71
nc
M
4,60 ± 0,14
18,31 ± 0,26
10,86 ± 1,17
nc
día 18
C
4,00 ± 0,02
17,97 ± 0,34
10,57 ± 1,21
nc
M
5,19 ± 0,26
19,43 ± 0,16
10,42 ± 0,16
nc
día 25
C
4,47 ± 0,21
18,89 ± 0,06
10,04 ± 0,24
nc
M
5,15 ± 0,31
19,68 ± 0,12
10,43 ± 0,40
nc
día 28
C
4,92 ± 0,32
19,63 ± 0,20
9,96 ± 0,86
nc
M
5,14 ± 0,35
19,62 ± 0,41
10,11 ± 0,93
nc
día 31
C
5,06 ± 0,32
19,80 ± 0,26
10,01 ± 1,01
nc
M
5,32 ± 0,39
20,07 ± 0,33
11,24 ± 0,26
nc
día 36
C
5,19 ± 0,41
20,20 ± 0,78
10,90 ± 0,13
nc
M
5,51 ± 0,40
20,72 ± 1,01
11,19 ± 0,15
nc
día 38
C
5,08 ± 0,57
20,30 ± 0,66
8,87 ± 0,48
nc
M
5,05 ± 0,63
20,35 ± 0,64
11,04 ± 2,56
nc
día 42
C
4,99 ± 0,76
20,86 ± 1,74
10,97 ± 2,48
nc
M
nc.- no cuantificable. * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”.
día 0
día 3
Tabla A.II.10. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M)
de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2).
M-3-gal
M-3-glcU
M-3-glc
Q-3-glcU
Q-3-glc
K-3-gal
K-3-glcU
4,70 ± 0,46
2,07 ± 0,20
37,14 ± 2,24
15,63 ± 0,73
11,21 ± 0,87
0,86 ± 0,10
1,09 ± 0,14
2,25 ± 0,05
40,36 ± 4,51
14,60 ± 1,02
11,65 ± 1,71
0,82 ± 0,03
0,82 ± 0,10
C 5,79 ± 0,62
1,95 ± 0,42
32,79 ± 0,17
11,08 ± 2,27
9,53 ± 0,18
0,68 ± 0,07
0,93 ± 0,40
M 3,99 ± 0,22
2,60 ± 0,47
35,63 ± 0,65
16,27 ± 2,42
10,16 ± 0,17
0,74 ± 0,01
0,65 ± 0,05
día 6
C 4,64 ± 0,60
2,53 ± 0,51
33,84 ± 0,39
15,41 ± 3,26
9,43 ± 0,01
0,66 ± 0,08
0,59 ± 0,08
M 4,17 ± 0,38
2,40 ± 0,44
32,59 ± 0,63
12,23 ± 0,03
8,95 ± 0,21
0,68 ± 0,07
0,55 ± 0,08
día 7
C 3,97 ± 0,44
2,47 ± 0,37
32,40 ± 0,31
12,27 ± 0,22
9,04 ± 0,30
0,69 ± 0,10
0,60 ± 0,05
M 3,97 ± 0,18
1,81 ± 0,04
29,52 ± 0,48
10,51 ± 0,07 * 8,18 ± 0,02 * 0,59 ± 0,08
0,43 ± 0,15
día 8
C 3,73 ± 0,01
2,20 ± 0,34
31,73 ± 0,02
11,76 ± 0,05
8,97 ± 0,03
0,63 ± 0,14
0,50 ± 0,15
M 4,17 ± 0,21
1,89 ± 0,19
29,51 ± 0,34
9,96 ± 0,13
7,98 ± 0,13
0,55 ± 0,03
0,47 ± 0,04
día 18
C 3,79 ± 0,19
1,87 ± 0,24
28,93 ± 0,17
9,45 ± 0,37
7,64 ± 0,29
0,65 ± 0,03
0,49 ± 0,02
M 3,52 ± 0,05
2,03 ± 0,08
31,99 ± 0,61
10,90 ± 0,45
8,30 ± 0,44
0,51 ± 0,10
0,56 ± 0,01
día 25
C 4,10 ± 0,09
1,87 ± 0,09
30,33 ± 0,23
10,27 ± 0,41
7,94 ± 0,44
0,58 ± 0,10
0,53 ± 0,01
M 3,77 ± 0,02
1,88 ± 0,29
30,84 ± 0,41
10,35 ± 0,34
7,99 ± 0,50
0,72 ± 0,21
0,53 ± 0,01
día 28
C 4,13 ± 0,15
1,83 ± 0,02
31,69 ± 0,05
10,85 ± 0,28
8,10 ± 0,38
0,63 ± 0,00
0,55 ± 0,00
M 4,42 ± 0,46
1,86 ± 0,03
31,24 ± 0,05
10,55 ± 0,24
8,04 ± 0,45
0,51 ± 0,04
0,53 ± 0,00
día 31
C 3,97 ± 0,07
1,85 ± 0,18
31,02 ± 0,39
10,60 ± 0,17
7,97 ± 0,34
0,55 ± 0,04
0,53 ± 0,01
M 3,80 ± 0,01
1,94 ± 0,30
31,52 ± 1,63
11,44 ± 0,21
8,30 ± 0,43
0,66 ± 0,06
0,61 ± 0,07
día 36
C 4,09 ± 0,06
1,83 ± 0,09
29,81 ± 1,84
10,55 ± 0,03
8,26 ± 0,05
0,58 ± 0,10
0,55 ± 0,04
M 3,67 ± 0,19
35,49 ± 0,82
14,50 ± 0,90
9,70 ± 0,33
0,74 ± 0,10
0,65 ± 0,00
día 38
C 4,84 ± 0,08 * 2,47 ± 0,07
1,81 ± 0,39
29,62 ± 1,93
10,55 ± 0,06
8,04 ± 0,03
0,63 ± 0,03
0,57 ± 0,06
M 3,66 ± 0,05
1,95 ± 0,15
28,61 ± 0,32
10,48 ± 0,05
8,10 ± 0,07
0,75 ± 0,16
0,55 ± 0,06
día 42
C 3,50 ± 0,24
1,87 ± 0,03
28,51 ± 0,43
10,65 ± 0,05
8,06 ± 0,15
0,79 ± 0,22
0,55 ± 0,04
M 3,35 ± 0,70
día 0
día 3
K-3-glc
2,54 ± 0,09
2,60 ± 0,14
2,19 ± 0,11
2,25 ± 0,18
2,17 ± 0,12
2,01 ± 0,23
2,18 ± 0,05
1,79 ± 0,26
1,94 ± 0,32
1,85 ± 0,04
1,84 ± 0,04
1,99 ± 0,03
1,87 ± 0,02
1,92 ± 0,02
1,94 ± 0,01
1,94 ± 0,03
1,92 ± 0,04
2,06 ± 0,10
1,95 ± 0,08
2,18 ± 0,02
1,94 ± 0,15
2,01 ± 0,21
2,02 ± 0,27
Tabla A.II.10 continuación. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y
microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2).
día 0
día 3
día 6
día 7
día 8
día 18
día 25
día 28
día 31
día 36
día 38
día 42
L-3-glc
I-3-glc
S-3-glc
M
Q
K
L
6,74 ± 0,66
1,27 ± 0,18
4,04 ± 0,38
2,75 ± 0,65
5,28 ± 1,31
0,59 ± 0,14
0,09 ± 0,04
0,16
1,21 ± 0,03
4,26 ± 0,51
2,45 ± 0,28
5,64 ± 1,49
0,61 ± 0,15
0,10 ± 0,05
0,15
C 7,34 ± 1,40
0,99 ± 0,13
3,40 ± 0,10
1,70 ± 0,66
3,56 ± 0,26
0,38 ± 0,04
0,08 ± 0,05
0,10
M 5,72 ± 0,21
3,80 ± 0,24
2,56 ± 0,46
4,27 ± 0,64
0,41 ± 0,08
0,10 ± 0,06
0,14
C 6,21 ± 0,07 * 1,08 ± 0,11
1,02 ± 0,05
3,49 ± 0,08
2,15 ± 0,20
3,73 ± 0,18
0,39 ± 0,01
0,12 ± 0,00
0,13
M 5,79 ± 0,09
0,98 ± 0,04
3,25 ± 0,14
2,07 ± 0,08
3,54 ± 0,19
0,40 ± 0,01
0,11 ± 0,03
0,10
C 5,54 ± 0,15
1,05 ± 0,05
3,41 ± 0,25
2,14 ± 0,07
3,63 ± 0,19
0,41 ± 0,00
0,09 ± 0,02
0,11
M 5,60 ± 0,12
0,88 ± 0,02
2,93 ± 0,20
1,58 ± 0,14
2,76 ± 0,17
0,31 ± 0,00 * 0,09 ± 0,00
0,08
C 5,02 ± 0,28
0,96 ± 0,08
3,30 ± 0,17
1,79 ± 0,16
3,23 ± 0,17
0,38 ± 0,01
0,14 ± 0,02
0,11
M 5,52 ± 0,31
0,84 ± 0,01
2,83 ± 0,08
1,67 ± 0,05
2,47 ± 0,17
0,23 ± 0,01 * 0,11 ± 0,02
0,08
C 4,90 ± 0,21
0,83 ± 0,00
2,85 ± 0,08
1,53 ± 0,02
2,20 ± 0,13
0,20 ± 0,01
0,08 ± 0,01
0,07
M 4,86 ± 0,20
0,92 ± 0,02
3,06 ± 0,05
1,88 ± 0,03 * 2,94 ± 0,10 * 0,32 ± 0,00 * 0,11 ± 0,01
0,08
C 5,29 ± 0,15
0,82 ± 0,04
2,96 ± 0,01
1,56 ± 0,01
2,41 ± 0,10
0,25 ± 0,00
0,09 ± 0,01
0,08
M 4,91 ± 0,01
0,87 ± 0,01
2,98 ± 0,03
1,87 ± 0,03
2,91 ± 0,16
0,32 ± 0,01
0,08 ± 0,04
0,10
C 4,95 ± 0,06
0,88 ± 0,01
3,09 ± 0,01
1,87 ± 0,04
2,95 ± 0,09
0,32 ± 0,01
0,07 ± 0,05
0,10
M 5,08 ± 0,03
0,88 ± 0,02
3,04 ± 0,02
1,88 ± 0,05
3,08 ± 0,02
0,31 ± 0,01
0,09 ± 0,00 * 0,10
C 5,04 ± 0,02
0,87 ± 0,02
3,09 ± 0,04
1,80 ± 0,11
2,94 ± 0,09
0,29 ± 0,01
0,11 ± 0,00
0,10
M 5,04 ± 0,01
3,20 ± 0,02
2,11 ± 0,12
3,65 ± 0,09 * 0,42 ± 0,03
0,08 ± 0,04
0,12
C 5,30 ± 0,01 * 0,91 ± 0,00
0,90 ± 0,05
3,06 ± 0,05
1,92 ± 0,14
3,30 ± 0,07
0,37 ± 0,03
0,08 ± 0,05
0,10
M 5,00 ± 0,03
1,08 ± 0,05
3,84 ± 0,24
2,86 ± 0,02
4,84 ± 0,37
0,47 ± 0,01 * 0,18 ± 0,01
0,16
C 6,14 ± 0,22
0,85 ± 0,00
3,03 ± 0,03
1,75 ± 0,18
2,95 ± 0,09
0,29 ± 0,02
0,09 ± 0,02
0,08
M 4,95 ± 0,04
0,86 ± 0,01
3,06 ± 0,03
1,85 ± 0,28
3,29 ± 0,12
0,35 ± 0,03
0,10 ± 0,04
0,09
C 4,99 ± 0,06
0,79 ± 0,09
3,07 ± 0,07
1,69 ± 0,39
3,06 ± 0,16
0,32 ± 0,03
0,09 ± 0,03
0,09
M 4,94 ± 0,05
I
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,01
0,02
0,03
0,04
0,01
0,00
0,00
0,01
0,01
0,00
0,01
0,01
0,01
0,00
0,00
0,02
0,00
0,00
0,02
0,01
0,00
0,00
0,20
0,19
0,12
0,17
0,14
0,13
0,12
0,09
0,11
0,08
0,09
0,10
0,08
0,11
0,11
0,13
0,11
* 0,14
0,11
* 0,18
0,10
0,10
0,08
S
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,03
0,02
0,02
0,01
0,02
0,01
0,00
0,01
0,01
0,00
0,01
0,01
0,01
0,00
0,02
0,01
0,02
0,00
0,02
0,01
0,03
0,01
Tabla A.II.11. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y
microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2).
Df-3-glc
Cn-3-glc
Pt-3-glc
Pn-3-glc
Mv-3-glc
Df-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
11,84 ± 1,12
6,38 ± 0,01
15,62 ± 1,55
7,58 ± 0,29
68,77 ± 7,96
7,43 ± 0,11
8,28 ± 0,12
6,26 ± 0,05
14,04 ± 0,94
7,24 ± 0,00
57,91 ± 11,03
7,29 ± 0,01
7,87 ± 0,21
C 11,11 ± 0,63
6,32 ± 0,10
12,98 ± 0,55
7,20 ± 0,16
55,27 ± 3,44
7,24 ± 0,12
7,80 ± 0,42
M 10,25 ± 0,51
9,45 ± 0,48
6,27 ± 0,08
11,36 ± 0,65
6,92 ± 0,11
40,69 ± 1,48
7,14 ± 0,09
7,54 ± 0,13
día 6
C
6,29 ± 0,08
11,57 ± 0,33
7,16 ± 0,12
43,85 ± 2,56
7,16 ± 0,08
7,46 ± 0,02
M 9,55 ± 0,34
9,58 ± 0,09 * 6,27 ± 0,07
11,48 ± 0,35
7,11 ± 0,10
42,74 ± 2,53
7,16 ± 0,06
7,48 ± 0,11
día 7
C
6,31 ± 0,07
12,24 ± 0,14
7,40 ± 0,31
48,50 ± 3,42
7,24 ± 0,07
7,54 ± 0,04
M 10,04 ± 0,05
9,13 ± 0,01 * 6,26 ± 0,05
10,71 ± 0,08
7,03 ± 0,14 * 37,77 ± 2,89
7,18 ± 0,00
7,42 ± 0,04
día 8
C
6,31 ± 0,05
11,75 ± 0,04
7,26 ± 0,22
44,94 ± 3,29
7,21 ± 0,04
7,81 ± 0,05
M 9,69 ± 0,04
8,84 ± 0,06
6,22 ± 0,02
10,26 ± 0,11
6,76 ± 0,07
33,75 ± 2,94
7,13 ± 0,02
7,75 ± 0,07
día 18
C
6,24 ± 0,05
9,62 ± 0,01
6,90 ± 0,18
30,65 ± 2,19
7,08 ± 0,01
7,63 ± 0,12
M 8,39 ± 0,00
9,46 ± 0,17 * 6,24 ± 0,02
11,26 ± 0,48
6,86 ± 0,04
38,36 ± 3,85
7,27 ± 0,11
7,84 ± 0,04
día 25
C
6,26 ± 0,01
9,70 ± 0,24
6,71 ± 0,04
30,29 ± 3,08
7,12 ± 0,03
7,72 ± 0,01
M 8,45 ± 0,12
9,45 ± 0,05
6,28 ± 0,03
11,22 ± 0,17
6,93 ± 0,06
38,71 ± 2,41
7,21 ± 0,00
7,91 ± 0,02
día 28
C
6,29 ± 0,00
10,93 ± 0,30
6,88 ± 0,07
36,47 ± 2,33
7,19 ± 0,01
7,87 ± 0,01
M 9,22 ± 0,07
9,44 ± 0,07
6,27 ± 0,01
11,19 ± 0,19
6,92 ± 0,07
38,51 ± 2,66
7,21 ± 0,01
7,92 ± 0,01
día 31
C
6,27 ± 0,02
10,91 ± 0,25
6,88 ± 0,07
36,77 ± 2,46
7,20 ± 0,01
7,88 ± 0,00
M 9,24 ± 0,08
9,55 ± 0,08
6,27 ± 0,00
11,34 ± 0,22
6,81 ± 0,10
39,70 ± 3,28
7,26 ± 0,06
7,97 ± 0,08
día 36
C
6,26 ± 0,00
11,15 ± 0,22
6,91 ± 0,07
38,58 ± 2,08
7,21 ± 0,02
7,91 ± 0,03
M 9,36 ± 0,00
9,73 ± 0,07 * 6,31 ± 0,01
11,66 ± 0,30
7,10 ± 0,28
41,22 ± 3,04
7,30 ± 0,08
8,00 ± 0,08
día 38
C
6,28 ± 0,04
10,86 ± 0,15
6,87 ± 0,06
36,63 ± 1,77
7,19 ± 0,02
7,82 ± 0,02
M 9,19 ± 0,02
9,20 ± 0,03
6,24 ± 0,04
10,90 ± 0,15
6,88 ± 0,06
37,49 ± 2,17
7,19 ± 0,01
7,91 ± 0,06
día 42
C
6,26 ± 0,07
10,84 ± 0,13
6,86 ± 0,05
37,23 ± 1,88
7,19 ± 0,00
7,88 ± 0,07
M 9,17 ± 0,06
día 0
día 3
*
Pn-3-acet-glc
7,15 ± 0,05
7,11 ± 0,08
7,03 ± 0,04
7,01 ± 0,03
7,02 ± 0,01
7,02 ± 0,01
7,01 ± 0,06
6,98 ± 0,03
7,01 ± 0,02
6,96 ± 0,04
6,97 ± 0,05
6,94 ± 0,05
6,97 ± 0,05
6,99 ± 0,02
6,98 ± 0,01
7,00 ± 0,02
7,00 ± 0,02
7,07 ± 0,09
7,05 ± 0,07
7,05 ± 0,01
7,01 ± 0,04
7,00 ± 0,01
7,04 ± 0,07
Tabla A.II.11 continuación. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control
(C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2).
t-Df-3-pcumt-Cn-3-pcumt-Pt-3-pcumc-Mv-3-pcumt-Mv-3-pcumt-Pn-3-pcum-glc
glc
glc
glc
glc
glc
12,03 ± 0,66
9,70 ± 0,49
6,56 ± 0,06
9,92 ± 0,49
9,31 ± 0,42
9,31 ± 0,08
16,01 ± 2,45
día 0
9,24 ± 0,27
6,46 ± 0,06
9,51 ± 0,29
8,97 ± 0,21
9,15 ± 0,00
14,91 ± 0,35
día 3
C 10,98 ± 0,86
8,95 ± 0,08
6,43 ± 0,02
9,24 ± 0,10
8,89 ± 0,08
9,05 ± 0,11
12,73 ± 0,16
M 10,84 ± 0,23
9,75 ± 0,05
8,83 ± 0,16
6,41 ± 0,02
9,06 ± 0,16
8,75 ± 0,03
9,08 ± 0,06
13,14 ± 0,13
día 6
C
8,83 ± 0,09
6,41 ± 0,01
9,09 ± 0,09
8,74 ± 0,01
9,01 ± 0,11
12,90 ± 0,04
M 10,08 ± 0,12
9,92 ± 0,08
8,80 ± 0,09
6,41 ± 0,02
9,06 ± 0,07
8,67 ± 0,04
9,01 ± 0,10
14,01 ± 0,18
día 7
C
8,91 ± 0,08
6,40 ± 0,02
9,20 ± 0,06
8,76 ± 0,02
9,04 ± 0,10
12,06 ± 0,12
M 10,44 ± 0,32
9,61 ± 0,21
8,68 ± 0,05
6,37 ± 0,01
8,93 ± 0,03
8,58 ± 0,00
8,96 ± 0,07
13,33 ± 0,28
día 8
C
8,85 ± 0,03
6,39 ± 0,01
9,12 ± 0,01
8,71 ± 0,02
9,01 ± 0,07
11,33 ± 0,23
M 10,16 ± 0,22
9,36 ± 0,21
8,60 ± 0,01 * 6,38 ± 0,02
8,83 ± 0,00 * 8,53 ± 0,00 * 8,97 ± 0,01
10,90 ± 0,14
día 18
C
8,53 ± 0,02
6,37 ± 0,01
8,76 ± 0,01
8,49 ± 0,01
8,90 ± 0,05
12,05 ± 0,69
M 9,06 ± 0,20
9,70 ± 0,39
8,72 ± 0,02 * 6,37 ± 0,00
8,95 ± 0,05 * 8,65 ± 0,14
8,98 ± 0,02
* 10,76 ± 0,37
día 25
C
8,53 ± 0,00
6,38 ± 0,01
8,76 ± 0,03
8,49 ± 0,04
8,87 ± 0,01
12,09 ± 0,43
M 9,05 ± 0,34
9,83 ± 0,26
8,74 ± 0,01
6,39 ± 0,01
8,97 ± 0,03
8,66 ± 0,11
8,98 ± 0,05
11,70 ± 0,39
día 28
C
8,69 ± 0,01
6,39 ± 0,01
8,94 ± 0,01
8,63 ± 0,11
8,96 ± 0,04
12,08 ± 0,48
M 9,58 ± 0,30
9,82 ± 0,28
8,74 ± 0,02
6,39 ± 0,01
8,97 ± 0,04
8,63 ± 0,07
8,98 ± 0,03
11,81 ± 0,49
día 31
C
8,71 ± 0,03
6,37 ± 0,01
8,94 ± 0,04
8,64 ± 0,12
8,96 ± 0,03
12,26 ± 0,53
M 9,64 ± 0,28
9,82 ± 0,31
8,80 ± 0,04
6,38 ± 0,00
9,02 ± 0,05
8,65 ± 0,07
9,00 ± 0,03
12,10 ± 0,52
día 36
C
8,73 ± 0,01
6,38 ± 0,00
8,99 ± 0,04
8,62 ± 0,06
8,96 ± 0,02
12,82 ± 0,82
M 9,75 ± 0,29
9,95 ± 0,32
8,90 ± 0,10
6,38 ± 0,02
9,13 ± 0,10
8,78 ± 0,19
9,01 ± 0,03
11,66 ± 0,37
día 38
C
8,72 ± 0,04
6,38 ± 0,00
8,94 ± 0,05
8,56 ± 0,02
8,93 ± 0,02
11,81 ± 0,41
M 9,58 ± 0,29
9,61 ± 0,26
8,73 ± 0,04
6,37 ± 0,01
8,95 ± 0,05
8,56 ± 0,03
8,95 ± 0,02
11,67 ± 0,38
día 42
C
8,72 ± 0,03
6,36 ± 0,01
8,95 ± 0,05
8,55 ± 0,03
8,93 ± 0,03
16,01 ± 2,45
M 9,54 ± 0,21
Mv-3-acet-glc
t-Mv-3-caf-glc
9,10
9,07
9,05
9,02
9,01
9,01
9,01
8,99
8,99
8,96
8,96
8,99
8,98
9,00
9,00
9,01
9,00
9,00
9,00
9,02
9,00
8,98
8,99
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,05
0,01
0,01
0,01
0,00
0,03
0,02
0,03
0,02
0,00
0,01
0,01
0,00
0,02
0,02
0,00
0,02
0,02
0,02
0,00
0,01
0,00
Tabla A.II.12. Intensidad colorante (IC), tonalidad y % copigmentación y polimerización obtenidos mediante medidas espectrofotométricas de los vinos Cencibel
control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2).
IC
tonalidad
% copigmentación
% polimerización
31,51 ± 0,56
3,65 ± 0,03
20,23 ± 2,24
52,54 ± 2,25
3,61 ± 0,01
17,13 ± 0,49
52,55 ± 0,31
*
C 28,71 ± 0,09
3,62 ± 0,04
14,21 ± 0,05
48,17 ± 0,09
M 30,26 ± 0,43
3,54 ± 0,04
13,12 ± 0,88
56,44 ± 0,42
día 6
C 32,04 ± 0,08
3,74 ± 0,19
12,68 ± 0,13
54,71 ± 0,19
M 35,35 ± 1,02
14,65 ± 0,47
56,04 ± 0,06
*
día 7
C 29,36 ± 0,07 * 3,63 ± 0,01 *
3,72 ± 0,00
14,24 ± 0,13
51,21 ± 0,09
M 30,23 ± 0,00
12,26 ± 0,44
*
55,37 ± 0,18
*
día 8
C 11,81 ± 7,08 * 2,18 ± 1,82 *
6,82 ± 0,01
3,52 ± 0,00
9,47 ± 0,56
51,41 ± 0,35
M
8,78 ± 0,02 * 3,46 ± 0,00 *
8,77 ± 0,56
*
58,54 ± 0,22
*
día 18 C
6,13 ± 0,00
3,61 ± 0,01
1,27 ± 0,14
53,12 ± 0,00
M
7,28 ± 0,01 * 3,64 ± 0,00 *
8,74 ± 0,36
56,77 ± 0,02
*
día 25 C
3,37 ± 0,00
8,66 ± 0,05
61,80 ± 0,03
M 10,33 ± 0,01
6,46 ± 0,00 * 3,58 ± 0,00 *
11,12 ± 0,07
*
58,35 ± 0,12
*
día 28 C
8,14 ± 0,01
3,50 ± 0,00
6,58 ± 0,36
60,10 ± 0,13
M
7,04 ± 0,01 * 3,55 ± 0,00 *
8,85 ± 0,43
58,21 ± 0,22
día 31 C
6,29 ± 0,00
3,69 ± 0,01
7,28 ± 0,85
59,09 ± 0,09
M
7,57 ± 0,01 * 3,52 ± 0,00
10,33 ± 0,50
60,01 ± 0,31
día 36 C
6,23 ± 0,02
3,53 ± 0,00
12,60 ± 0,98
59,07 ± 0,56
M
9,25 ± 0,04 * 3,44 ± 0,00
9,70 ± 0,09
*
62,36 ± 0,09
día 38 C
9,63 ± 0,05
3,49 ± 0,00
8,93 ± 0,02
62,68 ± 0,15
M
7,56 ± 0,04 * 3,49 ± 0,01
12,47 ± 0,13
*
63,43 ± 0,15
*
día 42 C
8,61 ± 0,03
3,49 ± 0,00
10,94 ± 0,24
65,15 ± 0,11
M
* Para cada atributo y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”.
día 0
día 3
Tabla A.II.13. Concentración (mg/L) de las familias de compuestos fenólicos obtenidas mediante medidas espectrofotométricas de los vinos Cencibel control (C)
y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2).
polifenoles
totales
DAHC
flavonoles
flavan-3-oles
antocianos
1170,05 ± 8,49
300,45 ± 0,17
214,70 ± 3,14
1027,01 ± 9,72
298,13 ± 1,94
1250,85 ± 2,88
330,53 ± 0,09
245,84 ± 0,71
93,69 ± 4,02
317,57 ± 3,01
C
1254,81 ± 33,70
327,67 ± 9,14
244,78 ± 12,05
80,94 ± 7,31
311,11 ± 3,35
M
1219,06 ± 20,01
320,32 ± 6,32
228,97 ± 2,59
90,93 ± 5,21
276,39 ± 5,87
día 6
C
1203,10 ± 12,74
316,55 ± 1,84
230,01 ± 2,56
80,49 ± 7,49
286,71 ± 1,85
M
1160,80 ± 13,67
306,18 ± 0,19
218,93 ± 1,26
87,76 ± 1,36
269,67 ± 0,01
día 7
C
1189,32 ± 4,63
310,80 ± 0,88
224,61 ± 0,04
92,99 ± 3,05
277,79 ± 4,67
M
1204,85 ± 21,90
316,98 ± 5,93
231,85 ± 8,36
96,91 ± 5,59
283,67 ± 5,83
día 8
C
1284,16 ± 65,99
343,78 ± 26,84
233,90 ± 3,25
91,31 ± 10,02
287,58 ± 1,24
M
1203,55 ± 4,69
316,88 ± 1,58
220,29 ± 2,28
87,81 ± 2,42
275,94 ± 7,18
día 18 C
1211,16 ± 20,96
318,15 ± 0,32
231,73 ± 4,99
93,42 ± 2,64
287,89 ± 17,19
M
1246,40 ± 12,65
318,79 ± 3,76
225,34 ± 1,58
94,41 ± 5,71
281,07 ± 2,00
día 25 C
1208,99 ± 14,83
305,05 ± 1,41
211,15 ± 3,95
93,34 ± 3,63
256,55 ± 6,62
M
1195,67 ± 10,94
304,00 ± 9,29
220,96 ± 1,39
86,55 ± 0,42
274,09 ± 0,81
día 28 C
1176,47 ± 4,48
307,20 ± 2,31
219,40 ± 3,50
83,49 ± 9,92
275,89 ± 0,53
M
1170,51 ± 0,66
303,58 ± 0,94
219,37 ± 3,46
113,53 ± 0,27
* 287,32 ± 1,39
día 31 C
1366,93 ± 96,04
390,87 ± 49,51
346,69 ± 78,98
86,18 ± 0,53
352,01 ± 46,54
M
1202,69 ± 12,36
340,14 ± 27,73
267,46 ± 33,12
90,60 ± 0,25
* 315,53 ± 17,72
día 36 C
1219,08 ± 10,24
328,48 ± 6,12
258,04 ± 9,84
84,67 ± 0,44
308,28 ± 5,84
M
1202,89 ± 21,95
312,82 ± 7,33
227,49 ± 8,58
80,97 ± 0,68
* 291,99 ± 2,02
día 38 C
1194,20 ± 37,67
310,97 ± 18,88
229,32 ± 28,77
93,23 ± 3,91
291,66 ± 7,16
M
1171,41 ± 1,23
346,69 ± 65,90
295,80 ± 118,09
79,68 ± 0,73
284,47 ± 2,89
día 42 C
1190,84 ± 10,48
310,65 ± 0,51
229,00 ± 5,01
78,73 ± 0,79
292,04 ± 1,44
M
* Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. DAHC.- derivados de ácidos
hidroxicinámicos.
día 0
día 3
Tabla A.II.14. Concentración (mg/L) de piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados
(M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2).
día 0
día 3
día 6
día 7
día 8
día 18
día 25
día 28
día 31
día 36
día 38
día 42
C
M
C
M
C
M
C
M
C
M
C
M
C
M
C
M
C
M
C
M
C
M
Vit A Mv-3glc
0,52 ± 0,02
0,53 ± 0,14
0,35 ± 0,27
0,76 ± 0,06
0,68 ± 0,03
0,63 ± 0,08
0,67 ± 0,12
0,49 ± 0,03
0,57 ± 0,31
0,50 ± 0,02
0,59 ± 0,00
0,51 ± 0,00
0,59 ± 0,04
0,53 ± 0,02
0,62 ± 0,07
0,55 ± 0,05
0,63 ± 0,07
0,58 ± 0,07
0,54 ± 0,05
0,63 ± 0,07
0,63 ± 0,10
0,54 ± 0,06
0,51 ± 0,07
Vit A Mv-3pcum-glc
0,41 ± 0,13
0,39 ± 0,08
0,31 ± 0,18
0,36 ± 0,06
0,30 ± 0,13
0,29 ± 0,07
0,40 ± 0,05
0,22 ± 0,10
0,39 ± 0,15
0,21 ± 0,00
0,19 ± 0,02
0,24 ± 0,11
0,15 ± 0,01
0,14 ± 0,02
0,23 ± 0,11
0,15 ± 0,03
0,17 ± 0,03
0,25 ± 0,13
0,23 ± 0,01
0,26 ± 0,07
0,25 ± 0,15
0,24 ± 0,03
0,32 ± 0,11
Vit B Mv-3glc
3,21 ± 0,39
3,36 ± 0,43
2,24 ± 0,00
3,53 ± 0,26
3,11 ± 0,27
2,98 ± 0,37
3,00 ± 0,42
2,40 ± 0,05
2,73 ± 0,11
1,58 ± 0,03
2,13 ± 0,03
1,47 ± 0,01
1,95 ± 0,00
* 1,39 ± 0,03
1,82 ± 0,02
1,31 ± 0,01
1,58 ± 0,01
1,32 ± 0,00
1,18 ± 0,02
1,52 ± 0,15
1,19 ± 0,06
0,93 ± 0,09
0,99 ± 0,30
*
*
*
*
*
Vit B Mv-3acet-glc
0,42 ± 0,06
0,53 ± 0,07
0,27 ± 0,16
0,44 ± 0,21
0,40 ± 0,15
0,38 ± 0,12
0,42 ± 0,07
0,33 ± 0,08
0,43 ± 0,06
0,22 ± 0,05
0,34 ± 0,04
0,21 ± 0,02
0,30 ± 0,05
0,21 ± 0,02
0,29 ± 0,02
0,20 ± 0,02
0,29 ± 0,05
0,30 ± 0,23
0,22 ± 0,02
0,36 ± 0,09
0,11 ± 0,02
0,18 ± 0,15
0,11 ± 0,06
*
Vit B Mv-3pcum-glc
1,33 ± 0,17
1,30 ± 0,66
0,79 ± 0,05
1,19 ± 0,23
1,07 ± 0,16
0,88 ± 0,03
0,97 ± 0,08
0,61 ± 0,10
0,89 ± 0,05
0,43 ± 0,00
0,46 ± 0,09
0,30 ± 0,00
0,46 ± 0,01
0,35 ± 0,10
0,51 ± 0,05
0,39 ± 0,02
0,44 ± 0,05
0,36 ± 0,06
0,29 ± 0,03
0,56 ± 0,07
0,29 ± 0,06
0,28 ± 0,01
0,27 ± 0,03
Pinotina A
0,66
* 0,65
0,41
0,76
0,58
0,51
0,49
0,39
0,47
0,43
0,37
* 0,50
0,46
0,57
0,64
0,61
0,68
0,77
0,67
* 1,32
0,74
0,70
0,82
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,13
0,06
0,01
0,09
0,01
0,00
0,02
0,00
0,03
0,01
0,01
0,03
0,03
0,01
0,02
0,01
0,04
0,00
0,01
0,26
0,00
0,02
0,01
Mv-3-glc-4vf
*
*
*
*
0,81
0,87
0,46
0,66
0,56
0,46
0,50
0,33
0,46
0,31
0,28
0,34
0,31
0,38
0,42
0,39
0,41
0,49
0,41
0,81
0,42
0,42
0,44
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,28
0,35
0,02
0,12
0,04
0,03
0,02
0,02
0,00
0,02
0,02
0,00
0,00
0,02
0,01
0,01
0,01
0,01
0,00
0,16
0,00
0,00
0,01
Mv-3-acet-glc4vf
nd
0,12 ± 0,05
0,09 ± 0,00
0,12 ± 0,02
0,11 ± 0,02
0,07 ± 0,01
0,07 ± 0,00
nd
0,08 ± 0,01
nd
nd
* 0,07 ± 0,01
nd
0,09 ± 0,02
0,08 ± 0,00
0,07 ± 0,01
0,07 ± 0,00
* 0,09 ± 0,00
0,07 ± 0,01
0,12 ± 0,00
0,07 ± 0,01
*
nd
nd
*
*
*
Mv-3-pcumglc-4vf
nd
0,18 ± 0,09
0,10 ± 0,01
0,16 ± 0,10
0,12 ± 0,02
0,08 ± 0,01
0,08 ± 0,01
nd
0,08 ± 0,02
nd
nd
0,05 ± 0,00
nd
0,08 ± 0,02
0,08 ± 0,01
0,04 ± 0,00
nd
0,08 ± 0,00
0,03 ± 0,00
0,16 ± 0,05
nd
nd
nd
nd.- no detectado. * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”.
Mv-3-glc-4vg
0,40
0,42
0,22
0,36
0,33
0,27
0,28
0,15
0,27
0,14
0,12
0,17
0,14
0,20
0,21
0,23
0,22
0,27
nd
nd
nd
nd
nd
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,13
0,12
0,03
0,14
0,01
0,00
0,00
0,05
0,01
0,00
0,04
0,01
0,03
0,04
0,01
0,01
0,02
0,02
Tabla A.II.15. Características cromáticas de los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005 durante el tratamiento de
microoxigenación, con sus desviaciones estándar (n=2).
L*
C*
h*
a*
b*
65,98 ± 0,53
31,65 ± 0,66
8,03 ± 0,54
31,34 ± 0,61
4,42 ± 0,39
30,15 ± 0,55
8,07 ± 0,02
29,86 ± 0,54
4,23 ± 0,07
C 68,55 ± 0,07
30,77 ± 0,47
7,70 ± 0,80
30,49 ± 0,53
4,12 ± 0,36
M 67,45 ± 0,35
31,98 ± 0,30
7,65 ± 0,02
31,70 ± 0,29
4,26 ± 0,02
día 6
C 65,70 ± 0,00
32,76 ± 1,94
11,31 ± 1,45
32,13 ± 2,06
6,40 ± 0,43
M 63,05 ± 0,49
30,05 ± 0,15
8,02 ± 0,28 * 29,75 ± 0,16
4,19 ± 0,13
*
día 7
C 67,90 ± 0,00
30,29 ± 0,04
9,80 ± 0,16
29,84 ± 0,05
5,16 ± 0,08
M 67,50 ± 0,00
34,07 ± 0,11
6,99 ± 0,14 * 33,82 ± 0,13
4,15 ± 0,06
día 8
C 64,05 ± 0,07
33,94 ± 0,08
7,87 ± 0,21
33,62 ± 0,06
4,65 ± 0,13
M 64,25 ± 0,07
* 38,82 ± 0,01 *
8,25 ± 0,08 * 38,42 ± 0,02 * 5,57 ± 0,05
*
día 18
C 56,55 ± 0,07
30,57 ± 0,06
9,14 ± 0,09
30,18 ± 0,07
4,86 ± 0,04
M 67,20 ± 0,00
* 33,45 ± 0,02 *
8,36 ± 0,03 * 33,09 ± 0,03 * 4,86 ± 0,01
*
día 25
C 62,30 ± 0,00
42,62 ± 0,03
9,93 ± 0,06
41,99 ± 0,04
7,35 ± 0,04
M 51,55 ± 0,07
* 31,82 ± 0,00 *
7,69 ± 0,06 * 31,54 ± 0,01 * 4,26 ± 0,04
*
día 28
C 65,60 ± 0,00
37,10 ± 0,01
9,32 ± 0,06
36,61 ± 0,01
6,01 ± 0,04
M 59,15 ± 0,07
* 33,95 ± 0,04 *
8,03 ± 0,01 * 33,62 ± 0,04 * 4,74 ± 0,01
*
día 31
C 63,25 ± 0,07
30,32 ± 0,01
9,76 ± 0,03
29,88 ± 0,00
5,14 ± 0,01
M 66,65 ± 0,07
* 35,11 ± 0,11 *
7,79 ± 0,14 * 34,78 ± 0,08 * 4,76 ± 0,10
*
día 36
C 61,15 ± 0,07
31,26 ± 0,03
7,00 ± 0,13
31,03 ± 0,02
3,81 ± 0,07
M 66,55 ± 0,07
* 39,42 ± 0,13
8,30 ± 0,11 * 39,00 ± 0,13
5,69 ± 0,09
*
día 38
C 55,05 ± 0,21
39,46 ± 0,08
9,89 ± 0,09
38,87 ± 0,07
6,78 ± 0,08
M 54,00 ± 0,14
* 35,57 ± 0,21 *
7,97 ± 0,16 * 35,22 ± 0,20 * 4,93 ± 0,13
*
día 42
C 61,25 ± 0,21
38,63 ± 0,04
10,02 ± 0,08
38,04 ± 0,03
6,72 ± 0,06
M 57,65 ± 0,07
día 0
día 3
Tabla A.II.16. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles minoritarios presentes en los
vinos Cencibel de la vendimia 2005 antes y después del tratamiento de microoxigenación
(Mox), control (C) y microoxigenados (M).
Antes Mox C fin Mox M fin Mox
butanoato de etilo
hexanoato de etilo
2-hidroxipropanoato de etilo
2-hidroxi-3-metil-butanoato de etilo
octanoato de etilo
3-hidroxi butanoato de etilo
diacetato de 1,4-butanediol
malato de dietilo
glutarato de etilo
Total ésteres
2-metil-1-propanol
4-metil-1-pentanol
3-metil-1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
Total alcoholes
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
(E)-2-hexen-1-ol
(Z)-2-hexen-1-ol
Total alcoholes C6
ácido acético
ácido isobutirico
ácido butanoico + γ-butirolactona
ácido pentanoico
ácido hexanoico
ácido 2-etil-hexanoico
ácido heptanoico
ácido 3-hexenoico
ácido 2-hexenoico
ácido octanoico
ácido decanoico
ácido dodecanoico
ácido glutámico
Total ácidos
53,54
478,27
487,37
278,49
23,53
397,31
85,11
41,38
17,47
2111,23
39,39
120,34
45,74
28,98
18,41
82,83
4309,4
106,15
25,19
46,07
8,66
16,92
202,98
333,43
30,49
72,14
6,81
11,12
453,99
1,65
138,26
3,16
9,21
5,37
399,15
10,37
12,54
9,14
17,63
660,09
317,88
70,31
116,82
256,22
2027,80
32,45
328,27
402,86
841,30
25,56
325,76
91,74
55,92
40,40
5099,96
41,27
83,567
13,73
26,72
9,39
146,40
7565,3
126,51
15,27
40,03
3,69
24,30
209,80
528,90
34,81
72,66
3,68
3,24
643,28
2,16
165,96
4,40
11,59
6,03
615,83
8,05
6,87
8,22
7,19
817,26
216,78
nd
144,60
30,31
2045,23
55,71
302,14
574,83
813,50
26,84
326,45
90,89
50,57
22,81
5006,00
26,94
76,31
13,92
36,99
20,47
232,79
7677,2
142,15
16,03
43,90
nd
24,71
226,79
659,78
38,50
78,26
6,53
4,12
787,19
3,47
173,39
3,63
12,38
4,71
656,97
12,58
18,50
16,77
18,87
1043,58
367,56
78,08
228,03
40,30
2678,82
Tabla A.II.16. continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles minoritarios
presentes en los vinos Cencibel de la vendimia 2005 antes y después del tratamiento de
microoxigenación (Mox), control (C) y microoxigenados (M).
Antes Mox C fin Mox M fin Mox
benzaldehído
guaiacol
benzenemetanol
2-feniletanol
fenol
4-vinilguaiacol
3,4-dimetoxifenol
eugenol
ácido benzoico
ácido bencilacético
vainillina
acetovainillona
3-metil butanoato de 2-feniletilo
β-citronellol
t-geraniol
ácido geránico
Total terpenos
pantolactona
dihidro-2,5-furandiona
Total lactonas
ß-damascenona
α-ionol
3,76
29,74
483,02
tr
33,75
112,42
3500,33
23,27
251,52
104,34
2,77
111,76
54,19
1,31
77,08
145,94
42,69
4460,57
4,61
9,66
46,40
60,66
17,25
26,79
26,12
70,16
15,11
7,21
nd
22,32
45,28
7,28
22,28
129,68
2,71
18,21
203,34
7604,75
6,70
414,34
84,38
4,49
103,05
29,09
2,30
64,76
128,29
14,16
8677,86
nd
5,68
30,61
36,29
5,27
6,24
12,59
24,11
25,80
12,40
nd
38,20
49,40
7,74
19,40
837,61
3,08
34,54
240,15
8232,88
36,82
1012,19
192,39
5,40
160,07
83,98
3,29
156,62
296,25
52,53
10507,10
nd
10,83
45,06
55,89
28,09
nd
31,95
60,04
nd
nd
14,97
14,97
78,99
Tabla A.II.17. Concentración (mg/L) de los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos y flavan-3-oles identificados mediante HPLC-MS en los vinos
Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la
microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento.
Antes Mox
t-caft
t-cut
c-cut
t-fert
c-fert
caf
cum
fer
77,03
40,96
11,61
6,41
8,75
nd
2,25
0,54
±
±
±
±
±
2,54
1,02
0,31
0,30
0,01
±
±
0,11
0,01
gal
cat
epi
gal epi
8,15
16,27
9,15
nc
±
±
±
2,00
1,00
0,14
Fin Mox
65,34
32,17
9,49
6,33
8,83
nd
1,85
0,39
7,57
16,30
9,18
nc
C
±
±
±
±
±
1,01
0,95
0,01
0,15
0,18
±
±
0,02
0,01
±
±
±
0,33
0,61
0,48
65,41
32,86
9,38
6,33
8,84
nd
1,93
0,35
8,26
15,97
8,92
nc
Fin FML
M
±
±
±
±
±
0,37
0,18
0,06
0,06
0,04
±
±
0,02
0,00
±
±
±
0,02
0,24
0,05
31,92
15,18
4,53
2,93
2,11
20,49
9,36
0,89
9,04
15,27
7,80
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,05
0,05
0,06
0,14
0,09
0,07
0,02
27,23
12,35
3,78
2,17
1,50
15,16
6,58
0,73
±
±
±
2,25
0,55
0,15
6,01
13,47
7,31
nc
5meses tras FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
9,70
4,99
1,62
0,88
0,63
5,27
1,95
0,02
±
±
±
0,33
0,55
0,25
*
10,13
3,84
1,11
1,45
1,40
29,18
13,70
1,44
10,94
16,10
7,78
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
0,13
0,12
0,05
0,06
0,42
1,11
0,37
0,20
8,81
3,10
0,92
1,18
1,40
29,89
15,33
1,36
±
±
±
0,30
0,18
0,01
10,91
14,81
8,75
nc
M
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
0,00
0,01
0,01
0,00
0,15
0,05
0,00
±
±
±
1,19
0,48
1,73
*
nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (Mox).
Tabla A.II.18. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la
vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación
maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento.
Antes Mox
M-3-gal
M-3-glcU
M-3-glc
Q-3-gal
Q-3-glcU
Q-3-glc
K-gal
K-glcU
K-glc
L-glc
I-glc
S-glc
Q
K
L
I
S
2,48
3,17
55,94
1,63
8,02
18,32
0,55
0,29
3,60
10,81
2,26
6,36
1,26
0,19
0,19
0,21
0,43
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,11
0,20
0,29
0,09
0,15
0,59
0,01
0,01
0,06
0,78
0,13
0,07
0,09
0,02
0,01
0,03
0,04
Fin Mox
1,72
1,77
48,20
1,55
6,50
18,09
0,57
0,16
3,92
9,82
2,20
6,06
0,76
0,19
0,15
0,18
0,31
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,18
0,05
0,37
0,02
0,37
0,04
0,07
0,02
0,13
0,25
0,05
0,35
0,09
0,00
0,01
0,01
0,00
1,86
1,79
49,69
1,66
6,54
18,13
0,62
0,45
4,10
10,02
2,21
6,30
0,96
0,19
0,16
0,19
0,33
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,16
0,20
0,03
0,08
0,09
0,01
0,01
0,06
0,04
0,02
0,00
0,18
0,00
0,00
0,01
0,01
*
*
1,46
1,59
42,29
1,35
5,48
15,52
0,53
0,32
3,33
8,65
1,95
5,62
0,83
0,23
0,16
0,15
0,22
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,08
0,06
1,81
0,05
0,41
0,45
0,01
0,01
0,11
0,17
0,01
0,09
0,13
0,02
0,02
0,02
0,02
1,38
1,29
42,75
1,40
5,03
15,54
0,42
0,20
3,34
8,64
1,89
5,49
0,62
0,16
0,10
0,11
0,21
5meses tras FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,06
0,05
3,51
0,07
0,58
0,91
0,04
0,01
0,20
0,52
0,13
0,41
0,02
0,02
0,01
0,01
0,02
*
1,37
1,37
39,29
1,29
4,75
13,95
0,25
0,22
3,29
7,89
1,77
5,10
1,04
0,21
0,15
0,23
0,29
* Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M).
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,08
0,03
1,83
0,16
0,02
0,39
0,02
0,02
0,26
0,31
0,08
0,19
0,01
0,01
0,01
0,03
0,04
1,37
1,21
39,19
1,18
4,74
14,47
0,40
0,25
2,86
7,86
1,78
5,05
0,42
0,15
0,08
0,23
0,35
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,10
0,56
0,01
0,24
0,69
0,01
0,01
0,04
0,07
0,01
0,06
0,08
0,02
0,00
0,03
0,03
*
*
*
*
Tabla A.II.19. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M)
de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la
fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento.
Antes Mox
Df-3-glc
Cn-glc
Pt-3-glc
Pn-3-glc
Mv-3-glc
Df-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Mv-3-acet-glc
c-Df-3-pcum-glc
t-Df-3-glc-pcum
t-Cn-3-pcum-glc
c-Pt-3-pcum-glc
t-Pt-3-pcum-glc
c-Pn-3-pcum-glc
t-Pn-3-pcum-glc
c-Mv-3-pcum-glc
t-Mv-3-pcum-glc
Mv-3-caf-glc
16,75
7,89
30,12
17,22
172,69
9,42
11,16
8,77
29,74
9,09
15,87
8,35
9,81
18,54
8,96
17,15
14,48
86,22
10,28
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,54
0,35
2,22
1,88
9,34
0,28
0,43
0,20
1,73
0,07
0,12
0,16
0,02
0,02
0,08
0,66
0,33
4,13
0,00
Fin Mox
14,39
7,45
22,73
14,03
125,54
8,41
9,43
7,85
19,91
8,69
12,62
7,32
9,54
13,21
8,60
12,57
12,19
47,57
9,97
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,09
0,02
0,16
0,28
1,72
0,27
0,01
0,06
0,06
0,09
0,49
0,03
0,21
0,00
0,07
0,11
1,37
1,33
0,04
15,03
7,63
24,64
14,77
139,05
8,33
9,65
8,03
21,11
9,14
13,08
7,32
10,34
13,43
9,13
12,49
16,79
48,42
9,98
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,01
0,08
0,01
0,43
0,03
0,06
0,13
0,03
0,15
0,05
0,03
0,45
0,39
0,11
0,25
1,73
1,95
0,05
*
*
*
*
*
12,60
7,27
20,55
12,39
107,96
8,10
9,17
7,77
18,85
8,60
12,98
7,33
9,28
13,03
8,51
11,88
9,60
43,73
10,00
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,28
0,05
0,56
0,15
3,28
0,06
0,11
0,02
0,32
0,01
0,13
0,06
0,01
0,12
0,01
0,09
0,82
0,99
0,08
11,15
6,97
16,87
10,61
79,43
7,77
8,61
7,46
14,87
8,65
10,65
6,84
8,93
10,82
8,48
10,42
9,39
27,54
9,47
5meses tras FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,34
0,06
0,80
0,24
3,91
0,03
0,03
0,01
0,27
0,01
0,07
0,04
0,02
0,13
0,06
0,11
0,50
0,95
0,04
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
11,52
7,01
17,19
11,30
90,11
8,00
8,63
7,50
16,72
8,72
12,08
7,06
9,56
12,15
8,70
11,35
12,69
37,66
9,70
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,01
0,06
0,07
0,31
0,04
0,08
0,01
0,01
0,03
0,03
0,01
0,03
0,04
0,02
0,02
0,19
0,01
0,00
10,66
6,83
15,06
10,02
70,69
7,68
8,44
7,34
14,37
8,75
10,79
6,82
9,47
10,92
8,59
10,25
11,65
27,87
9,47
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,23
0,03
0,30
0,09
1,50
0,03
0,05
0,00
0,07
0,01
0,03
0,01
0,00
0,05
0,01
0,03
0,07
0,26
0,01
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
Tabla A.II.20. Características cromáticas, parámetros relacionados con el color del vino tinto Cencibel control (C) y microoxigenado (M) y familias de
polifenoles medidas espectrofotométricamente, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación
(Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento.
Antes Mox
Fin Mox
Fin FML
C
L*
C*
h*
a*
b*
40,17
60,56
4,70
60,39
4,85
±
±
±
±
±
0,09
0,03
0,04
0,06
0,12
44,30
53,87
4,76
53,68
4,47
±
±
±
±
±
0,00
0,04
0,10
0,04
0,08
45,00
54,90
3,20
54,81
3,07
M
±
±
±
±
±
IC
tonalidad
% copigmentación
% polimerización
13,93
2,42
41,1
31,1
±
±
±
±
2,05
0,01
1,3
0,3
12,89
2,82
33,9
44,9
±
±
±
±
0,00
0,00
1,7
1,8
12,61
2,72
40,8
43,2
±
±
±
±
0,02
0,00
1,3
1,1
1,71
1602,22
461,06
236,43
660,23
1329,86
±
±
±
±
±
±
0,19
27,95
9,89
2,27
5,40
24,55
1,55
1542,93
423,74
229,99
538,11
1309,03
±
±
±
±
±
±
0,08
0,00
3,30
2,27
5,40
34,37
1,54
1578,07
430,74
236,43
578,18
1371,53
±
±
±
±
±
±
0,03
43,48
9,89
6,82
18,89
14,73
taninos (g/L)
fenoles totales
DAHC
flavonoles
antocianos
flavan-3-oles
C
0,00
0,04
0,04
0,04
0,04
*
*
*
*
*
*
*
51,90
47,06
5,19
46,87
4,26
±
±
±
±
±
0,00
0,01
0,03
0,01
0,02
10,01
3,10
21,6
46,1
±
±
±
±
0,00
0,00
1,1
0,7
1,69
1329,93
389,93
202,65
442,70
1031,25
±
±
±
±
±
±
0,05
40,37
8,24
4,55
10,79
44,19
5meses tras FML
M
54,40 ±
43,84 ±
5,39 ±
45,14 ±
4,12 ±
C
0,00
0,01
0,08
2,11
0,06
9,16
3,14
20,1
54,0
±
±
±
±
0,00
0,00
1,0
0,4
1,48
1163,04
357,28
184,96
377,82
800,35
±
±
±
±
±
±
0,22
15,53
4,95
2,27
5,40
22,10
M
55,70
44,07
6,15
43,82
4,72
±
±
±
±
±
0,00
0,06
0,06
0,06
0,04
53,25
44,35
6,44
44,07
4,97
±
±
±
±
±
0,07
0,05
0,01
0,05
0,01
*
8,89
3,19
32,3
51,1
±
±
±
±
0,01
0,00
0,8
0,2
9,49
3,15
25,6
56,4
±
±
±
±
0,01
0,00
1,1
1,1
*
*
1,18
1156,45
347,95
176,92
385,45
1067,71
±
±
±
±
±
±
0,04
6,21
8,24
4,55
5,40
22,10
1,12
991,76
314,14
159,23
322,48
1005,21
±
±
±
±
±
±
0,04
90,06
23,09
11,37
29,68
66,29
*
*
*
IC.- intensidad de color. DAHC.- derivados de ácidos hidroxicinámicos. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y
microoxigenados (M).
*
*
*
*
*
*
*
Tabla A.II.21. Concentración (mg/L) de compuestos antociano-tanino mediados por acetaldehído y piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los
vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y
después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento.
Antes Mox
Mv-3-glc-et-fl 1
Mv-3-glc-et-fl 2
Mv-3-glc-et-fl 3
Mv-3-glc-et-fl 4
Vit B-Mv-3-glc
Vit B-Mv-3-pcum-glc
Mv-3-glc-4vf
Mv-3glc-4vg
Fin Mox
11,19
12,07
11,79
11,96
±
±
±
±
0,00
0,07
0,01
0,09
11,38
12,53
12,43
12,19
C
±
±
±
±
2,44
3,45
0,67
0,25
±
±
±
±
0,42
0,05
0,16
0,06
3,97
1,86
0,45
0,16
±
±
±
±
0,11
0,01
0,04
0,01
0,06
0,10
0,01
0,00
Fin FML
11,23
12,11
12,17
12,09
M
±
±
±
±
0,01
0,03
0,08
0,05
2,66
1,56
0,49
0,18
±
±
±
±
0,12
0,12
0,00
0,01
*
*
11,33
12,23
12,42
12,22
C
±
±
±
±
0,00
0,01
0,02
0,01
11,55
12,84
13,29
12,64
2,62
1,90
0,63
0,26
±
±
±
±
0,10
0,17
0,03
0,01
4,69
2,06
0,33
nd
5meses tras FML
M
±
±
±
±
0,01
0,06
0,14
0,08
*
*
±
±
±
0,02
0,19
0,02
*
*
*
11,22
12,00
12,04
11,62
C
±
±
±
±
0,01
0,00
0,07
0,01
11,34
12,04
12,55
12,13
M
±
±
±
±
0,00
0,03
0,05
0,02
1,18
0,84
0,69
0,36
±
±
±
±
0,01
0,03
0,00
0,05
2,15
1,35
0,61
0,30
±
±
±
±
0,02
0,06
0,00
0,01
*
*
*
*
*
*
Tabla A.II.22. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Cencibel control (C) y
microoxigenado (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación
(Mox) y tras cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML).
Antes Mox
butanoato de etilo
acetato de isoamilo
hexanoato de etilo
lactato de etilo
octanoato de etilo
malonato de dietilo
decanoato de etilo
octanoato de 3-metilbutil
3-hidroxi octanoato de etilo
malato de dietilo
glutarato de etilo
hexadecanoato de etilo
cinamato de etilo
octadecanoato de etilo
oleato de etilo
linoleato de etilo
Total ésteres
nd.- no detectado.
151,43
1331,43
928,18
2,76
1424,42
14,12
5,20
56,83
10,42
44,90
1,69
310,32
2,69
9,92
384,25
2,23
2,50
909,14
93,96
2,39
1,17
12,08
50,98
15,17
238,98
12,05
nd
164,91
101,87
157,88
6443,88
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
4,58
210,07
145,88
0,15
53,09
1,84
0,57
9,17
0,06
8,19
0,15
36,89
0,25
1,93
109,05
0,08
0,30
107,31
19,69
0,45
0,22
1,61
8,10
0,84
46,04
0,43
±
±
±
±
29,09
7,28
19,37
23,52
Fin Mox
123,01
825,12
771,16
7,12
1211,43
12,28
6,63
55,17
16,02
48,61
2,25
199,78
2,87
8,93
660,02
2,55
3,16
968,47
78,41
2,42
1,50
75,93
61,42
14,85
160,05
17,84
nd
129,84
114,95
144,66
5726,45
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,36
11,42
1,14
0,41
52,52
0,77
1,26
1,61
0,43
2,97
0,19
1,77
0,33
0,53
1,93
0,08
0,31
37,42
0,91
0,07
0,04
0,28
10,51
0,97
15,71
0,04
±
±
±
±
6,49
0,73
3,26
138,88
129,55
850,92
800,71
6,95
1276,07
14,11
5,56
58,10
20,57
49,95
2,48
252,18
3,48
12,35
757,69
2,37
2,74
983,65
82,81
3,10
1,65
78,29
44,78
13,63
199,82
18,98
nd
127,66
122,52
142,04
6064,72
5meses tras FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
C
0,63
12,74
15,22
0,02
127,85
0,82
0,40
3,13
2,88
0,86
0,03
43,95
0,57
0,61
11,69
0,48
0,26
0,74
1,40
0,61
0,09
4,77
0,44
0,49
37,91
0,71
±
±
±
±
4,48
4,37
24,19
282,48
119,53
586,11
608,20
60,84
1295,92
12,97
3,28
57,10
30,02
98,09
2,39
261,46
14,87
11,25
5952,38
17,59
8,73
773,08
56,27
5,11
16,85
122,70
54,20
375,23
136,01
24,67
11311,01
149,82
208,56
169,95
22544,21
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,17
12,59
5,85
2,28
15,23
0,50
0,44
2,29
1,17
3,85
0,22
6,59
0,47
0,25
184,91
0,30
0,08
38,83
0,69
0,97
0,24
2,24
3,81
1,01
20,18
0,15
356,13
13,58
7,86
5,98
585,87
106,22
547,30
595,50
57,15
1325,47
13,61
6,74
57,98
32,40
100,28
2,39
223,87
17,92
8,98
6314,19
21,24
10,04
778,18
54,47
5,56
22,10
119,82
56,81
396,64
108,16
27,33
9898,12
88,24
208,63
136,80
21342,12
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,98
8,60
3,50
0,78
69,27
0,39
0,03
0,18
2,56
0,54
0,05
13,05
0,59
1,65
51,66
0,70
0,10
5,64
1,92
0,28
0,05
1,81
9,29
28,85
21,72
0,13
265,24
6,24
0,02
2,47
307,02
Tabla A.II.22 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Cencibel control (C) y
(Mox), y tras cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML).
Antes Mox
Fin Mox
C
1-pentanol
4-metil-1-pentanol
(Z)-2-penten-1-ol
3-metil-1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
1-octen-3-ol
1-heptanol
1-octanol
Total alcoholes
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
(E)-2-hexen-1-ol
Total alcoholes C6
ácido acético
ácido butanoico
ácido pentanoico
ácido hexanoico
ácido octanoico
ácido decanoico
ácido dodecanoico
Total ácidos
dihidro-ß-ionona
2,3,5-trimetil pirazina
3-etil-2,5-dimetil pirazina
tetrametil pirazina
4-metil-5-tiazoletanol
24,10
19,03
4,32
35,07
3,06
4,84
5,28
2,44
9,81
3,48
111,44
170,14
9,69
29,89
5,08
214,80
0,87
4,55
103,83
1,91
521,80
9,25
731,09
335,93
92,52
1801,74
86,65
3,29
31,07
9,09
24,27
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,15
3,62
0,24
6,15
0,49
0,74
4,29
0,47
0,80
0,38
16,26
12,52
0,66
3,81
3,02
5,03
0,54
0,36
19,43
0,38
49,24
0,89
24,11
12,63
9,92
76,12
14,83
0,14
5,00
0,73
2,99
29,30
17,26
6,31
30,10
3,06
3,44
11,94
2,49
10,39
4,30
118,59
246,23
12,03
45,91
12,73
316,90
0,59
5,34
122,88
2,49
517,17
10,68
725,24
273,00
80,78
1738,18
94,29
4,21
29,00
8,09
35,47
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
4,34
2,74
1,14
2,66
0,45
0,27
0,14
0,13
0,28
0,46
11,69
2,63
1,00
0,12
0,26
3,25
0,02
0,39
5,35
0,07
7,32
0,23
7,77
12,00
3,11
30,05
2,26
0,16
0,54
0,10
0,52
M
30,47 ±
19,61 ±
8,79 ±
34,14 ±
4,77 ±
4,58 ±
10,92 ±
3,16 ±
11,08 ±
4,15 ±
131,65 ±
250,23 ±
15,48 ±
49,42 ±
12,97 ±
328,10 ±
0,35 ±
5,38 ±
117,00 ±
1,27 ±
504,54 ±
11,28 ±
710,06 ±
293,71 ±
102,63 ±
1746,22 ±
92,64 ±
6,00 ±
30,92 ±
8,54 ±
42,76 ±
5meses tras FML
C
0,72
0,38
0,79
0,77
0,13
0,85
0,00
0,39
0,19
0,03
2,64
0,14
0,51
0,47
0,53
0,59
0,02
0,09
2,98
0,04
9,51
0,65
30,58
3,78
11,20
45,11
11,13
1,24
0,42
0,40
8,47
34,26
18,94
9,24
31,92
3,36
3,28
11,40
4,36
9,32
8,04
134,12
255,23
16,34
46,52
12,12
330,21
0,83
5,31
124,27
2,77
524,30
11,85
856,55
298,41
125,30
1949,59
100,73
7,54
36,34
6,30
99,91
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,94
0,78
0,96
0,57
0,30
0,16
0,51
0,24
0,58
0,27
4,51
6,15
2,00
0,44
0,57
9,16
0,10
0,26
3,17
0,09
18,25
0,26
26,87
6,89
23,31
32,57
12,24
1,36
0,39
0,86
16,07
31,76
16,78
7,98
29,02
2,74
3,25
10,43
4,38
10,02
8,18
124,54
236,79
10,77
43,62
11,07
302,25
0,85
5,46
120,30
2,76
479,36
5,68
772,33
297,11
131,35
1815,20
98,08
7,38
35,73
8,75
37,68
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,67
0,23
0,22
1,33
0,28
0,06
0,86
0,04
0,58
0,09
1,12
0,16
1,72
0,77
0,19
2,84
0,04
0,08
1,05
0,10
1,50
0,30
3,49
3,37
11,40
21,34
6,36
0,36
0,16
0,68
0,96
Tabla A.II.22 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Cencibel control (C) y
microoxigenado (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox) y tras
cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML).
Antes Mox
linalol
α-terpineol
citronellol
nerol
trans-geraniol
ácido geránico
Total terpenos
benzaldehído
fenil acetato de etilo
guaiacol
alcohol bencílico
2-feniletanol
p-cresol
eugenol
4-vinilguaiacol
siringol
ácido benzoico
vainillina
vainillato de etilo
acetovainillona
lactona I
γ-butirolactona
γ-caprolactona
5-butil-dihidro-2(3H)furanona
γ-nonalactona
pantolactona
δ-nonalactona
lactona II
Total lactonas
nd.- no detectado.
4,63
27,18
8,60
16,85
26,19
50,03
133,50
1,61
3,50
12,80
20,68
65,92
6051,24
25,64
10,11
40,16
42,18
63,88
24,64
47,54
250,40
331,14
6991,43
3,22
0,08
2,89
13,91
20,48
8,91
5,67
33,40
88,56
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,85
4,96
1,75
8,60
4,62
5,71
5,62
0,00
0,28
0,05
0,68
6,42
660,43
3,12
0,05
7,44
3,62
6,96
2,68
6,63
14,87
52,24
720,76
0,40
0,00
0,40
2,08
2,38
0,37
0,37
6,31
12,31
Fin Mox
6,40
37,02
8,69
15,04
23,77
57,64
148,56
1,55
3,06
12,77
22,60
72,34
5968,87
18,99
10,10
41,66
46,85
61,94
30,58
57,16
334,84
417,83
7101,13
2,44
0,09
3,87
15,06
19,94
9,27
9,95
82,37
142,99
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,44
1,40
0,52
0,31
2,47
3,44
1,70
0,17
0,09
0,05
3,66
2,33
89,26
0,39
1,07
5,19
0,39
0,60
1,57
3,79
36,28
39,67
169,34
0,30
0,01
0,21
0,08
2,44
0,70
1,19
4,67
9,18
M
7,53 ±
36,57 ±
10,86 ±
18,44 ±
24,54 ±
52,11 ±
150,05 ±
2,88 ±
3,23 ±
13,72 ±
22,38 ±
70,48 ±
5442,73 ±
12,06 ±
12,54 ±
53,10 ±
50,24 ±
58,41 ±
28,11 ±
47,37 ±
343,59 ±
391,82 ±
6552,65 ±
2,04 ±
0,09 ±
3,81 ±
15,49 ±
19,64 ±
10,56 ±
14,30 ±
76,29 ±
142,24 ±
5meses tras FML
1,06
6,48
1,54
0,27
1,87
2,49
2,99
0,56
0,09
0,82
1,11
0,49
38,12
2,31
0,81
2,21
9,62
9,79
4,55
6,00
39,89
30,55
33,48
0,42
0,01
0,01
1,37
1,39
1,41
0,72
0,25
5,57
8,55
51,45
7,70
19,18
19,74
nd
106,62
2,46
3,25
13,27
27,75
81,91
5960,46
21,29
73,04
460,54
85,76
nd
364,58
78,84
158,14
566,21
7897,50
1,76
0,12
4,41
15,14
17,07
10,81
12,11
211,87
273,29
C
±
±
±
±
±
1,33
0,84
0,31
2,05
0,61
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,03
0,45
0,07
0,07
1,13
0,06
186,98
1,71
2,74
1,65
7,93
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,27
4,87
20,88
43,95
233,46
0,17
0,02
0,68
0,19
0,79
1,27
2,30
3,35
0,05
8,36
42,91
8,53
23,43
19,29
nd
102,52
2,75
3,11
12,89
27,77
87,04
5346,70
21,90
86,07
566,74
109,20
nd
374,56
72,60
166,05
556,02
7427,18
1,96
0,16
3,61
14,69
17,65
10,30
12,55
203,23
264,14
M
±
±
±
±
±
0,21
2,98
0,33
1,61
0,36
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,88
0,39
0,00
0,35
4,88
1,23
95,84
0,49
73,63
79,50
18,96
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
24,69
2,36
9,80
30,75
278,02
0,06
0,02
0,57
0,20
1,43
0,60
0,54
15,19
17,01
Tabla A.II.22 continuación. Concentración (mg/L) de compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica de un vino tinto
Cencibel control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de
la microoxigenación (Mox) y tras cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML).
Antes Mox
acetaldehído
acetato de etilo
metanol
1-propanol
isobutanol
2-metil-1-butanol
3-metil-1-butanol
61,05
111,19
103,38
49,34
29,53
30,11
194,45
±
±
±
±
±
±
±
5,44
8,17
0,17
6,28
1,12
0,26
2,02
Fin Mox
53,69
78,41
88,77
38,46
26,87
24,78
158,60
C
±
±
±
±
±
±
±
3,01
2,40
3,69
1,67
1,11
0,67
4,40
48,74
80,17
95,20
39,01
26,94
24,97
159,06
5meses tras FML
M
±
±
±
±
±
±
±
C
3,76
0,73
0,65
2,26
1,43
2,69
10,50
31,70
69,31
90,87
35,47
23,44
22,01
144,60
±
±
±
±
±
±
±
0,03
2,85
0,29
0,47
0,48
0,04
0,51
40,35
69,31
90,87
35,47
23,44
22,01
144,60
M
±
±
±
±
±
±
±
1,96
2,85
0,29
0,47
0,48
0,04
0,51
Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación
(Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Fin Mox
t-GRP
t-caft
t-cut
c-cut
t-fert
c-fert
caf
cum
fer
10,84
32,33
5,68
2,46
3,23
2,55
3,71
1,38
0,15
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,11
0,20
0,11
0,06
0,20
0,19
0,04
0,08
0,02
10,53
29,25
5,03
2,23
3,08
1,61
3,75
2,44
0,18
gal
cat
epi
gal epi
3,04
48,32
22,45
nc
±
±
±
0,09
0,88
0,96
2,35
40,23
17,74
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,05
1,89
0,40
0,14
0,26
0,09
0,10
0,17
0,00
11,06
34,29
6,12
2,55
3,26
1,69
3,87
2,44
0,17
±
±
±
0,00
0,08
0,06
2,04
38,07
16,82
nc
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,94
0,08
0,05
0,37
0,24
0,02
0,14
0,01
±
±
±
0,21
2,23
1,56
*
11,23
29,89
5,16
2,27
2,60
1,30
3,97
3,21
0,18
2,19
36,99
16,20
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,06
0,21
0,04
0,03
0,19
0,05
0,03
0,02
0,02
11,36
34,31
6,07
2,58
2,77
1,25
4,04
3,77
0,18
±
±
±
0,01
0,01
0,02
1,67
30,39
14,21
nc
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,97
0,21
0,05
0,13
0,00
0,08
0,51
0,01
±
±
±
0,01
0,02
0,01
*
*
*
*
13,67
36,22
6,52
2,75
2,76
0,48
4,52
0,56
0,25
1,96
31,15
14,79
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,01
0,56
0,48
0,15
0,01
0,01
0,18
0,01
0,01
17,17
39,24
7,21
2,68
2,74
0,40
4,17
0,44
0,22
±
±
±
0,03
1,60
0,84
1,24
14,09
9,85
nc
nc.- no cuantificable. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M).
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,50
0,68
0,17
0,05
0,08
0,01
0,05
0,03
0,00
±
±
±
0,10
0,51
0,35
*
*
*
*
*
Tabla A.II.24. Características cromáticas, parámetros relacionados con el color del vino tinto y familias de polifenoles medidas espectrofotométricamente
correspondientes a los vinos de la variedad Merlot, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la
Antes Mox
L*
C*
h*
a*
b*
fenoles totales
DAHC
flavonoles
antocianos
flavan-3-oles
IC
tonalidad
% copigmentación
% polimerización
taninos (g/L)
Fin Mox
Fin FML
58,35
47,95
8,09
47,47
6,76
±
±
±
±
±
1,20
1,02
1,29
0,86
1,22
52,20
49,53
17,08
47,35
14,54
C
±
±
±
±
±
0,00
0,06
0,02
0,05
0,04
49,25
50,83
15,85
48,90
13,87
M
±
±
±
±
±
998,35
245,35
127,06
364,46
722,22
±
±
±
±
±
6,21
1,65
2,27
2,70
9,82
954,43
246,51
130,28
311,03
625,00
±
±
±
±
±
0,00
0,00
2,27
8,10
29,46
967,61
261,67
138,32
305,31
487,85
±
±
±
±
±
8,77
2,92
20,32
40,75
1,49
±
±
±
±
±
0,40
0,01
0,89
1,66
0,05
10,71
3,24
10,28
55,34
1,46
±
±
±
±
±
0,01
0,01
0,54
0,50
0,01
11,68
3,06
8,33
61,35
1,42
±
±
±
±
±
47,65
50,23
17,66
47,86
15,24
C
±
±
±
±
±
49,69
14,84
9,10
26,99
46,65
954,43
255,84
144,75
299,58
579,86
0,76
0,14
0,70
5,48
0,03
12,23
3,27
6,56
64,87
1,47
1,91
1,24
0,46
1,29
0,06
*
Virutas
0,64
0,37
0,06
0,34
0,16
50,45
47,08
12,63
45,94
10,29
M
±
±
±
±
±
C
±
±
±
±
±
0,00
0,00
0,00
2,70
44,19
895,14
252,34
138,32
259,51
427,08
±
±
±
±
±
27,95
8,24
4,55
10,79
24,55
±
±
±
±
±
0,25
0,01
0,01
0,02
0,01
11,05
3,05
4,58
72,97
1,30
±
±
±
±
±
0,04
0,01
0,30
0,04
0,00
0,07
0,16
0,05
0,14
0,07
*
*
*
*
*
*
*
*
42,35
51,90
18,34
49,26
16,33
±
±
±
±
±
0,78
0,54
0,33
0,42
0,45
42,10
50,35
14,49
48,75
12,60
M
±
±
±
±
±
0,28
0,28
0,11
0,24
0,16
1055,44
272,16
143,14
295,77
571,18
±
±
±
±
±
6,21
0,00
6,82
8,10
17,19
991,76
265,17
139,93
270,96
524,31
±
±
±
±
±
3,11
0,00
2,27
0,00
4,91
14,31
3,22
5,59
68,36
1,69
±
±
±
±
±
0,34
0,01
0,17
0,01
0,10
14,22
2,99
3,78
75,73
1,51
±
±
±
±
±
0,13
0,01
0,30
0,09
0,12
*
*
*
*
*
*
Tabla A.II.25. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus
desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y
tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
M-gal
M-glcU
M-glc
Q-glcU
K-glc
L-glc
I-glc
S-glc
Q
K
L
I
S
0,28
0,21
3,30
5,28
0,37
1,83
0,31
3,48
1,97
0,30
0,23
0,50
0,14
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,03
0,24
0,36
0,05
0,00
0,02
0,43
0,63
0,03
0,00
0,05
0,01
Fin Mox
0,19
0,15
1,62
4,01
0,34
1,53
0,09
3,18
2,00
0,34
0,27
0,67
0,14
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,02
0,23
0,30
0,00
0,11
0,00
0,33
0,66
0,04
0,05
0,07
0,01
0,34
0,25
3,05
5,58
0,56
1,91
0,20
3,36
2,15
0,24
0,33
0,64
0,31
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,03
0,02
0,00
0,22
0,01
0,01
0,03
0,04
0,06
0,04
0,07
0,15
*
*
0,24
0,20
1,60
4,65
0,46
2,57
0,08
3,51
2,65
0,38
0,52
0,87
0,24
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,04
0,25
0,23
0,06
1,32
0,00
0,12
0,38
0,03
0,04
0,04
0,02
0,29
0,21
2,46
5,04
0,51
1,75
0,11
3,10
1,34
0,14
0,36
0,50
0,20
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,02
0,15
0,05
0,10
0,05
0,00
0,02
0,17
0,00
0,00
0,00
0,01
*
*
0,20
0,27
1,23
4,84
0,55
1,66
nd
3,93
1,30
0,16
0,52
0,64
0,29
C
±
±
±
±
±
±
0,00
0,03
0,03
0,01
0,05
0,01
±
±
±
±
±
±
0,06
0,01
0,01
0,01
0,04
0,02
0,30
0,23
2,01
5,41
0,90
1,70
nd
3,23
0,36
0,09
0,45
0,46
0,28
M
±
±
±
±
±
±
0,02
0,04
0,26
0,42
0,29
0,02
±
±
±
±
±
±
0,04
0,01
0,00
0,02
0,04
0,00
*
*
*
*
Tabla A.II.26. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados
(M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación
maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Df-3-glc
Cn-3-glc
Pt-3-glc
Pn-3-glc
Mv-3-glc
Df-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Mv-3-acet-glc
t-Df-3-pcum-glc
t-Cn-pcum-glc
t-Pt-3-pcum-glc
t-Pn-3-pcum-glc
c-Mv-3-pcum-glc
t-Mv-3-pcum-glc
Mv-3-caf-glc
16,41
6,72
21,73
12,25
110,60
11,01
12,59
10,84
43,01
9,54
6,77
9,89
10,64
9,64
22,85
8,99
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,20
0,04
0,04
0,14
1,66
0,02
0,03
0,11
0,55
0,05
0,01
0,05
0,09
0,01
0,03
0,01
Fin Mox
12,15
6,40
14,83
9,15
59,92
8,99
9,50
9,01
24,58
10,13
6,85
8,93
9,67
9,11
14,20
9,18
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,01
0,01
0,45
0,33
0,02
0,88
0,05
0,17
0,01
0,01
0,01
0,03
0,01
0,10
0,00
10,68
6,29
12,86
8,16
44,82
8,45
9,85
8,40
19,92
10,32
6,76
8,78
9,38
9,12
8,80
9,28
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,22
0,05
1,67
0,79
7,08
0,48
0,17
0,55
3,35
0,10
0,12
0,08
0,30
0,01
0,01
0,03
*
10,22
6,35
11,99
8,07
40,29
8,21
9,03
8,15
17,67
9,49
6,75
8,70
9,15
9,07
11,27
9,26
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,00
0,02
0,01
0,02
0,01
0,02
0,00
0,00
0,01
0,01
0,00
0,01
0,00
0,03
0,00
8,02
6,19
8,91
6,83
21,21
7,46
8,07
7,47
11,91
9,29
6,55
8,59
8,83
9,12
9,43
9,27
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,04
0,00
0,00
0,02
0,00
0,03
0,03
0,07
0,01
0,01
0,01
0,01
0,01
0,01
0,00
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
9,16
6,30
10,28
7,56
30,92
7,92
8,57
7,72
14,31
9,10
6,61
8,69
9,18
9,52
10,29
9,28
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
1,58
0,09
1,75
0,97
0,82
0,59
0,73
0,56
3,21
0,04
0,17
0,10
0,17
0,01
1,15
0,03
7,62
6,17
8,26
6,76
16,91
7,33
7,73
7,11
10,32
8,65
6,40
8,58
8,65
9,00
9,37
9,06
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,84
0,03
0,94
0,30
1,63
0,21
0,25
0,13
1,56
0,00
0,02
0,02
0,02
0,06
0,45
0,02
*
*
*
Tabla A.II.27. Concentración (mg/L) de compuestos antociano-tanino mediados por acetaldehído identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot
control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox),
tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Mv-vinil-glc
Pt-3-glc-et-flavan-3-ol
Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 1
Mv-3-pcum-glc-et-flavan-3-ol 1
7,23
15,03
15,64
10,96
11,33
11,54
11,74
12,01
13,20
13,20
13,08
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,03
0,06
0,02
0,24
0,17
0,10
0,02
0,01
0,00
0,01
Fin Mox
7,20
15,14
16,05
11,09
11,77
12,37
13,08
13,08
13,49
13,34
13,10
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,01
0,00
0,00
0,01
0,02
0,08
0,01
0,00
0,00
0,00
Fin FML
7,16
15,17
16,10
11,10
11,90
12,65
13,33
13,39
13,61
13,40
13,11
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,04
0,01
0,04
0,00
0,06
0,26
0,14
0,05
0,00
0,00
*
*
7,20
15,20
15,88
11,10
11,56
12,48
13,04
12,83
13,76
13,33
13,09
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,01
0,01
0,00
0,01
0,05
0,02
0,00
0,00
0,00
0,01
7,30
15,21
15,75
11,04
11,33
12,31
12,77
12,63
13,62
13,27
13,07
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
0,00
0,01
0,01
0,00
0,03
0,06
0,04
0,01
0,00
0,00
*
*
*
*
*
*
7,34
15,29
15,70
11,07
11,42
12,25
13,07
12,39
13,89
13,32
13,09
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,05
0,03
0,15
0,03
0,16
0,21
0,14
0,25
0,14
0,06
0,03
7,14
15,07
15,25
10,92
11,14
11,53
11,88
11,56
13,34
13,12
13,03
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,00
0,03
0,01
0,00
0,03
0,03
0,00
0,02
0,01
0,00
Tabla A.II.28. Concentración (mg/L) de piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus
desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y
tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Vit B Pn-3-glc
Vit B-Mv-3-glc
Vit B Pt-3-acet-glc
Vit B-Mv-3-acet-glc
Vit B Pn-3-pcum-glc
Vit B Mv-3-pcum-glc
Vit A Mv-3-acet-glc
Pinotina A
Mv-3-glc-4vf
Mv-3-acet-glc-4vf
Mv-3-pcum-glc-4vf
3,62
5,87
0,42
2,52
1,44
1,52
1,00
0,19
1,20
0,54
0,29
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,31
0,01
0,11
0,04
0,08
0,01
0,00
0,04
0,04
0,03
Fin Mox
3,35
10,27
0,58
3,75
0,60
1,80
1,04
0,62
1,20
0,53
0,95
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,38
0,00
0,01
0,01
0,04
0,04
0,01
0,03
0,02
0,05
3,57
11,84
0,65
4,12
0,39
2,02
1,13
1,10
1,17
0,47
0,26
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,35
1,07
0,05
0,21
0,04
0,10
0,13
0,10
0,05
0,06
0,01
*
2,92
6,68
0,42
2,41
0,31
1,20
1,03
1,10
1,41
0,63
0,24
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,17
0,01
0,02
0,00
0,06
0,10
0,02
0,08
0,04
0,02
2,95
5,76
0,38
2,00
0,12
0,95
0,96
1,44
1,10
0,39
1,85
Virutas
M
± 0,02
± 0,07
± 0,01
± 0,02
± 0,01
± 0,03
± 0,04
± 0,02
± 0,05
± 0,03
± 0,05
*
*
*
*
*
*
*
*
*
3,65
4,09
0,21
1,62
0,25
1,22
1,67
2,30
2,18
0,88
3,17
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,29
0,33
0,02
0,09
0,02
0,03
0,07
0,30
0,40
0,12
0,32
1,58
1,99
0,11
0,68
0,09
0,41
0,62
0,79
0,72
0,28
0,12
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,20
0,09
0,02
0,01
0,02
0,03
0,10
0,11
0,02
0,02
0,00
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
Tabla A.II.29. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y
(mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
butanoato de etilo
acetato de isoamilo
hexanoato de etilo
acetato de hexilo
lactato de etilo
2-hidroxi-3-metil
butanoato de etilo
octanoato de etilo
2-hidroxi-4-metil
pentanoato de etilo
4-oxobutirato de etilo
pentilo
malonato de dietilo
decanoato de etilo
3-hidroxi octanoato de
etilo
malato de dietilo
glutarato de etilo
cinamato de etilo
Total ésteres
70,93
262,88
519,33
8,00
1,64
±
±
±
±
±
0,11
1,18
24,53
0,16
0,07
Fin Mox
71,81
219,39
451,70
8,42
4,18
C
±
±
±
±
±
0,15
1,26
4,12
0,05
0,08
Fin FML
65,16
179,89
453,41
7,64
5,15
M
±
±
±
±
±
Virutas
C
5,12
12,32
30,35
0,25
0,55
± 0,94
77,36
193,94
444,08
8,94
13,07
±
±
±
±
±
11,60
3,66
31,86
1,74
1,53
63,23
155,16
438,74
7,47
13,70
M
±
±
±
±
±
5,41
11,80
36,22
0,70
0,80
± 0,75
63,86
169,04
376,48
9,32
20,65
8,19
C
±
±
±
±
±
4,72
1,26
27,56
0,71
2,66
61,99
150,99
385,44
7,29
22,05
M
±
±
±
±
±
3,06
3,03
2,61
0,45
0,23
6,71
± 0,24
8,50
± 0,30
7,87
9,91
± 0,41
9,77
± 2,22
13,70
± 1,36
1015,69
10,95
68,99
± 3,17
± 0,05
± 3,06
688,36
10,36
61,45
± 2,60
± 1,72
± 2,46
764,10
12,34
65,16
± 33,76
± 0,05
± 1,49
538,41
11,63
67,77
± 9,83
± 2,02
± 4,14
693,71
13,45
69,28
± 59,63
± 0,60
± 1,99
377,03
7,43
66,33
± 13,12
± 1,23
± 2,89
425,12
11,53
70,14
± 0,64
± 0,07
± 0,17
13,58
± 1,73
14,51
± 0,71
15,75
± 1,93
23,53
± 4,64
20,11
± 0,54
23,81
± 1,13
22,03
± 1,80
1,92
± 0,02
1,28
± 0,17
2,12
± 0,20
6,81
± 0,96
7,76
± 1,02
9,52
± 0,70
7,63
± 0,16
9,37
± 0,43
10,73
± 0,82
11,96
± 0,76
21,42
± 0,84
25,42
± 0,31
30,16
± 2,40
36,12
± 0,62
± 0,16
± 18,61
2,40
130,76
19,39
± 0,09
± 3,10
± 0,34
2,32
107,14
21,60
± 0,12
± 5,27
± 0,99
3,00
49,52
9,84
± 0,36
± 3,71
± 0,47
2,89
43,63
11,95
± 0,03
± 3,55
± 1,03
3,14
48,96
6,30
± 0,04
± 6,95
± 1,54
3,11
36,29
9,27
± 0,17
± 3,20
± 0,84
2461,18
± 12,10
2711,22
± 50,34
4175,92
8,38
12,93
± 0,50
± 1,05
7,31
16,02
± 0,33
± 3,13
9,17
18,70
2004,12
± 21,72
1748,96
± 75,30
73,96
± 12,01
58,37
± 7,53
20,72
± 3,66
17,48
± 1,75
50,10
22,86
12,86
30,83
±
±
±
±
51,58
31,84
11,36
26,67
±
±
±
±
2,00
158,20
nd
nd
nd
nd
2236,17
52,56
± 203,89
± 1,27
nd
77,84
nd
7,98
21,60
1039,96
5598,19
nd.- no detectado.
± 7,38
± 0,52
± 1,13
± 53,89
± 256,77
8015,83
14430,67
8,35
6,00
2,92
1,16
± 348,72
± 395,78
7125,28
13596,51
11,39
5,37
0,97
0,03
± 513,81
± 677,87
± 133,83
4426,14
± 1,87
± 1,97
7,79
25,07
2094,16
± 151,3
101,40
± 10,42
29,79
± 0,93
74,66
33,86
302,30
58,90
10862,01
19313,05
±
±
±
±
7,78
3,27
7,38
0,10
± 476,68
± 785,73
± 116,27
4508,00
± 362,13
1774,91
± 9,20
1998,09
1758,59
± 42,51
72,80
± 2,69
84,97
± 7,97
79,19
± 7,85
24,05
± 3,30
26,32
± 3,99
26,28
± 2,48
8745,90
17177,81
±
±
±
±
8,56
0,58
5,99
0,85
± 1,35
± 251,09
76,46
20,96
437,22
53,81
11209,31
19697,66
± 178,64
±
±
±
±
4,10
2,83
33,08
6,40
± 1409,53
± 2036,06
8,85
24,79
± 153,78
8,22
18,71
84,04
35,00
316,31
49,39
± 0,37
± 2,80
4829,49
± 0,85
± 0,95
74,55
18,09
455,10
47,66
9747,43
18411,00
± 1,82
± 1,90
±
±
±
±
2,93
1,08
2,87
0,32
± 358,36
± 554,48
Tabla A.II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C)
y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación
Antes Mox
1-pentanol
4-metil-1-pentanol
(Z)-2-penten-1-ol
3-metil-1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
2-butoxi-etanol
1-octen-3-ol
1-heptanol
1-octanol
5-metil-2-hexanol
2-etil-1-hexanol
Total alcoholes
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
(E)-2-hexen-1-ol
(Z)-2-hexen-1-ol
Total alcoholes C6
ácido acético
ácido propanoico
ácido isobutírico
ácido butanoico
ácido hexanoico
ácido octanoico
ácido decanoico
Total ácidos
Fin Mox
24,42
25,34
4,81
72,54
3,64
3,95
2,14
17,31
2,21
7,19
12,78
2,83
5,33
184,50
470,75
33,73
14,07
10,06
7,46
536,07
0,82
0,42
3,70
4,94
260,72
504,23
34,02
602,86
302,11
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,24
1,53
0,57
1,66
0,25
0,14
0,13
0,62
0,19
0,80
0,56
0,18
0,72
5,90
25,70
1,55
0,77
2,09
0,53
29,10
0,04
0,07
0,03
0,11
16,16
16,63
3,04
20,18
21,54
21,05
25,25
5,28
70,54
3,85
4,03
2,01
16,19
3,00
6,65
12,74
2,40
2,43
175,42
492,20
32,84
14,49
10,38
7,19
557,10
0,97
0,38
3,46
3,80
255,89
486,52
40,31
714,75
301,24
1713,81
± 77,49
1807,33
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,27
0,30
0,27
0,48
0,01
0,31
0,22
0,48
0,08
0,19
0,36
0,55
0,12
2,83
10,93
0,52
0,19
1,14
0,91
8,18
0,05
0,07
0,10
0,86
2,83
5,17
8,45
0,87
17,33
19,94
24,35
4,12
72,98
6,01
4,15
1,97
17,68
2,60
6,45
11,93
2,45
4,00
178,64
457,44
32,25
15,46
6,06
7,37
518,59
1,11
0,41
3,70
5,30
245,09
503,31
26,01
683,03
305,79
± 11,43
1773,76
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
C
0,78
0,26
0,14
0,73
0,07
0,17
0,16
0,31
0,29
0,03
1,36
0,09
0,57
1,43
19,91
0,05
1,27
0,89
0,48
22,50
0,10
0,05
0,07
0,98
1,17
10,49
1,52
72,14
46,94
26,62
28,83
5,15
78,34
4,87
3,79
2,24
18,25
3,20
8,42
16,90
2,63
3,53
202,76
583,30
38,20
15,12
13,60
7,04
657,27
1,51
0,35
3,96
4,17
281,38
527,69
32,13
688,23
241,87
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
4,15
1,29
0,56
7,59
1,00
0,74
0,31
0,11
0,64
0,41
0,32
0,48
0,34
10,07
38,05
3,16
0,14
1,79
1,44
38,12
0,18
0,02
0,37
0,64
22,28
17,60
4,90
8,90
3,28
19,98
25,65
4,23
79,70
6,12
4,18
4,33
19,47
3,31
8,78
14,86
3,77
4,50
198,87
509,66
35,52
17,81
8,33
7,86
579,18
0,72
0,39
3,83
3,04
260,65
547,09
26,96
660,60
212,60
± 131,36
1781,29
± 33,76
1715,88
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,96
1,69
0,23
2,01
0,24
0,61
0,17
0,35
0,08
0,09
0,64
0,32
0,36
7,18
28,72
2,32
1,85
0,39
0,49
33,77
0,03
0,08
0,08
0,16
5,14
9,26
1,29
11,47
14,18
27,32
27,62
4,51
72,78
4,47
3,60
1,97
16,11
2,83
9,33
9,88
3,00
1,98
185,39
563,85
37,99
16,49
17,60
6,91
642,83
1,72
0,32
4,27
4,57
285,70
492,18
33,01
649,40
198,30
± 39,07
1669,46
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,11
2,13
0,21
1,82
0,95
0,63
0,28
1,25
0,14
0,22
0,58
0,51
0,33
9,62
40,34
2,75
1,94
2,17
1,18
48,38
0,33
0,07
0,25
0,46
15,66
17,58
12,06
44,52
1,70
24,08
25,69
4,51
77,03
6,37
3,92
2,78
18,78
3,26
9,38
9,51
4,73
3,90
193,94
516,09
36,46
18,85
15,74
7,93
595,08
1,41
0,35
4,31
4,49
272,09
524,71
27,83
672,75
212,77
± 89,23
1720,70
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,46
0,35
0,51
0,91
0,01
0,06
0,27
0,19
0,25
0,08
1,19
0,14
0,38
2,17
9,38
0,17
0,71
0,60
0,21
8,02
0,18
0,03
0,02
0,52
6,99
16,18
0,88
11,98
2,78
± 32,92
Tabla A.II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y microoxigenado
(M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación
maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Fin Mox
C
benzaldehído
2-metil-dihidro,3(2H)tiofenona
fenilacetaldehído
2-hidroxi benzoato
de etilo
guaiacol
alcohol bencílico
2-feniletanol
fenol
p-cresol
eugenol
ácido siríngico
4-vinilguaiacol
siringol
siringato de metilo
ácido benzoico
propenil siringol
vainillina
vainillato de etilo
acetovainillona
propio vainillona
4-metil-bencenetiol
alil siringol
3,4-dimetoxi fenol
zingerona
butiro vainillona
Total bencénicos
2,98
± 0,64
2,91
± 0,59
4,06
nd
8,90
± 0,04
3,68
nd
23,52
± 0,25
± 0,63
± 9,40
± 10,48
3,49
39,76
173,39
8382,03
± 864,70
37,29
7,27
nd
22,30
100,23
110,86
nd
51,08
tr
65,25
46,43
110,10
139,46
80,27
58,15
16,05
119,94
33,57
7,31
28,02
46,19
± 4,60
± 0,74
9814,40
4,54
49,41
176,98
Fin FML
M
3,66 ± 0,26
± 0,22
± 0,22
± 0,08
± 1,09
2,68
0,55
20,64
± 0,23
± 0,10
± 0,82
2,17
0,64
11,72
± 0,08
± 0,04
± 0,45
2,00
0,27
17,30
± 0,13
± 0,03
± 0,48
± 0,60
± 1,85
± 5,30
5,26
45,36
220,52
± 0,14
± 10,32
± 1,42
5,02
42,91
285,25
± 1,01
± 6,14
± 19,95
5,89
51,82
316,99
± 0,44
± 0,66
± 7,52
± 719,41
9468,57
± 242,08
11644,56
± 3,87
± 1,39
± 0,47
± 0,38
1,24
4,43
2,20
34,67
12,79
10,88
0,35
6,49
7,17
1,06
8,27
10,80
47,47
6,81
nd
26,12
107,04
153,69
nd
66,58
tr
53,12
52,99
144,21
156,95
52,63
58,81
19,10
103,22
30,26
4,68
28,99
39,31
± 801,88
10929,82
± 3,25
4,74
42,12
169,99
± 1,37
± 6,84
± 4,67
4,48
39,11
205,59
9711,17
± 507,11
8192,35
± 874,86
± 2,85
± 1,34
6,27
0,87
6,14
20,04
1,59
10,63
2,63
31,19
6,50
0,59
3,91
9,86
46,74
6,51
nd
12,84
108,55
131,22
nd
70,12
tr
73,42
38,71
121,01
210,09
68,01
58,69
17,43
140,43
34,53
4,87
33,28
42,89
± 0,55
± 0,58
3,39
5,02
11,95
4,98
2,99
3,37
0,41
27,16
1,23
1,77
1,02
2,73
38,19
7,28
nd
17,24
123,57
162,66
nd
71,24
tr
80,79
62,94
141,92
192,99
73,88
75,14
23,50
154,55
43,71
6,80
34,55
43,92
11,79
5,89
5,15
29,59
15,82
2,99
1,05
44,54
1,04
2,13
1,26
0,12
26,12
8,84
nd
27,33
119,77
157,09
nd
124,29
tr
45,15
41,96
158,53
262,02
77,90
69,65
34,87
185,83
41,44
4,78
34,47
40,94
± 911,83
11397,59
± 535,36
9659,06
± 931,07
13703,69
± 3,17
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
± 3,25
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
± 10,79
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
M
± 0,42
± 0,34
± 0,17
± 5,66
± 4,56
± 2,42
± 3,58
± 27,44
4,70
4,95
± 4,82
± 2,33
± 2,21
± 16,92
C
5,10 ± 1,17
± 0,07
3,05
0,58
11,37
± 4,23
± 10,49
± 17,49
M
3,81
3,62
nd
17,18
± 1,03
Virutas
C
11869,30
± 4,75
± 5,76
± 24,42
± 25,43
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,68
1,29
0,08
24,45
9,45
1,04
6,27
17,58
3,62
1,35
0,45
1,80
59,08
9,30
73,01
41,45
122,14
153,18
295,37
140,20
17,77
60,91
33,84
167,09
298,91
247,90
71,66
31,41
nd
41,82
2,19
38,11
56,82
± 204,76
13809,79
± 6,14
± 11,58
± 20,64
± 6,92
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
± 1364,18
9602,91
± 306,26
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,11
0,48
15,69
5,89
1,18
34,95
18,46
1,77
2,38
7,39
4,48
21,11
40,73
60,21
13,17
2,76
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,75
1,07
1,96
4,02
2,04
22,10
89,35
7,23
0,32
2,15
3,63
1,18
6,99
29,44
5,85
0,24
±
±
±
±
12,04
0,04
4,20
8,82
53,98
9,62
59,72
24,28
123,70
196,74
381,47
70,15
21,50
70,42
35,26
186,27
198,90
160,70
65,63
25,48
nd
35,40
3,77
41,96
51,08
±
±
±
±
0,68
1,98
1,36
2,14
± 204,76
11826,15
± 397,07
Tabla A.II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C)
y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación
Antes Mox
linalol
α-terpineol
β-citronellol
nerol
trans-geraniol
nerolidol
ácido geránico
óxido linalol
3,7-dimetil-1,7octanediol
Total terpenos
γ-butirolactona
5-etoxi-dihidro
2(3H)furanona
trans-whiskey
lactona
cis-whiskey
lactona
5-butil-dihidro2(3H)-furanona
γ-nonalactona
pantolactona
δ-nonalactona
lactona II
Total lactonas
Fin Mox
6,10
33,49
8,53
22,07
5,33
7,75
29,01
0,98
±
±
±
±
±
±
±
±
0,29
2,77
1,21
2,28
0,64
0,21
4,04
0,09
6,91
12,94
7,91
17,55
8,08
15,79
48,96
1,33
11,31
± 0,71
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
0,34
0,79
0,20
3,18
0,27
3,03
2,13
0,16
6,73
13,87
7,75
20,55
9,85
14,78
57,34
1,29
33,75
± 6,77
153,23
0,72
nd
18,87
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
nd
15,37
124,57
0,19
26,30
18,72
13,59
56,21
115,01
nd.- no detectado.
C
±
±
±
±
±
±
±
±
± 11,45
± 0,01
±
±
±
±
±
1,24
2,02
1,10
3,09
7,45
20,80
19,69
15,80
127,60
203,48
1,11
2,06
1,01
2,42
0,62
1,25
5,03
0,14
6,65
5,67
10,80
16,79
13,15
18,03
62,98
1,05
26,15
± 6,63
± 16,31
± 0,04
158,31
0,66
± 1,20
25,34
±
±
±
±
±
3,67
4,38
3,31
11,32
23,92
22,90
22,10
21,10
116,00
223,47
C
±
±
±
±
±
±
±
±
Virutas
0,95
0,29
1,94
2,13
0,81
4,11
8,34
0,02
7,64
10,58
9,59
12,47
12,00
15,44
61,28
1,90
42,46
± 1,55
± 0,00
± 0,12
177,56
0,66
± 4,72
740,39
± 3,08
±
±
±
±
±
0,20
3,01
2,58
8,27
10,15
28,08
24,85
21,85
19,12
146,22
981,17
M
±
±
±
±
±
±
±
±
C
M
±
±
±
±
±
±
±
±
1,72
1,05
1,72
2,58
0,11
0,04
0,27
0,34
8,07
5,36
9,24
18,17
14,77
11,70
54,23
1,76
±
±
±
±
±
±
±
±
0,67
0,47
1,36
1,12
0,56
0,23
6,49
0,04
6,92
5,87
8,64
21,71
14,53
13,91
65,95
1,94
31,90
± 0,46
38,43
± 3,95
32,86
± 0,83
± 11,27
± 0,02
162,78
0,85
± 0,95
± 0,05
161,72
0,78
± 12,53
± 0,09
172,32
0,79
± 10,41
± 0,12
± 32,88
682,63
± 8,73
537,38
± 3,48
382,90
± 27,25
nd
45,49
± 6,59
39,88
± 0,98
nd
521,29
± 36,73
533,76
± 17,77
25,02
± 0,70
23,80
± 0,90
± 5,13
±
±
±
±
±
2,20
3,32
5,64
12,22
4,35
25,98
24,34
22,80
20,15
148,40
925,15
± 0,06
±
±
±
±
±
0,63
1,00
0,00
8,63
0,57
33,53
24,91
27,21
200,64
1416,26
±
±
±
±
±
1,21
2,35
2,17
14,97
45,55
26,72
24,09
22,84
177,24
1232,04
±
±
±
±
±
0,66
0,86
0,89
2,78
1,05
0,20
6,06
0,19
5,39
4,00
2,94
0,60
59,95
Tabla .II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y
Antes Mox
Fin Mox
Fin FML
C
vitispirano
β-damascenona
3-oxo-α-ionol
vomifoliol
3-hidroxi-7,8-dihidro-βionol
6,7-dehidro-7,8-dihidro-3oxo-α-ionol
Total C13norisoprenoides
ciclohexanona
1-metil ciclohexeno
nonanal
tr
3,76
36,49
141,93
nc
± 0,52
± 0,14
± 15,40
tr
2,89
35,50
182,96
nc
74,08
± 12,42
45,62
M
± 0,14
± 2,12
± 7,92
tr
3,93
26,09
156,00
nc
75,29
± 11,44
± 8,43
54,74
301,89
± 19,77
13,53
7,76
2,38
nd
± 2,98
± 1,11
± 0,21
Virutas
C
± 1,14
± 1,84
± 6,64
tr
3,72
42,92
204,37
nc
62,36
± 0,46
± 7,37
39,16
351,39
± 12,86
14,79
6,75
2,55
nd
± 0,29
± 0,65
± 0,54
M
± 0,50
± 1,14
± 2,83
tr
4,36
36,95
185,91
nc
97,87
± 4,91
± 9,17
24,64
287,55
± 0,02
373,51
8,05
6,74
3,24
nd
± 0,90
± 0,01
± 0,14
17,14
6,69
1,76
8,46
C
± 0,11
± 2,12
± 0,11
tr
4,16
65,29
215,40
nc
71,19
± 4,94
± 5,03
58,84
± 2,31
357,25
±
±
±
±
0,86
0,87
0,10
0,98
8,37
6,52
2,76
4,77
M
± 0,83
± 0,61
± 27,22
tr
4,88
69,94
225,43
nc
± 0,37
± 1,57
± 22,34
69,11
± 14,21
71,18
± 4,29
± 11,08
85,17
± 8,36
32,78
± 4,04
± 18,36
439,13
± 48,35
418,93
± 3,20
17,27
4,79
2,22
nd
± 1,59
± 0,05
± 0,49
±
±
±
±
0,87
0,15
0,06
0,88
8,97
5,89
2,89
9,51
±
±
±
±
nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. tr.- trazas
Tabla A.II.29 continuación. Concentración (mg/L) de compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica de un vino
tinto Merlot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y
después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Fin Mox
C
acetaldehído
acetato de etilo
metanol
1-propanol
isobutanol
2-metil-1-butanol
3-metil-1-butanol
23,94
52,42
48,96
21,15
35,57
64,98
213,73
±
±
±
±
±
±
±
1,16
4,35
0,00
0,58
0,93
1,92
4,34
51,01
49,82
46,37
20,19
35,44
64,79
209,72
±
±
±
±
±
±
±
2,07
2,48
1,61
0,13
0,89
0,88
3,79
M
71,65 ±
59,72 ±
42,29 ±
21,52 ±
34,34 ±
61,08 ±
206,53 ±
Fin FML
C
0,22
5,24
1,06
0,41
0,24
1,01
3,42
25,51
63,59
42,58
20,46
34,75
63,87
206,31
±
±
±
±
±
±
±
1,48
1,50
0,17
1,03
1,23
2,11
8,29
M
38,59 ±
60,19 ±
39,74 ±
21,53 ±
33,92 ±
61,19 ±
206,38 ±
Virutas
C
2,19
1,38
0,39
0,65
0,91
1,79
5,97
5,31
51,72
40,70
20,80
35,25
64,24
209,09
±
±
±
±
±
±
±
0,62
0,59
1,37
0,69
1,01
1,13
4,46
5,73
66,78
40,01
22,59
35,66
64,36
216,94
M
±
±
±
±
±
±
±
0,09
1,54
0,37
0,52
0,04
1,90
4,79
0,92
0,63
0,16
0,40
Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la
Antes Mox
t-GRP
t-caft
t-cut
c-cut
t-fert
c-fert
caf
cum
fer
10,57
51,11
13,18
5,53
3,64
2,79
8,38
3,52
0,38
gal
cat
epi
gal epi
17,52
214,42
127,39
nc
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
Fin Mox
0,81
0,76
0,14
0,05
0,07
0,03
0,13
0,06
0,01
10,11
51,05
13,62
5,07
3,06
0,97
8,65
3,51
0,40
0,56
0,13
0,12
17,32
193,64
105,61
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,08
1,83
0,36
0,31
0,27
0,06
0,39
0,16
0,02
11,08
50,89
13,20
5,06
3,15
0,53
8,35
3,15
0,40
0,12
0,79
0,53
16,35
173,41
92,95
nc
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,12
3,37
0,71
0,50
0,15
0,05
0,70
0,33
0,04
1,20
10,91
0,65
*
*
10,57
53,72
14,11
5,35
2,76
0,47
9,38
6,24
0,47
17,28
188,39
97,92
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,65
0,07
0,11
0,02
0,01
0,15
0,16
0,01
10,18
52,55
13,64
5,27
2,62
0,43
9,20
6,45
0,47
0,01
0,44
0,01
15,98
177,90
90,22
nc
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,09
0,33
0,26
0,08
0,21
0,02
0,27
0,16
0,01
0,24
0,28
0,32
10,98
56,74
14,93
5,48
2,91
0,48
9,11
6,15
0,50
*
*
17,08
171,87
88,23
nc
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,09
0,66
0,32
0,02
0,04
0,06
0,28
0,04
0,02
0,03
0,16
0,13
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
15,58 ±
162,68 ±
81,69 ±
nc
10,76
53,77
15,31
4,39
2,68
0,42
7,94
5,90
0,48
0,01
2,17
0,12
0,70
0,15
0,00
0,31
0,33
0,02
0,18
0,23
0,19
*
*
*
Tabla A.II.31. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M), con
sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML)
y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
M-gal
M-glcU
M-glc
Q-glcU
L-glc
S-glc
Q
K
L
I
S
0,83
1,31
3,01
7,25
1,94
6,38
7,05
0,31
0,88
0,59
0,29
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,05
0,11
0,03
0,22
0,02
0,00
0,22
0,01
0,01
0,01
0,01
Fin Mox
0,77
1,24
1,75
6,04
1,80
6,63
7,33
0,17
1,23
0,86
0,69
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,06
0,00
0,06
0,07
0,24
0,55
0,04
0,01
0,03
0,04
0,70
1,16
1,49
6,40
1,76
6,49
3,14
nc
1,26
0,59
0,77
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,04
0,10
0,16
0,06
0,51
0,50
±
±
±
0,18
0,03
0,02
*
*
0,79
1,43
1,15
7,19
1,74
7,06
7,03
nc
1,36
0,88
0,77
C
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,05
0,01
0,27
0,03
0,12
0,97
±
±
±
0,08
0,00
0,02
0,74
1,34
0,92
6,30
1,73
6,37
2,93
nc
1,28
0,48
0,56
Virutas
M
± 0,02
± 0,01
± 0,00
± 0,52
± 0,17
± 0,06
± 0,14
±
±
±
0,00
0,04
0,01
*
*
*
*
0,71
1,56
0,69
7,06
1,51
6,75
3,26
nc
1,14
0,56
0,60
C
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,01
0,03
0,14
0,00
0,22
0,15
±
±
±
0,07
0,02
0,08
0,60
1,35
0,54
6,79
1,32
5,98
1,44
nc
1,07
0,46
1,01
M
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,12
0,02
0,10
0,06
0,28
0,10
±
±
±
0,06
0,01
0,04
*
*
*
*
*
Tabla A.II.32. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y
microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la
fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Df-3-glc
Cn-3-glc
Pt-3-glc
Pn-3-glc
Mv-3-glc
Df-3-acet-glc
Pt-3-acet-glc
Pn-3-acet-glc
Mv-3-acet-glc
t-Df-3-pcum-glc
t-Pt-3-pcum-glc
t-Pn-3-pcum-glc
c-Mv-3-pcum-glc
t-Mv-3-pcum-glc
Mv-3-caf-glc
37,08
7,46
37,54
15,85
160,47
17,36
19,38
10,78
67,50
9,34
10,49
10,48
10,09
27,53
9,37
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,18
0,04
0,00
0,03
0,06
0,06
0,03
0,00
0,07
0,01
0,01
0,02
0,00
0,14
0,00
Fin Mox
27,18
6,64
27,91
13,53
114,87
14,11
15,59
9,56
48,20
9,19
9,71
10,02
10,28
19,72
9,17
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,11
0,63
0,24
0,10
1,20
0,09
0,02
0,03
0,46
0,01
0,00
0,05
0,01
0,09
0,00
23,50
6,98
22,5
11,36
88,39
13,11
13,47
9,08
37,97
9,35
9,44
9,93
10,59
15,49
9,12
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,73
0,18
0,47
0,03
1,01
0,39
0,59
0,38
0,64
0,14
0,36
0,39
0,40
0,95
0,04
*
*
*
*
*
27,71
6,99
26,06
13,01
102,11
14,05
14,78
9,19
42,42
9,03
9,50
9,94
10,46
17,45
9,14
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,07
0,01
0,06
0,03
0,03
0,02
0,43
0,00
0,00
0,01
0,01
0,05
0,02
0,00
0,00
17,80
6,76
17,90
9,34
62,68
10,94
11,33
8,41
29,42
8,93
8,95
9,60
10,47
13,05
9,03
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,22
0,01
0,02
0,02
0,04
0,00
0,12
0,02
0,05
0,00
0,00
0,01
0,00
0,01
0,00
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
25,27
6,94
24,12
12,19
91,90
13,42
14,27
8,89
38,40
8,98
9,34
9,79
10,63
15,62
9,13
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,86
0,01
0,12
0,01
0,33
0,09
0,18
0,00
0,12
0,02
0,01
0,01
0,06
0,11
0,03
16,02
6,65
16,26
8,85
54,42
10,41
10,85
7,99
25,40
8,86
8,84
9,62
10,67
12,13
9,04
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,39
0,07
0,36
0,09
1,49
0,17
0,03
0,05
0,68
0,03
0,06
0,05
0,20
0,21
0,03
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
*
Tabla A.II.33. Características cromáticas, parámetros relacionados con el color del vino tinto y familias de polifenoles medidas espectrofotométricamente
correspondientes a los vinos de la variedad Petit Verdot, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la
Antes Mox
Fin Mox
C
L*
C*
h*
a*
b*
fenoles totales
DAHC
flavonoles
antocianos
flavan-3-oles
IC
tonalidad
% copigmentación
% polimerización
taninos (g/L)
28,35
60,66
20,58
56,79
21,28
±
±
±
±
±
0,07
0,13
0,11
0,08
0,09
2873,65
459,89
268,59
767,09
3364,58
±
±
±
±
±
18,63
4,95
6,82
0,00
54,02
24,29
2,68
21,48
45,94
4,76
±
±
±
±
±
0,02
0,01
1,75
0,15
0,01
Fin FML
M
28,45
59,01
18,89
55,83
19,10
±
±
±
±
±
0,21
0,15
0,02
0,14
0,02
2726,52
428,41
231,60
631,61
2902,78
±
±
±
±
±
9,32
0,00
0,00
2,70
39,28
23,09
2,77
19,32
47,75
4,15
±
±
±
±
±
0,16
0,00
0,04
0,55
0,01
Virutas
C
26,65
58,45
22,15
54,13
22,05
±
±
±
±
±
0,78
1,33
1,22
0,76
1,65
2671,62
440,07
244,47
608,71
2722,22
±
±
±
±
±
99,38
6,60
9,10
24,29
108,03
24,61
2,88
14,10
54,56
3,94
±
±
±
±
±
0,29
0,03
0,05
0,79
0,22
*
*
*
M
26,50
56,77
18,38
53,87
17,90
±
±
±
±
±
0,14
0,22
0,01
0,20
0,08
2792,40
450,56
255,73
650,69
2935,76
±
±
±
±
±
21,74
8,24
11,37
2,70
120,31
23,85
2,87
16,20
53,54
4,37
±
±
±
±
±
0,02
0,02
0,27
0,31
0,14
C
25,25
56,35
21,32
52,49
20,49
±
±
±
±
±
0,07
0,45
0,48
0,25
0,60
*
2695,78
438,90
246,08
583,90
2798,61
±
±
±
±
±
21,74
4,95
6,82
5,40
49,10
*
24,88
2,96
9,47
59,65
4,20
±
±
±
±
±
0,18
0,01
0,09
0,34
0,07
*
*
*
*
M
25,00
56,32
20,34
52,81
19,58
±
±
±
±
±
0,14
0,61
1,28
0,13
1,39
24,30
56,73
24,24
51,74
23,29
±
±
±
±
±
0,14
0,21
0,33
0,06
0,39
*
2715,54
449,40
252,51
599,17
2763,89
±
±
±
±
±
6,21
3,30
2,27
5,40
9,82
2669,43
448,23
252,51
551,46
2565,97
±
±
±
±
±
3,11
1,65
2,27
2,70
54,02
*
24,94
2,99
11,98
56,05
4,82
±
±
±
±
±
0,74
0,06
1,12
0,03
0,02
26,18
3,09
7,57
63,28
4,81
±
±
±
±
±
0,02
0,01
0,39
0,32
0,01
*
*
*
*
Tabla A.II.34. Concentración (mg/L) de compuestos antociano-tanino mediados por acetaldehído identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot
control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox),
tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Mv-vinil-glc
Pt-3-glc-et-flavan-3-ol
Mv-3-acet-glc-et-flavan-3-ol 1
7,97
15,44
17,09
11,67
12,91
14,27
15,62
16,23
12,99
13,24
tr
13,50
14,26
13,81
13,27
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
0,03
0,00
0,02
0,05
0,18
0,01
0,01
0,01
0,00
±
±
±
±
0,00
0,00
0,00
0,01
Fin Mox
7,73
15,54
17,01
11,76
12,63
14,31
16,58
15,91
12,83
13,54
tr
13,21
14,65
13,94
13,26
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,01
0,00
0,02
0,01
0,01
0,27
0,15
0,05
0,00
0,01
±
±
±
±
0,05
0,00
0,00
0,00
8,24
16,01
17,49
11,87
12,54
14,57
17,54
16,64
13,07
13,90
tr
13,34
15,05
14,14
13,50
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,22
0,19
0,09
0,23
0,30
0,27
0,11
0,15
0,07
0,08
±
±
±
±
0,41
0,19
0,15
0,07
*
8,15
15,68
16,65
11,87
12,15
14,03
17,69
15,30
12,54
13,69
tr
13,10
15,12
13,96
13,23
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,00
0,00
0,01
0,01
0,00
0,07
0,63
0,02
0,00
0,00
±
±
±
±
0,09
0,02
0,01
0,00
8,14
15,72
16,97
11,78
12,15
14,36
17,82
15,12
12,63
13,91
tr
12,74
15,15
13,95
13,38
Virutas
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
M
0,02
0,00
0,03
0,00
0,01
0,16
0,20
0,00
0,01
0,00
±
±
±
±
0,03
0,00
0,00
0,00
*
*
*
*
*
*
*
8,20
15,64
16,46
11,81
11,99
13,66
16,99
14,35
12,27
13,59
tr
12,54
15,22
13,97
13,22
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,04
0,01
0,03
0,00
0,01
0,11
0,06
0,00
0,02
±
±
±
±
0,05
0,03
0,15
0,01
8,14
15,64
16,65
11,70
11,97
13,34
17,07
13,98
12,30
13,82
tr
12,55
15,14
13,80
13,37
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,01
0,02
0,03
0,03
0,02
0,32
0,06
0,02
0,03
±
±
±
±
0,10
0,07
0,04
0,03
*
*
*
Tabla A.II.35. Concentración (mg/L) de piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M),
con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica
(FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Vit B-Mv-3-glc
Vit B-Mv-3-acet-glc
Vit B-Mv-3-pcum-glc
Vit A Mv-3-glc
Vit A-3-acet-glc
pinotina A
Mv-3-glc-4vf
Mv-3-acet-glc-4vf
Mv-3-pcum-glc-4vf
2,51
2,11
0,60
19,17
9,79
1,83
1,93
1,06
0,72
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,45
0,01
0,01
0,08
0,41
0,01
0,04
0,01
0,04
Fin Mox
1,49
1,80
0,31
16,42
7,80
2,45
2,07
1,13
0,78
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,02
0,03
0,08
0,53
0,01
0,01
0,01
0,00
1,53
2,12
0,52
30,11
13,53
3,49
2,33
1,47
1,03
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,04
0,29
0,03
0,74
0,63
0,13
0,02
0,06
0,04
*
*
*
*
*
*
0,66
1,46
0,20
17,04
8,78
3,22
1,98
1,26
0,88
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,02
0,01
0,02
0,04
0,10
0,03
0,03
0,02
0,02
0,57
1,26
0,20
23,79
10,74
3,83
1,81
1,16
1,25
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,05
0,01
0,01
0,11
0,21
0,02
0,02
0,01
0,01
*
*
*
*
*
*
*
0,48
1,37
0,18
17,83
9,12
3,74
2,58
1,50
1,07
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,03
0,03
0,02
0,11
0,13
0,01
0,04
0,02
0,00
0,46
1,11
0,18
25,02
12,20
4,30
1,95
1,27
1,54
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,06
0,06
0,04
0,89
0,50
0,35
0,26
0,22
0,15
*
*
*
Tabla A.II.36. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de
la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica
(FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Fin Mox
Fin FML
C
butanoato de etilo
acetato de isoamilo
hexanoato de etilo
acetato de hexilo
lactato de etilo
2-hidroxi-3-metil butanoato
de etilo
octanoato de etilo
2-hidroxi-4-metil
pentanoato de etilo
pentilo
malonato de dietilo
decanoato de etilo
4-hidroxi butanoato de
metilo
3-hidroxi octanoato de etilo
malato de dietilo
3-hidroxi dodecanoato de
etilo
glutarato de etilo
cinamato de etilo
derivado succinato IV
Total ésteres
64,96
650,43
376,01
18,38
4,18
±
±
±
±
±
0,82
6,99
2,90
3,32
0,26
64,82
625,55
307,42
19,62
8,98
±
±
±
±
±
1,01
4,31
1,36
0,15
0,37
2,66
± 0,04
8,54
576,93
24,00
36,76
± 0,46
± 5,57
± 1,55
467,54
20,19
36,20
± 11,74
± 0,31
± 0,95
396,77
18,77
38,03
7,49
± 0,79
14,05
± 0,84
14,91
± 1,85
19,08
± 0,33
18,80
12,04
2,75
118,50
20,34
257,44
4,42
±
±
±
±
±
0,06
4,14
0,30
3,53
0,18
2,92
100,48
20,92
1132,37
3,27
17,36
± 0,15
± 0,02
65,00
538,62
271,41
18,25
9,31
±
±
±
±
±
8,58
M
±
±
±
±
±
11,71
168,79
91,86
3,91
0,32
± 0,91
68,84
620,14
280,23
14,68
23,37
C
±
±
±
±
±
0,59
8,82
11,20
0,37
0,06
Virutas
67,26
591,16
272,44
14,13
27,34
M
±
±
±
±
±
1,75
1,11
3,29
0,23
0,13
63,88
575,83
229,69
12,54
33,16
C
±
±
±
±
±
2,07
8,16
33,04
0,54
2,75
46,48
448,06
218,55
10,20
27,39
M
±
±
±
±
±
9,96
60,03
5,17
0,03
0,42
23,83
±
2,69
20,18
±
0,48
29,70
±
4,26
26,17
±
0,20
378,08
17,98
37,38
±
±
±
10,38
2,40
2,31
349,87
20,08
41,12
±
±
±
8,68
0,61
1,70
307,16
22,47
43,30
±
±
±
5,73
2,11
1,78
313,43
23,30
45,78
±
±
±
12,88
0,46
0,29
± 0,53
38,95
±
2,99
40,19
±
4,84
51,92
±
0,34
50,18
±
1,05
± 1,84
40,92
±
0,00
46,88
±
1,77
55,37
±
1,66
62,09
±
1,60
3,43
49,61
10,07
1585,85
5,38
±
±
±
±
±
0,07
3,19
0,09
87,20
0,97
3,52
45,07
9,03
1358,47
3,68
±
±
±
±
±
0,13
0,67
0,92
91,06
0,52
3,61
35,53
8,27
1785,14
6,25
±
±
±
±
±
0,58
2,73
0,09
24,86
0,29
3,75
34,59
9,87
1466,59
3,13
±
±
±
±
±
0,22
1,92
0,48
32,62
0,07
8,92
±
0,74
9,49
±
0,17
11,05
±
0,26
9,36
±
0,13
0,24
± 135,26
± 0,54
± 2,21
0,11
9,14
0,97
2,32
0,12
2,93
63,23
13,66
876,30
2,71
±
±
±
±
±
0,57
12,58
3,30
120,87
0,64
12,34
± 0,98
11,36
± 0,23
2,42
± 0,20
10,44
± 0,15
6,60
± 0,63
12,89
±
0,89
11,10
±
0,96
14,23
±
0,72
14,88
±
2051,67
± 37,85
1611,37
± 24,45
1574,57
± 19,01
1489,35
±
45,08
1483,90
±
88,00
1588,50
±
72,41
1461,28
±
46,74
158,21
18,73
126,62
± 8,61
± 2,30
± 4,05
164,30
22,71
77,27
± 2,62
± 0,74
± 3,02
133,63
30,77
115,88
± 26,72
± 5,75
± 17,28
154,76
20,28
136,32
±
±
±
11,48
4,33
4,61
161,27
24,28
140,84
±
±
±
14,35
3,10
12,14
126,77
nd
160,18
±
3,94
±
0,99
±
16,72
83,78
nd
167,75
±
3,55
58,46
± 2,20
56,91
± 3,37
47,58
± 9,32
64,21
±
1,36
67,93
±
0,71
65,24
±
3,33
60,96
±
1,46
5,75
25,63
17,63
± 0,87
± 2,46
± 0,52
4,29
31,73
24,38
± 0,20
± 0,71
± 1,36
6,57
25,95
21,85
± 0,50
± 4,66
± 3,01
5,81
180,53
37,79
±
±
±
0,98
12,73
1,26
5,76
200,84
39,12
±
±
±
0,84
21,32
5,39
6,30
242,21
50,47
±
±
±
1,12
10,98
2,31
9,39
256,96
47,85
±
±
±
0,01
11,80
0,26
1334,88
± 52,01
5998,43
± 407,52
5199,94
± 268,49
7506,07
±
599,40
7124,43
±
765,26
6942,18
±
452,69
5884,25
±
139,76
259,69
± 29,63
543,80
± 8,93
444,43
± 85,57
644,47
±
72,19
601,66
±
98,72
581,73
±
7,60
570,90
±
36,99
6254,34
± 67,28
11409,92
± 414,99
9976,41
± 415,31
13460,13
±
841,24
12781,04
±
1117,21
13052,67
±
589,77
11356,93
±
214,16
nd.- no detectado.
Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot
control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la
Antes Mox
1-pentanol
4-metil-1-pentanol
(Z) 2-penten-1-ol
3-metil-1-pentanol
3-etoxi-1-propanol
2-butoxi-etanol
1-octen-3-ol
1-heptanol
1-octanol
2,6-dimetil-5-hepten-1-ol
5-metil-2-hexanol
2-etil-1-hexanol
Total alcoholes
1-hexanol
(E)-3-hexen-1-ol
(Z)-3-hexen-1-ol
(E)-2-hexen-1-ol
(Z)-2-hexen-1-ol
Total alcoholes C6
ácido acético
ácido propanoico
ácido isobutírico
ácido butanoico
ácido hexanoico
ácido octanoico
ácido decanoico
Total ácidos
Fin Mox
29,29
14,84
7,30
17,37
4,80
6,34
3,55
13,90
4,63
10,91
8,29
4,65
3,06
2,65
131,58
288,28
16,05
36,03
3,77
9,13
353,26
0,77
0,48
3,73
4,14
133,96
358,96
34,28
559,41
238,69
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,70
3,29
0,16
3,29
0,57
0,39
0,78
1,33
1,08
0,30
0,03
0,27
0,65
0,37
6,12
3,31
3,15
2,87
0,57
1,64
7,11
0,11
0,08
0,05
0,13
0,91
6,84
3,37
12,46
9,09
27,17
17,89
6,38
21,59
4,90
5,81
2,61
15,93
10,94
11,95
9,62
7,40
3,71
3,06
148,96
299,79
18,24
39,23
3,10
8,24
368,60
1,33
0,41
3,04
4,68
121,23
385,42
27,66
653,20
292,38
1334,42
± 25,99
1489,35
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,10
0,37
0,25
0,30
0,02
0,37
0,27
0,09
0,00
0,23
0,02
0,21
0,00
0,25
0,04
0,02
0,42
0,75
0,34
0,29
1,23
0,01
0,02
0,13
0,56
2,76
4,75
0,80
13,41
9,33
± 30,16
Fin FML
M
28,15 ±
16,53 ±
6,36 ±
19,49 ±
4,54 ±
5,11 ±
2,50 ±
15,64 ±
8,51 ±
11,53 ±
8,84 ±
6,13 ±
3,80 ±
3,72 ±
140,85 ±
279,61 ±
17,25 ±
37,27 ±
3,27 ±
7,69 ±
345,08 ±
1,14 ±
0,38 ±
3,22 ±
6,44 ±
124,80 ±
351,83 ±
24,67 ±
586,42 ±
244,01 ±
1342,91
1,83
2,59
0,25
2,81
0,49
0,25
0,25
1,82
1,30
1,49
0,79
0,95
0,30
0,04
12,27
50,42
2,19
6,10
0,12
1,12
59,94
0,03
0,03
0,18
1,47
2,40
52,71
3,87
96,51
29,84
27,88
15,81
5,83
19,35
4,30
5,36
6,47
16,26
15,13
14,32
9,42
10,08
7,70
3,53
161,44
333,80
16,93
43,18
7,59
6,52
408,02
1,08
0,48
3,19
3,78
114,99
397,15
27,20
664,81
186,65
± 178,86
1399,34
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,44
2,75
0,29
2,88
0,20
0,29
0,96
1,11
1,03
0,13
0,12
1,51
1,02
0,04
10,52
8,14
2,40
2,20
0,80
0,06
4,41
0,16
0,09
0,24
0,50
4,08
13,86
1,75
43,74
20,38
27,50
17,66
6,20
21,85
4,08
5,34
7,31
17,84
15,63
14,31
9,27
6,15
9,38
4,58
167,10
331,35
19,72
46,38
8,48
6,37
412,30
1,22
0,48
3,46
5,37
116,64
400,46
28,02
685,35
192,59
± 74,83
1433,59
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,42
0,08
0,66
0,51
0,04
0,23
0,86
0,65
0,15
0,86
0,66
0,53
0,11
0,09
3,46
2,70
0,32
1,53
0,03
1,05
1,87
0,14
0,02
0,01
0,27
0,49
21,96
1,73
57,94
15,68
30,61
16,54
6,64
19,90
5,15
5,89
7,41
16,74
15,38
14,21
8,78
7,47
10,36
4,53
169,61
339,66
18,06
49,60
11,07
6,56
424,95
1,23
0,40
3,99
7,40
138,69
411,68
30,35
672,39
146,58
± 98,18
1412,72
C
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,15
2,76
0,12
2,88
0,31
0,13
0,69
1,12
0,93
0,12
0,16
0,17
0,88
0,32
10,66
11,29
3,30
2,61
1,19
0,85
15,15
0,12
0,02
0,35
0,94
0,12
6,73
0,44
5,60
16,93
± 5,42
29,11
17,48
6,44
22,52
4,16
5,37
8,08
18,60
15,64
13,56
9,27
4,14
11,81
2,92
169,11
307,26
19,48
48,12
10,90
5,50
391,26
1,35
0,41
3,87
7,19
140,05
415,87
32,66
637,43
120,90
1359,73
M
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,88
0,13
0,30
0,09
0,31
0,08
0,32
0,02
0,03
0,05
0,35
0,24
0,30
0,35
0,50
0,18
0,34
0,06
0,12
0,15
0,25
0,05
0,08
0,06
0,15
3,39
6,89
0,30
8,96
4,51
± 23,49
Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control
(C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la
Antes Mox
Fin Mox
Fin FML
C
benzaldehído
2-metil-dihidro3(2H)tiofenona
fenilacetaldehído
fenil acetato de etilo
guaiacol
alcohol bencilico
2-feniletanol
fenol
p-cresol
eugenol
ácido siríngico
4-vinilguaiacol
siringol
ácido benzoico
propenil siringol
vainillina
vainillato de etilo
acetovainillona
propio vainillona
4-metil-bencenetiol
alil siringol
3,4-dimetoxi fenol
zingerona
butiro vainillona
Total bencénicos
M
Virutas
C
M
C
M
5,83
± 0,84
14,76
± 0,86
14,16
±
1,25
16,01
± 0,67
13,85
±
0,80
43,27
± 3,55
42,28
± 0,14
6,30
± 0,14
6,73
± 0,26
4,16
±
0,51
4,92
± 0,08
3,51
±
0,13
3,56
± 0,23
2,37
± 0,33
0,97
3,29
nd
15,73
201,24
± 0,22
± 0,06
0,48
8,71
nd
27,67
197,47
± 0,09
± 0,54
±
±
0,06
0,03
0,06
1,96
6,66
5,99
± 24,12
± 4,08
0,67
14,19
nd
219,43
243,75
±
±
±
±
0,52
10,39
nd
177,49
229,97
± 0,04
± 1,29
± 2,40
± 8,55
0,58
10,05
nd
34,19
184,94
±
±
19,09
7,70
0,66
12,72
30,20
274,20
315,25
± 90,65
6643,76
±
1064,15
± 696,59
7178,60
±
533,67
7421,06
31,58
18,06
20,93
27,16
147,57
176,71
nd
106,92
nd
30,76
35,52
34,09
248,62
145,38
nd
54,33
16,17
128,51
32,01
nd
30,81
176,01
±
±
±
±
±
±
4,01
1,84
0,28
5,72
6,49
26,06
±
±
±
±
±
±
6,98
2,70
3,50
2,00
33,94
45,88
±
2,192
±
16,76
±
±
±
±
±
2,90
3,09
3,99
24,68
22,29
±
±
±
±
±
5,72
6,98
7,00
64,94
36,89
±
±
±
±
0,74
1,58
28,04
2,16
±
±
±
±
17,26
1,02
7,11
4,97
±
±
0,02
8,14
38,72
20,66
30,51
41,93
232,21
283,70
nd
90,25
tr
38,69
30,24
43,40
304,87
179,28
nd
71,94
9,47
25,25
43,90
nd
57,85
150,93
±
±
11,71
26,88
57,17
24,32
103,37
87,96
248,90
259,52
nd
122,21
26,38
47,09
66,85
43,04
332,42
206,20
116,86
83,52
18,71
28,22
79,66
nd
69,94
190,53
±
1180,46
±
837,64
± 0,73
± 3,14
7861,04
±
96,92
7362,28
20,96
14,21
26,15
53,13
139,17
115,16
188,24
58,73
nd
53,15
43,74
52,60
246,96
181,66
nd
59,93
10,13
162,12
40,94
7,16
46,81
171,22
±
±
±
±
±
±
±
±
1,10
0,14
0,29
1,95
12,73
9,59
19,96
3,01
±
±
±
±
±
8,59
4,15
7,96
28,33
43,77
±
±
±
±
±
±
±
0,73
1,06
91,05
7,66
0,85
6,59
7,36
36,32
18,60
17,92
36,28
187,52
188,32
nd
59,64
nd
88,22
22,16
54,01
290,56
169,35
nd
71,09
11,12
125,76
71,11
nd
48,38
169,08
9786,56
±
349,56
9283,53
±
±
±
±
±
±
3,42
3,01
1,12
7,63
5,21
18,83
± 2,22
±
±
±
±
±
5,86
0,24
1,57
4,26
1,82
±
±
±
±
7,26
0,06
11,37
6,31
± 3,54
± 9,69
± 101,77
8322,38
7262,14
26,64
23,48
36,33
51,67
200,37
208,97
nd
76,58
tr
32,41
22,58
51,51
278,02
165,90
nd
66,12
12,21
126,20
52,63
nd
35,75
136,02
9304,81
±
±
±
±
±
±
4,06
1,43
0,47
11,21
2,15
12,01
± 0,34
±
±
±
±
±
6,93
4,66
7,45
14,59
12,68
±
±
±
±
12,65
0,36
18,34
4,13
± 2,52
± 1,61
± 717,25
9367,80
10313,75
±
±
±
±
±
0,03
2,47
3,86
12,55
11,66
± 230,84
±
±
±
±
±
±
4,46
3,56
8,05
14,42
32,74
42,84
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
25,670
3,32
5,09
6,62
8,04
24,66
17,64
2,43
7,22
4,71
0,39
11,46
1,44
16,29
38,75
297,83
322,60
6153,01
± 4,07
± 11,31
54,41
26,72
137,07
49,68
271,04
346,75
nd
144,40
21,01
47,60
57,75
43,49
385,39
175,21
116,14
83,00
25,37
37,30
83,07
nd
72,17
198,38
± 32,32
9250,50
±
±
±
±
±
0,00
0,70
1,03
10,80
11,67
± 122,15
±
±
±
±
±
±
4,33
3,26
23,20
0,10
41,00
10,97
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
13,32
2,50
2,62
2,67
3,33
21,47
3,36
5,01
6,56
3,69
6,32
11,25
± 4,22
± 7,91
± 266,67
Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y
microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la
fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
Fin Mox
Fin FML
C
linalol
hotrienol
α-terpineol
nerol
ß-citronellol
trans-geraniol
nerolidol
ácido geránico
óxido de linalol
epoxilinalol
Total terpenos
γ-butirolactona
γ-caprolactona
5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona
trans-whiskey lactona
cis-whiskey lactona
γ-nonalactona
pantolactona
δ-nonalactona
lactona II
Total lactonas
vitispirano
β-damascenona
3-oxo-α-ionol
vomifoliol
2,3-dehidro-4-oxo-β-ionol
6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxoα-ionol
6,33
2,28
30,51
37,21
tr
8,91
19,78
27,29
3,74
2,88
27,69
166,63
0,23
4,78
3,34
nd
nd
25,86
22,19
33,46
19,61
63,31
172,78
tr
tr
116,42
198,25
tr
81,72
89,55
70,85
556,78
±
±
±
±
1,37
0,25
1,05
0,62
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,42
0,05
3,49
0,22
0,15
0,43
4,11
0,03
0,01
0,31
±
±
±
±
±
±
0,63
2,11
0,02
0,76
0,61
1,62
M
± 8,73
46,49
± 2,54
48,31
±
19,82
84,42
± 0,99
84,65
±
3,08
563,89
± 25,44
601,41
±
28,97
562,26
± 51,95
655,93
±
82,27
±
55,68
± 10,03
± 15,52
6,62
3,14
24,72
36,42
tr
9,21
16,02
46,98
4,02
2,94
23,67
173,73
0,22
6,71
8,28
nd
nd
21,78
28,75
30,47
13,16
85,49
194,86
tr
tr
45,28
375,54
tr
77,04
55,23
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,38
2,75
8,81
0,01
0,33
1,17
2,50
0,01
0,57
0,52
±
±
±
±
±
±
1,42
0,37
0,24
0,46
4,52
5,82
± 7,86
± 5,44
±
±
±
±
0,07
0,05
5,12
0,52
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,12
1,08
10,67
0,16
0,04
4,91
22,39
0,01
0,38
0,20
±
±
±
±
±
±
3,91
4,45
6,36
1,98
12,85
4,43
±
±
9,88
27,72
±
±
15,71
11,28
9,74
3,23
13,87
36,21
tr
16,82
19,58
67,71
4,94
4,59
25,66
202,35
0,47
7,98
16,76
nd
nd
24,32
34,93
33,53
16,06
115,61
249,66
tr
tr
66,59
252,22
tr
88,41
70,62
±
±
±
±
0,77
0,10
0,42
0,30
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,68
2,63
1,29
1,00
0,69
0,08
7,22
0,06
1,06
0,70
±
±
±
±
±
±
2,44
1,20
0,04
1,22
5,71
10,18
C
± 13,64
± 13,87
0,72
0,09
0,50
2,71
Virutas
M
7,99
2,75
18,63
32,71
tr
9,45
15,71
55,53
4,30
3,23
27,48
177,77
0,27
6,04
6,14
nd
nd
26,16
33,02
31,48
17,04
88,07
208,22
nd
tr
100,33
238,26
nd
95,23
83,58
± 5,60
± 31,29
±
±
±
±
C
±
±
±
±
1,78
0,72
1,51
4,45
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
3,22
0,17
5,77
0,40
0,41
2,81
15,27
0,06
1,11
0,99
±
±
±
±
±
±
1,62
3,46
2,03
0,17
10,87
20,30
±
±
8,03
53,40
± 19,28
± 12,34
11,37
3,36
13,95
35,22
tr
16,97
19,98
72,55
7,04
4,38
26,87
211,68
0,34
7,25
10,52
nd
nd
25,08
37,39
36,43
17,80
176,71
311,52
tr
tr
89,17
284,90
tr
118,79
78,42
±
±
9,24
14,69
13,76
2,93
12,20
40,26
tr
17,45
24,15
69,96
6,60
6,98
26,76
221,06
0,28
8,07
5,44
21,49
391,47
28,05
42,55
39,04
21,62
196,51
754,52
tr
tr
102,02
348,24
tr
117,24
92,03
± 4,14
± 15,19
M
±
±
±
±
1,29
0,38
0,68
6,94
± 24,35
± 14,86
10,22
3,52
13,49
48,41
tr
12,55
20,98
81,36
9,28
6,34
20,69
226,79
0,14
10,28
8,36
20,19
480,01
21,17
47,25
37,64
19,29
212,05
856,38
nd
tr
90,36
358,05
tr
148,83
69,08
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
2,22
1,72
8,23
1,20
1,21
3,37
0,97
0,02
0,17
1,02
0,84
3,01
2,75
5,97
3,23
1,66
10,16
25,13
97,05
± 2,46
80,43
± 16,29
756,59
± 23,21
746,75
± 65,88
± 19,36
± 32,91
±
±
±
±
0,94
0,04
0,05
2,30
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
±
0,51
2,64
6,42
0,37
0,16
2,10
15,35
0,02
1,10
1,31
1,29
43,40
0,45
0,31
1,69
1,54
0,73
48,27
± 17,99
± 15,79
± 10,91
± 4,89
Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot
control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la
Antes Mox
1-metil ciclohexeno
nonanal
metil heptadienona
2,6-dimetil-2,4heptadieno
2,6-heptadieno
N-3-metilbutil acetamida
2-[(1-metiletil)tio]pentano
N-(2-feniletil)acetamida
7,39
2,37
22,57
5,27
1,46
0,09
1,71
0,04
8,79
2,00
26,65
7,25
1,01
± 0,13
1,32
18,94
± 0,03
3001,96
nd
609,70
±
±
±
±
Fin Mox
C
±
±
±
±
Fin FML
0,40
0,05
0,20
0,17
3,69
5,83
25,40
7,01
M
±
±
±
±
± 0,02
0,98
±
0,36
0,97
3,54
1,14
3,42
5,17
60,81
6,80
0,17
1,42
Virutas
0,42
0,90
1,00
0,28
4,12
4,99
59,23
4,79
M
±
±
±
±
± 0,12
1,41
±
± 0,91
0,07
0,33
1,54
0,58
5,05
6,55
67,82
3,61
0,01
2,15
C
±
±
±
±
0,30
0,84
0,24
0,02
4,12
6,66
63,49
1,41
± 0,27
2,34
M
±
±
±
±
± 0,04
17,03
± 0,74
16,59
±
0,81
11,20
±
0,04
6,89
± 0,01
nd
2824,03
± 49,83
2586,68
±
279,69
2827,90
± 192,80
2851,56
±
299,38
3076,91
± 54,48
2696,63
± 69,27
± 17,89
nd
859,15
± 168,52
70,31
974,96
±
±
5,85
186,80
90,10
739,59
± 13,94
± 133,89
86,80
740,14
±
±
6,62
145,01
99,73
960,01
± 14,94
± 119,37
80,21
836,61
± 6,88
± 80,01
* Concentración en mg/L
Tabla A.II.36 continuación. Concentración (mg/L) de compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica de un vino tinto
Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y
después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas.
Antes Mox
acetaldehído
acetato de etilo
metanol
1-propanol
isobutanol
2-metil-1-butanol
3-metil-1-butanol
0,02
0,55
0,27
0,10
104,71
±
13,03
C
±
±
±
±
14,86
56,61
35,66
20,74
47,23
37,29
133,99
±
±
±
±
±
±
±
0,57
1,35
4,33
1,21
1,79
1,96
6,69
Fin Mox
11,92
57,36
38,70
23,30
53,45
42,73
153,04
C
±
±
±
±
±
±
±
0,61
1,59
1,59
0,90
2,68
1,90
6,30
11,54
45,79
40,18
24,37
53,43
43,60
156,90
Fin FML
M
±
±
±
±
±
±
±
0,78
3,01
2,90
1,12
1,89
1,58
5,91
6,11
63,60
43,49
24,45
55,44
45,05
161,92
C
±
±
±
±
±
±
±
0,23
1,00
1,91
0,65
1,89
1,90
5,52
6,00
54,67
42,70
25,36
56,81
45,37
162,84
Virutas
M
±
±
±
±
±
±
±
0,35
6,03
2,72
1,82
3,98
2,44
9,34
4,82
47,97
37,88
24,04
53,04
44,20
157,03
C
±
±
±
±
±
±
±
0,22
5,70
2,07
1,24
3,24
2,49
8,63
5,10
57,70
38,01
23,71
51,75
41,96
150,49
M
±
±
±
±
±
±
±
0,12
3,97
0,66
0,27
0,53
0,43
1,48
CAPÍTULO III.
SUSTITUCIÓN DE ANHÍDRIDO
SULFUROSO POR LISOZIMA Y TANINOS
ENOLÓGICOS
Introducción
III.1. INTRODUCCIÓN
Durante los últimos años, se han llevado a cabo un gran número de investigaciones con
el objetivo de desarrollar tecnologías innovadoras para asegurar la seguridad y salubridad en
la alimentación humana. En lo que concierne a la enología, el uso del anhídrido sulfuroso
durante el proceso tecnológico es una de las principales preocupaciones y objeto de estudio.
El anhídrido sulfuroso es normalmente utilizado como modo de preservación en la
industria enológica debido a sus numerosas funciones tecnológicas. De hecho, dicho
compuesto actúa como antioxidante, protegiendo los polifenoles del vino de procesos tales
como la oxidación. Además, el SO2 inhibe las enzimas oxidasas endógenas del mosto y
previene el desarrollo de fermentaciones indeseables (tales como el ácido acético o la
fermentación maloláctica) (Ribéreau-Gayon y col., 2007).
Sin embargo, existe un interés generalizado en la industria enológica de disminuir el
uso del anhídrido sulfuroso en el proceso de vinificación, en relación a la dosis de ingestión,
debido a su posible efecto tóxico para la salud humana (Taylor y col., 1986; Romano y col.,
1993). Desde que ha sido detectado el uso de dicho compuesto como aditivo en una gran
diversidad de alimentos, y siendo bien conocida su acumulación en el organismo, la
Organización Internacional de la Viña y el vino (OIV) ha fijado límites máximos en
vinificación.
Numerosas investigaciones han estado encaminadas al desarrollo de protocolos
enológicos como alternativas auxiliares de sustitutos de sulfitos, con las funciones
anteriormente mencionadas, con el fin de elaborar vinos libres de anhídrido sulfuroso. En
particular, desde principios de los años noventa, el uso del lisozima de la clara de huevo ha
sido propuesto con el fin de controlar el inicio de la fermentación maloláctica en la
vinificación (Amati y col., 194 y 1996; Gerbaux y col., 1997), usado de manera conjunta o
reemplazando al anhídrido sulfuroso (Chinnici y col., 1996).
El lisozima E.C.3.2.1.17 es una enzima presente en la clara de huevo, y posee una
actividad lítica de la pared celular de las bacterias Gram-positivas, por lo que se utiliza con
éxito como agente microbiológico en la industria alimentaria, particularmente en la industria
quesera (Cunningham y col., 1991; Proctor y col., 1988; Ghitti y col., 1983). Dicha actividad
451
Capítulo III. Sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos
lítica está basada en la hidrólisis del enlace 1-4 entre el ácido N-acetilmurámico y Nacetilglucosamina, que constituyen la capa de peptidoglucano de la pared celular bacteriana.
Su eficacia fue demostrada en la vinificación de vinos tintos y blancos bajo diversas
condiciones (Amati y col., 1996; Delfín y col., 2004).
Según dichos autores, cuando el lisozima fue añadido a mostos blancos, fue observado
un satisfactorio y eficiente control de la fermentación maloláctica de los respectivos vinos, por
lo que podría sugerirse la posibilidad de llevar a cabo la fermentación alcohólica sin el uso del
anhídrido sulfuroso. Sin embargo, los estudios realizados en la composición volátil de los
vinos libres de SO2 obtenidos mediante la utilización de lisozima, son escasos.
Por otro lado, la adición pre-fermentativa de taninos enológicos podría evitar el
fenómeno de oxidación de mostos y vinos, probablemente como consecuencia de un doble
mecanismo de inhibición de enzimas y capacidad de capturar los radicales libres del oxígeno
(Bellachioma y col., 2008).
452
Material y métodos
III.2. MATERIAL Y MÉTODOS
III.2.1. REACTIVOS QUÍMICOS Y ESTÁNDARES COMERCIALES
El diclorometano (Suprasolv) fue adquirido de Merck (Darmstadt, Alemania). Los
estándares comerciales fueron suministrados por Aldrich (Milán, Italia), Sigma (St. Louis,
MO, USA) y Fluka (Buchs, Suiza). La resina perteneció a la casa comercial de Varian Inc.
(Palo Alto, CA, USA). El agua utilizada en Cromatografía de Líquidos fue de grado HPLC. El
lisozima fue suministrado por Fordras S.A. (Lugano, Suiza), mientras que el tanino gálico
líquido (Excellent Gold White) fue adquirido de Oliver Ogar Italia (Verona, Italia). El
anhídrido sulfuroso fue usado como sal de potasio (K2S2O5) (Carlo Erba, Milán, Italia).
III.2.2. ELABORACIÓN DE VINOS BLANCOS A ESCALA LABORATORIO
Los vinos fueron elaborados a partir de uva blanca de las variedades Trebbiano y
Sauvignon blanc, distribuidas equitativamente (50%-50%), llevándose a cabo la fermentación
en fermentadores de vidrio de dos litros de capacidad, a escala laboratorio.
Con el fin de evitar posibles oxidaciones, dichos fermentadores fueron saturados
previamente con N2, además de estar provistos de una válvula Müller, rellena con H2SO4 4 N,
la cuál previene la contaminación microbiológica y la entrada de oxígeno al vino.
Los mostos fueron inoculados con dos cepas diferentes de la levadura Saccharomyces
cerevisiae (cepas 333 y 1042 de la Universidad de Bologna, colección ESAVE), de manera
independiente, seleccionadas en base a su baja producción de SO2. La concentración de
levadura añadida fue de 1.5 x 106 CFU/mL tras su rehidratación en el mosto. Dichas cepas de
levadura (cepas 333 y 1042) fueron elegidas de la colección ESAVE de la Universidad de
Bologna (Italia).
Fueron definidas cuatro pruebas por triplicado para cada levadura con el objetivo de
estudiar el efecto de las siguientes variables (Tabla III.1):
a) levadura
b) lisozima/SO2
c) tanino
453
Tabla III.1. Esquema de fermentaciones llevadas a cabo en los vinos blancos.
cepa 333
cepa 1042
A1
B1
C1
D1
A2
B2
C2
D2
lisozima (g/L)
0,25
0,25
-
-
0,25
0,25
-
-
K2S2O5 (mg/L)
-
-
160
160
-
-
160
160
tanino (g/L)
-
0,1
-
0,1
-
0,1
-
0,1
Los mostos fueron diariamente agitados para asegurar la homogeneidad durante la
fermentación alcohólica del lisozima y el tanino enológico. La fermentación alcohólica fue
monitorizada diariamente por pesada de los fermentadores, considerándola terminada cuando
la pérdida de peso fue despreciable.
III.2.3. ANÁLISIS CONVENCIONALES
Las determinaciones de la densidad, acidez total y volátil, extracto seco y SO2 total
fueron realizadas de acuerdo con los métodos propuestos por la O.I.V. (1990). La acidez total
fue expresada en g/L de ácido tartárico, y la acidez volátil en g/L de ácido acético.
El pH fue determinado usando un pH-metro (Mettler, Toledo) y el grado alcohólico de
los vinos mediante una unidad de destilación oenoquímica (Gibertini). El índice de polifenoles
totales (PFT) fue determinado mediante la lectura directa a una longitud de onda de 280 nm,
previa filtración por filtros de teflón (PTFE) de 0,45 µm. Para ello, fue utilizado un
espectrofotómetro Uvidec 610 (Jasco, Japón), cuyos resultados fueron expresados en mg/L de
equivalentes de ácido gálico.
III.2.4. ANÁLISIS DE ÁCIDOS ORGÁNICOS Y LISOZIMA MEDIANTE
CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS DE ALTA RESOLUCIÓN (HPLC)
Las determinaciones de ácidos orgánicos y lisozima fueron llevadas a cabo mediante el
método descrito por Castellari y col. (2000) y Riponi y col. (2007), respectivamente. Así, fue
utilizado un Cromatógrafo de Líquidos Jasco (Tokio, Japón) equipado con una bomba binaria
(PU 1580), 20 µL de loop y una válvula Rheadyne (Cotati, CA). El sistema poseía un detector
de fotodiodos (PU MD 910) y un detector fluorimétrico (FP 2020). La columna utilizada fue
una Bio-Rad Aminex HPX 87H (300mm x 7,8 mm) para el análisis de ácidos orgánicos y una
454
Material y métodos
Toso Bioscience (Stuttgart, Alemania) TSK gel Phenyl 5PW RP (7.5 cm x 4.6 mm d.i),
protegida con una precolumna del mismo relleno, para el análisis del lisozima.
III.2.5.
ANÁLISIS
DE
COMPUESTOS
CROMATOGRAFÍA DE GASES (FID)
VOLÁTILES
MEDIANTE
Los compuestos con elevada volatilidad y alta concentración (acetaldehído, acetato de
etilo, n-propanol, isobutanol y alcohol isoamílico) producidos durante la fermentación
alcohólica fueron analizados mediante el método propuesto por A.O.A.C. (2000).
El Cromatógrafo de Gases Series 8000 (Fisons) fue utilizado para el análisis mediante
inyección directa de 2 μL de una disolución que constó de 9 mL de destilado de vino más 1
mL de n-butanol 1,002 g/L como patrón interno. Dicho cromatógrafo estuvo equipado con un
detector de ionización de llama y una columna empaquetada 23% Carbowax 1500 (p/p) de
Chromosorb W (170-250 µm de tamaño de partícula) (60-80 mesh), bajo las siguientes
condiciones de trabajo:
-
gas portador: N2
-
flujo de trabajo: 3.0 mL/min
-
temperatura de la columna: 70 ºC (isoterma)
-
temperatura del detector e inyector: 150 ºC
La identificación fue llevada a cabo por comparación de los tiempos de retención con
los correspondientes patrones comerciales, así como la cuantificación se llevó a cabo
mediante rectas de calibrado de los mismos.
III.2.6.
ANÁLISIS
DE
COMPUESTOS
VOLÁTILES
MEDIANTE
CROMATOGRAFÍA DE GASES-ESPECTROMETRÍA DE MASAS (GC-MS)
Para el análisis de los compuestos con volatilidad media, fue utilizado el
procedimiento de preparación de muestras propuesto por Gerbi y col. (1992). Para su
extracción, fueron utilizadas columnas de vidrio de 2 cm de diámetro interno y 20 cm de
longitud, provistas en la parte inferior de un grifo que permitió regular el flujo de elucción.
Dichas columnas fueron rellenas con 15 gramos de resina hidrófila Extrelut (Merck), en la
cuál quedó retenida el agua presente en la muestra, eluyendo los compuestos volátiles con
ayuda de un disolvente orgánico. Previamente, se añadieron 3 gramos de Na2SO4 anhidro a las
455
columnas, con el fin de eliminar las posibles gotas de agua que pudieran no haber sido
retenidas por la resina.
20 mL de vino con 100 μL de 2-octanol 514 ppm empleado como patrón interno,
fueron añadidos a la columna y eluidos por gravedad con 40 mL diclorometano. Tras
aproximadamente treinta minutos de elucción, fue recogido el extracto, cuya concentración se
llevó a cabo en primera instancia en columnas Vigreux a 50ºC y posteriormente con N2 hasta
aproximadamente 0.5-1 mL, fracción que se inyectó directamente en el Cromatógrafo de
Gases.
El análisis de los extractos se llevó a cabo en un Cromatógrafo de Gases Termo
Finnigan Trace GC ultra (San José, CA, EE.UU.), equipado con un detector de masas
selectivo Termo Finnigan Trace DSQ, un inyector microsellado Merlin y una columna capilar
de sílice fundida Stabilwax (Restek, Bellefonte, PA, EE.UU.: 30m, 0,25 mm de diámetro
interno y 0,25 µm de espesor de fase), bajo las siguientes condiciones de trabajo:
-
Helio (con grado de GC) como gas portador a un flujo constante de 1.0 mL/min,
62kPa.
-
El programa de temperatura de la columna: 40ºC, 3ºC/min hasta alcanzar 100ºC;
posteriormente calentamiento a 5ºC/min hasta 240ºC (manteniendo dicha temperatura
durante 10 min).
-
La temperatura de inyección fue de 250ºC.
-
La inyección de la muestra (1µL) fue llevada a cabo mediante modo splitless.
La detección de los compuestos volátiles fue realizada mediante Espectrometría de
Masas de impacto electrónico de ión positivo (EI), en el modo “full scan”, empleando una
energía de ionización de 70eV y una temperatura en la línea de transferencia de 280ºC. El
rango de adquisición de masas fue 30-400 uma y a una velocidad de escaneo de 1 scan s-1.
La identificación de los picos se llevó a cabo empleando las librerías NIST 2.0 y Wiley
7.0, mediante comparación de los espectros de masas y confirmación mediante el tiempo de
retención de los patrones.
La cuantificación tuvo lugar en modo TIC (total ion current) mediante el método de
patrón interno. El factor de respuesta de los compuestos volátiles en relación al patrón interno
456
Material y métodos
se obtuvo experimentalmente y se aplicó correctamente con el fin de corregir el área del pico
de cada analito. Para los compuestos sin estándares comerciales, se emplearon los factores de
respuesta de patrones con estructuras químicas similares.
III.2.7. ANÁLISIS SENSORIAL DESCRIPTIVO
Los vinos blancos fueron catados por un grupo de diez catadores pertenecientes a la
Universidad de Bologna, de entre 22 y 35 años de edad, con experiencia previa en el análisis
sensorial. Se llevó a cabo el entrenamiento en varias sesiones con pruebas de discriminación y
agudeza olfato-gustativa de manera descriptiva.
Se realizó un análisis sensorial descriptivo, estableciendo los descriptores aromáticos
encontrados en las muestras mediante una selección de los atributos inicialmente definidos
por cada catador, con la eliminación de términos no representativos o confusos, así como
sinónimos. Los términos elegidos para definir el perfil sensorial fueron: cítrico, floral,
afrutado, fruta tropical, plátano y astringencia. La intensidad de cada atributo fue evaluada
según una escala no estructurada de 10 cm, en cuyo extremo izquierdo se encontraba el
término “intensidad nula” y en el derecho “elevada intensidad”.
Para la evaluación de los descriptores fueron utilizados estándar físico-químicos como
sustancias de referencia que ayudasen a los catadores a establecer patrones de olores y sabores
(Noble y col., 1984, 1987; Ferreira, 2001; González-Viñas y col., 1998).
Universidad de Bologna (Italia).
Durante la evaluación formal de los vinos, fueron presentados en copas normalizadas
(ISO, 3591-1997), codificados con tres dígitos y cubiertas de un vidrio de reloj hasta su
evaluación sensorial. Todos los vinos fueron evaluados por triplicado y conservados hasta su
servicio a una temperatura entre 8 y 10ºC.
457
III.2.8. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Para evaluar la influencia de cada factor testado (cepa de levadura, lisozima, SO2 y
tanino), así como sus posibles interacciones, los resultados de compuestos volátiles obtenidos
fueron organizados en grupos químicos, los cuáles fueron sometidos al análisis estadístico
multivariante usando el paquete estadístico Statistica 6 (StatSoft Italia srl, Italia). De igual
forma, el Análisis de Componentes Principales fue utilizado como herramienta para agrupar
los diferentes vinos mediante la diferenciación significativa de algunos compuestos volátiles.
458
III.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
III.3.1. PARÁMETROS GENERALES DE LOS VINOS
La Tabla III.2 muestra los parámetros enológicos de los vinos obtenidos a partir de las
diferentes fermentaciones. Todos los vinos tuvieron similares valores de pH, densidad,
densidad óptica (D.O.) a 420 nm, índice de polifenoles totales (PFT), grado alcohólico y
extracto seco.
Tabla III.2. Parámetros enológicos de los vinos fermentados con la cepa 333.
cepa 333
mosto
SO2
D.O. 420 nm
0,181
PFT (mg/L)
101,36
109
densidad
1,0706
0,9921
pH
3,08
acidez total (g/L)
0,037
3,01
± 0,001
± 0,94
± 0,0002
± 0,02
lisozima
SO2+tanino
0,046
± 0,001
112
± 10,98
0,9926
3,05
± 0,0002
0,042
122
0,9921
± 0,00
3,03
± 0,002
± 4,09
± 0,0002
± 0,02
lisozima+tanino
0,052
±
0,002
5,21
113
±
0,9924
±
0,0001
3,04
±
0,02
5,66
6,09
± 0,19
5,81
± 0,05
6,20
± 0,09
6,00
±
0,08
-
0,24
± 0,00
0,23
± 0,02
0,21
± 0,03
0,21
±
0,10
grado alcohólico (%)
-
10,49
± 0,08
10,48
± 0,06
10,67
± 0,12
10,59
±
0,08
cxtracto seco (g/L)
-
15,97
± 0,29
17,47
± 0,58
16,70
± 0,17
17,33
±
0,46
SO2 total (mg/L)
-
48,00
± 1,60
0,43
± 0,18
46,40
± 1,39
0,75
±
0,18
acetaldehído (mg/L)
-
29,80
± 0,91
6,49
± 0,17
28,80
± 1,24
4,99
±
0,58
200,77
±
14,83
2,04
±
0,22
lisozima (mg/L)
2,57
2,21
213,53
± 0,18
2,19
± 27,77
-
± 0,03
2,32
± 0,05
Tabla III.2. Parámetros enológicos de los vinos fermentados con la cepa 1042.
cepa 1042
SO2
D.O. 420 nm
PFT (mg/L)
densidad
0,022
114
0,9922
± 0,003
± 0,55
± 0,0001
lisozima
0,066
111
0,9922
± 0,004
± 2,48
± 0,0002
SO2+tanino
0,027
118
0,9927
± 0,002
± 2,71
± 0,0002
lisozima+tanino
0,071
120
0,9922
± 0,003
± 2,50
± 0,0002
pH
2,99
± 0,00
3,00
± 0,01
3,00
± 0,00
3,00
± 0,00
acidez total(g/L)
7,83
± 0,04
6,93
± 0,04
7,85
± 0,10
7,14
± 0,22
0,22
± 0,02
0,16
± 0,02
0,23
± 0,02
0,16
± 0,02
grado alcohólico (%)
11,08
± 0,28
10,26
± 0,32
11,14
± 0,10
10,57
± 0,48
cxtracto seco (g/L)
18,23
± 0,60
15,83
± 0,57
19,63
± 0,29
16,70
± 1,01
SO2 total (mg/L)
39,00
± 1,22
0,75
± 0,18
40,00
± 0,46
1,39
± 0,18
acetaldehído (mg/L)
15,6
± 2,28
± 5,08
lisozima (mg/L)
2,64
± 0,33
5,04
± 0,77
23,5
132,04
± 3,97
-
2,48
± 0,11
2,87
± 0,18
5,22
± 0,50
113,57
± 1,59
2,61
± 0,15
459
Tras observar los valores de SO2 total en muestras sin adición de sulfitos (0.4-1.3
mg/L), se confirmó que ambas cepas de levaduras eran bajas productoras de SO2. Además, los
bajos valores de acidez volátil (0.2 g/L) confirmaron la inexistencia de fermentación acética,
responsable del deterioro de la calidad de los vinos. En lo que concierne al ácido málico, los
datos obtenidos mediante HPLC, que fueron similares para todos los vinos, confirmaron la
ausencia de fermentación maloláctica.
III.3.2. CARACTERIZACIÓN DE LOS COMPUESTOS VOLÁTILES DE LOS VINOS
III.3.2.1. Alcoholes
En la Tabla III.3, se muestra la concentración media de los alcoholes, influida por los
tres factores estudiados (levadura, lisozima/SO2 y tanino), junto con las posibles
interacciones.
Para este grupo de compuestos, como era de esperar, la principal fuente de variación
fue la cepa de levadura utilizada: la concentración de alcoholes totales en el mosto fermentado
mediante la cepa 1042 fue significativamente superior comparado con las muestras
fermentadas con la cepa 333. Esto podría ser debido a las diferencias en las rutas metabólicas
entre ambas cepas (Bell y col., 2005).
El anhídrido sulfuroso ejerció una influencia significativa en la producción de
alcoholes: la cantidad total presente en vinos obtenida a partir de fermentaciones con SO2 fue
significativamente superior que la obtenida con lisozima y sin adicción de SO2 (Tabla III.3).
A concentraciones menores de 300 mg/L, ciertos alcoholes superiores contribuyen de
manera no deseable a la complejidad del flavor de los vinos, mientras que concentraciones
sobre 400 mg/L tienen un efecto negativo en la calidad de los mismos (Rapp y col., 1991). En
los vinos analizados, la cantidad de alcoholes totales se encontró entre 338-384 mg/L,
representando por lo tanto una contribución positiva al aroma del vino.
En lo que concierne a los compuestos 3-metil-1-butanol, 3-metiltio-1-propanol, 2feniletanol y 4-hidroxifeniletanol, fueron encontrados en concentraciones superiores en vinos
fermentados con SO2, posiblemente como consecuencia del incremento en el consumo de los
amino ácidos presentes en el mosto durante la fermentación y promovido por los sulfitos
460
(Herraiz y col., 1989; Garde-Cerdán y col., 2007; Margheri y col., 1986; Garde-Cerdán y col.,
2007).
Los alcoholes pueden ser formados durante la fermentación mediante dos vías
diferentes:
-
un proceso catabólico a partir de derivados α-cetoácidos de amino ácidos (vía de
Ehrlich).
-
un proceso anabólico a partir de derivados α-cetoácidos, los cuáles actúan como
intermediarios en el metabolismo de la glucosa (Bell y col., 2005; Hernández-Orte y
col., 2006; Nykanen, 1986).
En particular, los alcoholes arriba citados son sintetizados a partir de la leucina,
metionina, fenilalanina y tirosina respectivamente, y el incremento de dichos amino ácidos en
la degradación por las levaduras podría conducir a altos contenidos de sus derivados
alcohólicos (Nykanen, 1986). Resultados similares sobre el efecto del SO2 durante la
fermentación de los alcoholes fueron obtenidos por otros autores (Herraiz y col., 1989; GardeCerdán y col., 2007; Margheri y col., 1986).
La cantidad de otros alcoholes, tales como el n-propanol y 3-etoxi-1-propanol, fue
significativamente superior en vinos fermentados sin SO2, tal y como fue publicado por
Herraiz y col. (1989) y Margheri y col. (1986). Para este grupo de compuestos, la adición de
tanino no mostró un efecto apreciable en su concentración, con excepción del 3-etoxi-1propanol, que sufrió un incremento en su producción.
Las interacciones confirmaron que los factores más influyentes durante la fermentación
alcohólica de los vinos fueron la cepa de levadura utilizada y la adición de SO2, el cuál podría
actuar en la formación de un gran número de alcoholes.
461
Tabla III.3. Concentración (mg/L) de alcoholes en los vinos y la contribución de cada factor en su producción mediante el análisis de regresión múltiple.
cepa 333
liso
liso+ tan
coeficientes
de regresión(1)
cepa 1042
SO2
SO2 + tan
liso
liso+tan
SO2
SO2 + tan
cepa
liso
A
metanol
35,0 ± 2,40
A
35,4 ± 4,70
A
n-propanol
11,6 ± 0,19
BC
11,5 ± 0,42
BC
30,5 ± 1,39
A
30,7 ± 0,51
A
50,8 ± 2,54
BC
45,1 ± 1,84
B
40,0 ± 1,73
B
59,0 ± 18,8
C
0,713
6,3 ± 0,19
A
7,55 ± 1,96
AB
12,1 ± 0,63
C
12,5 ± 1,00
C
9,4 ± 0,69
B
12,5 ± 3,73
C
0,502
isobutanol
3-metil-1butanol
1-butanol
4-metil-1pentanol
3-metil-1pentanol
2-metil-3pentanol
1-hexanol
3-etoxi-1propanol
cis-3-hexen-1-ol
30,7 ± 1,51
BC
34,9 ± 1,95
C
14,7 ± 2,60
A
12,7 ± 1,03
A
23,8 ± 1,55
B
26,7 ± 1,50
B
21,6 ± 1,77
AB
29,8 ± 6,31
BC
170 ± 7,62
A
172 ± 12,1
A
179 ± 8,89
BC
0,527
-0,400
0,46 ± 0,11
A
7,23 ± 0,98
B
0,896
0,267
2-furanmetanol
3-metiltio-1propanol
alcohol bencílico
2-feniletanol
4-hidroxifeniletanol
Total alcoholes
144 ± 6,03
A
170 ± 5,64
A
184 ± 18,0
0,78 ± 0,03
A
0,55 ± 0,10
A
0,51 ± 0,06
0,00 ± 0,00
0,01 ± 0,00
AB
A
0,01 ± 0,00
0,00 ± 0,00
BC
0,01 ± 0,01
7,79 ± 0,88
AB
C
0,01 ± 0,00
208 ± 11,5
B
248 ± 51,2
4,84 ± 2,21
B
4,95 ± 0,96
0,01 ± 0,00
0,440
0,613
0,01 ± 0,00
0,06 ± 0,00
A
0,07 ± 0,00
A
0,08 ± 0,01
AB
0,08 ± 0,02
AB
0,07 ± 0,05
A
0,14 ± 0,01
C
0,13 ± 0,00
BC
0,13 ± 0,01
BC
0,684
0,10 ± 0,00
B
0,06 ± 0,01
AB
0,10 ± 0,06
B
0,12 ± 0,03
B
0,00 ± 0,00
A
0,01 ± 0,00
A
0,01 ± 0,00
A
0,01 ± 0,00
A
-0,864
1,22 ± 0,19
AB
0,85 ± 0,06
AB
1,59 ± 0,88
B
0,67 ± 0,06
A
0,80 ± 0,04
AB
0,82 ± 0,04
AB
0,71 ± 0,09
AB
0,65 ± 0,06
A
-0,384
1,07 ± 0,13
D
0,74 ± 0,27
C
0,01 ± 0,01
A
0,02 ± 0,01
A
0,05 ± 0,01
B
0,04 ± 0,01
AB
0,03 ± 0,00
A
0,03 ± 0,00
A
-0,534
0,568
0,05 ± 0,01
0,05 ± 0,00
0,01 ± 0,00
AB
0,13 ± 0,12
0,02 ± 0,01
AB
0,62 ± 0,01
A
0,04 ± 0,01
18,1 ± 0,96
0,08 ± 0,00
0,01 ± 0,00
A
0,66 ± 0,03
A
AB
0,03 ± 0,01
B
19,0 ± 2,31
12,5 ± 0,90
A
256 ± 12,4
A
0,07 ± 0,01
0,03 ± 0,01
B
1,21 ± 0,20
B
AB
0,05 ± 0,01
B
35,0 ± 8,07
17,8 ± 3,62
A
41,0 ± 11,0
292 ± 19,1
B
315 ± 22,5
0,06 ± 0,00
0,07 ± 0,00
C
1,20 ± 0,18
B
B
0,04 ± 0,00
C
35,1 ± 7,52
C
49,0 ± 8,18
BC
307 ± 17,2
0,07 ± 0,01
0,05 ± 0,01
C
0,63 ± 0,07
A
AB
0,04 ± 0,01
C
14,5 ± 1,10
C
BC
0,06 ± 0,00
0,13 ± 0,01
D
0,12 ± 0,00
D
0,831
-0,360
0,59 ± 0,06
A
0,91 ± 0,17
AB
1,04 ± 0,03
B
0,219
-0,895
AB
0,03 ± 0,00
AB
0,02 ± 0,00
A
0,02 ± 0,00
A
-0,482
A
15,9 ± 1,21
A
17,0 ± 3,09
B
19,1 ± 1,72
B
-0,573
-0,594
13,2 ± 4,77
A
21,6 ± 2,06
AB
17,3 ± 13,4
A
21,0 ± 4,58
AB
-0,433
-0,558
296 ± 18,9
B
330 ± 17,5
320 ± 24,6
C
397 ± 27,5
D
0,763
-0,628
liso, lisozima; tan, tanino. En la misma fila, diferentes letras denotas diferencias significativas con p < 0.01.
(1)
coeficientes de regresión estandarizados (valores beta) con p < 0.01
C
tan
III.3.2.2. Ésteres
La concentración de ésteres como suma (Tabla III.4) tiende a ser mayor en las
muestras fermentadas con la cepa 1042. Dicho resultado, sin embargo, depende enormemente
de la producción tan relevante de monosuccinato de dietilo.
De manera individual, los ésteres etílicos del hexanoico, octanoico, decanoico y
dodecanoico estuvieron significativamente correlacionados con la cepa 333. La influencia de
la cepa de levadura utilizada en la producción de ésteres fue también observada por Vila y col.
(1998) y Lema y col. (1996).
El SO2 no tuvo ninguna relación significativa con la cantidad de ésteres totales, a
diferencia de los alcoholes. Sin embargo, considerando los compuestos de manera individual,
concentraciones superiores de los ésteres etílicos de ácidos grasos de cadena media (MCFA
ésteres etílicos), tales como el hexanoato de etilo, octanoato de etilo y decanoato de etilo,
fueron observadas en vinos libres de SO2 obtenidos con la adición de lisozima (Tabla III.4),
con valores por encima del umbral de detección, y que por lo tanto contribuyen al carácter
afrutado de los vinos (Peinado y col., 2004). Dichos resultados fueron observados por
diferentes autores, tales como Herraiz y col. (1989), que evaluaron las diferencias entre los
vinos fermentados con y sin adición de anhídrido sulfuroso, concluyendo que, en comparación
con las fermentaciones sin adición de SO2, los vinos fermentados con SO2 se caracterizaron
por mayores niveles de octanoato de etilo, aunque sin diferencias en las cantidad de hexanoato
de etilo. Resultados similares fueron obtenidos por Margheri y col. (1986), donde el
decanoato de etilo fue producido en mayor concentración en mostos con SO2 añadido. Sin
embargo, otros autores (Shinohara y col., 1981) demostraron que la concentración de ésteres
empezó a incrementar sólo tras la adición de cantidades superiores de 100 mg/L de SO2.
En relación a este hecho, el efecto de la adición de SO2 en la producción de ésteres
parece no ser sistemática y podría depender de diversos factores. De este modo, Nykanen
(1986) mostró que la concentración de oxígeno incrementó la producción de MCFA etil
ésteres. Moio y col. (2004) asoció el incremento en la concentración de ésteres a la acción
combinada de las cantidades superiores de SO2 y la baja disponibilidad del O2,
independientemente del tipo de cepa de levadura empleada en la fermentación.
463
Tabla III.4. Concentración (mg/L) de ésteres en los vinos y la contribución de cada factor en su producción mediante el análisis de regresión múltiple.
cepa 333
liso
liso+ tan
acetato de etilo
36,1 ± 3,44
A
B
coeficientes
de regresión(1)
cepa 1042
SO2
SO2 + tan
liso
liso+tan
SO2
SO2 + tan
cepa
31,6 ± 3,61
A
25,0 ± 3,23
A
29,5 ±
5,13
A
33,1 ± 4,10
A
43,3 ± 5,78
AB
42,2 ± 11,9
AB
55,0 ± 11,3
B
0,608
-0,502
liso
tan
hexanoato de etilo
0,84 ± 0,06
D
0,76 ± 0,04
CD
0,70 ± 0,07
BC
0,63 ±
0,08
BC
0,75 ± 0,05
C
0,70 ± 0,03
BC
0,54 ± 0,10
AB
0,51 ± 0,03
A
acetate de hexilo
0,15 ± 0,04
A
0,11 ± 0,01
A
0,23 ± 0,04
B
0,27 ±
0,03
B
0,24 ± 0,02
B
0,24 ± 0,02
B
0,13 ± 0,02
A
0,14 ± 0,01
A
lactato de etilo
1,69 ± 0,20
A
B
4,10 ± 3,04
B
1,04 ± 0,32
AB
0,96 ±
0,04
A
1,43 ± 0,14
AB
1,77 ± 0,15
AB
2,31 ± 0,24
AB
2,18 ± 0,03
AB
octanoato de etilo
3-hidroxibutanoato
de etilo
decanoato de etilo
4-hidroxibutanoato
de etilo
acetato de 2feniletilo
dodecanoato de
etilo
tioacetato de 3hidroxipropilo
malato de dietilo
hexadecanoato de
etilo
monosuccinato de
dietilo
Total ésteres
(excepto acetato de
etilo)
1,15 ± 0,14
C
1,11 ± 0,01
C
0,79 ± 0,16
B
0,68 ±
0,08
AB
0,69 ± 0,02
AB
0,64 ± 0,11
AB
0,50 ± 0,06
A
0,54 ± 0,04
AB
-0,702
0,561
0,25 ± 0,01
D
0,23 ± 0,01
D
0,14 ± 0,01
AB
0,14 ±
0,01
AB
0,19 ± 0,01
C
0,17 ± 0,01
BC
0,12 ± 0,01
A
0,13 ± 0,01
A
-0,422
0,809
0,06 ± 0,00
C
0,04 ± 0,00
B
0,04 ± 0,01
B
0,03 ±
0,00
AB
0,02 ± 0,00
A
0,03 ± 0,00
AB
0,01 ± 0,00
A
0,02 ± 0,00
A
-0,855
0,231
1,04 ± 0,07
A
1,28 ± 0,17
A
0,65 ± 0,11
A
2,08 ±
0,30
B
0,77 ± 0,32
A
0,77 ± 0,11
A
2,00 ± 0,50
B
0,63 ± 0,03
A
1,65 ± 0,28
D
1,53 ± 0,11
CD
1,03 ± 0,36
BC
2,54 ±
0,17
E
0,48 ± 0,14
A
0,45 ± 0,04
A
0,61 ± 0,12
AB
0,80 ± 0,02
BC
-0,826
0,201
0,10 ± 0,02
C
0,12 ± 0,04
C
0,08 ± 0,01
BC
0,11 ±
0,04
C
0,00 ± 0,01
A
0,01 ± 0,00
A
0,02 ± 0,01
AB
0,03 ± 0,01
AB
-0,870
0,206
0,00 ± 0,00
A
0,00 ± 0,00
A
32,1 ± 2,98
C
37,0 ±
3,07
C
0,00 ± 0,00
A
0,00 ± 0,00
A
12,6 ± 1,01
B
14,4 ± 0,99
B
-0,340
-0,847
0,07 ± 0,02
A
0,07 ± 0,03
A
0,05 ± 0,01
A
0,06 ±
0,03
A
0,06 ± 0,02
A
0,07 ± 0,01
A
0,12 ± 0,05
AB
0,19 ± 0,03
C
0,486
-0,383
0,01 ± 0,01
A
0,01 ± 0,01
A
0,01 ± 0,01
A
0,09 ±
0,06
C
0,00 ± 0,00
A
0,00 ± 0,00
A
0,01 ± 0,00
A
0,03 ± 0,00
AB
8,80 ± 1,20
A
9,73 ± 2,29
A
8,81 ± 3,18
A
13,5 ±
0,85
B
13,4 ± 6,55
AB
16,0 ± 2,50
C
9,80 ± 5,56
A
16,6 ± 4,05
C
0,488
0,426
15,8 ± 2,05
A
19,1 ± 5,76
B
13,6 ± 4,31
A
21,1 ±
1,71
C
18,0 ± 7,31
B
20,9 ± 3,01
C
16,2 ± 6,70
AB
21,5 ± 4,30
C
0,376
0,439
Liso.- lisozima; tan.- tanino. En la misma fila, diferentes letras denotas diferencias significativas con p < 0.01
(1)
0,725
0,277
-0,488
0,377
Tomando en consideración los resultados obtenidos por Herraiz-Tomico (1990), en
vinos fermentados sin SO2, el hexanoato de etilo estuvo presente en una elevada
concentración. Bardi y col. (1998) postularon que durante la fermentación alcohólica, los
ácidos grasos insaturados podrían ser sintetizados mediante oxidación de los ácidos grasos
saturados libres, fomentado por la presencia de oxígeno libre. Si hubiera carencia de éste, el
proceso de síntesis se pararía, con la correspondiente acumulación de acil-CoA. Bajo dichas
condiciones, para recuperar la coenzima A libre, las levaduras promueven la formación de
ésteres y el vino obtenido es más rico en los ésteres con grupo acil (Moio y col., 2004;
Herraiz-Tomico, 1990; Bardi y col., 1998).
En las muestras, la cantidad de SO2 añadido (80 mg/L) fue insuficiente para reducir de
un modo significativo la disponibilidad del oxígeno libre durante la fermentación alcohólica.
Por otro lado, los datos mostraron que el tanino, especialmente en presencia de SO2,
incrementó la concentración de los ésteres etílicos C12-C16 (Tabla III.4), gracias al rápido
descenso del oxígeno debido a la capacidad del tanino de capturar radicales libres que derivan
del oxígeno molecular (Bosso y col., 2001). Por tanto, la capacidad antioxidante del tanino es
por tanto superior a la del SO2.
En lo que concierne a los acetatos, pudo observarse una influencia positiva de la cepa
1042 en el acetato de etilo, a diferencia del acetato de 2-feniletilo, que tuvo una concentración
superior en vinos elaborados con la cepa 333. Estos datos están en concordancia con los
obtenidos por Daudt y col. (1973), sobre el uso de diferentes cepas de levaduras en la
producción de acetatos.
III.3.2.3. Ácidos
Las cantidades totales de ácidos (Tabla III.5) siguieron la misma tendencia que los
correspondientes ésteres etílicos de ácidos grasos como consecuencia de sus rutas
biosintéticas comunes que consiguen la producción de ácidos grasos insaturados de cadena
larga (Soumalainen y col., 1979). En particular, los MCFA (ácidos octanoico, decanoico,
dodecanoico y tetradecanoico) estuvieron directamente correlacionados para la cepa 333.
Además, los ácidos hexanoico, octanoico y decanoico se encontraron influenciados
positivamente por la presencia de lisozima. Por otro lado, la cepa 1042 estuvo relacionada con
las cantidades superiores de ácido acético, butanoico e isovalérico. Para este grupo de
465
Tabla III.5. Concentración (mg/L) de ácidos en los vinos y la contribución de cada factor en su producción mediante el análisis de regresión múltiple.
cepa 333
liso
liso+ tan
coeficientes
de regresión(1)
cepa 1042
SO2 + tan
SO2
liso
liso+tan
SO2
SO2 + tan
cepa
liso
ácido acético
3,07 ± 0,40
AB
3,99 ± 0,18
AB
1,85 ± 0,91
A
1,97 ± 0,12
A
3,92 ± 0,72
AB
6,06 ± 2,91
B
10,6 ± 1,30
C
10,5 ± 0,83
C
ácido propanoico
0,64 ± 0,09
AB
0,98 ± 0,59
BC
0,31 ± 0,06
A
0,63 ± 0,26
AB
2,20 ± 0,77
C
0,49 ± 0,13
A
0,61 ± 0,22
AB
1,76 ± 0,67
BC
ácido isobutírico
1,71 ± 0,17
C
2,30 ± 0,31
D
0,80 ± 0,25
AB
0,32 ± 0,20
A
1,05 ± 0,22
BC
1,35 ± 0,07
BC
1,57 ± 0,09
BC
1,27 ± 0,07
BC
ácido butanoico
0,38 ± 0,04
AB
0,61 ± 0,04
B
0,32 ± 0,08
A
0,54 ± 0,11
AB
0,58 ± 0,03
AB
0,62 ± 0,09
B
0,63 ± 0,10
B
0,53 ± 0,20
AB
0,398
ácido isovalérico
0,33 ± 0,05
A
0,51 ± 0,19
A
0,82 ± 0,39
AB
0,75 ± 0,04
AB
0,77 ± 0,08
AB
1,20 ± 0,10
B
1,05 ± 0,10
B
1,10 ± 0,18
B
0,652
ácido hexanoico
4,52 ± 0,37
C
4,11 ± 0,41
BC
2,89 ± 0,34
A
2,75 ± 0,34
A
4,61 ± 1,27
C
3,80 ± 0,27
BC
2,07 ± 0,42
A
2,30 ± 0,15
A
ácido octanoico
8,44 ± 0,60
C
8,57 ± 0,92
C
5,52 ± 0,60
AB
5,96 ± 0,26
AB
7,27 ± 3,25
B
6,06 ± 0,24
AB
2,97 ± 1,14
A
4,26 ± 0,31
AB
-0,506
0,691
ácido decanoico
3,25 ± 0,33
B
3,67 ± 0,61
B
2,09 ± 0,75
AB
2,52 ± 0,42
AB
2,06 ± 1,06
AB
1,67 ± 0,16
AB
0,90 ± 0,45
A
1,35 ± 0,19
A
-0,661
0,396
ácido dodecanoico
0,23 ± 0,06
AB
0,29 ± 0,10
B
0,18 ± 0,07
AB
0,20 ± 0,06
AB
0,13 ± 0,04
AB
0,11 ± 0,04
AB
0,10 ± 0,08
A
0,14 ± 0,05
A
-0,480
ácido tetradecanoico
0,03 ± 0,01
1,07 ± 0,89
C
0,96 ± 0,89
C
0,77 ± 0,66
B
0,63 ± 0,34
AB
0,35 ± 0,07
A
0,47 ± 0,12
A
0,36 ± 0,30
A
0,63 ± 0,29
AB
Total ácidos
23,7 ± 3,01
B
26,1 ± 4,26
B
15,6 ± 4,15
A
16,3 ± 2,17
A
23,0 ± 7,50
B
21,9 ± 4,14
B
21,0 ± 4,22
B
22,6 ± 2,97
AB
0,04 ± 0,03
0,02 ± 0,02
0,03 ± 0,01
0,01 ± 0,00
0,02 ± 0,01
Liso.- lisozima; tan.- tanino. En la misma fila, diferentes letras denotas diferencias significativas con p < 0.01
(1)
0,01 ± 0,01
0,02 ± 0,01
tan
0,668
0,544
-0,328
0,870
-0,518
0,358
-0,268
compuestos, la adición de tanino no tuvo ninguna influencia significativa.
Los ácidos grasos contribuyen al flavor fresco del vino, aunque su exceso puede
provocar defectos en el aroma, y modificar la percepción de otras sensaciones gustativas
(Ribéreau-Gayon y col., 2007). La concentración total de ácidos grasos en los vinos objeto de
estudio se situó sobre 15-25 mg/L, cuyo valor no afectó de manera perjudicial al aroma del
vino (Miranda-López y col., 1992).
Para intentar profundizar en los componentes volátiles que principalmente
contribuyeron a caracterizar el vino final, se llevó a cabo el Análisis de Componentes
Principales (Figura III.1).
2.5
D1
D1
2.0
D1
C1
CP-2Root
(21,8
%)
2 (21.8%)
1.5
1.0
6
10
7
9
C1
C1
0.5
0.0
D2
D2
5 11
3
C2
D2 C2
C2
B2
B2B2
-0.5
2
A2
A2
B1
4
12 1
A2
8
B1
B1
A1A1
A1
-1.0
-2.0
-1.5
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0
Root 1(31,2
(31.2%)
CP-1
%)
Figura III.1. Representación en el espacio de los dos componentes principales correspondientes a los
compuestos volátiles de los vinos estudiados. Las siglas correspondientes a los diferentes vinos por
triplicado (representados mediante rombos) están representadas en la Tabla III.1. Los triángulos
representan las variables significativamente diferentes: 1, hexanoato de etilo; 2, octanoato de etilo, 3,
ácido acético; 4, 3-hidroxibutanoato de etilo; 5, 2-furanmetanol; 6, 3-metiltio-1-propanol; 7, 3-etiltio1-propanol; 8, ácido hexanoico; 9, 2-feniletanol; 10, tioacetato de 3-hidroxipropilo; 11, malato de
dietilo; 12, ácido octanoico.
Tres grupos fueron claramente diferenciados en el espacio, formados por los dos
primeros componentes principales (53% de varianza total como suma de ambos
componentes). En la parte más baja situada a la derecha del gráfico, fueron agrupados los
467
Capítulo III. Sustitutos del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos
vinos con adición de lisozima, independientemente de la presencia o ausencia de tanino. Para
dichos vinos, las variables discriminantes fueron el ácido hexanoico y octanoico, junto con los
ésteres etílicos (variables 8, 12, 1 y 2, respectivamente) y el 3-hidroxibutanoato de etilo
(variable 4), con una concentración significativamente superior en comparación con los vinos
con adición de SO2.
Un segundo grupo incluye los seis vinos con adición de SO2 fermentados con la cepa
1042 (en la parte inferior izquierda del gráfico), que se caracterizaron por una mayor
concentración de los compuestos 2-furanmetanol, malato de dietilo y ácido acético
(compuestos 5, 11 y 3, respectivamente). Finalmente, para los vinos con adición de SO2
elaborados con la cepa 333, las variables discriminantes fueron los alcoholes sulfúricos 3metiltio-1-propanol y 3-etiltio-1-propanol (variables 6 y 7), junto con el 2-feniletanol y
tioacetato de 3-hidroxipropilo (variables 9 y 10, respectivamente), con una concentración
significativamente superior en dichos vinos.
III.3.3. EVALUACIÓN SENSORIAL
El análisis sensorial descriptivo muestra que las dos cepas de levadura utilizadas en las
fermentaciones contribuyen de manera diferente en el perfil sensorial de los vinos obtenidos.
En particular, valores superiores en los atributos afrutado, plátano y fruta tropical
fueron atribuidos por los catadores en los vinos fermentados con la cepa 1042 (Figura III.2).
En los vinos elaborados con la cepa 333, mayores intensidades en los atributos floral,
afrutado, fruta tropical y plátano fueron obtenidos con las muestras fermentadas en presencia
de lisozima.
Respecto al atributo de cítricos, las dos cepas mostraron un comportamiento diferente
en función del protocolo enológico llevado a cabo. Así, en muestras fermentadas con la
levadura 1042, este atributo se vio incrementado con la adición de lisozima, mientras que en
las muestras fermentadas con la cepa 333 sufrió una atenuación.
En lo que concierne con el uso de tanino enológico, influyó de manera positiva en el
atributo cítrico para los vinos elaborados con ambas cepas de levadura. Sin embargo, afectó
negativamente a los atributos afrutado y plátano en el caso de los vinos fermentados con la
468
cepa 1042, contrariamente a los vinos elaborados con la cepa 333. El atributo de fruta tropical
se vio incrementado con la adición conjunta de tanino y lisozima, hecho que no fue observado
en el caso de las muestras con adición de SO2 para ambas cepas utilizadas.
Cítricos
a
Astringencia
6
5
4
3
2
1
0
Plátano
Floral
Afrutado
Fruta tropical
SO2+tanino
2
lisozima+tanino
SO2
2
lisozima
Cítricos
b
Astringencia
6
5
4
3
2
1
0
Plátano
Floral
Afrutado
Fruta tropical
SO2+tanino
2
lisozima+tanino
SO2
2
lisozima
Figura III.2. Diagrama en tela de araña resultante del análisis sensorial descriptivo para los vinos
elaborados con la cepa 333 (a) y 1042 (b).
469
III.4. CONCLUSIONES
La composición volátil de los vinos se vio afectada en gran medida por los diferentes
protocolos de vinificación y por la cepa de levadura utilizada. De manera particular, el efecto
producido por la sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima en la elaboración de vinos
blancos estuvo encaminado principalmente hacia un incremento en la concentración de los
ésteres etílicos y los ácidos de los que derivan, así como a una atenuación de los alcoholes
alifáticos. El tanino añadido de manera externa a los vinos poseía una capacidad antioxidante
superior a la del anhídrido sulfuroso, afectando de manera positiva en la fracción de ésteres
etílicos de los vinos blancos.
La adición de lisozima a los vinos fermentados, de manera independiente a la cepa de
levadura utilizada, produjo una mejora en el perfil sensorial de los mismos, traducido en un
incremento de los atributos floral, fruta tropical, afrutado y plátano, y favorecidos
positivamente por la adición externa de tanino enológico, sobre todo en los vinos elaborados
con la cepa 333 en los dos últimos atributos. Se observó una controversia en el atributo
cítricos, el cuál se vio favorecido positivamente por la adición de lisozima y, aún más con
tanino enológico, en los vinos fermentados con la cepa 1042.
La adición de lisozima y taninos enológicos durante la vinificación de los vinos
blancos supuso una alternativa al uso del anhídrido sulfuroso, cuyo exceso podría ser
perjudicial para la salud humana. De este modo, la adición de lisozima a los vinos blancos
supuso la posibilidad de estandarización del perfil aromático de los vinos, de manera
independiente a la cepa de levadura utilizada, traducido en un incremento en la concentración
de ésteres C6 y C8 y ácidos, así como una menor concentración de alcoholes sulfúricos y
menor concentración de ácido acético, cuyo exceso es indeseable.
470
III.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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475
GENERAL CONCLUSIONS
General conclusions
GENERAL CONCLUSIONS
1. Independently of grape variety, elaboration method and vintage year, the
hyperoxygenation method applied to white grape musts produces a decrease of the
phenolic compounds concentration in their respective wines, especially in the case of
hydroxycinnamic acids derivatives. Independently of grape variety, wines made from
hyperoxygenated musts evolve to a lesser extent in relation to phenolic compounds
and colour during the storage, giving rise to wines with a higher chromatic stability.
2. Generally, the hyperoxygenation treatment produced an improvement in the aromatic
profile of wines made from hyperoxygenated musts, because of a more vigorous
fermentation as a consequence of the external oxygen addition to must. The joint use
of maceration and hyperoxygenation winemaking techniques produces a slight
increase in the aromatic quality of wines as well as colour stabilization, the latter being
more intense and showing more yellowish tonality.
3. Sensory profile of wines made from hyperoxygenated musts reached higher scores
when they were submitted to sensory evaluation in almost all the studied attributes.
These attributes reached even slightly higher scores for wines made by the joint use of
maceration and hyperoxygenation.
4. Hyperoxygenation treatment applied to white grape musts generally gives rise to more
stable wines over the time in relation to polyphenolic profile. It also induces an
improvement in the aromatic quality. Thus, the resulting wines show higher fruity
perceptions and lower astringency and bitterness.
5. The microoxygenation technique applied to red wines has a deep influence in the
polyphenolic
fraction
of
monomer
anthocyanins,
pyranoanthocyanins
and
anthocyanin-ethyl-flavan-3-ol pigments. Their evolution, which strongly depends on
the used grape variety, was directly related to the stability of red wines colour.
479
General conclusions
6. The observed differences between control and microoxygenated wines with regards to
monomer
anthocyanins,
pyranoanthocyanins
and
anthocyanin-ethyl-flavan-3-ol
pigments contents, are maintained after the completion of malolactic fermentation
during the storage time and also after the treatment with non-toasted American oak
wood chips, for every studied single-variety wine.
7. Microoxygenation do not produce significant effects in the aromatic profile of red
wines, although some variations are observed depending upon the grape variety; a
similar behaviour is shown with regards to the effect of non-toasted American oak
wood chips. The storage of microoxygenated wines produce looses in terpens, esters
and C6 alcohols.
8. The application of microoxygenation to red wines produces a decrease in the
herbaceous character and higher aroma quality and complexity. On the other hand, the
addition of non-toasted American oak wood chips to microoxygenated wines produces
a drop in the appreciation of the characteristic attributes of wood.
9. The exerted microoxygenation effects on red wines highly depend on the used grape
variety. Generally, colour stabilization in red wines is produced without a negative
effect on the volatile compounds profile. This provides wines with particular sensory
characteristics.
10. The addition of lysozyme and oenological tannins during alcoholic fermentation could
represent a promising alternative to the use of sulphur dioxide and a reliable starting
point for the production of SO2-free wines. Wines produced in this way had a distinct
sensory impact when compared to conventional production of wine from musts with
sulphite addition.
480

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