Fusariosis de la piña - Comité Estatal de Sanidad Vegetal de Sonora

Transcripción

SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD,
INOCUIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA
Dirección General de Sanidad Vegetal
FUSARIOSIS DE LA PIÑA
Fusarium guttiforme Nirenberg & O Donnell
Ficha Técnica No. 39
Fotografías: OIRSA, Comité Estatal de Sanidad Vegetal de
Quintana Roo, Ventura y Zambolim.
ISBN: 978-607-715-143-2
Área: Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
Código EPPO: S/Código
Fecha de actualización: Marzo 2016
Soporte Científico. Dr. Gustavo Mora Aguilera. Colegio de Postgraduados, Laboratorio Nacional de Referencia Epidemiológica Fitosanitaria.
Responsable Técnico: MC. Héctor Gpe. Valencia Morales (Análisis Epidemiológico Fitosanitario)
Comentarios y/o sugerencias enviar correo a: [email protected]
Pág. 1
Contenido
IDENTIDAD................................................................................
Nombre........................................................................................
Sinonimia…………………………………………………………….
Clasificación taxonómica............................................................
Nombre común................................................................…….....
Categoría reglamentaria.............................................................
Situación de la plaga en México.................................................
IMPORTANCIA ECONÓMICA DE LA PLAGA………….....….
Impacto económico de la plaga…………………………………….
Riesgo fitosanitario.…………………………………………………
DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DE LA PLAGA……………...
HOSPEDANTES...................................................………………
Distribución nacional de hospedantes.......................................
ASPECTOS BIOLÓGICOS.........................................................
Ciclo biologico…............................................................................
Descripción morfológica..............................................................
Síntomas......................................................................................
ASPECTOS EPIDEMIOLÓGICOS............................................
Sobrevivencia ………………………………………………………..
Dispersión…………………………………..………………………...
Multiplicación ………………………………………………………..
Método de diagnóstico ………………………………………………
MEDIDAS FITOSANITARIAS ................................................
Esquema de Vigilancia ……..……………………………………..
Epidemiología fitosanitaria ……………………………………….
Método de muestreo …………………………………………………
Alerta fitosanitaria……………………………………..………......
Erradiacción ………………………………………………………….
Protección………………………………………………………….….
BIBLIOGRAFÍA………………………………………………….…..
Pág. 2
3
3
3
3
3
3
3
3
3
4
4
4
4
5
5
7
9
11
11
11
14
14
15
15
15
16
16
17
20
23
IDENTIDAD
Fusarium guttiforme es una plaga ausente
Nombre
en México: no hay registros de la plaga.
O´Donnell.
IMPORTANCIA ECONÓMICA
DE LA PLAGA
Fusarium guttiforme Nirenberg &
Sinonimia
Fusarium subglutinans f. sp. ananas
Impacto económico de la plaga
Clasificación taxonómica
F. guttiforme es considerada la mayor
Phylum: Fungi
Clase: Ascomycota
Orden: Hypocreales
Familia: Nectriaceae
Género: Fusarium
Especie: Fusarium guttiforme
Nombre Común
Nombre común
Español
Fusariosis de la piña
Inglés
Fusariosis of the pineaple
Francés
Fusariose do Abacaxi
Categoría reglamentaria
De acuerdo a la Norma Internacional para
Medidas (NIM) No. 5, Glosario de términos
fitosanitarios, cumple con la definición de
plaga cuarentenaria, ya que se encuentra
ausente en el país y puede potencialmente
causar pérdidas económicas en cultivos
hospedantes.
Situación de la plaga en México
Según la (NIMF) No. 8, Determinación de la
situación de una plaga en un área,
amenaza para el cultivo de piña, debido a
la susceptibilidad que presentan las
principales variedades de exportación
empleadas. Esta enfermedad afecta la
fruta y sobrevive en los hijuelos, rebrotes,
coronas y residuos vegetales que se
infectaron durante el ciclo de cultivo (Del
Monte, 2012).
En Brasil, esta plaga se distingue por la
frecuencia con que se produce y el daño
grave causado en las principales zonas
productoras. Las pérdidas son variables y
pueden llegar a más del 80% si la
fructificación se produce durante la
temporada de lluvias (Araújo et al., 2006;
Incaper, 2010; Ventura, 2012).
Adicionalmente, existen otros factores
abióticos de alta inductividad como el tipo
y textura del suelo, fertilización y humedad
en suelo que tienen un efecto aditivo al
potencial de impacto de F. guttiforme
(Ventura, 2012).
Aunque la plaga no está presente en México,
la importancia radica en que existe una
superficie sembrada de piña de 37, 200ha
Pág. 3
ha, de las cuales se cosechan 17, 858.08 con
producción de 771, 941.85 Ton, con valor de
producción de 2, 472.36 millones de pesos
(SIAP, 2016) (Cuadro 1).
Riesgo fitosanitario
El riesgo fitosanitario que F. guttiforme
representa para México radica en la
importancia económica del cultivo de piña y
a la capacidad destructiva y de dispersión
del patógeno. Además, la eventual
entrada, establecimiento y dispersión de la
plaga ocasionaría severas restricciones en la
comercialización nacional e internacional de
dicho fruto.
DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DE
LA PLAGA
La fusariosis de la piña se encuentra
distribuida en países como: Brasil,
Argentina, Paraguay, Bolivia, Chile y
Uruguay, siendo Brasil donde se reportó por
primera vez (Figura 1) (OIRSA, 2014).
HOSPEDANTES
F. guttiforme es una especie monofaga
específica del cultivo de piña Ananas
comosus (L.) Merr., 1917; (= Ananas sativus
Schult. et Schult. f., 1830) (Ventura, 2012;
CONABIO, 2013).
Cuadro 1. Estados productores de piña
en México. Ciclo agrícola: 2014
Veracruz
Superficie
sembrada
(ha)
31,993.00
1,894.90
Oaxaca
1,810.00
229.86
Tabasco
1,389
105.33
Nayarit
1,365.58
128.25
Jalisco
477
201.18
Quintana Roo
360
53.07
Chiapas
351
40.91
Colima
323
102.43
Guerrero
45
1.67
Campeche
28.5
3.24
México
12.5
0.36
Tamaulipas
9.5
0.76
Total
38,164.08
2,761.95
Estados
Valor de producción
(millones de pesos)
Distribución nacional de hospedantes
Actualmente, la piña se cultiva en 12
estados de la República Mexicana; sin
embargo, sólo 3 representan el 92 % de la
superficie cultivada, los cuales son
Veracruz, Oaxaca y Tabasco, siendo el
estado de Veracruz el de mayor importancia
por cultivar el 83 % de la superficie de piña
(Figura 2) (SIAP, 2016)
Fuente: SIAP, 2016.
Pág. 4
Figura 1. Distribución geográfica de Fusarium guttiforme. Créditos: DGSV-SENASICA, 2016 .
ASPECTOS BIOLÓGICOS
Ciclo biológico
F. guttiforme puede atacar todas las partes
de las plantas de piña, principalmente el
tallo, hijuelos y frutos causando la muerte
del tejido colonizado por el hongo y
generando una exudación gomosa (Ventura
y Zambolim, 2002; OIRSA, 2010).
En la Figura 3 se ilustra cómo el patógeno
a través de la esporulación en los tejidos
infectados puede infectar y afectar la
planta entera, fruta, corona e hijuelos,
además de subsistir en los retoños
infectados cuando están adheridos a la
planta madre. El material infectado de la
plantación es la principal vía de
dispersión a nuevos campos (Ventura y
zambolim, 2002; Oirsa, 2010)..
Pág. 5
PVEF-CNRF-DGSV-SENASICA
DERECHOS RESERVADOS
2016
Figura 2. Distribución del cultivo de piña en México. Créditos: DGSV-SNASICA, 2016.
Los cultivos abandonados son también una
importante fuente de inóculo (Ventura y
zambolim, 2002; Oirsa, 2010).
Las flores son la principal vía de entrada
para la infección, el hongo también puede
entrar a través de lesiones por insectos, en
particular las ocasionadas por “la tecla”,
mariposa del fruto o barrenador de la piña,
Strymon megarus o S. basilides, la cual
coloca los huevos en la inflorescencia de la
planta, los cuales al eclosionar producen
larvas que penetran formando galerías, que
se constituyen en puntos de introducción del
patógeno. Otras formas de ingreso son
ocasionadas por daños mecánicos de
trabajadores y maquinaria (PHAU, 2008).
F. guttiforme no sobrevive en el suelo y
residuos infectados por un período mayor a
10 meses, por lo que el suelo infectado no se
considera como la principal fuente de
inóculo (PHAU, 2008).
Pág. 6
Descripción morfológica
Las colonias de F. guttiforme crecidas en
PDA muestran una velocidad de crecimiento
micelial promedio de 5.2 mm/día a 20 ºC. El
color del micelio aéreo es casi blanco,
posteriormente, en ocasiones se tiñe grisvioleta por el sustrato. La pigmentación es
reversible de gris oscuro a naranja-violeta.
No presenta esclerocios. La esporulación
inicia a partir del micelio aéreo, los conidios
se encuentran agregados en falsas
cabezuelas (Figura 4 E-F). No se observan
esporodoquios (Nirenberg y O´Donnell,
1998; Leslie y Summerell, 2008).
En algunos aislamientos se encuentra un
olor ligeramente afrutado. Los conidióforos
del micelio aéreo son erectos o postrados, y
las ramificaciones terminan principalmente
en 1 o 2 fiálides. Las fiálides del micelio
aéreo son cilíndricas, presenta monofiálides
pero en mayoría son polifiálides, sobre los
30 µm de largo y 3.0 µm de ancho (Figura
3 E-F) (Nirenberg y O´Donnell, 1998;
Leslie y Summerell, 2008).
Los conidios nacen del micelio aéreo ovoide,
principalmente sin septos y en algunos
casos muestran 1 septo (Figura 4 C-D).
(Nirenberg y O´Donnell; 1998; Leslie y
Summerell, 2008).
concentricum y Fusarium circinatum en la
forma de los conidios del micelio aéreo, pero
F. guttiforme posee conidios de mayor
tamaño.
Otras
características
que
diferencian a F. concentricum de F.
guttiforme, es que este último produce
conidióforos muy ramificados con muchas
polifialides (Nirenberg and O´Donnell,
1998; Leslie and Summerell, 2008).
Por lo anterior, F. guttiforme tiene mayor
similitud con Fusarium subglutinans pero
ésta última tiene pocas aberturas
conidiógenas y un porcentaje mucho mayor
de conidios fusiformes y septados en el
micelio aéreo (Nirenberg y O´Donnell,
1998; Leslie y Summerell, 2008).
Adicionalmente, Jaccobs et al., (2010),
analizaron aislados de Sudáfrica y Brasil
para determinar si era la misma especie de
fusariosis de la piña, encontrando que la
especie de Sudáfrica es Fusarium ananatum
(Figura 5).
F. guttiforme a diferencia de otras especies
no produce clamidosporas (Nirenberg y O´
Donnell, 1998; Leslie y Summerell, 2008).
Fusarium guttiforme es similar a Fusarium
Pág. 7
Figura 3. Ciclo biológico de la fusariosis de la piña (F. guttiforme) Créditos: Ventura y Zambolim, 2002.
Pág. 8
Figura 4. A-B) Macroconidios de tres septos. C-D) Microconidios sin septos y con un septo. E-F) Microconidios en conidióforos
ramificados con polifialides, Créditos. Lesli and Summerell, 2008 .
Macroconidios
Esporodoquios: Son de color naranja
cuando se forman, no son comunes.
Morfología general: paredes delgadas y
rectas ligeramente curvadas (Figura 4 AB).
Gibberella
fujikuroi.
Presenta
generalmente 3 septos (Figura 4 A-B).
Microconidios
Forma/tabicación: obovoide, por lo
general no muestran septos; en
algunos casos se puede presentar un
septo (Figura 4 C-D).
Micelio
aéreo: presentación con
falsas cabezuelas (Figura 4 E-F).
Síntomas
Los síntomas de la fusariosis de la piña
se pueden presentar en toda la planta; se
caracterizan por la exudación de goma
viscosa (almidón), la cual es una
degeneración
de
las
células
Pág. 9
parenquimatosas y puede aparecer en las
plantas y frutos (figura 6A) exudándose a
través de heridas y aberturas (Miontilla et
al, 1997; Ventura y Zambolim, 2002;
PHAU, 2008).
Figura 5. Comparación de morfología de colonias de F. guttiforme y F. ananatum. Créditos: Jacobs et al., 2010.
Pág. 10
En el fruto, la exudación ocurre
principalmente a través de la cavidad
floral, esto ocasiona que la calidad de la
fruta no cumpla los estándares de
comercialización. Otro síntoma es la
disminución de tamaño del fruto, debido
al agotamiento de los tejidos internos, los
cuales exhiben un color rojizo, propio de
las infecciones por Fusarium spp. El fruto
puede estar parcial o totalmente afectado
y adquirir en la etapa final de la
enfermedad, un aspecto momificado,
además se observa un crecimiento rosado
que corresponde al hongo (Montilla et al.,
1997; Ventura y Zambolim, 2002).
1997; Ventura a Zambolim, 2002).
ASPECTOS EPIDEMIOLÓGICOS
Sobrevivencia
F. guttiforme sobrevive principalmente en
suelo y residuos vegetales por un período
no mayor a 10 meses (PHAU, 2008; OIRSA,
2010).
Dispersión
Una vez que la plaga se ha establecido en un
área, la dispersión ocurre rápidamente por
F. guttiforme induce otros síntomas viento, lluvia, insectos y principalmente por
característicos en follaje, tallo y raíz. En el transporte de material vegetativo (OIRSA,
follaje (Figura 6B), es común observar 2010).
amarillamientos que posteriormente se
observan como marchitez de plantas, Generalmente, la dispersión de F. guttiforme
probablemente
como
efecto
de
la es por medio de los propágalos o esporas en
obstrucción de haces vasculares en plantas el aire; otros medios los constituyen los
materiales de siembra (semilla infectada);
enfermas.
transporte de desechos contaminados;
agentes biológicos (personas e insectos);
Cuando las infecciones del hongo ocurren
lluvia y maquinaria. Es importante resaltar
en etapas iniciales de la plantación puede
que no deben ser utilizados” los retoños o
observarse achaparramiento y muerte de
brotes
como
material
de
siembra
plantas (Ventura y Zambolin, 2002).
provenientes de áreas con alta incidencia de
la enfermedad, ya que la semilla es
En La plantación puede observarse En
asintomática en la fase inicial de la infección
tallos y raíz se observa una coloración
y no puede ser identificada durante la
parda-violácea que finalmente llega hasta
selección del material de propagación (Matos
una pudrición acuosa (Figura 6C). Es
et al., 2009; OIRSA,
común que las lesiones que ocurren en la
2010).
parte basal del tallo también manifiesten
una pudrición gomosa (Montilla et al.,
Pág. 11
Las plantaciones abandonadas son también
Existen reportes que mencionan a las flores
como principal vía de entrada para la
infección; el hongo también entra a través
de lesiones causadas por insectos, en
particular las ocasionadas por “la tecla”,
Strymon megarus o S. basilides. (Matos et
al., 2009; OIRSA, 2010).
Las condiciones ambientales juegan un
papel importante en la incidencia de la
fusariosis
de
la
piña,
favorecida
principalmente por los períodos de lluvias y
fríos durante la floración. El monocultivo de
piña en superficies compactas y la
sobreproducción en varias épocas del año,
constituyen un factor importante de
dispersión de la plaga. Otro medio es la
producción de piña escalonada en
diferentes etapas fenológicas en una misma
área, la cual contribuye al incremento en la
carga de inóculo (Matos et al., 2009).
importante fuente de inóculo (PHAU,
2008).
Matos et al., (2009), realizaron monitoreo
de la fusariosis de la piña en 26 unidades
productivas de piña del estado de
Tocantins, Brasil, evaluando durante la
fase de crecimiento vegetativo del cultivo.
La incidencia de plantas enfermas mostró
un
comportamiento
similar
con
incrementos graduales en los primeros 6
meses, llegando hasta 26 % en algunas
unidades productivas (Figura 7).
Pág. 12
Figura 6. A) Gomosis y pudrición en frutos; B) Amarillamiento, marchitéz, achaparramiento y muerte de plantas de piña; C)
Pudrición de tallo y raíz .
Pág. 13
pared delgada que son alargados y
Multiplicación
ligeramente curvos. Los microconidios se
encuentran en el micelio aéreo en falsas
La fusariosis de la piña es inducida por el cabezuelas de monofiálides y polifiálides. No
hongo F. guttiforme (fase asexual); sin presentan
clamidósporas
(Leslie
y
embargo este hongo aparentemente en la summerell, 2008).
fase sexual se encuentra dentro de un
complejo de especies de Gibberella fujikuroi Papa Dextrosa Agar (PDA): este medio de
(GGC) pero no ha sido encontrado asociado a cultivo está hecho a base de papa. Se produce
fusariosis de la piña (Pfenning, 2010).
micelio blanco que se torna gris hasta
púrpura con el tiempo. Se observan
pigmentos de naranja a violeta (Nirenberg y
Métodos de diagnóstico
O´Donnell, 1998; Leslie y Summerell,
Identificación morfológica
2008).
Para el aislamiento de Fusarium spp., se
coloca material infectado en cajas Petri con
medio de cultivo Papa Dex- trosa Agar
(PDA), las cajas Petri se incuban a 20-25 °C,
y requieren revisarse periódicamente para
reaislar únicamente colonias típicas de
Fusarium en cajas Petri con PDA, donde,
después de 5 días se realiza la identificación
taxonómica con base en las claves específicas
del género Fusarium como las de Nelson et
al., (1983), Burgess et al., (1994), Leslie y
Summerell (2008).
Para la identificación se utilizan dos medios
de cultivos: Carnation Leaf Agar (CLA): por
sus siglas en inglés, este medio de cultivo
está hecho a base de hojas de clavel y permite
el crecimiento de algunas estructuras no
observadas en otros medios de cultivo como
PDA.
En
ocasiones
produce
pocos
esporodoquios; comúnmente no están
presentes, pero cuando los produce son de
color naranja. Contiene macroconidios de
Identificación molecular
Se requiere tener el cultivo puro del hongo a
identificar; posteriormente se realiza
extracción de ADN con base en el protocolo
de Jacobs et al., (2010). Se pueden utilizar
diferentes análisis moleculares como
análisis filogenéticos, AFLP, estudios VCG,
marcadores morfológicos (Pfenning, 2010;
Jacobs et al., 2010).
En las técnicas de diagnóstico mencionadas
se requiere tener cautela con los resultados
y ser validados, ya que se ha mencionado la
alta similitud con otras especies de
Fusarium, como el caso de Fusarium
ananatum,
especie
encontrada
en
Sudáfrica que se diferencia a nivel de
genes de histonas H3 (Jacobs et al., 2010).
Este mismo autor menciona que la
identificación morfológica también puede
ser utilizada con fines de diagnóstico.
Pág. 14
Figura 7. Incidencia de plantas enfermas de fusariosis de la piña en Tocantins, Brasil, 2009.
Créditos: Matos et al., 2009.
MEDIDAS FITOSANITARIAS
Esquema de Vigilancia
Epidemiológica Fitosanitaria
Debido al riesgo de introducción de F.
guttiforme en México, existe el Programa de
Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
(PVEF) en los estados de Campeche, Colima,
Jalisco Nayarit, Oaxaca, Quintana Roo,
Tabasco y Veracruz (Figura 8). Mediante
acciones de exploración se ha permitido
supervisar el estatus actual de Ausente
(SIRVEF, 2016).
Área de exploración. La exploración se lleva
a cabo en las principales zonas productoras
de piña y en cultivos abandonados por ser
considerados una de las principales fuentes
de inóculo de esta enfermedad; el recorrido
será guarda griega como se muestra en la
Figura 9. Se observarán 25 plantas dentro
del área, de preferencia los bordes y el
centro.
Pág. 15
Considerando que en México se cultivan
principalmente Cayena Lisa (65 %), MD2 (30
%) y criollas (5 %), se deberá dar prioridad a
MD2 y en segundo lugar a Cayena Lisa por
el grado de susceptibilidad.
Se utilizará la metodología de guarda griega
haciendo recorridos en toda la plantación; en
caso de no detectar síntomas de la
enfermedad a simple vista, se seleccionaran
de manera aleatoria 40 plantas por hectárea,
las cuales serán inspeccionadas en busca de
sintomatología sospechosa a la fusariosis de
la piña.
pudrición. Inspeccionando de manera inicial
la base del fruto, debido a que las aberturas
de las flores son las principales y en la
mayoría las primeras áreas de inoculación de
la planta. Para la inspección se tomará como
referencia la guía de síntomas y signos de la
enfermedad.
Métodos de muestreo
En caso de detectar plantas con
sintomatología sospechosa a la fusariosis de
la piña, se procederá a la toma de muestra de
la siguiente manera: se tomará evidencia
fotográfica de los síntomas sospechosos y
daños ocasionados en el hospedante. Se
En caso que durante el recorrido se detecten extraerá el fruto, corona, tallos, flores e
daños sospechosos a la fusariosis de la piña hijuelos (Figura 10) y se enviarán al
o plantas con daños mecánicos ocasionados laboratorio de diagnóstico.
por insectos o labores culturales, la selección
de las plantas a inspeccionar será dirigida.
Cada sitio de muestreo deberá ser
georreferenciado y registrado en el formato
Cabe señalar que cuando el lote a explorar correspondiente; además, la(s) planta(s) de
sea mayor a 5 ha, se deberá subdividir en donde se obtengan las muestras deberán ser
secciones o lotes de máximo 5 ha. Por lo que marcadas con una cinta roja amarrada a la
en el registro de bitácoras se deberá reportar planta según corresponda.
una coordenada geográfica por cada sección
o lote explorado, de tal manera que no habrá Alerta fitosanitaria
registros de áreas mayores a las 5 ha
exploradas.
En adición a las acciones del Programa de
Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria
Para la inspección de cada planta se utilizará para la detección oportuna de focos, la DGSV
la siguiente metodología:
ha puesto a disposición la comunicación
pública mediante el teléfono (01)-800-98-79De la planta seleccionada se inspeccionará 879
y
el
correo
electrónico
de manera visual toda la planta (fruto, [email protected].
rebrote, tallo, corona) en búsqueda de
exudaciones gomosas y síntomas de
Pág. 16
Erradicación
el crecimiento vegetativo y que han sido
diagnosticadas como positivas a F.
Matos y Cabral (2005), recomiendan la guttiforme.
eliminación de residuos de cultivos,
especialmente en aquellas plantaciones Sin embargo, esta acción de manejo sólo será
donde la incidencia de la fusariosis de piña exitosa con detecciones oportunas y cuando
fue alta. Esta acción se complementa con la no haya un patrón de dispersión de la plaga
erradicación de todas las plantas que que sugiera periodicidad de la infección y
expresan los síntomas de fusariosis durante cierto establecimiento de la plaga.
Pág. 17
Figura 8. Estados bajo Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria 2016
Créditos: DGSV-SENASICA, 2016 .
Pág. 18
Figura 9. Sistema de muestreo en guarda griega para vigilancia de la fusariosis de la piña. Créditos: Juárez, M.; SINAVEF,
2012.
Figura 10. Muestreo de síntomas putativos a fusariosis de la piña por técnicos del PVEF del estado de Q. Roo. Créditos:
Comité Estatal de Sanidad Vegetal de Quintana Roo .
Pág. 19
Protección
Control cultural
Se recomienda utilizar material de
propagación sano para el establecimiento de
nuevas plantaciones, promoviendo así la
reducción del inóculo primario. Plántulas
sanas se pueden obtener por la técnica de
aislamiento de vástago. Otra alternativa
consiste en la compra de las plántulas
sembradas donde la incidencia de Fusarium
en las frutas no superó el 1 %. Se recomienda
comprobar el origen de las plantas semillero
antes de la siembra, con el fin d eliminar
aquellas con síntomas externos de fusariosis.
Otra ventaja de esta práctica es la
separación de los cortes por tamaño, lo que
permite que la siembra de parcelas sea
uniforme, facilitando la inducción floral.
Otra medida importante en control de F.
guttiforme es la eliminación de los residuos
de cultivos, especialmente de aquellas
plantaciones donde la incidencia de
enfermedad fue alta. Esta acción se
complementa con la erradicación de todas las
plantas que expresan los síntomas de
fusariosis durante el crecimiento vegetativo
(Matos y Cabral, 2005).
Control genético
La resistencia genética es la estrategia de
manejo más eficiente, económica y
sustentable por la disminución de impacto
ambiental. En el caso del cultivo de la piña
es una estrategia premisoria por el gran
número de variedades que existen (Matos y
Cabral, 2005).
En Brasil desarrollaron la variedad
“Vitória” resistente a fusariosis, la cual
adicionalmente
presenta
otras
características agronómicas de producción
deseables, en comparación a otras
variedades como Pérola y Smooth Cayenne
(Cuadro 2) (Incaper, 2010; Ventura, 2012).
Adicionalmente, se obtuvo el cultivar
“Imperial” el cual es un híbrido de Pérola y
Smooth Cayenne que, adicional a la
resistencia a fusariosis, presenta frutos de
pulpa amarilla, alto contenido de azucares
y excelente sabor en análisis sensoriales
(Matos y Cabral, 2005).
Control Biológico
Se han probado extractos vegetales para el
control de F. guttiforme como el barbatimao
(Stryphnodendron barbadetiman), anacardo
(Anacardium occidentale), ajo (Allium
sativum) y jengibre (Zingiber officinale), los
cuales mostraron su efecto al inhibir el
crecimiento del hongo
en
laboratorio.
Adicionalmente,
fueron
probados
en
experimentos de campo. Dichos extractos se
aplicaron en sustitución de fungicidas
durante la apertura de las flores a intervalos
semanales. En la cosecha, los frutos fueron
evaluados para determinar la presencia o
ausencia de fusariosis. Se concluyó que el
barbatimao fue el más efectivo al controlar
de manera similar a una aplicación de
fungicida (7.6 % incidencia) en comparación
con el testigo (30.2 % incidencia) (Araújo et
al., 2006).
Pág. 20
Cuadro 2. Comparación del cultivar Vitória, Pérola y Smooth Cayenne
Características
Fusariosis
Tipo de hoja (espinisencia)
Color de hoja
Longitud de hoja “D” (cm)
Largo de hoja “D” (cm)
Hijuelos por planta (No.)
Peso del fruto c/corona (g)
Peso del fruto s/corona (g)
Peso de la corona (g)
Diámetro medio del fruto (cm)
Diámetro del eje central del fruto (cm)
Forma del fruto
Color de la testa del fruto maduro
Color de la pulpa del fruto
Solidos solubles totales (°Brix)
Acidez titulable (ATT en %)
Vitória
R
Sin espinas
Verde claro
92.8
10.48
4.20
1.557
1.427
131
12
1.2
Cilíndrica
Amarilla
Blanca
15.8
0.8
Control químico
Cultivo
tivares
Pérola
S
Espinoso
Verde oscuro
93.4
9.50
7.40
1.473
1.309
164
11
2.3
Cónica
Blanca
Blanca
13.2
0.5
Smooth Cayene
S
Parcial
Verde oscuro
86.6
10.26
3.70
1.553
1.543
230
13
2.7
Cilíndrica
Amarilla
Amarilla
14
0.7
enlistan en el Cuadro 3.
El control químico es hasta la fecha la
estrategia de mayor uso a nivel mundial
debido a su alta eficiencia si se usa con una
base biológica integral. Para el caso de F.
guttiforme, las aplicaciones deben ser de
carácter preventivo, antes de la inducción
floral para evitar el proceso infectivo del
hongo. Los productos recomendados se
Pág. 21
Cuadro 3. Lista de productos químicos utilizados para el control de F. guttiforme.
Ingrediente
Activo
Presentación
Tiofanato-metílico
Polvo
humectable
Tebuconazol
Clasificación
Tóxico
Ligeramente
Ambiental
Dosis
registrada
Días
14
Grupo
Químico
Producto
muy
peligroso
70100g/100L
Concentrado Medianamente
emulsificable
Producto
muy
peligroso
100mL/100L 14
Triazol
Tebuconazol
emulsificable
Producto
muy
peligroso
100mL/100L 14
Triazol
Tiabendazol
Suspensión
concentrada
Medianamente
Producto
muy
peligroso
750mL/ha
Benzimidazol
Tebuconazol
emulsificable
Producto
muy
peligroso
100mL/100L 14
30
Benzimidazol
Triazol
Créditos: Matos y Cabral, 2005; Traducción: flores, J. 2012. LANREF.
Pág. 22
BIBLIOGRAFÍA
Araújo, CR., de Lacerda, JT, de Oliveira, EF,
Abreu, CS, Barreiro, NM e Soares, DE.
2006. Controle Agroecológico da
Fusariose do Abacaxi com Plantas
Antibióticas. Empresa Estadual de
Pesquisa Agropecuária da Paraíba S/A
(EMEPA).
En
línea:
http://www.emepa.org.br Fecha de
consulta: Febrero de 2015.
Burgess, LW, Summerell, BA, Bullock, S,
Gott, KP and Backhouse, D. 1994.
Laboratory Manual
for Fusarium
Research. 3rd. Ed. Sidney: University
of Sydney.
CIPF. 2006. Convención Internacional de
Protección Fitosanitaria. NIMF no8.
Determinación de la situación de una
plaga en un área. FAO, Roma.
CONABIO. 2013. Comisión Nacional para el
Conocimiento
y
Uso
de
la
Biodiversidad Piña (Ananas comosus).
En línea www.conabio.gob.mx/ Fecha
de consulta: Mayo de 2013.
Del Monte, P. 2012. Fusariosis de la piña,
una amenaza para la región.
Seminario Fusarium
guttiforme.
Enero 24-26. Panamá.
Incaper.
2010.
Abacaxi
‘Vitória’resistentes à fusariose. Incaper: 1 (1)
Enero-Diciembre.
Jacobs, A, Schalk, VP Marasas, WF,
Wingfield, BD, Wingfield, MJ and
Coutinho,TA. 2010.
Fusarium
ananatum sp. nov. in the Gibberella
fujikuroi species complex from
pineapples with fruit rot in South
Africa. Fungal Biology: 114(7): 515527.
Leslie, J.F., and Summerell, BA. 2008. The
Fusarium
Laboratory
Manual.
Blackwell Publishing Asia. Australia.
388 p.
Matos, AP, Cabral, JRS. 2005. Manejo
Integrado de fusariose do abacaxeiro.
Cruz das Almas: Embrapa Mandioca e
Fruticultura Tropical. 2p. (Embrapa
Mandioca e Fruticultura. Abacaxi em
Foco, 32).
Matos, AP, Sanches, NF, Teixeira, FA,
Simão, AH, Gomes, DC e Júnior,
JE.2009. Monitoramento da Fusariose
em Plantios de Abacaxi ‘Perola’
Conduzidos em Sistema de Produção
Integrada no Estado do Tocantins.
Embrapa Mandioca e Fruticultura
Tropical. Cruz das Almas, Brasil. 37 p.
Montilla, BI, Fernández, S, Alcalá, MD and
Gallardo, M. 1997. El cultivo de la
piña
en
Venezuela.
Maracay,
Venezuela.
Fondo
Nacional
de
Investigaciones Agropecuarias. Centro
de Investigaciones Agropecuarias del
Estado de Lara. IICA/CReA/PROCIANDINO/FRUTHEX. 155 p.
Pág. 23
National Pineapple Industry Biosecurity,
Plan Health Australia (PHAU). 2008.
Plan Version 1. Plan Health Australia.
Nelson, PE, Tousson, TA and Marasas, WF.
1983. Fusarium species: an Illustrated
Manual for Identification. Univer- sity
Park,
PA:
Pennsylvania
State
University (Press).
Niremberg, HI and O’Donnell, K. 1998.
New Fusarium species and combinations
within the Gibberella fujikuroi species
complex. Micologia.
OIRSA, 2015. Fusariosis de la piña
(Fusarium guttiforme). En línea:
http://www.oirsa.org/portal/sanidadvegetal/fusariosis-de-la-pinha.html.
Fecha de consulta: Febrero de 2015.
OIRSA, 2010. Reglamentación fitosanitaria
para
la
Importación,
Normas
Regionales en Sanidad Vegetal,
Directrices para la protección contra
Fusarium guttiforme.
Pfenning, LH. 2010. New species and
populations in Fusarium: examples
from the tropics. In Memories: 12th
International Conference on Culture
Collections (ICCC12). Florianópolis,
Brasil.
SINAVEF, 2016. Sistema Integral de
Referencia
para
la
Vigilancia
Epidemiológica.
En
línea:
http:/sinavef.senasica.gob.mx. Fecha
de consulta Febrero de 2016.
SIAP.
2016. Anuarios Estadísticos de
la Producción Agrícola en México.
Secretaría de Agricultura, Ganadería,
Desarrollo
Rural,
Pesca
y
Alimentación.
En
línea:
http://www.siap.gob.mx
Fecha
de
consulta: Febrero de 2016.
Ventura, J.A. 2012. Enfermedades de la
piña (hongos, bacterias y virus).
Seminario Fusarium
guttiforme.
Enero 24-26. Panamá.
Ventura, J.A. e Zambolim, L. 2002.
Controle das Doenças do Abacaxizeiro. In: ZAMBOLIM, L. et al., (ed.).
Controle de doenças de plantas
fruteiras, Viçosa: 1 p. 445-510.
Forma recomendada de citar:
SENASICA. 2016. Fusariosis de la piña
(Fusarium guttiforme Nirenberg & O´
Donnell). Dirección General de Sanidad
Vegetal
Sistema
de
Vigilancia
Epidemiológica Fitosanitaria. Cd. de México.
Ficha. Técnica No. 39. 24 p.
Pág. 24

Fusariosis de la piña - Comité Estatal de Sanidad Vegetal de Sonora

Transcripción

Documentos relacionados

Diapositiva 1 - Comité Estatal de Sanidad Vegetal de Sonora

Maracay, (indique la fecha) Ciudadano: Ing. Tibisay Yanette León