luis fernando cerro temoche - Universidade Federal Fluminense

Transcripción

luis fernando cerro temoche - Universidade Federal Fluminense
1
UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM MEDICINA VETERINÁRIA
ÁREA DE CONCENTRAÇÃO EM CLÍNICA E REPRODUÇÃO ANIMAL
LUIS FERNANDO CERRO TEMOCHE
FREQUÊNCIA DE Toxoplasma gondii (NICOLLE; MANCEAUX,
1909) EM GATOS (Felis catus, Linnaeus 1758) RESIDENTES
EM DUAS ÁREAS DISTINTAS DA AMÉRICA LATINA
NITERÓI
2012
2
LUIS FERNANDO CERRO TEMOCHE
FREQUÊNCIA DE Toxoplasma gondii (NICOLLE; MANCEAUX, 1909) EM GATOS
(Felis catus, Linnaeus 1758) RESIDENTES EM DUAS ÁREAS DISTINTAS DA
AMÉRICA LATINA
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós - Graduação em Medicina Veterinária
da Universidade Federal Fluminense,
como requisito parcial para obtenção do
Grau de Mestre. Área de Concentração:
Clinica e Reprodução Animal.
Orientador: Prof. Dra. NORMA VOLLMER LABARTHE
Niterói
2012
3
LUIS FERNANDO CERRO TEMOCHE
FREQUÊNCIA DE Toxoplasma gondii (NICOLLE; MANCEAUX, 1909) EM GATOS
(Felis catus, Linnaeus 1758) RESIDENTES EM DUAS ÁREAS DISTINTAS DA
AMÉRICA LATINA
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós - Graduação em Medicina Veterinária
da Universidade Federal Fluminense,
como requisito parcial para obtenção do
Grau de Mestre. Área de Concentração:
Clinica e Reprodução Animal.
BANCA EXAMINADORA
___________________________________________
Profª. Drª. Norma Vollmer Labarthe – Orientador
UFF
___________________________________________
Profª. Drª Flavya Mendes-de-Almeida
UFF
___________________________________________
Profª. Drª. Celeste da Silva Freitas de Souza
Instituto Oswaldo Cruz, Fiocruz
Niterói
2012
4
AGRADECIMENTOS
A Deus . Por, simplesmente, tudo.
Dedico aos meus Pais e irmãos - Sua presença, simplesmente, basta. Seus
cuidados e palavras sempre foram essenciais.
Ao minha orientadora, Profª. Drª. Norma Labarthe, por ter confiado em mim, pela
amizade, carinho, paciência e ensinamentos. Por ser hoje mais que uma
orientadora, uma amiga.
A Profª. Drª. Flavya Mendes de Almeida pela oportunidade e disposição em ajudarme prontamente sempre que precisei. Obrigado pela compreensão e atenção.
Drª. Alicia Rubio pela ajuda incondicional durante todas as fases deste trabalho.
Agradeço toda a atenção, desempenho e desprendimento quando precisei e,
sobretudo pela amizade.
Aos meus queridos amigos César e Miguel pelas noites etílicas, jogos de bola,
rodízios e todos os bons momentos que compartilhamos.
A minhas amigas Elia e Pierina pela amizade incondicional e o carinho de sempre.
Aos meus queridos amigos da turma de Mestrado de 2010 e do laboratório pela
união na longa jornada acadêmica, por todos os momentos de auxílio, alegria e
lazer. Em especial, aos amigos Vanessa, Lyvia, Isabella, Bethânia, Leticia, Renata,
Tassia, Gabriel, Camila, Gracy e Julianna.
Aos meus amigos da área de radiologia: Lyvia, Romão, Leir, Laercio e karla pela
ajuda preciosa em todas as etapas do mestrado, pelo carinho com que me
receberam, por serem todos, sempre, tão prestativos e pela grande amizade
construída.
Dra. Nadia Almosny pelo carinho, amizade, e auxílio durante todo o mestrado.
Dra. Celeste da Silva Freitas de Souza por ter aceito participar da minha banca
examinadora.
Ao Programa de Pós-Graduação em Medicina Veterinária, seus professores e
funcionários.
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), pelo
apoio financeiro durante o curso de mestrado.
5
RESUMO
O objetivo do presente trabalho foi determinar a frequência sorológica e
coproparasitológica da toxoplasmose em gatos atendidos em clínicas veterinárias na
região metropolitanas de Lima – Peru (RML) e da região metropolitanas de Rio de
Janeiro – Brasil (RMRJ). Foram analisadas 308 amostras de soros de gatos (154
habitantes de cada região) e 50 amostras de fezes de gato de cada localidade,
independentemente da idade, gênero ou raça. Paralelamente ao ato da coleta, os
proprietários responderam a um questionário epidemiológico onde foram tratadas as
seguintes variáveis: faixa etárea, gênero, estilo de vida (animais confinados,
semiconfinados o de vida livre), hábitos alimentares e hábitos de caça. Os soros e
amostras fecais foram analisados pelos testes de Hemaglutinação indireta e
coproparasitológico respectivamente. A frequência de gatos expostos foi 11,0% na
RML e 10,3% na RMRJ. Ao se considerar as variáveis de faixa etárea e sexo,
verificou-se que não houve associação entre os diferentes grupos e a exposição ao
parasito, tanto para os animais da RML como da RMRJ. Na RML a exposição dos
animais mostrou associação com hábitos de caçar (x2=4,98; p=0,016) e alimentação
(x2=13,34; p=0,001), sendo aqueles alimentados com carne crua os mais expostos
quando comparados aos alimentados com ração (x2=9,50; p=0,004) ou com comida
caseira (x2=4,1; p=0,027). A frequência de gatos na fase crônicas da infecção por
T.gondii foi 88%(15/17) na RML e 81,2%(13/16) na RMRJ. A pesar que oocistos de
Toxoplasma gondii Não foram achados, pode se ressaltar que quatro espécies de
parasitos gastrointestinais 2 Do filo protozoa e 2 do filo nematelmintes foram
encontrados nas fezes de gatos. Apenas Toxocara sp. foi encontrada tanto na RML
quanto na RMRJ. Isospora rivolta foi a espécie mais frequente nos gatos da RMRJ e
Giardia duodenalis a mais frequente na RML. Não houve nenhum caso de infecção
por mais de uma espécie na mesma amostra.
Palavras-chaves: Toxoplasma gondii, Lima, Rio de Janeiro, Hemaglutinação
indireta, gatos.
6
ABSTRACT
The aim of this thesis was to estimate the frequency of toxoplasmosis in cats,
by examinating of sera and fecal samples of cats in the Metropolitan Area of Lima,
Perú (LIM) and the Metropolitan Region of Rio de Janeiro, Brazil. We have collected
and analyzed 308 cat serum samples (154 per region) and 50 cat fecal samples in
each location, regardless of the age, gender and race. Furthermore, each owner had
to submit an epidemiological survey, in order to collect information regarding the
following variables: age, gender, lifestyle (confined, semi-confined, and non-confined
cats), diet and hunting habits. Sera and fecal samples were submitted to Indirect
Hemagglutination (IHA) and coproparasitological test, respectively. IHA showed a
frequency of 11.0% in LIM and 10.3% in the Metropolitan Region of Rio de Janeiro
for exposed cats. Age and sex variables were considered, and it was found that there
is not any association between these variables and exposure to this parasite, both for
the LIM and Metro Region cats. In LIM, the exposure to T.gondii was associated
with hunting (x2 =4.98, p = 0.016) and food habits (x2 = 13.34, p = 0.001): those fed
with raw meat were more exposed, compared to those fed with commercial cat food
(x2 =9.50, p = 0.004) or with homemade food (x2 = 4.1, p = 0.027). The frequency of
cats that were diagnosed in the chronic phase of infection caused by T.
gondii was 88% (15/17) in LIM and 81.2% (13/16) in the Metropolitan Region of Rio
de Janeiro. Coproparasitological test showed that none of the different forms of the
parasite (Toxoplasma gondii) were found. However, four species of gastrointestinal
parasites, two of protozoa phylum and two of nemathelminthes phylum, were found in
the fecal samples. Only Toxocara sp. was found in both of the locations. Isospora
rivolta was the more common specie found in LIM; and Giardia duodenalis in the
Metropolitan Region of Rio de Janeiro. There were no cases of dual infection at any
sample tested.
Key
words:
Toxoplasma
Hemagglutination, cats.
gondii,
Lima,
Rio
de
Janeiro,
Indirect
7
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1. Representação gráfica das diferentes organelas e estruturas de secreção
nos Bradizoítos e Taquizoítos de Toxoplasma gondii, f. 13
Figura 2. Representação gráfica do complexo apical de Toxoplasma gondii, f. 14
Figura 3. Representação gráfica do ciclo biológico de Toxoplasma gondii, f. 15
Figura 4. Oocistos do Toxoplasma gondii, f. 17
Figura 5. Taquizoíto do Toxoplasma gondii, f. 18
Figura 6. Bradizoíto do Toxoplasma gondii, f. 19
Quadro 1. Frequência relativa de soropositividade felina (Felis catus) em distintos
locais da América do Sul segundo os meios de diagnósticos, f. 22
Figura 7. Localização geográfica da região Metropolitana de Lima no território
Peruano, f. 33
Figura 8. Localização geográfica da região Metropolitana do Rio de Janeiro, f. 33
8
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Frequências absolutas e relativas de anticorpos contra-Toxoplasma
gondii mediante Hemaglutinação indireta (HAI), segundo as variáveis de faixa
etária, sexo, estilo de vida, alimentação e habito de caçar em gatos da região
metropolitana de Lima – Peru (RML) e da região metropolitana do Rio de Janeiro
– Brasil (RMRJ), 2011, f. 39
Tabela 2. Classificação da fase clínica dos gatos sororeagentes a Toxoplasma
gondii segundo a técnica de HAI (com e sem 2-Mercaptoetanol), em gatos da
região metropolitana de Lima – Peru (RML) e da região metropolitana do Rio de
Janeiro – Brasil (RMRJ), 2011, f. 40
Tabela 3. Frequência absoluta e relativa de amostras fecais de gatos por
parasito encontrado das regiões metropolitanas de Lima – Peru (RML) e do
Rio de Janeiro – Brasil (RMRJ), 2011, f. 40
Tabela 4. Frequência absoluta e relativa dos protozoários mais frequentes
nas amostras fecais de gatos domésticos segundo as variáveis estilo de
vida, alimentação e caça na região metropolitanas de Lima – Peru (RML),
2011, f. 41
9
SUMÁRIO
RESUMO, p.5
ABSTRACT, p.6
LISTA DE ILUSTRACOES, p.7
LISTA DE TABELAS, p.8
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS, p.10
1. INTRODUÇÃO, p.11
2. REVISÃO DE LITERATURA, p.12
2.1 Histórico da toxoplasmose, p.12
2.2 Agente, p.13
2.2.1 Taxonomia, p.13
2.2.2 Características biológicas e ciclo biológico, p.13
2.2.3 Formas infectantes, p.16
2.3 Epidemiologia, p.19
2.4 Bioquímica do parasito, p.23
2.5 Patogenia e resposta imune, p.24
2.6 Diagnóstico, p.27
2.6.1 Diagnóstico clínico, p.27
2.6.2 Diagnóstico laboratorial, p.27
2.6.2.1 Detecção do parasito, p.27
2.6.2.1.1 Diagnóstico biológico, p.27
2.6.2.1.2 Detecção de formas parasitarias nas fezes, p.28
2.6.2.1.3 Detecção de DNA do Toxoplasma gondii, p.28
2.6.2.2 Detecção de marcadores de exposição para Toxoplasma gondii, p.29
2.6.2.2.1 Hemaglutinação indireta, p.29
2.6.2.2.2 Imunofluorescência indireta (RIFI), p.29
2.6.2.3.3 Ensaio imunoenzimático, p.30
3. MATERIAIS E MÉTODOS, p.31
3.1 Locais de Estudo, p.31
3.2 Animais, p. 34
3.3 Obtenção de amostras sanguíneas, p.35
3.4 Obtenção de amostras fecais, p.35
3.5 Procedimentos de laboratório, p.35
3.5.1 Pesquisa de anticorpos nas amostras séricas, p.35
3.5.2 Pesquisa de oocistos nas fezes, p.36
3.6 Análises, p.36
3.6.1 Cálculo da amostra, p.36
3.6.2 Análise estatística, p.37
4. RESULTADOS, p.39
5. DISCUSSÃO, p.43
6. CONCLUSÕES, p.47
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS, p.48
8. APÊNDICES, p.58
9. ANEXOS, p.60
10
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
AIDS/SIDA Síndrome da Imunodeficiência Adquirida
ELISA
Ensaio imunoenzimático (do original em inglês: Enzyme Linked
Immunosorbent Assay)
et al.
e colaboradores
FIV
Virus da imunodeficiência Felina
HD
Hospedeiro definitivo
HI
Hospedeiro intermediario
IFNγ
Interferon-gama
IgA
Imunoglobulina G
IgG
Imunoglobulina G
IgM
Imunoglobulina M
IHA
Hemaglutinação indireta
IL
Interleucina
IM
intramuscular
INEI
Instituto Nacional de Estatística e Informática
IP
intraperitoneal
KDa
KiloDalton
kg
kilograma(s)
MAT
Teste de aglutinação modificado
mg
micrograma(s)
mL
mililitro(s)
NO
Oxido nítrico
PCR
Reação em cadeia pela polimerase (do original em inglês: Polimerase
Chain Reaction)
PO
via oral
RIFI
Reação de imunofluorescência indireta
RMRJ
Região metropolitana do Rio de Janeiro
rpm
rotações por minuto
SNC
Sistema Nervioso Central
Th2
Linfocitos T helper tipo 2
UFF
Universidade Federal Fluminense
ºC
Graus centrígrados
μL
microlitro(s)
µm
Micrômetro
2-ME
2-mercaptoetanol
11
1 INTRODUÇAO
A distribuição mundial Toxoplasma gondii atravessa fronteiras políticas e
ambientais, o que resulta na distribuição cosmopolita de casos de doença por este
agente etiológico. Sabe-se que o 60% da população humana mundial já foi exposta
ao parasito e apresenta anticorpos detectáveis. A frequência da infecção é
geralmente mais elevada em climas quentes e úmidos, em áreas de menor elevação
sobre o nível do mar e em pessoas idosas, principalmente relacionadas aos hábitos
de consumo e manipulação de carnes. Os felídeos são os hospedeiros definitivos do
parasito, os gatos domésticos são aqueles que aproximam este importante agente
etiológico das populações humanas nos centros urbanos.
Nos últimos anos, a manutenção de gatos como animais de estimação vem
crescendo. Ao mesmo tempo o conhecimento dos riscos que zoonoses representam
como a toxoplasmose, torna-se preocupação por parte dos proprietários. Essa
conscientização faz com que cada vez mais os clínicos de pequenos animais
comportem-se como agentes de saúde pública. Por tanto, faz-se necessário que se
conheça as condicionantes que interfiram na circulação dos agentes etiológicos.
Assim, um estudo que investigue as diferenças e semelhanças na ocorrência
da infecção de gatos domésticos em duas metrópoles latino-americanas onde as
culturas e os climas apresentam diferenças poderá colaborar para o conhecimento
de alguns condicionantes da circulação de T.gondii.
12
2. REVISÃO DE LITERUATURA
2.1 Histórico da toxoplasmose
O parasito foi descrito simultaneamente em diferentes partes do mundo. No
Brasil, Splendore (1908) descreveu-o em coelhos e na França, Nicolle e Manceaux
(1908) descreveram taquizoítos do parasito em tecidos de um roedor africano,
Ctenodactylus gundi, então usado na pesquisa da leishmaniose no Instituto Pasteur
de Túnis. Em 1909, Nicolle e Manceaux criaram o gênero Toxoplasma. Estes
achados em diferentes países e espécies vaticinavam a ampla distribuição
geográfica dos hospedeiros, suposições que foram confirmadas posteriormente (IN
DUBEY, 2007).
Foram muitos os estudos realizados com a finalidade de revelar as
características do ciclo biológico, das provas para o diagnóstico e das medidas de
controle e prevenção. É importante destacar que as primeiras descrições da
toxoplasmose humana foram realizadas no inicio do século XIX, mas a importância
do parasita na saúde publica foi consagrada pelos estudos que descreveram a
presença do parasito na retina de uma criança, que faleceu com um quadro de
corioretinite acompanhado de microftalmia (JANKU, 1923). Pouco depois, a
presença do microorganismo em cortes histológicos nos músculos cardíacos,
esqueléticos e no cérebro do cadáver de uma criança recém nascida deu inicio a
especulações acerca da possibilidade da ocorrência da
transmissão (TORRES,
1927). Dez anos mais tarde, a enfermidade congênita por Toxoplasma gondii foi
descrita (WOLF e COWEN, 1937) e pouco depois a toxoplasmose aguda em adultos
foi também descrita (PIKERTON e WEINMAN 1940).
13
O primeiro relato da forma infectante nas fezes de gatos domésticos foi
realizado na década de 1960 (HUTCHINSON, 1965) e deu origem à descrição da
fase sexuada do ciclo biológico do parasito (FRENKEL et al., 1970).
2.2 Agente
2.2.1 Taxonomia
Classificação taxonômica segundo DUBEY (2010)
Filo: Apicomplexa: Levine,1970
Classe: Sporozoasida: Leukart, 1879
Subclasse: Coccidiasina: Leukart,1879
Ordem: Eucoccidiida: Leger, 1911
Família: Toxoplasmatidae: Biocca, 1956
Gênero: Toxoplasma: Nicolle and Manceaux, 1909
Especie: Toxoplasma gondii Nicolle and Manceaux, 1909
2.2.2 Características biológicas e ciclo biológico
A especie T.gondii, parasita eucariota intracelular obrigatória, já foi isolada em
vários tecidos vivos e células nucleadas, em líquidos orgânicos, como sangue, linfa,
saliva, colostro, exsudatos, esperma e líquido peritoneal (NEVES, 1985; DINIZ et al.,
1991; AMATO NETO et al., 1995).
Estruturalmente, o agente é composto por diferentes organelas (mitocôndrias,
retículo endoplasmático, ribossomo, núcleo), um citoesqueleto (anel polar, conóide,
microtúbulos e uma membrana tripla composta por uma externa contínua e duas
internas descontínuas) e estruturas de secreção (micronemas, grânulos densos e
roptrias) (Figuras 1 e 2) (DUBEY, 2010). Cada uma destas estruturas é formada por
proteínas relacionadas com a invasão, formação do vacúolo parasitóforo e
manutenção do parasita no interior da célula hospedeira (DUBEY, 1993; SMITH,
1995).
14
Figura 1. Representação gráfica das diferentes organelas e estruturas de secreção nos
Bradizoítos e Taquizoítos de Toxoplasma gondii. Fonte: Dubey, J. P., D. S. Lindsay, and C.
A. Speer, 1998. Structure of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites and sporozoites,
and biology and development of tissue cysts. Clin. Microbiol. Rev. 11: 267–299.
Figura 2. Representação gráfica do complexo apical de Toxoplasma gondii. Fonte: Dubey et
al. 1998. Structure of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites and sporozoites, and
biology and development of tissue cysts. Clin. Microbiol. Rev. 11: 267–299.
15
O ciclo biológico de T.gondii é heteroxeno facultativo e pode envolver
qualquer animal de sangue quente, incluindo aves e humanos. O ciclo biológico se
divide em uma fase sexuada que ocorre nas células epiteliais do intestino delgado
dos hospedeiros definitivos (membros da família Felidae), resultando na formação
dos oocistos e uma fase assexuada que ocorre nos tecidos extra-intestinais dos
hospedeiros intermediários (mamíferos ou aves) (Figura 3) (ACHA e SZYFRES,
2003).
Quando a infecção se da pela ingestão de oocistos esporulados, oocistos não
esporulados são eliminados nas fezes entre 3 e 10 dias após a infecção. Entretanto,
quando ocorre a ingestão de taquizoítos, a excreção de oocistos não esporulados
inicia-se num período superior a 15 dias, e no caso da ingestão de bradizoítos, a
eliminação se inicia após 18 dias (DUBEY, 1996a). Um felídeo infectado pode
eliminar oocistos não esporulados por três semanas, chegando a eliminar mais de
um milhão deles ao meio ambiente junto com as fezes. (DUBEY, 2002).
Figura 3. Representação gráfica do ciclo biológico de Toxoplasma gondii. (a) Ciclo
enteroepitelial: Realiza-se só no hospedeiro definitivo (HD) (felinos domésticos ou
silvestres). Após a ingestão de oocistos esporulados ou cistos teciduais, ocorre a
16
reprodução tipo assexuada que origina os esquizontes ou merozoítos de primeira e segunda
gerações, iniciando a partir daí, o ciclo gametogênico. Bilhões de oocistos imaturos podem
ser liberados juntamente com as fezes durante semanas. (b) Fase esporogónica: a
esporogonia ocorre no meio externo num período de 1-5 dias em condições ideais de
temperatura e oxigenação e dar a origem ao oocisto esporulado com dois esporocistos e
quatro esporozoítas no interior. (c) Fase extraintestinal ou tissular: ocorre nos
hospedeiros intermediários (HI) incluindo também aos próprios felinos. Após a ingestão de
oocistos esporulados ou cistos teciduais, os taquizoítos são gerados posteriormente de uma
rápida divisão nas células intestinais e nos linfonodos associados, entrando logo na
circulação sanguínea e linfática estabelecendo-se em diferentes tecidos e efetuar: Uma
primeira esquizogonia ou reprodução rápida, onde por endodiogenia se reproduzem os
taquizoíto nas células do sistema fagocítico mononuclear, e Uma segunda esquizogonia ou
reprodução lenta, onde por endodiogenia os bradizoítos se reproduzem nas células dos
diferentes tecidos.
2.2.3 Formas infectantes
Oocisto
Os oocistos não esporulados (não infectantes) (Figura 4A) são produzidos no
epitélio intestinal dos felídeos, domésticos ou silvestres, e são eliminados junto com
as fezes. O oocisto esporulado (forma infectante) apresenta em seu interior quatro
esporozoítas dentro de cada um dos dois esporocistos (DUBEY, 2004) (Figura 4B).
Os oocistos esporulados são arredondados, medem de 10 a 13μm de largura e 9 a
11μm de comprimento e têm uma parede que lhes confere resistência a condições
adversas (DUBEY, 2004).
Mais de um milhão de oocistos não esporulados podem ser eliminados ao
ambiente junto com as fezes. Os gatos eliminam oocistos só por um período de 3 a
20 dias durante toda sua vida (DUBEY e FRENKEL, 1972). Estudos demostraram
que os gatos podem eliminar oocistos em infecções secundarias por uma coinfecção com Cystoisospora felis (DUBEY, 1976) ou pela administração de altas
doses de corticoide (DUBEY e FRENKEL,1974). Não obstante, outras pesquisas não
conseguiram induzir a eliminação de oocistos em gatos com toxoplasmose crônica
ou recente, administrando semanalmente doses de 5 ou 20mg/kg de acetato de
metilprednisolona pela via intramuscular (IM) durante 4 semanas (LAPPIN et al.,
1991).
Em condições ambientais favoráveis os oocistos podem permanecer viáveis
por meses e até anos (TENTER et al., 2000). Os oocistos mantidos a temperaturas
entre 10 e 25ºC são viáveis por até seis meses, o tempo de viabilidade diminui à
medida que se aumenta a temperatura aumenta, perdendo toda capacidade
17
infectante quando são expostos a 60ºC (DUBEY, 1994a). Além disso, os oocistos
apresentam maior capacidade infectante que os bradizoítos ou os taquizoítos
(SOULSBY, 1987). Em condições de laboratório, quando mantidos a 4ºC, os
oocistos esporulados permanecem viáveis por mais de 54 meses. Não obstante,
morrem por aquecimento a 55-60ºC (TENTER et al., 2000).
Figura 4. Oocistos do Toxoplasma gondii. A. Oocisto não esporulado (não infectantes). B.
Oocisto esporulado (forma infectante) Fonte: Dubey, J. P., D. S. Lindsay, and C. A. Speer,
1998. Structure of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites and sporozoites, and biology
and development of tissue cysts. Clin. Microbiol. Rev. 11: 267–299.
Taquizoítos
Os taquizoítos são formas de multiplicação rápida que podem ser
encontradas em células nucleadas assim como nos líquidos corporais dos
hospedeiros intermediários ou de felídeos, durante a fase aguda da infecção
(DUBEY, 2010). Apresentam forma alongada, ligeiramente arqueada, medindo de 2
a 4μm de largura por 4 a 8μm de comprimento, com extremidade anterior mais
afilada que a posterior (DUBEY et al., 1998) (Figura 5).
Os taquizoítos se multiplicam assexuadamente por repetidas divisões binárias
(endodiogenia), até que a célula hospedeira se rompa. Com o rompimento da célula,
os taquizoítos são liberados, e pela circulação (sanguínea e linfática), chegam a
diversos órgãos (DUBEY e BEATTIE, 1988).
18
Figura 5. Taquizoíto do Toxoplasma gondii. Am, Granulo; Co, conoide; Dg, Granulo denso;
Go, Complexo de golgi; Mn, microneme; No, nucléolo; Nu, núcleo; Pv, vacúolo; Rh, rhoptry.
Lb, lipido. Fonte: Dubey et al. 1998. Structure of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites
and sporozoites, and biology and development of tissue cysts. Clin. Microbiol. Rev. 11: 267–
299.
Bradizoítos
Os bradizoítos são formas encistadas nos tecidos, com metabolismo lento,
medindo aproximadamente, 7µm de comprimento x 1,5µm de largura (MEHLHORN
e FRENKEL, 1980). Os cistos variam de 20μm a 200μm em diâmetro, com milhares
de bradizoítos no seu interior, chegando a 3000 parasitas (DUBEY e BEATTIE,
1988). Os cistos tendem a aumentar de tamanho à medida que os bradizoítos vão se
multiplicando em seu interior. No cérebro os cistos geralmente são esféricos com um
tamanho médio de 70µm de diâmetro, já nos musculares podem ter 100µm (DUBEY
et al., 1998). (Figura 6)
Os tecidos nervoso e muscular são os que mais frequentemente albergam
cistos, embora eles também sejam encontrados comumente em pulmões, fígado e
rins. A localização e o número de cistos teciduais diferem na dependência da
especie do hospedeiro, da sua resistência individual, da exposição e da cepa do
19
parasito. Em camundongos e ratos, o maior número de cistos é observado no tecido
nervoso. Entretanto, em outros mamíferos (bovinos, suínos, gatos, ovelhas, cabras)
essas estruturas são mais comuns no tecido muscular (DUBEY et al., 1998).
Apesar dos cistos tissulares serem menos resistentes às condições do
ambiente que os oocistos esporulados, em condições experimentais, já foi
comprovado que em carcaças os cistos podem permanecer viáveis sob refrigeração
(1-4ºC) por mais de três semanas, e que sobrevivem ao congelamento entre -1 a 8ºC durante uma semana. Entretanto, tais cistos são mortos após congelamento a –
20ºC, ou aquecimento a mais de 65ºC (TENTER et al., 2000).
Figura 6. Bradizoíto do Toxoplasma gondii. Am, Granulo; Co, conoide; Dg, Granulo denso;
Go, Complexo de golgi; Mn, microneme; No, nucléolo; Nu, núcleo; Pv, vacúolo; Ro, rhoptry.
Fonte: Dubey, J. P., D. S. Lindsay, and C. A. Speer, 1998. Structure of Toxoplasma gondii
tachyzoites, bradyzoites and sporozoites, and biology and development of tissue cysts. Clin.
Microbiol. Rev. 11: 267–299.
2.3 Epidemiologia
O parasito apresenta distribuição cosmopolita, com infecções diagnosticadas
mediante estudos soroepidemiológicos em diferentes localidades. As características
do ambiente influenciam na circulação do parasito e consequentemente na
20
frequência da infecção, sendo maiores em regiões quentes e úmidas do que locais
de clima seco e frio (MARTÍN-HERNÁNDEZ e GARCÍA-IZQUIERDO, 2003).
Se as condições ambientais forem favoráveis (água, terreno úmido,
temperatura media de 25ºC e oxigênio suficiente), os oocistos esporulam
rapidamente (1-3 dias), o que explica a elevada ocorrência da infecção em zonas
tropicais ou subtropicais (LEGUÍA, 2002). O instinto natural dos felídeos os faz
enterrar suas fezes, criando assim um ambiente que favorece a sobrevivência dos
oocistos. A frequência observada em pequenos ruminantes foi maior entre os
mantidos em áreas mais úmidas (Recôncavo Baiano e Zona da Mata) do que
daqueles mantidos em regiões secas (Caatinga e Agreste Pernambucano) (GONDIM
et al., 1999; SILVA et al., 2003).
As regiões de selva no território peruano (San Martín e Loreto), de serra
(Huancavelica e Cuzco) ou de costa (La Libertad, Piura, Lima e Ancash) (Figura 7),
são regiões enzoóticas devido à elevada densidade de gatos, assim como às
condições ecológicas favoráveis para o desenvolvimento e perpetuação do agente.
Pelas características epidemiológicas da selva, esta região apresenta uma maior
soroprevalência de toxoplasmose nos humanos, seguida da costa e por ultimo da
região serra. Em 1986 a soroprevalência da toxoplasmose humana na selva central
foi entre 75 e 85 % considerando-a como uma das regiões com os mais elevados
índices de toxoplasmoses ao nível mundial (INEI, 1994).
Considerando-se o grau de susceptibilidade a infecções por T.gondii quatro
grupos de espécies hospedeiras podem ser consideradas: i) de susceptibilidade
máxima: o gundi (Ctenodactylus gundi), coelho (Oryctolagus cuniculus) e cobaia
(Cavia porcellus); nos quais infecções com doses baixas podem provocar a morte; ii)
de susceptibilidade alta: ovinos, caprinos, suínos, caninos, felinos e também os
humanos; iii) de susceptibilidade média: furão (Mustela putorius), roedores, animais
jovens ou imunossuprimidos independentemente da especie; e iv) animais não
susceptíveis: aqueles nos quais o agente não se multiplica, só sobrevive
(hospedeiros mecânicos como insetos coprófagos) (CORDERO DEL CAMPILLO,
1973).
As diferentes taxas de infecção animal obtidas nos diversos países do mundo
devem-se a diferentes fatores como localização geográfica, condições ambientais,
hábitos culturais dos povos (principalmente alimentação), tipo de fauna, grau de
desenvolvimento do país e infra-estrutura hídrica e sanitária (REMINGTON et al.,
21
1995). Assim, uma pesquisa realizada em Campos dos Goytacases, norte do Rio de
Janeiro, encontrou-se frequências de infecção humana variável conforme as
condições socioeconômicas, nos grupos baixo (83,0%), médio-baixo (62,0%), médioalto (23,0%) poder aquisitivo (BAHIA–OLIVEIRA et al., 2003).
Aves e mamíferos, inclusive humanos, podem se infectar pela ingestão de
carne crua contendo cistos teciduais ou de água ou alimentos contendo oocistos
esporulados.
Variações na
soroprevalência
contra
T.gondii parecem estar
correlacionadas com os hábitos de alimentação e higiene da população. Por outro
lado, os herbívoros como os ovinos, caprinos, bovinos e camelídeos sul-americanos
se infectam pela ingestão dos oocistos esporulados nos pastos contaminados com
as fezes de felinos. A infecção de gatos se da por via oral mediante a ingestão de
cistos com bradizoítos ou de taquizoítos presentes nos tecidos de suas presas ou de
oocistos esporulados presentes em alimentos ou água (LEGUIA e CASAS, 1999).
As taxas de soropositividade de T.gondii em gatos domésticos ao nível
mundial são variáveis. Em gatos domiciliados, na Europa as frequências (MAT)
foram: 38% na Itália (44/115) (MACRI et al., 2007), e 18,6%(56/301) na Alemanha
(AFONSO et al., 2006). Na América do Norte se observaram taxas de 36,1%(71/194)
no México (RIFI) e 21%(23/105) (MAT) nos Estados Unidos da América, mostrando
evidencia sorológica de exposições ao parasito (DABRITZ et al., 2007, ALVARADOESQUIVEL et al., 2007). No Japão foram apreciadas frequências de 20,7%(40/193)
(ELISA) e 25,7 %(87/335) (RIFI) (KIMBITA et al., 2001, OIKAWA et al., 1990).
22
Quadro 1. Frequência relativa de soropositividade felina (Felis catus) em distintos locais da América do Sul
segundo os meios de diagnósticos.
Local
Domiciliados
Argentina
Buenos Aires (*)
La Plata (*)
Brasil
São Paulo (**)
São Paulo (**)
São Paulo (**)
São Paulo (**)
Chile
Valdivia (*)
Perú
Lima (*)
Lima (*)
Soroprevalencia %
Teste
Autores
19,5(33/169) +
27(27/100) +
IHA
RIFI
FERNANDEZ et al., 995
VENTURINI et al., 1997
19,4(48/248) +
17,70(44/248) +
35(84/237) +
26,30(133/502) +
RIFI
RIFI
MAT
MAT
LANGONI et al., 2001
LUCAS et al.,1999
PENA et al.,2006
da SILVA et al., 2002
33,00(32/97) +
RIFI
OVALLE et al., 2000
17,90(32/178) +
11,20(20/178) +
RIFI
IHA
CERRO, 2007
73,00(119/163) ++
72,00(85/118) ++
RIFI
IHA
GARCÍA et al., 1999
MENDES-DE-ALMEIDA et al.,2007
35,80(61/170) ++
MAT
DUBEY et al., 2006
CERRO, 2007
Vida livre
Brasil
Paraná (**)
Rio de Janeiro(**)
Colômbia
Bogotá (*)
(*) Cidade, (**) Estado, (+) domiciliado, (++) vida livre
RIFI: Imunofluorescência Indireta
IHA: Hemaglutinação Indireta
MAT: Teste de aglutinação modificado
23
A elevada taxa de soropositividade felina pode significar contaminação
ambiental por oocistos e, consequentemente, grande concentração de formas
infectantes em alimentos e da água utilizados, podendo refletir em altas taxas de
infecção por T.gondii em hospedeiros intermediários (PENA et al., 2008). Entretanto,
há que se considerar que paradoxalmente, como felinos imunocompetentes só
eliminam oocistos nas fezes no curso de sua primo infecção, ambientes onde só
circulam gatos sororeagentes tenderão a conter menor carga parasitária ambiental
(DUBEY, 1994a; DUBEY, 1996b).
2.4 Bioquímica do parasito
A superfície externa dos taquizoítos é coberta por proteínas de baixo peso
molecular que variam entre os 22 e 43kDa, todas ancoradas na membrana a partir
de pontes de glicosilfosfatidilinositol (TOMAVO et al, 1993).
A superfície do taquizoíto do T.gondii contém cinco principais proteínas,
implicadas no reconhecimento celular e adesão do parasito à célula hospedeira.
Destas cinco proteínas as mais abundantes são a P30 (5% das proteínas) e a P22
(TOMAVO, 1996; GRIMWOOD e SMITH, 1992). A proteína de membrana P22 é a
segunda mais abundante na superfície do taquizoíto e, da mesma forma que a P30,
só está presente nos taquizoítos (GRIMWOOD e SMITH, 1996). Nos últimos anos os
cientistas têm investido na melhora das provas de diagnóstico e no desenvolvimento
de vacinas. Muitos trabalhos buscam usar a P30 como alvo principal (KIM et al.,
1994; BULOW et al., 1991) até porque é imunogênica e induz a produção de
imunoglobulinas dos tipos G, M e A (WONG e REMINGTON, 1993).
A P22 também, já foi reconhecida em amostras de soro de indivíduos
cursando toxoplasmose tanto aguda quanto crônica, mostrando haver resposta
contra ela em indivíduos cursando a fase aguda da infecção (CASTAÑO et al.,
2001).
24
2.5 Patogenia e Resposta imune
A lesão consequente à presença dos parasitos é originalmente vascular,
sendo
as
células
endoteliais
as
mais
frequentemente
infectadas.
Os
microorganismos invadem outros órgãos através do sistema linfático e do sistema
porta. Em infecções agudas, a multiplicação dos taquizoítos pode produzir áreas de
necrose em órgãos vitais como o miocárdio, pulmões, fígado e o cérebro
(URQUHART et al., 2001).
No
ambiente
perivascular
surgem
camadas
concêntricas
de
tecido
inflamatório constituído principalmente por células epiteliodes e macrófagos,
ocasionando menor fluxo sanguíneo, o que poderia explicar a ocorrência de sinais
do SNC tais como convulsões, tremores e paralisias (CORDERO DEL CAMPILLO et
al., 1999). Apesar de ativarem células como macrófagos e Natural Killer, os
taquizoítos escapam do sistema imune penetrando ativamente nos macrófagos. Os
lisosomas não se fusionam com o fagosoma e desta forma evitam a ação das
enzimas hidrolíticas dentro dos macrófagos e assim os taquizoítos são capazes de
reproduzir-se no interior da célula, num ambiente onde não há anticorpos nem
enzimas lisossômicas. A multiplicação intracelular prossegue, chegando num ponto
em que a ruptura celular é inevitável (TIZARD, 1998; LLOP et al., 2001). Não
obstante, os linfócitos T CD4+ sensibilizados liberam IFN-γ, em resposta às
ribonúcleoproteínas do parasita, que estimula a atividade dos macrófagos,
oferecendo-lhes resistência e colaborando na eliminação das formas intracelulares,
por passarem a permitir a fusão dos lisosomas com o fagosoma (TIZARD, 1998).
A resposta imunológica do hospedeiro imunocompetente contra o parasito no
curso da infecção aguda é o que induz a formação de cistos nos músculos
esqueléticos, no cérebro e demais órgãos. A resposta celular (Th1) é a mais eficaz
na proteção do hospedeiro contra a infecção. Os linfócitos T CD8+, após ativação
pelas citosinas como a IL2, restringem a disseminação de T.gondii, contendo assim
a parasitemia. Estas células atuam lisando células infectadas e expondo os parasitas
antes protegidos no interior de vacúolos parasitóforos ao sistema imune do
hospedeiro (PIZZI, 1997; Barriga, 1997).
Deste modo, a ação conjunta de Linfócitos T CD8+ e de IFN-γ produzido
durante o processo, contribui na proteção contra a formação de cistos teciduais.
25
Além disso, células T ativadas produzem óxido nítrico que podem oxidar e matar
protozoários intracelulares (TIZARD, 1998)
Por outro lado, os linfócitos T CD4+, pelas interleucinas, estimulam os
linfócitos B na produção de imunoglobulinas (Resposta Th2) das classes M, G e A,
que agem sobre as formas livres (BARRIGA, 1997; TIZARD, 1998). Durante a
infecção, níveis detectáveis de anticorpos dos tipos M e G aparecem rapidamente. A
produção de IgM tem início na primeira semana pós infecção e as concentrações se
mantêm até a sétima semana aproximadamente. A produção de IgG se inicia entre
a primeira e a terceira semana pós-infecção nas infecções primarias e tendem a se
manter altas por vários meses (MARTÍN-HERNÁNDEZ e GARCÍA-IZQUIERDO,
2003).
Alguns anticorpos agem exclusivamente sobre o agente, lisando sua
membrana juntamente com o sistema complemento, ocasionando a morte do
protozoário (BARRIGA, 1997; TIZARD, 1998; FRENKEL, 1986). As lesões teciduais
são consequência da destruição das células parasitadas pelos taquizoítos e à
reação inflamatória produzida pelos linfócitos, monócitos e macrófagos (ATIAS e
THIERMANN, 1994). Não obstante, outros macrófagos passam a produzir citosinas
que diminuem a produção das citocinas (IL-10, IL-27) e lipoxinas como um
mecanismo regulatório evitando uma destruição celular exacerbada (PEPPER,
2006). Na maioria dos casos a infecção felina cursa de forma assintomática, não
obstante, em alguns animais cursa com sinais clínicos como febre, tosse, dispneia,
letargia, anorexia, vômito, diarreia e icterícia, além da ocorrência de alterações
miocárdicas, hiperestesia muscular, alterações neurológicas e oculares (MEIER et
al., 1957).
Em necropsias de gatos infectados naturalmente foram encontradas
lesões em diferentes órgãos que, por inumohistoquímica, confirmaram a presença
do parasito e consequentemente demostraram sua disseminação (pulmões 93%,
cérebro 96,4%, pâncreas 84,4%, coração 86,4%) (DUBEY e CARPENTER, 1993).
Estas lesões se curam por fibroses e, no SNC, por glioses. A sintomatologia clínica
destas fases depende do órgão afetado, da intensidade da infecção e da
susceptibilidade dos tecidos invadidos, principalmente nos casos de toxoplasmose
congênita e nas primoinfecções em pacientes imunocomprometidos (ATIAS e
THIERMANN, 1994).
Durante a fase de parasitemia na primo-infecção dos animais gestantes os
taquizoítos podem atingir a placenta e infectar os septos das carúnculas dos
26
placentomas e células trofoblásticas adjacentes, provocando focos necróticos. A
gravidade da infecção congênita depende do momento da gestação em que ocorre a
infecção. Por exemplo, nos ovinos, quando a infecção acontece no primeiro terço
gestação ocasiona a morte do embrião (ROJAS, 1990). Devido ao tamanho do
embrião neste período, a morte é seguida de completa absorção embrionária, o que
pode ser confundido com infertilidade (CORDERO DEL CAMPILLO et al., 1999).
Por outro lado, uma infecção no segundo terço gestação provoca a morte do feto,
mas neste caso devido á própria parasitemia que o sistema imune do feto é incapaz
de controlar. A expulsão do feto pode acontecer, mas a retenção com mumificação
fetal observa-se com maior frequência. Por ultimo, a infecção no último terço da
gestação é raramente mortal (ROJAS, 1990). Entretanto o neonato pode nascer
com lesões congênitas irreversíveis como hidrocefalia ou microcefalia, corioretinite,
e calcificações intracranianas (SABIN, 1941).
Adicionalmente, a infecção em pacientes humanos com Síndrome da
Imunodeficiência Adquirida (AIDS) é facilitada pela redução do número de linfócitos
CD4+ e pela alteração do funcionamento de CD8+. Estes linfócitos têm a
capacidade alterada de liberar interleucinas (IL). Essas IL agem na proteção contra o
agente ativando a outras células do sistema imunes como as microglias, astrocitos, e
células citotóxicas, responsáveis por diminuir a replicação do parasita, favorecendo a
persistência da infecção, se apresentado assim a encefalite por T.gondii (LÓPEZ e
BOLOTNER, 2003; JOSS et al., 2000). Além disso, quando a concentração
sanguínea dos linfócitos CD4+ cai a menos de 100/µL formas parasitarias em
latência se ativam e podem trazer consequências graves ao hospedeiro. Por isso, a
toxoplasmose é considerada entre as doenças oportunistas de maior frequência,
ocorrendo em casos de AIDS, enfermidade de Hodgkin e leucemia. Nestes
pacientes, o parasito que se encontrava em forma latente pode se ativar e causar
graves consequências (LÓPEZ e BOLOTNER, 2003; ATIAS e THIERMANN, 1994).
Os gatos infectados pelo vírus da imunodeficiência felina (FIV) apresentam
predisposição para padecer infecções oportunistas. Venturini e colaboradores (1997)
relataram que gatos infectados com T.gondii ao infectarem-se por FIV, mostraram
um incremento nos títulos de anticorpos contra-toxoplasma, sugerindo reativação e
proliferação do parasito. Não obstante, torna- se difícil avaliar se está ocorrendo
reativação ou infecção recente, já que as concentrações de anticorpos detectáveis
27
em gatos com reativação da infecção podem ser parecidas aquelas encontradas na
população felina em geral com infecção aguda (FRENKEL et al., 1987).
2.6 Diagnóstico
2.6.1 Diagnóstico clínico
Nos indivíduos adultos imunocompetentes não gestantes, independentemente
da especie do hospedeiro, o curso da toxoplasmose é assintomático. Quando
apresentarem sintomatologia, ela será inespecífica, assemelhando-se a uma serie
de outros processos infecciosos. Por tanto, o diagnóstico clínico é improvável nesses
casos (ATIAS e THIERMANN, 1994).
Quando a primo infecção ocorre em gatas gestantes, observa-se morte
embrionária ou fatal podendo ocorrer abortamento ou não. Nesses casos os
cadáveres podem ser mumificados ou autolisados. Dependendo da fase da
gestação, do inoculo e da resistência da gestante à infecção. A lesão mais
característica da infecção pré-natal ocorre na placenta, onde focos de necrose com
aparência de pequenos pontos brancos ocorrem (1 a 2 mm de diâmetro) (DUBEY et
al., 1996). Assim, clinicamente pode-se apenas incluir toxoplasmose como
possibilidade
diagnostica.
Sua
confirmação
deverá
sempre
ser
realizada
laboratorialmente.
2.6.2 Diagnóstico laboratorial
O diagnóstico laboratorial pode ser realizado pela detecção do parasito
(diagnóstico biológico, PCR, detecção das formas parasitarias nas fezes ou
histopatologia) ou pela detecção de marcadores de exposição (sorologia).
2.6.2.1 Detecção do parasito
2.6.2.1.1 Diagnóstico biológico
28
A inoculação do material suspeito em camundongos suíços albinos é uma das
principais técnicas para detecção de T.gondii em tecidos. As principais vias de
administração são a via intraperitoneal (IP) e a via oral (PO). A presença de T.gondii
no inoculo é confirmada pela realização de laminas histológicas nas quais a
observação de cistos nos diversos tecidos é possível (DUBEY, 2010)
2.6.2.1.2 Detecção de formas parasitarias nas fezes
A detecção só pode ser empregada para pesquisa de oocistos nas fezes dos
felídeos durante o curso da primo-infecção ou em caso de comprometimento
imunológico que permita eliminação. A correta identificação de oocistos do T.gondii
nas fezes é difícil. Podem ser confundidos com oocistos de Hammondia hammondi,
já registrado no Brasil (Ogassawara et al., 1985) ou Besnoitia darlingi, que também
são eliminados nas fezes dos gatos. Assim, seu valor é ligado, principalmente, ao
diagnóstico do risco que um felídeo representa ao ambiente onde vive.
O método mais utilizado para pesquisa de oocistos é de flutuação, que pode
ser realizado com solução de Sheather (SHEATHER, 1923) ou de Faust (FAUST et
al., 1938).
2.6.2.1.3 Detecção de DNA do T.gondii
A Reação em cadeia da polimerase é usada no diagnóstico de infecção por
T.gondii há mais de 10 anos. Pode ser usada para diagnóstico em diversas espécies
animais, tais como: ovinos, equinos, felinos e caninos (WHEELER et al., 1990;
TURNER et al., 1991; WASTLING et al., 1993; OWEN et al., 1998; TURNER e
SAVVA, 1990; LAPPIN et al., 1996; STILES et al., 1996; BURNEY et al., 1999;
FENG e MILHAUSEN, 1999).
A técnica vem sendo amplamente usada por apresentar sensibilidade e
especificidade próximas a 100% (BUCHBINDER et al., 2003). Mais recentemente a
PCR quantitativa vem substituindo a convencional por permitir também o
acompanhamento do curso da infecção e avaliação da resposta do paciente ao
tratamento (COSTA, 2000). Não obstante, a PCR realizada em amostras sanguíneas
só detectará infecções quando houver parasitemia; assim, em casos toxoplasmose
29
cerebral ou pulmonar sem parasitemia só terá valor quando a amostra examinada for
do tecido parasitado (KHALIFA, 1994).
2.6.2.2 Detecção de marcadores de exposição para T.gondii
2.6.2.2.1 Hemaglutinação indireta
Baseia-se na propriedade dos anticorpos contra-T.gondii
em reconhecer
antígenos de T.gondii acoplado a eritrócitos, fazendo com que haja aglutinação.
Assim, quando houver anticorpos específicos na amostra sérica a ser testada, os
eritrócitos se depositarão sob a forma de véu no fundo do micropoço de uma
microplaca. A principal desvantagem desta prova é não detectar infecções recentes,
uma vez que os anticorpos podem demorar em se concentrarem acima do limite de
sensibilidade analítica dos testes. Assim, para distinguir entre imunoglobulinas G
(marcadoras de exposição) e imunoglobulinas M (marcadores de infecção ativa ou
recente) utiliza-se 2-mercaptoetanol (2-ME). O 2-ME é adicionado à amostras e
degrada IgM, que deixa de ser detectável. Por tanto, por diferença entre a diluição
máxima reagente do soro testado e a diluição máxima obtida após do tratamento por
2-ME se obtém os títulos de cada marcador (WIENER LAB, 2000).
2.6.2.2.2 Imunofluorescência indireta (RIFI)
Este teste foi apresentado por Goldman em 1962 e modificado por Fletcher
em 1965. É uma prova fácil e rápida que proporciona bons resultados, entretanto
demanda equipamentos especiais, por vezes de custo além das possibilidades para
sua realização. A técnica de imunofluorescência indireta tem sensibilidade de 99% e
especificidade 100% e utiliza antígenos estáveis (FLETCHER, 1965). Os antígenos
usados são taquizoítos fixados em laminas de microscopia e anticorpos marcados
com fluorocromo são usados como reveladores da agregação dos anticorpos do
soro teste com os antígenos
Por essa técnica imunoglobulinas M podem ser detectadas uma a duas
semanas após a infecção. Títulos baixos podem persistir por 12 meses. As
imunoglobulinas G aparecem em etapas tardias, e seus níveis desaparecem
30
gradualmente, persistindo, com títulos baixos, por longo tempo de vida do
hospedeiro. Imunoglobulinas G podem persistir por toda a vida dos animais expostos
(FIALHO e ARAÚJO, 2002).
2.6.2.2.3 Ensaio imunoenzimático
O principio da prova é similar ao de imunofluorescência indireta. Não
obstante, o marcador da reação imunológica é uma enzima, que pode se ligar ao
antígeno ou ao anticorpo. Ligada ao antígeno a enzima se fixa e ao entrar em
contato com o substrato adicionado ao ambiente da reação, gera cor, que indica a
reação. O teste apresenta resultados objetivos, adaptável tanto ao simples exame
visual como a diversos sistemas de detecção fotocolorimétricos. Na pesquisa de IgG
apresenta sensibilidade de 96,7% e especificidade de 75% e quando comparado
com RIFI apresenta concordância ajustada (K) de 73,5% (ANTUNES et al., 1999).
31
3. MATERIAL E MÉTODO:
Licença do Comité Ética
O projeto intitulado “FREQUÊNCIA DE Toxoplasma gondii (NICOLLE;
MANCEAUX, 1909) EM GATOS (Felis catus, Linnaeus 1758) RESIDENTES EM
DUAS ÁREAS DISTINTAS DE ÁMERICA LATINA” foi aprovado pelo Comitê de
Ética de Pesquisa com Animais (CEPA) - PROPP – PRÓ-REITORIA DE PESQUISA
E PÓS-GRADUAÇÃO com Protocolo nº 141 (Anexo 1).
3.1 Locais de Estudo
A região metropolitana de Lima (RML) está localizada na parte central da
zona ocidental do Peru, na costa do Oceano Pacífico. Limita-se com os distritos de
Ancón, Puente Piedra, Carabayllo, Comas, Los Olivos, Independencia, San Martín
de Porres pelo norte, com os distritos de San Juan de Lurigancho, Santa Anita,
Cieneguilla, Ate Vitarte, La Molina, Chaclacayo, Lurigancho e El Agustino pelo leste,
com
San Juan de Miraflores, Villa María del Triunfo, Villa el Salvador, Lúrin e
Pachacamac pelo sul (Figura 7). Sua população humana é de 6.434.323 habitantes,
representando o 23,4% da população Peruana (Densidade demográfica: 2 288,5
Hab./km2).
Sua
altitude
é
154
m,
latitude
12°02`36.00``S
e
longitude
77°01`42.00``W-GR. A região metropolitana de Lima esta representada por 43
distritos (Figura 7) com extensão territorial de 2811,65 km2, o equivalente a 8% da
área total da “Província”. A economia está voltada à produção industrial e o Produto
Interno Bruto (PIB) anual per capita é de USD 5.396,00.
A cordilheira andina forma uma barreira física infranqueável aos ventos
alísios que se originam do Oceano Atlântico. Com aproximadamente 6.000m de
altitude, a cordilheira impede que a umidade atmosférica e as nuvens carregadas de
32
chuva que alimentam a região Amazônica do Brasil e o oriente Peruano, cheguem a
Lima. Adicionalmente, é importante mencionar que o território costeiro se distingue
por características áridas, não obstante a corrente marinha fria de Humboldt faz com
que o clima na zona central da costa de Lima se caracterize por apresentar
mensalmente uma média das temperaturas máximas que varia entre 27 e 24°C nos
meses mais quentes (dezembro, janeiro, fevereiro e março) e uma média mensal
das temperaturas mínimas entre 20 e 19°C, nos meses intermediários (abril, maio,
outubro e novembro) a média mensal das temperaturas máximas varia entre 24 e
21°C e a média mensal das temperaturas mínimas entre 19 e 16°C, e nos meses
mais frios (junho, julho, agosto, setembro) a média mensal das temperaturas
máximas varia entre 21 e 19°C e a médias mensais das temperaturas mínimas entre
16 e 15°C. A média da umidade relativa do ar no período que antecede o meio-dia
fica em 91 e, após às doze horas, 70%, com nebulosidade 8 dos 12 meses do ano
(INEI, 2007; SENAMHI, 2012).
A região metropolitana de Rio de Janeiro (RMRJ) é a segunda maior área
metropolitana do Brasil. Localizada na parte sudeste do país. Apresenta uma latitude
22°54`12.74``S e longitude 43°12`34.51``W-GR e tem sua costa banhada pelo
oceano Atlântico. A RMRJ é formada 19 municípios (Figura 8) e tem 11 835.708
habitantes, representando o 6,1% da população brasileira (Densidade demográfica:
2.237,4 Hab./km2). A extensão territorial da RMRJ compreende uma área 5.292,13
km², o equivalente a 13% da área total do Estado. A economia da RMRJ está
voltada à produção industrial e o PIB anual per capita é de USD 11.478 (IBGE,
2010).
A vizinhança com o Oceano Atlântico faz com que os ventos úmidos em
direção ao interior do continente resfriam-se e perdem a umidade; o excesso de
umidade condensa-se e se precipita principalmente nas partes mais altas da serra,
em forma de nevoeiro ou chuvas. Assim, esses ambientes contém umidade
suficiente para sustentar as florestas costeiras. A média mensal das temperaturas
máximas varia entre 30 e 29°C nos meses mais quentes (dezembro, janeiro,
fevereiro e março) e a média mensal das temperaturas mínimas entre 22 e 23°C,
nos meses intermediários (abril, maio, outubro e novembro) a média mensal das
temperaturas máximas varia entre 28 e 26°C e a média mensal das temperaturas
mínimas entre 22 e 20°C, e nos meses mais frios (junho, julho, agosto, setembro) a
média mensal das temperaturas máximas varia entre 26 e 25°C e a médias mensais
33
das temperaturas mínimas entre 19 e 18°C. A média da umidade relativa do ar no
período que antecede o meio-dia fica em 84,6% e, após às doze horas, 70,8%
(INMET, 2011).
Figura 7 – Localização geográfica da região Metropolitana de Lima (esquerda) no território
Peruano (direita). Pontos vermelhos no mapa da “província” de Lima indicam a localização
das diferentes clínicas veterinárias nos diferentes “distritos” onde as amostras foram
coletadas. Fonte: <http://www.lima2000.com.pe/>
Figura 8. Localização geográfica da região Metropolitana do Rio de Janeiro. Pontos
vermelhos no mapa indicam a localização das diferentes clínicas veterinárias onde as
amostras foram coletadas.
Fonte:<http://portalgeo.rio.rj.gov.br/armazenzinho/web/imagens/estado_rm_mapamudo.pdf>
34
3.2 Animais
Foram incluídos 308 gatos, independentemente de idade, gênero ou raça, 154
habitantes da região metropolitana de Lima, Perú (RML) e 154 habitantes da região
metropolitana de Rio de Janeiro, RJ, Brasil (RMRJ). Desde que os responsáveis
concordassem e assinarem o termo de consentimento livre e esclarecido obteve-se
uma amostra sanguínea dos animais e de 50 animais de cada localidade obteve-se
também amostras de fezes.
De todos os animais de Lima incluídos registram-se as informações
individuais fornecidas pelos proprietários que, além de outras, incluíam gênero, estilo
de vida (animais confinados, semiconfinados o de vida livre) segundo MENDES-deALMEIDA (2005), faixa etária, hábitos alimentares e hábitos de caça. Os animais do
presente estudo foram categorizados segundo (HAND et al., 2000) em jovens (< 1
ano), adultos (1 a 7 anos) e gatos de idade avançada (> 7 anos). A alimentação foi
categorizada em: i) ração, aqueles que se alimentavam exclusivamente de ração
comercial; ii) comida caseira, aqueles que alimentavam-se de comida caseira ou
comida caseira e ração comercial e; iii) carne crua, aqueles que além das outras
fontes alimentares receberam também carne crua independentemente da origem
animal. As informações foram obtidas sempre pelo mesmo pesquisador e
registradas em fichas próprias, unicamente identificadas (Apêndice 1). Foram
incluídos animais apresentados nas seguintes clinicas: Clinicas da Faculdade de
Medicina Veterinária da Universidade Nacional Mayor de San Marcos, Clinica
Veterinária Rubio, Cínica Veterinária EL Polo, Clinica Veterinária Animal Life e
Clinica Veterinária Lima. Localizadas nos distritos de: San Borja, Magadalena del
Mar, Surco, La Molina e San Martin de Porres, respectivamente (Figura 7).
Dos animais da RMRJ, a partir das informações fornecidas pelos
responsáveis, informações individuais que incluíam gênero e faixa etária foram
registradas pelos médicos veterinários que atenderam os animais. Na RMRJ a coleta
das amostras foi feita no Hospital Veterinário da Faculdade de Medicina Veterinária
da Universidade Federal Flumimense localizado no Bairro de Santa Rosa - Niterói,
na clínica escola da Faculdade de Medicina Veterinária da Universidade Castelo
Branco, Penha - Rio de Janeiro, e clínicas veterinárias Pet Care e Ypiranga
localizadas no Bairro de Laranjeiras - Rio de Janeiro.
35
3.3 Obtenção de amostras sanguíneas
Coletaram-se amostras de sangue (2mL) por punção das veias jugular ou
cefálica, mediante uso de seringas e agulhas descartáveis estéreis. As amostras
foram acondicionadas em tubos sem anticoagulante, identificados, e mantidos em
caixas térmicas com gelo reciclável até a chegada ao laboratório. No laboratório as
amostras foram centrifugadas a 2500rpm, em temperatura ambiente, durante 5min e
o soro transferido para tubos tipo eppendorf identificados, em alíquotas de 100uL. As
alíquotas de soro foram então mantidas a - 20ºC até os procedimentos para
detecção de anticorpos contra T.gondii.
3.4 Obtenção de amostras fecais
As amostras de fezes foram colhidas pelos proprietários, após defecação
espontânea. Os proprietários eram instruídos a colher amostras frescas, com auxilio
de sacos plásticos e a conserva-las a 4ºC até apresentação ao laboratório (máximo
48 horas de colhidas).
No laboratório as amostras eram transferidas para frascos plásticos
identificados contendo solução fixadora de Raillet & Henry (Água destilada
deionizada 92%, Formaldeido comercial 5% e Ácido acético glacial 3%) até o
processamento.
3.5 Procedimentos de laboratório
Todos os procedimentos laboratoriais foram executados pelo mesmo
pesquisador.
3.5.1 Pesquisa de anticorpos nas amostras séricas
Anticorpos foram pesquisados por Hemaglutinação indireta utilizando-se kit
comercial1 seguindo-se as instruções do fabricante. Resumidamente:
I.
1
Todas as amostras séricas foram submetidas ao teste na diluição de 1:32.
TOXO-HAI® Lab, Analisa, Belo Horizonte, Brasil.
36
II.
Todas as amostras séricas reagentes a 1:32 foram então diluídas até 1:512.
III.
Todas as amostras séricas reagentes a 1:32 foram submetidas a uma diluição
1:512 com solução 2-mercaptoetanol (2-ME). Determinando-se por diferença
entre a diluição máxima (II e III) os títulos de cada marcador. Definindo-se de
maneira indireta a fase da doença.
3.5.2 Pesquisa de oocistos nas fezes
As amostras fecais fixadas em solução de Raillet & Henry foram processadas
pela técnica de Faust (FAUST et al., 1938). Resumidamente:
i. As amostras de fezes tinham seu volume ajustado a 50mL pela adição de água
destilada e eram homogeneizadas.
ii. A suspensão era filtrada em gaze dobrada em quatro.
iii. A seguir 10 mL do material filtrado eram transferidos para um tubo de hemólise e
centrifugado a 2500rpm durante 1 minuto e o sobrenadante descartado.
iv. A seguir completava-se com agua destilada até alcançar um volume de 10 mL e
se centrifugava a 2500rpm durante 1 minuto. Essa lavagem foi repetida até que o
sobrenadante ficasse límpido.
v. Ao precipitado adicionavam-se 10mL de sulfato de zinco, densidade 1.180,
homogeneizava-se e centrifugava-se a 2500rpm durante 1 minuto.
vi. Os tubos eram então retirados cuidadosamente da centrifuga e com uma alça de
platina a película superficial era recolhida e transferida para lamina de
microscopia. As preparações eram então cobertas por lamínulas e examinadas ao
microscópio optico.
3.6 Análises
3.6.1 Cálculo da amostra
Para determinar o número de amostras se utilizou a fórmula para estimar uma
proporção (DANIEL, 1996).
n = Z².p.q
E²
37
n: tamanho da amostra
Z: 95% = 1,96 (nível de confiança).
p: 0,113 (CERRO, 2007)
q: 1 – p = 0,887
E: 0,05 (precisão)
n=154
*154 Gatos por cada área estudada (154 gatos em Lima - Peru e 154 gatos
em Rio de Janeiro - Brasil).
3.6.2 Análise estatística
Análise dos dados:
Prevalência:
Foi determinada adicionalmente para cada um dos seguintes testes,
determinando se além a frequência de infecção para as seguintes variáveis, sexo,
faixa etária e hábitos de alimentação.
P = Nº resultados Positivos
Nº Animais.
Intervalo de confiança:
IC= p ± z (0,95) √p(1-p)
n
z = nível de confiança (valor tabular 1,96) com 95% de confiança
p = Prevalência
q= (1-p)
n = número de animais
Foi montado um banco de dados, utilizando-se o programa EPI INFO 2002
(Center for Disease Control and Prevention, 2002), do qual constaram os dados de
identificação de cada animal e os resultados dos exames laboratoriais.
Os dados foram submetidos à análise exploratória (MEDRONHO et al, 2002)
e posteriormente ao teste do qui-quadrado e Fisher Exato (SAMPAIO, 2002), a fim
de verificar a existência de associação entre as variáveis estudadas.
38
39
4. RESULTADOS:
A frequência de gatos expostos foi similar nas duas localidades estudadas.
Na região Metropolitana de Lima (RML) a frequência foi 11,0% e na região
metropolitana do Rio de Janeiro (RMRJ) (10,3%). Ao se considerar as variáveis de
faixa etária e sexo, verificou-se que não houve associação entre os diferentes
grupos e a exposição ao parasito, tanto para os animais da RML como da RMRJ.
Na RML a exposição dos animais mostrou associação com hábitos de caçar
(x2=4,98; p=0,016) e alimentação (x2=13,34; p=0,001), sendo aqueles alimentados
com carne crua os mais expostos quando comparados aos alimentados com ração
(x2=9,50; p=0,004) ou com comida caseira (x2=4,1; p=0,027) (tabela 1)
40
Tabela 1. Frequências absolutas e relativas de anticorpos contra-Toxoplasma gondii mediante
Hemaglutinação indireta (HAI), segundo as variáveis de faixa etária, sexo, estilo de vida,
alimentação e habito de caçar em gatos da região metropolitana de Lima – Peru (RML) e da região
metropolitana do Rio de Janeiro – Brasil (RMRJ), 2011.
RML
Variáveis
RMRJ
Total
Positivos
% ± IC
154
17
11,0 ± 4,9
49
43
62
3
6
8
79
75
Confinado
Semiconfinado
Livre
Alimentação
Total
Positivos
% ± IC
154
16
10,3 ± 4,8
6,1 ± 6,7
13,9 ± 10,3
12,9 ± 8,3
47
34
73
3
4
9
6,3 ± 6,9
11,7 ± 10,8
12,3 ± 7,5
11
6
13,9 ± 7,6
8 ± 6,1
77
77
10
6
12,9 ± 7,5
7,8 ± 5,9
107
40
7
9
6
2
8,4 ± 5,2
15,0 ± 11,0
28,5 ± 33,4
Nr
Nr
Nr
Ração
Comida caseira
Carne crua
Caça
111
35
8
9
4
4
8,1a ± 5,0
11,4a ± 10,5
50.0b ± 34,6
Nr
Nr
Nr
Sim
42
9
21,4a± 12,4
Nr
Não
112
8
71,4b ± 4,7
Nr
Idade
< 1 ano
1 ano - 6 anos
> 7 anos
Sexo
Macho
Fêmeas
Estilo de vida
- Letras diferentes nas colunas indicam significância ao nível de 95% considerando-se a mesma
variável.
- Nr (não registrado)
A frequência de gatos nas fases agudas ou crônicas da infecção por T.gondii
foi semelhante nas duas regiões estudadas. Na RML 88%(15/17) dos animais
sororeagentes não apresentavam imunoglobulinas M nas amostras estudadas e na
RMRJ 81,2%(13/16). Ao se considerar todos os animais estudados observa-se que a
maioria (84,85%) (x2=29,33; p=0,0000001) apresentaram apenas marcadores de
exposição passada. Interessante notar que a maioria dos animais identificados com
marcadores de fase aguda eram idosos (4/5) (tabela 2)
41
Tabela 2. Classificação da fase clínica dos gatos sororeagentes a Toxoplasma gondii segundo a
técnica de HAI (com e sem 2-Mercaptoetanol), em gatos da região metropolitana de Lima – Peru
(RML) e da região metropolitana do Rio de Janeiro – Brasil (RMRJ), 2011.
Não reagentes
RML
RMRJ
137
138
Total
275
Reagentes
Fase aguda
Fase crónica
12%(2/17)
18,8%(3/16)
88%(15/17)
81,2%(13/16)
15,15%(5/33)a 84,85%(28/33)b
- Letras diferentes nas colunas indicam significância ao nível de 95% considerando-se a
mesma variável
Foram encontradas quatro espécies de parasitos gastrointestinais, 2 do Filo
protozoa e 2 do Filo nematelmintes. Apenas Toxocara sp. foi encontrada tanto na
RML quanto na RMRJ. Isospora rivolta foi a especie mais frequente nos gatos da
RMRJ e Giardia duodenalis a mais frequente na RML (Tabela 3). Cabe ressaltar que
nenhum caso de infecção por mais de uma especie foi encontrado na mesma
amostra.
Tabela 3. Frequência absoluta e relativa de amostras fecais de gatos por parasito
encontrado das regiões metropolitanas de Lima – Peru (RML) e do Rio de Janeiro – Brasil
(RMRJ), 2011.
Amostras fecais
RML
RMRJ
Parasita
N
%
n
%
Isospora rivolta Grassi, 1879
Giardia duodenalis Lamb, 1859
Toxocara sp. Stiles, 1905
Toxascaris sp. Leiper, 1907
0
7
−
14
8
0
16
−
4
2
8
4
2
0
4
−
Não encontrado
37
74
40
80
Total
50
100
50
100
Quando os parasitos mais frequentemente encontrados nas amostras fecais
dos gatos das duas cidades foram considerados observou-se que, mesmo sem
confirmação estatística, na RML a infecção por Giardia duodenalis parece
influenciada
pela
liberdade
e
pelo
consumo
de
carne
crua
(tabela
4).
42
Tabela 4. Frequência absoluta e relativa dos protozoários mais frequentes nas amostras
fecais de gatos domésticos segundo as variáveis estilo de vida, alimentação e caça na
região metropolitanas de Lima – Peru (RML), 2011.
RML
Giardia duodenalis
Variáveis
Total
N
%
n/p
Estilo de vida
Confinado
Semiconfinado
Livre
107
40
7
5
1
1
4,67
2,5
14,28
102
39
6
Alimentação
Ração
Comida caseira
Carne crua
111
35
8
5
1
1
4,5
2,8
12,5
106
34
7
Sim
42
3
7,1
39
Não
112
4
3,5
108
Caça
n/p (não parasitado)
43
5. DISCUSSÃO
Embora as duas regiões apresentem situações ambientais, culturais
(principalmente alimentação) e sociais distintas, a densidade populacional humana é
semelhante. A infecção por T.gondii
nas duas regiões estudadas foi similar,
provavelmente porque a especie apresenta alta adaptabilidade ao ambiente, tanto
assim que já foi registrada em todos os continentes do planeta, não havendo relatos
apenas em ilhas isoladas do Pacífico onde não haja hospedeiros definitivos
(WALLACE, 1969). Assim, cabe ressaltar que gatos são importantes para a
manutenção da especie do parasito em regiões urbanas, independentemente da
região, e que medidas de vigilância epidemiológica devem ser praticadas.
Como a especie parasitaria a pesar de pouco exigente quanto as condições
ambientais, diz-se circular com maior frequência em áreas úmidas e quentes
(MARTÍN-HERNÁNDEZ e GARCÍA-IZQUIERDO, 2003), as condições ambientais da
Região Metropolitana do Rio de Janeiro (RMRJ) parecem mais favoráveis. Ao se
analisar a variável temperatura, observa-se que a amplitude das temperaturas
medias dos 12 meses do ano em cada região é semelhante, embora a média das
temperaturas mínimas da RMRJ seja apenas 2°C abaixo da media das temperaturas
máximas da Região Metropolitana de Lima (RML). Embora a umidade relativa do ar
não tenha sido avaliada detalhadamente, os registros disponíveis mostram que a
RML é mais úmida que a RMRJ. Por tanto, ou as faixas térmicas e de umidade das
duas regiões são suficientes para que o ciclo biológico do parasito se complete, ou
seja possível haver equilíbrio natural quando um parâmetro se apresentar
desfavorável. Assim, as altas taxas de umidade relativa do ar da RML poderiam
compensar as temperaturas mais baixas. O que reforça o conceito de adaptabilidade
da espécie parasita a regiões com condicionantes distintas.
44
O sexo e a faixa etária dos hospedeiros não influenciaram nas taxas de
exposição previa à espécie T.gondii como era de se esperar (DEEB et al., 1985;
OVALLE et al., 2000; GARCÍA et al., 1999; SMIELEWSKA-LOS e PACON, 2002;
GAUSS et al., 2003 LANGONI et al. 2001), embora já tenha sido sugerido que
machos são mais expostos que fêmeas (MIRÓ et al., 2004) em função de sua maior
área de uso do território, sempre que vivem livremente (SMITH et al., 1992).
Entretanto como os animais idosos foram a maioria entre os que se apresentaram na
fase aguda da infecção, pode-se sugerir que eles se tornem menos resistentes ou
que devido a enfermidades concomitantes mudem hábitos de higiene e alimentação
ou ainda que intercorrências como infecção por retrovírus ou desenvolvimento de
tumores os imunossuprimam, favorecendo a reativação parasitaria (Venturini et al,
1997) e a consequente produção de imunoglobulinas do tipo M. A reativação
parasitária parece a possibilidade mais provável uma vez que não foi possível
encontrar nenhuma amostra fecal contendo oocistos, mesmo naqueles animais
portadores de imunoglobulinas do tipo M nas amostras do soro.
Dentre os gatos da RML notou-se que a alimentação com carne crua e o
habito de caçar favoreceram a exposição ao parasito. E provável que o acesso a
carne crua tenha determinado maior exposição em função da carne bovina e das
vísceras em que comercializadas localmente serem, principalmente, apenas
resfriadas (ESPINO, 2006), o que não interfere na viabilidade dos bradizoítos do
T.gondii .
Embora seja impossível afirmar que gatos com acesso livre às ruas não
cacem, segundo as informações obtidas dos proprietários, alguns não caçavam.
Ainda que o erro embutido nessa informação seja de difícil mensuração, como o
habito de caçar já foi associado à exposição ao T.gondii (LUCAS et al., 1999; MIRÓ
et al., 2004; LOPES et al., 2008; LÓPEZ et al., 2011), pode-se dizer que na RML o
habito de caçar foi associado à infecção por T.gondii , e que por tanto, os médicos
veterinários devem orientar aos responsáveis por estes animais que os mantenham
bem alimentados e que evitem seu acesso a presas. Mais ainda, os responsáveis
por gatos que cacem devem ser orientados a lavar as caixas sanitárias usadas pelos
animais diariamente para evitar que as formas que por ventura sejam eliminadas
juntamente com as fezes se tornem infectantes e assim tenham a oportunidade de
completar o ciclo no domicilio.
45
A pesar de 15% dos animais examinados apresentarem-se na fase aguda da
infecção por T.gondii , nenhuma forma do parasito foi encontrada nas amostras de
fezes estudadas, o que associado à idade avançada (>7anos) da maioria dos gatos
detectados nesta fase (80%), reforça a suposição de que a produção de IgM deveuse à reativação parasitaria.
A baixa frequência do achado de formas parasitarias de outras espécies nas
fezes dos gatos tanto da RML quanto da RMRJ sugere que a eficácia dos métodos
de prevenção de infecções seja alta. Mesmo assim, parasitos que representam risco
à saúde publica foram encontrados.
Na RML 8% dos gatos eliminavam Toxocara sp. o que pode estar associado
ao fato de praças e parques da região onde o estudo foi conduzido apresentarem
grande quantidade de ovos de Toxocara sp. (CAJAS. U, 1999; LA ROSA et al.,
2001; LOPEZ et al., 2005). A infecção poderia se dar quando os gatos caminham
livremente
(os
livres
ou
semi-confinados)
ou
quando
outras
espécies
inadvertidamente transportem ovos advindos das áreas publicas para suas
residências.
Giárdia duodenalis é uma especie de parasito ambiental (KARANIS et
al.,2007; SHIELDS et al.,2008; PLUTZER e KARANIS, 2009) que acomete com
maior frequência os animais que vivem em grupos (LABARTHE et al., 2008).
Embora no presente estudo o hábito gregário dos animais não tenha sido estudado,
pode-se supor que os animais livres vivessem em áreas compartilhadas por vários
gatos, o que elevou a frequência da infecção (14,28%).
Oocistos de Isospora rivolta sò foram encontrados em amostras de fezes de
animais da RMRJ enquanto G.duodenalis só foi encontrada na RML. Sabe-se que a
eliminação dessas formas parasitarias é intermitente e muitos são os fatores que
interferem nesta periodicidade (FAUBERT, 2000), por tanto, esses resultados
demandam estudos mais aprofundados para serem interpretados.
Os resultados do presente estudo sugerem que a pesar dos esforços que
objetivam o convívio saudável entre gatos domésticos e as demais espécies nos
ambientes urbanos, diferentes espécies parasitárias que podem ser compartilhadas
ainda circulam. Assim, atenção deve ser mantida e ações de conscientização e
vigilância devem ser fortalecidas, principalmente no que concerne à espécie T.gondii
. Foi possível observar que a adaptabilidade a diferenças ambientais desta especie é
alta, que a maioria dos gatos que recebem atenção humana não foram expostos ao
46
parasita e que por tanto, caso sejam infectados poderão eliminar grandes
quantidades de oocistos e assim aumentar o risco de transmissão intradomiciliar.
Cabe ainda ressaltar que aqueles animais já expostos, quando de infecções sub
sequentes ou não eliminam oocistos juntamente às fezes ou eliminam pequenas
quantidades (Dubey, 1994c).
47
6. CONCLUSÕES

A soroprevalencia de Toxoplasma gondii em gatos domiciliados na região
metropolitana de Lima (11%) foi similar que da região metropolitana do Rio de
Janeiro. A pesar de algumas diferenças em quanto a fatores como localização
geográfica, condições ambientais, hábitos culturais (principalmente alimentação),
tipo de fauna e grau de desenvolvimento do país.

Embora tenhamos observado um aumento de sororeagentes à medida que
aumentava a idade, em ambos os grupos, este resultado não foi estatisticamente
significativo;

O sexo dos hospedeiros não influenciou nas taxas de exposição previa ao
parasito.
48
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ACHA, P.; B. SZYFRES. 2003. Zoonosis y Enfermedades Transmisibles Comunes al
Hombre y a los Animales. 3ª ed. p 88-96. Vol. III. Parasitosis. Publicación Científica y
Técnica N°580. OPS.
AFONSO, E.; P. THULLIEZ.; E. GILOT-FROMONT, 2006. Transmission of
Toxoplasma gondii in an urban population of domestic cats (Felis catus). Int. J.
Parasitol. 36: 1373–1382.
ALVARADO-ESQUIVEL, C., O. LIESENFELD, R. G. HERRERA-FLORES et al.,
2007. Seroprevalence of Toxoplasma gondii antibodies in cats from Durango City,
Mexico. J. Parasitol. 93: 1214–1216.
AMATO NETO, V., MEDEIROS, E. A. S., LEVI, G. C., DUARTE, M. I. S.
Toxoplasmose. 4.ed. São Paulo, Sarvier, 1995,154p.
ANTUNES, C.; DUARTE, R.; SILVA, V.; COUTINHO, G.; GOMES, H.; REIS, M.
Padronização de ensaio imunoenzimático para pesquisa de anticorpos das classes
IgM e IgG anti-Toxoplasma gondii e comparação com a técnica de
imunofluorescência indireta. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical
32(6):661-669, 1999.
ATÍAS, A.; E. THIERMANN. 1994. Parasitología clínica. 3ª ed. p 269-282.
Publicaciones Técnicas Mediterráneo. Santiago de Chile.
BAHIA-OLIVEIRA LM, JONES JL, AZEVEDO-SILVA J, et al. Highly endemic,
waterborne toxoplasmosis in north Rio de Janeiro state, Brazil. Emerg Infect Dis.
2003;9:55-62.
BARRIGA, O. 1997. Inmunología de las infecciones parasitarias. En: Parasitología
médica. A. Atías. p 67-101. Ed. Mediterráneo. Santiago-Chile.
BURNEY, D.; M. LAPPIN.; M. SPILKER.; L. MCREYNOLDS. 1999. Detection of
Toxoplasma gondii parasitemia in experimentally inoculated cats. Journal of
Parasitology. 85, 947-951.
CAJAS, U. 1999. Estudio de la contaminación de parques públicos con huevos de
Toxocara sp. en los distritos del Cono Sur. Tesis de Médico Veterinario. Facultad de
Medicina Veterinaria, Univ. Nacional Mayor de San Marcos. Lima. 77 p.
49
CASTAÑO, C.; R. MARCET.; R. COX.; J. SARRACENT. Inhibición de la invasión y
multiplicación de Toxoplasma gondii en células epiteliales de colon humano por un
anticuerpo monoclonal contra la proteína SAG2. Rev Cubana Med
Trop v.53 n.3 Sep.-dic.2001.
CENTER FOR DISEASE CONTROL AND PREVENTION. Epi Info, 2002. Disponível
em: < http://www.cdc.gov/epiinfo/downloads.htm > Acesso em 21.Jan. 2012.
CERRO, L. 2007. Frecuencia de Toxoplasma gondii en gatos en Lima metropolitana
y concordancia entre las técnicas de Inmunofluorescencia indirecta y
Hemaglutinación indirecta. Tesis de Médico Veterinario. Facultad de Medicina
Veterinaria, Univ. Nacional Mayor de San Marcos, Lima. p 67.
CORDERO DEL CAMPILLO, M. 1973. Sobre a epidemiologia de la toxoplasmosis.
Revista Iberica de Parasitología 33:347-406
CORDERO DEL CAMPILLO, M.; F. ROJO-VÁSQUEZ.; A. MARTÍNEZ.; M.
SÁNCHEZ. 1999. Parasitología veterinaria. p 333-341, 484-485, 583, 665-669. Ed.
Interamericana. España.
COSTA, J. M. et al. Real-time PCR for diagnosis and followup of Toxoplasma
reactivation after allogeneic stem cell transplantation using fluorescence resonance
energy transfer hybridization probes. J Clin Microbiol, 2000. v. 38, n. 8, p. 2929-32.
DA SILVA, A. V., A. A. CUTOLO, AND H. LANGONI, 2002. Comparação da reação
de imunofluorescência indireta e do método de aglutinação direta na detecção de
anticorpos anti-Toxoplasma em soros de ovinos, caprinos, caninos e felinos. Arq.
Inst. Biol. (São Paulo). 69: 7–11.
DABRITZ, H. A., I. A. GARDNER, M. A. MILLER et al., 2007. Evaluation of two
Toxoplasma gondii serologic tests used in a serosurvey of domestic cats in
California. J. Parasitol. 93: 806–816.
DANIEL, W. 1996. Bioestadística base para análisis de las ciencias de la Salud 5ta
edición. p 205-206. Editorial Limusa. México.
DEEB, J; M. SUFAN; R. DI GIACOMO. 1985. Toxoplasma gondii infection of cats in
Beirut, Lebanon. Am. J. Trop. Med. Hyg. 88: 301-306.
DINIZ, E. M. A., CAMARGO, M. E., COSTA VAZ, F. A. Toxoplasmose congênita. In:
DINIZ, E. M. A., COSTA VAZ, F. A. Infecções congênitas e perinatais. São Paulo,
Atheneu, 1991, p. 31-72.
DUBEY, J.P. Reshedding of Toxoplasma oocysts by chronically infected cats.
Nature, v. 262, p. 213-214, 1976.
DUBEY, J. P. Toxoplasma, Neospora, Sarcocystis, and other tissue cystforming
coccidia of humans and animals. In: KREIER, J. P. Parasitic protozoa. 2. ed., v.6,
New York ,Academic Press, 1993, p. 1-57.
50
DUBEY, J. 1994a. Toxoplasmosis. JAVMA. 205: 1593-1598.
DUBEY, J. P. 1994b. Toxoplasmosis. Journal of American Veterinary Medical
Association, v. 205, n. 11, p.1593-1598.
DUBEY, J. P. Toxoplasmosis and other coccidial infections. In: SHERDING, R.G.
The Cat: Diseases and Clinical Management . 2a ed, New York: W.B. Saunders
Company. 1994c. p. 565-584.
DUBEY, J. P. 1996a. Infectivity and Pathogenicity of Toxoplasma gondii Oocysts for
cats. The Journal of Parasitology. 82(6): 957-961.
DUBEY, J. P. Strategies to reduce transmission of Toxoplasma gondii to animals and
humans. Veterinary Parasitology, v. 64, n. 1, p. 65-70, 1996b.
DUBEY, J. P. Tachyzoite-induced life cycle of Toxoplasma gondii in cats. The
Journal of Parasitology, v 88, n. 4, p. 713-717, 2002
DUBEY, J. 2004. Toxoplasmosis – a waterborner zoonosis. Veterinary Parasitology.
126: 57-72.
DUBEY, J. 2007. The History and Life Cycle of Toxoplasma gondii. In Toxoplasma
gondii. The model apicomplexan: perspectives and methods, ed. L. M. Weiss and K.
Kim, pag 1–17. London: Academic Press.
DUBEY, JP. 2010. Toxoplasmosis of animals and humans 2nd ed. CRC Press. Pag.
1-5, 63-64.
DUBEY, J. P.; FRENKEL, J. K. Cyst-induced toxoplasmosis in cats. Journal of
Protozoology, v. 19, n. 1, p. 155-177, 1972.
DUBEY. J.P.; FRENKEL. J. K. Immunity to feline toxoplasmosis by administration of
corticosteroids. Veterinary Pathology, v. 11, p. 350-379, 1974.
DUBEY, J. P.; BEATTIE, C. P. General Biology. In: (Ed.) Toxoplasmosis of Animals
and Man, boca Raton: CRC PRESS, 1988, P. 1-40.
DUBEY, J.P; CARPENTER, J. 1993. Histologically confirmed clinical toxoplasmosis
in cats: 100 cases (1952-1990). JAVMA 203(11): 1556-1566.
DUBEY, J.P; M. E. MATTIX AND T. P. LIPSCOMB. Lesions of Neonatally Induced
Toxoplasmosis in Cats. 1996. Vet Pathol 33: 290-295
DUBEY, J. P., D. S. LINDSAY, AND C. A. SPEER, 1998. Structure of Toxoplasma
gondii tachyzoites, bradyzoites and sporozoites, and biology and development of
tissue cysts. Clin. Microbiol. Rev. 11: 267–299.
DUBEY, J. P., C. SU, J. A. CORTÉS ET AL., 2006. Prevalence of Toxoplasma gondii
in cats from Colombia, South America and genetic characterization of T.gondii
isolates. Vet. Parasitol. 141: 42–47.
51
ESPINO, L. 2006. Recuento de bacterias aerobias mesofilas totales en canales
bovinas mediante el método de hisopado en un camal de L ima Metropolitana. Tesis
de Médico Veterinario. Facultad de Medicina Veterinaria, Univ. Nacional Mayor de
San Marcos, Lima. p 61.
FAUBERT G. Immune response to Giardia duodenalis. Clin Microbiol Rev. 2000;
13(1):35-54.
FAUST, E.C. et al. A critical study of clinical laboratory technics for the diagnosis of
protozoan cysts and helminth eggs in feces I. Preliminary communication. American
Journal of Tropical Medicine, v.18, p.169-183, 1938.
FENG, X.; M. MILHAUSEN. 1999. Localization of Toxoplasma gondii in feline
intestinal tissue using PCR. Jounal of parasitology. 85:1041-1046.
FERNÁNDEZ, F., G. OUVIÑA, E. CLOT, R. FERNANDES, C. CODONI, 1995.
Prevalence of Toxoplasma gondii antibodies in cats in the western part of Great
Buenos Aires, Argentina, 1993. Vet. Parasitol. 59: 75–79.
FIALHO, C.G.; ARAÚJO, F.A.P. Comparação entre os testes de imunofluorescência
indireta e hemaglutinação indireta para detecção de anticorpos anti-Toxoplasma
gondii em soros de suínos. Acta Scientiae Veterinariae, v. 30, n. 3, p. 185-189, 2002.
FLETCHER S. Indirect fluorescent antibodies technique in the serology of T.gondii. J
Clin Path 1965; 1: 193- 199.
FRENKEL, J. 1986. La inmunidad en la toxoplasmosis. Bol. of. Sanit. Panam.
100(3):283-299.
FRENKEL, J.K., DUBEY, J.P., MILLER, N.L., 1970. Toxoplasma gondii in cats: fecal
stages identified as coccidian oocysts. Science 167, 893–896.
FRENKEL, J.K.; KIER, A.B.; WAGNER, J.E.; HOLZWORTH, J. Protozoan diseases.
In: HOLZWORTH, J. Diseases of the cat. Medicine & surgery. Philadelphia : W.B.
Saunders, 1987. V.1. p.359-90.
GARCIA, J. L., I. T. NAVARRO, L. OGAWA, R. C. DE OLIVEIRA, 1999.
Soroepidemiologia da toxoplasmose em gatos e cães de propriedades rurais do
município de Jaguapitã, Estado do Paraná, Brasil. Ciência Rural. 29: 99–104.
GAUSS, C; A. ALMER; A. ORTUN; F. GARCIA; J. DUBEY. 2003. Seroprevalence of
Toxoplasma gondii antibodies in domestic cats from Barcelona. Spain J. Parasitol.
89, 1067–1068.
GONDIM, L. F. P.; BARBOSA JR., H. V.; RIBEIRO FILHO, C. H. A.; SAEKI, H.
Serological survey of antibodies to Toxoplasma gondii in goats, sheep, cattle and
water buffaloes in Bahia State, Brazil. Veterinary Parasitology, v. 82, n. 4, p. 273276, 1999.
52
GRIMWOOD J, SMITH JE. Toxoplasma gondii: the role of a 30 kDa surface and
secreted proteins in host cell invasion. Exp Parasitol 1992;74:106-11.
GRIMWOOD J, SMITH JE. The role of parasite surface and secreted proteins in host
cell invasion. Int J Parasitol 1996;26:169-73
HAND, M.; C. THATCHER.;R. REMILLARD.; P. ROUDEBUSH. 2000 Nutrición
Clínica de los Pequeños Animales. p. 1341, 4º ed., Mark Morris, Colombia.
HUTCHISON, W. M. (1965): Experimental transmision of Toxoplasma gondii. Nature
(London); 244: 301-303.
INSTITUTO BRASILEIRO DE GEOGRAFIA E ESTATÍSTICA (IBGE). Banco de
dados
Censo
2010.
Disponível
em:
<http://www.ibge.gov.br/cidadesat/topwindow.htm?1> Acesso em 8 de fevereiro
2012.
INSTITUTO NACIONAL DE ESTADÍSTICA E INFORMÁTICA (INEI). Banco de
dados
estatísticos
Censo
2007.
Disponível
em:
<http://www.inei.gob.pe/biblioineipub/bancopub/Est/LIb0002/indibasi.htm˃
Acesso
em 8 de fevereiro 2012.
INSTITUTO NACIONAL DE METEOROLOGIA (INMET). Mapas de Condições
Registradas. Disponível em: <http://www.inmet.gov.br/html/clima.php> Acesso em 8
de fevereiro 2012.
JANKU, J. Pathogenesis and pathologic anatomy of coloboma of macula lutea in eye
of normal dimensions and in microphthalmic eye, with parasites in retina. Cas Lek
Cesk. 1923;62: 1021-1027,1054-1055.
JOSS, A.; AKDIS, M.; FAITH, A.; BLASER, K .; AKDIS, C. A. IL-10 directly acts on T
cell by specifically altering the CD-28 co –stimulation pathway. European Journal of
Immunology, v.30, p. 1683-1690, 2000.
KARANIS, P., KOURENTI, C., SMITH, H., 2007. Water-borne transmission of
protozoan parasites:a review of world-wide outbreaks and lessons learnt. J. Wat.
Health 5,1–38.
KHALIFA, K. E. S. et al. Value of PCR for evaluating occurrence of parasitemia in
immunocompromised patients with cerebral and extracerebral toxoplasmosis. J Clin
Microbiol, 1994. v. 32, n. 11, p. 2813-9.
KIM, K.; R BULOW.; J. KAMPMEIER.; J. BOOTHROYD. 1994. Conformationally
Appropriate Expression of the Toxoplasma Antigen SAG1 (p30) in CHO Cells.
Infection and Inmunity. 62 (1): 203-209
KIMBITA, E. N., X. XUAN, X. HUANG et al., 2001. Serodiagnosis of Toxoplasma
gondii infection in cats by enzyme-linked immunosorbent assay using recombinant
SAG1. Vet. Parasitol. 102: 35–44.
53
LA ROSA, V.; A. CHÁVEZ; E. CASAS. 2001. Contaminación de parques públicos del
Cono Norte con huevos de Toxocara sp. Rev. Inv. Vet. Perú 12: 116-121.
LABARTHE, N. V.; MENDES-DE-ALMEIDA, F.; BALBI, M.; SALOMAO, M. C.;
PAIVA, J. P.; JUPPA, A. L. C. A.; CUBEL GARCIA, R. C.; MIRANDA, M. G. N. DE .
Prevalence of Giardia in household dogs and cats in the State of Rio de Janeiro
Using the IDEXX SNAP Giardia Test. International Journal of Applied Research in
Veterinary Medicine, v. 6, p. 200-2006, 2008.
LANGONI, H.; A. SILVA; K. CABRAL.; E. CUNHA.; A. CUTOLO. 2001. Prevalência
de toxoplasmose em gatos dos Estados de São Paulo e Paraná. Brazilian Journal of
Veterinary Research and Animal Science. 38 (5): 243-244.
LAPPIN, M. R.; DAWE, D. L.; LINDL, P.A.; GREENE, C. E. The effect of
Glucocorticoid Administration on Oocyst Shedding, Serology, and Cell Mediated
Immune Responses of Cats with Recent or Chronic Toxoplasmosis. Journal of the
American Animal Hospital Association, v.27, p. 625-632, 1991.
LAPPIN, M.; D. BURNEY.; S. DOW.; T. POTTER. 1996. Polymerase chain reaction
for the detection of Toxoplasma gondii in aqueous humor of cats. American Journal
of Veterinary Research. 57: 1589- 1593.
LEGUÍA, G.; E. CASAS. 1999. Enfermedades parasitarias y atlas parasitológico de
camélidos sudamericanos. p 31-34. Ed. de Mar. Lima.
LEGUÍA, G. 2002. Enfermedades parasitarias de perros y gatos - epidemiología y
control. 2ºed. P 155. Editorial La Mar. Lima- Perú.
LLOP, A.; M.,. VALDEZ-DAPENA; J.L. ZUAZO. 2001 Microbiología y parasitología
médica. Tomo III p 111-150. Ed. Ciencias Médicas. La Habana, Cuba.
LOPES A, CARDOSO L, RODRIGUES M. (2008). Serological survey of Toxoplasma
gondii infection in domestic cats from northeastern Portugal. Vet Parasitol 155: 184189.
LÓPEZ, A.; N BOLOTNER. 2003. Actualización: Toxoplasmosis cerebral en
pacientes con sida. Revista de Posgrado de la VIa Cátedra de Medicina. 126: 17-19.
LOPEZ T., FRANCISCO, CHAVEZ V., AMANDA, CASAS A., EVA. Contaminación
de los parques públicos de los distritos de Lima Oeste con huevos de Toxocara
sp. Rev. investig. vet. Perú, ene./jun 2005, vol.16, no.1, p.76-81.
LÓPEZ, C.; DAPRATO, B.; ZAMPOLINI, S.; MAZZEO, C.; CARDILLO, N.;
SOMMERFELT, I. 2011. Risk factors and prevalence of IgG antibodies to
Toxoplasma gondii in domestic cats: La Matanza, Buenos Aires, Argentina. Rev.
Ibero-Latinoam. Parasitol. 70 (1): 29-34
LUCAS SRR, HAGIWARA MK, DE SOUZA LOUREIRO V, IKESAKI JYH, BIRGEL
EH. Toxoplasma gondii infection in Brazilian domestic outpatient cats. Rev Inst Med
Trop Sao Paulo 1999; 41: 221-4.
54
MACRÌ, G., M. SALA, A. M. LINDER, N. PETTIROSSI, AND M. SCARPULLA, 2009.
Comparison of indirect fluorescent antibody test and modified agglutination test for
detecting Toxoplasma gondii immunoglobulin G antibodies in dog and cat. Parasitol.
Res. 105: 35-40.
MARTÍN-HERNÁNDEZ, I.; S. GARCÍA-IZQUIERDO. 2003. Toxoplasmosis en el
hombre. Bioquímica. 28 (3): 19-27.
MEDRONHO, R. A.; CARVALHO, D. M.; BLOCH, K. V.; LUIZ, R. R.; WERNECK, G,
L. Epidemiologia. São Paulo: Atheneu, 2002. 493 p
MEHLHORN, H.; FRENKEL, J. K. Ultrastructural comparison of cysts and zoites of
Toxoplasma gondi, Sarcocystis muris and Hammondia hammondi in skeletal muscle
of mice. J. Parasitol., 66 (1): 59-67, 1980.
MEIER, H.; HOLZWORTH, J.; GRIFFITHS, R.C. Toxoplasmosis in cats-Fourteen
cases. Journal of the American Veterinary Medical Association, v.131, n.9, p.395414, 1957.
MENDES-DE-ALMEIDA, F. 2005 Estudo prospectivo de uma colônia urbana de
gatos domésticos (Felis catus Linnaeus, 1758) (Felidae:Carnivora) livres: controle
populacional e condições sanitárias. Tese para obtenção do grau de Doutor em
Ciências. UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DO RIO DE JANEIRO. 74p
MENDES-DE-ALMEIDA, F., LABARTHE, N., GUERRERO, J., FARIA, M.C.F.,
BRANCO, A.S., PEREIRA, C.D., BARREIRA, J.D., PEREIRA, M.J.S., 2007. Followup of the health conditions of an urban colony of free-roaming cats (Felis catus
Linnaeus, 1758) in the city of Rio de Janeiro, Brazil. Veterinary Parasitology 147, 9–
15.
MIRÓ, G; A. MONTOYA; S. JIMÉNEZ; C. FRISUELOS; M. MATEO. 2004.
Prevalence of antibodies to Toxoplasma gondii and intestinal parasites in stray, farm
and household cats in Spain. Veterinary Parasitology. 126: 249–255.
NEVES, D. P. Parasitologia humana. 6.ed. Rio de Janeiro, Atheneu, 1985, p. 141-53.
OGASSAWARA, S; BENASSI, S., et al. Hammondia hammondi nas fezes de gatos
na cidade de Sao Paulo, Brasil. Revista de microbiologia, Vol.16, no.1 (jan.-mar.
1985) p.36-40.
OIKAWA, H., Y. OMATA, M. KANDA, K. MIKAZUKI, K. YANO., T. NAKABAYASHI,
1990. Survey on Toxoplasma infection in stray cats in western area of Japan during a
two-year period. Jpn. J. Parasitol. 39: 462–467.
OVALLE, F.; A. GARCÍA, A. THIBAUTH. 2000. Frecuencia de anticuerpos anti
Toxoplasma gondii en gatos de la ciudad de Valdivia, Chile. Bol. chil. Parasitol. 55(34): 94-99.
OWEN, M.; R. CLARKSON.; A. TREES. 1998. Diagnosis of Toxoplasma abortion in
ewes by polymerase chain reaction. Veterinary Record. 142, 445-448.
55
PENA, H. F. J.; SOARES, R. M.; AMAKU, M.; DUBEY, L. P.; GENNARI, S. M.
Toxoplasma gondii infection in cats from São Paulo state, Brazil: seroprevalence,
oocyst shedding, isolation in mice, and biologic and molecular characterizarion.
Research in Veterinary Science, v. 81, n. 1, p. 58-67, 2006.
PEPPER, M. 2006. The initiation of CD4+ T cell response to Toxoplasma gondii.
Presented to the Faculties of the University of Pennsylvania in Partial Fulfilment of
the Requirements of the Degree of Doctor of Philosophy. 185 p
PIZZI, H. 1997. Toxoplasmosis. Rhone Pulenc Rorer. Buenos Aires, Argentina, p84.
PLUTZER, J., KARANIS, P., 2009. Rapid identification of Giardia duodenalis by loopmediated isothermal amplification (LAMP) from faecal and environmental samples
and comparative findings by PCR and real-time PCR methods. Parasitol. Res.
104,1527–1533.
REMINGTON, J.S., McLEOD, R., DESMONTS, G. Toxoplasmosis. In: REMINGTON,
J.S.; KLEIN, J. O. Infectious diseases of the fetus & newborn infant. 4. ed.
Philadelphia: W. B. Saunders, 1995, p. 140-267.
ROJAS, M. 1990. Parasitismo de los Rumiantes Domésticos. Terapia, Prevención y
Modelos para su Aprendizaje. Primera Edición. Lima - Perú. 326- 332 p.
SABIN, A. B. Toxoplasmic enchefalitis in children. J. Amer. Med. Ass., 116: 801-807,
1941.
SAMPAIO, I. B. M. Estatística Aplicada à Experimentação Animal. 2ªed. Belo
Horizonte: FEPMVZ, 2002. 265p.
SERVICIO NACIONAL DE METEOROLOGÍA E HIDROLOGÍA – PERU. Información
del tiempo, clima y agua. Disponível em: <http://www.senamhi.gob.pe/> Acesso 8 de
fevereiro 2012.
SHEATHER, A.T. The detection of intestinal protozoa and monge parasites by a
flotation technique. J Comp Pathology, v. 36, p. 266-275, 1923.
SHIELDS, J.M., GLEIM, E.R., BEACH, M.J.,2008. Prevalence of Cryptosporidium
spp. And Giardia intestinalis in swimming pools, Atlanta, Georgia. Emerg. Infect. Dis.
14, 948–950.
SILVA, A. V. da; CUNHA, E. L. P.; MEIRELES, L. R.; GOTTSCHALK, S.; MOTA, R.
A.; LANGONI, H. Toxoplasmose em ovinos e caprinos: estudo soroepidemiológico
em duas regiões do Estado de Pernambuco, Brasil. Ciência Rural, v. 33, n. 1, p. 115119, 2003.
SMITH, K; J. ZIMMERMAN; S. PATTON; G. BERAN; H. HILL. 1992. The
epidemiology of toxoplasmosis on Iowa swine farms with an emphasis on the roles of
free-living mammals. Vet. Parasitol. 42: 199–211.
56
SMITH, J. E. A ubiquitous intracellular parasite: the cellular biology of Toxoplasma
gondii. Int. J. Parasitol., 25(11):1301-9, 1995.
SOULSBY, E. 1987. Parasitología y enfermedades Parasitarias. p 681-692 Ed.
Interamericana, México.
STILES, J.; R. PRADE.; D. GREENE. 1996. Detection of Toxoplasma gondii in feline
and canine biological samples by use of the polymerase chain reaction. American
Journal of Veterinary Research. 57: 264-267.
TENTER, A.; A. HECKEROTH.; L. WEISS. 2000. Toxoplasma gondii: from animals
to humans. International Journal for Parasitology. 30: 1217-1258.
TIZARD, I. 1998. Inmunología veterinaria. 5ª ed. p 338-354 Ed. Interamericana.
México.
TOMAVO S. The major surface proteins of Toxoplasma gondii: structures and
functions. Curr Top Microbiol Immunol 1996;219: 82-9
TOMAVO, S., DUBREMETZ, J. F., SCHWARZ, R.T. Structural analysis of glycosylphosphatidylinositol membrane anchor of the Toxoplasma gondii tachyzoite surface
glycoprotein gp23. Biol Cell, 78 (3):155-162, 1993.
TORRES, C. M. Sobre uma nova entidade mórbida do homem caracterizada por
meningoencephalomyelite, miosite e miocardite aguda, difusa congenital, associada
a presença nos respectivos tecidos de um novo parasita. Encephalitozoon chagasi.
Brasil-México. 1927;1:789-794.
TURNER, C.; D. SAWA. 1990. Evidence of Toxoplasma gondii in an equine placenta.
Veterinary Record. 127: 96.
TURNER, C.; S. MOHAMMED.; D. SAWA. 1991. Detection of Toxoplasma DNA in
ovine samples. Veterinary Record. 129: 436.
URQUHART, G.; J. ARMOUR.; J. DUNCAN.; A. DUNN.; F. JENNINGS. 2001.
Parasitología Veterinaria. p 267-271. Ed. Acribia, España.
VENTURINI, M.; M. CASTELLANO.; M. BACIGALUPE. 1997. Coinfección con
Toxoplasma gondii y virus de la inmunodeficiencia felina (FIV). Parasitología al día.
21(3-4): 81-84.
WALLACE, G.D., 1969. Serologic and epidemiologic observations on toxoplasmosis
on three Pacific Atolls. Am. J. Epidemiol. 90, 103–111.
WASTLING, J.; M. NICOLL.; D. BUXTON. 1993. Comparison of two gene
amplification amplification methods for the detection of Toxoplasma gondii in
experimentally infected sheep. Journal of Medical Microbiology. 38, 360-365.
WHEELER, R.; H. WILMORE.; D. SAWA.; C. TURNER. 1990. Diagnosis of ovine
toxoplasmosis using PCR. Veterinary Record. 126, 249.
57
WIENER LAB. TOXOTEST HAI. 2000. Prueba de Hemaglutinación indirecta (HAI)
para la detección de anticuerpos contra Toxoplasma gondii. Argentina.
WONG, S. Y.; REMINGTON, J. S. Biology of Toxoplasma gondii. AIDS, 7: 299316, 1993.
58
APÊNDICE 1 - Ficha de identificação dos animais.
59
APÊNDICE 2 - Consentimento livre e esclarecido dos responsáveis pelos animais
AUTORIZAÇÃO
Eu, ____________________________________________________, responsável pelo(s)
animal(is) da especie felina abaixo discriminado(s), autorizo a sua participação na pesquisa “
FREQUÊNCIA DE Toxoplasma gondii (NICOLLE; MANCEAUX, 1909) EM GATOS
(Felis catus, Linnaeus 1758) RESIDENTES EM DUAS ÁREAS DISTINTAS DA
AMÉRICA LATINA”. Sei que terá(ao) amostra(s) de sangue coletada(s) e estou ciente dos
riscos e procedimentos necessários.
Endereço:____________________________________Telefone:___________
Rio de Janeiro, _____, de __________________ de _______.
___________________________________________________
Responsável pelo(s) animal(is)
Pelagem
Número
Nome
Sexo
Idade
Raça
cor
marcação
60
ANEXO 1 - Licença do Comité Ética.

Documentos relacionados