1 Medicina en Cetáceos para Zoo and Wild Animal Medicine 5th ed
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1 Medicina en Cetáceos para Zoo and Wild Animal Medicine 5th ed
1 Medicina en Cetáceos para Zoo and Wild Animal Medicine 5th ed. Thomas H. Reidarson DVM, Dipl. ACZM SeaWorld de California, San Diego Traducido por Tania Monreal Pawlowsky, DVM y Tenesoya Pawlowsky Santana, DVM Introducción La medicina se define literalmente como el arte y la ciencia del diagnóstico y tratamiento de la enfermedad y el mantenimiento de la salud. Como es difícil describir el arte de la medicina con palabras, este capítulo trata sobre la ciencia y espera del lector que sea un veterinario competente. La vida en un medio acuático crea varios retos para un cetáceo. Este capítulo subraya varios de estos retos y, donde resulta apropiado, el autor intenta introducir rasgos y retos médicos. Biología Cetacea (ballenas, marsopas y delfines), carnivora (osos polares, nutrias, focas, leones marinos y morsas), y sirenia (manaties y dugongs) son los tres órdenes de mamíferos marinos. Utilizando técnicas moleculares, varios biólogos han propuesto el insertar a los cetáceos dentro del orden Artiodactyla (ungulados de pezuña plana). Hasta el momento 78 especies de cetáceos vivos forman dos subórdenes, el de los Misticetos (ballenas barbadas) y el de los Odontocetos (ballenas dentadas). Desde una perspectiva anatómica, los cetáceos están modificados en un grado mayor que cualquier otro mamífero. Para adaptarse a un medio totalmente acuático, poseen diferencias morfológicas obvias y fisiológicas algo más sutiles. Pueden moverse libremente en el agua, regular el intercambio de calor y visualizar la presa en un medio oscuro. 2 Misticetos y odontocetos comparten muchas características pero pueden diferenciarse gracias a la presencia de barbas (aparato filtrador) compuestas por queratina, dos espiráculos externos, mandíbula no sinfiseal y “dimorfismo sexual inverso” (hembras adultas más grandes) en los misticetos. Este capítulo trata del delfín mular (Tursiops truncatus) y la orca (Orcinus orca), cetáceos de la familia Delphinidae, ya que los conocimientos médicos son mayores en estas especies. Anatomía y fisiología únicas Los cetáceos están adaptados a moverse en un ambiente que es: (1) 3 órdenes de magnitud más denso o 60 veces más viscoso que el aire (2) el coeficiente de conductividad térmica es 25 veces mayor en el agua que en el aire (por ejemplo: el calor del cuerpo de un mamífero se pierde 25 veces más rápido en el agua) y, (3) el medio acuático atenúa la energía lumínica (en total oscuridad al cabo de pocos metros). Algunos de los rasgos externos de los cetáceos diseñados para disminuir la resistencia en el medio acuático incluyen cuerpos fusiformes alineados a las corrientes y ausencia de pabellón auricular, órganos reproductores externos, apéndices pélvicos y pelo (aunque todas las especies tienen un manto de pelo durante el desarrollo fetal y algunos poseen algo de pelo en la zona facial en la vida adulta). La aleta pectoral es una modificación de la extremidad anterior de un mamífero, con una red fibrorcartilaginosa de densidad extrema entre los huesos de la falange para crear una especie de remo. La cola a su vez es no ósea y se utiliza primordialmente para la propulsión. La mayoría posee una aleta dorsal fibrorcartilaginosa que facilita la termorregulación y la estabilidad dinámica. Para regular un flujo térmico en un ambiente altamente conductor, los cetáceos han desarrollado unas “ventanas térmicas”. Poseen estructuras únicas que ayudan en la termorregulación como las anastomosis arteriovenosas (AAV), canales vasculares que conectan 3 una arteria y una vena proximal al lecho capilar. Existen en la piel, superficialmente a la grasa, en las aletas y en la cola. Las AAV juegan un papel determinante en la termorregulación global del cuerpo, regulando la pérdida de temperatura al medio exterior, manteniendo la temperatura en el núcleo corporal elevada y permitiendo el acceso de sangre fría a testículos, epidídimos, ovarios y útero. Los testículos de los cetáceos son crípticos, y como tales son termorregulados por un sistema contracorriente situado en la cavidad abdominal caudal que recibe la sangre de las aletas dorsales y la cola. Han sido descritas redes venosas similares en las hembras para prevenir traumas reproductivos hipertérmicos. También existe la hipótesis que regulan la temperatura del feto en desarrollo. Para conservar el calor, los cetáceos mantienen un parámetro superficie:volumen que les permite disminuir el área relativa en la que el calor es transferido al medio acuático. Esta “solución” morfológica disminuye por tanto la pérdida de calor del cuerpo del mamífero marino al agua. Los cetáceos mantienen a su vez una conductividad térmica baja gracias a una gruesa hipodermis rica en grasas que aporta más del 30% del peso vivo del animal. Esta capa aísla a los mamíferos marinos del medio exterior. Para deshacerse del calor excesivo, los mamíferos marinos han desarrollado varios métodos. La capa grasa está muy vascularizada por unas arteriolas capaces de vasoconstreñirse y vasodilatarse para “llevarse” el exceso de temperatura lejos del centro del cuerpo. A su vez, estos animales pueden utilizar sus aletas dorsales y la cola, que no están aisladas, como ventanas térmicas que disipan calor a través de dos sistemas venosos de retorno. Uno de estos sistemas está cerca de la superficie y el otro forma un sistema contracorriente con las arterias provenientes de las aletas y la cola. El sistema respiratorio de los cetáceos es único en comparación al de los mamíferos terrestres y se caracteriza por tener los nostrilos posicionados en lo alto de la cabeza, bipartidos en las 4 ballenas barbadas y únicos en las dentadas. Los odontocetos también poseen 4 pares de sacos asociados a la parte final del conducto nasal, que utilizan para la producción de sonido. La laringe está compuesta por un marco cartilaginoso que comprende la epiglotis y un cartílago corniculado que se mantienen unidos por un conjunto de músculos llamado llamado tubo aritenoepiglótico. El esfínter palatofaríngeo mantiene el cartilago de forma piramidal firmemente sellado en una posición intranarial, asegurando que no entre agua ni comida en el sistema respiratorio durante la deglución. Los pulmones están nada o poco lobulados, formando esencialmente dos lóbulos. Desde el punto de vista anatómico puede hablarse de un aumento de estructuras de soporte como pueden ser cartílago, colágeno, músculo liso y tejido elástico a nivel de los bronquiolos terminales, lo que facilita una apnea prolongada y el rápido intercambio de aire al emerger. Los cetáceos bucean con los pulmones llenos de aire. Para evitar la narcosis por nitrógeno (una condición potencialmente mortal causada por la absorción de aire rico en nitrógeno durante una inmersión y la liberación de este nitrógeno en forma de gas a la sangre durante el ascenso), los cetáceos son capaces de colapsar los alveolos gracias a una especie de esfínter que poseen en los bronquiolos terminales. De esta forma el colapso alveolar aisla el nitrógeno de la sangre, forzándolo a subir a las vías superiores del árbol bronquial. Dado que el intercambio de aire no se da durante la inmersión, el oxígeno debe ser almacenado y transportado uniéndolo de forma reversible a la hemoglobina de los eritrocitos y a la mioglobina muscular. El sistema digestivo consta de tres cámaras que funcionalmente corresponden al único estómago de la mayoría de mamíferos. La primera cámara es el pre-estómago distendible, esencialmente un ensanchamiento del esófago distal. La segunda es el estómago glandular principal o fundus, el lugar de la digestión química. La tercera tiene forma de “U” y es la región pilórica, conectada 5 por el canal conector. La parte inicial del duodeno es una especie de saco que se confunde comúnmente con una cuarta cámara. La mayoría de los mamíferos marinos poseen riñones multilobulados formados por unidades pequeñas e independientes denominadas renículas. Ya que un riñón multilobulado posee más superficie que uno unilobulado puede filtrarse más volumen sanguíneo por unidad de tiempo, produciéndose por tanto un mayor volumen de orina y una importante diuresis postpandrial. No se sabe si pueden formar una orina más concentrada que los mamíferos terrestres, entonces, ¿cuál es la ventaja de poseer un riñón multilobulado?. Ya que muchos mamíferos terrestres de gran tamaño poseen a su vez riñones multilobulados, puede especularse que son una adaptación al tamaño del animal. Instalaciones especiales Las directrices para el mantenimiento de cetáceos en cautividad son estipuladas por el Animal Welfare Act (AWA), bajo la dirección del U.S. Department of Agriculture (USDA). El AWA asegura que animales mantenidos para su uso en la investigación y exhibición pública son tratados correctamente. La Animal and Plant Health Inspection Service (APHIS) se asegura del cumplimiento de las normas vigentes mediante inspecciones no anunciadas de inspectores de la USDA. Estos inspectores pueden exigir los requisitos mínimos de espacio, alimentación, sanidad, manejo, calificación de los empleados, asistencia veterinaria y transporte. Para más información se remite al lector al Code of Federal Regulations (CFR), documento publicado en el congreso. El USDA y APHIS han establecido estándares mínimos para la calidad del agua. Los sistemas pueden ser abiertos, semicerrados o cerrados. Los sistemas abiertos no precisan de filtración mecánica mientras que los semicerrados se basan en un recambio periódico de agua y una filtración granular (utilizando arena o una mezcla de antracita, arena y granate). Los sistemas 6 cerrados son los que requieren el tratamiento de agua más intenso, ya que se reutiliza la totalidad del agua. Los sistemas cerrados y semicerrados presentan también dificultades en el mantenimineto de la salinidad, alcalinidad y pH. El agua de lluvia, de escapes y de la limpieza mediante mangueras puede afectar a la salinidad. La alcalinidad y el pH disminuyen al añadir ácidos orgánicos a través de heces, comida y orina. Se necesita bicarbonato o sales carbonadas para corregir esta situación. La filtración mecánica es utilizada para la extracción de partículas de deshechos y partículas de carbón orgánico (PCO). La mayoría de filtros son tipo aspiradora, colocándose una bomba detrás del filtro y pasando el agua a través de él. Los filtros granulados se definen por el tamaño del grano filtrante y/o la composición del medio. Los filtros rápidos de arena contienen arena fina (tamaño de grano <0,5 mm) o arena rugosa (tamaño de grano >5,0 mm), mientras que los filtros de capacidad elevada contienen un medio dual, normalmente antracita y arena, o medios múltiples, con antracita, arena, granate y/o ilemnita. En los filtros duales o múltiples los materiales se colocan de rugosos (arriba) a finos (abajo) para conseguir una extracción óptima de las partículas. Los filtros se limpian cuando se mide una gran diferencia de presión entre los diferentes materiales que lo componen (de arriba a abajo). APHIS regula la cantidad de coliformes en sistemas de mamíferos marinos mediante la obtención de muestras semanales. Las piscinas no pueden exceder un número más probable (NMP) de 1000 coliformes /100 ml de agua. Para el control bacteriano se utilizan varios tipos de desinfectantes. Algunos son oxidantes basados en cloro, ozono y ultravioleta. Los óxidos de cloro incluyen hipoclorito sódico (NaOCl), en forma de gas (Cl2), mono y dicloramina (NH2Cl, HNCl2), y dióxido de cloro (ClOx), así como sus productos de reacción. Las sales de hipoclorito reaccionan con el agua para producir ácido hipoclórico y con el amoníaco para producir di- y tricloraminas. El primero es considerado 7 el oxidante más potente contra virus, quistes protozooarios y bacterias entéricas. La formación de ácido depende de la cantidad de cloro añadido, mientras que la de cloraminas depende de la presencia de proteína residual añadida al sistema (proveniente de heces, orina y agua). En la práctica, la mayoría de instituciones intentan mantener el total de cloro por debajo de 1 ppm y el cloro libre en un 50% del total. Los oxidantes de cloro también reaccionan con bromo en agua de mar tanto artificial como natural, formando ácido hipobrómico (HOBr) e iones hipobrómicos (Obr-), ambos potentes oxidantes. El ozono también se utiliza comúnmente como desinfectante. S produce haciendo pasar una corriente alterna de alto voltaje a través de un espacio de descarga en presencia de oxígeno. Una vez generado se descompone rápidamente en otros desinfectantes potentes, radicales libres, hidroperóxidos e intermediarios de ozónida. El ozono reacciona a su vez con iones bromuro, presente de forma natural en el agua de mar, produciendo oxidantes adicionales, ácido hipobromoso e iones de hipobromito. Inmovilización y manejo Los cetáceos pueden ser inmovilizados para extracción de sangre, radiografías, ecografías y endoscopias con o sin la ayuda de anestesia general. Normalmente el animal es transportado fuera del agua mediante una camilla con agujeros para las aletas pectorales. Para la mayoría de procedimientos médicos el animal es posicionado lateralmente sobre un costado, retirándose la camilla. Los medicamentos utilizados para anestesia general y sedación se encuentran en la Tabla 1. Algunos de los agentes intravenosos utilizados con éxito son el tiopental, propofol y la combinación de medetomidina y ketamina. Seis delfines mulares adultos fueron preanestesiados con diazepam (0,15 mg/kg IM) y atropina (1,5 – 2,0 mg IM), inducidos con propofol (3,5 – 4,8 mg/kg IV hasta obtener el efecto deseado), y mantenidos con isoflurano (1,0 – 1,5 %) (B. Van Bon y R. Linnehan, M. Walsh, J. McBain, S. Ridgway, com. personales). Otro delfín mular 8 adulto fue anestesiado con medetomidina (40 mcg/kg IM) y ketamina (1,75 mg/kg IM) y revertido con atipamezol (200 mcg/kg IM) (T. Reidarson, datos no publicados). La intubación se consigue mediante la dislocación del tubo aritenoepiglótico (laringe modificada) del esfínter nasofaríngeo del espiráculo. Se tira de la laringe anteroventralmente y se introduce un tubo endotraqueal por la tráquea. Debido al gran tamaño de la tráquea de un animal adulto se necesitan tubos equinos de entre 24 y 32 m de diámetro. Dado que en la mayoría de los cetáceos la tráquea se bifurca cranealmente, no hay que preocuparse por intubar los bronquios principales por error. Para un delfín mular de unos 240 kg de peso, no se debe pasar el tubo endotraqueal más allá de los 20 cm de la abertura de la laringe. La anestesia inhalatoria de elección es el isofluorano, aunque en el pasado también se han utilizado halotano y óxido nitroso para intervenciones cortas efectos laterales. (Tabla 2). El grado de profundidad de la anestesia se comprueba mediante los reflejos palpebral y corneal, lengua, movimiento del espiráculo en respuesta al contacto y movimientos de ano y vagina. Aunque antiguamente se creía necesario, el control del nivel apnéustico puede reemplazarse por ventilación no apnéustica durante la anestesia general. En procedimientos largos es necesario mantener ventilación asistida a un ritmo de 3 a 6 respiraciones por minuto. Las opciones quirúrgicas en cetáceos son similares a las de los mamíferos terrestres, a excepción de la laparatomía, que ha sido introducida recientemente. Las operaciones quirúrgicas más comunes son odontología (extracción de piezas dentarias, tratamiento de encías y pulpotomías), tratamiento de abscesos, tratamiento de heridas, biopsias superficiales (mediante endoscopia y punciones dérmicas) y reparación de fracturas maxilares y mandibulares. Diagnósticos Los cetáceos no son los únicos en enmascarar los signos de enfermedad, sin embargo el autor cree que lo han convertido en un arte. Cuando un cetáceo deja de comer, la situación es grave. A 9 menos que sea obvio, hay que asumir que es neumonía hasta que se demuestre lo contrario. Como humanos tendemos a ser optimistas cuando no entendemos del todo la situación, lo que desafortunadamente muchas veces es la causa de la muerte de algunos cetáceos. Como regla a seguir, si el clínico cree conveniente realizar alguna prueba, lo mejor es hacerla lo antes posible. Por otra parte, si el clínico está convencido de que se tiene que hacer algo, puede ser demasiado tarde. Los cetáceos presentan varios retos en el exámen clínico. Primero tener en cuenta que son animales muy sociales. Si se sienten enfermos, en vez de separarse del resto del grupo, tienden a quedarse cerca de otros animales enfermos. Debido al ambiente acuático en el que viven, es difícil observar vómitos, diarrea, hematuria y descargas de abscesos. Como con todas las demás especies, lo más importante es obtener un buen historial. Aunque el conocimiento de la cantidad de comida ingerida y del apetito es importante, la interacción con los entrenadores y sus compañeros de piscina es igualmente importante para detectar la enfermedad. Visualmente se pueden examinar la condición de la piel y los ojos y la condición corporal. Aunque no resulta muy usual, el clínico puede no detectar la pérdida de peso gradual de un animal. A menos que se puedan pesar los animales u observarlos a través de un panel acrílico o directamente fuera del agua, es difícil determinar cambios sutiles en el peso. La flotabilidad es uno de los rasgos clínicos más importantes en cetáceos. Una neumonía puede aumentar o disminuir la flotabilidad. Una disminución está asociada a una menor capacidad pulmonar, ya sea debida a una masa o a la acumulación de fluido pleural. Una flotabilidad aumentada se da al acumularse gas en el tracto gastrointestinal, abdomen o tórax. La inclinación puede ser difícil de determinar. Se debe principalmente a neumonía unilateral o problemas de SNC. Lo mejor para observar una inclinación del animal es observarlo en la superficie del agua, cuando está descansando, ya que pueden compensar cualquier tipo de 10 anormalidad en la flotabilidad cuando están nadando. A pesar de que existen excepciones, los individuos con neumonía tienden a compensar, mientras que los que padecen problemas del SNC no son capaces de hacerlo. Mantener en mente que una cierta inclinación es normal en delfines que están mirando hacia arriba, tal y como ocurre cuando se vacía el agua de la piscina porque girar hacia un lado permite observar mejor lo que pasa por encima de la superficie. El examen físico Hay limitaciones debido al tamaño, incapacidad para llevar a cabo la palpación abdominal y la auscultación torácica debido al grosor de la grasa que atenúa la transmisión del sonido. Aunque frecuentemente se pasa por alto, el peso corporal es esencial en un examen fisico inicial. Si el historial y los examenes visuales indican una posible enfermedad, lo habitual es obtener una muestra de sangre en primer lugar. El sitio más frecuente para realizar venipunción es la vena de la aleta central aunque también puede obtenerse sangre de la aleta dorsal, la aleta pectoral, o del pedúnculo. Las muestras de orina pueden obtenerse mediante sondaje utilizando catéteres urinarios flexibles del 5 a 8 Frances (French). Las muestras fecales se recogen insertando un tubo tipo Levin Frances del No. 16 (Professional Medical Products, Inc., Greenwoood, SC) y las muestras de leche pueden obtenerse aplicando un embudo unido a una jeringa de 60 ml con punta para cateter (catheter tip syringe) con una longitud de tubo corta. Tomando una muestra del paso nasal con una torunda o exponiendo una placa de agar durante la exhalación, se consiguen muestras de espiráculo para cultivo y citología. Estas muestras son útiles para evaluar enfermedad del tracto respiratorio superior pero no son de mucha ayuda en el caso del tracto respiratorio inferior. Otras modalidades diagnósticas La ultrasonografía y la endoscopia (gastroscopia, broncoscopia, cistoscopia, colonoscopia) son modalidades diagnósticas utilizadas comúnmente en cetáceos. La gastroscopia de cetáceos es 11 fácil de realizar después de un ayuno de 6 horas. Los cetáceos no entrenados para una endoscopia dentro del agua se introducen en una camilla o se colocan sobre un cojín de espuma. La técnica preferible es colocar al animal bien en recumbencia lateral derecha o bien en recumbencia esternal. Colocar toallas de algodón en la boca y apartar el hocido permite dominar la cabeza del animal. Se pasa el endoscopio por el esófago con insuflación contínua. La primera cámara (pre-estómago) es de color más claro que el esófago y tiene un grueso epitelio escamoso. La segunda cámara (fúndica), localizada en la porción craneal ventral izquierda del preestómago, no es distendible y tiene una mucosa de color rojo oscuro con aspecto aterciopelado organizada con una distribución distinta de criptas circulares rugosas. La tercera cámara (pilórica) está conectada a la cámara fúndica mediante un canal y es imposible observarla endoscópicamente con la tecnología actual. Para la endoscopia, puede insertarse fácilmente un broncoscopio estándar de 5,6 mm de diámetro y 60 cm de longitud a través del espiráculo , la nasofaringe y la glotis, pasar los bronquios accesorios y más allá de la carina hasta los bronquilos de 3ª a 4ª generación. Las muestras de lavados broncoalveolares (LBA) (para citología y cultivo) y las biopsias endobronquiales obtenidas de estos sitios son de mucha ayuda en la evaluación de la enfermedad del tracto respiratorio inferior. Recientemente se han introducido examenes exploratorios por laparoscopia para la visualización y biopsia de órganos abdominales. Los aspirados de médula ósea y las biopsias pueden obtenerse de los cuerpos vertebrales centrales de la cola o del esternón utilizando técnicas estándar. Hematología y bioquímicas (Tabla 2) El tamaño de los eritrocitos y las concentraciones de hemoglobina son más altas y el número de eritrocitos inferior en la mayoría de mamíferos marinos si se comparan con sus congéneres terrestres. Los recuentos de eritrocitos son superiores en neonatos que en adultos y decrecen a 12 medida que el animal crece y aprende a bucear. El número de eosinófilos circulantes es significativamente mayor en los cetáceos libres que en los cautivos, debido presumiblemente a la presencia de parásitos internos en los primeros. La alanina aminotransferasa (ALT), la aspartato aminotransferasa (AST), y la lactato deshidrogenasa (LDH) son indicadores de desórdenes en el sistema hepatobiliar. Además de por daños infecciosos y tóxicos al hígado, estos enzimas también son liberados al sistema circulatorio debido a inyecciones intramusculares así como por heridas traumáticas del músculo liso y esquelético. Estas distintas condiciones clínicas en cetáceos produce patrones de isoenzima LDH que difieren significativamente, facilitando información bioquímica concluyente cuando están limitadas otras modalidades diagnósticas. La fosfatasa alcalina (FA-ALP) es producida por una variedad de tejidos que incluye el hígado, riñón, hueso, corazón y músculo esquelético. Se observan niveles séricos elevados de ALP en cetáceos jóvenes, sanos y de crecimiento rápido. A diferencia de sus colegas terrestres, en cetáceos, los niveles elevados de FA raramente se asocian a patología hepática, entre las que se incluyen colangiohepatitis fibrosante, cirrosis hepática, hepatitis vírica crónica activa y hemocromatosis hepática. En el delfín mular, la actividad sérica de la FA es un indicador de pronóstico útil de enfermedad inflamatoria. Los niveles séricos disminuyen drásticamente con enfermedades infecciosas y aumentan cuando la infección mejora. Los niveles de FA también pueden utilizarse para evaluar el estado nutricional de los cetáceos. El mecanismo por el cual los niveles de FA caen de forma muy predictiva cuando los individuos pierden peso y aumenta cuando lo recuperan, es desconocido. Los niveles séricos de sodio y cloro son en cetáceos aproximadamente un 10% superiores en comparación con sus colegas terrestres debido al consumo obligatorio de agua salada y peces que contienen elevados niveles de sal. Se desconoce el mecanismo por el cual los cetáceos controlan 13 elevadas cantidades de sal, aunque la hormona antidiurética y el sistema renina-aldosterona parecen jugar un papel fundamental. El tiempo parcial de protrombina (TPP) es anormalmente largo en los odontocetos debido a la falta del factor Hageman (Factor XII) y del factor Fletcher (precalicreína) que aparentemente contribuyen en la funcionalidad de la vía intrínseca de la cascada de la coagulación. La importancia de esto no está claro ya que los cetáceos parecen no sufrir desórdenes hemostáticos. Debido a que la mayoría de las enfermedades de los odontocetos son infecciosas y por ello de naturaleza inflamatoria, el conocimiento de los marcadores hematológicos y bioquímicos de la inflamación es esencial. Estos son el recuento de reticulocitos, recuento de glóbulos blancos, recuento diferencial, tasa de sedimentación de los eritrocitos, fibrinógeno plasmático, albúmina sérica, fosfatasa alcalina sérica y hierro sérico. Para una discusión profunda de estos parámetros se refiere al lector al capítulo sobre Medicina de cetáceos de J. McBain en el CRC Handbook of Marine Mammal Medicine. Enfermedades infecciosas de los cetáceos (Tabla 3) Enfermedades víricas A lo largo de la década pasada, el morbillivirus ha emergido como el patógeno de mayor importancia en los cetáceos salvajes. Las especies afectadas incluyen los defines mulares de la costa atlántica de los Estados Unidos y del Golfo de Méjico, la foca común (Phocoena phococena) de la costa Irlandesa, delfines listados (Stenella coeruleoalba) del Mediterráneo, ballenas piloto o calderones (Globicephala melas y G. macrorhynchus) del Atlántico oeste, delfines comunes (Delphinus delphis), delfines oscuros (Lagenorhynchus obscurus) y delfines mulares costeros (T. truncatus) del Pacífico este. Los signos clínicos incluyen mala condición física, enfermedad respiratoria (neumonía broncoinstersticial), encefalitis, y fuertes cargas de ecto y endoparásitos. 14 Los papilomas cutáneos y de mucosas y/o fibropapilomas han sido identificados en orcas (Orcinus orca), papilomas genitales en cachalotes (Physeter macrocephalus), papilomas gástricos en belugas (Dephinapterus leucas), papilomas cutáneos en foca común (Phocoena phocoena), y verrugas genitales en delfines oscuros y marsopas de Burmeister (Phocoena spinipinnis). En las dos últimas especies, la más probable es la transmisión venérea, mientras que la transmisión de las formas cutáneas y gástricas es desconocida. Se han aislado poxvirus de delfines mulares del Atlántico, delfines listados del Atlántico, una orca, delfines oscuros, delfines de hocico largo (Delphinus capensis), delfín de Hector (Cephalorhynchus hectori) y marsopas de Burmeister. Las presentaciones clínicas más frecuentes varían desde lesiones en forma de anillo o redondeadas a formas negras, puntiformes (“tatuaje”) en cualquier parte del cuerpo. Las lesiones persisten desde meses hasta años sin efectos dañinos aparentes en el animal. Se han aislado herpesvirus del cerebro de una marsopa común varada, la mucosa peneana de una marsopa común macho, úlceras esofágicas en belugas y marsopa común, dermatitis generalizada en hembras de belugas juveniles varadas, y puntos negros en el hocico de delfines oscuros en libertad. Excepto en la encefalitis por herpesvirus en la marsopa común, las otras lesiones estaban localizadas en piel y mucosa solamente, sin evidencia de diseminación sistémica. Otros virus observados con menor frecuencia incluyen el virus de la influenza A, adenovirus, calicivirus, virus de la hepatitis B, y un virus parecido al rabdovirus. El virus de la Influenza A fue aislado de una ballena piloto (Globicephala melas) varada en la costa de Maine y ballenas Minke en el Pacífico Sur. La primera presentaba emaciación con dificultad extrema para maniobrar y presentaba bronquitis y bronquiolitis necrotizante, además de alveolitis hemorrágica en la necropsia. Se ha aislado adenovirus de muestras de colon de dos ballenas (Balaena mysticetus) y de los instestinos de una beluga del estuario de St. Lawrence. Hasta ahora la 15 enfermedad clínica no ha sido atribuida a la presencia de adenovirus en ninguna de las especies de cetáceos. Se han aislado calicivirus (virus del león marino de San Miguel) de delfín mular, en el que producia lesiones tipo “tatuaje” parecidas a las producidas por el poxvirus. Se ha diagnosticado infección por hepatitis B (hepadnavirus) en un delfín listado del Pacífico produciendo una hepatitis crónica persistente parecida a la que se observa en mamíferos terrestres. Finalmente, un virus parecido al rabdovirus (relacionado pero no idéntico al virus de la rabia) fue aislado de los pulmones y riñones de un delfín de hocico blanco. Enfermedades bacterianas (En la tabla 4 se detallan muchos de los productos farmacéuticos utilizados comúnmente en cetáceos) Se ha obtenido Brucella de un feto abortado de delfín mular y del pulmón de un delfín mular adulto. Ha sido documentada la evidencia serológica de exposición a Brucella en una marsopa común, delfín mular, orcas, delfín común, calderones, y delfines listados. Erysipelothrix rhusiopathiae ha producido numerosas enfermedades y muertes en delfines mulares, beluga, orcas, un delfín de hocico blanco (Lagenohynchus albirustris), y falsas orcas (Pseudorca crassidens). La enfermedad es más frecuente en cetáceos juveniles no vacunados y se caracteriza por signos clínicos no específicos de anorexia y debilidad produciendo septicemia aguda o formas dérmicas (enfermedad del mal rojo). El organismo es una bacteria residente de la capa mucosa de muchas especies marinas de peces. Capaz de sobrevivir a la congelación y descongelación, es difícil eliminar la bacteria por procedimientos tradicionales. La nocardiosis ha sido descrita en nueves especies de cetáceos. Norcardi asteroides y N. brasiliensis son las especies más frecuentemente descritas y producen enfermedad pulmonar y/o cutánea. El único método diagnóstico antemortem son la biopsia y el cultivo, y todas las formas de terapia convencionales han fallado en la resolución de la infección. 16 Staphylococcus aureus y Pseudomonas aeruginosa son dos de las más frecuentemente aisladas en infecciones del tracto respiratorio inferior y superior y producen septicemia y muerte. El autor conoce al menos cinco casos de septicemia por S. aureus asociadas a flebotomía en delfines mulares. Otras bacterias observadas de forma menos frecuente es Mycobacteria marinum , aislada de una lesion profunda de piel de una beluga, una única especie marina de Helicobacter aislada de muestras de mucosa gástrica (asociada o no con ulceración gástrica), Pasteurella multocida causante de enteritis hemorrágica y traqueitis que acaban en septicemia y muerte en muchos delfines mulares, y un sobrecrecimiento de Clostridium perfringens del tipo A que produce vómitos, diarrea, flatulencia y calambres en varios cetáceos. La tabla 5 incluye muchos de los agentes antimicrobianos utilizados comúnmente en cetáceos. Enfermedades micóticas Un estudio reciente de infecciones fúngicas en mamíferos marinos ha descrito la aspergilosis pulmonar como la enfermedad fúngica más común en cetáceos, afectando a 10 especies con el mayor número observado en delfines mulares varados infectados con morbillivirus. Otros hongos oportunistas incluyen infecciones sistémicas y locales por Candida albicans en 7 especies de mamíferos marinos, infecciones por Cryptococcus neoformans en 3 especies de cetáceos, infecciones sistémicas por zigomicetos en 9 especies de cetáceos, e infecciones por dermatofitos incluyendo Fusarium, Malassezia, Microspoum, Spoothrix, Trichophyton, y Trichospoon en 4 especies de cetáceos. Las infecciones con participación de hongos endémicos incluyen Blastomyces dermatitidis sistémico en un delfín mular, Coccidioides immitis sistémico en un delfín mular, infecciones diseminadas de Histoplasma capsulatum en delfín mular, una falsa orca, y un delfín listado del 17 Pacífico, y Loboa loboi (blastomicosis queloide) en un delfín de agua dulce (Sotalia guianensis) y un delfín mular. El hallazgo de hongos oportunistas como Aspergillus, Candida, o Zygomycetes spp. en un cultivo de una membrana respiratoria mucosa puede ser de interés. Si no hay un elevado índice clínico de sospecha de invasión, el hongo debe considerarse saprofito ya que son transportados fácilmente por el aire y puede demostrarse durante el muestreo tanto de aire interior como exterior. La demostración de enfermedad invasiva por parte de estos organismos suele requerir la identificación de los agentes fúngicos directamente en la muestra clínica o el crecimiento de organismos de más de una muestra obtenida de un lugar normalmente estéril. Las presentciones clínicas de las enfermedades micóticas son frustrantemente inespecíficas, variando de crónicas a fulminantes, al igual que la enfermedad bacteriana o vírica. Una enfermedad que inicialmente parece responder a los antibióticos y se cambia a una situación en la que aparentemente no hay respuesta, podría ser evidencia de un cambio a una etiología fúngica. Los hallazgos de laboratorio de individuos con infecciones fúngicas oportunistas suelen producir cambios hematológicos y bioquímicos no distinguibles de infecciones bacterianas o víricas. La radiografía, la ultrasonografía y la endoscopia ayudan en la localización de las lesiones. Con la excepción de la prueba de inhibición competitiva con Aspergillus, la aglutinación por latex en criptococos, el método del antígeno ELISA para histoplasmosis y los tests para coccidioidomicosis útiles desde el punto de vista diagnóstico y pronóstico, el uso de la serología para el diagnóstico de las micosis es por lo general desalentador. Se han utilizado varias drogas antifúngicas para tratar las infecciones fúngicas en mamíferos marinos (Tabla 5). Los azoles fungistáticos (fluconazol, Pfizer; itraconazol, Janssen Pharmaceutica; ketoconazol, Janssen Pharmaceutica; posaconazol, Schering Pharmaceuticals; voiconazol, Pfizer Pharmaceuticals), 18 flucitosina (Ancobon, Hoffman-LaRoche), la combinación de itraconazol y flucitosina y varios agentes fungicidas como el escualeno inhibidor de la epoxidasa, Terbinafin (Syoz Pharmaceuticals), la dispersión coloidal microencapsulada de amfotericina B (Sequus Pharmaceutical, Inc.), y una forma liposomal de nistatina, Nyotran (Aronex Pharmaceuticals, Inc.) han sido utilizados con éxito variable. Enfermedades parasitarias de los cetáceos (Tabla 5) Se sabe que los parásitos son una caussa importante de enfermedad en cetáceos salvajes pero presentan pocos problemas para aquellos mantenidos en cautividad. Esto es debido en parte a la ausencia de hospedadores intermedios y el uso adecuado de antihelmínticos. La tabla 6 es una lista muy completa de protozoos, apoicomplexanos, nematodos, cestodos, acantocéfalos, trematodos y ectoparásitos aislados de varias especies de cetáceos. Kyaroikeus cetarius es el único protozoo importante observado en el moco nasal, lesiones de piel y nódulos limfáticos de varias especies de cetáceos. Descubierto por lo general como un hallazgo ocasional en muestras citológicas del espiráculo, este parásito tiene poca importancia clínica. De los nematodos, Anisakis, Contracaecum y Pseudoterranova se sabe que producen gastritis y ulceración mientras que Halocercus, Pharurus, Pseudalius, y Stenurus infectan el tracto respiratorio de los cetáceos. Pseudalius es el único que se sabe afecta a los senos craneales de los odontocetos. De los cestodos que viven en el tracto gastrointestinbal de los cetáceos, solamente produce patología Strobilocephalus triangularis, introduciéndose en la pared del colon y produciendo úlceras necróticas. Se encuentran formas adultas de Phyllobothrium delphinii y Monoygma grimaldii en la grasa, tejido conectivo y libre en el peritoneo, no produciendo patología alguna o 19 muy leve. Como los cestodos adultos también infectan peces, los odontocetos son considerados hospedadores finales o intermedios. A excepción de Nasitrema, todos los demás trematodos infectan el hígado y los conductos hepáticos y/o pancreáticos de los odontocetos. Las formas adultas de Nasitrema residen en los sacos nasales de los odontocetos y se han observados huevos en el moco nasal. Aunque no se ha resuelto el ciclo vital, se sospecha que las formas larvarias se encuentran en peces hospedadores intermediarios. En algunas ocasiones, formas adultas de Nasitrema migran de forma aberrante a través de las paredes de los senos nasales y causan encefalitis y necrosis cerebral. Por ello se ha pensado que Nasitrema juega un papel en el varamiento de odontocetos. Enfermedades no infecciosas de los cetáceos Enfermedades nutricionales Aunque los desórdenes asociados a las vitaminas liposolubles A, D, y E no han sido descritos en cetáceos, la suplementación de cada una de ellas es esencial en el mantenimiento de los cetáceos en cautividad. (Tabla 6) Un kilogramo de arenque provee aproximadamente 2.000 UI (mg) de vitamina A, 8.000 UI de vitamina D y de 40 a 60 UI de vitamina E. Mientras el pescado se mantenga fresco, están presentes los niveles adecuados de todas las vitaminas liposolubles, aunque cada uno de ellos disminuye fácilmente si el pescado pierde su frescura. La vitamina E es la más lábil, conduciendo a la acumulación de peróxidos en los tejidos y produciendo esteatitis, degeneración muscular, necrosis hepática y anemia. El pescado debería almacenarse a –2 ºC (30 ºF) por periodos máximos de 4 meses para la caballa, de 6 a 7 meses para el arenque y 9 meses para el eperlano. La dosificación de vitamina A y E puede ser complicada ya que existe la evidencia de que la suplementación con vitamina A resulta en una disminución de los niveles de vitamina E en el suero y los tejidos. Los mamíferos marinos tienen una elevada capacidad de almacenamiento de vitamina D en la grasa por lo que la probabilidad de deficiencia es mínima. 20 La deficiencia de ácido ascórbico (vitamina C) ha sido descrita en el delfín mular y delfines listados del Pacífico. Los signos clínicos incluyen estomatitis necrotizante, anorexia y pérdida de peso que responden a la suplementación. A diferencia de muchas especies de pinípedos, parece ser que los cetáceos son incapaces de sintetizar vitamina C in vivo. La defiencia de tiamina ha sido descrita en el delfín mular del Atlántico alimentado con arenque y eperlano que contenían elevados niveles de enzima tiaminasa (White, 1970, pág 813 JAVMA 157: 559, 1970). Véase la documentación de White para signos clínicos y recomendaciones de suplementación. El envenenamiento por escombroides ha sido descrito en delfín mular y orcas en cautividad. Esta enfermedad ocurre cuando se utilizan para la alimentación escombroides (caballa o atún) mal conservados durante un largo periodo de tiempo. Los signos clínicos incluyen disnea, rechazo a actuar y “dolor de gargante.” Neoplasias en cetáceos (Tabla 7) La etilogía de la mayoría de los tumors en mamíferos marinos es desconocida. Los mamíferos marinos están expuestos a una variedad de carcinógenos potenciales que incluyen virus oncogénicos (p.ej. gammaherpes y virus del papiloma), nucleótidos radiactivos y contaminantes xenobióticos (p.ej. organohalidas, bifenilos policlorados y metales pesados). Solamente han mostrado tener una etiología infecciosa los papilomas gástricos en belugas y el carcinoma de células escamosas en el delfín mular. Defectos congénitos en cetáceos (Tabla 8) La mayoría de defectos congénitos descritos en cetáceos se detectaron en fetos presentes en el útero durante la necropsia de animales gestantes. Desafortunadamente, no han sido determinadas ni la prevalencia ni la etiología de ninguno de los defectos congénitos en mamíferos marinos. 21 Reproducción (Tabla 9) El tracto reproductivo de las hembras de cetáceos es bicornuado (doble cuerno) y el feto suele desarrollarse en uno de los cuernos. La vagina es un invaginación de la pared vaginal llamada pseudocérvix, que algunos piensan es una barrera medioambiental. La placentación es de tipo epiteliocorial difusa y ninguna gammaglobulina, o algunas de tamaño muy pequeño, pasan al feto a través de la placenta. La mayoría de las hembras de delfín mular en cautividad alcanzan la madurez sexual a la edad de 6 años, con la mayoría concibiendo por primera vez entre los 7 y los 10 años de edad. Son poliéstricas estacionales con actividad predominante entre la primavera y el otoño, aunque han habido nacimientos a lo largo de todo el año. La longitud del ciclo estral oscila de 21 a 42 días, basándose en los niveles de hormona en suero. La gestación dura 12 meses y la lactación se da hasta los 2 años, produciéndose un intervalo en los partos de entre 3 y 4 años. La patología más frecuente asociada a la reproducción en el delfín mular es el nacimiento de fetos muertos. Por otro lado, las orcas son poliéstricas con concepciones que ocurren a lo largo de todo el año con un incremento estacional no significativo de la actividad estral durante los meses de marzo a agosto. La duración del ciclo estral varía de 19 a 49 días (media de 41,2 días), la fase folicular alrededor de 18 días, la fase luteal alrededor de 20 días y la gestación es de 17 meses de duración. Se sabe que ocurre pseudogestación en el delfín mular, orcas, y falsas orcas. La causa no está clara pero parece ser más frecuente en hembras que viven en ausencia de machos. En orcas es independiente de la edad y aparece de forma más frecuente en hembras que han ciclado múltiples veces (más de cuatro ciclos) sin haber quedado preñadas. El parto ocurre por lo general de 1 a 4 horas después de la presentación de las colas en el delfín mular y orcas. El hecho de que primero salga la cola es beneficioso para la cría ya que 22 permite que la cola entre en el agua, se extienda y solidifique, haciendo la natación mucho más efectiva después del nacimiento. La expulsion de la placenta suele ocurrir en las 12 horas después del parto y aunque se ha observado amamantamiento a continuación del parto, los tiempos de amamantamiento tienden a incrementarse de forma drástrica una vez expulsada la placenta. Aunque las distocias son poco comunes, se han observado tanto causas maternas como fetales. Las causas maternas incluyen enfermedad, metritis y fatiga mientras que las causas fetales incluyen cola doblada o malformada, aleta pectoral malformada y gran tamaño del feto. Debido a la amplia variación de las duraciones gestacionales entre especies, y los poco claros datos sobre la concepción, la inducción de partos “pasados de tiempo” nunca está indicada. Si es necesaria la inducción del parto, ha sido utilizada de forma exitosa la prostaglandina F2α (PgF2α) en una beluga. En este caso se administraron 40 mg de PgF2α via IM, dos veces al día (BID) durante 4 días, lo que causó el descenso de los niveles de progesterona y el comienzo del parto 7 días después de la última inyección. El único producto farmacéutico utilizado para la contracepción de una hembra de delfín mular y orcas es Altrenogest (Rugu-Mate, Hoechst Roussel vet, Melbourne, Australia), y progestina oral a dosis de 0,05 mg/kg y día. Para producir azoospermia en machos, ha sido utilizado con éxito el acetato de leuprolida (Lupron, Tap Pharmaceuticals, Inc., Deerfield, IL) a dosis de 0,075 mg/kg, vía IM, cada 28 días. 23 Referencias 1. Zoo and Wild Animal Medicine IV. Fowler, M and Miller, ER (eds). W. B. Saunders, Orlando, 1999. 2. Reidarson, TH, Duffield, D, and McBain, J. Normal hematology of marine mammals. In: Fifth Edition Schalm’s Veterinary Hematology, Feldman, BF, Zinkl, JG, and Jain, NC (eds), Labiopincott Williams and Wilkins, Philadelphia, PA. 2000. 1164-1173. 3. CRC Handbook of Marine Mammal Medicine. Dierauf, L (ed). W. B. Saunders, Borca Raton, Florida, 1990. 4. CRC Handbook of Marine Mammal Medicine. Dierauf, L, and Gully, M. Borca Raton, Florida, 2001. 24 Tabla 1. Sedación y anestesia en cetáceos Generic name (Trade name) Diazepam (Valium) Midazolam (Versed) Meperidina (Demerol) Propofol (PropoFlo) Medatomadina‡ (Domitor) Ketamina (Ketaset) Delfín mular dosis 0,15 – 0,2 mg/kg PO 0,20 – 0,3 I mg/kg IM 0,05 – 0,1 mg/kg IM Orca Dosis 0.1 /kg PO 0.2 mg/kg IM 0,025 – 0,05 mg/kg IM 2,0 mg/kg IM 3,5 – 4,8 mg/kg IV 1,0 mg/kg IM 0,5 – 1,0 mg/kg PO N.D. 40 mcg/kg IM N.D. 1,75 mg/kg IM N.D. N.D. – no determinado. ‡ Un único caso N.D. – not determined Agente reversible Flumazenil (Romazicon) Flumazenil (Romazicon) Naloxona (Narcan) ninguno Delfín mular Dosis 0,002 – 0,004 mg/kg IM/IV Orca Dosis 0,002 mg/kg IM/IV 0,002 – 0,004 mg/kg IM/IV 0,002 mg/kg IM/IV 0,004 – 0,009 IM/IV 0,004 – 0,009 IM/IV Atipamezol (Antisedan) ninguno 200 mcg/kg IM N.D. 1,75 mg/kg IM N.D. ninguno 25 Tabla 2. Valores hematológicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautividad Delfín de Commerson (Cephalohynchus a commersoni) Delfín común a (Delphinus delphis) En cautividad Beluga a (Delphinapterus leucas) En libertad Beluga b (Delphinapterus leucas) Calderones (Globicephala a macrohynchus) Delfín listado del Pacífico a (Lagenohynchus obliquidens) (n=10, muestra=196) (n=2, muestra=44) (n=13, muestra=216) (n=145; muestra=145) (n=2, muestra=74) (n=9, muestra=373) 4,3 – 5,5 4,6 – 4,9 3,0 – 3,4 3,5 – 3,7 3,3 – 3,7 4,5 – 5,3 Hb (g/dL) 15,0 – 19,0 16,1 – 19,4 19,0 – 22,0 21,2 – 21,9 15,1 – 16,0 17,0 – 20,0 HCT (%) 43 – 53 46 – 55 50 – 60 58 – 60 43 – 45 47 – 57 MCV (fl) 94 – 104 100 – 114 163 – 185 159 – 164 123 – 129 90 – 98 MCH (pg) 33 – 37 35 – 40 59 – 66 58 – 61 43 – 46 32 – 36 Parámetro 6 3 RBC (10 /mm ) MCHC (g/dL) 34 – 36 34 – 36 36 – 38 36 – 37 34 – 36 35 – 37 Plaquetas (10 /mm3) 120 – 250 55 – 100 60 – 130 N.D. 70 – 90 100 – 150 Reticulocitos (%) 0.6 – 2.4 0.8 – 1.4 0.3 – 0.8 N.D. 0.7 – 1.2 0.8 – 2.5 0–3 0 0–1 N.D. 0 0–2 3 nRBC ESR (@ 60 min) Leucocitos/µL Neutrófilos (by) 0 0 0–9 N.D. 16 – 52 0 4.000 – 8.000 4.570 – 4.900 5.000 – 9.500 9.200 – 10.900 4.720 – 6.500 3.000 – 7.000 0 0 0 0 0 0 Neutrófilos (maduros) 1.150 – 3.250 2.590 – 4.150 2.580 – 5.520 3.700 – 4.400 2.930 – 4.360 1.250 – 3.730 Limfocito 1.260 – 2.420 380 – 850 1.100 – 4.150 3.600 – 4.700 660 – 2.080 390 – 1.390 Monocito 150 – 270 120 – 350 220 – 780 370 – 530 190 – 460 80 – 240 Eosinófilo 890 – 2.200 620 – 1280 90 – 640 2.400 – 3.300 240 – 870 720 – 1.910 0 0 0 0 0 0 5,6 – 7,0 6,3 – 7,3 5,7 – 7,3 7,9 – 8,2 5,3 – 6,0 5,8 – 6,8 3,4 – 4,0 3,9 – 4,7 4,1 – 4,7 4,1 – 4,3 2,9 – 3,3 3,0 – 3,8 2,0 – 3,3 1,8 – 3,0 1,6 – 2,8 3,7 – 4,0 2,2 – 3,0 2,4 – 3,0 Basófilo Proteínas plasmáticas (g/dL) albúmina (g/dL) globulina (g/dL) a datos obtenidos por el laboratorio de Sea World datos obtenidos de St. Aubin, D. y Deguise, S. *N.D. = no determinado b 26 Tabla 2. Valores bioquímicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautividad Parámetro Glucosa (mg/dL) Delfín de Commerson (Cephalohynchus a commersoni) Delfín común a (Delphinus delphis) En cautividad Beluga ( a Delphinapterus leucas) En libertad Beluga b (Delphinapterus leucas) Calderones (Globicephala a macrohynchus) Delfín listado del Pacífico a (Lagenohynchus obliquidens) (n=10, muestra=196) (n=2, muestra=44) (n=13, muestra=216) (n=145; muestra=145) (n=2, muestra=74) (n=9, muestra=373) 80 – 130 91 – 119 84 – 124 108 – 114 98 – 106 90 – 130 BUN (mg/dL) 33 – 43 22 – 46 47 – 59 52-55 46 – 55 30 – 43 Creatinina (mg/dL) 0,5 – 0,9 0,9 – 1,3 1,2 – 1,6 0,3 – 3,0 2,0 – 2,4 0,7 – 1,1 T. Bilirubin (mg/dL) 0,1 – 0,2 0,1 – 0,9 0,1 0,2 – 0,4 0,1 0,1 – 0,2 Colesterol (mg/dL) 130 – 200 130 – 200 170 – 260 174 – 194 187 – 288 100 – 175 Alkaline phos (U/L) 90 – 290 202 – 580 100 – 220 166 – 211 143 – 243 200 – 570 ALT (U/L) 40 – 140 49 – 84 3 – 10 7 – 15 26 – 69 30 – 90 AST (U/L) 160 – 300 191 – 236 45 – 80 70 – 83 170 – 317 180 – 270 GGT (U/L) 28 – 50 37 – 44 16 – 36 15 – 18 39 – 41 25 – 70 CK (U/L) 130 – 300 N.D.* 80 – 180 149 – 175 55 – 80 80 – 150 LDH (U/L) 300 – 500 354 – 568 100 – 220 218 – 574 425 – 505 350 – 550 Calcio (mg/dL) 8,0 – 9,5 8,8 – 9,6 9,1 – 10,6 10,4 – 10,8 7,8 – 8,4 7,8 – 8,8 Fósforo (mg/dL) 3,5 – 6,0 2,8 – 5,3 4,5 – 5,8 7,9 – 8,3 4,3 – 4,8 3,0 – 6,0 Sodio (mEq/L) 154 – 159 152 – 159 153 – 159 162 – 165 153 – 154 153 – 158 Potasio (mEq/L) 3,5 – 4,6 4,0 3,5 – 4,1 4,5 – 4,8 3,7 – 4,2 3,3 – 3,8 Cloruro (mEq/L) 118 – 123 120 – 121 111 – 120 113 – 114 118 – 119 112 – 120 Hierro (mcg/dL) 120 – 230 184 – 270 195 – 380 438 – 551 108 – 179 120 – 240 Fibrinógeno (g/dL) 150 – 250 N.D. 70 – 130 N.D. 280 – 445 163 – 240 a datos obtenidos por el laboratorio de Sea World datos obtenidos de St. Aubin, D. y Deguise, S. *N.D. = no determinado b 27 Tabla 2. Valores hematológicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautiverio Parámetro 6 3 RBC (10 /mm ) Hb (g/dL) Orcas a (Orcinus orca) Falsa orca a (Pseudorca crassidens) En cautividad delfín mular a (Tursiops truncatus) En libertad delfín mular c (Tursiops truncatus) Ballena gris a (Eschrictius robustus) (n=19,muestra=1761 ) (n=5, muestra=81) (n=38, muestra=1150) (n=36, muestra=36) (n=1, muestra=14) 3,5 – 4,3 3,4 – 4,6 3,0 – 3,7 3,1 – 4,0 3,0 – 4,0 13,5 – 15,5 13,7 – 17,6 13,5 – 15,5 12,7 – 15,5 13,0 – 16,0 HCT (%) 40 – 46 39 – 51 38 – 44 37 – 47 39 – 47 MCV (fl) 105 – 115 112 – 119 115 – 135 111 – 127 129 – 142 MCH (pg) 35 – 40 40 – 42 38 – 48 36 – 43 43 – 48 MCHC (g/dL) 34 – 36 34 – 36 34 – 36 32 – 35 33 – 34 Plaquetas (10 /mm3) 120 – 230 78 – 150 80 – 150 92 – 217 60 – 304 Reticulocitos (%) 0,7 – 2,5 0,5 – 0,8 1,0 – 2,3 N.D.* 0–2 3 nRBC 0 0–1 1–4 0 0 0–2 3 – 29 4 – 17 N.D. 48 – 100 Leucocitos/µL 4.000 – 8.000 5.000 – 9.000 5.000 – 9.000 5.600 – 12.400 2.700 – 10.710 Neutrófilos (by) 0 0 0 0 0 – 30 ESR (@ 60 min) Neutrófilos (maduros) 2.380 – 8.080 2.280 – 5.040 3.234 – 4.854 2.537 – 6.143 1.670 – 9.250 Limfocito 520 – 1.850 990 – 2.490 839 – 1.664 523 – 2.423 300 – 1.120 Monocito 140 – 420 120 – 400 144 – 348 81 – 611 40 – 910 Eosinófilo 8 – 160 410 – 1.540 527 – 1.020 743 – 4.533 0 – 30 0 0 0 0 – 33 0 5,5 – 7,5 5,6 – 6,6 6,0 – 7,8 6,4 – 8,8 4,0 – 7,0 3,0 – 3,7 3,5 – 3,9 4,3 – 5,3 2,9 – 3,7 3,0 – 4,0 2,0 – 3,4 2,2 – 2,8 1,3 – 2,5 3,1 – 5,5 1,0 – 3,0 Basófilo Proteínas plasmáticas (g/dL) albúmina (g/dL) globulina (g/dL) a datos obtenidos por el laboratorio de Sea World datos obtenidos de by Wells, R. y Rhinehart, H., Sarasota Dolphin Research Program, Chicago Zoological Society *N.D. = no determinado b 28 Tabla 2. Valores bioquímicos de nueve especies de cetáceos en libertad y en cautividad Parámetro glucosa (mg/dL) Orcas a (Orcinus orca) False orcas a (Pseudorca crassidens) En cautividad delfín mular a (Tursiops truncatus) En libertad delfín mular c (Tursiops truncatus) Ballena gris a (Eschrictius robustus) (n=19,muestra=1761) (n=5, muestra=81) (n=38, muestra=1150) (n=36, muestra=36) (n=1, muestra=14) 110 – 135 94 – 134 90 – 170 62 – 139 47 – 147 BUN (mg/dL) 30 – 50 32 – 43 42 – 58 45 – 72 21 – 75 Creatinina (mg/dL) 0,8 – 2,0 1,0 – 2,1 1,0 – 2,0 1,0 – 2,1 1,0 – 2,0 T. Bilirubin (mg/dL) 0,1 – 0,2 0,1 0,1 – 0,2 0,1 – 0,4 0-0,2 Colesterol (mg/dL) 140 – 280 170 – 400 150 – 260 137 – 235 136 – 1.470 Alkaline phos (U/L) 100 – 700 380 – 700 300 – 1.300 51 – 610 1.263 – 3.017 ALT (U/L) 10 – 40 6 – 16 28 – 60 9 – 33 3 – 12 AST (U/L) 35 – 60 130 – 230 190 – 300 133 – 318 41 – 113 GGT (U/L) 8 – 25 25 – 46 30 – 50 17 – 31 2 – 52 CK (U/L) 60 – 230 59 – 143 100 – 250 N.D.* 107 – 255 LDH (U/L) 280 – 400 260 – 370 350 – 500 324 – 538 120 – 584 Calcio (mg/dL) 8,0 – 9,5 7,6 – 8,8 8,5 – 10,0 8,2 – 9,4 8,0 – 11,0 Fósforo (mg/dL) 5,0 – 7,0 4,4 – 6,4 4,0 – 6,0 3,2 – 7,2 3,7 – 9,0 Sodio (mEq/L) 154 – 158 152 – 157 153 – 158 151 – 158 146 – 154 Potasio (mEq/L) 3,5 – 4,5 3,7 – 4,4 3,2 – 4,2 3,2 – 4,4 4,0 – 5,0 Cloruro (mEq/L) 115 – 125 120 – 124 113 – 125 108 – 118 106 – 115 Hierro (mcg/dL) 50 – 130 100 – 200 120 – 340 74 – 176 54 – 328 Fibrinógeno (g/dL) 170 – 330 230 – 320 170 – 400 N.D. 277 – 517 a datos obtenidos por el laboratorio de Sea World datos obtenidos de by Wells, R. y Rhinehart, H., Sarasota Dolphin Research Program, Chicago Zoological Society *N.D. = no determinado b 29 30 Tabla 3. Enfermedades infecciosas de cetáceos Enfermedad Viral Mobillivirus Etilogía Epizootiología Signos Diagnóstico Manejo Paramyxoviridae, morbillivirus de delfín y marsopa Enfermedad viral más común en cetáceos en libertad Diseminada por contacto o aerosoles respiratorios Diseminada por contacto por cortes o abrasiones Delgadez, enfermedad respiratoria, encefalitis, gran cantidad de parásitos. Enfermedad bacteriana o fúngica secundaria común Proliferación epidérmica creando masas verrucosas neutralización vírica, cultivo, inmunocitoquímica, PCR, histopatología, microscopía electrónica Lesión “tatoo” en forma de anillo, puntiforme o variable Histopatología De soporte, pero no hay tratamiento ni vacuna efectivos Cuarentena necesaria para prevenir nuevos casos Normalmente autolimitante y afectado por temperatura del agua Normalmente autolimitante zonas de piel circulares hundidas y lesiones de esófago microscopía electrónica autolimitante, de inmunocitoquímica soporte en enfermedad sistémica Histopatología Papilomavirus Papoviridae, Papilomavirus spp. Poxvirus Poxviridae, Parapoxvirus spp. Herpesvirus Herpesviridae, herpesvirus spp. Enfermedad vírica más común. Diseminada por contacto Diseminada por contacto Brucella marinum Transmisión venérea Aborto, osteomielitis Microbiología, ELISA serología Erysipelothrix rhusiopathiae residente en mucosidad de peces de agua dulce y salada Forma septicémica aguda: muerte Forma dermatológica: placas grises romboides ELISA, extracción de sangre Bacteriana Brucella Erysipelothrix ELISA de animales que crían y animales nuevos ELISA de cetáceos jóvenes, vacunación (?) 31 Tabla 3. Enfermedades infecciosas de cetáceos Enfermedad Bacteriana Norcardia Etilogía Epizootiología Signos Diagnóstico Norcardia asteroides y N. brasiliensis transmitida por aire o en partículas de polvo a pulmón o piel heridas Prónostico malo, ELISA, histología y microbiología (acid fast respuesta antibiótica variable organismos) Staphylococcal septicemia Staphylococcus aureus bacteria residente en piel y vías nasales Pseudomonas, Burkholderia septicemias Pseudomonas aeruginosa, Burkholderia pseudomallei Residente o transmisión por aerosol Neumonía pulmonar granulomas cutáneos sistémica-de lesiones pulmonares o cutáneas, causando enfermedad multisistémica neumonía, abscesos en heridas o lugar de phlebotomía Neumonía, coagulación intravascular diseminada Aspergillus flavus Residente en vías aéreas, transmitida por aerosol Residente en vías aéreas y tracto GI Micótica Aspergillus Cyidiasis Cyida albicans Zygomycetes Apophysomyces elegans, Saksenaea vasofomis Lacazia loboi Lobomycosis organismo del suelo, residente orcasional de vías aéreas Transmisión desconocida Neumonía, encefalitis Microbiología Microbiología Microbiología, histopatología, serología ulceración oral y gástrica, Microbiología, diarrea, neumonía histopatología, serología Microbiología, Neumonía, encefalitis, histopatología fallo orgánico multisistémico Infecciones de piel Histopatología, granulomatosas microscopía electrónica Manejo terapia antibiótica y antinflamatoria agresiva terapia antibiótica y antinflamatoria agresiva Pronóstico malo pero puede responder a terapia antifúngica terapia antifúngica terapia de soporte Pronóstico malo, respuesta antifúngica variable De crecimiento lento y pobre respuesta a la terapia 32 Tabla 4. Medicamentos recomendados para cetáceos Nombre genérico Nombre comercial Sulfato de amikacina Amoxicilina Amoxicilina/ Ácido clavulánico Ampicilina Sulfato de atropina Azitromicina dihidrato Amiglyde-V Amoxi-Tabs Clavamox Omnipen Atropine sulfate Zithromax Ceftriaxone sodio Cefuroxime axetil Carbenicilina sodio Cefalexina monohidrato Cloramfenicol Cimetidina HCL Ciprofloxacina HCL Clindamicina HCL Dexametasona Doxiciclina Enrofloxacina Epinefrina Fenbendazol Florfenicol Rocephin Ceftin Geocillin Cephalexin Chloamphenicol Tagamet Cipro Cleocin HCL Decadron Vibramycin Baytril Epinject Panacur Nuflo Delfín mular dosis (mg/kg) 14 mg/kg IM SID 5 mg/kg PO BID 5-10 mg/kg PO BID Orca dosis (mg/kg) 4,8 mg/kg BID 2,5 mg/kg PO BID 7 mg/kg PO BID 11-22 mg/kg PO BID 0,2 mg/kg IM inico; 6,7 mg/kg PO mantenim.; 5,3 mg/kg PO SID 20 mg/kg SID 20 mg/kg PO BID 22-44 mg/kg PO TID 22 mg/kg PO BID 22 mg/kg PO BID 6 mg/kg PO TID 15-29 mg/kg PO BID 7,7-9,6 mg/kg PO BID 0,11-0,5 mg/kg PO, IM 4 mg/kg PO SID, BID 5 mg/kg PO SID 0,02 mg/kg IM 11 mg/kg 20 mg/kg IM Q48h, <20mL po sitio 10 mg/kg PO BID 0,2 mg/kg IM inicio; 3,7 mg/kg PO mantenim.; 1,7 mg/kg PO BID N.D. 10 mg/kg BID PO 11 mg/kg PO TID 11 mg/kg PO TID N.D. 3 mg/kg PO TID 8-13 mg/kg PO BID 4,5-5,5 mg/kg PO BID 0,05-0,25 mg/kg PO, IM 1,5 mg/kg PO BID 2,5 mg/kg PO BID N.D. N.D. N.D. 33 Tabla 4. Medicamentos recomendados para cetáceos Nombre genérico Fluconazol Flucitosina Acido fólico Furosemida Gonadotropina coriónica humana Imipenem Itraconazol Ivermectina Ketoconazol Acetato de Megestrol Metronidazol Minociclina Nistatina Ofloxacina Penicilina G Procaína Penicilina G Benzatina, Penicilina G Procaína Praziquantel Prednisolona Nombre comercial Mycostatin Floxin Crysticillin Duo-Pen Delfín mular dosis (mg/kg) 2 mg/kg PO BID 20 mg/kg PO TID 25 mg daily PO BID 2-4 mg/kg IM 1.000-3.000 IU IM SID durante 5 días 7,7-11,6 mg/kg BID 2,5 mg/kg PO BID 200 mg/kg 5 mg/kg PO BID 0,3-0,5 mg/kg PO BID 7 mg/kg PO TID loading; 4 mg/kg PO maint.; 2 mg/kg PO BID 600.000 IU PO TID 5 mg/kg PO BID 47.000 IU IM 10-20.000 IU IM Biltricide Prednisolone 1-10 mg/kg PO 1-10 mg/kg IM, IV Diflucan Ancobon Folic 20 Furoject Pregnyl Primaxin Spoanox Ivomec Nizoal Megace Flagyl Minocin Orca dosis (mg/kg) N.D. N.D. 75 mg daily PO BID N.D. N.D. N.D. 1,25 mg/kg PO BID N.D N.D. N.D. N.D. N.D. 2,5 millones IU PO TID N.D. N.D. N.D. N.D. 0,5-2 mg/kg IM 34 Tabla 4. Medicamentos recomendados para cetáceos nombre genérico nombre comercial Delfín Mular dosis (mg/kg) Ranitidina hydrocloruro Zantac 2 mg/kg PO BID Rifampicina Rifadin 2,5 mg/kg PO BID PO Sulfato de estreptomicina Streptomycin sulfate 11 mg/kg IM SID Sucralfato Carafate 1 g PO QID Hidrocloruro de tetraciclina Sumycin 55-65 mg/kg PO BID Tiabendazol Mintezol 45-70 mg/kg PO Q14d fo 2 dosiss Trimetoprim/sulfadiazina Tribrissen 16-22 mg/kg PO SID Vancomicina Hidrocloruro Vancocin HCL 1-1,5 mg/kg TID Orca dosis (mg/kg) 1,5 mg/kg PO BID 2,2 mg/kg PO BID N.D. N.D. 22-35 mg/kg PO BID N.D. 7,7-11 mg/kg PO SID 1,1 mg/kg BID Tabla 5. Enfermedades parasitarias de cetáceos Nombre Protozoos Ciliados Kyaroikeus cetarius Chilodonella sp. Haematophagus megapterae Apicomplexos Sarcocystis sp. Toxoplasma gondii Cystoisospoa delphini Flagelados Chilomastix/ Hexamita Bodonidae flagelados Sarcodina Entamoeba sp. Nematodos Anisakis, Contracaecum, Pseudoterranova Crassicauda Halocercus, Pharurus Stenurus Pseudalius, Especie Localización Enfermed ad Tt, Oo, Pc, Espiráculo, piel Ninguna Dl nódulos limfáticos, Tt Espiráculo, piel Ninguna Mn, Bp, piel Ninguna Bm Tratamiento Ninguno Ninguno Ninguno Bb, Dl, Lb, Gm, Sc, Pm Tt, Gp, Sl, Músculo esquelético Ninguna Ninguno SNC Ninguna Ninguno Tt Gastrointestinal Enteritis Ninguno Bm Colon Ninguna Ninguno Tt, Kb espiráculo Ninguna Ninguno Bm Colon Ninguna Ninguno Mayoría de cetáceos Mayoría de cetáceos Mayoría de cetáceos Gastrointestinal Gastritis, ulceración mamario, riñón, genitales Pulmón, senos aéreos vasos pulmonares Fenbendazol, Ivermectina Ivermectina volumen de leche disminuido Enfermeda Fenbendazol, d pulmonar ivermectina Tt-Tursiops truncatus (delfín mular); Oo-Orcinus orca (orca); Pc-Pseudorca crassidens (falsa orca); Dl-Delphinapterus leucas (beluga); Mn-Megaptera novaeangliae (humpback whale); BpBalaenoptera physalus (fin whale); Bm-Balaenoptera musculus (ballena azul); Bb-Balaenoptera boealis (sei whale); Lb-Lissodelphis boealis (nothern right whale dolphin); Gm-Globiecephala macrohynchus (pilot whale); Sc-Stenella coeruleoalba (striped dolphin); Pm-Physeter macrocephalus (sperm whale); Gp-Grampus griseus (Risso’s dolphin); Sl-Stenella longirostris (spinner dolphin) Tabla 5. Enfermedades parasitarias de cetáceos Nombre Cestodos Strobilocephalus triangularis Diphyllobothrium Phyllobothrium delphini, Monoygma grimaldii Trematodos Campula, Oschmarinella, Zalophotrema Nasitrema/ Hunterotrema Ectoparásitos Cyamidae Acanthocephalas Coynosoma Bolbosoma Especie Lorcalización Enfermedad Tratamiento Mayoría de cetáceos Mayoría de cetáceos Mayoría de cetáceos Colon distal Ulceración colon Ninguna Praziquantel Peritoneo, grasa, tejido conectivo Ninguna Ninguno odontocetos Hígado y conductos pancreáticos hepatopatía Praziquantel Mayoría de cetáceos senos nasales y cerebro Enfermedad de SNC Praziquantal ballenas barbadas piel Ninguna Ninguno Mayoría de cetáceos Er Gastrointestinal Ninguna Ninguno Gastrointestinal Absceso Ninguno Er- Eschrichtius robustus (ballena gris) Intestino Praziquantel Tabla 6. Suplemento de vitaminas liposolubles e hidrosolubles por 2,2 kg de pescado Vitamina Vitamina A Vitamina E Vitamina C Mononitrato de tiamina Riboflavina Piridoxina Ácido Pantoténico Ácido Fólico Biotina Cantidad suplementada 16.000 IU 250 IU 250 mg 200 mg 15 mg 15 mg 15 mg 500 mcg 250 mcg Tabla 7. Lesiones neoplásicas descritas en cetáceos (impreso con el permiso de F. Gully) Especie Balaena mysticetus Ballena de Groenlandia Balaenoptera boealis Ballena Sei Balaenoptera physalus Rorcual común Balaenoptera musculus Ballena Azul Megaptera novaeangliae Jorobada Delphinapterus leucas Beluga Tumo Lipoma Hígado Melanoma Labio Lipoma Fibroma (papiloma?) de células de la Granulosa Carcinoma (? células de la Granulosa) Neurofibroma Ganglioma Papiloma Lipoma de células de la Granulosa Cistadenoma Fibromioma Lipoma Papiloma carcinoma céls. transicionales Músculo dorsal piel, lengua Ovario Ovario Adenorcarcinoma Monodon monoceros Narwhal Órgano Carcinoma Papiloma Hemangioma Condroma Feocromocitoma de células de la Granulosa Papiloma Cerebro Mediastino Lengua Estómago, intestino Ovario Ovario Utero Cerebro Lengua Vejiga de la oina estómago, intestino, glándula mamaria, utero, glándula salivar, hígado, estómago, pene, vejiga de la orina Pulmón Adrenal Ovario Bazo Pulmón Tiroides Piel Tabla 7. Lesiones neoplásicas descritas en cetáceos (impreso con el permiso de F. Gully) Especie Mesoplodon densirostris Ballena de Blainville Globicephala macrohynchus Falso calderón Globicephala malaena Calderón Physeter catodon Cachalote Orcinus orca Orca Phorcaena phorcaena Marsopa Lagenohyncus acutus Delfín Listado del Atlántico Lagenohyncus obliquidens Delfín Listado del Pacífico Stenella frontalis Atlantic spotted dolphin Delphinus delphis Delfín Común Tursiops truncatus Delfín Mular Inia geoffrensis Boto Tumo Órgano Fibroma Vagina Tumor celular granulosa Leiomioma Leiomioma Ovario Utero Utero Fibroma Papiloma Hemangioma (o sarcoma?) Papiloma Utero, mandíbula Pene Hígado Pene, Piel Adenorcarcinoma Papiloma Adenoma Leiomioma Papiloma Fibroma carcinoma de células escamosas Limfosarcoma Desconocido Pene, piel Adrenal Intestino Pene, lengua Encía Piel Leucemia Limfoma Leiomyoma De células de Leydig Adenoma Reticuloendoteliosis Limfosarcoma Limfoma carcinoma de céls. escamosas Desconocido Carcinoma carcinoma de céls. escamosas Bazo, nódulos limfáticos Hígado, múltiple Múltiple Estómago Testículo Riñón Pulmones Bazo Múltiple mucosa oral Testículo Páncreas Pulmón Tabla 8. Defectos congénitos descritos en cetáceos (impreso con el permiso de F. Gully) Especie Tursiops truncatus Delfín Mular Stenella coerueoalba Delfín Listado Delphinus delphis Delfín Común Globicephala malaena Calderón Megaptera novaeangliae Jorobada Delphinapterus leucas Beluga Physeter catodon Cachalote Balaena mysticetus Ballena de Groenlandia Balaenoptera boealis Ballena Sei Balaenoptera acutoostrata Rorcual aliblanco Balaenoptera physalus Rorcual común Misticeto fósil Defecto Defecto ventricular septal Polidactilia Transposición arteria pulmonar y aota Hermafroditismo Extremidades posterioes rudimentarias Gemelos unidos Riñón policístico Bloque vertebral Gemelos unidos Extremidades posteriroes rudimentarias Hermafroditismo Extremidades posteriores rudimentarias Pseudohermafroditismo Gemelos unidos Gemelos unidos Pseudohermafroditismo Espina bífida 42 Tabla 9. Características reproductivas de varias especies Parámetro Pubertad hembra, edad Pubertad macho, edad Estro Patrón reproductivo Gestación Determinación de gestación Placentación Lactación De nacimiento a primer pescado Delfín Mular (Tursiops truncatus) 7 – 10 años Orca (Orcinus orca) 5,8 – 12 años Beluga (Delphinapterus leucas) 6 – 7 años 8 – 10 años 10 – 12 años 8 – 9 años 29 – 35 días Poliestro 12 meses Ecografía 39 – 45 días Poliestro 17 meses Ecografía desconocido Poliestro estacional 14,5 meses Ecografía Corioepitelial difusa 18 – 36 meses 2,5 – 27 meses Corioepitelial difusa 15 – 24 meses 3 – 6 meses Corioepitelial difusa 24 – 36 meses 6 – 23 meses