nuevas tecnologías de vinificación basadas en la
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nuevas tecnologías de vinificación basadas en la
María Jesús Cejudo Bastante NUEVAS TECNOLOGÍAS DE VINIFICACIÓN BASADAS EN LA APLICACIÓN DEL OXÍGENO Y USO DE SUSTITUTOS DEL ANHÍDRIDO SULFUROSO I.S.B.N. Ediciones de la UCLM 978-84-8427-790-3 Cuenca, 2010 UNIVERSIDAD DE CASTILLA-LA MANCHA Facultad de Ciencias Químicas Departamento de Química Analítica y Tecnología de Alimentos NUEVAS TECNOLOGÍAS DE VINIFICACIÓN BASADAS EN LA APLICACIÓN DEL OXÍGENO Y USO DE SUSTITUTOS DEL ANHÍDRIDO SULFUROSO MARÍA JESÚS CEJUDO BASTANTE TESIS DOCTORAL Ciudad Real, 2009 DEPARTAMENTO DE QUIMICA ANALÍTICA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS Facultad de Ciencias Químicas NUEVAS TECNOLOGÍAS DE VINIFICACIÓN BASADAS EN LA APLICACIÓN DEL OXÍGENO Y USO DE SUSTITUTOS DEL ANHÍDRIDO SULFUROSO por MARÍA JESÚS CEJUDO BASTANTE Visado en Ciudad Real, 24 de Abril de 2009 Fdo. Dra. Dª. María Soledad Pérez Coello Profesora Titular del Dpto. de Química Analítica y Tecnología de Alimentos. Área de Nutrición y Bromatología. Facultad de Ciencias Químicas Universidad de Castilla-La Mancha Fdo. Dr. D. Isidro Hermosín Gutiérrez Profesor Titular del Dpto. de Química Analítica y Tecnología de Alimentos. Área de Tecnología de Alimentos. Escuela Universitaria de Ingeniería Técnica Agrícola Universidad de Castilla-La Mancha Trabajo presentado para optar al Grado de Doctor en Ciencia y Tecnología de Alimentos Fdo. María Jesús Cejudo Bastante Licenciada en Ciencia y Tecnología de Alimentos DEPARTAMENTO DE QUIMICA ANALÍTICA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS Facultad de Ciencias Químicas Dra. Dª ANTONIA GARCÍA RUIZ, Profesora Titular de Escuela Universitaria y Secretaria del Departamento de Química Analítica y Tecnología de Alimentos de la Universidad de Castilla-La Mancha. CERTIFICA: Que el presente trabajo de investigación titulado “NUEVAS TECNOLOGÍAS DE VINIFICACIÓN BASADAS EN LA APLICACIÓN DEL OXÍGENO Y USO DE SUSTITUTOS DEL ANHÍDRIDO SULFUROSO” constituye la Tesis Doctoral que presenta Dª MARÍA JESÚS CEJUDO BASTANTE para aspirar al Grado de Doctor en Ciencia y Tecnología de Alimentos, y ha sido realizado en los laboratorios de este Departamento bajo la dirección de los profesores Dra. Dª. MARÍA SOLEDAD PÉREZ COELLO y el Dr. D. ISIDRO HERMOSÍN GUTIÉRREZ. Y para que así conste, expido y firmo el presente certificado en Ciudad Real a 24 de Abril de 2009. VºBº Fdo. José Antonio Murillo Pulgarín Director del Departamento Fdo. Antonia García Ruiz Secretaria del Departamento Antes de comenzar esta andadura, no pensaba que el vino pudiera ser una matriz tan llena de equilibrios y modificaciones. Una serie de reacciones químicas en las que los conocimientos adquiridos, catalizados por las personas que me han apoyado durante todo este tiempo, han dado como resultado esta Tesis Doctoral. Mi trayectoria predoctoral ha tenido lugar en un medio rico en apoyo, cariño y mucho ánimo por parte de mi familia, muchos amigos y varios compañeros de laboratorio que ahora son grandes amigos. Gracias porque estáis presentes en gran parte de este trabajo. Hacer una mención especial a mis otras dos “familias” de Cádiz e Italia, que me han enriquecido no sólo en conocimientos sino, ante todo, a nivel personal. Gracias por vuestro trato tan cercano y gran hospitalidad, por hacerme sentir que el afecto no entiende de lenguas ni de geografía (Grazie mille!!). Quiero agradecer de manera especial a María Soledad Pérez Coello e Isidro Hermosín Gutiérrez por haber confiado en mis posibilidades y darme una visión de la enología diferente a la que inicialmente tenía. Gracias principalmente a mis padres, porque gracias a ellos he llegado a este punto de mi trayectoria académica; no existen palabras de agradecimiento que puedan plasmarse en una simple hoja de papel. Porque tu apoyo está presente en cada palabra de esta tesis y en cada momento dedicado a ella, porque tengo mucho que agradecer a tu fuerza y a tu especial punto de vista de la vida. María Jesús Cejudo Bastante “El vino lava nuestras inquietudes, enjuaga el alma hasta el fondo y asegura la curación de la tristeza." Luccio Anneo Séneca “La fe y la luz en forma de libro” A mis padres y hermanos A mis abuelos A mi familia A Enrique Índice ÍNDICE JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS GENERALES ....................................................................................... 1 ENGLISH SUMMARY ........................................................................................................................ 3 1. New winemaking vinification techniques based on the use of oxygen: hyperoxygenation and microoxygenation.............................................................................................................. 6 2. Replacement of sulphur dioxide by lysozyme and oenological tannins ............................ 32 CAPÍTULO I. HIPEROXIGENACIÓN DE MOSTOS ............................................................................. 39 I.1. INTRODUCCIÓN........................................................................................................... 41 I.1.1. Reactividad de mostos y vinos respecto al oxígeno ................................................. 43 I.1.1.1. Reacciones enzimáticas ..................................................................................................45 I.1.1.2. Reactividad de los compuestos fenólicos frente a la oxidación.................................. 46 I.1.1.3. Reactividad de los compuestos volátiles frente a la oxidación................................... 50 I.1.1.4. Mecanismo de acción del oxígeno..................................................................................51 I.1.2. Efectos de la hiperoxigenación en vinos blancos ..................................................... 52 I.1.3. Influencia del almacenamiento en los vinos............................................................. 55 I.2. MATERIAL Y MÉTODOS ............................................................................................ 60 I.2.1. Técnicas de elaboración............................................................................................ 60 I.2.1.1. Elaboración de vinos a escala bodega experimental .....................................................60 I.2.1.2. Elaboración de vinos a escala de laboratorio................................................................62 I.2.1.3. Elaboración de vinos blancos mediante la técnica de maceración pre-fermentativa y posterior hiperoxigenación.........................................................................................................62 I.2.1.4. Condiciones de almacenamiento de vinos blancos.........................................................62 I.2.1.5. Envejecimiento acelerado...............................................................................................63 I.2.2. Técnicas de análisis utilizadas.................................................................................. 63 I.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales...................................................................63 I.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos....................................................................................63 I.2.2.3. Análisis de compuestos volátiles ....................................................................................70 I.2.3. Análisis sensorial...................................................................................................... 73 I.2.4. Análisis estadísticos.................................................................................................. 74 I.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................................... 75 I.3.1. Identificación de compuestos en vinos blancos........................................................ 75 I.3.1.1. Compuestos fenólicos .....................................................................................................75 I.3.1.2. Compuestos volátiles ......................................................................................................81 I.3.2. Estudio del efecto de la hiperoxigenación sobre la fracción polifenólica y cromática de los vinos ........................................................................................................................ 84 I.3.2.1. Evolución durante la fermentación alcohólica de los vinos control e hiperoxigenados Airén de la vendimia 2004 ..........................................................................................................84 I.3.2.2. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2004 ...............92 I.3.2.3. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2005 ...............96 I.3.2.4. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2006 .............101 I.3.2.5. Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Airén de las vendimias 2004-2006...........105 I.3.2.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005 .......109 I.3.2.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006 ..114 I.3.2.8. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en mostos de distintas variedades....118 I.3.2.9. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en vinos de distintas variedades ......122 Índice I.3.3. Estudio del efecto de la hiperoxigenación sobre la fracción volátil de los vinos... 125 I.3.3.1. Evolución durante la fermentación y almacenamiento de los compuestos volátiles mayoritarios en vinos procedentes de mostos hiperoxigenados Airén de la vendimia 2004....125 I.3.3.2. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2004 .............128 I.3.3.3. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2005 .............129 I.3.3.4. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2006 .............134 I.3.3.5. Efecto de la hiperoxigenación en vinos Airén de las vendimias 2004-2006. ...............138 I.3.3.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005 .......142 I.3.3.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006 ..146 I.3.3. Efecto de la hiperoxigenación en el perfil sensorial de los vinos........................... 155 I.3.3.1. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Airén de la vendimia 2006 .............156 I.3.3.2. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006 ..157 I.4. CONCLUSIONES......................................................................................................... 159 I.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ......................................................................... 162 I.6. ANEXO ......................................................................................................................... 185 CAPÍTULO II. MICROOXIGENACIÓN DE VINOS TINTOS ................................................................. 221 II.1. INTRODUCCIÓN ....................................................................................................... 223 II.1.1. Concepto y aplicaciones de la microoxigenación ................................................. 223 II.1.2. Efecto de la adición de oxígeno en los compuestos fenólicos responsables del color de los vinos tintos ............................................................................................................ 228 II.1.2.1. Copigmentación ..........................................................................................................230 II.1.2.2. Condensación directa antociano-tanino y tanino-antociano ......................................232 II.1.2.3. Condensación mediada por acetaldehído entre antocianos y taninos ........................234 II.1.2.4. Formación de piranoantocianos .................................................................................237 II.1.3. Efecto de la adición de oxígeno a los compuestos volátiles responsables del aroma de los vinos tintos ............................................................................................................ 244 II.1.4. Efecto combinado del oxígeno y del tratamiento con madera .............................. 245 II.1.5. Efecto de la microoxigenación en el perfil sensorial de los vinos tintos .............. 247 II.2. MATERIAL Y MÉTODOS ......................................................................................... 249 II.2.1. Elaboración de vinos tintos ................................................................................... 249 II.2.1.1. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 ...................................................250 II.2.1.2. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 ...................................................250 II.2.1.3. Vinos de la variedad Merlot y Petit Verdot de la vendimia 2007 ...............................251 II.2.2. Técnicas de análisis............................................................................................... 252 II.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales ...............................................................252 II.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos y características cromáticas de los vinos ..............253 II.2.2.3. Análisis de compuestos volátiles .................................................................................262 II.2.3. Análisis sensorial................................................................................................... 263 II.2.4. Análisis estadísticos .............................................................................................. 264 II.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.................................................................................. 265 II.3.1. Identificación de compuestos en los vinos tintos .................................................. 265 II.3.1.1. Compuestos fenólicos..................................................................................................265 II.3.1.2. Compuestos volátiles...................................................................................................271 II.3.2. Vinos Cencibel de la vendimia 2005..................................................................... 274 II.3.2.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales...................................274 II.3.2.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática ......................276 II.3.2.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil..................................................286 II.3.2.4. Análisis sensorial descriptivo......................................................................................293 Índice II.3.3. Vinos Cencibel de la vendimia 2006..................................................................... 296 II.3.3.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales...................................296 II.3.3.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática ......................297 II.3.3.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil..................................................309 II.3.3.4. Análisis sensorial descriptivo......................................................................................315 II.3.4. Vinos Merlot de la vendimia 2007........................................................................ 318 II.3.4.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales...................................318 II.3.4.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática ......................319 II.3.4.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil..................................................329 II.3.4.4. Análisis sensorial descriptivo......................................................................................338 II.3.5. Vinos Petit Verdot de la vendimia 2007 ............................................................... 344 II.3.5.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales...................................344 II.3.5.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática ......................345 II.3.5.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil..................................................353 II.3.5.4. Análisis sensorial descriptivo......................................................................................360 II.4. CONCLUSIONES ....................................................................................................... 365 II.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS......................................................................... 368 II.6. ANEXO........................................................................................................................ 401 CAPÍTULO III. SUSTITUCIÓN DE ANHÍDRIDO SULFUROSO POR LISOZIMA Y TANINOS ENOLÓGICOS ............................................................................................................................. 449 III.1. INTRODUCCIÓN ...................................................................................................... 451 III.2. MATERIAL Y MÉTODOS........................................................................................ 453 III.2.2. Elaboración de vinos blancos a escala laboratorio .............................................. 453 III.2.3. Análisis convencionales....................................................................................... 454 III.2.4. Análisis de ácidos orgánicos y lisozima mediante Cromatografía de Líquidos de Alta Resolución (HPLC).................................................................................................. 454 III.2.5. Análisis de compuestos volátiles mediante Cromatografía de Gases (FID)........ 455 III.2.6. Análisis de compuestos volátiles mediante Cromatografía de GasesEspectrometría de Masas (GC-MS) ................................................................................. 455 III.2.7. Análisis sensorial descriptivo .............................................................................. 457 III.2.8. Análisis estadístico............................................................................................... 458 III.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................ 459 III.3.1. Parámetros generales de los vinos ....................................................................... 459 III.3.2. Caracterización de los compuestos volátiles de los vinos ................................... 460 III.3.2.1. Alcoholes....................................................................................................................460 III.3.2.2. Ésteres........................................................................................................................463 III.3.2.3. Ácidos.........................................................................................................................465 III.3.3. Evaluación sensorial ............................................................................................ 468 III.4. CONCLUSIONES ...................................................................................................... 470 III.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................ 471 GENERAL CONCLUSIONS ............................................................................................................ 477 JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS GENERALES Justificación y objetivos generales JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS GENERALES La industria enológica, al igual que otras industrias alimentarias, ha sufrido una transformación importante en los últimos años, que le ha llevado a realizar una gran inversión orientada a la mejora en tecnología básica necesaria para la obtención de un producto que ofrezca garantía de seguridad y de calidad del consumidor. Una vez superada dicha etapa de demanda del mercado en el sector enológico, se está derivando hacia una diversificación del mercado, donde el consumidor pueda hallar una gama de productos diferentes entre los cuáles elegir el más adecuado a sus preferencias. El mercado enológico se ha visto invadido en los últimos años por vinos blancos y tintos de variedades muy diversas que se han ido introduciendo en los nuevos cultivos. Sin embargo, en la región de Castilla-La Mancha, donde las variedades autóctonas tradicionales suponen las mayores extensiones de uva blanca y tinta, se persigue el reto de la elaboración de vinos diferentes a partir de estas mismas variedades. Según lo expuesto, se pretende estudiar dos técnicas de vinificación basadas en la aplicación del oxígeno, con el fin de conseguir vinos con nuevos matices que sean del agrado del consumidor, a partir de las variedades tradicionales, respondiendo así a problemas concretos del sector enológico. El oxígeno ha sido considerado tradicionalmente un enemigo de la vinificación, salvo excepciones tales como el sistema de crianza oxidativa de ciertos vinos de Jerez. El oscurecimiento de los vinos blancos debido a mecanismos de oxidación o aparición de aromas oxidados eran síntomas evidentes de una aireación excesiva del mosto y vino. De manera contraria, muchos nuevos sistemas de vinificación de vinos tintos presentan problemas por escasez de oxígeno. Así, la introducción de pequeñas cantidades de oxígeno para vinos tintos y más elevadas para mostos de uva blanca, pueden mejorar la evolución durante la crianza y estabilizar el color de vinos tintos, así como evitar el pardeamiento de los vinos blancos, sin influir de manera negativa en el perfil de compuestos volátiles, además de tener implicaciones sensoriales importantes. 1 Justificación y objetivos generales En ambas técnicas, la aplicación del oxígeno debe ser cuidadosamente controlada, y exige una investigación rigurosa del proceso. Así, el objetivo a perseguir es determinar y concretar las variables de uso y el efecto de factores externos como la temperatura, composición del vino, momento y dosis de aplicación del oxígeno, así como la evolución química y sensorial de los vinos durante el proceso y la estabilidad el producto final frente al almacenamiento. Encaminado hacia la diversificación del mercado enológico, así como a favorecer las condiciones de salubridad del consumidor, actualmente se están llevando a cabo protocolos de elaboración de vinos libres en anhídrido sulfuroso, cuyo exceso podría suponer un riesgo en la salud humana. De este modo, debido a su reciente aplicación, sería necesaria una profunda investigación sobre el tema. En este sentido, el objetivo a perseguir es estudiar los efectos en la fracción volátil de vinos con la adición pre-fermentativa de lisozima y/o tanino enológico a mostos libres de SO2, así como comparar los perfiles volátiles de cada vino respecto de un vino convencional con adición de sulfitos. 2 ENGLISH SUMMARY English summary JUSTIFICATION AND GENERAL OBJECTIVES The main objective of this Doctoral Thesis is to cover the study of two novel winemaking techniques based on the use of oxygen, such as microoxygenation, mainly applied to red wines, and hyperoxygenation, applied to white musts. On the one hand, both technologies respond to the need of diversifying the wine market by means of providing new products with good and pleasant sensorial characteristics. On the other hand, they respond to the problems of the oenological industry which, in case of red wines, is demanding solutions for those wines that are not capable of being aged either in wood barrels, or in bottles, without losing colour and body, due to their characteristics. Moreover, and continuing with the tendency of new technologies applied to the oenological industry, it has been tried to reduce the amounts of SO2 added, since an excess can have toxic effects on human health, through different winemaking with the addition of lysozyme and tannins. The objective was to avoid bacteria’s growth and to minimize white wines’ oxidations. 5 English summary 1. NEW WINEMAKING VINIFICATION TECHNIQUES BASED ON THE USE OF OXYGEN: HYPEROXYGENATION AND MICROOXYGENATION 1.1. INTRODUCTION 1.1.1. WHITE MUSTS HYPEROXYGENATION The hyperoxygenation prefermentative technique consists in treating the just obtained musts without sulphur dioxide, with pure oxygen added externally. In this way, the natural enzymatic oxidation is increased, and causes the formation and subsequent precipitation of high molecular weight polymerized polyphenolic compounds (potentially oxidizable). These compounds are removed from the medium in order to avoid their negative effect on wine flavour and to produce a wine much more resistant to oxygen action (Guerzoni et al., 1981; Cheynier et al., 1991; Macheix et al., 1991; Pérez-Juan et al., 1993; Schneider et al., 1998). Hyperoxygenation allows to decrease sulphur dioxide doses employed in conventional vinifications, as well as to correct negative effects of the use of the prefermentative pellicular maceration technique applied to white wines. Furthermore, hyperoxygenation provides wines with more stable and resistant colour against browning due to the disposal of a high percentage of oxidizable phenolic precursor compounds. Moreover, a greater variety of final products is achieved because wines with distinguishable sensorial characteristics can be obtained. 1.1.2. RED WINES MICROOXYGENATION Microoxygenation technique consists in the controlled addition of oxygen to wine using a microdiffusion system (Moutounet et al., 1995) which distributes the gas in the shape of little bubbles that allow the oxygen dissolution in wine. Wine receives a minor quantity of oxygen that what is capable of accept, in order to avoid over-oxidation phenomena (Glories et al., 1987). Therefore, tanks must have 2 metres of minimum height, to guarantee the complete dissolution of micro-bubbles in wine during their ascent. Oxygen contribution can be made during alcoholic fermentation (Castellari et al., 1998), with the objective of replacing the oxygenation traditionally obtained by means of the classic pump-over system and avoiding the development of reducing aromas. It can be also made during alcoholic fermentation, before malolactic fermentation (Pérez-Magariño et al., 6 English summary 2007; Rivero-Pérez et al., 2008) and after malolactic fermentation (McCord, 2003; PourNikfardjam et al., 2003). Several factors have some influence in the securing of the achievements, such us initial wine structure (polyphenolic and tannic composition), time of application and applied oxygen dose or length of application, among others. The above technique is used to reproduce, or even accelerate, the stabilization process of the colorant material, which takes place during wine ageing in wood barrels. Acetaldehyde is a natural compound found in wines, and it is produced both by the pyruvic acid decarboxylation of yeasts metabolism during fermentation (Wildenradt et al., 1974), and by ethanol oxidation in the presence of phenolic compounds (Atanasova et al., 2002). Thus, this compound participates actively in the colour stabilization, because takes part of the pyroanthocyanins formation reaction (Vitisin B), as well as producing bonds between anthocyanins and flavan-3-ols, mediated by acetaldehyde (ethyl bridge). 1.2. MATERIAL AND METHODS 1.2.1. OXYGENATION CONDITIONS 1.2.1.1. Hyperoxygenation White wines from grapes of Vitis vinifera vars. Macabeo, Chardonnay and Airén, harvested at the optimal maturity stage, were elaborated. Airén wines were fermented in three different vintages. Macabeo and Airén white wines of the 2005 vintage were fermented in laboratory and in the winery (Figure 1). All the analysis was carried out in duplicate. The oxygen dose employed in the must hyperoxygenation for all the varieties was 50 mg/L. The aim of this work was to study the effect of oxygen addition on the polyphenolic and aromatic fraction and sensorial profile of musts and white wines, during alcoholic fermentation, in final wines and during the storage, under light and dark conditions. In addition, the vintage, the elaboration procedure and the combined effect of skin maceration and hyperoxygenation effect were studied for Airén wines. 7 English summary Airén 2004 Airén 2005 O2 O2 MA4 C MA4 H MA5 C MA5 H Airén 2006 O2 Chardonnay 2006 Macabeo 2005 O2 O2 O2 Skins MA6 C MA6 H MA MH WA6 C WA6 H WA6 MH MMb5 C MMb5 H MCh6 C MCh6 H WCh6 C WCh6 H Evolución fermentación WA4 C WA4 H L WA5 LC Wn WA5 WnC L WA5 LH WA5 WnC-1 Wn WA5 WnH L WMb5 LC WA5 WnH-1 Wn WMb5 WnC WMb5 WnC-1 L WMb5 LH Wn WCh6 C-1 WCh6 H-1 WMb5 WnH WMb5 WnH-1 Figure 1. Scheme of fermentations. M.- must; W.- wine; A.- Airén; Mb.- Macabeo; Ch.- Chardonnay; C.- control; H.- hyperoxygenated; MH.- maceration and hyperoxygenation; L.- laboratory; Wn.winery. 1.- one year of storage. 1.2.1.2. Microoxygenation Red wine grapes of Vitis vinifera vars. Merlot, Petit Verdot and Cencibel (the latter in two vintages), cultivated in Castilla-La Mancha region (Spain) and harvested at optimum ripeness, were used for winemaking (Figure 2). Red wines were submitted to microoxygenation, in different moments and oxygen dose, according to the Table 1. All the analysis was carried out in duplicate. A monitoring of the effect of a multi-step microoxygenation treatment for Cencibel wines in 2005 vintage was made. It was also studied the effects of microoxygenation applied after malolactic fermentation, over a period of five months of storage (Cencibel of the 2006 vintage) and also after an additional treatment with American oak wood chips (Quercus alba) in the cases of Merlot and Petit Verdot wines. 8 English summary Table 1. Scheme of varieties, oxygen application moment and oxygen dose. Application moment Flow (mL/L/mes) Days Total oxygen (mL/L) Cencibel 2005 Cencibel 2006 Merlot Petit Verdot after MLF 15 1 3 7 15 20 3,5 0,5 2 before MLF 15 20 10 before MLF 30 20 20 before MLF 45 20 30 Cencibel 2006 MLF Merlot 2007 10 mL/L O2 3,5 mL/L O2 0,5 mL/L O2 2,0 mL/L O2 C Cencibel 2005 Petit Verdot 2007 20 mL/L O2 30 mL/L O2 C M C M C M MLF MLF MLF MLF MLF MLF 7 g/L chips 25 days 7 g/L chips 25 days 7 g/L chips 25 days 7 g/L chips 25 days M 5 months 5 months Figura 2. Scheme of fermentations and microoxygenation conditions. C.- Control; M.microoxygenated; MLF.- malolactic fermentation. The aim of this work was to study the microoxygenation effect on wine characteristics during the oxygen application, the different vintages, application moment and oxygen dose, as well as the storage and the microoxygenation effect jointly by chips. 1.2.2. PHENOLIC FRACTION AND CHROMATIC CHARACTERISTICS OF RED WINES The study of phenolic fraction was carried out by spectrophotometry using a Hewlett Packard 8452A apparatus. Total polyphenolics, flavonols, flavan-3-ols, tannins and anthocyanins (only for red wines) families have been measured. Also, the chromatic characteristics in the space CIELAB were calculated. For red wines, the contribution of copigmentation to the total wine colour at pH 3.6 and the degree of anthocyanin polymerisation were determinated following the method proposed by Boulton, 1996. 9 English summary HPLC separation, identification and quantification of phenolic compounds were performed on an Agilent 1100 series system (Agilent, Waldbronn, Germany), equipped with a DAD photodiode detector (G1315B) and a LC/MSD Trap VL (G2445C VL) electrospray ionization mass spectrometry (ESI/MSn) system, both coupled to an Agilent Chem Station (version B.01.03) for data processing. The samples were injected on a reversed-phase column Zorbax Eclipse XDB-C18 (4.6 x 250 mm; 5 μm particle; Agilent), thermostated at 40ºC. For musts and white wines, the isolation of grape and wine phenolic compounds was carried out by solid-phase extraction (SPE) on C18 cartridges. For the isolation of red wine flavonols and hydroxycinnamic acid derivatives, free-anthocyanins extracts were obtained by SPE on Oasis MCX cartridges, containing a mixture of reverse-phase and cationic-exchanger materials, by the method proposed by Castillo-Muñoz et al. (2007). The anthocyanins and flavan-3-ols study was carried out by direct injection of the must and wine samples. On the one hand, the chromatographic method used by the polyphenolic compounds determinations in musts and white wines and the anthocyanins and flavan-3-ols determination in red wines, was that proposed by Castillo-Muñoz et al. (2007). On the other hand, the method proposed by Castillo-Muñoz et al. (2009) was used for the flavonols and hydroxycinnamic acid derivatives determination. 1.2.3. VOLATILE FRACTION OF MUSTS AND WINES A Hewlett Packard 5890 gas chromatograph equipped with a flame ionisation detector and a capillary column CP-Wax 57 CB Chromapack (50 m x 0.25 mm i.d. x 0.2 µm particle) were used for major volatile compounds determination in wines. For quantification purposes, calibration curves were used. The free fraction of aroma was separated by adsorption/desorption on preconditioned styrene-divinylbenzene cartridges (Bond Elut, Varian, 1g of phase) according to the method proposed by Günata et al. (1985) and modified by Sánchez-Palomo et al. (2007b). Subsequently, an Agilent gas chromatograph, model 6890N, coupled to a mass selective detector, model 5973 inert, equipped with a BP-21 capillary column (60.0 m x 0.25 mm i.d. x 0.25 µm film thickness) was used for the identification and quantification, according to the method proposed by Sánchez-Palomo et al. (2007a). 10 English summary The identification was based on comparison of the GC retention times and mass spectra with those provided for authentic standards by NBS75K and Wiley A libraries. The response factor of standard volatile compounds to the internal standard was experimentally obtained and applied to correct the peak area of each analyte. For compounds lacking reference standards, the response factors of standards with similar chemical structures were used. An acelerated ageing experience was carried out in Chardonnay wines, which were maintained to a 50ºC during seven days, in hermetic conditions. 1.2.4. SENSORY ANALYSIS White and red wines were tasted by a group of expert assessors possessing previous experience in sensory analysis. Previously, assessors were training in descriptive sensory analysis during several sessions, using discriminative tests. Assessment took place in a standard sensory-analysis chamber (ISO, 8589-1998), equipped with separate booths, and wine-testing glasses (ISO 3591-1997). The panellists used a 10 cm unstructured scale to rate the intensity of each attribute. 1.2.5. STATISTICAL ANALYSIS Statistical processes were carried out by using the SPSS version 15.0 for Windows statistical package. The Student-Newman-Keuls test and Student’s test were applied to discriminate among the means of chemical data. Furthermore, a Principal Component Analysis (PCA) was carried out with the aim of highlighting the main contributors to the variance among samples. 1.3. RESULTS AND DISCUSSION 1.3.1. HYPEROXYGENATION Despite the high dependence of the variety (Nagel et al., 1988; Cheynier et al., 1989), as well as the vintage year, hyperoxygenation produced severe looses of phenolic compounds (Vaimakis et al., 1996; Schneider, 1998), especially hydroxycinnamic acid derivatives (tcaftaric acid and t- and c-coutaric acids) and flavan-3-ols (Cheynier et al., 1991; Vaimakis et 11 English summary al., 1993; Aladren, 1995; Castro et al., 1995). This fact could be due to the susceptibility to oxidation, caused by hyperoxygenation treatment, of phenolic compounds to quinones, which polymerize and produce brown pigments which were removed during the precipitation process (Ricardo da Silva et al., 1993; Zironi et al., 1997; Schneider, 1998) (Table 2). In spite of the luminosity decrease (L*) and the browning produced in musts subjected to oxygen’s action (high values reached for of the chromatic component b*), the resulting wines were characterised by the rise of luminosity and they were more resistant to browning than those produced in a conventional way (Fernández-Zurbano, 1995; Schneider, 1998; Castro et al., 2000), showing greener and less yellow tonalities. The maceration and subsequent hyperoxygenation of Airén musts produced an increase in flavonols and total polyphenols compounds (Ricardo da Silva et al., 1993), as well as flavan3-ols and hydroxycinnamic acid derivatives. The resulting wines had a higher yellow contribution (higher b* values) than their respective only hyperoxygenated wines, and also higher than control wines (Monedero et al., 2000; Romero-Cascales et al., 2005). A marked effect referred to year vintage was observed for Airén variety, mainly in hydroxycinnamic acid derivatives’ fraction. For all the three studied varieties, hyperoxygenated wines were differentiated from their respective controls, using the fraction regarding flavonols and hydroxycinnamic acid derivatives, and their concentrations were lower for hyperoxygenated wines. The wines derived from the three studied varieties showed significant differences respect to polyphenolic profile. Chardonnay wines were richer in polyphenols, followed by Macabeo and Airén. Greater differences between control and hyperoxygenated were found in Chardonnay and Macabeo wines. During wines storage, an increase in hydroxycinnamic acid derivatives’ concentration was observed, as well as a decrease in several flavan-3-ols such as (+)-catechin and (-)epicatechin caused by polymerization processes (Benítez et al., 2003). Therefore, differences in the vintage related to these compounds concentrations were found. Most changed wines during storage were those of Airén variety, both control and hyperoxygenated. For all studied 12 English summary varieties, stored hyperoxygenated wines underwent a much lower polyphenolic evolution than their corresponding control wines (Figure 3). 6,0 Conc. (mg/L) 5,0 4,0 3,0 2,0 1,0 0,0 c fei caf WCh6 C d aci p c ar i um o c - ac i WCh6 Clight-1 d ca u li fer cid RP c-G et no mo WCh6 Cdark-1 l hy WCh6 H ter est P GR 3 et no mo l hy ter est WCh6 Hlight-1 P GR 4 WCh6 Hdark-1 Figure 3. Hydroxycinnamic acid derivatives and GRP derivates concentration in control (C) and hyperoxygenated (H) Chardonnay (Ch) wines (W) of 2006 vintage, after one year of storage in light and dark conditions. After one year of storage, cis and trans-GRP isomers without tartaric acid were identified, as well as monoethylic esters from GRP derivatives. These latter could be esterified both in the tartaric acid part and in the glutathione one. Although the concentration of transGRP form was higher than its respective isomer, an increase of the cis-GRP form during Chardonnay wines’ storage was observed, without significant differences between storage conditions. Generally, hyperoxygenated wines presented lower concentrations of these mentioned compounds, for all varieties, even if the oxygenation effect was different depending of the compound and the employed variety. Under dark storage conditions, no significant differences were observed in phenolic compounds and in chromatic characteristics for control and hyperoxygenated wines. However, under light conditions, rises of 3-fold and 4-fold monoethyl derivatives from t-GRP were observed for both wines. 13 Table 2. Phenolic compounds concentration (mg/L) identified by spectrophotometry and chromatic characteristics of Airén (A) musts (M) and wines (W) of the 2006 vintage, control (C), hyperoxygenated (H) and macerated-hyperoxygenated (MH), and standard deviations (n=2). MA6 C MA6 H MA6 MH WA6 C A B 172,09 ± 14,76 151,76 ± 11,18 A 296,74 ± 0,40 173,85 ± 10,62 Total phenolics B A C 38,17 ± 3,70 92,89 ± 0,07 55,24 ± 3,65 HCAD 55,88 ± 5,53 A A B flavonols 42,88 ± 5,48 39,49 ± 3,67 100,94 ± 0,13 43,56 ± 3,84 A A A 22,59 ± 2,67 22,31 ± 2,68 25,61 ± 1,45 15,87 ± 1,09 flavan-3-oles A A A 81,13 ± 2,93 74,45 ± 2,62 47,28 ± 13,47 98,53 ± 0,18 L* A B C 20,81 ± 0,34 35,34 ± 1,12 51,28 ± 6,82 5,20 ± 0,04 C* B B A 86,40 ± 0,57 82,64 ± 0,55 75,13 ± 3,57 91,84 ± 1,39 h* A B C 1,31 ± 0,23 4,53 ± 0,48 12,94 ± 1,34 -0,17 ± 0,13 a* A B C 20,77 ± 0,32 35,05 ± 1,07 49,57 ± 7,40 5,19 ± 0,04 b* HCAD.- hydroxycinnamic acid derivates. musts and wines have been treated independently. Different letters on the same raw mean significant differences (p<0.05) according to Student-Newman-Keuls’s test. WA6 H B B A A A A A A A 143,45 36,23 36,38 11,82 99,03 5,10 95,82 -0,52 5,07 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,58 0,46 1,02 0,37 0,04 0,48 0,04 0,05 0,48 WA6 MH A A A A A A B A A 175,46 59,90 51,94 13,84 98,38 6,52 94,61 -0,53 6,49 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 4,04 0,94 0,69 1,38 0,39 0,86 0,01 0,07 0,86 B B B A A A B A A English summary Effect of hyperoxygenation on volatile fraction considerably depended on the employed variety and vintage year. Hyperoxygenation produced a C6 alcohols increase in all varieties’ musts. This fact was maintained in wine and during the storage, and caused an increment of herbaceous character. The joint maceration and hyperoxygenation compared to only hyperoxygenation, did not show significant differences on C6 alcohols concentrations in wines, although musts had a lower concentration of these compounds. Generally, hyperoxygenation produced an increase in global concentrations of esters, alcohols, acids and terpenes, and did not show significant differences in lactones and C13norisoprenoids (Artajona et al., 1990) (Figure 4). It is worth mentioning the higher concentration of 2-phenyl ethanol and its acetate, with a marked rose odour. It can be observed that hyperoxygenation favoured mainly Chardonnay wines’ aromatic profile (Cheynier et al., 1991; Schneider, 1998), also Macabeo’s and to a lesser extent, Airén’s. Especially, 2006 Airén harvest was characterised by showing decreases in the mentioned families’ concentrations for hyperoxygenated wines. 100% 90% 80% 70% 9320,41 387,35 351,90 8918,23 305,96 227,72 esters alcohols alcohols C6 13,18 3054,53 10,86 2763,67 terpens acids 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% WCh6 C WCh6 H Figure 4. Concentration and percentage of volatile compounds’ families present in Chardonnay (Ch) control (C) and hyperoxygenated (H) wines (W) of 2006 vintage. Hyperoxygenation effect on sensory characteristics depended mainly on grape variety. Hyperoxygenation treatment increased fresh, banana, tropical fruit, fruity and green apple odour in studied young white wines, being more pronounced for Chardonnay wines, 15 English summary which also showed a decrease in astringency, acidity and bitterness notes in the case of wines derived from hyperoxygenated musts (Figure 5). However, the wines’ floral character was reduced. The joint employment of maceration and hyperoxygenation in Airén wines, positively favoured green apple and tropical fruit aroma attributes and increased body, aromatic intensity and aftertaste’s quality. Fresh odor 8 Astringency 6 Flowery 4 Bitterness Fruity odor 2 0 Acidity Tropical Fruit odor Tropical Fruit taste Banana odor Fruity taste WCh6 C Green apple taste WCh6 H Figure 5. Descriptive sensory analysis results of control (C) and hyperoxygenated (H) Chardonnay (Ch) wines (W) of 2006 vintage. 1.3.2. MICROOXYGENATION Hydrolysis of tartaric esters, derived from hydroxycinnamic acids, especially of coumaric acid derivatives, is produced eventually (Hermosín-Gutiérrez et al., 2005). Employing microoxygenation, a less intense hydrolysis of hydroxycinnamic acid derivatives was produced, in agreement to significant higher concentrations of tartaric esters and lower quantities of their corresponding released hydroxycinnamic acids. In the course of time, a decrease in monomeric anthocyanins derived from grape was observed, as well as a fall in flavonols due to hydrolysis reactions of the glycosylated derivatives and likely to the existence of other kind of reactions, such us condensation or 16 English summary oxidation reactions. In these types of reactions, glycoside flavonols and/or their aglycones would be involved. This two compounds families’ decrease is directly related to the rise of polymerization percentage, to the detriment of a decrease in copigmentation percentage. During the time, an evolution to more orange tones and purer colours was produced (Hermosín-Gutiérrez et al., 2005). In connection with the effect produced by microoxygenation on polyphenolic compounds, lower concentrations of monomeric anthocyanins derived from grapes were observed in all studied varieties (Atanasova et al., 2002; Cano-López et al., 2006). Microoxygenation treatment favour polymerization of monomeric forms, mainly anthocyanins, and produce high molecular weight tannins (Blouin et al., 2000; Castel et al., 2001; Pour-Nikfardjam et al., 2003; Peña-Neira et al., 2003). Thus, anthocyanins’ evolution to other non coloured forms is prevented, and it allows the stable permanence of wine’s colour during more time. On the other hand, these tannins’ production has an important sensory repercussion, because diminish astringency and increased wine’s body and structure. (Gerbi et al., 2001) (Figure 6 and Table 3). Moreover, oxygen contribution to a structured and richer monomeric anthocyanins red wine, allows stabilizing these ones with tannins by an ethyl bridge (involving acetaldehyde), blocking the tannic evolution, because anthocyanins fixed at the end of the chain block polymerization (Otto, 2003). In this respect, several compounds produced by reaction between malvidin-3-glucosyde (in its non-acylated, acetylated, and p-coumarilated forms) and monomeric flavan-3-ol mediated by acetaldehyde were found. In addition, compounds derived from the reaction between malvidin-3-glucosyde and type B dimeric proanthocyanidin mediated by acetaldehyde were also found. The latter had been described by Santos-Buelga et al. (1999) and Dueñas et al. (2006), among others. Similarly, several pyranoanthocyanins related to colour stabilization in aged wines (Francia-Aricha et al., 1997; Atanasova et al., 2002; Rentzsch et al., 2007), were identified in all studied varieties. Among them, it is remarkable the detection of type-A and type-B vitisins, derived from the reaction of malvidin-3-glucosyde (and acetylated and pcoumarilated forms) and petunidin-3-glucosyde with the enolic forms of piruvic acid and acetaldehyde, respectively. The aforementioned vitisins contribute to orange tone shown by microoxygenated wines (Cruz et al., 2008). 17 English summary Table 3. Results of Principal Component Analysis of control and mycrooxygenated Merlot wines, before and after microoxygenation treatment, after malolactic fermentation and chips treatment referred to anthocyanins, pyranoanthocyanins and ethyl-linked anthocyanin-tannin compounds. % explained variance % accumulated variance PC-1 42.2 42.2 PC-2 33.4 75.6 Variable Pn-3-glc Mv-3-glc Cn-3glc Pt-3-glc Dp-3-glc Mv-3-acet-glc Dp-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Pt-3-acet-glc t-Pn-3-pcoum-glc t-Pn-3-pcoum-glc t-Mv-3-pcoum-glc Vit B Pn-3-pcoum-glc Loadings 0,987 0,986 0,982 0,979 0,973 0,988 0,988 0,979 0,951 0,990 0,981 0,968 0,993 Mv-3-glc-et-fl 4 0,978 Mv-3-glc-et-procn B 2 0,978 Mv-3-glc-et-fl 1 0,957 Mv-3-glc-et-fl 2 0,861 Mv-3-glc-et-fl 3 0,807 Pt-3-glc-et-fl 0,851 Mv-3-pcoum-glc-et-fl 2 0,932 Mv-3-pcoum-glc-et-fl 3 0,844 0,947 Vit B Mv-3-glc Vit B Mv-3-acet-glc 0,928 0,907 Vit B Pt-3-acet-glc 0,852 Vit B Mv-3-pcoum-glc t-Dp-3-pcoum-glc 0,928 Dp.- delphinidin; Cn.- cyanidin; Pn.- peonidin; Pt.- petunidin; Mv.- malvidin; et.- ethyl; fl.- flavan-3ol; glc.- glucoside; acet.- acetyl derivate; pcoum.- p-coumaroyl derivate; procn.- procyanidin; Vit.vitisin. 18 English summary 2,0 C before Mox C after Mox M after Mox C after MLF M after MLF C chips M chips PC 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 PC 1 Figure 6. Plot of Merlot wine samples in the space defining by Principal Components (PC) 1 and 2: control (C) and mycrooxygenated (M) wines, before and after microoxygenation treatment (Mox), after malolactic fermentation (MLF) and chips treatment (chips) with regards to anthocyanins, pyranoanthocyanins and anthocyanin-flavan-3-ol pigments mediated by acetaldehyde. In connection with pyranoanthocyanins derived from vinylphenols, pinotin A (malvidin-3-glucosyde-4-vinylcatechol), malvidin-3-glucosyde-4-vinylphenol and malvidin3-glucosyde-4-vinylguaiacol, were identified. These compounds derive from the reaction between Malvidin-3-glucosyde and caffeic acid, p-coumaric acid and ferulic acid, respectively (Schwarz et al., 2003a). A parallel evolution of these hydroxycinnamic acids and pyranoanthocyanins was observed in Cencibel wines of 2005 vintage (Schwarz et al., 2003b; Rentzsch et al., 2007) (Figure 7). 19 English summary 30 a 1,2 20 1,0 15 14 0,8 12 Conc. (mg/L) Conc. (mg/L) b 25 1,4 0,6 0,4 0,2 0,0 0 10 20 30 40 50 days días 10 8 6 2,0 1,5 Pinotina A control Mv-3-glc-4vf control Mv-3-glc-4vg control Pinotina A microox Mv-3-glc-4vf microox Mv-3-glc-4vg microox 1,0 0,5 0 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 days días caf control caf control cum control caf microox cum control caf microox cum microox fer control cum microox fer microox Figure 7. Evolution of pyranoanthocyanins derived from vinylphenols (a) and hydroxycinnamic acids (b) present in Cencibel wines of 2005 vintage, control and microoxygenated, during microoxygenation treatment after malolactic fermentation. Abbreviations: vf, vinylphenol; vg, vinylguaiacol; caf, caffeic acid; cum, p-coumaric acid; fer, ferulic acid; glc, glucosyde. These compounds’ evolution considerably depends on the variety. For Cencibel variety, compounds produced in the reaction mediated by acetaldehyde and type B vitisins decreased when microoxygenation finished. This decrease was considerably potentiated after malolactic fermentation and with time, favouring thus the polymerization process. Pyranoantocyanins derived from hydroxycinnamic acids suffered against evolution. However, Merlot microoxygenated wines had a higher amount in ethyl-linked anthocyaninflavan-3-ol compounds and type B vitisins, after microoxygenation treatment. These amounts decreased after malolactic fermentation and with chips use (Figure 6). In Petit Verdot microoxygenated wines, the above compounds were found in higher concentration in all process’ steps, even with chips treatment. The reason for the higher concentration of these compounds in microoxigenated wines lies in the production of acetaldehyde from ethanol and enhanced by the presence of oxygen (Llaudy et al., 2006). The evolution of these compounds in each variety was linked to wine’s final colour, because they had a considerably influence on the yellow component b* of the chromatic characteristics, and therefore participates on orange tones present in microoxygenated wines for all varieties (Cano-López et al., 2006). Generally, microoxygenation treatment did not influence on luminosity and tonality of studied wines in a significant way (Pérez-Magariño et al., 2007). 20 English summary In connection with the aromatic fraction, malolactic fermentation produced a significant increase in ethyl acetate, ethyl lactate and diethyl succinate (Davis et al., 1985). For Merlot wines, it is worth mentioning the increase of diethyl cinnamate (sweet odour) (Ferreira et al., 2002) and of ethyl 4-oxobutyrate, precursor of γ-butyrolactones (Fagan et al., 1981) (Table 4). A reduction in short chain esters (ethyl hexanoate, isobutanol, ethyl butanoate) acetates (isoamyl acetate) and terpenes (trans-geraniol, geranic acid) was produced with time, as well as a rise in long chain esters such as succinates, diethyl malonate and ethyl glutarate, for wines of every studied variety (González-Viñas et al., 1996 and 1998; PérezCoello et al., 1999a). Chips transfer to wine numerous lactones, like both isomers of ß-methyl-γoctalactone (Pérez-Coello et al., 2000), although no significant differences were observed between wines with and without oxygen treatment. Other transferred compounds are benzenic compounds such as vanillin derivatives, eugenol and 4-vinylguaiacol, which increased in microoxygenated Petit Verdot wines with chips, in contrast to previously reported results (Ortega-Heras et al., 2008; Hernández-Orte et al., 2009). Generally, there were no significant losses of volatile compounds with microoxygenation for the studied varieties. However, it is important the positive effect produced by microoxygenation on the decrease of acetic acid, 3-methylthio-1-propanol, with cooked potato odour and on the herbaceous notes, due to the diminution of C6 alcohols (1hexanol and hexenols) (Hernández-Orte et al., 2009) for all studied wines and varieties. But, in general, there was a reduction of 2-phenylethyl alcohol, which contributed negatively to the attenuation of rose’s aroma. It could be argued that microoxygenation treatment produced no adverse effect on wines’ terpenic fraction, although depended considerably on the variety and on terpene type in question (Ortega-Heras et al., 2008). The same occurred with C13-norisoprenoids ßdamascenone and its derivative 3-hydroxy-ß-damascone, even though generally, they were higher in microoxygenated wines, which favoured sweet character. 21 Table 4. Mean values of concentration (μg/L) and standard deviations (n=2) of Merlot red wines, control (C) and microoxygenated (M) for three different moments: after microoxygenation (Mox), after malolactic fermentation (MLF) and with chips addition, with standard deviations. After Mox acetaldehyde* ethyl acetate isoamyl acetate ethyl lactate ethyl 4-oxobutyrate diethyl succinate* ethyl cinnamate 3-methylthio-1-propanol 1-hexanol (E)-2-hexen-1-ol 51,01 49,82 219,39 4,18 1,28 2,46 30,83 12,74 492,20 10,38 acetic acid 0,97 2-phenylethyl alcohol* β-damascenone 3-hydroxy-β-damascone C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,07 A 2,48 1,26 0,08 0,17 0,01 1,16 59,72 179,89 5,15 A 2,12 a 2,71 a 26,67 0,36 11,93 10,93 1,14 A 71,65 457,44 6,06 0,05 1,11 9,71 ± 0,51 2,89 68,06 ± 0,14 ± 0,68 After MLF M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,22 B 5,24 12,32 0,55 0,20 0,05 0,03 63,59 193,94 13,07 B 6,81 b 4,17 b 58,90 1,36 19,91 0,89 25,51 16,90 B 583,30 13,60 0,10 1,51 8,19 ± 0,87 3,93 45,56 ± 1,14 ± 7,50 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,48 A 1,50 3,66 1,53 0,96 0,13 0,10 60,19 155,16 13,70 7,76 4,43 A 49,39 0,32 a 38,05 1,79 38,59 14,86 509,66 8,33 0,18 a 0,72 11,87 ± 0,72 a 3,72 38,38 ± 0,50 ± 53,55 a Chips M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,19 B 5,31 1,38 11,80 0,80 1,02 0,12 0,85 B 51,72 169,04 20,65 9,52 4,51 53,81 0,64 b 9,88 28,72 0,39 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± M 0,33 1,41 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 11,64 ± 1,36 9,60 ± 0,31 4,16 65,29 ± 0,83 ± 0,61 4,88 69,94 ± 0,37 ± 1,57 563,85 17,60 0,03 b 1,72 9,47 ± 0,24 b 4,36 98,44 ± 0,11 ± 1,61 b 0,62 0,59 1,26 2,66 0,70 0,36 6,40 5,73 A A 66,78 150,99 22,05 7,63 4,83 47,66 0,58 9,51 40,34 2,17 516,09 15,74 a * mg/L. Upper-case letters on the right indicate significance of p < 0.05. Lower-case letters indicate significance of 0.1>p>0.05 according to Student’s t-test. 0,09 1,54 3,03 0,23 0,16 0,15 0,32 B B 1,19 9,38 0,60 0,18 b English summary During microoxygenation in the third phase of Cencibel wines of 2005 vintage, important looses in C13-norisoprenoids ß-damascenone (impact compound) and α-ionol were fond. This fact could be due to an excessive oxygenation of microoxygenated wines, which is corroborated by Silva-Ferreira et al. (2004) and Du Toit et al. (2006a). Microoxygenation applied to red wines provided them with body and fresh character, controled reducing compounds, reduced herbaceous odours, increased colour stabilization and rised wines’ resistant against oxidation. From a sensory point of view, microoxygenated wines had a higher intensity and complexity in aromas, such us red fruits, sweet fruits (pear), liquorice (Hernández-Orte et al., 2009), spicy and nuts (Figure 8). 10 8 6 4 2 0 Green odor C before Mox Red fruits C after Mox Sweet fruit (pear) M after Mox Nutty Body C after MLF M after MLF Global quality C chips M chips Figure 8. Sensory analysis of control (C) and microoxygenation (M) Merlot wines in different steps (before and after microoxygenation treatment (Mox) and malolactic fermentation (MLF) and with chips treatment). Herbaceous aromas were minimized (Sullivan, 2002; Ortega-Heras et al., 2008), and wines obtained a higher body and roundness in mouth (Bertuccioli et al., 2001; PourNikfardjam et al., 2002). Taste sensory perception of red fruits and mature fruits of oxygenated wines respect to control wines, mainly depended on variety. In addition, in Petit Verdot microoxygenated wines, certain notes of tobacco and leather appeared, in agreement with Hernández-Orte et al. (2009) for Cencibel and Cabernet Sauvignon varieties. Sensory characteristics derived from chips presence, such as wood, vanillin and clove notes were mitigated with microoxygenation treatment for both varieties (Hernández-Orte y col., 2009). 23 English summary 1.4. REFERENCES Aladren, E. F. 1995. Hiperoxigenación de mostos: efectos sobre los mostos y vinos, aplicación industrial. Alimentación, Equipos y Tecnología, 14(2), 59-64. Artajona, J.; Bobet, R.; Marco J. Sabat F.; Torres, M. A. 1990. Expérience d’hyperoxygénation au Penedés. Rev. Fr. Oenol., 124, 65-67. Atanasova, V.; Fulcrand, H.; Cheynier, V.; Moutounet, M. 2002. Effect of oxygenation on polyphenol changes occurring in the course of wine-making. Anal. Chim. Acta, 458, 15-27. Benítez, P.; Castro, R.; García-Barroso, C. 2003. 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Vitic., 48(2), 150-156. 31 English summary 2. REPLACEMENT OF SULPHUR DIOXIDE BY LYSOZYME AND OENOLOGICAL TANNINS 2.1. INTRODUCTION During the last few years, a number of studies have aimed to identify innovative technologies for assuring safer and healthier food. In oenology, one major concern is the use of sulfur dioxide during the technological process. Sulfur dioxide is commonly used as a preservative in winemaking because its antioxidant function and the must endogenous oxidases inhibition (Ribéreau-Gayon et al., 2007). However, it could have toxic effect on human health (Taylor et al., 1986; Romano et al., 1993). With the aim of making sulfite-free wines, lysozyme has been proposed to control malolactic fermentation in winemaking (Amati et al., 1994 y 1996; Gerbaux et al., 1997), supporting or even replacing sulfur dioxide (Chinnici et al., 1996). Also, the pre-fermentative addition of oenological tannins can effectively contrast the oxidative phenomena of musts and wines, probably as a consequence of a double mechanism of enzymes inhibition and radical scavenging activity (Bellachioma et al., 2008). 2.2. MATERIAL AND METHODS 2.2.1. FERMENTATIONS Forty litres of white wines (50% cv Trebbiano & 50% cv Sauvignon Blanc) were fermented in 2 L laboratory glass fermentors. Two low SO2 producing selected strains of Saccharomyces cerevisiae were used to carry out fermentations. Four thesis for each strain were defined with the aim to study the effect of the following variables: 1) strain, 2) lysozyme/SO2, 3) tannin (Table 5). Table 5. Scheme of fermentation trials Strain 333 Thesis Factor A1 B1 C1 D1 A2 B2 C2 D2 0.25 0.25 - - 0.25 0.25 - - K2S2O5 (mg L ) - - 160 160 - - 160 160 Tannin (g L-1) - 0.1 - 0.1 - 0.1 - 0.1 -1 Lysozyme (g L ) -1 32 Strain 1042 English summary 2.2.2. HPLC ANALYSIS Organic acids and lysozyme quantifications were conducted following the procedure described by Castellari et al. (2000) and Riponi et al. (2007), respectively. The HPLC used was a Jasco apparatus (Tokyo, Japan) equipped with a binary pump (PU 1580), a 20 µl loop, a Rheodyne valve (Cotati, CA), a photodiode detector (PU MD 910), a fluorimetric detector (FP 2020), and a column oven. The column was a Bio-Rad Aminex HPX 87H (300 mm x 7,8 mm) for the analysis of organic acids and a Tosoh Bioscience (Stuttgart, Germany) TSK gel Phenyl 5PW RP (7.5 cm x 4.6 mm i.d.), protected with a guard column filled with the same resin, for lysozyme. 2.2.3. GC ANALYSIS Compounds with high volatility and high concentration (acetaldehyde, ethylacetate, npropanol, i-butanol, isoamyl alcohol) were analyzed according to the method outlined by A.O.A.C., 2000. A gas-chromatograph 8000 series (Fisons) equipped with a flame ionisation detector and a packed column 23% Carbowax 1500 (w/w) on Chromosorb W (60-80 mesh) were used. For the analysis of all the other volatiles, the procedure of sample preparation proposed by Gerbi et al. (1992) was used. The analysis of the extracts was carried out in a GC-MS Thermo Finnigan Trace GC ultra gas chromatograph (San Jose, CA), equipped with a Thermo Finnigan Trace DSQ mass selective detector and a fused silica capillary column Stabilwax (Restek, Bellefonte, PA; 30 m, 0.25 mm i.d., and 0.25 μm film thickness). Quantification was carried out from total ion current peak areas according to the internal standard method. The response factor of standard volatile compounds to the internal standard was experimentally obtained and applied to correct the peak area of each analyte. 2.2.4. SENSORY ANALYSIS Assessors were training in Descriptive Sensory Analysis using fresh wines during three sessions. Over the course of these three sessions, 6 attributes (citrus, floral, fruity, tropical fruit, banana notes and astringency) were selected by consensus in order to describe the aroma of fresh wines samples. 33 English summary 2.2.5. STATISTICAL ANALYSIS For each final wine, significant differences in mean concentrations of volatile compounds were tested by means of ANOVA analysis followed by a Post Hoc comparison (Tuckey’s test at p> 0.01). To evaluate the influence of each tested factor (yeast strain, lysozyme/SO2, tannins) on volatiles produced during fermentations, the data were subjected to multiple regression analysis after a graphical exploration to exclude outliers. Furthermore a Principal Component Analysis (PCA) with a Varimax rotation of data was carried out with the aim to highlight the main contributors to the variance among samples. All the analysis were conducted using “Statistica 6” package (StatSoft Italia Srl, Italy). 2.3. RESULTS AND DISCUSSION SO2 and lysozyme prevented the development of undesirable bacterial fermentations. The study of volatile compounds shows differences in contents of alcohols, acids and esters among final products. In our SO2 added wines, acetaldehyde amounts were from 3 to 5 times higher if compared to samples obtained without SO2 addition and this fact could well contribute to the sensory attributes of the wines (Romano et al., 1993). Wines fermented with strain 1042 and lysozyme had higher total alcohols concentration, especially 3-ethoxy-1-propanol and n-propanol (Herraiz et al., 1989; Margheri et al., 1986), while SO2 addition promoted a higher production of 3-methyl-1-butanol, 3methyltio-1-propanol, phenylethyl alcohol and 4-hydroxy-benzenethanol (Table 6). The influence of yeast strain on esters production has been already reported by Lema et al. (1996) and Vila et al. (1998). The concentration of esters tended to be higher in samples fermented with strain 1042. Higher concentrations of medium-chain fatty acids ethyl esters (MCFA ethyl esters), such as ethyl hexanoate, ethyl octanoate and ethyl decanoate, were found in SO2 free wines obtained with lysozyme addition, at values above their threshold level, hence contributing to the fruity aroma of the wines (Peinado et al., 2004) . On the other side, tannins, especially in the presence of SO2, increased the concentration of C12-C16 ethyl 34 Table 6. Volatile compounds concentrations (mg/L), standard deviations and influence of the tested factors on their production as assessed by multiple regression analysis. Strain 333 Lyso Lyso+ tan Regr. Coefficient(1) Strain 1042 SO2 SO2 + tan Lyso Lyso+tan SO2 SO2 + tan Yeast Lyso C 0.502 0.440 BC 0.527 -0.400 Tannin A n-propanol 3-methyl-1butanol 3-ethoxy-1propanol 3-methylthio-1propanol 11.6 ± 0.19 BC 11.5 ± 0.42 BC 6.3 ± 0.19 144 ± 6.03 A 170 ± 5.64 A 184 ± 18.0 1.07 ± 0.13 D 0.74 ± 0.27 C 0.01 ± 0.01 0.62 ± 0.01 A 0.66 ± 0.03 A 18.1 ± 0.96 B 19.0 ± 2.31 12.5 ± 0.90 A ethyl hexanoate 0.84 ± 0.06 ethyl octanoate ethyl dodecanoate A 7.55 ± 1.96 AB 12.1 ± 0.63 C 12.5 ± 1.00 C 9.4 ± 0.69 B 12.5 ± 3.73 170 ± 7.62 A 172 ± 12.1 A 179 ± 8.89 AB 208 ± 11.5 B 248 ± 51.2 A 0.02 ± 0.01 A 0.05 ± 0.01 B 0.04 ± 0.01 AB 0.03 ± 0.00 A 0.03 ± 0.00 A -0.534 0.568 1.21 ± 0.20 B 1.20 ± 0.18 B 0.63 ± 0.07 A 0.59 ± 0.06 A 0.91 ± 0.17 AB 1.04 ± 0.03 B 0.219 -0.895 B 35.0 ± 8.07 C 35.1 ± 7.52 C 14.5 ± 1.10 A 15.9 ± 1.21 A 17.0 ± 3.09 B 19.1 ± 1.72 B -0.573 -0.594 17.8 ± 3.62 A 41.0 ± 11.0 C 49.0 ± 8.18 C 13.2 ± 4.77 A 21.6 ± 2.06 AB 17.3 ± 13.4 A 21.0 ± 4.58 AB -0.433 -0.558 D 0.76 ± 0.04 CD 0.70 ± 0.07 BC 0.63 ± 0.08 BC 0.75 ± 0.05 C 0.70 ± 0.03 BC 0.54 ± 0.10 AB 0.51 ± 0.03 A -0.502 0.725 1.15 ± 0.14 C 1.11 ± 0.01 C 0.79 ± 0.16 B 0.68 ± 0.08 AB 0.69 ± 0.02 AB 0.64 ± 0.11 AB 0.50 ± 0.06 A 0.54 ± 0.04 AB -0.702 0.561 0.10 ± 0.02 C 0.12 ± 0.04 C 0.08 ± 0.01 BC 0.11 ± 0.04 C 0.00 ± 0.01 A 0.01 ± 0.00 A 0.02 ± 0.01 AB 0.03 ± 0.01 AB -0.870 hexanoic acid 4.52 ± 0.37 C 4.11 ± 0.41 BC 2.89 ± 0.34 A 2.75 ± 0.34 A 4.61 ± 1.27 C 3.80 ± 0.27 BC 2.07 ± 0.42 A 2.30 ± 0.15 A octanoic acid 8.44 ± 0.60 C 8.57 ± 0.92 C 5.52 ± 0.60 AB 5.96 ± 0.26 AB 7.27 ± 3.25 B 6.06 ± 0.24 AB 2.97 ± 1.14 A 4.26 ± 0.31 AB -0.506 0.691 n-decanoic acid 3.25 ± 0.33 B 3.67 ± 0.61 B 2.09 ± 0.75 AB 2.52 ± 0.42 AB 2.06 ± 1.06 AB 1.67 ± 0.16 AB 0.90 ± 0.45 A 1.35 ± 0.19 A -0.661 0.396 phenylethyl alcohol 4-OHbenzenethanol AB In the same row, different letters denote significant differences at p< 0.01 (1) only standardized regression coefficients (beta values) with p < 0.01, are reported 0.206 0.870 English summary esters, likely thanks to the fast drop of oxygen availability due to their oxygen scavenging activity (Bosso et al., 2001). On the other hand, hexanoic, octanoic and decanoic acids were also positively influenced by the presence of lysozyme. To characterize each final wine, a PCA analysis was carry out. The lysozyme added wines, independently from the presence or the absence of tannins, had increased amounts of hexanoic and octanoic acids together with their ethyl esters. The SO2 added wines fermented with strain 1042 was characterized by 2-furanmethanol, diethyl malate and acetic acid. The SO2 added samples fermented by strain 333, the major discriminating variables were the sulphur alcohols 3-methylthio-1-propanol and 3-ethylthio-1-propanol, together with phenylethyl alcohol and 3-hydroxypropyl thioacetate. Sensory descriptive analysis showed that the two strains of yeast used in fermentation contributed in a different way on sensory profile of wines obtained. Tropical fruit attribute was increased by the contemporary addition of tannins and lysozyme, fact that was not observed in case of the SO2 added samples, for both yeast strains. For what concern the use of oenological tannins, they influenced in a positive way citrus attributes for both strains (Figure 9). Citrus Astringency 6 5 4 3 2 1 0 Banana Floral Fruity Tropical fruit SO2+tannin 2 lysozyme+tannin SO22 lysozyme Figure 9. Results of descriptive sensory analysis of the final wines from strain 333. 36 English summary 2.4. REFERENCES Amati, A.; Arfelli, G.; Riponi, C.; Piva, A.; Chinnici, F. 1996. Emploi du lysozyme pour le controle de la fermentation malolactique des vins. In : Groupe d’expert code international des pratiques oenologiques, Oiv, Paris. Amati, A.; Chinnici, F.; Piva, A. 1994. Il lisozima in enologia per il controllo della fermentazione malolattica. Ind. Bevande, 23: 215-221. Association of Official Analytical Chemists. Official Method of Analysis, 17th Edition. 2000. 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Sci., 53(3): 124-130. 38 CAPÍTULO I. HIPEROXIGENACIÓN DE MOSTOS Introducción I.1. INTRODUCCIÓN Uno de los problemas más preocupantes en la estabilidad de un vino blanco es el pardeamiento oxidativo, ya que desencadena una serie de reacciones de oxidación encaminadas al detrimento de las características organolépticas del producto (Singleton, 1987). Tradicionalmente, los enólogos recomendaban la protección preventiva y cuidadosa de los mostos blancos contra la oxidación, en particular con el uso del anhídrido sulfuroso, con el fin de evitar el pardeamiento durante el almacenamiento en botella, debido a su efecto antioxidante y antimicrobiológico. Sin embargo, existen estrictas regulaciones sobre el uso del anhídrido sulfuroso en la industria de alimentos, debido a sus efectos tóxicos y alérgicos en la salud humana (Romano y col., 1993; Ribéreau-Gayon y col., 2000d; Gao y col., 2002), unida a la mayor preferencia por los consumidos de productos más naturales. Por esta razón, numerosas organizaciones internacionales (WHO, FAO, OIV) han establecido límites máximos para la vinificación en 210 mg/L, los cuales han causado una disminución en la concentración habitual de este producto (Garde-Cerdán y col., 2007). Actualmente, nuevos sistemas basados en la aplicación del oxígeno han sido desarrollados como alternativa al uso del SO2 para evitar el indeseable pardeamiento producido en los vinos. Los racimos de uva que maduran en los viñedos y aquellos que permanecen intactos, permanecen protegidos del oxígeno atmosférico que les rodea, gracias a la eficaz barrera del hollejo que los protege, no teniendo más contacto con la atmósfera que a través de los fenómenos de respiración o intercambio gaseoso producidos en los órganos verdes de la planta. Desde el primer instante de rotura de los granos de uva y hasta el final de la vida del vino, la acción del oxígeno está presente en su evolución, generalmente de forma negativa con las temidas oxidaciones y alteraciones microbianas aerobias, aunque también a veces beneficiosas durante determinadas fases de la fermentación alcohólica y crianza de los vinos (Hidalgo Togores, 2003). Los efectos de la oxidación sobre la calidad de los vinos son conocidos desde hace años, los cuáles provocan modificaciones en el color, olor y sabor de los mismos (Franco Aladren, y col., 1995). En Enero de 1995, la oxigenación de mostos pasó a formar parte oficialmente del “Código Internacional de las Prácticas Enológicas”, como el tratamiento 41 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos consistente en la adición de oxígeno o aire al mosto, llevado a cabo antes de la fermentación alcohólica con el fin de reducir el contenido en compuestos polifenólicos y aumentar la estabilidad del color del vino (Zironi y col., 2000). Los primeros indicios del efecto positivo de la adición de oxígeno a los mostos fueron propuestos por Muller-Späth y col. (1977a, 1977b, 1978) en los años sesenta, que, con el objetivo de realizar pruebas para reducir el empleo del anhídrido sulfuroso, observó cómo el pardeamiento de los mostos no afectaba a la calidad del vino. Así, las primeras experiencias sobre el efecto estabilizante frente a la oxidación de los vinos fueron realizadas por MüllerSpäth y col. (1989). De este modo, Guerzoni y col. (1981) propusieron la técnica determinada “hiperoxigenación”, siendo aplicada con éxito a partir de uvas recolectadas mecánicamente con el objetivo de producir una estabilización de los vinos blancos en lo que respecta al color, aportando a los vinos mayor cuerpo y riqueza de aromas, evitando o reduciendo el uso del anhídrido sulfuroso (Zironi y col., 2000). La hiperoxigenación es una técnica prefermentativa caracterizada por la adición de manera externa, hasta saturación, de oxígeno puro a un mosto sin adición de anhídrido sulfuroso. Tras una óptima decantación, se sigue el proceso usual de vinificación. Una vez que la fermentación alcohólica ha sido finalizada por las levaduras, el anhídrido sulfuroso podría ser añadido en una escasa concentración con el fin de proteger el vino durante el almacenamiento (Pérez-Juan y col., 1993). La aplicación del oxígeno al mosto favorece la transformación mediante oxidación enzimática (desarrollada de manera natural) de los precursores polifenólicos (potencialmente oxidables) a polímeros pardos (oxidados), amargos y astringentes, los cuáles, debido a su baja solubilidad en el mosto por su alto peso molecular, precipitan y son eliminados mediante clarificación por precipitación, obteniendo un vino más resistente a la acción del oxígeno (Guerzoni y col., 1981; Cheynier y col., 1991; Pérez-Juan y col., 1993). Los precipitados resultantes son solubles en alcohol, por lo que deben ser retirados del mosto antes de iniciar la fermentación alcohólica (Castro y col., 2000) ya que podrían afectar negativamente al vino. Así, y aunque los mostos oxidados toman una elevada coloración parda, el color de los vinos resultantes es normalmente más claro y mucho más estable y resistente al pardeamiento que los producidos con las técnicas convencionales (Singleton y col., 1980; Nagel y col., 1988; Cheynier y col., 1989; Dubourdieu y col., 1990; Macheix, 1991; Nicolini, 1992; Schneider, 42 Introducción 1998). La aplicación de la técnica de hiperoxigenación es muy difícil de estandarizar, ya que depende en gran medida de la variedad de uva empleada (Nagel y col., 1988; Cheynier y col., 1989). En cuánto al efecto del tratamiento de hiperoxigenación sobre el aroma, hay controversia de opiniones. Dubourdieu y col. (1990) y Singleton y col. (1980), consideran que los vinos resultantes de la aplicación de la técnica de hiperoxigenación tienen una carencia de aroma varietal, sin embargo el empleo de la oxidación no provocó efectos adversos en otros vinos estudiados (Valouyko y col., 1984; Nagel y col., 1988; Cheynier y col., 1989). Por lo tanto, puede afirmarse que las óptimas condiciones de hiperoxigenación, en cuanto al efecto sobre el aroma se refiere, vienen dadas en función de la variedad, composición del mosto y cantidad de oxígeno aplicada (Guerzoni y col., 1981; Maier y col., 1990; Cantarelli y col., 1991; Vaimakis y col., 1993). I.1.1. REACTIVIDAD DE MOSTOS Y VINOS RESPECTO AL OXÍGENO La naturaleza de las reacciones de oxidación en los mostos puede ser bioquímica o enzimática (debido a la presencia de la enzima polifenoloxidasa, capaz de oxidar a determinados compuestos) o química (con ausencia del citado catalizador enzimático). Dichas reacciones tienen lugar durante el tratamiento y/o añejamiento del vino. La principal diferencia entre dichos mecanismos de oxidación radica en la diferente formación de las quinonas (productos de oxidación de orto-difenoles), las cuales son especies activas capaces de generar reacciones en cadena de polimerización de polifenoles, dando como resultado la formación de pigmentos pardos de elevado peso molecular (Fernández-Zurbano y col., 1995). La oxidación enzimática es un proceso característico y habitual de los procesos prefermentativos, mientras que la oxidación química, al ser mucho más lenta, se manifiesta en los vinos embotellados o mal protegidos. Las reacciones no enzimáticas pueden resultar de reacción de Maillard o de reacciones de autooxidación donde tienen un papel principal los compuestos fenólicos (Macheix, 1991). Las funciones fenólicas relacionadas con los fenómenos de oxidación presentan un carácter ligeramente ácido al disociarse, formando un anión fenolato, el cual puede oxidarse cediendo un electrón y transformándose en una semiquinona. En el caso de un monofenol 43 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos como compuesto fenólico a oxidar, la semiquinona formada puede reaccionar con otro radical para formar otro fenol como nuevo compuesto de acoplamiento. Si fuera un orto-difenol, la semiquinona puede perder un segundo electrón oxidándose y formando así una orto-quinona (Figura I.1.). O- OH O· e+ H+ R R R Anión fenolato Fenol Radical semiquinona OH O· Monofenol R'· R R R' Radical semiquinona Orto-difenol (catecol) O O· O- R Radical semiquinona O e- R Orto-quinona Figura I.1. Mecanismo de oxidación de polifenoles. La fase limitante de este proceso es la producción de semiquinonas debido principalmente a la débil concentración de iones fenolato al pH ácido del vino. Finalmente, se observa la formación de moléculas de peróxido de hidrógeno en el balance global de la reacción, lo cual puede explicar la presencia de acetaldehído que resulta de la oxidación del etanol en presencia de peróxido de hidrógeno, gracias a la intervención del ión Fe2+ como catalizador de la descomposición del peróxido de hidrógeno (la denominada reacción de Fenton) que genera el radical hidroxilo que es quien en última instancia oxida al etanol (Wildenradt y col., 1974; Danilewicz, 2003) (Figura I.2.). Los radicales oxidantes pueden provenir también de la fotólisis del etanol en agua. 44 Introducción catecol semiquinona Fe3+ Fe2+ H2 O2 OH· CH3CH2OH H2 O CH3CHOH . O2 HO2· CH3CHO Figura I.2. Oxidación del etanol a acetaldehído. Las principales diferencias entre pardeamiento enzimático y no enzimático residen en la alta velocidad de formación de quinonas por vía enzimática, y en que las catecolasas originan agua y no peróxido de hidrógeno en el proceso de oxidación del catecol a quinonas (Singleton y col., 1987) (Figura I.3.). O OH a + H2O2 + O2 R R OH OH b O + PPO R OH O ½ O2 + H2O R O Figura I.3. Oxidación de grupos catecol (o-difenol) por vía no enzimática (a) y enzimática (b). I.1.1.1. Reacciones enzimáticas Durante las operaciones de estrujado, prensado y otros procesos tecnológicos, el oxígeno está en contacto directo con el mosto y sus compuestos fenólicos que, junto con la presencia de enzimas que actúan como catalizadores, dan lugar a numerosas oxidaciones y pardeamientos. Las enzimas polifenoloxidasas (PPO) presentes en las uvas sanas se conocen con el nombre de tirosinasas, mientras que en las uvas infectadas por el hongo Botrytis, se etiquetan como lacasas. Estas últimas son más resistentes al SO2 y son activas a valores más bajos de pH que las tirosinasas, por lo que la hiperoxigenación no sería aconsejable en uvas infectadas por este moho, ya que la lacasa mantiene intacta su actividad (Hidalgo Togores, 2003). Sin embargo, la presencia de dichas enzimas no muestra diferencias significativas en cuanto a la 45 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos capacidad de pardeamiento y consumo de oxígeno (Schneider y col., 1998; Ribéreau-Gayon y col., 2000d). La enzima tirosinasa (también llamada cresolasa, entre otros nombres), es la enzima que cataliza la reacción de los orto-difenoles a orto-quinonas mediante la actividad catecolasa, así como la hidroxilación previa de los mono-fenoles a orto-difenoles por la actividad cresolasa (Figura I.4.). O OH R OH ½ O2 monofenol R OH ½ O2 R orto-difenol Actividad cresolasa O orto-quinona Actividad catecolasa Figura I.4. Actividades de oxidación de la tirosinasa. La actividad enzimática oxidásica no es un factor limitante para el proceso de oxigenación del vino, ya que en condiciones normales y con oxígeno disuelto disponible, siempre es suficiente para iniciar el proceso de oxidación. Del mismo modo, dicha actividad se mantiene aún cuando desaparecen los sustratos del medio, por lo que la posible ralentización del consumo de oxígeno es debido bien al agotamiento de sustratos o a una inactivación de la enzima por el producto (Moutounet y col., 1990). La efectividad de la oxigenación del mosto no sólo depende del nivel de oxígeno suministrado, sino también del estado de oxidación del mosto en el momento de la aplicación del método de oxigenación (Cheynier y col., 1991). I.1.1.2. Reactividad de los compuestos fenólicos frente a la oxidación Está demostrado que la hiperoxigenación reduce las cantidades de todos los compuestos fenólicos presentes en el vino (Ricardo da Silva y col., 1993; Cheynier y col., 1993 y 1995), por lo que la capacidad de oxidación de los vinos está relacionada con la cantidad de polifenoles presentes en el vino. Los compuestos más susceptibles a la oxidación son los derivados de ácidos hidroxicinámicos (derivados del catecol), especialmente el ácido 46 Introducción cafeoiltartárico o ácido caftárico (Palma y col., 2002), junto con los flavan-3-oles y taninos condensados, presentes en la piel, pepitas y tallo ((+)-catequina, (-)-epicatequina, (+)galocatequina) y sus ésteres (Aladren y col., 1995; Castro y col., 1995). Los flavonoles y antocianos son peores sustratos de la PPO, pero interaccionan rápidamente con las quinonas generadas enzimáticamente, produciéndose reacciones de oxidación o de condensación entre ellos (Figura I.5.). La reacción de formación de la quinona (inestable y muy reactiva) puede revertir hacia la formación del monofenol, iniciándose de nuevo el proceso de oxidación extensible a otras moléculas que inicialmente no fueron oxidadas (ácido ascórbico, anhídrido sulfuroso, entre otros), tomando una coloración amarillo-parda característica del fenómeno de pardeamiento. Estas quinonas, a su vez, pueden unirse a un compuesto llamado glutatión (tripéptido presente en las uvas), que por unión al ácido caftárico oxidado forma una sustancia incolora, el ácido 2S-glutationil-cafeoiltartárico (denominado GRP, Grape Reaction Product) (Singleton y col., 1985 y 1984; Cheynier y col., 1986) (Figura I.6.), que no es sustrato de la tirosinasa, por lo que su formación es una vía de limitación del pardeamiento enzimático de los vinos. Uva Prensado Partes sólidas Mosto Maceración ácido caftárico ácido ascórbico PPO, O2 GRP orto-quinona de GRP Glutatión orto-quinona de ácido caftárico PPO, O2 ácido caftárico Ácido dehidroascórbico Flavan-3-oles Pardeamiento del mosto orto-quinonas de los flavan-3-oles Pardeamiento del mosto Figura I.5. Reacciones de las quinonas del ácido cafeoiltartárico en el mosto (Adaptado de Flanzy, 2000). 47 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos NH2 COOH H2C NH OC CH H N H2C CO H2C C H COOH CH2 HS OH HOOC CH OH C O OC CH HC OH H COOH Figura I.6. Estructura del ácido 2-S-glutationil-caftárico (GRP). La formación del GRP es muy rápida y mientras existan en el mosto cantidades suficientes de glutatión, será la principal vía de reacción tras la formación de la orto-quinona, asegurándose así la formación de dicho compuesto incoloro (GRP) y con él la ausencia de polímeros pardos. El GRP puede verse implicado en posteriores reacciones acopladas y ser oxidado a un producto de color rojo que corresponde a su quinona. Sin embargo, el GRP sí es sustrato de la lacasa, por lo que puede dar lugar a su oxidación y, con una segunda adición de glutatión, dar lugar a la formación de GRP2 con dos glutatión unidos (Toit y col., 2006), que no puede ser ya atacado por la enzima lacasa (Boulton y col., 1996a). Además de con GRP, pueden también producirse reacciones de oxidación de las quinonas con compuestos de potencial redox inferior al del ácido trans-caftárico, como el ácido ascórbico o los flavan-3oles monómeros o dímeros, los cuales son oxidados a la vez que se regenera de nuevo el ácido caftárico (Cheynier y col., 1997). Las quinonas formadas a partir del ácido trans-caftárico y de los flavan-3-oles son amarillas, mientras que las formadas a partir del GRP son rojas (Cheynier y col., 1988). A partir de las quinonas formadas en las reacciones de oxidación se pueden formar productos de condensación, que, a su vez, pueden también transformarse en nuevas quinonas (Singleton y col., 1987). A medida que aumenta el grado de condensación, la coloración de los compuestos cambia hacia tonos pardos y se vuelve más resistente a la decoloración por bisulfito; paralelamente, se observa la formación de un precipitado marrón, debido a la menor solubilidad de los polímeros y a la formación de enlaces, covalentes o no, con proteínas y polisacáridos. La oxidación de flavan-3-oles monómeros y dímeros es más rápida en presencia de PPO (Oszmianski y col., 1985). No obstante, la PPO tiene poca afinidad por este tipo de 48 Introducción sustratos. Cheynier y col. (1989) demostraron que los flavan-3-oles apenas se oxidaban por la PPO cuando en el medio no había ácido trans-caftárico y otros compuestos fenólicos. Cuando los ensayos se realizaban utilizando mezclas de compuestos fenólicos, los flavan-3-oles se degradaban mucho más rápidamente, concluyendo que la PPO no actuaba de forma directa sobre los mismos, sino a través de reacciones de oxidación acoplada. Como consecuencia, la relación entre glutatión y ácidos hidroxicinámicos (e incluso flavan-3-oles) (Cheynier y col., 1989, 1991) es muy importante para explicar la susceptibilidad al pardeamiento (Cheynier y col., 1990). La concentración de los compuestos fenólicos y de glutatión en mostos y vinos puede variar dependiendo de la variedad de uva (Lee y col., 1989; Somers y col., 1991), tiempo de maceración (Singleton y col., 1980; Oszmianski y col., 1986), intensidad de prensado (Yokotsuka, 1990; Somers y col., 1991), tiempo y nivel de sulfitado (Singleton y col., 1980) y oxidación (Nagel y col., 1979; Guerzoni y col., 1981). La oxidación de catequinas en presencia de PPO da lugar a productos de condensación que, en función de su estructura, pueden ser incoloros o mostrar tonalidades pardoamarillentas (Guyot y col., 1996). La formación de compuestos coloreados está favorecida a valores menos ácidos de pH, mientras que a valores de pH<3 se ve favorecida la formación de productos incoloros. Con el tiempo de almacenamiento pueden producirse reacciones de hidrólisis del GRP, dando lugar a la eliminación de ácido tartárico (Figura I.7.). Así, debido al exceso de etanol en el medio, de igual forma pueden producirse incorporaciones de varias moléculas de etanol esterificando a los ácidos presentes, bien en uno (o dos) de los ácidos que forman parte del aminoácido o bien en los ácidos procedentes del ácido tartárico. Así, existirían cuatro posibilidades posibles de GRP monoetílico, y seis de GRP dietílico. 49 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos NH2 COOH H2C NH OC CH H N CO H2C H2C C H COOH CH2 HS COOH CH HC OH OH Figura I.7. Estructura del GRP hidrolizado (sin la parte de ácido tartárico). I.1.1.3. Reactividad de los compuestos volátiles frente a la oxidación La oxidación en los vinos provoca cambios significativos en la composición volátiles (Ferreira y col., 1997), tales como una disminución de los atributos de fresco y afrutado y la aparición de notas aromáticas tales como papel, cartón, cocido, rancio, podrido y manzana oxidada (Benítez y col., 2003). La velocidad de aparición de dichos atributos depende en gran medida de la procedencia del vino. Así, en climas cálidos aparecen con mayor velocidad debido a la mayor temperatura, mayores valores de pHs y mayores actividades enzimáticas (Escudero y col., 2000). Principalmente, los cambios en los compuestos volátiles se deben principalmente a la presencia del acetaldehído (generado por oxidación del etanol) y todos los aldehídos en general (Wildenradt y col., 1974) y de los acetales (producidos por la reacción entre los aldehídos y alcoholes como el glicerol), aunque también intervienen otros odorantes con mayor peso molecular que proporcionan las notas rancias (Wulf y col., 1980; Chisholm y col., 1995), tales como el isobutiraldehido, isovaleraldehido, 2-nonanona y 2-undecanona (Silva-Ferreira y col., 1996). Entre los acetales (dioxolanos y dioxanos) procedentes de la reacción entre el acetaldehído y el glicerol bajo condiciones de oxidación (Muller y col., 1978; Williams y col., 1978), los cis y trans-2-metil-4-hidroximetil-1-,3-dioxolano han sido encontrados en vinos de Oporto (Williams y col., 1983; De Revel y col., 1996) y en vinos de Jerez (Brock y col., 1984). La concentración en isómero trans se correlaciona con la edad del vino de Oporto. Los cis y trans-2-metil-5-hidroxi-1,3-dioxanos han sido detectados en vinos del Jura (Etiévant, 1979) y en vinos de Jerez (Brock y col., 1984). Dichos acetales cíclicos carecen de efecto directo sobre el aroma y el flavor (Ferreira y col., 1997; Etiévant, 1979). 50 Introducción De igual modo, las hidroxicetonas e hidroxiésteres aumentan con el tiempo y con la exposición al oxígeno (Brock y col., 1984). I.1.1.4. Mecanismo de acción del oxígeno Las oxidaciones químicas son procesos muy lentos, por lo que suelen evidenciarse de manera más notable en los vinos almacenados. Dicha reacción puede incrementarse con la presencia de catalizadores (hierro y cobre) y con un valor más elevado de pH, induciendo así la formación de formas aniónicas fenolato (Singleton y col., 1987; Cilliers y col., 1989), las cuales son susceptibles de oxidación hacia la forma quinona. Sin embargo, al pH del vino dichos iones fenolato están en un bajo porcentaje, por lo que el factor limitante de la reacción está en la formación de semiquinonas, pudiendo pasar semanas y meses para que tenga lugar la reacción (Oszmianski y col., 1985). La catequina puede ser oxidada mediante autooxidación o catalizada por metales, siendo la cinética mucho más rápida en este último caso, dando moléculas más coloreadas (Oszmianski y col., 1996). Por tanto, las variaciones de composición serán debidas fundamentalmente a los efectos cinéticos, relacionados con las proporciones relativas de las formas oxidadas (ortoquinonas) y no oxidadas y a la influencia del pH en las velocidades de las etapas reactivas en las que cada producto se forma o se degrada (Fulcrand y col., 1994; Guyot y col., 1996). Efecto y acción del oxígeno El oxígeno molecular es una sustancia paramagnética con dos electrones no apareados, que le confieren un estado triplete y un comportamiento de radical doble. Bajo esta forma, es incapaz de reaccionar con los compuestos orgánicos en estado simple, ya que sería un proceso sin cambio de electrones. Por lo tanto, es necesaria una energía adicional para que el oxígeno pueda ser activado o excitado y se dé la reacción. Dicha energía puede proceder de varias fuentes, externas como la luz, o internas como reacciones de pigmentos fotosensibles (vitaminas) o por acomplejamiento de iones metálicos tales como el hierro en estado ferroso, denominándose catalizadores (Miller y col., 1990; Danilewicz, 2003 y 2007). 51 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Momento de aplicación y cantidad de oxígeno El oxígeno necesario para el correcto desarrollo de la fermentación alcohólica en mostos está en torno a 10-20 mg/L. La elección del momento de adición del oxígeno en el proceso de hiperoxigenación es tan importante como su cantidad (Silva y col., 2006). El oxígeno es más efectivo si la adición se realiza al final de la fase de crecimiento o en el primer cuarto de la fermentación; sin embargo, la adición es efectiva hasta la mitad de la fermentación (Sablayrolles y col., 1990 y 1996). Por otro lado, la solubilidad del oxígeno en el mosto tiene un valor en torno a 6 mL/L a temperatura ambiente, alcanzando un valor prácticamente de saturación con procesos tecnológicos tales como el trasiego. Sin embargo, el oxígeno se consume a diferente velocidad en función de los procesos en los que se vea inmerso, y depende en gran medida de la presencia de metales de hierro y/o cobre en el medio, que favorecen su consumo hasta sus diferentes formas activas. Por otro lado, la presencia de anhídrido sulfuroso provoca una parada en el consumo de oxígeno disuelto. Aunque la solubilidad del oxígeno es más alta al disminuir la temperatura, no es extensible a la velocidad de consumo, que es mayor al aumentar la temperatura (Hidalgo Togores, 2003). La absorción de oxígeno en el mosto puede variar entre 0.5 y 4.6 mg/min L a 25ºC con una media de 2 mg/min L (Macheix, 1991) y puede verse incrementada por el fenómeno de oxidación enzimática, en cuyo caso alcanza valores entre 4.3 y 28.8 mg/min L (Rigaud y col., 1990a; Moutounet y col., 1990), y por otros mecanismos oxidativos: reacciones enzimáticas y autocatalíticas, polimerización tánica, condensación directa antociano-tanino y mediada por acetaldehído (Vivas y col., 1993; Rivas Gonzalo y col., 1995; Saucier y col., 1997). I.1.2. EFECTOS DE LA HIPEROXIGENACIÓN EN VINOS BLANCOS De manera tradicional, los vinos blancos se elaboran sin contacto con los hollejos. Sin embargo, la maceración con hollejos favorece la extracción de compuestos del aroma y de sus precursores, al igual que de compuestos fenólicos (aunque en menor proporción debido a la carencia de etanol), localizados principalmente en los hollejos (Dubourdieu y col, 1986; Delteil y col., 1995; Sapis y col., 1995), incrementando así el aroma, carácter varietal, tipicidad y originalidad de los vinos. 52 Introducción Las proantocianidinas (procedentes de la polimerización de flavan-3-oles y que juegan un papel muy importante en aspectos de calidad (Ramey y col., 1986; Rigaud y col., 1991b) y en pardeamientos (Oszmianski y col., 1985; Lee y col., 1988), están presentes mayoritariamente en las partes sólidas de la uva (Kovac y col., 1990; Ricardo da Silva y col., 1991). Otros compuestos fenólicos que se extraen mayoritariamente son el ácido gálico, hidroxicinamatos y flavonoides (Singleton y col., 1983). Las condiciones de maceración dependerán en gran medida del viñedo, la temperatura y el tiempo de contacto, pretendiendo obtener un vino con baja astringencia y un escaso potencial de pardeamiento, aunque con una elevada intensidad aromática (Darias-Martín y col., 2000). En general, un aumento de la temperatura y del tiempo de contacto produce un aumento en el pH de los vinos, del potasio y de los niveles de fenoles totales (Stephen y col., 1986; Ramey y col., 1986; Pérez-Coello y col., 2003). Por debajo de 10ºC, la extracción de flavonoles es limitada (Ramey y col., 1986), de manera contraria a los hidroxicinamatos, siendo ambos sustratos para la oxidación y precursores del pardeamiento (Singleton y col., 1984). Sin embargo, largos tiempos de contacto con los hollejos pueden hacer presentar defectos en el aroma (off-odors) (Singleton y col., 1980) y mayor susceptibilidad al pardeamiento (Cheynier y col., 1989) Pese a la extracción de compuestos del aroma libres y ligados del hollejo, no existe una relación directa entre la composición aromática del mosto y la final del vino (Baumes y col., 1989b; Sánchez-Palomo y col., 2005). Actualmente, en cuanto a los compuestos fenólicos se refiere, el objetivo de la maceración con hollejos es conseguir aquellos compuestos fenólicos responsables del carácter añejado sin necesidad de la adición de taninos y astringencia (Boulton y col., 1996b). Debido a que la hiperoxigenación produce una disminución de compuestos fenólicos del mosto y el vino, siendo por ello más claro y estable frente al pardeamiento, esta técnica se usa de manera complementaria a la maceración pelicular. El objetivo de dicho procedimiento es evitar los efectos perjudiciales del contacto prolongado con las partes sólidas de la vendimia (Cheynier y col., 1989; Ho y col., 1999), tales como mayor susceptibilidad al pardeamiento (Cheynier y col., 1989), la aparición de off-odours y mayor astringencia y 53 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos amargor (Singleton y col., 1980), proporcionando al mismo tiempo el carácter varietal presente en los hollejos. El contacto con los hollejos y la hiperoxigenación de los mostos pueden ser aplicados separada y conjuntamente con el objetivo de aumentar la calidad de los vinos blancos (Arnold y col., 1979; Cheynier y col., 1989; Ricardo da Silva y col., 1993; Guedes de Pinho y col., 1994). Incrementos en el tiempo de maceración se traducen en un aumento en la composición de alcoholes monoterpénicos (Marais y col., 1988) y de compuestos fenólicos (Ricardo da Silva y col., 1993), resultando vinos más astringentes y amargos (Singleton y col., 1980). La hiperoxigenación implica la oxidación de dichos compuestos fenólicos en el mosto debido a la acción del oxígeno, que se traduce en la disminución en la concentración de dichos compuestos (Guerzoni y col., 1981; Long y col., 1987; Artajona y col., 1990; Meistermann, 1990; Piracci y col., 1994). El efecto que produce la hiperoxigenación depende de varios factores tales como la variedad de uva, composición del mosto (Cheynier y col., 1990), cantidad de oxígeno aplicada (Cheynier y col., 1991), adición de anhídrido sulfuroso (Mayén y col., 1996) y presencia de glutatión (Vaimakis y col., 1996), entre otros. Sin embargo, el efecto de la maceración junto con la aplicación de la técnica de hiperoxigenación no dio buenos resultados para Singleton y col. (1980) en cuando a calidad aromática y calidad general, quizás debido a una oxidación drástica y a diferencias cualitativas y cuantitativas de compuestos fenólicos. De acuerdo con otros autores, una oxidación moderada produce efectos favorables en la calidad global del vino (Cheynier y col., 1989). Respecto al perfil sensorial de los vinos, la hiperoxigenación mejora la estabilidad en el color de los vinos (Cheynier y col., 1989; Artajona y col., 1990; Nicolini y col., 1991; Pérez-Bustamante y col., 1995), disminuyendo el amargor y la astringencia de los mismos. El efecto de la hiperoxigenación sobre las características organolépticas depende en gran medida de la variedad de uva. Así, vinos de las variedades Chardonnay y Moscatel, entre otras, no sufrieron degradación del aroma sino que aumentaron la calidad aromática (Cheynier y col., 1991), traducida en un aumento de acetatos de alcoholes de cadena larga, ácidos grasos y sus ésteres, y terpenos volátiles libres (Artajona y col., 1990). Este hecho ocurrió con variedades de otras zonas geográficas tales como Francia y Alemania, e incluso con otras variedades como Faberrebe (Schneider, 1994). 54 Introducción Sin embargo, otros autores (Blanck, 1990; Dubourdieu y col., 1990) observaron una pérdida de la intensidad aromática y del carácter varietal en los mostos sometidos a hiperoxigenación, dependiendo de la vendimia, traducida en una disminución de alcoholes de cadena larga, pero con un incremento en acetatos, aldehídos de cadena media y larga (C3-C10) con aromas a vegetal (Guedes de Pinho y col., 1994) y aldehídos C6 (Cordonnier y col., 1982). Nicolini y col. (1992) observaron una reducción significativa de la intensidad de las notas típicas vegetales, hecho que no fue traducido en una penalización de la calidad global. En vinos de la variedad Riesling se observó un aumento del aroma limón, una disminución del atributo melocotón y similares valores para los atributos de manzana y pera al someterlo al tratamiento de hiperoxigenación (Schneider, 1996), cuyo aroma fue modificado sin perder el atributo afrutado. Un incremento de aromas fue observado al someterlo a maceración, pero se atenuaron con la hiperoxigenación. Una tendencia ventajosa en la utilización de la hiperoxigenación es una disminución en el contenido de fenoles volátiles (Dubourdieu y col., 1990; Nicolini y col., 1991) y de compuestos sulfonados (Guedes de Pinho y col., 1994). I.1.3. INFLUENCIA DEL ALMACENAMIENTO DE LOS VINOS BLANCOS Los continuos cambios químicos en la composición del vino durante el almacenamiento se ven influidos por parámetros como la temperatura, iluminación, posición de las botellas, oxígeno disuelto y tiempo de almacenamiento. Dichos cambios son variados y pueden influir en el aroma y color de los vinos (Gómez y col., 1995; González-Viñas y col., 1996; Pérez-Coello y col., 2003; Recamales y col., 2006). Durante el almacenamiento de los vinos blancos jóvenes, se producen oxidaciones debido a la formación de quinonas, las cuales polimerizan para formar macromoléculas de color amarillo-pardo (Singleton y col., 1987). Según Es-Safi y col. (2000), los flavonoles evolucionan hacia pigmentos xantilio que contribuyen a la oxidación de los vinos blancos, lo cual se manifiesta con un aumento de la absorbancia a 400-500 nm. De igual forma, durante el almacenamiento se produce una disminución de los derivados glicosídicos, debido a su mayor inestabilidad en comparación con las formas agliconas (Zafrilla y col., 2003). 55 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos El estudio de la evolución de los compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color a lo largo del almacenamiento en condiciones de luz y oscuridad, tiene su base en la posibilidad del fenómeno de fotooxidación, tal y como sucede en el aceite de oliva (Rastrelli y col., 2002), donde los polifenoles pueden actuar como protectores frente a la fotooxidación. Calviño y col. (2005) observaron una disminución en la concentración de los compuestos hidroxicinámicos y flavan-3-oles de diferentes tipos de vinagres en presencia de oxígeno y en contacto con la luz. De igual forma, el pardeamiento con el tiempo se debe principalmente al aumento de los compuestos furánicos, favorecido con la temperatura y la presencia de luz, y cuya formación a partir de los azúcares puede incrementar el color. Zafrilla y col. (2003) estudiaron las modificaciones en la fracción de compuestos fenólicos y los cambios asociados en la actividad antioxidante durante el almacenamiento de vinos a lo largo de siete meses en oscuridad, concluyendo que no hubo diferencias significativas en el contenido de los ácidos hidroxicinámicos totales. Otros autores notaron pérdidas significativas (en torno a 35-50%) de flavan-3-oles tras un almacenamiento de un año en vinos elaborados con uva Albillo (Pérez-Magariño y col., 2001). En relación a los compuestos responsables del aroma de los vinos, los procesos oxidativos producen una disminución de algunos compuestos volátiles característicos, apareciendo nuevos y particulares aromas a vinos envejecidos y/o típicos del deterioro del vino (Escudero y col., 2002; Lambropoulos y col., 2007). En vinos blancos jóvenes, los atributos fresco y afrutado se pierden en un periodo de tiempo amplio, pudiendo variar entre un mes hasta años, dependiendo del tipo de vino y de las condiciones de almacenamiento (Hernanz y col., 2009). Así, algunos autores han observado cambios relevantes en la composición volátil después de dos años (Ghisholm y col., 1995), así como pérdida del atributo afrutado al cabo de 18 meses de almacenamiento en condiciones comerciales (González-Viñas y col., 1996 y 1998). La concentración de los compuestos no deseables formados durante el almacenamiento (TDN y productos procedentes de la degradación de carbohidratos), se ve acelerada por la exposición a la luz y la temperatura (Marais y col., 1986; Jung y col., 2007), aunque no se sabe exactamente el mecanismo de actuación de la luz en el pardeamiento de los vinos (Benítez y col., 2003). Singleton y col. (1987) postularon que el oxígeno es activado por la 56 Introducción luz, como consecuencia de la presencia de pigmentos fotosensibles o metales como el hierro y el cobre. Así, se produce la transformación de los compuestos polifenólicos en radicales libres tipo semiquinonas, responsables del pardeamiento. La pérdida de aromas frutales, unido al incremento de los atributos especiado y fruta madura (Pérez-Coello y col., 2003) y la formación de compuestos no deseables, son las principales causas del deterioro de los vinos blancos. La presencia de furfural (Ho y col., 1999) y ciertos ésteres de ácidos orgánicos (succinato de dietilo y monoetilo, malato de dietilo, lactato de etilo) están relacionados con la edad del vino (De Revel y col., 1996; Silva Ferreira y col., 1996), debido a que la presencia de cantidades elevadas de etanol aumenta la esterificación de los ácidos orgánicos (Shinohara y col., 1979). Sin embargo, intervienen débilmente en el bouquet debido a su elevado umbral de detección (Etiévant, 1991). El carácter frutal debido principalmente a acetatos (Rapp y col., 1993) y ésteres etílicos de ácidos mono y dicarboxílicos que aparecen durante la fermentación, así como el carácter floral proporcionado por los terpenos, disminuyendo ambos durante el almacenamiento (González-Viñas y col., 1996; Pérez-Coello y col., 1999). Así, se forman productos procedentes de la degradación de carbohidratos y otros productos no deseables (Rapp y col., 1993), tales como el TDN (1,1,6-trimetil-1,2-dihidronaftaleno), caracterizado por el olor a queroseno. Dichos cambios ocurren de manera más pronunciada en almacenamientos sometidos a luz y temperatura (Marais y col., 1986). Cuando el almacenamiento se lleva a cabo a 20ºC, el contenido en monoterpenos disminuye de manera considerable respecto al almacenamiento a 10ºC (Di Stefano y col., 1983; Pérez-Coello y col., 2003). Los niveles de acetatos permanecen constantes a 0ºC y disminuyen en la conservación a 10ºC y más aún a 30ºC (Marais y col., 1980 y 1986). Según Edwards y col. (1985), la formación de ésteres etílicos derivados del ácido tartárico fue menor a 13ºC que a 34ºC. La estabilidad al almacenamiento depende en gran medida de la variedad de uva utilizada. Así, los vinos elaborados con la variedad Airén mantienen sus propiedades organolépticas durante 1-1.5 años en botella (González-Viñas y col., 1999), al igual que los vinos elaborados con la variedad Riesling (Rapp y col., 1986a). Sin embargo, la variedad 57 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Moscatel posee mayor probabilidad de oxidaciones de terpenos, reduciendo en gran medida su carácter floral (Rapp y col., 1986b; Strauss y col., 1986). Los vinos almacenados bajo la acción de la luz poseen atributos sensoriales no deseables, tales como “mofeta”, “repollo cocido” y “cebolla/ajo”, debido a compuestos azufrados. Los efectos no deseados de la exposición a la luz de los vinos en la fracción aromática están relacionados con diversos procesos químicos, entre los que la riboflavina participa en varios de ellos (Andrés-Lacueva y col., 1998; Mattivi y col., 2000). Debido a la aceleración de las oxidaciones propiciada por el aumento de la temperatura, Fernández-Zurbano y col. (1995) llevaron a cabo un proceso denominado “oxidación acelerada”, anteriormente descrito por Singleton y col. (1976), con el fin de comprobar la susceptibilidad al pardeamiento y cómo afectaban en dicho proceso las diferentes familias de compuestos fenólicos. El proceso de envejecimiento acelerado consistía en someter al vino a una temperatura elevada (55ºC) durante un período de tiempo de entre tres y ocho días. Así se observó que no todos los compuestos fenólicos presentes en el vino eran autooxidables y, por tanto no contribuían al pardeamiento (Singleton y col., 1979; Simpson, 1982). Entre estos últimos se encuentran los ácidos hidroxicinámicos (Romeyer y col., 1985; Fernández-Zurbano y col., 1998), los cuáles están escasamente correlacionados con el pardeamiento. Este hecho difiere de las conclusiones obtenidas por Cillier y col. (1989) y Cheynier y col. (1992), los cuales observaron una disminución de los ácidos cafeico y transcaftárico a medida que aumentaba el pardeamiento. Por tanto, la formación de pigmentos pardos está influenciada por otros compuestos fenólicos que toman parte en las reacciones de oxidación, tales como flavonoles (Simpson, 1982; Cheynier y col., 1989; Fernández-Zurbano y col., 1995) y flavan-3-oles (Cheynier y col., 1988 y 1989). Cutzach y col. (1999) observaron la influencia de dos variables en el envejecimiento de vinos dulces fortificados, la oxidación y la variedad de uva. La concentración de furfural se vio afectada por la oxidación, aumentando en presencia de oxígeno, debido a la ruptura de pentosas y/o por reacción de Maillard. En cambio, la concentración de furoato de etilo no pareció verse afectada por la oxidación. La aparición de compuestos nuevos se ve reflejada en los compuestos 5-metilfurfural, levulinato de etilo, glutarato de dietilo y TDN (Silva-Ferreira y col., 2003), así como dioxanos 58 Introducción y dioxolanos tales como los isómeros cis y trans del 5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano y 4hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano. La formación de levulinato de etilo y glutarato de dietilo se ve influida por la presencia de oxígeno. El levulinato de etilo se forma por la reacción del ácido levulínico (ácido 4oxopentanoico) y etanol presente en el medio. El ácido levulínico se forma por ruptura mediante calentamiento de D-glucosa, 2-deoxi-D-erytro-pentosa, alcohol furfurílico (Shu y col., 1995) o HMF (Feather y col., 1973) en medio ácido y es, junto al HMF, el principal compuesto resultante de la ruptura por calentamiento de azúcares (Hodge, 1967; Popoff, 1976). O CH2OH O O HO O CH2 HO O O CH3 OH O Figura I.8. Formación de ácido levulínico (ácido oxo-pentanoico) a partir de furfuril alcohol. El glutarato de dietilo resulta de la reacción de esterificación entre el etanol y el ácido pentanedioico, formándose éste por reacción de la ruptura de ázucares por calentamiento en presencia de oxígeno. Escudero y col. (2002) observaron que el acetaldehído producido por oxidación no variaba significativamente durante el almacenamiento con oxígeno. 59 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos I.2. MATERIAL Y MÉTODOS I.2.1. TÉCNICAS DE ELABORACIÓN Los vinos fueron elaborados a partir de uvas blancas sanas, recolectadas manualmente en condiciones óptimas de madurez y en perfecto estado sanitario, de las variedades de Vitis vinifera Airén, Macabeo y Chardonnay, realizados en tres vendimias diferentes en el caso de Airén (2004, 2005 y 2006). En la vendimia 2005, en la que se realizaron vinificaciones de las variedades Airén y Macabeo, se llevaron a cabo tanto a escala laboratorio como en bodega experimental, perteneciente a la Universidad de Castilla-La Mancha (Finca Galiana). El esquema de vinificaciones se muestra en la Figura I.9. Las bayas fueron despalilladas e inmediatamente estrujadas y prensadas con una prensa neumática consiguiendo la óptima separación del mosto de las partes sólidas. Airén 2004 Airén 2005 O2 O2 MA4 C MA4 H MA5 C Airén 2006 O2 MA5 H Chardonnay 2006 Macabeo 2005 O2 O2 O2 Hollejos MA6 C MA6 H MA MH VA6 C VA6 H VA6 MH MMb5 C MMb5 H MCh6 C MCh6 H VCh6 C VCh6 H Evolución fermentación VA4 C VA4 H L VA5 LC B VA5 BC VA5 BC-1 L VA5 LH B L VA5 BH VA5 BH-1 VMb5 LC B VMb5 BC L VMb5 LH VMb5 BC-1 B VCh6 C-1 VCh6 H-1 VMb5 BH VMb5 BH-1 Figura I.9. Esquema de vinificaciones e hiperoxigeanción para las variedades utilizadas. M, mosto; V, vinos; A, Airén; Mb, Macabeo; Ch, Chardonnay; C, Control; H, hiperoxigenados; MH, maceradoshiperoxigenados; L, laboratorio; B, bodega; 1, un año de almacenamiento; osc, oscuridad. I.2.1.1. Elaboración de vinos a escala bodega experimental El mosto resultante fue homogeneizado en tanques de acero inoxidable de 1000 L de capacidad, y 2000L para el mosto de la variedad Airén de la vendimia 2006. Este mosto fue 60 Material y métodos dividido en fracciones de 250L y bombeado hacia los depósitos para realizar los ensayos control e hiperoxigenación, por duplicado. Los depósitos control fueron sometidos a la adición de SO2 en forma de K2S2O7 (50% de rendimiento en SO2) a razón del 100 mg/L, siendo carente de adición de sulfuroso el mosto hiperoxigenado. En los depósitos destinados a hiperoxigenación, fue conectado un difusor de silicona unido a una bala de oxígeno de uso alimentario al inicio de la línea de trasiego. La cantidad de oxígeno introducida al mosto fue de 50 mg/L. Ambos mostos fueron sometidos a un desfangado estático a 4ºC durante 48 horas, con el fin de conseguir la separación de las partes sólidas. Tras el proceso de desfangado, ambos mostos fueron sometidos a inoculación con una levadura seleccionada Saccharomyces cerevisiae Bayanus (UCLM S 377, Fould-Springer, France), hidratada de acuerdo con las especificaciones del fabricante tras la correcta corrección de la acidez total y pH (pH 3.4). El progreso de la fermentación fue controlado mediante monitorización de la densidad y azúcar residual de alícuotas tomadas en intervalos de 2 días, y corroborados mediante métodos enzimáticos (kits glucosa-fructosa, Boehringer Mannheim, Germany). Igualmente, fueron utilizados kits para obtener resultados de los ácidos orgánicos como ácido succínico, ácido málico y ácido cítrico. Todas las fermentaciones se realizaron por duplicado a una temperatura controlada de 18ºC. Tras el proceso de vinificación, realizados a una temperatura controlada de 18ºC, a los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados se les añadió SO2 en forma de K2S2O7 antes de la filtración y embotellado a razón de 60 mg/L. Los vinos fueron almacenados en congelación hasta su posterior análisis. La variedad Airén fue elaborada en tres vendimias diferentes (2004, 2005 y 2006), con el fin de estudiar el efecto de la vendimia sobre el tratamiento de hiperoxigenación. Las variedades Macabeo y Chardonnay se vinificaron en las vendimias 2005 y 2006, respectivamente, con el fin del estudio del efecto de la variedad en el tratamiento. 61 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos I.2.1.2. Elaboración de vinos a escala de laboratorio Se realizó una experiencia paralela a los vinos realizados en bodega en la campaña 2005 con las variedades Airén y Macabeo, realizando vinificaciones a escala laboratorio, manteniendo en común la materia prima. Tras la realización de la hiperoxigenación, y posterior desfangado del mosto a 4ºC durante 48 horas, se procedió a la inoculación con la levadura seleccionada utilizada en la elaboración de los vinos a escala bodega experimental (Saccharomyces cerevisiae Bayanus), en matraces de vidrio de 3L de capacidad, equipados con una válvula Müller, la cual evita, con la presencia de ácido sulfúrico, el paso de oxígeno a los matraces en fermentación. El seguimiento de la fermentación alcohólica se realizó por medidas de pérdidas de peso, a una temperatura constante y controlada de 18ºC. Una vez terminada la fermentación alcohólica, los vinos fueron trasegados y filtrados a través de filtros de celulosa con un tamaño de poro 0.45 μm. Posteriormente, fueron embotellados y almacenados, de igual forma que los vinos elaborados en bodega, en congelación hasta su posterior análisis. I.2.1.3. Elaboración de vinos blancos mediante la técnica de maceración pre-fermentativa y posterior hiperoxigenación La técnica de maceración pre-fermentativa fue utilizada para la elaboración de los vinos de la variedad Airén de la campaña 2006, como proceso previo al tratamiento de hiperoxigenación. Tras la recepción de la uva a la bodega y posterior despalillado, la pasta resultante fue macerada en frío a una temperatura aproximada de 8-10ºC durante un tiempo de 24 horas. Posteriormente, tras el prensado, se siguió el proceso de vinificación indicado en los vinos elaborados a escala bodega experimental, obteniéndose vinos a partir de mostos macerados e hiperoxigenados, vino sólo hiperoxigenados y vinos control. I.2.1.4. Condiciones de almacenamiento de vinos blancos Las condiciones de almacenamiento en botella de los vinos blancos, control e hiperoxigenados, de las variedades Airén, Macabeo y Chardonnay se llevaron a cabo a una temperatura controlada de 15ºC durante un año y en condiciones de oscuridad. En el caso de 62 Material y métodos los vinos de la variedad Chardonnay se realizó una experiencia paralela, llevando a cabo de manera complementaria al almacenamiento en oscuridad, un almacenamiento en condiciones de luz. I.2.1.5. Envejecimiento acelerado La técnica de envejecimiento acelerado se llevó a cabo sobre vinos de la variedad Chardonnay y fueron sometidos a calentamiento a una temperatura controlada de 50ºC durante 7 días, en condiciones herméticas. Se procedió al análisis de compuestos volátiles minoritarios de las muestras realizadas bajo este tratamiento, con el fin de hacer una comparativa con los vinos sin sometimiento a dicho tratamiento. I.2.2. TÉCNICAS DE ANÁLISIS UTILIZADAS I.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales Las determinaciones de análisis convencionales de pH, acidez total, nitrógeno, azúcares, grado alcohólico, SO2 libre y total se realizaron según los métodos oficiales de la OIV (OIV, 1990). Los ácidos orgánicos se determinaron mediante medidas enzimáticas (Boherhinger) a una longitud de onda de 340 nm con cubetas de plástico de 1 cm de paso óptico y a temperatura ambiente. En el caso de los vinos elaborados en la vendimia 2006, Airén y Chardonnay, se realizaron las determinaciones de un mayor número de parámetros, con el fin de una mejor caracterización de los mismos. I.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos a) Análisis espectrofotométricos El espectrofotómetro utilizado para las determinaciones fue Hewlett Packard 8452A. 63 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos - Polifenoles totales La determinación de polifenoles totales fue llevada a cabo mediante el método propuesto por Mazza y col. (1999), que a su vez fue una modificación del método descrito por Glories (1979). Mediante dicha técnica espectrofotométrica, se redetermina el contenido de diferentes familias de compuestos fenólicos, tales como derivados del ácido hidroxicinámico (320 nm), polifenoles totales (280 nm) y flavonoles (360 nm). Las muestras fueron previamente filtradas mediante filtros de poliéster de 0.20μm. A un volumen de 0.5 mL de muestra se le añadió 0.5 mL de una disolución de HCl al 0.1% en etanol absoluto y 9.1 mL de una disolución de HCl al 2%, también en etanol absoluto. Tras una homogeneización de la muestra y un tiempo de espera de 15 minutos, fue medida la absorbancia a 280 nm, 320 nm y 360 nm con cubetas de cuarzo de 1 cm de paso óptico y utilizando agua bidestilada como blanco con el mismo tratamiento de las muestras. Para llevar a cabo la cuantificación de estos grupos de compuestos, se utilizaron rectas de calibrado de las siguientes sustancias patrón (Sigma-Aldrich): ácido gálico en una disolución etanólica al 10% v/v para la determinación de los polifenoles totales; ácido cafeico en una disolución de etanol al 10% v/v para la determinación de los derivados del ácido hidroxicinámico; y quercetina en una disolución al 95% de etanol para la determinación de la familia de flavonoles. Los resultados se expresaron en mg/L como equivalentes de cada compuesto patrón. - Flavan-3-oles La determinación de la familia de flavan-3-oles fue llevada a cabo mediante el método propuesto por Amerine y col. (1980), basado en la reacción con la vainillina, dando lugar a un producto coloreado que puede ser determinado de forma cuantitativa por medida colorimétrica. Se fundamenta en la reacción de la vainillina con las posiciones 6 y 8 de los flavan-3oles, leucoantocianos y proantocianidinas, pudiendo reaccionar en este último caso sólo en la posición 6. Por lo tanto, es una medida global de monómeros, oligómeros y polímeros derivados de flavan-3-oles. 64 Material y métodos En un matraz de 25 mL, se añade 2 mL de muestra previamente filtrada, 10 mL de ácido clorhídrico concentrado y 5 mL de una disolución de vainillina al 1% (p/v) en etanol absoluto, enrasando con etanol al 96%. Tras veinte minutos de reacción a temperatura ambiente, se procedió a medir la absorbancia a 500 nm en una cubeta de cuarzo de 1 cm de paso óptico. Como blanco se utilizó una muestra tratada de la misma forma pero sin adición de vainillina. La cuantificación se llevó a cabo usando la recta de calibrado del patrón comercial de (+)-catequina (Sigma-Aldrich), expresando los resultados en mg/L como equivalentes de (+)catequina. - Características cromáticas Las muestras fueron filtradas con filtros de poliéster de 0.20 μm de tamaño de poro y posterior ajuste de pH hasta 3.6. Los parámetros del sistema CIELAB L*, C*, h*, a* y b* se calcularon mediante el método simplificado descrito por Pérez Caballero y col. (2003). Mediante la medida directa de la muestra en cubetas de cuarzo de 1 cm de paso óptico a las absorbancias de 450, 520, 570 y 630 nm y posterior utilización del programa MSCVES fue posible la determinación de los parámetros CIELAB L*, C*, h*, a* y b* caracterizando el color de los vinos. b) Extracción de los compuestos fenólicos mediante la técnica de extracción en fase sólida (SPE) Con el fin de la extracción de los compuestos fenólicos responsables del color del vino mediante el uso de la técnica de extracción en fase sólida con un sistema de vacío (Supelco), se utilizaron cartuchos de fase reversa (divinilbenceno-poliestireno) (Sep-pak 500mg C18, Waters). Todos los solventes empleados fueron de calidad HPLC y el agua empleada fue de calidad Milli-Q. El proceso fue el que se indica a continuación (Figura I.10): - Acondicionamiento del cartucho: Se hizo pasar a través del cartucho 4 mL de metanol, con el fin de activar el cartucho de SPE. A continuación, se pasan 4 mL de agua bidestilada con el fin de eliminar el exceso de metanol. - Introducción de la muestra: Se hicieron pasar 2 mL de muestra a través del cartucho, consiguiendo así que los compuestos fenólicos queden retenidos en él. 65 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos - Lavado: A continuación, se hicieron pasar 2 mL de agua bidestilada, eluyéndose así los compuestos solubles en agua, principalmente azúcares, presentes en una gran cantidad en los mostos y vinos durante la fermentación alcohólica. - Elución: Una vez retenidos los compuestos de interés en el cartucho, se procedió a su extracción mediante el paso de 10 mL de metanol, produciéndose la desorción de la muestra. Posteriormente, se recogieron en fracciones en tubos de ensayo, y se homogeneizaron con una pipeta Pasteur. Posteriormente, se procedió a la introducción de la muestra en un rotavapor, con el fin de eliminar el exceso de disolvente de extracción, llevándolo hasta sequedad. Se redisolvió en 2 mL del eluyente A, utilizado posteriormente en la separación cromatográfica (87% agua; 3% acetonitrilo; 10% ácido fórmico). 1 2 3 4 Muestra Figura I.10. Procedimiento de extracción en fase sólida (SPE). 1. Acondicionamiento; 2. Introducción de la muestra; 3. Lavado; 4. Elucción. • Analito; • • Interferencias. c) Análisis mediante Cromatografía de Líquidos de Alta Eficacia acoplada a Espestroscopía UV-vis y Espectrometría de Masas (HPLC-DAD-ESI-MSn) (método A) La determinación, identificación y cuantificación de las diferentes familias de compuestos fenólicos presentes en el vino fue llevada a cabo mediante un cromatógrafo de líquidos Agilent 1100 Series System (Agilent, Waldbronn, Germany) equipado con un detector ultravioleta de diodos array (DAD) (G1315B) y un sistema de detección de espectrometría de masas LC/MSD Trap VL (G2445C VL) dotado de un sistema de ionización 66 Material y métodos por electrospray (ESI/MSn) y acoplado a un sistema de procesado de datos Agilent Chem Station (versión B.01.03). Los datos espectrales de masas fueron procesados mediante el software Agilent LC/MS Trap (versión 5.3). 50 μL de muestra fueron inyectados en una columna de fase reversa Zorbax Eclipse XDB-C18 (4.6 x 250 mm; 5 μm de partícula; Agilent), termostatizada a 40ºC. Eluyentes utilizados Los eluyentes utilizados fueron una mezcla en diferentes proporciones de agua/acetonitrilo/ácido fórmico. Todos los disolventes empleados fueron de calidad HPLC y el agua fue Milli-Q. Eluyente A: 87:3:10 v/v/v Eluyente B: 40:50:10 v/v/v Dichos eluyentes fueron sometidos a ultrasonidos con el fin de eliminar las posibles burbujas que pudieran interferir en el cromatógrafo de líquidos. El método utilizado fue el descrito por Castillo-Muñoz y col. (2007). El flujo utilizado fue de 0.63 mL/min, con el siguiente gradiente de elucción: Tabla I.1. Gradiente de elución cromatográfica para la identificación de los compuestos fenólicos en vinos blancos. Tiempo (min) % Eluyente A % Eluyente B 0 15 30 35 38 46 94 70 50 40 40 94 6 30 50 60 60 6 La identificación y cuantificación de las diferentes familias de compuestos fenólicos se llevó a las siguientes longitudes de onda: 67 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos - 280 nm para los flavan-3-oles, tales como (+)-catequina, (-)-epicatequina y galato de (-)epicatequina y para el ácido gálico, entre los ácidos benzoicos. Sus concentraciones fueron calculadas a partir de disoluciones modelo con concentraciones crecientes dentro del rango en que cabe encontrarlos en vinos blancos (Sigma-Aldrich). - 320 nm para los derivados de ácidos hidroxicinámicos: ácidos cafeico y trans-caftárico, ácidos cumárico y cis- y trans-cutárico, ácidos ferúlico y cis- y trans-fertárico, cis- y trans GRP (ácido 2-S-glutationil-caftárico), y otros derivados del GRP, para los cuáles se utilizó la recta de calibrado del ácido cafeico. Dichos compuestos fueron de calidad analítica (> 99%) de la casa comercial de Sigma-Aldrich. - 360 nm para los flavonoles, tales como quercetina, kaempferol e isoramnetina, así como sus derivados glucósidicos, glucurónidos y galactósidos. Los estándar comerciales de los flavonoles 3-glucósidos de quercetina, kaempferol e isoramnetina, 3-galactósido de quercetina, y las agliconas quercetina y kaempferol fueron obtenidos de la casa comercial Extrasynthese (Genay, Francia). La aglicona isoramnetina perteneció a la casa comercial de Sigma (St. Louis, MO). Otros compuestos que carecen de estándar comercial como el 3glucurónido de quercetina fueron amablemente suministrados por Dr. Ullrich Engelhardt (Instituto de Food Chemistry, Universidad Técnica de Braunschweig, Alemania). Parámetros del detector espectrometría de masas de trampa iónica con ionización por electroespray (ESI-MSn) Para la identificación por ESI-MSn se utilizaron los siguientes parámetros: - modos de ionización positivo y negativo - gas de secado: N2, con un flujo de 11 mL/min - temperatura de secado: 350ºC - presión del nebulizador: 65 psi (N2) - voltaje del capilar: -2500 V - voltaje del capilar de salida, 70 V - voltaje skimmer 1: 20 V; skimmer 2: 6 V - rango de escaneado m/z: 50-1200 68 Material y métodos Rectas de calibrado y coeficientes de regresión Para el análisis cuantitativo, se utilizaron diferentes rectas de calibrado obtenidas a partir de disoluciones modelo con concentraciones crecientes de los compuestos seleccionados para representar a cada familia de compuestos (Tabla I.2.). - Familia de compuestos fenólicos en general (280 nm): se utilizaron rectas de calibrado obtenidas a partir de una disolución modelo con concentraciones crecientes de los compuestos a analizar, tales como ácido gálico (como derivado benzoico) y (+)-catequina y (-)-epicatequina como flavan-3-oles. La recta de calibrado de esta última fue utilizada para la cuantificación del galato de (-)epicatequina. - Familia de los derivados de ácidos hidroxicinámicos (320 nm): se utilizaron las rectas de calibrado de los ácidos hidroxicinámicos para sus correspondientes ésteres tartáricos (ácido cafeico para el trans-caftárico, el ácido cumárico para los ácidos trans- y cis-cutárico, y ácido ferúlico para los ácidos trans- y cis-fertárico) ya que dichos compuestos no están disponibles comercialmente. Para el derivado GRP se utilizó la recta de calibrado del ácido cafeico, aunque con un rango de concentraciones más amplio. - Familia de flavonoles (360 nm): Se utilizaron rectas de calibrado independientes para las diferentes agliconas y derivados glucosilados de flavonoles (quercetina, kaempferol e isoramnetina). Para los derivados glucurónidos y galactósidos, se utilizaron las rectas de calibrado de los derivados glucosilados, con excepción de la quercetina, para la que pudo emplearse una recta de calibrado específica en el caso del glucurónido de quercetina. En el caso de aquellos compuestos para los que se utilice la recta de calibrado de un compuesto similar estructuralmente, se realizó la correspondiente corrección de los pesos moleculares. La identificación de los diferentes compuestos se llevó a cabo mediante la comparación de los tiempos de retención de las sustancias patrón inyectadas, así como por 69 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos similitud entre sus espectros UV-vis y sus espectros de masas con los descritos en la bibliografía. Tabla I.2. Concentración (mg/L) de las sustancias patrón de la disolución madre empleadas en las rectas de calibrado para los mostos y vinos blancos, ecuación de la recta y coeficientes de regresión. Compuestos Concentración (mg/L) Recta calibrado 3 y = (x + 76,73) / 215,05 ácido gálico 7 y = (x + 13,21) / 51,99 (+)-catequina 15 y = (x + 78,51) / 54,65 (-)-epicatequina 10 y = (x + 239,10) / 242,68 ácido cafeico 50 y = (x + 927,67) / 430,94 ácido cafeico (GRP) 5 y = x / 426,36 ácido cumárico 20 y = (x + 20,48) / 343,74 ácido ferúlico 6,5 y = x / 124 quercetina 35 y = x / 146 glucurónido quercetina 4,25 y = x / 212 kaempferol 28,33 y = x / 146 glucósido kaempferol 3,75 y = x / 122 isoramnetina 25 y = x / 148 glucósido isoramnetina y =concentración (mg/L); x = área de pico r2 0,9919 0,9969 0,9968 0,9939 0,9937 0,9998 0,9988 0,9998 0,9999 0,9996 0,9997 0,9998 0,9996 I.2.2.3. Análisis de compuestos volátiles a) Compuestos volátiles formados de manera mayoritaria durante la fermentación alcohólica Para el análisis de la fracción de los compuestos volátiles mayoritarios, las muestras fueron sometidas a centrifugación durante 30 minutos a 12000 rpm y 4ºC. Posteriormente, fueron pasadas a través de lana de vidrio para eliminar las posibles partículas sólidas. 90 μL de 2-pentanol (Sigma-Aldrich) de concentración 1 g/L fue utilizado como patrón interno, el cual fue añadido a 1.5 mL de muestra e inyectado directamente al cromatógrafo de gases. El cromatógrafo de gases 5890N de la casa comercial Hewlett-Packard fue utilizado para el análisis, equipado con un detector de ionización de llama y una columna capilar CPWax 57 CB Chromapack (50 m x 0.25 mm d.i. x 0.2 µm de espesor de fase). La temperatura del inyector y detector fueron de 220 y 250ºC respectivamente. El volumen de inyección fue de 1μL y el gas de secado fue N2 a un flujo de 1 mL/min. La temperatura del horno fue programada mediante una rampa de las siguientes características: 40ºC (10 minutos), 4 ºC/min hasta alcanzar 130 ºC, 5 ºC/min hasta 210 ºC (16 minutos). 70 Material y métodos Los compuestos identificados de esta forma fueron: acetaldehído, acetato de etilo, metanol, 1-propanol, isobutanol, 2-metil-1-butanol y 3-metil-1-butanol. La identificación fue llevada a cabo mediante comparación de los tiempos de retención con los correspondientes standards comerciales (Sigma-Aldrich, Alemania), llevando a cabo la cuantificación mediante rectas de calibrados de dichas sustancias patrón puras. Las rectas de calibrado de los compuestos volátiles mayoritarios fueron realizadas a partir de disoluciones de vino sintético (solución hidroalcohólica (12% v/v) con la adición de 5g/L de ácido tartárico y ajustado a pH 3.6), con cantidades crecientes de cada una de las sustancias patrón, utilizando 2-pentanol como patrón interno (1 g/L en etanol absoluto) (Tabla I.3). Tabla I.3. Concentración de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos presentes en la disolución madre utilizada para la recta de calibrado, ecuación de la recta y coeficientes de regresión. Compuesto Concentración (g/L) Ecuación de la recta r2 acetaldehído acetato de etilo 3.90 4.50 y = 0.50x y = 0.72x 0.993 0.998 metanol 2.37 y = 0.62x 0.999 1-propanol 2.40 y = 1.10x 0.997 isobutanol 2.40 y = 1.29x 0.998 2-metil-1-butanol 2.46 y = 1.17x 0.999 3-metil-1-butanol 8.10 y = 1.27x 0.999 y.- área pico / área patrón interno x.- concentración pico / concentración patrón interno b) Extracción de los compuestos volátiles mediante la técnica de extracción en fase sólida (SPE) Los compuestos volátiles minoritarios de mostos y vinos fueron aislados y extraídos según una modificación del método descrito por Günata y col. (1985) y modificado por Sánchez-Palomo y col. (2007b). Los mostos y vinos fueron sometidos a filtración por 0.45 μm mediante filtros MilliPore. Se tomaron 100 mL de muestra, a la que se adicionó 40 μL de 4nonanol de 1g/L de concentración, utilizado como patrón interno. Así, dicha muestra fue sometida a la técnica de Extracción en Fase Sólida (SPE) usando cartuchos con relleno de 500 mg de fase polar poliestireno-divinilbenceno (LiChrolut EN cartuchos, Merck KGaA, 71 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Darmstadt, Alemania), previamente acondicionados. Para ello, 10 mL de diclorometano, seguidos de 5 mL de metanol y 10 mL hidroalcohólica (10% v/v) fueron pasados a través del cartucho a razón de 2 mL/min aproximadamente, con el fin de activar los sitios activos de unión del cartucho. Tras la adición de los 100 mL de muestra a través de dichos cartuchos, se pasaron 50 mL de agua bidestilada, con el fin de eluir los compuestos volátiles hidrofílicos no deseados, tales como azúcares. Por último, los compuestos volátiles deseables fueron eluídos con 10 mL de diclorometano. Los extractos orgánicos obtenidos fueron conservados a -20ºC durante unas horas con el fin de eliminar las posibles trazas de agua que hayan podido ser eluídas en el proceso de extracción. Posteriormente, dicha fracción es pasada a través de Na2SO4, que actúa como desecante, y lana de vidrio, siendo concentrado mediante una corriente de nitrógeno hasta aproximadamente 200μL, almacenado a -20ºC hasta su posterior inyección en el cromatógrafo de gases-espectroscopía de masas (GC-MS). c) Análisis mediante Cromatografía de Gases-Espectrometría de masas Un cromatógrafo de gases modelo 6890N acoplado a un detector de masas modelo 5973 inert, ambos de la casa comercial Agilent Technologies, fue utilizado para el análisis de los componentes volátiles minoritarios del aroma, con una columna capilar BP-21 (60.0 m x 0.25 mm d.i. x 0.25 µm espesor de fase). La temperatura del inyector fue de 250ºC y la utilizada para el horno fue programada de la siguiente manera: 70 ºC (5 minutos), 1 ºC/min hasta alcanzar 95 ºC (10 minutos), 2 ºC/min hasta 200 ºC (40 minutos). Como gas portador fue utilizado He, a razón de 1 mL/min. El volumen de inyección fue de 1μL, realizándose en modo splitless y con un solvent delay de 5 minutos, según el método descrito por Sánchez-Palomo y col. (2007a). La ionización de los compuestos fue realizada en modo de impacto electrónico, a 70eV. La temperatura de la fuente de ionización fue de 230ºC y el rango de adquisición de masas de 40 a 450 a.m.u. La identificación de los compuestos fue basada en la comparación de los tiempos de retención y el espectro de masas de sustancias patrón comerciales procedentes de Sigma72 Material y métodos Aldrich. La identificación tentativa de aquellos compuestos no disponibles comercialmente se realizó por comparación de sus espectros de masas con datos espectrales proporcionados mediante las bibliotecas Wiley G 1035A y NBS75K. En cuanto a la cuantificación, fueron calculados los factores de respuesta de cada uno de los compuestos presentes en el vino y mosto (Tabla A.I.1), realizándose el análisis semi-cuantitativo (considerando el factor de respuesta igual a 1) en el caso de la carencia comercial de algunas sustancias puras. c) Factores de respuesta Los factores de respuesta fueron calculados para los diferentes compuestos volátiles, en función de su presencia en el vino y en el mosto, debido al posible efecto producido por la matriz utilizada. Así, se calcularon los factores de respuesta de los compuestos presentes en la Tabla A.I.1, clasificados por familias de compuestos de la misma naturaleza. En el caso de la aparición de un compuesto del cuál se carece de su factor de respuesta, se tuvo en cuenta aquél correspondiente al de un compuesto de la misma naturaleza química. Con el fin de conocer la respuesta del detector frente a los diferentes compuestos y ver si el efecto de la matriz era importante, se realizó la experiencia sobre vino sintético (12% etanol absoluto, 5g/L ácido tartárico ajustado a pH=3.6), para el cálculo de los factores de respuesta para las muestras de vino, así como sobre una matriz de glucosa y fructosa en las mismas concentraciones presentes en el mosto (120g/L de ambas), ambas experiencias a una concentración de cada compuesto similar a la presente en vinos y mostos. I.2.3. ANÁLISIS SENSORIAL El análisis sensorial descriptivo fue realizado por un panel de catadores entrenado del área de Tecnología de Alimentos con edades comprendidas entre 25 y 45 años. Previamente al análisis sensorial descriptivo, se llevó a cabo el entrenamiento en varias sesiones con pruebas de discriminación y agudeza olfato-gustativa de manera descriptiva. Una vez generada una lista de atributos individual para cada catador con el fin de describir el perfil sensorial de los vinos objeto de estudio, se elaboró una lista final, mediante consenso, de aquellos términos no representativos o confusos, así como sinónimos. 73 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Siete términos fueron elegidos por los catadores para definir el perfil sensorial olfativo de los vinos (fresco, cítricos, floral, manzana verde, afrutado, fruta tropical y plátano), y siete para definir el perfil gustativo (manzana verde, afrutado, fruta tropical, acidez, astringencia, cuerpo y amargor), así como la interpretación de la calidad e intensidad del dejo. Para la evaluación de los descriptores fueron utilizados estándar físico-químicos como sustancias de referencia que ayudasen a los catadores a establecer patrones de olores y sabores (Noble y col., 1984, 1987; Ferreira, 2001; González-Viñas y col., 1998). La intensidad de cada uno de los descriptores fue evaluada mediante una escala no estructurada de 10 cm, en cuyo extremo izquierdo se encontraba el término “intensidad nula” y en el derecho el “muy intenso”. Dicha metodología fue previamente ensayada con el fin de que los catadores se familiarizaran con la misma. Las sesiones se desarrollaron en una sala de catas normalizada (ISO, 8589-1998) equipada con cabinas individuales y todos aquellos requisitos exigidos, perteneciente a la Universidad de Castilla-La Mancha. Durante la evaluación formal de los vinos, fueron presentados en copas normalizadas (ISO, 3591-1997), codificados con tres dígitos y cubiertas de un vidrio de reloj hasta su evaluación sensorial. Todos los vinos fueron evaluados por duplicado y conservados hasta su servicio a una temperatura entre 8 y 10ºC. I.2.4. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS Para el tratamiento de los datos se utilizaron diferentes técnicas de análisis estadístico mediante el programa de SPSS para Windows en su versión 15.0. Se aplicó el test de Student-Newman-Keuls y test de la “t” de Student para determinar las diferencias significativas entre las diferentes muestras de mostos y vinos. El análisis de componentes principales, calculado a partir de la matriz de correlación, proporcionó una visión de las similitudes entre los vinos en estudio, con las variables más correlacionadas para cada componente. 74 Resultados y discusión I.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN I.3.1. IDENTIFICACIÓN DE COMPUESTOS EN VINOS BLANCOS I.3.1.1. Compuestos fenólicos En los vinos blancos objeto de estudio han sido identificados un gran número de compuestos fenólicos, mediante Cromatografía de Líquidos-Espectrometría de Masas. En función de la longitud de onda de máxima absorción, han sido clasificados en tres familias diferentes (Tablas A.I.2-A.I.5). Entre los compuestos identificados a 280 nm (Figura I.11; Figura I.15b), cabe destacar la familia de flavan-3-oles y ácidos benzoicos (Figura I.12), tales como (+)catequina, (-)-epicatequina y su galato. Su identificación ha sido corroborada mediante Espectrometría de Masas con un ión molecular de m/z = 291 mediante ionización de electrospray positiva (Tabla A.I.2). Dichos compuestos están ampliamente descritos en la bibliografía (Pérez-Magariño y col., 2004; Hermosín-Gutiérrez y col., 2005; Monagas y col., 2005b; Jensen y col., 2008). OH OH HO O Monómeros R1 R2 (+)-catequina H OH (-)-epicatequina OH H R1 R2 OH Figura I.11. Estructura de los flavan-3-oles monómeros identificados en los mostos y vinos de uva blanca. OH HOOC OH OH Figura I.12. Estructura del ácido gálico. A la longitud de onda de 360 nm se han identificados los compuestos pertenecientes a la familia de flavonoles (Figura I.13; Figura I.15c), compuestos fenólicos responsables del color amarillo de los vinos (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). En vinos blancos, únicamente están presentes los derivados disustituidos de los flavonoles (Castillo y col., 2007), que son los 75 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos que han sido identificados en los vinos objeto de estudio: quercetina, kaempferol e isoramnetina agliconas (con m/z =303, 287 y 317, respectivamente) así como en sus formas glicosilasas, en las que participan en gran medida los glucósidos, galactósidos y glucurónidos (Tabla A.I.3). R1 OH HO O R1 kaempferol H quercetina OH isoramnetina OCH3 OH OH Flavonoles O Figura I.13. Estructura de los flavonoles identificados en mostos y vinos de uva blanca. A 320 nm han sido identificados los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos, entre otros (ácido cafeico, ácido p-cumárico y ácido ferúlico), identificados en comparación con los tiempos de retención de los patrones comerciales, así como mediante la técnica de espectrometría de masas (Tabla A.I.4; Figura I.14; Figura I.15a). O R2O C H R1 C C OH H TH = H OOC HC OH HC OH C OOH DAHC R1 R2 ácido cafeico OH H ácido caftárico OH TH ácido cumárico H H ácido cutárico H TH ácido ferúlico OCH3 H ácido fertárico OCH3 TH Figura I.14. Estructura de derivados de ácidos hidroxicinámicos (DAHC). Además de los derivados comentados anteriormente, han sido identificados los isómeros cis y trans del ácido 2-S-glutationil-caftárico (GRP) y derivados, con una longitud de onda máxima en torno a 320 nm. Dicho compuesto incoloro, es una vía de limitación del pardeamiento de los mostos por obstaculizar la formación de la quinona del ácido t-caftárico (Flanzy, 2003). 76 Resultados y discusión , S g 3 0,8 e o ( O 006\ O G C ) 7 mAU 100 a 10 80 6 60 23 40 4 8 11 20 16 12 0 0 , g , 5 , ( ) 10 15 20 25 30 35 40 45 min 9 mAU 1 50 40 b 30 20 5 14 10 0 -10 0DAD1C, Sig 360,8Ref off5(HIPEROX2006\HIPEROXIG 10ENAC41.D) 15 20 25 30 35 40 45 min mAU 13 120 c 100 80 60 15 40 18 20 17 19 20 21 22 0 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45min Figura I.15. Cromatograma del perfil polifenólico de los vinos sometidos a maceración e hiperoxigenados de la variedad Airén y vendimia 2006, a 320 nm (a), 280 nm (b) y 360 nm (c). Escala de tiempo de retención en minutos. 77 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Los compuestos derivados del GRP, han sido identificados mediante espectrometría de masas y detección ultravioleta en vinos blancos almacenados durante un año. Así, se han identificado los siguientes compuestos, cuyos tiempos de retención, espectro ultravioleta y de masas se exponen en la Tabla A.I.5: - isómeros cis y trans- GRP (Figura I.16), con un ión molecular cuya m/z = 618. - isómeros de los derivados cis y trans-GRP sin el ácido tartárico o ácido 2-Sglutationilcafeico (Figura I.17), con un ión molecular cuya m/z = 486. - éster monoetílico de los derivados cis y trans-GRP, con un ión molecular de m/z = 646, no descritos anteriormente en la bibliografía. La posición de los ésteres etílicos en la molécula del GRP se desconoce, uniéndose a un radical ácido con las siguientes posibilidades (Figura I.18): • radicales ácidos del ácido tartárico (a) • radicales ácidos del glutatión (b). La estructura ha sido identificada mediante Espectrometrometría de Masas, teniendo en cuenta el espectro tan similar a los isómeros c- y t-GRP. Además, la estructura química es 28 unidades superior que la de dichos isómeros, por lo que podría equivaler a un derivado monoetílico, dado el gran porcentaje de etanol presente en el medio. Han sido identificados cuatro ésteres monoetílicos del GRP (Figura I.19), tres de los cuáles corresponden al isómero trans. Dicha afirmación se ha realizado en comparación con los espectros de masas del cis- y trans-GRP (Figura I.20) ya que, a diferencia del isómero cis-GRP, el ión m/z = 264 resultante de la fragmentación (entre otros iones) alcanzó una intensidad elevada en el isómero trans-GRP, al igual que los ésteres monoetílicos derivados del t-GRP (Figura I.20). a b Figura II.16. Espectro ultravioleta del t-GRP (a) y c-GRP (b), con una longitud de onda de máxima absorbión de 329 y 315 nm, respectivamente. 78 Resultados y discusión NH2 COOH H2C NH OC CH H N CO H2C H2C CH COOH CH2 HS COOH CH OH HC OH Figura I.17. GRP sin ácido tartárico o ácido 2-S-glutationilcafeico. (b) (b) NH2 COOH H2C NH OC CH H N CO H2C H2C C H COOH CH2 (a) HS OH HOOC CH OH O C OC CH HC OH (a) H COOH Figura I.18. GRP y posibles posiciones de los ésteres monoetílicos. (a) en cualquiera de los radicales ácido pertenecientes al ácido tartárico y (b) al glutatión. Intens. mAU HIPEROXIGEN0116.D: UV Chromatogram, 316-324 nm 5.9 50 7.8 25 9.9 12.4 12.7 15.0 16.9 DAD 320 nm 19.1 25.226.5 0 x10 6 HIPEROXIGEN0116.D: EIC 618 +All MS 5.9 1.0 MS+ 7.7 EIC m/z = 618 0.5 0.0 x10 5 HIPEROXIGEN0116.D: EIC 486 +All MS 9.9 2 12.6 EIC m/z = 486 1 0 x10 5 HIPEROXIGEN0116.D: EIC 646 +All MS 12.4 3 14.9 1 04 0.0 EIC m/z = 646 19.0 2 16.9 0 5 10 15 20 25 30 35 40 Time [min] Figura I.19. Cromatograma a 320 nm y cromatogramas de ión extraído (EIC; modo de ionización positivo) para el t- y c-GRP (m/z = 6198), t- y c-GRP sin ácido tartárico (m/z = 486) y ésteres etílicos de t- y c-GRP (m/z = 646) (Tabla A.I.5). 79 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Intens. x10 5 +MS2(618.5), 5.9min #182 2.0 264.0 t-GRP 1.5 489.0 1.0 543.0 0.5 393.1 207.0 600.1 297.0 0.0 200 400 Intens. x10 5 600 800 1000 m/z +MS2(618.6), 7.8min #241 489.1 2.5 2.0 c-GRP 1.5 1.0 264.1 0.5 322.0 386.1 543.1 0.0 200 400 Intens. x10 4 6 600 800 1000 m/z +MS2(486.4), 10.0min #309 264.0 4 t-GRP -T 2 393.0 145.0 0 207.1 468.1 313.1 200 400 Intens. x10 4 600 800 1000 m/z +MS2(646.6), 12.4min #382 264.1 517.1 6 4 c-GRP -T 543.0 2 386.0 236.1 325.1 628.0 0 200 400 600 Intens. x10 5 800 1000 m/z +MS2(646.5), 15.0min #464 517.1 0.8 0.6 c-GRP 1Et 0.4 0.2 264.0 386.0 543.0 0.0 200 400 600 800 Intens. 1000 m/z +MS2(646.4), 16.9min #522 517.1 264.0 6000 4000 t-GRP 1Et 2 571.0 2000 393.1 207.0 468.0 297.0 347.1 628.0 0 200 400 600 800 1000 m/z Figura I.20. Espectros de masas de los compuestos derivados del GRP: trans- y cis-GRP, trans- y cisGRP sin ácido tartárico (GRP –TH2) y trans- y cis-GRP ester monoetílico (GRP 1Et). 80 Resultados y discusión I.3.1.2. Compuestos volátiles Han sido identificados 119 compuestos volátiles responsables del aroma del vino blanco (Tabla I.4), clasificados en diferentes familias. Entre ellas están la familia de ésteres, entre los que se engloban acetatos, succinatos y ésteres de cadena larga y corta; alcoholes de cadena corta, alcoholes de seis átomos de carbono (1-hexanol, (E)- y (Z)-3-hexen-1-ol), ácidos (de cadena larga y corta), compuestos bencénicos, terpenos, lactonas y C13-norisoprenoides. En la Figura I.21 se muestra un cromatograma de compuestos volátiles de un vino Airén de la vendimia 2006. TIC: VINOAIRENMH1+CC.D 86 6e+07 5.5e+07 96 108 5e+07 4.5e+07 80 105 4e+07 8 3.5e+07 31 3e+07 2.5e+07 5 22 57 63 21 2e+07 40 1.5e+07 1e+07 5000000 4 64 68 11 18 25 104 83 52 95 101 111 117 0 20.00 40.00 60.00 80.00 100.00 120.00 Figura I.21. Cromatograma del perfil aromático de los vinos macerados e hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2006. Durante el tratamiento de envejecimiento acelerado, se identificaron una serie de compuestos que no estaban presentes en el vino original, entre los cuáles destacan diversos dioxanos y dioxolanos (cis- y trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano y cis- y trans-4-hidroxi-2metil-1,3-dioxolano, entre otros) (Figura I.22), 3-hidroxi-ß-damascona, 3-oxo-α-ionol y el TDN (Figura I.23). Tal y como ha sido comentado anteriormente, dichos compuestos han sido identificados en vinos de Oporto (Williams y col., 1983; De Revel y col., 1996), en vinos de Jerez (Brock y col., 1984) y en vinos del Jura (Etiévant, 1979), elaborados bajo condiciones oxidantes. 81 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Abundance Abundance Scan 5519 (31.826 min): ENVEJ ACEL CHARD C1-1 7D-55ºC.D 44 Scan 12077 (63.013 min): ENVEJ ACEL CHARD C1-1 7D-55ºC.D 44 240000 46000 44000 220000 42000 40000 OH 103 200000 38000 36000 O 34000 a CH3 O 32000 O b CH3 O HO 180000 160000 30000 28000 140000 26000 24000 103 120000 22000 20000 100000 18000 80000 16000 57 14000 88 88 12000 60000 117 57 10000 40000 8000 6000 73 2000 0 Abundance 40 45 50 69 61 49 53 40 35 60 65 84 77 65 55 70 117 20000 4000 75 80 85 95 90 99 110 125 51 0 Abundance 95 100 105 110 115 120 m/z--> 69 75 81 62 95 109 123 131 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100105110115120125130 m/z--> 60000 16000 c 15000 14000 50000 13000 d O O 11000 CH3 43 10000 35000 87 9000 30000 8000 57 25000 55 7000 88 6000 20000 5000 15000 97 60 4000 3000 10000 117 5000 0 103 43 12000 CH3 40000 O O 45000 Scan 9783 (52.104 min): ENVEJ ACEL CHARD C1-1 7D-55ºC.D 71 117 HOH2C HOH2C 55000 Scan 9719 (51.800 min): ENVEJ ACEL CHARD C1-1 7D-55ºC.D 103 69 49 65 2000 75 81 92 97 108 123 1000 131 0 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100105110115120125130 m/z--> 131 83 50 65 77 111 126 136 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100105110115120125130135 m/z--> Figura I.22. Espectros de masas de los dioxanos y dioxolanos presentes en las muestras sometidas a envejecimiento acelerado. (a) cis-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano; (b) trans-5-hidroxi-2-metil-1,3dioxano; (c) cis-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano; (d) trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano. El TDN (Figura I.23) es un compuesto formado en los vinos a través de reacciones ácido-catalizadas a partir de varios precursores C13-norisoprenoides, glicosilados y/o no glicosilados (Versini y col., 1996; Sefton y col., 1993). Dicho compuesto posee un olor a queroseno característico (Strauss y col., 1986) y ha sido detectado por otros autores en el zumo de uva y en vinos de la variedad Chardonnay que habían sufrido un tratamiento térmico particular (Somers y col., 1990; Leino y col., 1993; Francis y col., 1994) y su concentración aumenta con el tiempo y temperatura de almacenamiento, naturaleza de la cepa y región de cultivo (Marais y col., 1992). 82 Resultados y discusión Tabla I.4. Tiempo de retención de los compuestos volátiles identificados en vinos blancos mediante GC/MS. Nº Tiempo (min) 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 5,85 6,40 6,57 6,95 7,95 8,45 8,69 12,43 13,02 13,15 14,22 14,44 14,63 15,92 16,68 16,95 17,21 17,51 17,81 18,42 19,22 19,66 20,35 21,33 21,96 22,11 22,41 23,62 24,51 25,35 25,93 27,42 27,57 27,89 28,44 28,68 28,91 29,43 29,44 30,09 31,06 34,36 34,51 34,89 35,46 37,13 37,70 38,61 39,22 40,03 40,61 41,42 43,24 45,83 47,13 47,33 48,09 48,49 48,64 49,11 Compuestos butirato de etilo 3-metil butanoato de etilo pentanoato de etilo 2-metil-1-propanol acetato de 3-metil-1-butanol 1-butanol 1,4-dimetil benceno hexanoato de etilo 1-pentanol 3-metil-3-buten-1-ol acetato de hexilo piruvato de etilo 1-hepten-4-ol 3-hexanoato de etilo 4-metil-1-pentanol 3-hexen-1-ol acetato (Z)-2-penten-1-ol 3-metil-1-pentanol heptanoato de etilo 6-metil-5-hepten-2-ona lactato de etilo 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol 3-etoxi-1-propanol (Z)-3-hexen1-ol octanoato de metilo 3-octanol (E)-2-hexen-1-ol (Z)-2-hexen-1-ol 2-hidroxi-3-metil butanoato de etilo octanoato de etilo 1-octen-3-ol hexanoato de pentilo 1-heptanol butadienol ácido acético cis-óxido de linalilo forma furano 2-hidroxi-4-metil-pentanoato de metilo furfural 4-nonanol (p.i.) 2-etil-1-hexanol 2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona benzaldehído 2-metil tetrahidrotiofenona nonanoato de etilo 4-metil-2-hidroxi-pentanoato de etilo linalol diacetato de 1,2 etanediol 1-octanol 3-metiltiopropanoato de etilo 2-hidroxi propanoato de pentilo ácido isobutírico decanoato de metilo hotrienol furoato de etilo γ-butirolactona decanoato de etilo ácido butirico butanedioato de etil metilo acetofenona Nº Tiempo (min) 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 75 76 77 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 88 89 90 91 92 93 94 95 96 97 98 99 100 101 102 103 104 105 106 107 108 109 110 111 112 113 114 115 116 117 118 119 49,73 50,78 52,15 52,48 52,93 53,60 53,88 55,67 55,90 57,12 59,42 59,82 60,52 60,53 61,13 62,27 62,71 62,78 64,34 65,17 65,74 66,25 66,79 67,52 67,93 69,33 70,82 71,15 71,72 72,22 72,93 73,75 74,98 75,73 76,19 77,27 78,73 81,84 82,14 83,21 83,63 84,23 85,16 85,58 87,14 88,22 90,54 92,45 92,62 94,18 96,41 98,16 100,52 100,92 102,63 105,24 119,78 122,31 126,39 Compuestos octanoato de 3-metil butilo acetato de 1,3-propanediol ácido isovalerico succinato de dietilo 9-decenoato de etilo α-terpineol γ-caprolactona 3-metil tiopropanol 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona ácido 3-metil tiopropanoico citronelol 4-metil octanoato de metilo nerol benceneacetato de etilo 2,7-dimetil-4,5-octandiol ß-damascenona acetato de 2-fenil etilo 4-hidroxi butirato de etilo laurato de etilo ácido hexanoico guaiacol geraniol alcohol bencílico acetato de 1,3-propanodiol 3-hidroxihexanoato de etilo 2-fenil etanol benzotiazol 2,6-dimetil-3,7-octadien-2,6-diol (E)-ácido 3-hexenoico (E)-ácido 2-hexenoico 3,7-dimetil-1-octen-3,7-diol 5-etoximetilfurfural γ-nonalactona pantolactona malato de dietilo ácido octanoico 3-hidroxi dodecanoato de etilo 2-fenil benceneacetato de etilo glutarato de etilo δ-decalactona 4-vinilguaiacol 3,7-dimetil-1,7-octadien-3,6-diol 2,5-bis (1,1) dimetil etil tiofeno γ-undecalactona ácido decanoico ácido 3-metil tiopropanoico ácido geránico monosuccinato de dietilo 2,3-dihidro-benzofurano ácido benzoico ácido dodecanoico benzenopropanoato de etilo vainillina ácido benceneacético n-ethyl-N-phenyl-acetamida 4-metoxifenol zingerona ácido bis (2-etilhexil) hexanedioco metil vainillil éter 83 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Scan 10763 (56.765 min): ENVEJ ACEL CHARD C1 1 7D 55 C.D 45000 40000 157 35000 30000 25000 142 20000 15000 10000 172 115 5000 128 103 94 135 0 100 110 120 130 140 149 150 191 165 160 170 180 190 207 200 210 220 230 240 m/z--> Figura I.23. Espectro de masas del TDN. I.3.2. ESTUDIO DEL EFECTO DE LA HIPEROXIGENACIÓN SOBRE LA FRACCIÓN POLIFENÓLICA Y CROMÁTICA DE VINOS BLANCOS I.3.2.1. Evolución durante la fermentación alcohólica de los vinos control e hiperoxigenados de la vendimia Airén 2004 a) Determinaciones analíticas convencionales En la vendimia del año 2004 de la variedad Airén, se realizaron diversos análisis convencionales, así como aquellos relacionados con el color y el aroma de los vinos, a las muestras a lo largo de la fermentación, con el fin de elucidar la influencia del tratamiento de hiperoxigenación a lo largo de la misma. La Figura I.24 muestra la evolución de los azúcares y ácidos orgánicos para los mostos control e hiperoxigenados durante la fermentación alcohólica. Los gráficos a), c) y f) ponen de manifiesto que la fermentación de los mostos sometidos a hiperoxigenación fue más vigorosa y rápida que la correspondiente a los mostos control. Los cambios producidos en el contenido de glucosa y fructosa, nitrógeno total y ácido succínico durante la fermentación alcohólica fueron más rápidos para los mostos hiperoxigenados. Debido al gran aporte de oxígeno debido al tratamiento de hiperoxigenación, las levaduras realizan un metabolismo mucho más rápido y vigoroso, consumiendo a mayor velocidad los compuestos glucosa, fructosa y nitrógeno total (Bely y col., 1990 y 1994; Sablayrolles y col., 1986). De igual forma, el ácido succínico, uno de los subproductos mayoritarios de la fermentación, es formado en mayor concentración en los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados. La concentración del ácido succínico (gráfico c) se vio 84 Resultados y discusión incrementada durante el estado exponencial de fermentación, para posteriormente permanecer 150 a Conc. ác. cítrico (g/L) Conc. G+F (g/L) prácticamente constante para ambos vinos, al igual que el nitrógeno total. b 0,4 0,35 100 50 0,3 0,25 0 0 3 6 9 12 15 18 0,2 0 21 3 6 9 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 3 18 21 Control fructosa Control (ác. anhídro) Hiperox (ác. anhídro) Hiperox glucosa Hiperox fructosa Control (ác. monohidratado) Hiperox (ác. monohidratado) 6 9 12 15 18 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 d 0 21 3 6 Control 9 12 15 18 21 t (días) t (días) Control Hiperox Hiperox 0,8 5 e 4 NT (g/L) Conc. ác. tartárico (g/L) 15 Control glucosa c 0 12 t (días) Conc. ác. málico (g/L) Conc. ác. succínico (g/L) t (días) 3 2 1 0 f 0,6 0,4 0,2 0,0 0 3 6 9 12 t (días) 15 18 21 0 5 10 15 20 t (días) Figura I.24. Evolución durante la fermentación de los azúcares glucosa y fructosa (a), ácidos orgánicos (b-e) y nitrógeno total (f) de la variedad Airén de la vendimia 2004 para las muestras control e hiperoxigenadas. A lo largo de la fermentación, los ácidos cítrico y málico procedentes de la uva permanecieron generalmente constantes y sus concentraciones fueron similares para ambos tratamientos, tal y cómo se muestra en los gráficos b) y d). Otras reacciones pueden darse lugar durante la fermentación maloláctica en el caso del ácido málico (aunque no es habitual en vinos blancos), transformándose en ácido láctico, o por infecciones bacterianas (RibéreauGayon y col., 2000a). 85 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Por otro lado, el ácido tartárico procedente de la uva (gráfico e) sufrió una disminución a lo largo de la fermentación, probablemente debido a su precipitación en forma de sales de potasio o calcio ya que la solubilidad de éstos disminuye con el aumento del porcentaje de etanol en el medio (Ribèreau-Gayon y col., 2000b). La Tabla I.5 muestra los resultados obtenidos de acidez total (AT), pH, acidez volátil (AV) y nitrógeno total (NT) de los mostos a lo largo de la fermentación alcohólica. El seguimiento de la fermentación se realizó mediante medidas de densidad, cuya disminución y posterior mantenimiento hizo patente la finalización de la misma. Dichos índices fueron calculados con el fin del conocimiento del estado inicial del mosto, así como control de fermentación. Tabla I.5. Análisis convencionales de los mostos y vinos en fermentación de la variedad Airén de la vendimia 2004. AV (g/L) t (días) 0 3 7 9 12 14 16 19 Control 0,19 0,33 0,46 0,53 0,55 0,59 0,64 Hiperox 0,32 0,35 0,50 0,68 0,72 0,72 0,74 AT (g/L) Control 2,89 4,76 4,54 4,99 4,65 4,13 4,73 5,10 Hiperox 2,98 5,68 4,84 4,14 4,48 5,33 5,10 5,40 pH Control 3,86 3,39 3,8 3,46 3,42 3,70 3,42 3,34 Hiperox 3,86 3,48 3,64 3,48 3,52 3,37 3,36 3,13 NT (g/L) Control 0,67 0,69 0,57 0,39 0,45 0,34 0,33 0,30 Hiperox 0,70 0,52 0,52 0,40 0,44 0,43 0,40 0,29 Durante la fermentación alcohólica se produjo una disminución del pH y un consecuente aumento de la acidez total entre el mosto y el vino final, debida a la formación de ácidos orgánicos así como otros substratos. De igual forma, se observa un aumento de la acidez volátil a lo largo de la fermentación, no sobrepasando el límite legal establecido (1.2 g/L). No fueron detectadas diferencias en los valores de pH entre las muestras control e hiperoxigenadas, pero sí son destacables en los valores de acidez total y volátil. Al inicio de la fermentación alcohólica, tras la adición de ácido tartárico a los mostos (lo cuál se manifiesta en el aumento de la acidez total), ambos parámetros sufren un aumento para los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados, probablemente propiciado por el aumento de ácidos orgánicos (ácido acético en el caso de la acidez volátil) en este primer estadío de la fermentación, y cuya variación se mantiene constante hasta los vinos terminados. 86 Resultados y discusión La concentración de nitrógeno total presente en los mostos de la variedad Airén, dependiente en gran medida de las condiciones de fertilización de las vides (Spayd y col., 1994) y de las características del suelo y la pluviometría, se mantuvo dentro de los valores óptimos para la realización de una correcta cinética de fermentación alcohólica (RibèreauGayon y col., 2000). A lo largo de la misma fue observada una disminución del nitrógeno total, propiciado por el consumo por parte de la levadura (Flanzy, 2003). Al inicio de la fermentación alcohólica, el consumo de nitrógeno total fue superior en los mostos hiperoxigenados en fermentación, debido a la fermentación más vigorosa con motivo de la presencia de oxígeno. Posteriormente, la concentración de nitrógeno total fue equilibrada para los vinos con y sin tratamiento de oxigenación previa. b) Evolución de los compuestos polifenólicos durante la fermentación La Figura I.25 muestra las gráficas de evolución de las diferentes familias de compuestos fenólicos obtenidas mediante espectrofotometría (fenoles totales, derivados hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos, flavonoles y flavan-3-oles) para los mostos control e hiperoxigenados a lo largo de la fermentación de la variedad Airén correspondiente a la vendimia 2004. De manera general, se produjo una ligera disminución gradual de los compuestos fenólicos a lo largo de la fermentación para ambos tratamientos, siendo más pronunciada para los flavan-3-oles. La hiperoxigenación de los mostos produjo una disminución en todas las familias de compuestos fenólicos, la cuál se vio reflejada a lo largo de la fermentación alcohólica hasta los vinos terminados. Este hecho es debido a la facilidad de oxidación debida al tratamiento de hiperoxigenación de los compuestos fenólicos a quinonas, que tras una polimerización, producen pigmentos pardos que son eliminados mediante precipitación (Ricardo-da Silva y col., 1993; Zironi y col., 1997; Schneider, 1998). Tanto los vinos control como los procedentes de hiperoxigenación tuvieron el mismo perfil de evolución de compuestos fenólicos. 87 a 200 Conc. ésteres tartáricos (mg/L) Conc. fenoles totales (mg/L) Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos 150 100 50 0 0 3 6 9 12 15 18 b 60 50 40 30 20 10 0 0 21 3 6 9 t (días) Hiperox Control c 50 Conc. flavan-3-oles (mg/L) Conc. flavonoles (mg/L) Control 40 30 20 10 0 0 3 6 9 12 15 t (días) Control 12 15 18 21 t (días) 18 21 Hiperox 30 25 20 15 10 5 0 d 0 3 6 9 12 15 18 21 t (días) Hiperox Control Hiperox Figura I.25. Concentración de las familias de compuestos fenólicos medidas espectrofotométricamente durante la fermentación alcohólica de los vinos control e hiperoxigenado de la variedad Airén de la vendimia 2004. Considerando el ratio control/hiperoxigenado, se observa que es constante al principio y al final de la fermentación para todas las familias de compuestos fenólicos, con excepción de los flavan-3-oles, donde dicha relación al final de la fermentación fue mayor que inicialmente. Este hecho puede deberse a la producción de polimerizaciones de flavan-3-oles con el tiempo de fermentación, los cuáles precipitan posteriormente, produciendo así una disminución de dichos compuestos en los vinos procedentes de hiperoxigenación debido a la presencia del oxígeno. Según esto, y haciendo referencia a los flavan-3-oles identificados mediante HPLC, es la (+)-catequina la que sufre una gran disminución para los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados (alrededor de un 70%). De igual forma, las paredes celulares de las levaduras adsorben compuestos fenólicos (Bonilla y col., 2001; LópezToledano y col., 2006 y 2004; Schneider, 1998), teniendo particularmente más afinidad y especificidad por los flavan-3-oles y compuestos pardos coloreados (Razmkhab y col., 2002; Fabios y col., 2000). Como consecuencia de la introducción de oxígeno al mosto, éste disminuye considerablemente en la concentración de compuestos fenólicos, sobre todo en ésteres tartáricos de ácidos hidroxicinámicos (56%), seguido de fenoles totales y flavonoles (38% y 28%, respectivamente). No hubo grandes variaciones en la familia de flavan-3-oles. La 88 Resultados y discusión diferencia de concentración entre mostos en fermentación control e hiperoxigenado fue mantenida a lo largo de todo el proceso para los ésteres tartáricos y fenoles totales, aumentando dicha diferencia para los flavonoles (20%) y flavan-3-oles (26%). En la Figura I.26 se muestran las características cromáticas a lo largo de la fermentación, utilizando para ello el sistema CIELAB. Las mayores diferencias encontradas se dieron lugar en el mosto y primeros estadíos de la fermentación. En el caso de los mostos control, se observó una disminución del parámetro b*, el cuál representa la gama de colores desde los amarillos (+b*) hasta los azulados (-b*), por lo que a lo largo de la fermentación fue observado una menor apreciación de tonos amarillentos (Hermosín, 2003), así como una disminución de la cromaticidad C*. El parámetro a*, que representa los valores correspondientes desde el rojo (con valores positivos) al verdoso (con valores negativos), se mantuvo más o menos constante a lo largo de la fermentación. Un aumento de la luminosidad (L*) y del tono (h*) fueron observados a lo largo de la fermentación, con valores elevados. El efecto del tratamiento de hiperoxigenación sobre el color de los mostos se vio evidenciado mediante las características cromáticas. El pardeamiento producido por la adición de oxígeno se hizo patente al observarse el elevado valor de los parámetros a* y b* en los mostos, los cuáles contribuyen en gran medida a las componentes roja y amarilla. Los valores de luminosidad L* del mosto hiperoxigenado fueron bajos (86.3), que se vieron aumentados a los pocos días del inicio de la fermentación para mantenerse en un valor constante, elevado y mayor que para los controles correspondientes para los vinos finales. Los parámetros a* y b* se mantuvieron con valores menores para los vinos hiperoxigenados durante la fermentación y en los vinos terminados, lo cual evidencia el color menos amarillo y más verdoso para los vinos con dicho tratamiento. 89 100 98 96 94 92 90 88 86 84 1,00 0,50 a* L* Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos 0,00 0 5 0 5 10 15 20 15 20 15 20 -1,00 t (días) Control t (días) Hiperox Control 100 30 98 25 96 Hiperox 20 94 b* h* 10 -0,50 92 15 10 90 5 88 0 86 0 5 10 15 0 20 5 Control 10 t (días) t (días) Control Hiperox Hiperox 30 25 C* 20 15 10 5 0 0 5 10 15 20 t (días) Control Hiperox Figura I.26. Evolución durante la fermentación de las características cromáticas de los vinos control e hiperoxigenado de la variedad Airén de la vendimia 2004. Mediante el análisis por Cromatográfia de Líquidos-Espectrometría de Masas, se han identificado diversos compuestos fenólicos pertenecientes a diferentes familias (Tabla A.I.2A.I.5), tales como ácidos benzoicos, flavan-3-oles, flavonoles y ésteres y ácidos hidroxicinámicos. Según ha descrito Wulf y col. (1980) y Cheynier y col. (1986), puede observarse la carencia de flavonoles en los mostos Airén de la vendimia 2004, debido a su presencia exclusiva en los hollejos, al igual que flavan-3-oles (Park y col, 1995), con una elevada concentración en las pepitas y ciertas células del hollejo. 90 Resultados y discusión A lo largo de la fermentación, se produce una disminución en los isómeros t y c-GRP, producido por las reacciones de hidrólisis que tienen lugar durante la fermentación (Günata y col., 1986), en detrimento de un aumento de ácido cafeico y ácido t-caftárico. Se ve disminuida la concentración de ácido gálico, a cambio de un aumento en la concentración de galato de epicatequina, así como del resto de flavan-3-oles en los primeros estadíos de la fermentación, lo cuál puede deberse a los fenómenos de difusión producidos durante el estrujado y prensado de la uva (Macheix, 1991; Linskens y col., 1988). En la fermentación de los mostos control, se observa una variabilidad de la evolución de los derivados de ácidos hidroxicinámicos, permaneciendo constante en el caso de los mostos hiperoxigenados en fermentación. La concentración de dichos compuestos en los vinos procedentes de hiperoxigenación fue siempre inferior a la de sus correspondientes controles (Castro y col., 2000; Zironi y col., 1997). Considerando exclusivamente los valores iniciales del mosto y vino terminado, para los vinos control se observó un aumento del ácido t-caftárico y los t y c-cutárico del mosto al vino terminado, sucediendo lo contrario con los derivados t y c-fertáricos, permaneciendo éstos a una concentración constante para los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados. Este hecho se corrobora con Schneider (1998), el cuál afirma que durante el desfangado de mostos hiperoxigenados es retirada una gran cantidad de compuestos fenólicos, responsables posteriormente del pardeamiento de los vinos blancos. De igual forma, puede observarse que los compuestos más afectados por el tratamiento de hiperoxigenación fueron los correspondientes a los derivados de los ácidos hidroxicinámicos, sobre todo el ácido t-caftárico y los derivados t y c-GRP y ácido cutáricos, y en menor medida los isómeros t y c-fertáricos. Comparando con los valores obtenidos espectrofotométricamente, se observó la misma tendencia, es decir, una disminución brusca en los primeros estadíos de la fermentación, para mantenerse después más o menos constante, siempre con valores de concentración inferiores para los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados. Según la Tabla A.I.6, inicialmente, son algunos de los compuestos fenólicos con absorbancia máxima a 320 nm los que sufren mayores modificaciones como consecuencia del tratamiento de hiperoxigenación. Comparando ambos tratamientos para cada punto de la 91 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos fermentación, a partir de los días 7º-9º de fermentación se observaron diferencias en la mayoría de los compuestos fenólicos, las cuáles se mantienen a lo largo de la misma hasta el vino terminado. Dichos compuestos fenólicos corresponden a los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos (el ácido cafeico, los derivados t- y c-GRP y cutáricos y el t-caftárico), (+)-catequina como flavan-3-ol, ácido gálico y los derivados glucósidos de la quercetina e isoramnetina como flavonoles. I.3.2.2. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2004 En la vendimia de 2004 se sometieron a hiperoxigenación mostos de la variedad Airén. El vino obtenido de este mosto hiperoxigenado, junto con un control elaborado sin dicho tratamiento, fue analizado tras su embotellado y después de un año de almacenamiento. En la Tabla A.I.7 se muestran las concentraciones de los compuestos fenólicos identificados y características cromáticas de los vinos control e hiperoxigenados Airén de la vendimia 2004, y al año de almacenamiento, así como el tratamiento de Student-Newman-Keuls aplicado. Los resultados analíticos de los compuestos fenólicos y variables de color de los mostos y de los vinos fueron sometidos a un Análisis de Componentes Principales (Tabla I.6; Figuras I.27 y I.28), donde los tres primeros componentes principales explicaron un 81.3% de la varianza total explicada. De esta forma, se ha podido extraer información de cuáles son los efectos de la hiperoxigenación en la composición fenólica y el color tanto del mosto como del vino, así como el efecto del almacenamiento en estos parámetros analíticos en función de si el vino fue obtenido con un tratamiento previo de hiperoxigenación o no. Según la Tabla I.6, el componente principal 1 separó los mostos de los vinos, independientemente del tratamiento de hiperoxigenación, con concentraciones superiores en los mostos de flavan-3-oles, algunos derivados de ácidos hidroxicinámicos (ácido t-fertárico, ácido ferúlico y ácido cafeico) y los isómeros del GRP. Las variables más correlacionadas con el CP2 separaron las muestras según el tratamiento de hiperoxigenación, con concentraciones menores de las medidas espectrofotométricas globales de polifenoles totales, derivados de ácidos hidroxicinámicos y flavonoles, entre otros. Por otro lado, los mostos sometidos a hiperoxigenación estuvieron negativamente influidos por las variables más correlacionadas con el CP3. 92 Resultados y discusión Tabla I.6. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color correspondientes a las muestras de los mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2004. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 33.3 CP-2 CP-3 Variables Loadings 33.3 t-GRP c-GRP t-fert fer caf gal epi gal epi flavan-3-oles 0,988 0,886 0,838 0,877 -0,870 0,931 -0,885 -0,883 0,811 26.0 59.3 flavonoles Q DAHC t-cut t-GRP 1Et 2 PFT 0,897 0,889 0,896 0,894 0,876 0,858 22.0 81.3 Q-3-glcU a* L* b* C* 0,952 -0,938 0,869 -0,863 -0,863 El tratamiento de hiperoxigenación provocó en el mosto Airén de la vendimia de 2004 la diferenciación respecto a su mosto control (no hiperoxigenado) en las variables que más se correlacionaron con las Componentes Principales (CP) 1, 2 y 3 (Figuras I.27 y I.28). Es decir, los mostos hiperoxigenados, por un lado, mostraron un color más oscuro (menor valor de L*), con una tonalidad amarillo-marrón más acusada (mayores valores de a* y b*) (Figura I.28) (Schneider, 1998). Estos cambios se debieron fundamentalmente a la oxidación de compuestos fenólicos que terminaron polimerizando y produciendo pigmentos pardos (Fernández-Zurbano y col., 1995). 93 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos AIRÉN 2004 2,0 MA4 C MA4 H VA4 C VA4 H VA4 C-1 VA4 H-1 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP 1 Figura I.27. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004 (4), así como de los vinos almacenados durante un año (1) en el espacio determinado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de los datos del contenido en compuestos fenólicos. En general, el mosto hiperoxigenado tuvo un menor contenido en compuestos fenólicos totales, siendo los compuestos fenólicos que más se afectaron por el tratamiento de hiperoxigenación los derivados de ácidos hidroxicinámicos (Tabla I.6) (Castro y col., 2000). Así, los mostos hiperoxigenados tuvieron un contenido menor en la medida global de derivados hidroxicinámicos (DAHC) y, consecuentemente, en el contenido de los compuestos individuales de esta familia: t- y c-GRP, éster monoetílico 2 del t-GRP, ácidos t-fertárico y ferúlico, ácido t-cutárico, correlacionados con la CP1. En cambio el contenido en ácido cafeico fue mayor en el mosto hiperoxigenado (Tabla I.6). Esta aparente discrepancia podría explicarse por la posibilidad de reoxidación del GRP: cuando el ácido cafeico se oxida, el glutatión que haya en el medio puede reaccionar con la quinona del ácido cafeico, restituyendo en el producto GRP el grupo orto-difenol, que puede oxidarse de nuevo y al que se puede unir una segunda molécula de glutatión o reaccionar con otros compuestos fenólicos desembocando en pigmentos polimerizados de color pardo (Salgues y col., 1986; Flanzy, 2003). Este hecho podría explicar por qué los mostos hiperoxigenados pueden presentar a la 94 Resultados y discusión vez un menor contenido en GRP y un mayor contenido en ácido cafeico, respecto al mosto sin hiperoxigenar. Otros compuestos fenólicos que se vieron afectados por la hiperoxigenación fueron los flavan-3-oles, produciéndose una disminución (Ricardo-da-Silva y col., 1993), aunque las concentraciones individuales de (-)-epicatequina y de su éster con el ácido gálico fueron mayores en el mosto hiperoxigenado. También disminuyeron por la hiperoxigenación el contenido en el mosto de los flavonoles, en particular de 3-glucurónido de quercetina y de la quercetina libre. AIRÉN 2004 MA4 C MA4 H VA4 C VA4 H VA4 C-1 VA4 H-1 2,0 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP 1 Figura I.28. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004 (4), así como de los vinos almacenados durante un año (1) en el espacio determinado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de los datos del contenido en compuestos fenólicos. Los pigmentos pardos producidos en la hiperoxigenación del mosto por la oxidación de los compuestos fenólicos más susceptibles a ello se separaron en los fangos que se retiraron para continuar con la elaboración de los vinos. Por ello, el vino resultante de la hiperoxigenación previa del mosto se diferenció fundamentalmente de su control en las variables más correlacionadas con el CP2 (Tabla I.6), en el mismo sentido indicado para los mostos: menor contenido en polifenoles totales, y en particular flavonoles y derivados 95 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos hidroxicinámicos totales, significativo según el tratamiento estadístico de Student-NewmanKeuls mostrado en la Tabla A.I.7. Por último, el almacenamiento por un año de los vinos provocó ligeros cambios en las variables más asociadas con el CP2, fundamentalmente por la liberación de quercetina por hidrólisis (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005) y con el CP3 (color más amarillo-marrón). En todo caso, los vinos obtenidos de mosto hiperoxigenado evolucionaron menos que los vinos control, por lo que puede afirmarse que el tratamiento de hiperoxigenación contribuyó al objetivo perseguido de aumentar la estabilidad del vino. I.3.2.3. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2005 En la vendimia de 2005, el mosto Airén sometido a hiperoxigenación fue elaborado en condiciones similares al de la vendimia 2004 en la bodega experimental, pero un parte de este mosto también se elaboró a escala de laboratorio. a) Análisis convencionales En la Tabla I.7 se muestran los valores de análisis convencionales realizados a los mostos y vinos de la variedad Airén de la vendimia 2005. Así, se observó el óptimo desarrollo de la fermentación alcohólica, debido al consumo del nitrógeno y prácticamente del total de glucosa y fructosa (presentes en grandes concentraciones en el mosto), así como una producción de ácido succínico (Ribéreau-Gayon y col., 2000b). Al igual que lo observado en los vinos de la variedad Airén de la anterior vendimia, la concentración del ácido succínico presente en los vinos hiperoxigenados fue superior a la de los vinos control, debido a la fermentación más vigorosa de las levaduras propiciada por la presencia de oxígeno adicional (Bely y col., 1990 y 1994; Sablayrolles y col., 1986). La concentración de los ácidos málico y cítrico permanecieron más o menos constantes durante la fermentación, si bien las concentraciones presentes en los vinos hiperoxigenados elaborados a escala laboratorio fueron inferiores. 96 Resultados y discusión Los valores de acidez total y acidez volátil se vieron aumentados como consecuencia de la fermentación alcohólica, debido a la síntesis de ácidos orgánicos. Los valores de acidez volátil se situaron muy por debajo del límite legal permitido (1.2 g/L) e inferiores a los de la anterior vendimia. Tabla I.7. Análisis convencionales del mosto (M) y vinos (V), control (C) e hiperoxigenados (H), de la variedad Airén (A) de la vendimia 2005, elaborados en bodega experimental (B) y a escala laboratorio (L). MA5 AT (g/L) Av (g/L) NT (g/L) ácido málico (g/L) ácido cítrico anhidro (g/L) ácido cítrico monohidratado (g/L) ácido succínico (g/L) glucosa (g/L) fructosa (g/L) 3,75 0,70 1,45 0,20 0,22 89,24 89,94 VA5 L C H 5,98 4,33 0,22 0,24 0,46 0,41 1,11 0,02 0,20 0,06 0,22 0,06 0,28 0,37 0,05 0,07 0,17 0,49 VA5 B C H 6,49 6,53 0,13 0,17 0,29 0,39 1,22 0,65 0,22 0,26 0,24 0,29 0,33 0,60 0,10 0,13 0,34 2,13 b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color del vino blanco En la Tabla A.I.8 se indican los resultados de las concentraciones de los compuestos fenólicos y características cromáticas de los vinos Airén elaborados a escala laboratorio y en bodega experimental, así como al año de almacenamiento de estos últimos. Además, se recogen los resultados del test ANOVA (test de Student-Newman-Keuls) que compara los vinos control y vinos procedentes de mosto hiperoxigenados elaborados en la bodega experimental. El resumen de los resultados obtenidos al aplicar el Análisis de Componentes Principales a los datos analíticos de los mostos y vinos de esta vendimia se muestran en la Tabla I.8. Así, con las tres primeras componentes principales se obtiene un % de varianza total acumulada del 73%. La distribución de las muestras en el espacio formado por la CP1 y CP2 (Figura I.29) indica que se produjo un agrupamiento de las muestras según el tratamiento de hiperoxigenación, situándose las muestras hiperoxigenadas en la parte negativa del CP1, es decir, con menor concentración de algunos derivados de ácidos hidroxicinámicos, flavonoles y la medida global de flavan-3-oles. La segunda componente principal, donde las variables más correlacionadas con él fueron los derivados del GRP sin el ácido tartárico y aquellos esterificados, logró separar los vinos control almacenados durante un periodo anual. 97 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos La CP3 permitió diferenciar las muestras en relación a sus características cromáticas (Figura I.30). Como en el caso de la vendimia 2004, la hiperoxigenación provocó en el mosto Airén de la vendimia 2005 una disminución del contenido en los compuestos fenólicos más correlacionados con el CP1 (Figura I.29 y Tabla I.8), particularmente de los derivados de ácidos hidroxicinámicos (t-GRP y ácidos c-cutárico, c- y t-fertárico), los flavonoles (quercetina libre y en las formas de 3-glucósido y 3-glucurónido) y el contenido global de flavan-3-oles. Por último, la hiperoxigenación también fue la causa de que el mosto incrementara la intensidad de su color amarillo, como consecuencia de la formación de pigmentos amarillo-pardos por oxidación y polimerización de los compuestos fenólicos (Figura I.30) (Foo y col., 1980; Lea y col., 1979). Tabla I.8. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color correspondientes a las muestras de los mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental. 98 % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 35.3 35.3 t-fert c-cut t-fert t-GRP Q Q-3-glcU Q-3-glc flavan-3-oles 0,950 0,931 0,900 0,881 0,930 0,881 0,837 0,828 CP-2 20.1 55.4 c-GRP 1Et 1 c-GRP –TH2 t-GRP –TH2 t-GRP 1Et 1 0,975 0,975 0,975 0,975 CP-3 17.6 73.0 b* C* L* 0,932 0,931 -0,905 Variables Loadings Resultados y discusión AIRÉN 2005 3,0 MA5 C MA5 H VA5 LC VA5 LH VA5 BC VA5 BH VA5 BC-1 VA5 BH-1 2,0 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.29. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), así como de los vinos almacenados durante un año (1) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos. Los vinos obtenidos a partir de mostos hiperoxigenados vieron disminuido su contenido, respecto a los vinos control, en los mismos compuestos fenólicos que se observaron para el mosto y que estaban asociados al CP1 (Figura I.29), es decir, derivados de ácidos hidroxicinámicos, flavonoles y flavan-3-oles, con diferencias significativas según la Tabla A.I.8. Estas diferencias fueron menos acusadas que en el caso de la vendimia de 2004; de hecho, el contenido en polifenoles totales no llegó a verse afectado significativamente en los vinos como consecuencia del tratamiento previo de hiperoxigenación. Tampoco se observaron diferencias en el contenido en ésteres monoetílicos derivados del GRP. De igual forma los vinos de mostos hiperoxigenados fueron de un color amarillo más intenso (Figura I.30), según se puso de manifiesto en las variables más correlacionadas con el CP3, transfiriéndose los efectos observados en los mostos, aunque en menor medida. 99 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos AIRÉN 2005 2,0 MA5 C MA5 H VA5 LC VA5 LH VA5 BC VA5 BH VA5 BC-1 VA5 BH-1 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.30. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), así como de los vinos almacenados durante un año (1) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos. El almacenamiento de un año provocó cambios significativos en la composición fenólica de los vinos, que fueron más acusados en el caso de los vinos control (Tabla A.I.8). Éstos disminuyeron su contenido en compuestos fenólicos, sobre todo de ácidos hidroxicinámicos, flavonoles y flavan-3-oles (Schneider, 1998; Benítez y col., 2003), más correlacionados con la CP1, a la par que aumentaron los derivados del GRP por hidrólisis (pérdida de ácido tartárico) y esterificación con etanol, correlacionados con el CP2 (Figura I.29). Los cambios sufridos en el color fueron menos acusados (Figura I.30). Los vinos procedentes de mosto hiperoxigenado apenas cambiaron su composición fenólica durante un año de almacenamiento, por lo que este tratamiento pareció conseguir el fin perseguido. No obstante, el color de estos vinos cambió más que el de su control, evolucionando hacia un color de menor pureza cromática (menor valor de C*), algo más claro (mayor valor de L*) y menos amarillo (menor valor de b*). En todo caso estos cambios fueron de escasa entidad, aunque significativos en los casos de C* y b* (Tabla A.I.8). 100 Resultados y discusión I.3.2.4. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2006 En el caso de la vendimia de 2006, se consideró interesante estudiar el efecto conjunto de la maceración prefermentativa del mosto con sus hollejos (con el fin de incrementar el potencial aromático del vino) y de la hiperoxigenación que, en este caso, estaría especialmente indicada para prevenir futuras oxidaciones de los compuestos fenólicos que se deben haber extraído adicionalmente de los hollejos durante la maceración. En este caso no se consideró el efecto del almacenamiento, para no complicar la interpretación de los resultados. a) Análisis convencionales En la Tabla I.9 se muestran los análisis convencionales realizados a los vinos de la variedad Airén elaborados en la vendimia 2006. Cabe destacar la similitud de los tres tipos de vinos elaborados de dicha variedad (control, hiperoxigenado y macerado-hiperoxigenado), con mínimas diferencias entre ellos. Sin embargo, los vinos sometidos a maceración presentaron concentraciones significativamente superiores de ácido acético, traducido en un aumento significativo de la acidez volátil. Tabla I.9. Análisis convencionales, azúcares y ácidos orgánicos de los vinos (V) control (C), hiperoxigenados (H) y macerados-hiperoxigenados (MH) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). VA6 C acidez total (g/L) acidez volátil (g/L) pH densidad (g/L) sulfuroso libre (mg/L) sulfuroso total (mg/L) grado alcohólico (%vol) azúcares reductores (g/L) fructosa (g/L) glicerina (g/L) glucosa (g/L) ácido acético (g/L) ácido glucónico (g/L) ácido tartárico (g/L) 6,27 0,23 3,26 0,99 11,50 44,50 11,53 2,76 1,90 4,25 1,70 0,14 0,21 3,35 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± VA6 H 0,04 0,01 0,01 0,00 0,71 2,12 0,03 0,69 0,57 0,04 0,14 0,00 0,05 0,15 A A B B 6,30 0,22 3,25 0,99 11,50 38,00 11,43 3,29 2,20 3,84 1,50 0,12 0,33 3,79 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,00 0,00 0,00 0,71 7,07 0,09 0,05 0,14 0,13 0,00 0,01 0,01 0,12 VA6 MH A A A C 6,72 0,29 3,25 0,99 10,00 35,50 11,03 3,55 2,60 3,14 1,50 0,21 nd 4,14 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,30 0,01 0,05 0,00 1,41 24,75 0,86 2,47 1,27 1,01 0,57 0,01 B B C A ± 0,38 nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferenicas significativas (α = 0.05) según el test estadístico de Student-Newman-Keuls. b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color del vino blanco En la Tabla A.I.9 se muestran las concentraciones de los compuestos fenólicos y características cromáticas de los mostos y vinos Airén control, hiperoxigenados y macerados 101 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos con posterioridad a la hiperoxigenación de la vendimia 2006, así como el tratamiento estadístico de Student-Newman-Keuls aplicado a los vinos. Con el conjunto de datos analíticos, se realizó el Análisis de Componentes Principales aplicado a la matriz de compuestos fenólicos y características cromáticas de los mostos y vinos Airén de la vendimia 2006 (Tabla I.10) el cuál permitió distribuir las muestras en el espacio, con un porcentaje de varianza acumulada en torno al 86%. Así, la distribución de las muestras en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) indica que se produjo un agrupamiento de las muestras de mostos por un lado, y vinos por otro, independientemente del tratamiento de hiperoxigenación y posterior maceración con hollejos (Figura I.31), situándose los mostos en la parte positiva del CP1 con una tonalidad más amarilla-parda y mayores concentraciones de fenoles totales y flavan-3-oles (Tabla I.10). El CP2 permitió separar los mostos y vinos hiperoxigenados y posteriormente macerados, con concentraciones superiores de flavonoles. Por último, el CP3 separó las muestras en función del tratamiento de hiperoxigenación aplicado, de manera independiente al tratamiento posterior de maceración pre-fermentativa (Figura I.32), con una concentración inferior de (+)-catequina y t-GRP. Tabla I.10. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color correspondientes a las muestras de los mostos y vinos control, hiperoxigenados y macerados-hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2006. 102 % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 45.8 CP-2 CP-3 Variables Loadings 45.8 h* L* a* C* b* gal fenoles totales flavan-3-oles epi c-fert -0,977 -0,969 0,964 0,953 0,949 0,899 0,811 0,885 -0,865 -0,800 26.5 72.3 K-3-gal Q-3-glc Q-3-glcU K I-3-glc 0,978 0,929 0,926 0,860 0,855 13.5 85.8 t-GRP cat 0,966 0,882 Resultados y discusión La hiperoxigenación del mosto provocó cambios en la composición fenólica y en las características cromáticas de éstos, de forma mucho más acusada en los mostos que se sometieron a ambos tratamientos, maceración e hiperoxigenación (Monedero y col., 2000; Romero-Cascales y col., 2005). Ambos mostos evolucionaron de forma similar al ser hiperoxigenados en relación a las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.31): fundamentalmente el color se oscureció y tendió a ser de una tonalidad más marrón (menor valor de L* y h*, y mayores valores de a* y b*) aunque de mayor pureza cromática (mayor valor de C*), especialmente en el caso del mosto que también se maceró (Ricardo-da-Silva y col., 1993). Así mismo, aumentó la cantidad global de flavan-3-oles, quizás por un aumento de la hidrólisis de galatos (aumentó la proporción de ácido gálico libre), si bien la proporción de (-)-epicatequina disminuyó, como también le ocurrió a la cantidad global de polifenoles totales (Tabla I.10). La maceración previa a la hiperoxigenación introdujo cambios más notables en la evolución de los mostos al ser hiperoxigenados. Así, mientras los mostos sólo hiperoxigenados tuvieron un ligero menor contenido en prácticamente todos y cada uno de los flavonoles glicósidos (Figura I.31) y mucho menor contenido en t-GRP y (+)-catequina (Figura I.32) que sus respectivos controles, los mostos macerados e hiperoxigenados tuvieron mucho mayor contenido en flavonoles glicosidados (extraídos de los hollejos durante la maceración (Ricardo-da-Silva y col., 1993) así como un menor contenido en t-GRP y (+)catequina. 103 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos AIRÉN 2006 2,0 MA6 C MA6 H MA6 MH VA6 C VA6 H VA6 MH CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.31. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C), hiperoxigenados (H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006 (6) en el espacio correspondiente a las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. El efecto de la maceración no sólo predominó de igual manera sobre el de hiperoxigenación en los vinos, como en el caso de los mostos, sino que además parece que ejerció un efecto de sinergia sobre los efectos perseguidos con esta última. Los vinos obtenidos de mostos sólo hiperoxigenados no se diferenciaron mucho de los controles en las variables más correlacionadas con los CP1 y CP2 (Figura I.31). Es decir, tuvieron sólo un color ligeramente más claro y un amarillo algo menos intenso. En cambio, mostraron un menor contenido en t-GRP y (+)-catequina, que son las variables más correlacionadas con el CP3 (Figura I.32) y las que permitieron diferenciar de manera significativa los mostos y vinos hiperoxigenados de aquellos sin tratamiento de oxigenación, de manera independiente al proceso de maceración (Tabla A.I.9). En cambio, la maceración del mosto, previa y adicional a la hiperoxigenación, permitió obtener unos vinos con mucho mayor contenido en flavonoles glicosidados y con un nivel similar de t-GRP y (+)-catequina (Darias-Martín y col., 2000), más correlacionados con el CP3. No obstante, también fueron vinos con un color más amarillo y más oscuros, muy probablemente por ese mayor contenido en flavonoles. 104 Resultados y discusión AIRÉN 2006 2,0 MA6 C MA6 H MA6 MH VA6 C VA6 H VA6 MH CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.32. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C), hiperoxigenados (H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006 (6) en el espacio correspondiente a las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. Los flavonoles son pigmentos amarillos, de ahí el aumento de color (HermosínGutiérrez y col., 2005), y además poseen una alta capacidad antioxidante que puede hacer interesante el tratamiento conjunto de maceración e hiperoxigenación para obtener vinos blancos, que, además de un aroma varietal reforzado (Dubourdieu y col, 1986; Delteil y col., 1995; Sapis y col., 1995), cuenten con un beneficio potencial para la salud (Darias-Martín y col., 2000). De manera conjunta con el tratamiento de hiperoxigenación, además daría lugar a una previsible mayor estabilidad del color a lo largo del tiempo debido a un contenido reducido en sustancias causantes del pardeamiento por oxidación (derivados hidroxicinámicos y flavan-3-oles). Sería interesante realizar estudios de almacenamiento de estos vinos que permitieran corroborar lo anteriormente sugerido. I.3.2.5. Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Airén de las vendimias 2004-2006. La composición fenólica de un mosto puede variar de una vendimia a otra en función de los muy diversos parámetros de tipo edáfico, agronómico y climático que condicionan la 105 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos maduración de la uva (Jackson y col., 1993; Zoecklein y col., 1998). Podría pensarse, por tanto, que el tratamiento de hiperoxigenación pudiera tener efectos diferentes en los mostos de una misma variedad en función de la vendimia en que fueron obtenidos. Para estudiar este posible efecto, se realizó un estudio de comparación de los mostos de la variedad Airén y de sus respectivos vinos, correspondientes a las vendimias 2004, 2005 y 2006. Sólo se han comparado aquellos mostos y vinos que fueron procesados u obtenidos en similares condiciones: mostos sin hiperoxigenar (controles) o sólo tratados con hiperoxigenación, y sus respectivos vinos tras ser embotellados elaborados en bodega experimental. En la Tabla A.I.10 se muestran las concentraciones de compuestos fenólicos y las características cromáticas de los vinos Airén control e hiperoxigenados elaborados en bodega experimental en tres vendimias consecutivas: 2004, 2005 y 2006, a cuyos datos se les ha aplicado el análisis estadístico ANOVA (test de Student-Newman-Keuls). Además, se aplicó el Análisis de Componentes Principales a los datos de los mostos y vinos de las tres vendimias (Tabla I.11). Como puede observarse en las Figuras I.33 y I.34, los mostos control de las tres vendimias pudieron diferenciarse entre sí gracias al contenido en derivados de ácidos hidroxicinámicos totales y de compuestos individuales como los ácidos t-caftárico y c- y tcutárico (variables más correlacionadas con el CP1) así como por sus características cromáticas (variables más correlacionadas con el CP2). En función de dichas variables, las vendimias en orden creciente de dichos valores fue 2005 < 2004 < 2006. Además, el contenido en otros derivados de ácidos hidroxicinámicos individuales, como t-GRP y los ácidos ferúlico y c- y t-fertárico, así como en ácido gálico (variables más correlacionadas con el CP3), permitieron diferenciar los mostos control de las vendimias 2005 y 2006, con valores similares, de los de la vendimia 2004, con concentraciones superiores en esta última vendimia (orden de las vendimias, 2005 ≈ 2006 < 2004). Al hiperoxigenar los mostos, las diferencias citadas anteriormente entre vendimias en las variables más correlacionadas con el CP2 aumentaron, mientras que las asociadas al CP1 casi desaparecieron (Figura I.33) y las asociadas al CP3 se redujeron ligeramente (Figura I.34). 106 Resultados y discusión Tabla I.11. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color correspondientes a las muestras de mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén en tres vendimias diferentes (20042006). % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 21.9 21.9 t-cut t-caft c-cut DAHC 0,930 0,826 0,825 0,811 CP-2 21.1 43.0 C* b* L* a* h* 0,970 0,970 -0,967 0,941 -0,936 CP-3 17.7 60.7 fer t-fert t-GRP c-fert gal 0,959 0,894 0,874 0,852 0,876 Variables Loadings En los vinos obtenidos a partir de los mostos anteriores se observó una evolución similar al considerar los vinos control y los elaborados a partir de mostos hiperoxigenados, aunque con condiciones de partida algo diferentes. Así, los vinos control de las tres vendimias no se diferenciaron en sus características cromáticas (variables más correlacionadas con el CP2; Figura I.33). Además, los vinos control de las vendimias de 2004 y 2006 fueron bastante similares, pero diferenciables de los vinos control del 2005 en cuanto a su composición en derivados de ácidos hidroxicinámicos totales y en compuestos individuales como los ácidos t-caftárico y c- y t-cutárico se refiere (variables más correlacionadas con el CP1; Figura I.33). Así, el orden de las vendimias en base a dichas variables fue 2005 < 2004 ≈ 2006). Los vinos control de las tres vendimias se diferenciaron ligeramente por su composición en otros derivados hidroxicinámicos individuales, como t-GRP y los ácidos ferúlico y c- y t-fertárico, así como en ácido gálico (variables más correlacionadas con el CP3; Figura I.34), con concentraciones significativamente superiores presentes en los vinos de la vendimia 2005, seguidos de la vendimia 2004 y 2006 posteriormente (Tabla A.I.10). 107 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos AIRÉN VENDIMIAS 3,0 MA4 C MA4 H VA4 C VA4 H MA5 C MA5 H VA5 C VA5 H MA6 C MA6 H VA6 C VA6 H 2,0 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.33. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) pertenenciente a tres vendimias consecutivas (2004, 2005 y 2006) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. No obstante, a pesar de las diferencias mostradas por los mostos, hiperoxigenados o no, y de los vinos control elaborados a partir de mostos sin hiperoxigenar, el tratamiento de hiperoxigenación permitió obtener unos vinos con una composición fenólica y unas características cromáticas prácticamente similares en las tres vendimias estudiadas (aparecen prácticamente agrupados en las Figuras I.33 y I.34). Este hecho constituye una ventaja a la hora de obtener un vino de características estandarizadas vendimia tras vendimia, sin que se vean afectadas las características finales del vino por cómo hayan variado ciertos factores que influyen en la composición de la uva. 108 Resultados y discusión AIRÉN VENDIMIAS 3,0 MA4 C MA4 H VA4 C VA4 H MA5 C MA5 H VA5 C VA5 H MA6 C MA6 H VA6 C VA6 H 2,0 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.34. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) pertenenciente a tres vendimias consecutivas (2004, 2005 y 2006) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. I.3.2.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005 En la vendimia de 2005, se elaboró vino de la variedad Macabeo en las mismas condiciones descritas para el de la variedad Airén del mismo año de vendimia: el mosto Macabeo sometido a hiperoxigenación, y el control no hiperoxigenado, fueron elaborados en la bodega experimental, pero un parte de este mosto también se elaboró a escala de laboratorio. Después de un año de almacenamiento, los vinos elaborados en la bodega experimental volvieron a ser analizados. a) Análisis convencionales En la Tabla I.12 se muestran los análisis convencionales realizados a los mostos y vinos de la variedad Macabeo, elaborados estos últimos tanto a escala laboratorio como en bodega experimental. Al igual que se observó en los vinos de la variedad Airén de la misma vendimia, se produjo un aumento de la acidez total, acidez volátil y ácido succínico durante la 109 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos fermentación alcohólica. Sin embargo, se produjo un consumo de nitrógeno por parte de la levadura empleado para el correcto desarrollo de dicha fermentación, lo cuál se pone de manifiesto con el gran consumo de los azúcares glucosa y fructosa. Todos los vinos poseían unos correctos valores de acidez volátil, sin llegar a sobrepasar el límite legal permitido situado en 1.2 g/L. Tabla I.12. Análisis convencionales (g/L) de los mostos (M) y vinos (V), control (C) e hiperoxigenados (H), de la variedad Macabeo (Mb) elaborados en la vendimia 2005 en bodega experimental (B) y a escala laboratorio (L). MMb AT (g/L) Av (g/L) NT (g/L) ácido málico (g/L) ácido cítrico anhidro (g/L) ácido cítrico monohidratado (g/L) ácido succínico (g/L) glucosa (g/L) fructosa (g/L) 4,69 0,79 1,62 0,20 0,22 96,56 89,04 VMb5 L C H 6,00 5,32 0,14 0,21 0,35 0,39 1,28 1,00 0,21 0,18 0,23 0,20 0,49 0,41 0,03 0,02 0,41 0,24 VMb5 B C H 6,49 6,00 0,12 0,13 0,32 0,26 0,82 1,23 0,21 0,20 0,23 0,22 0,47 0,52 0,07 0,07 2,22 3,04 b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los vinos blancos En la Tabla A.I.11 se recogen los resultados del test ANOVA (test de StudentNewman-Keuls) aplicado a los datos analíticos de composición fenólica y cromática, que compara los vinos control y los procedentes de mosto hiperoxigenado elaborados en la bodega experimental. El resumen de los resultados obtenidos al aplicar el Análisis de Componentes Principales a dichos datos analíticos obtenidos para mostos y vinos de esta vendimia se muestran en la Tabla I.13. Así, se observa que las tres primeras componentes principales explicaron un % de varianza acumulada en torno al 80%. La distribución de las muestras en el espacio formado por los dos primeros componentes principales (Figura I.35) produjo una separación de los vinos con un almacenamiento de un año (según la CP1), situados en la parte positiva del CP1 debido a la presencia de ésteres monoetílicos del GRP y de sus derivados sin el ácido tartárico, entre otros (Tabla A.I.11). Además, la CP2 permitió separar los mostos de los vinos, sobre todo aquellos mostos que fueron hiperoxigenados, con una tonalidad más parda-amarillenta. La distribución de las muestras en el espacio formado por la CP1 y CP3 (Figura I.36) permitió la separación de las muestras por el tratamiento de hiperoxigenación, independientemente del tiempo de almacenamiento según las variables más correlacionadas 110 Resultados y discusión con el CP3 (con concentraciones significativamente inferiores de derivados de ácidos hidroxicinámicos). Tabla I.13. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color correspondientes a las muestras de los mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Macabeo de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental, así como tras su almacenamiento durante un año. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 27.2 27.2 t-GRP –TH2 t-GRP 1Et 1 c-GRP –TH2 gal epi cum 0,964 0,961 0,953 -0,901 0,886 CP-2 25.7 52.9 L* C* b* a* epi 0,945 -0,934 -0,921 -0,917 0,877 CP-3 23.7 76.6 t-cut t-GRP c-cut t-caft c-fert 0,976 0,903 0,891 0,890 0,848 Variables Loadings Una cuestión previa a la discusión de los resultados concierne al color de los mostos y vinos de la variedad Macabeo y a la contribución a éste de los flavonoles. Esta variedad rindió vinos muy pálidos, sin apenas color, y una de las causas que contribuyeron a ello fue la práctica ausencia de flavonoles, que son pigmentos de color amarillo (Tabla A.I.11). De hecho los flavonoles sólo pudieron cuantificarse de forma global mediante la medida espectrofotométrica que se realiza a 360 nm, ya que de forma individual mediante cromatografía HPLC sólo fueron detectables algunos de ellos y únicamente en el caso de los mostos. Por esa razón, estos compuestos fenólicos no aparecieron como variables discriminatorias en el Análisis de Componentes Principales, como sí ha ocurrido con las otras variedades estudiadas. 111 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos MACABEO 2005 3,0 MMb5 C MMb5 H VMb5 LC VMb5 LH VMb5 BC VMb5 BH VMb5 BC-1 VMb5 BH-1 2,0 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP 1 Figura I.35. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Macabeo (Mb) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), así como de los vinos almacenados durante un año (1) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos. Las mayores diferencias encontradas en el mosto de la variedad Macabeo tras su hiperoxigenación estuvieron relacionadas con sus características cromáticas (CP2, Tabla I.13). Así, los mostos hiperoxigenados se caracterizaron por poseer un color más oscuro y una tonalidad más amarilla-marrón (Schneider, 1998). Además, dichos mostos se caracterizaron por la disminución en el contenido de algunos de los derivados de ácidos hidroxicinámicos individuales más relevantes (t-GRP y ácidos t-caftárico, c-fertárico, c- y t-cutárico, todos asociados al CP3, Tabla I.13), y en un menor contenido en (-)-epicatequina (CP2; Tabla I.13). Como en el caso de la variedad Airén de esta vendimia, los vinos Macabeo control elaborados tanto en la bodega experimental como en el laboratorio no mostraron prácticamente diferencias entre sí, y lo mismo puede decirse de sus correspondientes vinos hiperoxigenados (Figuras I.35 y I.36). Prácticamente, la hiperoxigenación de los mostos sólo provocó en los vinos correspondientes una disminución significativa (Tabla A.I.11), similar a 112 Resultados y discusión la observada en el mosto, en el contenido en los derivados hidroxicinámicos t-GRP y en los ácidos t-caftárico, c-fertárico, c- y t-cutárico, variables todas ellas asociadas al CP3 (Figura I.36). MACABEO 2005 2,0 MMb5 C MMb5 H VMb5 LC VMb5 LH VMb5 BC VMb5 BH VMb5 BC-1 VMb5 BH-1 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP 1 Figura I.36. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Macabeo (Mb) de la vendimia 2005 (5) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), así como de los vinos almacenados durante un año (1) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos. El almacenamiento por un año de estos vinos tuvo como consecuencia el aumento de la concentración de ácido p-cumárico, liberado por hidrólisis de sus ésteres tartáricos precursores, la disminución de galato de (-)-epicatequina (producida tanto por hidrólisis como por polimerización (Benítez y col., 2001)) y el aumento de los productos derivados del GRP, tanto por pérdida de la porción de ácido tartárico (para los isómeros c- y t-GRP) como por formación de ésteres monoetílicos (todas estas variables correlacionan muy bien con el CP1 (Figura I.35 y Tabla I.13). Dichos cambios fueron más acusados para los vinos control que para los elaborados con mosto hiperoxigenado. En el caso de los vinos control de la variedad Macabeo, el almacenamiento por un año también conllevó una ligera disminución de la concentración de los derivados de ácidos 113 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos hidroxicinámicos asociados al CP3 (t-GRP y ácidos t-caftárico, c-fertárico y t- y c-cutáricos). Esta evolución (Figura I.36 y Tabla I.13) no se observó para los vinos elaborados con mosto hiperoxigenado. Por lo dicho anteriormente, el tratamiento de hiperoxigenación pareció ejercer un efecto positivo en la estabilidad del color de los vinos de la variedad Macabeo, al menos para un periodo de almacenamiento de un año. I.3.2.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006 En la vendimia de 2006, se procedió a elaborar vino a partir de una tercera variedad de uva, Chardonnay. Como en otros casos, se realizó también el análisis de los vinos tras un año de almacenamiento, pero en esta ocasión se estudió si el almacenamiento en condiciones de oscuridad o de luminosidad tenía algún efecto en la composición fenólica y las características cromáticas de los vinos. a) Análisis convencionales En la Tabla I.14 se muestran los valores de análisis convencionales realizados a los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay elaborados en la vendimia 2006. Como puede observarse ambos vinos fueron muy similares en base a dichas variables, según el test estadístico de “t de Student”. Tabla I.14. Análisis convencionales, azúcares y ácidos orgánicos de los vinos (V) control (C), hiperoxigenados (H) elaborados en la vendimia 2006 correspondientes a la variedad Chardonnay (Ch), con sus desviaciones estándar (n=2). VCh6 C acidez total (g/L) acidez volátil (g/L) pH densidad (g/L) sulfuroso libre (mg/L) sulfuroso total (mg/L) grado alcohólico (%vol) azúcares reductores (g/L) fructosa (g/L) glicerina (g/L) glucosa (g/L) ácido acético (g/L) ácido glucónico (g/L) ácido tartárico (g/L) 7,99 0,35 3,17 0,99 9,00 41,00 12,71 1,53 <1,20 6,19 1,05 0,22 0,88 4,64 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,11 0,05 0,01 0,00 0,00 2,83 0,23 0,07 ± ± ± ± ± 0,18 0,07 0,06 0,01 0,06 VCh6 H A B B 7,54 0,33 3,25 0,99 9,00 34,50 12,97 1,62 <1,20 5,39 1,25 0,23 0,76 4,52 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,02 0,01 0,00 0,00 3,54 0,05 0,16 ± ± ± ± ± 0,17 0,21 0,02 0,01 0,02 B A A Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de “t de Student”. Los vinos de la variedad Chardonnay presentaron un valor más elevado de acidez total en comparación con el resto de variedades. La elaboración de dichos vinos se realizó de una 114 Resultados y discusión manera adecuada hasta prácticamente agotamiento de glucosa y fructosa y con un valor de acidez volátil por debajo de los límites legales establecidos (1.2 g/L). b) Análisis de compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los vinos blancos La Tabla A.I.12 muestra la concentración de los compuestos fenólicos identificados y las caracterísitcas cromáticas de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay en la vendimia 2006, así como al año de almacenamiento en condiciones de luz y oscuridad. Además, se ha aplicado el test de Student-Newman-Keuls a los datos analíticos de dichas muestras. Por otro lado, el Análisis de Componentes Principales se aplicó a los datos de composición fenólica y de características cromáticas de los mostos y vinos de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006, así como a los vinos almacenados en las condiciones anteriormente mencionadas. De esta forma, las tres primeras componentes principales explicaron prácticamente el 100% de la varianza total explicada (Tabla I.15). La distribución en el espacio de las dos primeras componentes principales permitió separar los mostos de los vinos, independientemente del tratamiento de hiperoxigenación aplicado (Figura I.37). Así, los mostos poseían una concentración superior de flavonoles glicosilados y menor de (-)epicatequina y ácidos hidroxicinámicos, correlacionados con el CP1, así como un color más amarillo-marrón. El CP2 permitió separar las muestras en función de almacenamiento debido a la presencia de ésteres monoetílicos del GRP y del derivado trans del GRP sin ácido tartárico. Por último, la CP3 permitió la separación de las muestras según el tratamiento de hiperoxigenación (Figura I.38), con concentraciones inferiores de compuestos fenólicos (fenoles totales, flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos). El tratamiento de hiperoxigenación tuvo, en el caso de los mostos, un efecto en el mismo sentido que el observado para los otros casos estudiados. De este modo, se observaron ligeros cambios en las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.37 y Tabla I.15), que tienen que ver con el color y con el contenido en algunos flavonoles individuales, en ácidos hidroxicinámicos libres, en ácido gálico y en (-)-epicatequina, así como cambios más pronunciados en las variables más correlacionadas con el CP3 (Figura I.38 y Tabla I.15), que se tradujeron en una disminución en el contenido de polifenoles totales, del global de 115 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos flavonoles y del total de derivados de ácidos hidroxicinámicos, en particular de los ácidos tcaftárico y c-cutárico. Tabla I.15. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los mostos y vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006, así como tras su almacenamiento durante una año en condiciones de luz y oscuridad. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 49.1 49.1 C* b* a* L* h* K-3-gal I-3-glc Q-3-glc Q caf fer gal epi 0,954 0,949 0,940 -0,935 -0,910 0,950 0,944 0,911 -0,910 -0,913 -0,862 0,943 -0,860 CP-2 29.5 78.6 t-GRP 1Et 1 t-GRP 1Et 3 t-GRP 1Et 2 t-GRP –TH2 c-GRP 1Et 1 gal epi 0,965 0,962 0,957 0,949 0,929 0,957 CP-3 17.1 95.7 fenoles totales DAHC c-cut t-caft flavonoles 0,866 0,962 0,831 0,793 0,852 Variables Loadings En el caso de los vinos, la hiperoxigenación se notó muy poco en las variables más correlacionadas con los CP1 (color y contenido en algunos flavonoles individuales, en ácidos hidroxicinámicos libres, en ácido gálico y en (-)-epicatequina) y CP2 (contenido en galato de (-)-epicatequina y de los derivados del GRP por pérdida de ácido tartárico y formación de ésteres monoetílicos) (Figura I.37). En cambio, la hiperoxigenación, como en el caso de los mostos, provocó una disminución significativa en el contenido de polifenoles totales, del global de flavonoles y del total de derivados hidroxicinámicos (Tabla A.I.12), y en particular de los ácidos t-caftárico y c-cutárico, siendo todas ellas las variables más correlacionadas con el CP3 (Figura I.38). 116 Resultados y discusión CHARDONNAY 2006 2,0 MCh6 C MCh6 H VCh6 C VCh6 H VCh6 LUZ C-1 VCh6 LUZ H-1 VCh6 OSC C-1 VCh6 OSC H-1 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.37. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 (6), así como de los vinos almaneados durante un año (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. El almacenamiento durante un año afectó en mayor medida a las variables más correlacionadas con el CP2, aunque en menor extensión para el caso de los vinos obtenidos a partir de mostos hiperoxigenados (Figura I.37). Así, los vinos envejecidos aumentaron fundamentalmente sus contenidos en derivados del GRP (con pérdida del ácido tartárico y formación de ésteres monoetílicos). Pequeños cambios se observaron en los vinos envejecidos respecto a las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.37), fundamentalmente por un oscurecimiento debido al aumento de la intensidad de las tonalidades amarillas-marrones del color. También se observó, en el caso de los vinos control, una ligera variación en las variables más correlacionadas con el CP3 (Figura I.38), que conllevó una pequeña pérdida de compuestos fenólicos, especialmente derivados de ácidos hidroxicinámicos y flavonoles (Schneider, 1998; Castro y col., 2000). En todos los casos, que el almacenamiento por un año del vino tuviese lugar en condiciones de oscuridad o bajo luz ambiente no tuvo ninguna influencia en la composición fenólica ni en las características cromáticas de los vinos, ya que en ambas condiciones de almacenamiento los vinos no se diferenciaron de forma significativa 117 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos (Figuras I.37 y I.38; Tabla A.I.12). Estos resultados estuvieron de acuerdo con Zafrilla y col. (2003) respecto al almacenamiento en condiciones de oscuridad, aunque Pérez-Magariño y col. (2001) notaron pérdidas significativas en la concentración de flavan-3-oles en vinos Albillo. CHARDONNAY 2006 2,0 MCh6 C MCh6 H VCh6 C VCh6 H VCh6 LUZ C-1 VCh6 LUZ H-1 VCh6 OSC C-1 VCh6 OSC H-1 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.38. Representación de las muestras de mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 (6), así como de los vinos almaneados durante un año (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. I.3.2.8. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en mostos de distintas variedades En este epígrafe y en el siguiente se va a estudiar si la variedad de uva, a través de su composición fenólica característica, ejerce alguna influencia en los efectos que pueda tener el tratamiento de hiperoxigenación en la composición fenólica y en las características cromáticas de mostos y vinos. Para que los resultados puedan interpretarse de una manera apropiada, sólo se han considerado las muestras de mosto de las distintas variedades que se trataron de forma similar, es decir, los mostos control y los que solamente fueron hiperoxigenados, así como los respectivos vinos jóvenes que se elaboraron a partir de esos mostos. 118 Resultados y discusión En la Tabla A.I.13 se muestran las concentraciones de los compuestos fenólicos y características cromáticas de los mostos de todas las variedades estudiadas: Airén en sus tres vendimias, Macabeo y Chardonnay. Además, se resumen los resultados del test ANOVA (test de Student-Newman-Keuls), obtenidos con dicha matriz de datos. Posteriormente, se compararon la composición fenólica y las características cromáticas de los mostos de distintas variedades mediante el Análisis de Componentes Principales aplicado a la matriz de datos correspondiente (Tabla I.16), según el cuál, la varianza total explicada de los tres primeros componentes principales fue del 75%. Tabla I.16. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los mostos control e hiperoxigenados de todas las variedades estudiadas. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 43.1 43.1 K-3-glc K-3-gal Q-3-glc Q-3-glcU K flavonoles I-3-glc fenoles totales DAHC a* L* 0,984 0,982 0,948 0,940 0,936 0,918 0,914 0,918 0,893 0,891 -0,857 CP-2 17.4 60.5 gal fer t-fert c-fert t-GRP 0,935 0,920 0,864 0,861 0,821 CP-3 14.6 75.1 t-cut c-cut t-caft c-GRP 0,981 0,944 0,891 0,829 Variables Loadings Los mostos control, sin tratamiento de hiperoxigenación, resultaron agrupados por variedades en función de las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.39 y Tabla I.16). Los mostos control de Macabeo tuvieron el color amarillo más claro (mayor valor de L*) con manifiestas tonalidades verdosas (valores negativos de a*), y fueron los que tuvieron el menor contenido en polifenoles totales y en dos de las subfamilias que más contribuyen a la carga fenólica en mostos de uva blanca, los ácidos hidroxicinámicos y los flavonoles, 119 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos incluidos casi todos los flavonoles individuales cuantificados por HPLC (Tabla A.I.13), correlacionados con el CP1. En el caso extremo se encontraron los mostos control de la variedad Chardonnay, de color amarillo intenso sin tonalidades verdosas y con el mayor contenido en polifenoles totales, derivados de ácidos hidroxicinámicos y los flavonoles (Tabla A.I.13). MOSTOS VARIEDADES MA4 C MA4 H MA5 C MA5 H MA6 C MA6 H MMb5 C MMb5 H MCh6 C MCh6 H 2,0 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP 1 Figura I.39. Representación de las muestras de mostos (M) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A) en sus tres vendimias, Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. Los mostos control de la variedad Airén quedaron en una posición intermedia, si bien sus características cromáticas y su composición fenólica fueron más parecidas a las de los mostos control de Macabeo (Tabla A.I.13). Además de estas diferencias varietales en las variables asociadas al CP1, los mostos control de Macabeo tuvieron un mayor contenido que el resto de mostos en los derivados de ácidos hidroxicinámicos c-GRP y ácidos t-caftárico y cy t-cutárico (variables más correlacionadas con el CP3; Figura I.40 y Tabla I.16), mientras que los mostos control de la variedad Airén de la vendimia de 2004 se diferenciaron de los mostos control Airén de las otras vendimias por un mayor contenido en ácido gálico y en los 120 Resultados y discusión derivados hidroxicinámicos t-GRP y ácidos ferúlico y c- y t-fertárico (variables más correlacionadas con el CP2; Figura I.39 y Tabla I.16). MOSTOS VARIEDADES 3,0 MA4 C MA4 H MA5 C MA5 H MA6 C MA6 H MMb5 C MMb5 H MCh6 C MCh6 H 2,0 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP 1 Figura I.40. Representación de las muestras de mostos (M) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A) en sus tres vendimias, Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. La hiperoxigenación tuvo el efecto de aproximación de las características cromáticas y de la composición fenólica de los mostos de las distintas variedades, gracias a una disminución generalizada de fundamentalmente todos y cada uno de los derivados de ácidos hidroxicinámicos y también del ácido gálico (variables más correlacionadas con los CP2 y CP3; Figuras I.39 y I.40). En el caso de los mostos hiperoxigenados de la variedad Chardonnay se produjo una reducción adicional importante del contenido en flavonoles (correlacionados con el CP1), aunque dichos mostos aún siguieron siendo los de mayor contenido en estos pigmentos fenólicos amarillos. El mosto hiperoxigenado Airén del 2004 sufrió una disminución similar a la de sus homólogos de las vendimias 2005 y 2006 en las variables más correlacionadas con el CP2 (Figura I.39), por lo que aún pudo diferenciarse de éstos; en cambio, la disminución sufrida por el mosto hiperoxigenado de Macabeo en las variables más correlacionadas con el CP3 fue la mayor de todas las registradas (Figura I.40), hasta el punto de que este mosto hiperoxigenado apenas se diferenció de los de Airén de 121 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos cualquiera de las tres vendimias respecto al CP3, especialmente del mosto hiperoxigenado Airén de la vendimia 2004. I.3.2.9. Comparación del efecto de la hiperoxigenación en vinos de distintas variedades La Tabla A.I.14 muestra la concentración de los compuestos fenólicos y características cromáticas de los vinos de las tres variedades estudiadas: Airén en sus tres vendimias, Macabeo y Chardonnay, así como el tratamiento estadístico de Student-NewmanKeuls aplicado a dicha matriz de datos, a la cuál también fue aplicado el Análisis de Componentes Principales (Tabla I.17). Así, las tres primeras componentes principales explicaron el 73% de la varianza total explicada. Tabla I.17. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos fenólicos y parámetros relacionados con el color de los vinos control e hiperoxigenados de todas las variedades estudiadas. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 36.3 36.3 K K-3-glc fer c-fert c-GRP cum C* b* L* 0,949 0,939 0,939 0,928 -0,914 0,834 0,926 0,925 -0,860 CP-2 19.9 56.2 t-caft c-cut t-cut t-GRP 0,949 0,899 0,892 0,815 CP-3 16.5 72.7 caf gal epi 0,946 -0,906 Variables Loadings El primer resultado que llama la atención es que, de forma generalizada todos los vinos obtenidos a partir de mostos hiperoxigenados pudieron separarse muy bien de sus respectivos vinos control gracias fundamentalmente a las variables que más correlacionaron con el CP2 o, lo que es lo mismo, debido a poseer un menor contenido en los derivados de ácidos hidroxicinámicos más importantes por su abundancia, que fueron el t-GRP y los ácidos tcaftárico y c- y t-cutárico (Figura I.41 y Tabla I.17). La disminución en el contenido de derivados hidroxicinámicos (de un 15-64% en el caso de los vinos Airén, y del 44-45% en los 122 Resultados y discusión caso de los vinos Macabeo y Chardonnay) (Tabla A.I.14) puede considerarse, por tanto, que fue el efecto más relevante que el tratamiento de hiperoxigenación del mosto previa a la fermentación alcohólica tuvo en la composición fenólica de los vinos obtenidos. La variedad de uva empleada, por un lado, y las distintas vendimias para una misma variedad de uva, por otro, permitieron diferenciar la composición fenólica y las características cromáticas de los vinos control, elaborados a partir de mostos no hiperoxigenados (Nagel y col., 1988; Cheynier y col., 1989; López-Toledano y col., 2006). A esta diferenciación contribuyeron fundamentalmente las variables más correlacionadas con el CP1 (Tabla I.17), que tienen que ver con características del color (L*, C* y b*) y la composición fenólica de algunos compuestos minoritarios como ciertos flavonoles (3-glucósido de kaempferol y kaempferol libre) y ciertos derivados de ácidos hidroxicinámicos (c-GRP y los ácidos cfertárico, ferúlico y p-cumárico) (Ricardo-da-Silva y col., 1993; Castro y col., 2000). VINOS VARIEDADES 2,0 VA4 C VA4 H VA5 C VA5 H VA6 C VA6 H VMb5 C VMb5 H VCh6 C VCh6 H CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.41. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A) en sus tres vendimias, Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. 123 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Las variables más correlacionadas con los CP2 (t-GRP y los ácidos t-caftárico y c- y tcutárico) y CP3 (ácido cafeico y galato de (-)-epicatequina) contribuyeron de manera más específica a la diferenciación por variedades de uva de algunos de los vinos control (como es el caso de los vinos Macabeo y Chardonnay respecto de CP2 en Figura I.41, y de vinos Chardonnay respecto de CP3 en Figura I.42) o por vendimias para los vinos control de una misma variedad (caso de vinos Airén del 2005 respecto de CP2 en Figura I.41, y de vinos Airén del 2006 respecto de CP3 en Figura I.42). VINOS VARIEDADES VA4 C VA4 H VA5 C VA5 H VA6 C VA6 H VMb5 C VMb5 H VCh6 C VCh6 H 2,0 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.42. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A) en sus tres vendimias, Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuestos fenólicos y características cromáticas. Desde un punto de vista varietal, los vinos control de la variedad Chardonnay fueron los que presentaron un color más amarillo, de mayor intensidad y pureza cromática (Tabla A.I.14), conteniendo una mayor cantidad de flavonoles y de ácidos hidroxicinámicos. Los vinos control de la variedad Macabeo tuvieron un contenido similar a los de Chardonnay en los derivados de ácidos hidroxicinámicos más relevantes (sobre todo t-GRP y ácido tcaftárico) pero, al contener menor cantidad de flavonoles, su color fue muy pálido. Por otro lado, los vinos control de la variedad Airén del 2004 y 2006 fueron similares a los de 124 Resultados y discusión Macabeo, aunque su contenido en derivados de ácidos hidroxicinámicos más relevantes fue aún inferior (Tabla A.I.14). Finalmente, los vinos control de la variedad Airén del 2005 fueron los de menor contenido en derivados de ácidos hidroxicinámicos pero su contenido en flavonoles y sus características cromáticas los situaron más próximos a los vinos control de Chardonnay (Tabla A.I.14). El efecto de la hiperoxigenación de los mostos sobre la disminución en los vinos correspondientes de la concentración de los derivados hidroxicinámicos más relevantes (tGRP y los ácidos t-caftárico y c- y t-cutárico) provocó que la diferenciación varietal quedara reducida fundamentalmente a las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.41) y, en menor medida a las del CP3 (Figura I.42). Los vinos de Chardonnay elaborados a partir de mosto hiperoxigenado fueron de nuevo muy bien separados del resto de variedades por su mayor intensidad de color y su color más amarillo y de mayor pureza cromática, resultado fundamentalmente de un mayor contenido en flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos (Tabla A.I.14). Los vinos Macabeo derivados de mostos hiperoxigenados no pudieron distinguirse apenas de los correspondientes vinos Airén de la vendimia del 2004, aunque sí lo hicieron de los de la vendimia del 2006 por tener un menor contenido en ácido cafeico y galato de (-)-epicatequina (Figura I.42). Por último, los vinos Airén procedentes de mostos hiperoxigenados de la vendimia del 2005 ocuparon un lugar intermedio entre los vinos Airén de las otras vendimias y el de la variedad Chardonnay, como ocurría con los vinos control (Figura I.41 y I.42). I.3.3. ESTUDIO DEL EFECTO DE LA HIPEROXIGENACIÓN SOBRE LA FRACCIÓN VOLÁTIL DE LOS VINOS I.3.3.1. Evolución durante la fermentación y almacenamiento de los compuestos volátiles mayoritarios en vinos procedentes de mostos hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2004 En los vinos de la variedad Airén elaborados en la vendimia 2004 se realizó el estudio de la evolución durante la fermentación de los vinos control e hiperoxigenados, con el fin de observar las posibles diferencias en el perfil aromático de ambos. Durante la fermentación, se observó un incremento en las concentraciones de los compuestos volátiles mayoritarios (Figura I.43), los cuáles son normalmente producidos durante la fase exponencial de la fermentación alcohólica de los mostos (Ribèreau-Gayon y 125 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos col., 2000a; Clarke y col., 2004), coincidiendo con la máxima producción de dióxido de carbono. Todos los compuestos volátiles procedentes de la fermentación sufrieron un incremento a lo largo de la misma, con excepción del metanol (Figura I.43a y b respectivamente), que se mantuvo a una concentración constante. El contenido en metanol (en torno a 13.8 y 11.6 mg/L), fue ligeramente superior en los mostos control en fermentación, terminada la cuál, su concentración fue muy similar para ambos vinos, y siempre por debajo del límite máximo aceptable según la Oficina Internacional de la Viña y el Vino (OIV, 2004). El acetato de etilo en concentraciones superiores a 100mg/L posee un olor juzgado como negativo (Bertuccioli y col., 1983). Ni los vinos control ni los procedentes de hiperoxigenación superaron dicho umbral de percepción, al igual que ocurrió con el metanol (250 mg/L). Acetaldehído y acetato de etilo (Figura I.43c) fueron detectados en mayor concentración en los vinos control. Sin embargo, los alcoholes superiores como el isobutanol, 2-metil-1-butanol y 3-metil-1-butanol obtuvieron mayores concentraciones en los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados. No fue sobrepasado el límite de 300 mg/L para este último compuesto, por encima del cuál han sido observadas características sensoriales negativas en los vinos (Etiévant y col., 1991; Dubois, 1994a y b). El 1-propanol sufrió una variación similar a lo largo de la fermentación en muestras con y sin tratamiento de hiperoxigenación, tomando valores similares de concentración al final de ésta. Los alcoholes superiores son formados durante la fermentación a partir del metabolismo de los azúcares y de algunos aminoácidos (Parfait y col., 1975; Nykänen, 1986). Por ello, su concentración en el vino está determinada por el contenido en nitrógeno presente en el mosto y la temperatura de fermentación (Ribèreau-Gayon y col., 2000c). El oxígeno introducido en el mosto hace que la fermentación sea más vigorosa, propiciando así la mayor formación de compuestos volátiles mayoritarios. 126 50 a 40 30 20 10 25 b 20 15 10 5 0 5 10 15 20 Control 25 1 Conc. 1-propanol (mg/L) 20 10 0 10 15 20 30 15 10 5 0 5 10 15 20 5 0 0 5 10 Control 25 1 30 20 25 1 30 t (años) Hiperox f 25 20 15 10 5 0 0 30 5 10 15 20 t (días) Control Hiperox 160 140 120 100 80 60 40 20 0 15 35 t (años) t (días) Conc. 3-metil-1-butanol (mg/L) d 10 Control 20 0 15 Hiperox e 25 30 Hiperox t (días) 35 25 1 t (años) 20 30 Conc. 2-metil-1-butanol (mg/L) Control 25 1 20 25 t (años) t (días) 15 Control 30 5 10 Hiperox c 0 5 t (días) 50 40 0 30 t (años) t (días) Conc. acetato de etilo (mg/L) 30 0 0 Conc. isobutanol (mg/L) Conc. metanol (mg/L) Conc. acetaldehído (mg/L) Resultados y discusión 25 1 30 t (años) Hiperox g 0 5 10 15 20 t (días) Control 25 1 30 t (años) Hiperox Figura I.43. Evolución a lo largo de la fermentación de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén de la vendimia 2004, y al año de almacenamiento. Durante el almacenamiento, tanto los vinos control como los hiperoxigenados siguieron la misma evolución en las concentraciones de acetato de etilo, isobutanol, 2-metil-1butanol y 3-metil-1-butanol, siendo superior para los vinos procedentes de mostos 127 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos hiperoxigenados en los tres últimos compuestos. Una disminución en la concentración fue observada en acetato de etilo y 2-metil-1-butanol debido a una posible evaporación y formación de acetatos, así como un incremento del 3-metil-1-butanol e isobutanol durante el almacenamiento. El acetaldehído evolucionó de manera contraria en los vinos control e hiperoxigenados, disminuyendo su concentración en los vinos control, aunque manteniéndose por encima de la concentración presente en los vinos hiperoxigenados. I.3.3.2. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2004 En el caso de la identificación de los compuestos volátiles minoritarios identificados mediante GC/MS (Tabla A.I.15), se llevó a cabo la caracterización aromática sobre los vinos finales (una vez terminada la fermentación alcohólica). A la vista de los resultados mostrados en la Figura I.44 sobre la concentración de los compuestos volátiles identificados en los vinos control y procedentes de mostos hiperoxigenados de la vendimia 2004 para la variedad Airén, se observó que la concentración total expresada como suma de los compuestos volátiles que forman parte de cada familia fue superior en los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados, debido a la fermentación más vigorosa y rápida de los mismos. Así, según se muestra en la Tabla A.I.15, se observaron las mayores diferencias en los ésteres hidroxilados y carboxilados tales como lactato de etilo, 3-hidroxibutirato de etilo, 2hidroxi-4-metilpentanoato de etilo, 4-hidroxibutirato de etilo y glutarato de etilo, así como en los alcoholes de cinco átomos de carbono (3-metil-1-pentanol y 4-metil-1-pentanol). Sin embargo, en las concentraciones de los ésteres etílicos y acetatos (butanoato de etilo, acetato de 3-metilbutilo, hexanoato de etilo, acetato de hexilo, octanoato de etilo, decanoato de etilo y acetato de 2-feniletilo) las diferencias fueron menores. Las concentraciones de los compuestos varietales tales como los alcoholes C6, β-damascenona, t-geraniol y pantolactona no mostraron diferencias entre ambos vinos, con excepción del 1-hexanol. Su aumento puede deberse a que se hayan producido oxidaciones enzimáticas como consecuencia de la presencia de oxígeno en el tratamiento de hiperoxigenación (Bayonove y col., 2000). 128 Resultados y discusión 9000 8000 Conc. (ug/L) 7000 6000 5000 4000 3000 2000 1000 0 ésteres alcoholes alcoholes C6 VA4 C ácidos bencénicos VA4 H Figura I.44. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2004 (4). A excepción del 2-feniletanol, los compuestos bencénicos presentaron concentraciones inferiores en los vinos hiperoxigenados, especialmente benzaldehído, alcohol bencílico, 4vinilguaiacol, ácido benzoico y acetovainillina. I.3.3.3. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2005 En la vendimia 2005 se realizó la experiencia de hiperoxigenación sobre la misma variedad, Airén, con el fin de observar el efecto de dicho tratamiento en función del año de vendimia. La experiencia se realizó bajo las mismas condiciones, aunque se realizó una experiencia paralela a escala laboratorio. En la Tabla A.I.16 se muestran las concentraciones de los compuestos volátiles individuales agrupados por familias, identificados en los mostos y vinos de la variedad Airén de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y en bodega experimental, así como al año de almacenamiento. Respecto a la concentración de los compuestos volátiles producidos de manera mayoritaria en la fermentación alcohólica (Figura I.45), su concentración fue superior en los vinos elaborados en bodega experimental. Este hecho podría ser debido a las condiciones de hermeticidad de los fermentadores, pudiendo haber dado lugar a menos volatilizaciones, sobre todo en compuestos de bajo peso molecular. 129 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos El tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos provocó en los vinos una disminución de acetaldehído, acetato de etilo, metanol y 1-propanol, de manera contraria a los alcoholes isoamílicos e isobutanol. Dichas diferencias se mantuvieron prácticamente en todos los casos tras un año de almacenamiento. 140 Conc. (mg/L) 120 100 80 60 40 20 VA5 BC VA5 BH VA5 LC ol l-1 -b ut an ol 3m eti l-1 -b ut an no l VA5 LH 2m eti iso bu ta 1pr op an ol an ol m et de to eta ac ac eta ld e hÍ do eti lo 0 VA5 BC-1 VA5 BH-1 Figura I.45. Concentración (mg/L) de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos (V) Airén (A) control (C) e hiperoxigenados (H), elaborados en la vendimia 2005, en bodega experimental (B) y a escala laboratorio (L), y al año de almacenamiento (1). En la Figura I.46 se muestran las concentraciones globales de cada una de las familias como suma de las cantidades de cada compuesto individual. Así, se observó cómo la concentración de cada una de ellas, con excepción de los ácidos, fue superior en los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados. Este hecho podría ser debido a la fermentación más vigorosa como consecuencia de la presencia de oxígeno adicional. El incremento sufrido en la concentración de la familia de compuestos bencénicos presentes en los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados elaborados en bodega experimental se debió principalmente al 2feniletanol, con un marcado olor a rosas. 130 Resultados y discusión 25000 Conc. (ug/L) 20000 15000 10000 5000 0 ésteres VA5 LC alcoholes VA5 LH VA5 BC alcoholes C6 VA5 BH ácidos VA5 BC-1 bencénicos VA5 BH-1 Figura I.46. Concentración de las principales familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2005 (5), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1). Con excepción de la familia de ésteres, durante el almacenamiento de los vinos se produjo una disminución en la concentración de todas las familias de compuestos volátiles, incluida la de alcoholes C6, pudiendo influir en la disminución de su carácter herbáceo (Marais y col., 1992). Con el fin de elucidar si era posible la separación de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén en función de los compuestos volátiles, así como el efecto del almacenamiento, se realizó el Análisis de Componentes Principales (Tabla I.18 y Figuras I.47 y I.48) a los compuestos volátiles identificados en dichas muestras (Tabla A.I.16). 131 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Tabla I.18. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos volátiles y de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén elaborados a escala laboratorio y en bodega experimental, así como al año de almacenamiento. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 30.1 30.1 4-metil-1-pentanol 3-metil-1-pentanol 9-decenoato de etilo acetato de hexilo 3-hidroxibutanoato de etilo acetato de etilo ácido decenoico ácido acético benzaldehído alcohol bencílico (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol pantolactona 0,944 0,778 0,935 0,844 -0,760 0,745 0,914 0,879 -0,812 -0,776 0,777 0,742 -0,769 CP-2 27.5 57.6 ácido decanoico ácido glutámico ácido octanoico 4-vinilguaiacol 2,3-dihidrobenzofurano ácido benzoico 2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona decanoato de etilo ß-damascenona 0,960 0,958 0,855 0,921 0,811 0,810 0,786 0,883 0,833 CP-3 17.0 74.6 3-etoxi-1-propanol 1-propanol γ-butirolactona metanol lactato de etilo 0,961 0,785 0,948 -0,870 0,817 Variables Loadings Así, el tratamiento de hiperoxigenación provocó en los vinos elaborados en bodega experimental una disminución en el contenido de compuestos bencénicos correlacionados con el CP2 (Figura I.47), tales como el 4-vinilguaiacol y el ácido benzoico, entre otros. De igual forma, también sufrieron una disminución compuestos volátiles como ácidos de cadena larga y ß-damascenona (carácter dulce), correlacionados con dicho componente principal. El tratamiento de hiperoxigenación en los vinos elaborados a escala laboratorio provocó una disminución en las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.47), como alcoholes C6, así como un incremento en la concentración de las variables que forman parte del CP3 tales como 3-etoxi-1-propanol y γ-butirolactona (Figura I.48). 132 Resultados y discusión 3,0 VA5 LC VA5 LH VA5 BC VA5 BH VA5 BC-1 VA5 BH-1 2,0 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.47. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2005 a escala laboratorio (L) y en bodega experimental (B), así como al año de almacenamiento (1) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuesos volátiles. Según la Tabla A.I.16, durante el almacenamiento de los vinos Airén se produjo un incremento de los ésteres derivados del ácido succínico (3-hidroxibutirato de etilo, succinato de dietilo y monosuccinato de dietilo; González-Viñas y col., 1996), así como del malonato de dietilo (con un carácter dulzón) y 2-hidroxi-4-metilpentanoato de detilo, de manera contraria a los acetatos, que vieron atenuada su concentración (Rapp y col., 1993). El almacenamiento de los vinos control de la variedad Airén de la vendimia 2005 produjo una disminución en los compuestos más correlacionados con el CP2 (ácidos de cadena larga, compuestos bencénicos y ß-damascenona) y en menor medida con el CP1, mientras que los vinos hiperoxigenados sufrieron menores variaciones a lo largo del almacenamiento (Figura I.47). 133 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos 2,0 VA5 LC VA5 LH VA5 BC VA5 BH VA5 BC-1 VA5 BH-1 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.48. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2005 a escala laboratorio (L) y en bodega experimental (B), así como al año de almacenamiento (1) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de las cantidades de compuesos volátiles. I.3.3.4. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Airén de la vendimia 2006 En la vendimia 2006 se llevó a cabo el tratamiento de hiperoxigenación aplicado a mostos de la misma variedad que las anteriores, Airén, introduciendo una nueva variable: la maceración conjunta con la hiperoxigenación con el fin de incrementar el potencial aromático de los vinos a la vez que se produce una estabilización contra el pardeamiento provocado por el tratamiento de hiperoxigenación. Con el objetivo de elucidar mayores diferencias entre los vinos con y sin tratamiento de hiperoxigenación, se realizó una identificación más detallada de los compuestos volátiles mediante GC-MS, los cuáles se trataron estadísticamente según el test de Student-Newman-Keuls aplicado de manera independiente a los mostos y vinos control, hiperoxigenados y macerados-hiperoxigenados (Tabla A.I.17 y Tabla A.I.18). a) Efecto de la hiperoxigenación en los mostos Airén Existen diferencias significativas entre los mostos control, hiperoxigenado y macerado-hiperoxigenado de la variedad Airén de la vendimia 2006 (Figuras I.49 y I.50; 134 Resultados y discusión Tabla A.I.17). El tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos de la variedad Airén produjo un incremento en el sumatorio de la concentración global de todas las familias de compuestos volátiles estudiadas. Además, el tratamiento de maceración aplicado a los mostos previamente hiperoxigenados produjo un incremento significativo en alcoholes, ésteres, compuestos bencénicos, lactonas y terpenos (Sánchez-Palomo y col., 2007a) viéndose ligeramente atenuados los alcoholes de seis átomos de carbono. c 700 b c Conc. (ug/L) 600 500 b 400 300 200 a a alcoholes C6 bencénicos 100 0 MA6 C MA6 H MA6 MH Figura I.49. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los mostos (M) control (C), hiperoxigenados (H) y macerados-hiperoxigenados (MH) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2006 (6). Diferentes letras para una misma familia de compuestos denotan diferencias signficativas según el test de Student-Newman-Keuls (α = 0,05). b 25 Conc. (ug/L) 20 b 15 10 5 0 a a a terpenos monoox MA6 C a terpenos poliox MA6 H MA6 MH Figura I.50. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los mostos (M) control (C), hiperoxigenados (H) y macerados-hiperoxigenados (MH) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2006 (6). Diferentes letras para una misma familia de compuestos denotan diferencias signficativas según el test de Student-Newman-Keuls (α = 0,05). 135 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Con el fin de llevar a cabo una diferenciación más individualizada en cuánto a los compuestos volátiles se refiere, se realizó el tratamiento estadístico de Student-NewmanKeuls aplicado a los mostos Airén control, hiperoxigenados y con posterior maceración de estos últimos (Tabla A.I.17). Así, el 1-hexanol fue el compuesto que influyó de manera más significativa en el incremento de la concentración de alcoholes de seis átomos de carbono con motivo de la adición de oxígeno a los mostos, incrementando así el carácter herbáceo de los mismos. Linalol y t-geraniol, como terpenos se vieron positivamente influenciados por el tratamiento de hiperoxigenación, incrementando las notas florales de dichos mostos. El tratamiento de maceración aplicado de manera conjunta con la hiperoxigenación incrementó el potencial aromático de los mostos hiperoxigenados (Tabla A.I.17), incrementando el aroma floral (propiciado por el t-geraniol y su ácido geránico), y el carácter dulce propiciado por el aumento producido en la concentración de todos los compuestos bencénicos y C13-norisoprenoides identificados (ß-damascenona y 3-oxo-α-ionol) (SánchezPalomo y col., 2007a). En el mismo sentido, el carácter herbáceo se vio disminuido como consecuencia de la disminución significativa de los alcoholes de seis átomos de carbono. b) Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Airén En la Tabla A.I.18 se muestran las concentraciones de los compuestos volátiles identificados en los vinos Airén control, hiperoxigenados y macerados-hiperoxigenados correspondientes a la vendimia 2006, a los cuáles se les aplicó el tratamiento estadístico de Student-Newman-Keuls. En las Figuras I.51 y I.52 se muestran los sumatorios de las concentraciones de cada familia de compuestos volátiles. Tras la fermentación alcohólica se produjo una atenuación en prácticamente todas las familias de compuestos volátiles presentes en los vinos hiperoxigenados, a favor de un aumento significativo en compuestos furánicos y manteniéndo la concentración significativamente superior de alcoholes de seis átomos de carbono (carácter herbáceo) y terpenos polioxigenados tal y como ocurría en los mostos hiperoxigenados, lo cuál podría ser debido a un efecto oxidativo. 136 Resultados y discusión Conc. (ug/L) b 20000 18000 16000 14000 12000 10000 8000 6000 4000 2000 0 b a a a a b a ésteres a ácidos VA6 C VA6 H bencénicos VA6 MH Figura I.51. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenados (H) y macerados-hiperoxigenados (MH) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2006 (6). Diferentes letras para una misma familia de compuestos denotan diferencias signficativas según el test de Student-Newman-Keuls (α = 0,05). La maceración posterior al tratamiento de hiperoxigenación de los mostos no produjo mejoras notables y significativas en la concentración de las diferentes familias de compuestos volátiles de los vinos, con excepción del incremento en la concentración de terpenos polioxigenados y la disminución en la concentración de las familias de alcoholes y lactonas respecto a las presentes en los vinos sólo hiperoxigenados (Figura I.52). De manera más individualizada y con ayuda del tratamiento estadístico de StudentNewman-Keuls aplicado a los vinos control, hiperoxigenado y macerado-hiperoxigenado (Tabla A.I.18), se observó que el descenso en la concentración de la familia de ésteres en vinos procedentes de mostos hiperoxigenados se debió principalmente al 4-hidroxibutirato de etilo. Sin embargo, se observaron incrementos en las concentraciones de ésteres de cadena corta, tales como el acetato de hexilo, hexanoato de etilo y lactato de etilo, entre otros. La disminución tras la hiperoxigenación en la concentración de la familia de alcoholes se debió principalmente al 2-metil-1-propanol y 4-metil-1-pentanol, en menor medida. El 1-hexanol aumentó su concentración de manera considerable en vinos procedentes de mostos hiperoxigenados, evolucionaron de manera contraria los (E)- y (Z)-3-hexen-1-oles, aunque no fue superado el umbral de percepción olfativa (Güth, 1997). La disminución en la concentración de terpenos fue debida al ácido geránico así como al 4-vinilguaiacol y 2,3-dihidrobenzofurano en los compuestos bencénicos. Cabe destacar el 137 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos aumento en la concentración del 3-etoximetilfurfural en los vinos hiperoxigenados, compuesto relacionado con oxidaciones. La disminución en el contenido de lactonas se debió principalmente a la γ-undecalactona, aunque otras sufrieron un incremento en su concentración. 450 400 Conc. (ug/L) 350 b b c a 300 250 c b a 200 b a 150 100 b a a 50 0 alcoholes alcoholes C6 a b c terpenos monox terpenos poliox VA6 C VA6 H a lactonas b b furanos VA6 MH Figura I.52. Concentración (μg/L) de las familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenados (H) y macerados-hiperoxigenados (MH) de la variedad Airén (A) elaborados en la vendimia 2006 (6). Diferentes letras para una misma familia de compuestos denotan diferencias signficativas según el test de Student-Newman-Keuls (α = 0,05). El tratamiento de maceración conjunta con la hiperoxigenación no produjo mejoras notables en comparación con los vinos sólo hiperoxigenados (Tabla A.I.18). Aún así, cabe destacar las concentraciones significativamente superiores sobre todo en diversos acetatos, lactato de etilo y succinato de dietilo, entre otros ésteres, así como en terpenos polioxigenados y citronelol, y alcohol bencílico y benzaldehído como compuestos bencénicos, que podrían influir en el carácter floral y dulzón de los vinos procedentes de mostos sometidos a maceración e hiperoxigenación. I.3.3.5. Efecto de la hiperoxigenación en vinos Airén de las vendimias 2004-2006. La composición volátil de los mostos para una determinada vendimia está fuertemente influenciada por factores edáficos y climáticos (temperatura, pluviometría…) que tengan lugar durante la etapa de maduración (Marais y col., 1992), por lo que la composición volátil del mosto puede diferir entre dos vendimias de la misma variedad, independientemente del contenido en azúcares (Dieguez y col., 2003). Para estudiar este posible efecto, se ha realizado un estudio comparativo de los vinos de la variedad Airén correspondientes a las tres 138 Resultados y discusión vendimias estudiadas (2004, 2005 y 2006), considerando los vinos obtenidos bajo las mismas condiciones. Según el Análisis de Componentes Principales (Figuras I.53 y I.54) aplicado al conjunto de datos de la composición volátil común de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén en tres vendimias diferentes (2004, 2005, y 2006) elaborados en bodega experimental, se observó cómo los vinos elaborados en la vendimia 2006 se diferenciaron claramente del resto de vendimias estudiadas, las cuáles fueron semejantes entre sí, en las variables más correlacionadas con el CP1 (Figura I.53; Tabla I.19). Así, dichos vinos poseían una menor concentración de alcoholes de seis átomos de carbono y mayor de ßdamascenona, alcohol bencílico, los alcoholes isoamílicos y γ-butirolactona y acetato de 2feniletilo, lo que podría influir en el carácter floral de los vinos. Dichos vinos poseían igualmente mayores concentraciones de los derivados del ácido succínico, así como menores de los ésteres y ácidos de menor peso molecular (acetato de hexilo, butirato de etilo, ácido butírico). La inferior concentración de alcoholes C6 puede ser debida al mayor estado de madurez de las uvas de la vendimia 2006, así como a la más cuidadosa vendimia, transporte y transformación de la uva en mosto, debido a que las reacciones oxidación/reducción que dan lugar a dichos compuestos se hayan visto reducidas (Baumes y col., 1989a). Algo similar fue observado en el caso de las variables más correlacionadas con el CP2 (Figura I.53; Tabla I.19), donde los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados de la vendimia 2005 poseían mayores concentraciones de 2-feniletanol, aunque de manera menos deseada una concentración superior de 1-hexanol así como de 3-metiltio-1-propanol. El efecto de la hiperoxigenación sobre la fracción volátil de los vinos de la variedad Airén elaborados en las vendimias 2005 y 2006, va encaminado hacia la disminución del 4vinilguaiacol y los ácidos decanoico y octanoico (CP3) (Figura I.54), siendo más marcado en función de la vendimia en cuestión. Por tanto, podría afirmarse que la adición de oxígeno a los mostos mediante el tratamiento de hiperoxigenación no afectó negativamente a la fracción volátil de los vinos. 139 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Tabla I.19. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos volátiles de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Airén en tres vendimias diferentes. 140 % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 45.1 CP-2 CP-3 Variables Loadings 45.1 acetato de 2-feniletilo decanoato de etilo octanoato de metilo monosuccinato de dietilo 9-decenoato de etilo succinato de dietilo 3-metilbutanoato de etilo butirato de etilo acetato de hexilo ácido isobutírico ácido butírico ácido dodecanoico (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol acetaldehído 3-metil-1-butanol 2-metil-1-butanol 4-metil-1-pentanol 1-propanol alcohol bencílico ß-damascenona γ-butirolactona -0,979 -0,952 0,929 -0,921 -0,916 -0,911 0,864 0,844 0,814 0,946 0,942 -0,888 0,900 0,817 -0,875 -0,820 -0,817 0,812 0,749 -0,876 -0,945 -0,901 19.1 64.2 3-metiltiopropanol 3-etoxi-1-propanol 1-hexanol 4-hidroxibutirato de etilo 2-feniletanol 0,948 0,869 0,853 0,860 0,914 14.8 79.0 ácido decanoico ácido octanoico 4-vinilguaiacol 0,990 0,930 0,972 Resultados y discusión 3,0 VA4 C VA4 H VA5 BC VA5 BH VA6 C VA6 H 2,0 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -1,5 -1,0 -0,5 0,0 0,5 1,0 1,5 CP 1 Figura I.53. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en tres vendimias diferentes (2004 (4), 2005 (5), 2006 (6)) elaborados en la bodega experimental (B) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis del contenido en compuestos volátiles. 3,0 VA4 C VA4 H VA5 BC VA5 BH VA6 C VA6 H 2,0 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -1,5 -1,0 -0,5 0,0 0,5 1,0 1,5 CP 1 Figura I.54. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) elaborados en tres vendimias diferentes (2004 (4), 2005 (5), 2006 (6)) elaborados en la bodega experimental (B) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis del contenido en compuestos volátiles. 141 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos I.3.3.6. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Macabeo de la vendimia 2005 En la vendimia 2005 se realizó la experiencia de hiperoxigenación con vinos de la variedad Macabeo, en las mismas condiciones que se realizó para Airén del mismo año de vendimia. Así, se realizaron vinificaciones a escala laboratorio y en bodega experimental, y se observó la evolución de estos últimos tras el almacenamiento de un año. En la Tabla A.I.16 se muestran las concentraciones de los compuestos volátiles presentes en los mostos y vinos Airén de dicha vendimia, así como al año de almacenamiento. En relación a los compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica (Figura I.55), se observó una disminución en la concentración de prácticamente todos ellos tras un año de almacenamiento. La adición de oxígeno provocó en los vinos un incremento significativo en la concentración de acetaldehído y acetato de etilo, de manera contraria a lo observado para los alcoholes mayoritarios. Dichas diferencias se mantuvieron tras el almacenamiento de un año. Conc. (mg/L) 140 120 100 80 60 40 20 VMb5 BC VMb5 BH VMb5 LC VMb5 LH ol l-1 -b ut an ol 3m eti l-1 -b ut an no l 2m eti iso bu ta 1pr op an ol an ol m et de to eta ac ac eta ld e hÍ do eti lo 0 VMb5 BC-1 VMb5 BH-1 Figura I.55. Concentración (mg/L) de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos (V) Macabeo (Mb) control (C) e hiperoxigenados (H), elaborados en la vendimia 2005, en bodega experimental (B) y a escala laboratorio (L), y al año de almacenamiento (1). Para cada compuesto, diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls. En la Figura I.56, puede observarse que la adición de oxígeno al mosto produjo un incremento en las cantidades presentes en el vino de ésteres y compuestos bencénicos, los cuáles podrían favorecer en el incremento de las notas frutales y dulces en los vinos 142 Resultados y discusión hiperoxigenados. Dicha evolución prosiguió tras el almacenamiento de un año, incrementando en el mismo sentido además los alcoholes de seis átomos de carbono, donde los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados tuvieron una concentración superior. 16000 14000 Conc. (ug/L) 12000 10000 8000 6000 4000 2000 0 ésteres VMb5 LC VMb5 LH alcoholes VMb5 BC alcoholes C6 VMb5 BH ácidos VMb5 BC-1 bencénicos VMb5 BH-1 Figura I.56. Concentración de las principales familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Macabeo (Mb) elaborados en la vendimia 2005 (5), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1). Al aplicar el Análisis de Componentes Principales a los compuestos volátiles de la Tabla A.I.16, se obtuvo una distribución de las muestras en el espacio formado por los CP1 y CP2 (Figura I.57). Las variables más correlacionadas con cada componente principal se indican en la Tabla I.20. 143 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Tabla I.20. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos volátiles y de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Macabeo elaborados a escala laboratorio y en bodega experimental, así como al año de almacenamiento. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 45.8 45.8 ácido 9-decenoico ácido glutámico ácido butanoico ácido octanoico ácido decanoico ácido hexanoico ácido hexadecanoico 3-etoxi-1-propanol 2-metil-1-propanol metanol acetato de 2-feniletilo 9-decenoato de etilo decanoato de etilo acetato de 3-metil-1-butanol octanoato de etilo acetato de etilo hexanoato de etilo 3-hidroxibutanoato de etilo acetato de hexilo t-geraniol ß-damascenona vainillina 0,975 0,909 0,887 0,882 0,877 0,874 0,861 0,934 0,920 -0,901 0,945 0,928 0,919 0,918 0,913 0,905 0,885 -0,853 0,836 0,907 0,866 0,847 CP-2 33.3 79.1 4-vinilguaiacol 2,3-dihidrobenzofurano ácido fenilacético acetovainillona 2-metoxifenol pantolactona γ-butirolactona (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol glutarato de etilo butanoato de etilo 1-propanol 3-metil-1-butanol isobutanol 3-metil-1-pentanol 2-metil-1-butanol 0,987 0,881 -0,879 0,878 0,813 0,974 0,947 0,933 0,809 0,916 0,835 0,853 0,831 0,808 0,801 0,759 Variables Loadings El efecto del tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos de uva blanca Macabeo produjo escasas diferencias en la fracción aromática de los vinos. Aún así, pudo observarse el incremento en los vinos hiperoxigenados de las variables más correlacionadas con el CP1. De esta forma, se observó un incremento en la concentración de ácidos de cadena larga, alcoholes derivados del propanol, ésteres y acetatos, t-geraniol y ß-damascenona, de manera contraria a la atenuación observada en compuestos bencénicos, lactonas, alcoholes de 144 Resultados y discusión seis átomos de carbono y diversos alcoholes formados de manera mayoritaria durante la fermentación alcohólica (Tabla A.I.16), más correlacionados con el CP2 (Figura I.57). La presencia de una fermentación más vigorosa puede dar lugar al aumento de enzimas procedentes de las levaduras, las cuáles podrían liberar determinados compuestos en los vinos hiperoxigenados, tales como t-geraniol, alcohol bencílico y 2-feniletanol. 2,0 VMb5 LC VMb5 LH VMb5 BC VMb5 BH VMb5 BC-1 VMb5 BH-1 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP 1 Figura I.57. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Macabeo (Mb) elaborados en la vendimia 2005 a escala laboratorio (L) y en bodega experimental (B), así como al año de almacenamiento (1) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis de las cantidades de compuesos volátiles. El tratamiento de hiperoxigenación aplicado hizo evolucionar a los vinos en el mismo sentido independientemente del modo de elaboración, si bien los vinos elaborados a escala laboratorio poseían una concentración superior de los compuestos más correlacionados con la CP1 e inferior en aquellos pertenecientes al CP2 (Tabla I.20). El almacenamiento de los vinos control e hiperoxigenados se tradujo en un descenso de la concentración de prácticamente todos los componentes más correlacionados con el CP2, afectando en la misma dirección para ambos vinos (Figura I.57). Sin embargo, al igual que 145 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos fue observado en los vinos de la variedad Airén, se observó un incremento durante el almacenamiento de la concentración de ésteres derivados del ácido succínico (Tabla A.I.16) y malonato de dietilo, así como de benzaldehído (Du Toit y col., 2006), alcohol bencílico y ácido fenilacético, así como una atenuación de 1-hexanol y 3-metiltio-1-propanol. Al igual que fue observado en los vinos Airén de la misma vendimia, ß-damascenona, γ-butirolactona y t-geraniol desaparecieron durante el almacenamiento de los vinos Macabeo, influyendo en el carácter afrutado y floral (Rapp y col., 1993). I.3.3.7. Vinos obtenidos por hiperoxigenación de mostos Chardonnay de la vendimia 2006 Se realizó la experiencia de hiperoxigenación a mostos de otra variedad, Chardonnay, en la vendimia 2006. Han sido identificados un gran número de compuestos volátiles, al igual que para la variedad Airén de la misma vendimia, en las muestras de mostos y los vinos derivados de éstos, así como tras el almacenamiento en condiciones de luz y oscuridad. a) Efecto de la hiperoxigenación en los mostos Chardonnay En la Tabla A.I.19 se muestran las concentraciones de los compuestos volátiles identificados en los mostos Chardonnay control e hiperoxigenados de la vendimia 2006, así como el tratamiento de la “t de Student” aplicado para ambos mostos. Al igual que ocurrió en los mostos de la variedad Airén de la misma vendimia, la concentración de todas las familias de compuestos volátiles consideradas como suma de cada uno de los compuestos que forman parte de cada familia fue significativamente superior en los mostos con adición de oxígeno de manera externa, según el test estadístico de “t de Student” aplicado (Figura I.58). De manera más pormenorizada para cada compuesto volátil independiente, se aplicó el análisis estadístico de “t de Student” con el fin de observar diferencias puntuales sobre el efecto del tratamiento de hiperoxigenación a los mostos de la variedad Chardonnay (Tabla A.I.19). Así, se observó como la mayoría de los compuestos volátiles poseía una concentración significativamente superior en los mostos hiperoxigenados, sobre todo en alcoholes de seis átomos de carbono, incrementando su carácter herbáceo, así como 2feniletilo con un marcado aroma a rosas. Sin embargo, cabe destacar la concentración 146 Resultados y discusión significativamente inferior en los mismos del alcohol bencílico, así como de otros compuestos tales como el benzaldehído, 4-vinilguaiacol, α-terpineol, aunque sin diferencias significativas. b 700 Conc. (ug/L) 600 b 500 a 400 300 a 200 a 100 b 0 alcoholes C6 bencénicos MCh6 C terpenos MCh6 H Figura I.58. Concentración de las principales familias de compuestos volátiles presentes en los mostos (M) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) elaborados en la vendimia 2006 (6), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1). Diferentes letras para cada familia de compuestos denotan diferencias significativas según el test de t de Student (α = 0,05). b) Efecto de la hiperoxigenación en los vinos Chardonnay Tras la fermentación alcohólica, se produjo un incremento en las concentraciones de todos los compuestos volátiles, especialmente de ésteres, ácidos y compuestos bencénicos, al igual que en el resto de variedades estudiadas. Igualmente, se observó una producción de compuestos furánicos, formados a partir de la degradación de azúcares (Simpson, 1979) o de la oxidación del ácido ascórbico en el caso del furfural, aunque a las concentraciones en las que están presentes en los vinos no participan del aroma del vino. Las concentraciones significativamente superiores de compuestos volátiles presentes en los mostos hiperoxigenados siguieron la misma evolución en el caso de los vinos en las familias de ésteres, ácidos, alcoholes alifáticos, alcoholes de seis átomos de carbono y furanos, aunque sin diferencias significativas según el test de “t de Student”. La concentración de las familias de compuestos bencénicos y lactonas se vio disminuida, aunque dichas diferencias no fueron significativas estadísticamente (Figuras I.59 y I.60). 147 Conc. (ug/L) Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos 10000 9000 8000 7000 6000 5000 4000 3000 2000 1000 0 ésteres ácidos VCh6 C bencénicos VCh6 H Figura I.59. Concentración de las principales familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) elaborados en la vendimia 2006 (6), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1). Diferentes letras para cada familia de compuestos denotan diferencias significativas según el test de t de Student (α = 0,05). Tras la identificación de un gran número de compuestos volátiles presentes en los vinos de la variedad Chardonnay, el análisis estadístico de “t de Student” puso de manifiesto que el tratamiento de hiperoxigenación prácticamente no tuvo un efecto significativo en la concentración de ninguno de los compuestos volátiles identificados (Tabla A.I.20), aunque si bien se produjo un incremento en la concentración de linalol y alcohol bencílico como consecuencia del tratamiento de hiperoxigenación, lo cual podría influir positivamente en el aroma floral y dulce. 400 350 Conc. (ug/L) 300 250 200 150 100 50 0 alcoholes alcoholes C6 terpenos VCh6 C lactonas furanos VCh6 H Figura I.60. Concentración de las principales familias de compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) elaborados en la vendimia 2006 (6), a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1). Diferentes letras para cada familia de compuestos denotan diferencias significativas según el test de t de Student (α = 0,05). 148 Resultados y discusión En conclusión, puede afirmarse que el tratamiento de hiperoxigenación provocó una estabilización importante en los compuestos fenólicos y en el color de los vinos de la variedad Chardonnay sin que ello modificara de manera significativa la fracción volátil de los mismos. c) Efecto del envejecimiento acelerado sobre la fracción volátil de los vinos Chardonnay Se ha realizado un estudio de envejecimiento acelerado sobre un vino de la variedad Chardonnay con el fin de elucidar los compuestos que más se verían influenciados en unas condiciones de almacenamiento a largo plazo. Según el tratamiento de envejecimiento acelerado sometido a un vino control de la variedad Chardonnay, se evidencia la formación de nuevos compuestos y la desaparición y evolución de otros muchos. Los compuestos que no fueron detectados en relación a los vinos control fueron ésteres como piruvato de etilo, 4-hidroxibutirato de etilo y laurato de etilo; alcoholes como 1-butanol, 3-metil-1-buten-3-ol, (Z)-2-penten-1-ol; terpenos tales como hotrienol, citronelol, nerol y ácido geránico; y derivados furánicos como el furoato de etilo y 2-furanmetanol. Por tanto, lo más destacable es la pérdida del carácter floral de los vinos sometidos a envejecimiento acelerado (Francis y col., 1994; du Toit y col., 2006). Durante el proceso de envejecimiento acelerado se forman compuestos nuevos (Tabla I.21), tales como los C13-norisoprenoides 3-hidroxi-ß-damascona, 3-oxo-α-ionol y TDN (1,2dihidro-1,1,6-trimetil naftaleno), dioxanos y dioxolanos, compuestos furánicos (benzofurano y 5-metil-2-furancarboxaldehído), derivados del succinato de etilo, y levulinato de etilo (ácido 4-oxo-pentanoato de etilo), relacionado con los vinos almacenados (González-Viñas y col., 1996) y afectados por la oxidación (Cutzach y col., 1999). 149 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Tabla I.21. Compuestos volátiles de nueva formación en un vino de la variedad Chardonnay durante el tratamiento de envejecimiento acelerado. tr (min) COMPUESTO 26,70 31,88 41,26 45,60 51,81 52,18 56,67 59,80 63,03 72,47 98,69 104,62 2-etil-2,4,5-trimetil,-1,3-dioxolano cis-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano 5-metil-2-furancarboxaldehído 4-oxo-pentanoato de etilo cis-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano TDN (1,2-dihidro-1,1,6-trimetil naftaleno) benzofurano trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano 3-metil butil succinato de etilo 3-hidroxi-ß-damascona 3-oxo-α-ionol La reacción de condensación entre el glicerol y el acetaldehído en condiciones ácidas es el mecanismo de la formación de los isómeros cis y trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano y cis y trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano (Silva Ferreira y col., 2002b). Su impacto sobre el aroma es apreciable, descrito como dulce y “old port-like”. Su formación es una medida de proteger al vino contra un exceso de acetaldehído. Dichos compuestos están relacionados con el tiempo de almacenamiento y son idóneos indicadores de la edad de los vinos bajo condiciones de oxidación. La presencia de compuestos fenólicos que actúan como antioxidantes evita la formación de etanol en acetaldehído mediante oxidación, limitando así la formación de dioxanos y dioxolanos en los vinos (Cutzach y col., 1999; Câmara y col., 2003 y 2006). Se realizó el análisis estadístico de la “t de Student” a los compuestos volátiles comunes a los vinos con y sin tratamiento de envejecimiento acelerado, con el fin de observar aquellos compuestos volátiles que presenten diferencias significativas (Tabla I.22). Así, la mayoría de dichos compuestos volátiles poseían una concentración superior en los vinos sometidos al tratamiento de envejecimiento acelerado, tales como ésteres derivados del ácido succínico, ß-damascenona y furfural (Simpson, 1978). Aún así, cabe destacar las disminuciones de concentración observadas en linalol y acetato de 2-feniletilo (du Toit y col., 2006), ambos con notas florales, así como los ácidos decanoico y dodecanoico, con olor a seco y metálico. 150 Resultados y discusión Tabla I.22. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles con diferencias significativas según el análisis estadístico de la “t de Student” (α=0.05) entre los vinos Chardonnay con y sin tratamiento de envejecimiento acelerado, y sus desviaciones estándar. Sin tratamiento butirato de etilo hexanoato de etilo heptanoato de etilo lactato de etilo 2-hidroxi-3-metilbutirato de etilo 4-metil-2-hidroxipentanoato de etilo 2-hidroxipropanoato de pentilo succinato etil metil succinato de dietilo* acetato 2-feniletilo malato de dietilo glutarato de etilo monosuccinato de dietilo* 2-metil-1-propanol 2-etil-1-hexanol 1-hexanol (E)-3-hexen-1ol (Z)-2-hexen-1-ol ácido hexanoico ácido decanoico ácido dodecanoico furfural linalol ß-damascenona 2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona 4-vinilguaiacol ácido 4-hidroxihexanoico lactona γ-undecalactona * Concentración en mg/L. 81,5 655 5,96 13,79 2,81 nd 13,87 2,02 0,86 362,92 120,86 107,11 3,96 147,19 nd 206,11 15,53 4,91 632,64 556,9 146,95 5,62 5,07 15,63 3,99 116,05 nd 247,08 ± ± ± ± ± 2,11 17,66 0,88 2,42 0,13 ± ± ± ± ± ± ± ± 2,67 0,32 0,11 2,01 8,39 5,52 0,37 6,52 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,15 0,21 2,39 13,6 23,92 0,25 1,69 0,35 2,29 0,31 5,31 ± 6,81 Con tratamiento A A A A A A A A A B A A A A A A A B A B B A B A B A A A 92,66 830,34 14,25 56,11 19,50 48,42 45,28 27,08 4,33 6,24 385,68 556,20 8,39 286,77 4,26 299,47 18,11 4,13 827,41 399,98 65,63 92,79 2,16 45,00 2,40 212,12 9,09 552,17 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,65 3,77 0,71 1,37 0,75 0,53 0,27 0,75 0,14 3,40 0,81 7,20 0,19 8,17 0,30 0,90 0,43 0,36 25,40 8,92 2,40 1,80 0,30 3,60 0,15 10,39 0,42 1,91 B B B B B B B B B A B B B B B B B A B A A B A B A B B B d) Efecto de la hiperoxigenación en el almacenamiento de los vinos Chardonnay Como se ha realizado con el resto de variedades Airén y Macabeo, en el caso de los vinos de la variedad Chardonnay se ha llevado a cabo la caracterización aromática de los vinos tras un almacenamiento de un año, en este caso en condiciones de luz y oscuridad. La caracterización aromática de dichos vinos se ha llevado a cabo en base a los resultados obtenidos del tratamiento de envejecimiento acelerado, es decir, se han cuantificado sólo aquellos compuestos que mostraron diferencias significativas tras el almacenamiento en condiciones aceleradas, eliminando aquellos que no presentaron diferencias significativas, con el fin de simplificar la matriz de datos de compuestos volátiles. Así, con el fin de observar la evolución sufrida tras el almacenamiento de los vinos de la variedad Chardonnay, se ha sometido a la matriz de datos de compuestos volátiles comunes 151 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos a los vinos antes y después del almacenamiento (Tabla A.I.21) al Análisis de Componentes Principales. Según las Figuras I.61 y I.62, se observó el efecto del almacenamiento en los vinos Chardonnay. Las variables que más se correlacionaron con las componentes principales se indican en la Tabla I.23. De esta forma, las muestras almacenadas durante un año tuvieron una concentración superior de los ésteres derivados del ácido succínico (González-Viñas y col., 1995), ésteres de cadena larga e hidroxiésteres, así como de γ-undecalactona y 4vinilguaiacol a lo largo del almacenamiento para los vinos control e hiperoxigenados, independientemente de las condiciones de almacenamiento. En cambio, se produjo una disminución del acetato de 2-feniletilo. Los derivados furánicos también vieron incrementada su concentración (Pérez-Coello y col., 2003). Todos estos compuestos formaron parte del CP1. Tabla I.23. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en compuestos volátiles de los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006, así como al año de almacenamiento en condiciones de luz y oscuridad. 152 % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 54.7 CP-2 CP-3 Variables Loadings 54.7 heptanoato de etilo succinato de dietilo glutarato de etilo acetato de 2-feniletilo 4-metil-2-hidroxipentanoato de etilo acetato de etilo 2-hidroxi-3-metilbutirato de etilo monosuccinato de dietilo hexanoato de etilo malonato de dietilo lactato de etilo γ-undecalactona furfural furoato de etilo ácido dodecanoico ácido decanoico ácido hexanoico 2-metil-1-butanol metanol 4-vinilguaiacol 0,985 0,970 0,968 -0,955 0,955 0,934 0,932 0,918 0,814 0,799 0,746 0,973 0,960 0,948 -0,953 -0,891 0,885 -0,941 -0,837 0,918 13.3 68.0 2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona (Z)-2-penten-1-ol ß-damascenona 0,919 -0,876 0,811 12.8 80.8 3-metil-1-butanol acetaldehído 0,866 0,729 Resultados y discusión 2,0 VCh6 C VCh6 H VCh6 Cluz-1 VCh6 Hluz-1 VCh6 Cosc-1 VCh6 Hosc-1 CP 2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -1,5 -1,0 -0,5 0,0 0,5 1,0 1,5 CP 1 Figura I.61. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) y al año de almacenamiento (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en el espacio formado por las dos primeras componentes principales (CP1 y CP2) obtenidas en el análisis del contenido de compuesos volátiles. Las diferencias detectadas en cuanto al tratamiento de hiperoxigenación se refiere con carácter previo al almacenamiento están relacionadas con las variables más correlacionadas con el CP2 (Figura I.61), donde una de las características de estos vinos hiperoxigenados fue la concentración menor de ß-damascenona (Tabla A.I.20). Dicho efecto de la hiperoxigenación se mantuvo en el almacenamiento en condiciones de luminosidad entre los vinos control e hiperoxigenados, no mostrando diferencias en condiciones de oscuridad. Cabe destacar cómo los vinos control almacenados en condiciones de luminosidad tuvieron mayores concentraciones de las variables positivamente correlacionadas con el CP-2 (Tabla I.23), mientras que los respectivos vinos hiperoxigenados, así como ambos vinos almacenados en condiciones de oscuridad mantuvieron semejantes concentraciones de compuestos volátiles. De manera independiente al almacenamiento y a sus condiciones, los vinos hiperoxigenados de la variedad Chardonnay poseían en común cantidades menores de 3-metil1-butanol y acetaldehído que los vinos control, correlacionadas con el CP3 (Figura I.62; Tabla I.23) (Escudero y col., 2002; Silva Ferreira y col., 2002a). 153 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos 2,0 VCh6 C VCh6 H VCh6 Cluz-1 VCh6 Hluz-1 VCh6 Cosc-1 VCh6 Hosc-1 CP 3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -1,5 -1,0 -0,5 0,0 0,5 1,0 1,5 CP 1 Figura I.62. Representación de las muestras de vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Chardonnay (Ch) y al año de almacenamiento (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) en el espacio formado por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis del contenido de compuesos volátiles. e) Efecto de la hiperoxigenación en el almacenamiento de los vinos Chardonnay bajo diferentes condiciones (luz y oscuridad) Debido a que las condiciones de almacenamiento llevadas a cabo en los vinos de la variedad Chardonnay fueron diferentes al resto de variedades (condiciones de almacenamiento de luz y oscuridad), se ha estimado oportuno realizar el análisis estadístico de StudentNewman-Keuls aplicado a la matriz de datos de compuestos volátiles identificados en las muestras de vinos control e hiperoxigenados almacenados en condiciones de luz y oscuridad (Tabla A.I.21). Puede observarse que los compuestos volátiles que se diferenciaron por el tratamiento de hiperoxigenación, independientemente del modo de almacenamiento, fueron los ésteres butirato de etilo y hexanoato de etilo y el 1-hexanol con mayor concentración en los vinos hiperoxigenados. Sin embargo, el furfural, causante de pardeamientos no enzimáticos según Calviño y col. (2005), poseía concentraciones superiores en los vinos control, y aún más en su almacenamiento en condiciones de oscuridad. 154 Resultados y discusión Cabe destacar la prevalencia de dioxanos frente a la de dioxolanos en los vinos almacenados. Su valor de concentración es menor en los vinos hiperoxigenados, y a su vez, en el almacenamiento en condiciones de oscuridad. Debido a que su formación se produce como consecuencia de una oxidación (un incremento de acetaldehído), la concentración significativamente superior en los vinos control hace pensar en su mayor grado de oxidación (Cutzach y col., 1999). Cabe destacar la concentración significativamente inferior de dioxolanos y dioxanos en los vinos hiperoxigenados almacenados en condiciones de oscuridad. El derivado trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano agrupó según el tratamiento de Student-Newman-Keuls a los vinos hiperoxigenados independientemente de las condiciones de almacenamiento, con una concentración significativamente inferior. Sin embargo, su concentración es superior en los vinos control almacenados en oscuridad. El umbral de percepción debido a la suma de los isómeros cis y trans de dioxanos y dioxolanos es de 100 mg/L y en ningún caso es superado. Cabe destacar la ausencia de diferencias significativas en el TDN en todas las muestras de vinos analizadas, no superando ninguna el umbral de percepción establecido en 20 μg/L (Simpson, 1978). En general, no existieronn grandes diferencias sobre la fracción aromática en el efecto del tratamiento de hiperoxigenación en función del almacenamiento en condiciones de luz u oscuridad. I.3.3. EFECTO DE LA HIPEROXIGENACIÓN EN EL PERFIL SENSORIAL DE LOS VINOS Los vinos fueron analizados por el panel de catadores expertos en análisis sensorial de vinos, utilizando los atributos que por consenso, previamente habían sido seleccionados como los más idóneos para la descripción de las características sensoriales de los vinos (Tabla I.24). La evaluación de los atributos se realizó mediante una escala no estructurada de 10 cm de longitud, en cuyo extremo izquierdo se situaba la valoración “poca intensidad” y en el extremo derecho la de “elevada intensidad”. 155 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Tabla I.24. Tabla de descriptores olfativo-gustativos y táctiles empleados para el análisis sensorial descriptivo de los vinos blancos de las variedades Airén y Chardonnay de la vendimia 2006. Sensación olfativa Sensación gustativa Sensación táctil Cítricos Amargor Fresco Cuerpo Manzana verde Intensidad dejo Afrutado Calidad dejo Fruta tropical Astringencia Plátano Acidez Impresión global I.3.3.1. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Airén de la vendimia 2006 La Figura I.63 muestra, en forma de diagrama de tela de araña, las intensidades medias otorgadas por los catadores a los diferentes atributos evaluados para cada vino control, hiperoxigenado y macerado-hiperoxigenado de la variedad Airén elaborados en la vendimia 2006. Pese a que no existieron diferencias significativas entre estos vinos tras el tratamiento estadístico de Student-Newman-Keuls de los datos de puntuaciones de cada atributo, puede observarse que el tratamiento de hiperoxigenación propició un incremento en el aroma a plátano y el gusto a fruta tropical, a la vez que se vieron atenuados los atributos de cítricos y manzana verde, tal y como fue observado en vinos de la variedad Riesling por Schneider (1996). Los vinos hiperoxigenados aumentaron el cuerpo y la calidad del dejo, lo cuál se vio reflejado en la mejora de la impresión global de los mismos. La maceración aplicada de manera conjunta con la hiperoxigenación provocó una leve mejora sensorial encaminada hacia una mayor apreciación del aroma a plátano y fruta tropical e incrementando la astringencia y calidad del dejo, siendo dichos vinos los mejor valorados por los catadores. 156 Resultados y discusión Olor a fresco Impresión global 10 Olor a cítricos 8 Calidad del dejo Olor a manzana verde 6 4 Intensidad del dejo Olor afrutado (melocotón, albaricoque) 2 0 Cuerpo Olor a fruta tropical (piña) Astringencia Olor a plátano Acidez Gusto a fruta tropical (piña) VA6 C Gusto a manzana verde Gusto afrutado (melocotón,albaricoque) VA6 H VA6 MH Figura I.63. Análisis sensorial de los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006. I.3.3.2. Evaluación sensorial de los vinos de la variedad Chardonnay de la vendimia 2006 En la Figura I.64 se muestra los atributos olfativos, gustativos y táctiles evaluados en los vinos control e hiperoxigenados de la variedad Chardonnay elaborados en la vendimia 2006. A diferencia de los vinos de la variedad Airén, el tratamiento de hiperoxigenación tuvo un efecto significativo en algunos de los atributos evaluados, según el tratamiento estadístico de “t de Student”. Así, la adición de oxígeno al mosto provocó un aumento significativo del aroma a plátano (al igual que sucedía con los vinos Airén de la misma vendimia), a diferencia de la atenuación significativa sufrida en el atributo olfativo floral, pese a las escasas diferencias significativas detectadas en la familia de terpenos, responsables de dicho atributo (Artajona y col., 1990). Otras diferencias detectadas con motivo del tratamiento de hiperoxigenación a los mostos de la variedad Chardonnay, aunque no significativas, estuvieron encaminadas hacia el incremento del perfil olfato-gustativo en los vinos del atributo afrutado y fruta tropical, atenuándose la astringencia y amargor presente en los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados. Dicha valoración se tradujo en una valoración significativamente mejor de la calidad del dejo y, con ella, de la impresión global de los mismos (Cheynier y col., 1991). 157 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Olor a fresco 10 Impresión global * Calidad del dejo * Intensidad del dejo Olor a manzana verde 8 Olor a flores 6 4 2 Cuerpo Olor afrutado (melocotón, albaricoque) * Olor a fruta tropical (piña) 0 * Astringencia Olor a plátano Amargo Gusto a manzana verde Acidez Gusto afrutado (melocotón,albaricoque) Gusto a fruta tropical (piña) VCh6 C VCh6 H Figura I.64. Análisis sensorial de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006. * Diferencias significativas (α = 0.05) según el test estadístico de “t de Student”. 158 Conclusiones I.4. CONCLUSIONES Los mostos procedentes de las tres variedades de uva utilizadas en este estudio poseían diferencias iniciales en cuanto al perfil polifenólico y cromático se refiere, incluso en función del año de vendimia. Así, los mostos control de la variedad Macabeo fueron los de color más claro ya que poseían el menor contenido en polifenoles totales, especialmente de derivados de ácidos hidroxicinámicos y de flavonoles; en el caso extremo se encontraron los mostos de la variedad Chardonnay, mientras que los de la variedad Airén quedaron en una posición intermedia aunque con bastante similitud con la variedad Macabeo. De forma general, el tratamiento de hiperoxigenación provocó un notable oscurecimiento inicial de los mostos debido a la oxidación y polimerización de compuestos fenólicos que se transformaron en pigmentos pardos, los cuáles posteriormente llegaron a precipitar y pudieron ser retirados al desfangar antes de proceder a la vinificación. Este hecho provocó una disminución del contenido en polifenoles totales en los mostos hiperoxigenados para todas las variedades estudiadas (Airén, Macabeo y Chardonnay), fundamentalmente en la familia de derivados de ácidos hidroxicinámicos. En el caso de los mostos de la variedad Chardonnay, la hiperoxigenación también disminuyó de forma importante el contenido en flavonoles, reduciendo así en gran medida su color amarillo. Las diferencias varietales y de vendimia evidenciadas en los mostos control se trasladaron a sus correspondientes vinos. Así, los vinos control de la variedad Chardonnay mostraron un color más amarillo, con mayor intensidad y pureza cromática, conteniendo mayor cantidad de flavonoles y de ácidos hidroxicinámicos, mientras que los vinos control de Macabeo se caracterizaron por un color amarillo más pálido, sobre todo por un contenido muy bajo en flavonoles; si bien los vinos control de la variedad Airén tuvieron bajas concentraciones de derivados de ácidos hidroxicinámicos, su contenido en flavonoles resultó más variable, por lo que sus características cromáticas estuvieron más próximas a los vinos control de Chardonnay (en el caso de los vinos Airén 2005) o de Macabeo (para los vinos Airén 2004 y 2006) en función de las diferencias observadas en cada vendimia. 159 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos Todos los vinos elaborados con mostos hiperoxigenados pudieron diferenciarse de sus respectivos vinos control gracias a una disminución importante del contenido en derivados de ácidos hidroxicinámicos, principalmente aquellos más importantes por su abundancia (t-GRP, t-caftárico y t- y c-cutárico), lo cuál puede considerarse que es el efecto más notable que provocó la hiperoxigenación de mostos en la composición fenólica de los vinos. Este hecho supone una ventaja en variedades que rinden tonalidades muy amarillas, como es el caso de la variedad Chardonnay, a la cuál el tratamiento de hiperoxigenación hizo disminuir la concentración de flavonoles (pigmentos responsables del marcado color amarillo), hecho que se mantuvo a lo largo del almacenamiento. La maceración aplicada de manera conjunta con la hiperoxigenación en los vinos Airén de la vendimia 2006 condujo a vinos de tonalidades más amarillas y oscuras por un aumento en la concentración de flavonoles. El uso combinado de ambos tratamientos tuvo un efecto adicional de disminución de diversos compuestos fenólicos fácilmente oxidables (tGRP y (+)-catequina), estabilizando al vino frente a futuras oxidaciones. La evolución cromática y fenólica de los vinos procedentes de mostos sometidos al tratamiento de hiperoxigenación durante el almacenamiento no fue tan drástica en comparación con los vinos control elaborados de manera convencional, sobre todo en los derivados del GRP y derivados de ácidos hidroxicinámicos. Por lo tanto, el tratamiento de hiperoxigenación ejerció un efecto positivo sobre la estabilidad del color de los vinos de todas las variedades estudiadas, al menos para un periodo anual de almacenamiento. Por regla general, el tratamiento de hiperoxigenación aplicado a los mostos produjo una mejora sobre la fracción volátil de los vinos blancos, aunque su efecto dependió en gran medida de la variedad y del año de vendimia. De manera general, la aplicación del tratamiento de hiperoxigenación produjo en los vinos un incremento en la concentración de un gran número de compuestos volátiles, tales como ésteres (derivados del ácido succínico e hidroxiésteres), alcoholes (3-metil-1-butanol, 2-metil-1-butanol), compuestos bencénicos (2feniletanol) y alcoholes C6, lo cuál se mantuvo tras el almacenamiento por un periodo anual, aunque con menores diferencias. Igualmente, tampoco se encontraron compuestos propios de oxidación que influyeran negativamente en el aroma de los vinos procedentes de hiperoxigenación, de igual manera que tras el almacenamiento de los vinos. 160 Conclusiones Los resultados anteriores correspondientes a la fracción volátil se complementan con el perfil sensorial de los vinos procedentes de mostos hiperoxigenados, en el que el tratamiento de hiperoxigenación mejoró las notas frutales, fruta tropical y plátano en los vinos, así como produjo una disminución de la astringencia y el amargor de los mismos. Como conclusión general, podría afirmarse que la aplicación del tratamiento de hiperoxigenación a los mostos de uva blanca supone una técnica alentadora a favor de la estabilización del color de los vinos blancos, gracias a la disminución del pardeamiento de los mismos, que se mantuvo incluso tras un año de almacenamiento. Dicho tratamiento no sólo no perjudicó a nivel aromático y sensorial a los vinos, sino que incrementó los atributos sensoriales apreciables en un vino blanco. 161 Capítulo I. Hiperoxigenación de mostos I.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Aladren, E. F. 1995. Hiperoxigenación de mostos: efectos sobre los mostos y vinos, aplicación industrial. Alimentación, Equipos y Tecnología, 14(2), 59-64. Amerine, M. A.; Ough, C. S. 1980. Methods for analysis of musts and wines. John Wiley & Sons. New York. Andrés-Lacueva, C.; Mattivi, F.; Tono, D. 1998. Determination of riboflavin, flavin mononucleotide and flavin-adenine dinucleotide in wine and other beverages by highperfomance liquid chromatography with fluorescence detection. J. Chrom. A, 823, 355-363. Arnold, R. A.; Noble, A. C. 1979. Effect of pomace contact on the flavour of Chardonnay wine. Am. J. Enol. Vitic.,30, 179-181. Artajona, J.; Bobet, R.; Marco J. Sabat F.; Torres, M. A. 1990. Expérience d’hyperoxygénation au Penedes. Rev. Fr. 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Compuesto 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol 3-metil-3-buten-1-ol acetato de isoamilo acetato de hexilo lactato de etilo succinato de dietilo acetato de 2-feniletilo butanoato de etilo octanoato etilo nonanoato de etilo malato de dietilo hexanoato etilo hexanal nonanal ácido isobutírico ácido isovalérico ácido butanoico ácido hexanoico ácido octanoico ácido nonanoico ácido decanoico ácido geránico furfural benzaldehído alcohol bencílico vainillina acetovainillona 2-feniletanol trans-isoeugenol guaiacol cis-óxido de linalilo forma furano trans-óxido de linalilo forma furano linalol α-terpineol citronelol nerol trans-geraniol γ-nonalactona γ-butirolactona whiskey lactona ß-ionol ß-damascenona Concentración Factor respuesta (ppb) Vino Mosto 550 184 75 138 1045 1054 530 1533 1088 164 2030 204 220 576 45 137 184 1044 186 2100 2009 219 2029 216 566 233 524 148 102 2033 304 2107 155 155 118 51 186 200 230 214 126 158 244 153 0,49 0,48 0,48 0,28 0,48 0,72 0,04 0,91 0,99 0,63 1,22 1,00 0,59 1,02 0,78 0,47 0,06 0,41 0,08 0,44 0,61 0,81 0,68 0,80 1,01 0,70 0,82 0,83 1,15 0,98 0,87 0,63 0,45 0,49 0,89 0,77 0,95 0,89 0,77 0,80 0,01 1,01 1,07 0,92 0,53 0,52 0,52 0,84 0,52 0,40 0,79 0,87 1,04 1,38 0,97 0,47 0,56 0,96 0,77 1,01 0,94 0,84 1,38 185 Tabla A.I.2. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los compuestos identificados a 280 nm tales como ácidos benzoicos (ácido gálico) y flavan-3-oles, según el método cromatográfico A. Nº 1 5 9 14 Compuesto ácido gálico (+)-catequina (-)-epicatequina galato de (-)-epicatequina tr (min) 4,8 7,1 10,2 17,3 λmáx (nm) 279 279 279 - M+ (m/z) 291 291 291 M- (m/z) 169 Abreviatura gal cat epi gal epi Tabla A.I.3. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los flavonoles identificados a 360 nm, mediante el método cromatográfico A. Nº 13 15 18 17 19 20 21 22 Compuesto tr (min) λmáx (nm) Quercetina-3-O-glucurónido Quercetina-3-O-glucósido Kaempferol-3-O-glucurónido Kaempferol-3-O-galactósido Kaempferol-3-O-glucósido Isoramnetina-3-O-glucósido Quercetina Kaempferol 17,7 18,4 21,3 20,5 21,9 23,5 29,3 36,8 254, 264, 300, 353 256, 264, 300, 354 265, 300, 325, 348 266, 292, 320, 348 264, 300, 325, 349 254, 264, 300, 354 255, 265, 300, 370 264, 295, 320, 363 Iones molecular y fragmentos (m/z) Ionización Ionización positiva negativa 479, 303 477, 301 465, 303 463, 301 463, 287 461, 285 449, 287 447, 285 449, 287 447, 285 479, 317 477, 315 303 301 287 285 Abreviatura Q-3-glcU Q-3-glc K-3-glcU K-3-gal K-3-glc I-3-glc Q K Tabla A.I.4. Tiempo de retención según el método cromatográfico A, características espectrales y abreviaturas de los ácidos hidroxicinámicos y sus derivados identificados a 320 nm, Nº 3 6 7 10 11 8 12 16 Compuesto trans-caftárico trans-cutárico cis-cutárico trans-fertárico cis-fertárico ácido cafeico ácido cumárico ácido ferúlico tr (min) 6,6 8,8 9,1 10,8 11,3 10,4 14,7 18,0 λmáx (nm) 297, 328 295, 314 294, 309 297, 331 289, 313 296, 323 294, 309 292, 322 M+ (m/z) 163 147 147 177 177 163 147 177 Frag. MS2 145 145 145 145 M- (m/z) 179 163 163 179 163 145 Abreviatura t-caft t-cut c-cut t-fert c-fert caf cum fer Tabla A.I.5. Tiempo de retención, longitud de onda ultravioleta y espectro de masas de la familia de compuestos del GRP y derivados Nº 2 4 7A 11B 11A 12B 16A 12A Compuesto trans-GRP cis-GRP trans-GRP sin ácido tartárico cis-GRP sin ácido tartárico trans-GRP éster monoetílico 1 trans-GRP éster monoetílico 2 trans-GRP éster monoetílico 3 cis-GRP éster monoetílico tr (min) λmáx (nm) M+ (m/z) 5,9 7,8 9,9 12,5 12,4 16,7 19,0 14,9 329 315 321 310 329 315 329 315 618 618 486 486 646 646 646 646 Frag. MS2 543, 489, 264 543, 489, 264 264 357 543, 517, 264 571, 517, 264 571, 517, 264 517 Abreviatura t-GRP c-GRP t-GRP –TH2 c-GRP –TH2 t-GRP 1Et 1 t-GRP 1Et 2 t-GRP 1Et 3 c-GRP 1Et Tabla A.I.6. Evolución durante la fermentación alcohólica de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS presentes en los vinos control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén de la vendimia 2004, y sus desviaciones estándar (n=2). día 0 t-GRP C 55,94 H 33,32 t-caft C 2,06 H 1,94 c-GRP C 8,64 H 8,54 t-cut C 0,61 H 0,16 c-cut C 1,30 H 0,49 nd caf C nd H t-fert C 5,39 H 3,71 c-fert C 1,73 H 1,62 fer C 0,38 H 0,32 nd- no detectado. día 3 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,39 14,99 0,16 0,08 2,07 0,72 0,08 0,08 0,12 0,00 ± ± ± ± ± ± 1,63 0,13 0,45 0,09 0,00 0,00 36,56 7,32 2,89 1,82 8,94 4,49 0,83 0,09 0,67 0,08 1,12 1,17 4,66 2,53 1,56 1,12 0,52 0,41 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± día 7 9,16 0,80 1,55 0,05 1,24 0,67 0,01 0,02 0,28 0,00 0,00 0,19 0,62 0,61 0,31 0,31 0,06 0,01 11,83 4,94 1,93 1,81 5,89 4,48 1,08 0,07 1,47 0,17 1,12 1,05 2,26 1,99 1,18 1,07 0,20 0,17 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± día 9 0,20 0,21 0,01 0,01 0,26 0,03 0,09 0,00 0,09 0,01 0,01 0,00 0,40 0,02 0,15 0,07 0,01 0,00 16,19 4,83 2,25 1,81 7,71 4,42 1,85 0,08 2,06 0,17 1,17 1,05 3,31 1,91 1,53 1,01 0,16 0,20 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± día 12 0,04 0,51 0,04 0,01 0,19 0,02 0,19 0,00 0,11 0,01 0,00 0,00 0,10 0,12 0,13 0,00 0,01 0,00 14,09 4,65 2,12 3,53 6,87 4,21 1,91 0,24 2,05 0,15 1,18 1,04 3,79 2,10 1,70 0,92 0,16 0,19 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,15 0,01 2,44 0,08 0,07 0,06 0,18 0,09 0,02 0,01 0,02 0,19 0,27 0,03 0,04 0,01 0,01 día 14 11,80 5,39 2,19 1,79 4,39 3,97 0,65 0,07 1,47 0,11 1,24 1,08 2,16 2,87 0,76 0,94 0,09 0,11 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,45 0,03 0,03 0,02 0,04 0,06 0,01 0,00 0,00 0,01 0,01 0,01 0,00 0,16 0,01 0,11 0,00 0,00 día 16 12,08 5,29 2,55 1,81 4,62 3,97 1,00 0,08 1,85 0,13 1,28 1,03 2,83 2,55 1,05 1,07 0,10 0,12 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,05 0,07 0,15 0,04 0,20 0,12 0,09 0,01 0,24 0,01 0,02 0,01 0,31 0,46 0,18 0,08 0,00 0,00 día 19 15,88 7,14 4,58 1,82 5,05 4,46 1,81 0,14 2,37 0,18 1,64 1,52 3,88 3,56 1,11 1,47 0,12 0,15 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,17 0,25 0,12 0,01 0,03 0,02 0,21 0,01 0,17 0,01 0,07 0,07 0,36 0,51 0,07 0,00 0,01 0,01 Tabla A.I.6 continuación. Evolución durante la fermentación alcohólica de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS presentes en los vinos control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén de la vendimia 2004, y sus desviaciones estándar (n=2). día 0 gal C H cat C H epi C H gal epi C H Q-3-glcU C H Q-3-glc C H K-3-gal C H K-3-glc C H I-3-glc C H Q C H nd- no detectado. 5,73 5,42 nd nd nd nd nd nd 0,55 0,19 nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd ± ± 0,32 0,16 ± ± 0,03 0,04 día 3 2,58 1,65 1,65 3,55 1,69 3,88 3,48 3,47 0,34 0,38 0,09 nd 0,11 nd nd 0,13 nd nd nd nd ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± día 7 0,71 0,87 0,01 0,43 0,13 1,02 1,03 1,30 0,13 0,07 0,07 ± 0,05 ± 0,02 2,34 1,64 5,83 3,26 9,25 9,13 4,02 4,79 0,47 0,30 0,25 0,05 0,09 0,05 0,04 nd 0,09 0,05 0,13 0,05 día 9 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,19 0,10 0,38 0,12 0,13 0,60 0,32 0,67 0,02 0,01 0,02 0,01 0,00 0,01 0,00 ± ± ± ± 0,00 0,00 0,00 0,02 2,59 1,61 6,81 2,86 9,71 7,10 4,50 4,47 0,48 0,25 0,23 nd 0,08 nd nd nd 0,09 0,04 0,14 nd ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± día 12 0,08 0,01 0,20 0,15 0,79 0,20 0,35 0,01 0,05 0,00 0,01 ± 0,00 ± 0,01 ± 0,00 ± 0,01 2,06 1,26 6,90 2,15 10,28 7,99 4,93 5,43 0,52 0,28 0,31 0,08 0,06 0,05 nd nd 0,11 0,05 0,23 0,05 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,17 0,29 0,33 0,44 0,17 0,01 0,28 0,02 0,09 0,02 0,03 0,00 0,01 ± ± ± ± 0,01 0,00 0,01 0,00 día 14 1,92 0,91 6,07 1,97 9,95 8,57 4,89 3,93 0,47 0,39 0,52 0,07 0,25 0,06 0,04 nd 0,11 0,06 0,27 0,05 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,05 0,14 0,17 0,23 0,54 0,56 0,76 0,01 0,02 0,00 0,00 0,01 0,01 0,00 ± ± ± ± 0,01 0,00 0,01 0,05 día 16 1,71 1,02 6,32 1,97 10,05 8,53 5,07 5,84 0,43 0,25 0,57 0,04 0,17 0,06 0,05 nd 0,11 0,04 0,25 0,14 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,09 0,42 0,29 0,96 1,07 0,20 0,62 0,03 0,04 0,03 0,01 0,02 0,00 0,01 ± ± ± ± 0,00 0,01 0,09 0,08 día 19 1,96 1,19 6,04 1,93 10,15 10,90 4,97 5,14 0,48 0,52 nd nd 0,04 nd nd nd 0,04 nd 0,07 nd ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,05 0,62 0,27 0,94 0,86 0,48 0,98 0,07 0,08 ± 0,01 ± 0,00 ± 0,02 Tabla A.I.7. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) tras la fermentación alcohólica y tras un año de almacenamiento de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004, y sus desviaciones estándar (n=2). VA4 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± VA4 H ± ± ± ± ± ± ± ± ± VA4 C-1 VA4 H-1 15,88 0,17 7,14 0,25 15,34 ± 0,59 5,52 ± 0,07 A t-GRP 4,58 0,12 C 1,82 0,01 A 4,29 ± 0,12 B 1,81 ± 0,00 A t-caft 5,05 0,03 B 4,46 0,02 A 5,86 ± 0,33 C 4,39 ± 0,03 A c-GRP 1,81 0,21 B 0,14 0,01 A 2,51 ± 0,05 C 0,17 ± 0,00 A t-cut 2,37 0,17 C 0,18 0,01 A 1,86 ± 0,14 B 0,19 ± 0,01 A c-cut 1,64 0,07 B 1,52 0,07 AB 1,65 ± 0,01 B 1,42 ± 0,04 A caf 3,88 0,36 3,56 0,51 3,41 ± 0,12 3,16 ± 0,21 t-fert 1,11 0,07 AB 1,47 0,00 C 0,98 ± 0,05 A 1,20 ± 0,09 B c-fert A B C 0,12 0,01 0,15 0,01 0,19 ± 0,00 0,20 ± 0,00 C fer A A nd nd 4,63 ± 0,01 B 4,63 ± 0,01 A t-GRP Et2 1,96 ± 0,07 C 1,19 ± 0,05 A 1,57 ± 0,03 B 1,03 ± 0,07 A gal 6,04 ± 0,62 C 1,93 ± 0,27 A 4,36 ± 0,09 B 1,78 ± 0,11 A cat 10,15 ± 0,94 10,90 ± 0,86 9,45 ± 0,10 10,51 ± 0,92 epi 4,97 ± 0,48 5,14 ± 0,98 4,11 ± 0,02 5,59 ± 0,07 gal epi 0,48 ± 0,07 0,52 ± 0,08 0,42 ± 0,00 0,46 ± 0,06 Q-3-glcU A A A 0,04 ± 0,01 B nd nd nd K-3-gal A A A 0,04 ± 0,00 B nd nd nd I-3-glc A A 0,07 ± 0,02 B nd 0,14 ± 0,02 C nd Q B A C 136,61 ± 0,93 95,30 ± 0,87 176,73 ± 1,03 136,69 ± 0,98 B fenoles totales C A D 41,10 ± 0,51 19,05 ± 0,74 53,6 ± 0,85 34,15 ± 0,50 B DAHC 36,18 ± 2,06 C 19,76 ± 1,47 A 41,73 ± 1,03 D 31,00 ± 0,28 B flavonoles 15,01 ± 1,27 C 9,86 ± 0,70 B 15,90 ± 0,14 C 7,52 ± 0,16 A flavan-3-oles 98,4 ± 0,06 B 98,4 ± 0,05 B 98,10 ± 0,00 B 97,50 ± 0,02 A L* 4,81 ± 0,10 A 5,49 ± 0,03 B 6,03 ± 0,05 C 6,45 ± 0,04 D C* 96,91 ± 0,09 B 98,18 ± 0,11 BC 88,69 ± 0,02 A 96,31 ± 0,09 B h* -0,58 ± 0,02 B 0,78 ± 0,00 D 0,14 ± 0,06 C -0,71 ± 0,08 A a* 4,77 ± 0,08 A 5,44 ± 0,08 B 6,03 ± 0,03 C 6,41 ± 0,00 D b* nd.- no detectado. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. C B C Tabla A.I.8. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B) y tras un año de almacenamiento (1) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2). VA5 LC VA5 LH VA5 BC VA5 BH VA5 BC-1 VA5 BH-1 12,67 ± 0,37 7,66 ± 0,04 16,00 ± 0,88 C 8,17 ± 0,07 A 10,14 ± 0,01 B 7,55 ± 0,01 A t-GRP C B A 2,53 ± 0,02 2,06 ± 0,09 2,49 ± 0,01 2,21 ± 0,10 1,92 ± 0,09 1,84 ± 0,00 A t-caft A 5,83 ± 0,02 4,02 ± 0,06 4,89 ± 0,19 C 3,95 ± 0,05 B 4,85 ± 0,06 C nd c-GRP A 1,38 ± 0,04 0,16 ± 0,01 0,63 ± 0,08 C 0,16 ± 0,06 B 0,65 ± 0,06 C nd t-cut A 1,28 ± 0,03 n.d. 0,16 ± 0,06 C 0,13 ± 0,04 A 0,61 ± 0,02 B nd c-cut 1,29 ± 0,01 1,22 ± 0,00 1,41 ± 0,02 B 1,23 ± 0,02 A 2,26 ± 0,00 C 2,23 ± 0,00 C caf 3,65 ± 0,16 2,11 ± 0,16 4,93 ± 0,35 C 2,33 ± 0,10 B 2,67 ± 0,03 B 1,50 ± 0,02 A t-fert A 1,49 ± 0,00 0,99 ± 0,10 1,63 ± 0,17 C 0,92 ± 0,14 B 1,14 ± 0,06 B nd c-fert A A nd nd nd nd 0,09 ± 0,00 C 0,05 ± 0,00 B cum A A 0,14 ± 0,00 0,14 ± 0,01 0,22 ± 0,02 C 0,16 ± 0,01 B nd nd fer A A A nd nd nd nd 4,05 ± 0,03 B nd t-GRP –TH2 A A A nd nd nd nd 4,55 ± 0,03 B nd t-GRP Et1 A A A nd nd nd nd 3,09 ± 0,03 B nd c-GRP –TH2 A A A nd nd nd nd 3,92 ± 0,01 B nd c-GRP Et1 A A nd nd nd nd 4,29 ± 0,13 C 3,77 ± 0,01 B t-GRP Et2 A A nd nd nd nd 4,17 ± 0,03 B 4,14 ± 0,05 B t-GRP Et3 3,49 ± 0,43 3,14 ± 0,32 3,14 ± 0,13 C 1,41 ± 0,06 B 0,83 ± 0,05 A 0,69 ± 0,04 A gal C B A 1,79 ± 0,27 1,22 ± 0,12 2,07 ± 0,15 1,14 ± 0,11 nc 0,96 ± 0,06 B cat A C A 7,20 ± 0,08 8,89 ± 1,82 9,19 ± 0,47 16,48 ± 1,44 7,03 ± 0,17 13,60 ± 0,51 B epi A A 4,81 ± 0,23 5,56 ± 0,81 5,62 ± 0,02 C 4,58 ± 0,66 B nc nc gal epi 1,16 ± 0,15 0,41 ± 0,10 0,94 ± 0,07 C 0,25 ± 0,01 B 0,33 ± 0,01 B 0,10 ± 0,00 A Q-3-glcU 1,75 ± 0,04 0,47 ± 0,10 1,31 ± 0,11 B 0,22 ± 0,02 A 0,15 ± 0,00 A 0,11 ± 0,00 A Q-3-glc A A 0,30 ± 0,02 0,21 ± 0,05 0,27 ± 0,02 C 0,17 ± 0,01 B nd nd K-3-gal A A 0,38 ± 0,02 0,31 ± 0,07 0,21 ± 0,02 C 0,10 ± 0,02 B nd nd K-3-glc A A 0,15 ± 0,02 0,13 ± 0,02 0,16 ± 0,00 C 0,10 ± 0,00 B nd nd I-3-glc 0,93 ± 0,02 0,34 ± 0,08 1,23 ± 0,48 B 0,44 ± 0,10 AB 0,37 ± 0,03 AB 0,16 ± 0,02 A Q 0,13 ± 0,02 0,13 ± 0,02 0,17 ± 0,10 0,18 ± 0,00 nd nd K nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.8 continuación. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) y vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B) y tras un año de almacenamiento (1) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2). VA5 LC VA5 LH VA5 BC VA5 BH VA5 BC-1 183,87 ± 1,54 149,63 ± 0,98 143,11 ± 3,00 144,30 fenoles totales 202,79 ± 1,09 42,89 ± 1,08 33,82 ± 0,14 40,41 ± 0,43 C 34,07 ± 0,50 A 44,76 DAHC 37,59 ± 1,15 32,72 ± 0,03 29,19 flavonoles 34,74 ± 0,37 C 31,92 ± 1,36 B 16,82 ± 0,83 11,60 ± 0,76 17,66 ± 0,20 B 13,54 ± 0,71 A 13,37 flavan-3-oles 97,15 ± 0,07 98,00 ± 0,14 98,20 ± 0,00 B 96,80 ± 0,00 A 99,20 L* 6,08 ± 0,11 6,87 ± 0,22 4,91 ± 0,00 B 8,42 ± 0,31 C 2,24 C* 85,83 ± 0,73 95,57 ± 0,07 97,59 ± 0,11 94,34 ± 2,72 96,78 h* 0,44 ± 0,08 -0,67 ± 0,01 -0,65 ± 0,01 A -0,65 ± 0,42 B -0,27 a* B 6,06 ± 0,10 6,83 ± 0,21 4,87 ± 0,00 8,39 ± 0,28 C 2,23 b* Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,47 0,58 0,57 0,25 0,00 0,00 0,25 0,01 0,00 VA5 BH-1 D B A C A C A 147,05 36,54 24,53 12,50 99,30 2,41 98,64 -0,36 2,38 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 5,90 1,32 1,25 0,49 0,00 0,01 0,64 0,03 0,01 B A A C A B A Tabla A.I.9. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) y vinos (V) control (C), hiperoxigenados (H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, y sus desviaciones estándar (n=2). MA6 C MA6 H MA6 MH VA6 C VA6 H VA6 MH 19,42 ± 0,20 8,24 ± 0,51 9,01 ± 0,19 14,27 ± 4,09 8,50 ± 0,55 9,61 ± 0,05 t-GRP 2,01 ± 0,26 1,77 ± 0,01 2,40 ± 0,23 4,56 ± 1,40 2,06 ± 0,04 3,48 ± 1,26 t-caft 8,75 ± 0,51 4,31 ± 0,31 4,34 ± 0,09 8,54 ± 1,18 7,64 ± 0,10 7,81 ± 0,05 c-GRP B A A 1,45 ± 0,28 0,09 ± 0,03 0,62 ± 0,01 2,53 ± 0,52 nd nd t-cut AB 0,87 ± 0,00 0,31 ± 0,10 1,37 ± 0,28 1,84 ± 0,12 0,05 ± 0,01 A 3,50 ± 1,31 B c-cut 3,76 ± 0,20 1,99 ± 0,75 2,86 ± 0,75 3,69 ± 0,09 3,14 ± 0,29 3,58 ± 0,63 t-fert 1,45 ± 0,01 0,97 ± 0,34 0,56 ± 0,19 1,27 ± 0,37 1,47 ± 0,11 1,33 ± 0,07 c-fert nd nd nd 0,06 ± 0,02 0,03 ± 0,00 0,08 ± 0,02 cum 3,18 ± 0,13 2,41 ± 0,61 4,36 ± 1,03 1,24 ± 0,26 1,01 ± 0,12 1,06 ± 0,13 gal B 9,75 ± 0,50 3,06 ± 1,01 4,32 ± 0,08 4,95 ± 1,26 0,95 ± 0,08 A 0,48 ± 0,15 A cat 3,35 ± 0,07 nd nd 10,23 ± 2,39 10,16 ± 0,16 10,34 ± 1,02 epi nc nc nc nc nc nc gal epi A 1,85 ± 0,07 1,14 ± 0,33 8,77 ± 0,62 0,92 ± 0,30 0,95 ± 0,00 A 8,65 ± 0,12 B Q-3-glcU A 1,19 ± 0,06 0,41 ± 0,14 3,12 ± 0,09 0,65 ± 0,19 0,27 ± 0,00 A 3,06 ± 0,35 B Q-3-glc B 0,14 ± 0,01 0,09 ± 0,03 0,61 ± 0,01 0,23 ± 0,06 0,11 ± 0,00 A 0,99 ± 0,00 C K-3-gal A A nd nd 0,42 ± 0,02 nd nd 0,36 ± 0,01 B K-3-glcU A A 0,25 0,02 0,19 0,07 1,40 ± 0,00 nd nd 0,72 ± 0,03 B K-3-glc A A 0,04 ± 0,01 0,04 ± 0,00 0,10 0,01 nd nd 0,09 ± 0,00 B I-3-glc B 0,74 ± 0,13 0,05 ± 0,01 0,09 ± 0,00 1,23 ± 0,32 0,44 ± 0,17 A 2,37 ± 0,05 C Q A A 0,02 ± 0,00 nd 0,03 ± 0,00 nd nd 0,55 ± 0,06 B K 151,76 ± 11,18 296,74 ± 0,40 173,85 ± 10,62 B fenoles totales 172,09 ± 14,76 143,45 ± 2,58 A 175,46 ± 4,04 B B 38,17 ± 3,70 92,89 ± 0,07 55,24 ± 3,65 DAHC 55,88 ± 5,53 36,23 ± 0,46 A 59,90 ± 0,94 B A flavonoles 42,88 ± 5,48 39,49 ± 3,67 100,94 ± 0,13 43,56 ± 3,84 36,38 ± 1,02 A 51,94 ± 0,69 B 22,59 ± 2,67 22,31 ± 2,68 25,61 ± 1,45 15,87 ± 1,09 11,82 ± 0,37 13,84 ± 1,38 flavan-3-oles 81,13 ± 2,93 74,45 ± 2,62 47,28 ± 13,47 98,53 ± 0,18 99,03 ± 0,04 98,38 ± 0,39 L* 20,81 ± 0,34 35,34 ± 1,12 51,28 ± 6,82 5,20 ± 0,04 5,10 ± 0,48 6,52 ± 0,86 C* A 86,40 ± 0,57 82,64 ± 0,55 75,13 ± 3,57 91,84 ± 1,39 95,82 ± 0,04 B 94,61 ± 0,01 B h* 1,31 ± 0,23 4,53 ± 0,48 12,94 ± 1,34 -0,17 ± 0,13 -0,52 ± 0,05 -0,53 ± 0,07 a* 20,77 ± 0,32 35,05 ± 1,07 49,57 ± 7,40 5,19 ± 0,04 5,07 ± 0,48 6,49 ± 0,86 b* nd.- no detectado; nc.- no cuantificable. Diferentes letras en la misma línea suponen diferencias significativas (α = 0.05) de acuerdo con el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.10. Concentración (mg/L) de los compuestos fenólicos mediante HPLC-MS de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) elaborados en la bodega (B) experimental de la variedad Airén (A), en las tres vendimias 2004-2006, y sus desviaciones estándar (n=2). VA4 C t-GRP t-caft c-GRP t-cut c-cut caf t-fert c-fert cum fer gal cat epi gal epi Q-3-glcU Q-3-glc K-3-gal K-3-glc I-3-glc Q K fenoles totales DAHC flavonoles flavan-3-oles L* C* h* a* b* 15,88 4,58 5,05 1,81 2,37 1,64 3,88 1,11 nd 0,12 1,96 6,04 10,15 4,97 0,48 nd 0,04 nd 0,04 0,07 nd 136,61 41,10 36,18 15,01 98,4 4,81 96,91 -0,58 4,77 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,17 0,12 0,03 0,21 0,17 0,07 0,36 0,07 VA4 H B B A B C D C A A ± ± ± ± ± ± 0,01 0,07 0,62 0,94 0,48 0,07 B B B A B AB A ± 0,01 A A ± ± 0,00 0,02 A A A ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,93 0,51 2,06 1,27 0,06 0,10 0,09 0,02 0,08 B C B C BC A B B A 7,14 1,82 4,46 0,14 0,18 1,52 3,56 1,47 nd 0,15 1,19 1,93 10,90 5,14 0,52 nd nd nd nd nd nd 95,30 19,05 19,76 9,86 98,4 5,49 98,18 0,78 5,44 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,25 0,01 0,02 0,01 0,01 0,07 0,51 0,00 VA5 BC A A A A A BC C B A ± ± ± ± ± ± 0,01 0,05 0,27 0,86 0,98 0,08 C A A A B AB A A A B A A ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,87 0,74 1,47 0,70 0,05 0,03 0,11 0,00 0,08 A A A A BC A B A A 16,00 2,49 4,89 0,63 0,16 1,41 4,93 1,63 nd 0,22 3,14 2,07 9,19 5,62 0,94 1,31 0,27 0,21 0,16 1,23 0,17 149,63 40,41 34,74 17,66 98,20 4,91 97,59 -0,65 4,87 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,88 0,01 0,19 0,08 0,06 0,02 0,35 0,17 VA5 BH B A A A B C D C A ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,13 0,15 0,47 0,02 0,07 0,11 0,02 0,02 0,00 0,48 0,10 0,98 0,43 0,37 0,20 0,00 0,00 0,11 0,01 0,00 D C A A B B C C C C C B B C B D B A B AB A 8,17 2,21 3,95 0,16 0,13 1,23 2,33 0,92 nd 0,16 1,41 1,14 16,48 4,58 0,25 0,22 0,17 0,10 0,10 0,44 0,18 143,11 34,07 31,92 13,54 96,80 8,42 94,34 -0,65 8,39 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,10 0,05 0,06 0,04 0,02 0,10 0,14 VA6 C A A A A A B B A A ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,06 0,11 1,44 0,66 0,01 0,02 0,01 0,02 0,00 0,10 0,00 3,00 0,50 1,36 0,71 0,00 0,31 2,72 0,42 0,28 C A A B B A A B B C AB B B B B BC A B AB C B 14,27 4,56 8,54 2,53 1,84 nd 3,69 1,27 0,06 nd 1,24 4,95 10,23 nc 0,92 0,65 0,23 nd nd 1,23 nd 173,85 55,24 43,56 15,87 98,53 5,20 91,84 -0,17 5,19 ± ± ± ± ± 4,09 1,40 1,18 0,52 0,12 VA6 H B B B C B A ± 0,09 ± 0,37 ± 0,02 A A C A ± 0,26 ± 1,26 ± 2,39 A B A A ± 0,30 ± 0,19 ± 0,06 B B C A A ± 0,32 C A ± ± ± ± ± ± ± ± ± 10,62 3,65 3,84 1,09 0,18 0,04 1,39 0,13 0,04 C D C CD C A A D A 8,50 2,06 7,64 nd 0,05 nd 3,14 1,47 0,03 nd 1,01 0,95 10,16 nc 0,95 0,27 0,11 nd nd 0,44 nd 143,45 36,23 36,38 11,82 99,03 5,10 95,82 -0,52 5,07 nd.- no detectado; nc- no cuantificable. Diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls. ± 0,55 ± 0,04 ± 0,10 A A B A ± 0,01 A A ± 0,29 ± 0,11 ± 0,00 A B B A ± 0,12 ± 0,08 ± 0,16 A A A A ± 0,00 ± 0,00 ± 0,00 B A B A A ± 0,17 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,58 0,46 1,02 0,37 0,04 0,48 0,04 0,05 0,48 AB A B B B AB D A B B A Tabla A.I.11. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B) y tras un año de almacenamiento de la variedad Macabeo (Mb) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2). VMb5 LC t-GRP t-caft c-GRP t-cut c-cut caf t-fert c-fert cum fer t-GRP –TH2 t-GRP Et1 c-GRP –TH2 c-GRP Et1 t-GRP Et2 t-GRP Et3 gal cat epi gal epi Q-3-glcU Q-3-glc fenoles totales DAHC flavonoles flavan-3-oles L* C* h* a* b* 23,37 4,68 5,05 2,44 5,17 1,27 2,93 0,74 nd nd nd nd nd nd nd 4,39 3,07 0,90 6,88 4,46 nd nd 169,82 54,10 44,98 11,14 98,35 4,95 87,05 0,26 4,94 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,43 0,09 0,01 0,07 0,22 0,00 0,01 0,01 0,09 0,07 0,01 0,02 0,04 3,04 1,06 1,44 1,69 0,07 0,16 1,21 0,09 0,16 VMb5 LH 8,19 2,05 3,76 0,16 0,11 1,10 1,45 0,43 nd 0,12 nd nd nd nd nd nd 2,06 0,65 6,93 3,45 0,12 nd 134,62 28,63 28,41 7,64 98,95 4,91 97,92 -0,68 4,87 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,09 0,00 0,04 0,00 0,01 0,01 0,01 0,06 ± 0,00 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,08 0,02 0,11 0,87 0,00 6,84 1,77 2,04 1,28 0,07 0,10 0,43 0,02 0,11 VMb5 BC 23,23 6,88 4,95 2,73 5,30 1,39 3,10 0,70 nd 0,13 nd nd nd nd nd 3,94 1,60 1,35 8,03 4,24 nd nd 160,97 56,14 46,22 14,30 98,40 4,18 97,51 -0,55 4,14 ± ± ± ± ± ± ± ± VMb5 BH 1,54 0,23 0,15 0,08 0,36 0,03 0,28 0,04 B D B B C B C C ± 0,00 C A A A A A D ± ± ± ± ± 0,07 0,34 0,09 0,34 1,55 B B B C A A ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,46 1,10 2,30 0,01 0,00 0,01 0,04 0,01 0,00 C C C D B C A B C 8,83 2,36 3,80 0,14 0,20 1,17 1,60 0,41 nd 0,14 nd nd nd nd nd nd 1,27 1,15 9,36 3,06 0,09 nd 130,50 30,96 29,40 10,22 97,75 5,48 96,93 -0,66 5,44 VMb5 BC-1 0,08 0,09 0,01 0,01 0,01 0,00 0,03 0,00 A B A A A A B A ± 0,01 B A ± ± ± ± ± ± ± ± A A A A A ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,31 0,19 0,04 0,01 4,91 1,49 1,62 0,76 0,07 0,01 0,06 0,00 0,01 B B C B B A A A A B A D A A D 10,53 3,26 5,52 2,80 2,00 2,35 1,54 0,61 0,05 nd 9,18 8,62 7,69 7,61 8,20 0,28 0,52 nd 6,31 nc nd 0,08 146,72 57,24 36,35 11,63 99,70 2,24 101,25 -0,27 1,37 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,25 0,07 0,18 0,22 0,05 0,00 0,01 0,04 0,10 ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,04 0,06 0,04 0,02 0,01 0,01 ± 0,26 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 2,64 0,91 0,91 0,25 0,00 0,00 0,64 0,01 0,01 VMb5 BH-1 A C C B B D B B A C C C B B C A A A A A B B C B C D A C D A 7,90 1,83 3,59 0,09 0,06 2,22 0,90 0,45 nd nd 7,56 7,59 7,46 nd 7,81 0,15 0,57 nd 7,65 nc nd 0,12 127,72 36,31 26,38 9,03 99,50 2,41 100,15 -0,33 1,83 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,48 0,01 0,02 0,00 0,00 0,00 0,03 0,01 ± 0,01 ± 0,00 ± 0,01 ± 0,01 ± 0,00 ± 0,02 ± 0,23 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 2,48 0,49 0,45 0,00 0,00 0,01 0,35 0,01 0,01 A A A A A C A A A B B B A B B A A B A A B A B A A C B B C B nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.12. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) y tras un año de almacenamiento (1) en condiciones de luz y oscuridad (osc) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, y sus desviaciones estándar (n=2). VCh6 C t-GRP t-caft c-GRP t-cut c-cut caf t-fert c-fert cum fer t-GRP –TH2 t-GRP Et1 c-GRP Et1 t-GRP Et2 t-GRP Et3 gal cat epi gal epi Q-3-glcU K-3-glc Q K fenoles totales DAHC flavonoles flavan-3-oles L* C* h* a* b* 12,64 8,36 nd 4,85 3,79 2,75 1,20 3,91 0,81 1,00 nd nd nd nd nd 1,18 3,11 8,71 nc 1,48 0,42 3,24 0,87 281,36 101,39 80,04 21,82 96,65 10,88 95,46 -1,03 10,82 ± 0,09 ± 0,14 ± ± ± ± ± ± ± 0,85 0,34 0,05 0,13 0,29 0,01 0,05 ± 0,01 ± 0,21 ± 0,74 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,16 0,01 0,00 0,08 15,45 4,20 5,20 2,16 0,42 0,63 0,68 0,07 0,63 VCh6 H B B A B C A A C C C A A A A A C A A B C B C B B B D B A A 8,59 2,51 nd 1,35 1,78 2,62 0,87 3,10 0,46 0,89 nd nd nd nd nd 0,83 1,69 7,92 nc 1,60 0,30 2,00 0,70 198,84 57,21 44,18 13,93 94,65 11,77 93,97 -0,82 11,75 ± 0,38 ± 0,38 ± ± ± ± ± ± ± 0,13 0,34 0,02 0,07 0,08 0,04 0,01 ± 0,01 ± 0,02 ± 0,38 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,16 0,01 0,30 0,05 24,09 11,48 12,65 0,21 0,49 0,05 0,42 0,09 0,05 VCh6 Cluz-1 A A A A AB A A B A B A A A A A B A A B B A B A A A BC A A A 12,37 10,91 5,42 5,21 2,11 3,23 3,88 1,28 1,17 1,25 10,03 6,59 3,75 5,79 5,48 1,32 nd 10,37 13,44 nd nd 1,87 0,36 280,34 104,06 60,15 12,33 96,40 13,97 96,42 -1,57 13,88 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,61 0,12 0,29 0,07 0,03 0,17 0,07 0,02 0,02 0,05 0,05 0,07 0,04 0,01 0,07 ± 0,77 ± 0,84 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,08 0,01 0,62 2,14 0,45 0,25 0,42 0,44 1,98 0,52 0,38 VCh6 Hluz-1 B C C B B B C A D D C C C C D A B B A A A A B B AB B B B B 8,67 3,71 4,48 2,17 1,23 2,70 2,93 1,11 0,56 0,67 5,25 4,39 4,35 4,64 4,17 0,86 nd 9,11 11,66 nd nd 1,73 0,42 205,90 65,11 38,44 8,68 97,33 10,87 97,92 -1,50 10,76 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,40 0,84 0,15 0,25 0,07 0,04 0,05 0,09 0,03 0,04 0,37 0,06 0,09 0,17 0,16 0,03 ± 0,29 ± 0,79 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,32 0,06 22,05 10,06 7,96 0,49 0,11 0,41 0,02 0,06 0,41 VCh6 Cosc-1 A A B A A A B A B A B B B BC BC A A B A A A A A A A A B A A 11,95 10,81 5,46 4,65 2,35 3,18 3,55 1,57 1,25 1,21 10,01 6,06 4,31 4,92 4,81 1,12 nd 10,87 13,61 nd nd 1,81 0,34 280,56 104,76 61,44 15,63 96,25 14,57 96,86 -1,75 14,46 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,10 0,69 0,18 0,22 0,05 0,05 0,35 0,16 0,01 0,02 0,15 0,65 0,09 1,05 0,82 0,36 ± 0,22 ± 0,86 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,19 0,04 4,66 0,16 0,45 0,49 0,35 0,84 1,79 0,55 0,78 VCh6 Hosc-1 B C C B B B C A E D C C C BC CD A B B A A A A B B AB C B B B 8,60 3,53 4,41 1,39 1,30 2,68 2,90 1,16 0,60 0,72 5,08 4,44 4,34 4,24 3,61 0,91 nd 8,48 11,64 nd nd 1,43 0,37 205,90 64,76 37,47 11,11 97,10 11,78 97,38 -1,51 11,68 nd- no detectado; nc- no cuantificable. Diferentes letras en cada línea denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls. ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,36 0,58 0,04 0,16 0,07 0,04 0,09 0,04 0,02 0,05 0,04 0,11 0,10 0,03 0,01 0,02 ± 0,10 ± 0,32 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,55 0,07 15,22 7,59 5,69 0,00 0,14 0,16 0,05 0,01 0,16 A A B A A A B A B A B B C B B A A B A A A A A A A B B A A Tabla A.I.13. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)), y sus desviaciones estándar (n=2). MA4 t-GRP MA5 MA6 MMb5 MCh6 D AB B C B 55,94 ± 0,39 9,29 ± 0,09 19,42 ± 0,20 37,37 ± 3,80 19,98 ± 0,62 C A AB AB AB 33,32 ± 14,99 C nd 8,24 ± 0,51 7,55 ± 0,01 9,38 ± 1,03 H B B B D C 2,06 ± 0,16 1,78 ± 0,03 2,01 ± 0,26 5,15 ± 0,34 4,47 ± 0,29 t-caft C B A B B B 1,94 ± 0,08 nd 1,77 ± 0,01 1,82 ± 0,07 1,99 ± 0,07 H D B D E CD 8,64 ± 2,07 4,04 ± 0,06 8,75 ± 0,51 13,72 ± 0,87 6,64 ± 0,03 c-GRP C D A B B BC 8,54 ± 0,72 nd 4,31 ± 0,31 3,62 ± 0,01 5,33 ± 0,20 H A A B C B 0,61 ± 0,08 0,21 ± 0,01 1,45 ± 0,28 3,75 ± 0,31 1,61 ± 0,25 t-cut C A A A A A 0,16 ± 0,08 nd 0,09 ± 0,03 0,17 ± 0,00 0,57 ± 0,24 H B A AB D C 1,30 ± 0,12 0,09 ± 0,02 0,87 ± 0,00 3,83 ± 0,50 2,54 ± 0,51 c-cut C AB A A A AB 0,49 ± 0,00 0,18 ± 0,01 0,31 ± 0,10 0,10 ± 0,15 0,55 ± 0,58 H C A A A BC 5,39 ± 1,63 1,02 ± 0,24 3,76 ± 0,20 1,90 ± 0,15 4,45 ± 0,03 t-fert C B A A A B 3,71 ± 0,13 0,88 ± 0,03 1,99 ± 0,75 0,25 ± 0,09 3,41 ± 0,08 H D AB A BC C 1,73 ± 0,45 0,50 ± 0,10 1,45 ± 0,01 0,79 ± 0,08 1,08 ± 0,08 c-fert C D AB A A BC 1,62 ± 0,09 0,31 ± 0,10 0,97 ± 0,34 0,13 ± 0,05 0,77 ± 0,16 H C A A A A 0,38 ± 0,00 nd nd nd nd fer C B A A A A 0,32 ± 0,00 nd nd nd nd H E A C B D 5,73 ± 0,32 1,01 ± 0,02 3,18 ± 0,13 1,94 ± 0,25 4,35 ± 0,10 gal C E A B A C 5,42 ± 0,16 1,07 ± 0,08 2,41 ± 0,60 1,09 ± 0,00 3,33 ± 0,10 H A A F A E nd 0,70 ± 0,12 9,75 ± 0,50 1,17 ± 0,09 8,16 ± 0,24 cat C A B C A D nd 2,05 ± 0,06 3,06 ± 1,01 nd 5,73 ± 0,36 H A A D B C nd nd 3,35 ± 0,07 1,85 ± 0,03 2,28 ± 0,08 epi C A A A A nd B nd nd nd 1,93 ± 0,04 H A A A C nd A nd nc 3,56 ± 1,06 nd gal epi C A C A B A nd 3,47 ± 0,06 nc 2,60 ± 0,00 nd H nd.- no detectado; nc.- no cuantificable. Para cada compuesto (C e H), diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.13 continuación. Concentración de los compuestos fenólicos (mg/L) identificados mediante HPLC-MS, responsables del color de los mostos (M) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)), y sus desviaciones estándar (n=2). MA4 Q-3-glcU Q-3-glc K-3-gal K-3-glc I-3-glc Q K fenoles totales DAHC flavonoles flavan-3-oles L* C* h* a* b* C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H 0,55 0,19 nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd 171,57 105,52 47,80 21,11 35,82 25,18 24,31 22,07 96,90 86,30 8,53 27,31 93,39 88,21 -0,50 0,85 8,52 27,30 MA5 ± 0,03 ± 0,04 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,74 7,23 0,89 3,15 2,86 4,55 5,69 1,12 1,03 1,04 0,00 0,51 0,30 0,22 0,10 0,09 0,08 0,20 B A A A A A A A A A A A A A C B C A B A B AB DE CD A C CDE BC A B A C 0,51 0,12 0,69 nd 0,09 nd 0,19 nd 0,05 nd 0,05 nd nd 0,04 85,87 102,94 21,54 23,19 18,42 21,81 10,09 8,03 99,20 97,00 4,01 8,62 98,43 96,39 -0,59 -0,96 3,96 8,57 MA6 ± 0,11 ± 0,01 ± 0,12 ± 0,01 ± 0,04 ± 0,01 ± 0,03 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 1,71 6,14 0,87 1,83 1,35 1,96 2,41 0,14 0,00 0,14 0,01 0,04 0,44 0,03 0,03 0,01 0,00 0,04 B A C A B A B A B A A A A AB AB B A A A A AB A E DE A A E DE A A A A 1,85 1,14 1,19 0,41 0,14 0,09 0,25 0,19 0,04 0,04 0,74 0,05 0,02 nd 172,09 151,76 55,88 38,17 42,88 39,49 22,59 22,31 81,13 74,45 20,81 35,34 86,40 82,64 1,31 4,53 20,77 35,05 MMb5 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,33 0,06 0,14 0,01 0,03 0,02 0,07 0,01 0,00 0,13 0,01 0,00 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 14,76 11,18 5,53 3,70 5,48 3,67 2,67 2,68 2,93 2,62 0,34 1,12 0,57 0,55 0,23 0,48 0,32 1,07 D C D B C B B B B B C A A A C C D B B B AB AB BC B B D B B B C B D 0,20 nd 0,16 nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd 88,99 66,74 20,94 15,64 17,48 14,70 14,90 13,33 96,10 90,30 7,64 18,95 91,91 84,96 -0,55 1,67 7,63 18,87 ± 0,03 ± 0,01 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,35 11,51 0,27 2,31 0,22 1,80 2,41 3,10 0,00 0,00 0,26 0,06 2,08 0,14 0,16 0,05 0,27 0,06 MCh6 A A A A A A A A A A A A A A AB A A A A A AB AB DE DE A B CD B A B A B 3,95 2,23 3,02 1,32 0,67 0,44 1,24 0,77 0,10 0,07 0,35 0,12 0,27 0,08 337,05 247,64 95,27 61,41 84,66 56,81 19,88 20,12 37,68 31,75 44,14 38,86 70,78 68,22 14,53 14,04 41,68 36,14 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,05 0,03 0,07 0,17 0,01 0,02 0,01 0,02 0,02 0,00 0,04 0,04 0,02 0,04 16,11 16,41 3,64 3,34 4,39 4,25 6,73 6,27 1,38 9,69 1,65 7,75 0,09 5,56 0,48 0,64 1,59 8,57 F E E D E D D C D C B A C B E D E D D C AB AB A A E DE A A D D D D nd.- no detectado; nc.- no cuantificable. Para cada compuesto (C e H), diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.14. Concentración (mg/L) de los compuestos fenólicos mediante HPLC-MS de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades estudiadas (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) elaboradas en bodega experimental (B), y sus desviaciones estándar (n=2). VA4 t-GRP VA5 B VA6 VMb5 B VCh6 16,00 ± 0,88 14,27 ± 4,09 23,23 ± 1,54 12,64 ± 0,09 BC C 15,88 ± 0,17 A AB AB AB 7,14 ± 0,25 8,17 ± 0,07 8,50 ± 0,55 8,83 ± 0,08 8,59 ± 0,38 AB H t-caft B A B C 4,58 ± 0,12 2,49 ± 0,01 4,56 ± 1,40 6,88 ± 0,23 8,36 ± 0,14 D C A 1,82 ± 0,01 2,21 ± 0,10 A 2,06 ± 0,04 A 2,36 ± 0,09 A 2,51 ± 0,38 A H B A 5,05 ± 0,03 4,89 ± 0,19 B 8,54 ± 1,18 D 4,95 ± 0,15 B nd c-GRP C B B C B A 4,46 ± 0,02 3,95 ± 0,05 7,64 ± 0,10 3,80 ± 0,01 nd H CD 1,81 ± 0,21 0,63 ± 0,08 A 2,53 ± 0,52 DE 2,73 ± 0,08 E 4,85 ± 0,85 F t-cut C A A 0,14 ± 0,01 0,16 ± 0,06 AB nd 0,14 ± 0,01 A 1,35 ± 0,13 BC H C 2,37 ± 0,17 0,16 ± 0,06 B 1,84 ± 0,12 B 5,30 ± 0,36 E 3,79 ± 0,34 D c-cut C A 0,18 ± 0,01 0,13 ± 0,04 A 0,05 ± 0,01 A 0,20 ± 0,01 A 1,78 ± 0,34 B H C A 1,64 ± 0,07 1,41 ± 0,02 ABC nd 1,39 ± 0,03 ABC 2,75 ± 0,05 D caf C BC A 1,52 ± 0,07 1,23 ± 0,02 B nd 1,17 ± 0,00 B 2,62 ± 0,02 D H D 3,88 ± 0,36 4,93 ± 0,35 E 3,69 ± 0,09 A 3,10 ± 0,28 C 1,20 ± 0,13 A t-fert C CD B A A 3,56 ± 0,51 2,33 ± 0,10 3,14 ± 0,29 1,60 ± 0,03 0,87 ± 0,07 A H B 1,11 ± 0,07 1,63 ± 0,17 C 1,27 ± 0,37 BC 0,70 ± 0,04 A 3,91 ± 0,29 E c-fert C C 1,47 ± 0,00 0,92 ± 0,14 AB 1,47 ± 0,11 C 0,41 ± 0,00 A 3,10 ± 0,08 D H A A A nd nd 0,06 ± 0,02 B nd 0,81 ± 0,01 D cum C A A A nd nd 0,03 ± 0,00 AB nd 0,46 ± 0,04 C H B A 0,12 ± 0,01 0,22 ± 0,02 C nd 0,13 ± 0,00 B 1,00 ± 0,05 E fer C B A 0,15 ± 0,01 0,16 ± 0,01 B nd 0,14 ± 0,01 B 0,89 ± 0,01 D H D 1,96 ± 0,07 3,14 ± 0,13 E 1,24 ± 0,26 ABC 1,60 ± 0,34 C 1,18 ± 0,01 ABC gal C ABC BC AB ABC 1,19 ± 0,05 1,41 ± 0,06 1,01 ± 0,12 1,27 ± 0,01 0,83 ± 0,01 A H D 6,04 ± 0,62 2,07 ± 0,15 AB 4,95 ± 1,26 C 1,35 ± 0,09 A 3,11 ± 0,21 B cat C AB 1,93 ± 0,27 1,14 ± 0,11 A 0,95 ± 0,08 A 1,15 ± 0,31 A 1,69 ± 0,02 AB H A 9,19 ± 0,47 A 10,23 ± 2,39 A 8,03 ± 0,34 A 8,71 ± 0,74 A epi C 10,15 ± 0,94 A 16,48 ± 1,44 B 10,16 ± 0,16 A 9,36 ± 0,19 A 7,92 ± 0,38 A H 10,90 ± 0,86 BC A A 4,97 ± 0,48 5,62 ± 0,02 C nc 4,24 ± 1,55 BC nc gal epi C C A A 5,14 ± 0,98 4,58 ± 0,66 BC nc 3,06 ± 0,04 B nc H nd.- no detectado; nc.- no cuantificable. Para cada compuesto (C e H), diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls. C C C D Tabla A.I.14 continuación. Concentración (mg/L) de los compuestos fenólicos mediante HPLC-MS de los vinos (V) control (C) e hiperoxigenados (H) de todas las variedades (Airén (A), Macabeo (Mb) y Chardonnay (Ch)) estudiadas elaboradas en bodega experimental (B), y sus desviaciones estándar (n=2). VA4 Q-3-glcU Q-3-glc K-3-gal K-3-glc I-3-glc Q K fenoles totales DAHC flavonoles flavan-3-oles L* C* h* a* b* C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H 0,48 0,52 nd nd 0,04 nd nd nd 0,04 nd 0,07 nd nd nd 136,61 95,30 41,10 19,05 36,18 19,76 15,01 9,86 98,4 98,4 4,81 5,49 96,91 98,18 -0,58 0,78 4,77 5,44 VA5 B ± 0,07 ± 0,08 B B A ± 0,01 ± 0,00 ± 0,02 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,93 0,87 0,51 0,74 2,06 1,47 1,27 0,70 0,06 0,05 0,10 0,03 0,09 0,11 0,02 0,00 0,08 0,08 A A A A A B A A A A A AB A B A B A C A CDE CDE AB B BC C C B AB B 0,94 0,25 1,31 0,22 0,27 0,17 0,21 0,10 0,16 0,10 1,23 0,44 0,17 0,18 149,63 143,11 40,41 34,07 34,74 31,92 17,66 13,54 98,20 96,80 4,91 8,42 97,59 94,34 -0,65 -0,65 4,87 8,39 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± VA6 0,07 0,01 0,11 0,02 0,02 0,01 0,02 0,02 0,00 0,00 0,48 0,10 0,10 0,00 0,98 3,00 0,43 0,50 0,37 1,36 0,20 0,71 0,00 0,00 0,00 0,31 0,11 2,72 0,01 0,42 0,00 0,28 C AB D AB D C C B D C B A B B BC BC B B B AB D BC CD B AB C BC AB BC D AB C 0,92 0,95 0,65 0,27 0,23 0,11 nd nd nd nd 1,23 0,44 nd nd 173,85 143,45 55,24 36,23 43,56 36,38 15,87 11,82 98,53 99,03 5,20 5,10 91,84 95,82 -0,17 -0,52 5,19 5,07 ± ± ± ± ± ± VMb5 B 0,30 0,00 0,19 0,00 0,06 0,00 ± 0,32 ± 0,17 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 10,62 2,58 3,65 0,46 3,84 1,02 1,09 0,37 0,18 0,04 0,04 0,48 1,39 0,04 0,13 0,05 0,04 0,48 C C C B D B A A A A B A A A C BC C B B B CD AB DE E B B A BC E C B B nd 0,09 nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd 160,97 130,50 56,14 30,96 46,22 29,40 14,30 10,22 98,40 97,75 4,18 5,48 97,51 96,93 -0,55 -0,66 4,14 5,44 ± 0,01 VCh6 A A A A A A A A A A A A A A ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,46 4,91 1,10 1,49 2,30 1,62 0,01 0,76 0,00 0,07 0,01 0,01 0,04 0,06 0,01 0,00 0,00 0,01 BC B C B B AB BC A CDE C A B BC BC C BC A B 1,48 1,60 nd nd nd nd 0,42 0,30 nd nd 3,24 2,00 0,87 0,70 281,36 198,84 101,39 57,21 80,04 44,18 21,82 13,93 96,65 94,65 10,88 11,77 95,46 93,97 -1,03 -0,82 10,82 11,75 ± 0,16 ± 0,16 D D A ± 0,01 ± 0,01 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 0,30 0,08 0,05 15,45 24,09 4,20 11,48 5,20 12,65 2,16 0,21 0,42 0,49 0,63 0,05 0,68 0,42 0,07 0,09 0,63 0,05 A A A E D A A E D D C E D D C D B E BC B A D E BC AB A B D E nd.- no detectado; nc.- no cuantificable. Para cada compuesto (C e H), diferentes letras denotan diferencias significativas (α = 0,05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.15. Concentración (µg/L) de los compuestos volátiles minoritarios en los vinos control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004. butanoato de etilo acetato de 3-metilbutilo hexanoato de etilo acetato de hexilo lactato de etilo octanoato de etilo 3-hidroxibutirato de etilo 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo decanoato de etilo succinato de dietilo 9-decenoato de etilo diacetato de 1,3-propanediol 4-hidroxibutirato de etilo acetato de 2-feniletilo malato de dietilo glutarato de etilo monosuccinato de dietilo Total ésteres 2-metil-1-propanol 4-metil-1-pentanol 3-metil-1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 3-(metiltio)-1-propanol Total alcoholes 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol (E)-2-hexen-1-ol Total alcoholes C6 VA4 C VA4 H 236,88 2613,24 1096,78 162,00 139,64 1235,86 73,71 6,30 192,78 237,51 35,70 46,53 536,76 64,35 61,95 43,47 40,95 6824,41 131,32 14,21 40,18 1,47 25,08 212,26 343,11 36,48 179,04 7,20 565,83 226,17 2628,99 1021,14 169,92 639,76 1278,56 130,41 10,08 118,32 471,38 105,06 61,38 750,33 73,26 68,44 53,55 37,31 7844,06 240,10 24,99 55,37 0,98 25,12 346,56 655,62 35,04 177,12 6,24 874,02 Tabla A.I.15 continuación. Concentración (µg/L) de los compuestos volátiles minoritarios en los vinos control (C) e hiperoxigenados (H) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2004. ácido acético ácido isobutírico ácido butanoico ácido 3-metil butanoico ácido hexanoico ácido 3-hexenoico ácido 2-hexenoico ácido octanoico ácido decanoico ácido decenoico ácido dodecanoico ácido glutamico ácido hexadecanoico Total ácidos benzaldehído 2-metil-dihidro-3(2H)-tiofenona metilbenzaldehído 2-metoxifenol alcohol bencílico 2-feniletanol fenol 4-vinilguaiacol 2-metoxi-4-(1-propenil)-fenol 2,3-dihidrobenzofurano ácido benzoico ácido benzeneacético vainillina acetovainillona Total compuestos bencénicos t-geraniol γ-butirolactona pantolactona β-damascenona tetrahidro-6-propil-2H-piran-2-ona tr.- trazas VA4 C VA4 H 105,54 78,42 16,56 372,28 1327,48 4,40 4,40 2336,91 738,48 119,68 52,36 12,32 81,60 5250,43 0,70 1,68 tr 1,26 36,90 6008,38 2,94 79,38 2,94 23,50 47,00 21,00 4,16 12,42 6242,26 1,54 0,02 3,20 0,92 26,79 90,19 130,74 22,96 591,63 1436,16 6,60 8,80 2256,39 618,12 259,76 30,60 12,32 50,32 5514,59 1,40 2,16 tr 1,26 21,32 7996,80 2,94 61,11 1,96 22,00 32,00 13,30 4,20 13,80 8174,21 1,56 0,03 4,00 0,90 47,76 Tabla A.I.16. Concentración (µg/L) de los ésteres presentes en los vinos (V) de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1), y sus desviaciones estándar (n=2). VA5 B butanoato de etilo acetato de 3-metilbutilo hexanoato de etilo acetato de hexilo lactato de etilo octanoato de etilo 3-hidroxibutirato de etilo 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo decanoato de etilo succinato de dietilo 9-decenoato de etilo diacetato de 1,3-propanediol 4-hidroxibutirato de etilo acetato de 2-feniletilo malato de dietilo glutarato de etilo monosuccinato de dietilo Total ésteres nd.- no detectado. C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H C H 294,50 267,98 4285,84 2437,43 1509,26 1125,50 231,75 215,39 192,76 828,01 1589,46 909,00 15,06 16,38 2,94 4,88 305,31 142,12 60,36 78,36 16,95 60,28 73,01 89,53 1698,57 2833,14 329,22 322,96 36,14 11,42 49,73 60,24 99,91 9,51 10790,76 9412,15 VA5 L 293,44 322,56 3985,28 3011,55 1447,16 1304,76 335,54 283,83 151,10 919,79 1413,68 1253,76 11,71 17,91 3,38 6,93 211,98 231,46 47,00 61,22 153,80 106,53 70,33 133,62 1376,52 1888,91 251,37 190,15 13,77 4,92 4,16 26,01 17,09 29,50 9787,31 9793,42 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 4,92 38,60 286,62 262,06 77,41 154,46 0,05 18,39 11,21 259,12 47,76 17,51 1,06 1,42 0,52 1,15 10,91 5,47 7,16 2,61 9,69 3,74 6,03 21,91 17,40 124,42 7,37 5,62 1,91 0,05 1,36 4,25 4,09 13,42 273,99 878,66 VA5 B-1 98,31 65,45 394,15 202,41 891,75 623,76 20,13 24,22 30,84 88,67 1156,22 923,01 16,55 17,25 18,26 26,81 132,96 164,47 1524,80 2536,77 11,69 54,28 nd nd nd 85,76 82,39 nd 1475,01 834,30 nd nd 6861,34 7912,56 12714,44 13559,72 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,98 0,70 7,40 0,74 8,90 6,59 2,16 1,46 0,84 5,00 21,89 15,52 0,54 1,17 0,34 0,38 18,63 7,38 45,54 89,60 0,12 1,14 ± 0,86 ± 2,27 ± 60,94 ± 29,08 ± ± ± ± 158,67 522,78 0,03 625,11 VMb5 B 302,33 282,57 2255,84 1734,36 825,65 1335,10 113,08 197,43 447,29 689,27 935,83 1082,02 81,78 51,16 6,78 6,60 185,76 210,48 104,32 107,42 22,89 30,34 74,36 68,20 1397,66 1806,77 56,22 97,94 73,21 29,90 64,63 90,86 45,99 115,20 6993,62 7935,61 VMb5 L 224,91 221,10 2920,52 5423,98 1095,42 1387,31 100,59 255,29 199,45 457,22 1119,69 1232,22 52,25 27,55 5,18 7,12 237,33 264,06 56,89 33,04 49,90 50,18 89,29 74,54 3220,37 2234,54 97,33 169,78 15,82 7,66 15,03 9,39 22,50 15,99 9522,47 11870,96 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 12,10 9,00 822,87 995,61 3,89 15,57 27,96 25,47 36,08 76,54 17,90 8,43 1,95 1,63 0,54 0,00 28,12 19,14 6,40 3,39 1,01 1,20 3,59 0,63 425,56 70,14 19,15 6,20 4,69 0,18 6,38 4,14 2,90 1,50 404,02 847,84 VMb5 B-1 85,21 85,97 94,75 111,80 661,58 697,15 4,22 3,35 39,49 77,60 757,37 750,76 81,69 51,99 22,50 27,38 103,07 125,65 2513,53 2871,58 12,43 12,30 nd nd 12,95 nd nd 42,93 2031,90 1318,92 nd nd 8324,33 8941,64 14745,03 15119,03 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,10 0,87 2,18 1,98 18,25 14,15 0,18 0,11 0,85 2,87 16,71 128,35 0,36 1,76 0,54 0,25 1,96 33,81 66,31 56,79 0,67 1,32 ± 0,40 ± 0,96 ± 73,88 ± 19,75 ± ± ± ± 743,09 149,01 919,10 255,01 Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de los alcoholes alifáticos presentes en los mostos (M) y vinos (V) de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio (L) y bodega experimental (B), y al año de almacenamiento (1), y sus desviaciones estándar (n=2). MA5 2-metil-1-propanol 4-metil-1-pentanol 3-metil-1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 3-(metiltio)-1propanol Total alcoholes 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol (E)-2-hexen-1-ol C 12,26 H C nd H C nd H C nd H C 0,46 H C 12,73 H C 1387,44 H C 42,76 H C 196,68 H C 559,22 H C 2186,10 H Total alcoholes C6 nd.- no detectado. tr.- trazas. VA5 B 108,05 263,66 11,31 11,94 42,51 31,25 1,60 4,22 57,34 264,32 220,81 575,40 628,04 1434,71 33,36 23,39 237,47 229,30 tr 5,71 898,87 1693,10 VA5 L 151,76* 182,58* 19,45 14,48 44,81 34,64 0,96 7,47 12,63 58,98 229,61 298,16 701,79 1024,95 39,80 36,69 248,39 213,80 4,35 5,31 994,33 1280,75 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 6,11 5,23 3,86 0,42 2,13 0,29 0,08 0,07 3,31 1,16 3,35 5,74 7,29 129,20 2,10 3,65 1,60 9,01 0,19 0,85 6,98 133,70 VA5 B-1 178,61 189,67 9,43 9,16 26,91 22,85 2,19 2,17 5,29 27,14 222,43 250,98 342,08 677,59 11,43 5,01 98,91 86,82 1,31 3,56 453,74 772,98 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 15,40 11,71 1,01 0,66 0,19 0,17 0,05 0,12 0,42 0,54 16,23 12,12 0,31 10,09 0,54 0,13 0,00 0,85 0,19 0,15 0,42 9,22 MMb5 VMb5 B 576,24 303,84 324,23 11,25 27,41 40,39 44,74 1,46 3,58 78,61 87,61 435,56 487,56 717,49 887,54 34,71 38,29 210,12 220,57 tr 2,68 320,77 287,27 nd nd nd 3,28 579,52 1108,61 34,75 224,04 3,17 1370,57 VMb5 L 462,49 858,69 9,06 11,55 37,56 26,40 3,62 5,67 48,81 73,93 512,73 902,31 523,94 661,34 15,79 16,89 171,93 169,78 1,14 1,34 712,81 849,34 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,10 9,79 0,90 0,24 0,42 3,63 0,27 0,05 8,58 4,97 8,23 18,69 22,63 92,20 0,15 1,28 1,12 20,40 0,13 0,06 21,52 113,93 VMb5 B-1 276,96 267,98 10,22 8,22 33,81 20,77 2,16 2,15 6,92 8,94 330,06 308,05 295,55 399,77 5,68 5,84 72,47 79,70 1,10 1,50 374,80 486,82 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 13,95 15,39 0,08 0,11 0,37 0,40 0,22 0,15 0,18 0,14 13,90 15,37 6,45 0,20 0,66 0,04 0,65 0,19 0,11 0,08 7,65 174,81 Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de los ácidos alifáticos presentes en los vinos de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental, y al año de almacenamiento, y sus desviaciones estándar (n=2). MA5 ácido acético ácido isobutírico ácido butanoico ácido isovalerico ácido hexanoico ácido 4-hexenoico ácido 2-hexenoico ácido octanoico ácido nonanoico ácido decanoico ácido 9-decenoico ácido dodecanoico ácido glutámico ácido hexadecanoico Total ácidos nd- no detectado. C nd H C 7,71 H C 0,53 H C 4,74 H C 92,92 H C 3,93 H C 55,55 H C 12,89 H C 9,09 H C 18,25 H C nd H C 11,46 H C nd H C 89,60 H C 306,68 H VA5 B 1,12 0,78 77,21 102,11 13,90 11,34 621,29 640,86 2205,94 1663,79 5,94 20,76 13,74 35,52 4477,42 2735,22 17,35 8,39 1707,69 811,88 95,24 208,65 32,63 12,07 10,35 3,12 52,99 68,43 9332,80 6322,91 VA5 L 3,08 1,75 103,49 128,51 13,58 14,73 672,67 702,82 1927,48 1741,28 6,65 8,22 17,88 31,31 3289,10 2881,28 8,54 16,56 985,64 1063,32 486,99 389,00 36,45 63,79 1,66 2,20 60,04 51,50 7613,24 7096,29 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,52 0,44 10,09 21,37 0,74 1,81 21,07 27,92 113,55 229,60 0,20 0,32 2,64 1,39 95,09 262,52 0,21 1,05 8,89 59,80 27,66 1,53 7,70 5,08 0,04 0,28 0,85 6,52 162,74 600,09 VA5 B-1 0,55 1,04 7,68 12,84 11,78 7,30 248,45 251,27 1255,26 883,79 5,37 4,05 6,34 9,14 2547,12 1948,62 nd nd 583,93 668,93 nd nd nd nd nd nd nd nd 4666,48 3786,98 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,10 0,13 0,62 0,15 0,63 5,88 0,28 36,39 45,39 0,71 0,11 0,35 0,97 102,98 98,08 MMb5 1,00 34,24 1,16 8,80 88,61 4,25 23,68 16,83 tr ± 4,00 ± 17,99 51,50 nd 38,00 nd 195,74 ± 149,37 ± 125,69 463,81 VMb5 B 1,58 1,47 110,91 84,74 15,77 13,14 535,94 408,11 1576,59 1516,11 5,14 6,63 10,63 9,25 2597,96 2558,02 11,96 8,05 915,68 966,72 36,63 50,53 24,24 50,24 3,65 3,28 44,22 28,54 5890,90 5704,81 VMb5 L 1,50 1,70 127,93 109,44 18,47 19,60 580,40 469,65 1754,77 1796,01 4,65 5,61 6,82 9,22 3041,12 3062,05 16,39 2,30 1028,55 1096,37 189,68 273,56 112,56 77,67 3,44 6,18 87,94 75,96 6974,23 7005,32 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,64 0,15 6,71 3,18 0,60 0,63 16,87 29,71 260,61 152,64 0,24 0,66 0,48 1,91 681,90 336,28 0,78 0,42 245,22 106,36 63,73 3,22 87,57 4,46 0,99 0,31 25,12 29,42 1376,48 601,47 VMb5 B-1 0,45 1,05 8,49 9,88 10,13 9,45 194,33 146,90 914,28 980,63 nd nd 10,33 9,10 1810,56 2047,65 nd nd 417,56 629,33 nd nd nd nd nd nd nd nd 3366,13 3833,97 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 0,04 0,31 0,37 0,44 0,70 1,44 1,53 38,09 21,26 ± ± ± ± 0,73 1,46 42,69 44,19 ± 1,28 ± 9,29 ± 78,04 ± 73,65 Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de los ácidos alifáticos presentes en los vinos de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental, y al año de almacenamiento, y sus desviaciones estándar (n=2). MA5 benzaldehído 2-metil-dihidro3(2H)-tiofenona 2-metoxifenol alcohol bencílico 2-feniletanol fenol 4-vinilguaiacol 2-metoxi-4-(1propenil)-fenol 2,3dihidrobenzofurano ácido benzoico ácido fenilacético vainillina acetovainillona Total bencénicos C H C H C H C H C H C H C H C 1,22 H C H C H C H C H C H VA5 L VA5 B-1 2,84 2,89 5,51 4,02 1,36 1,79 2,69 3,48 3,65 0,90 ± ± ± ± ± 0,10 0,23 0,35 0,01 0,20 1,47 37,51 44,84 11009,79 21328,39 7,13 1,30 26,09 62,04 7805,91 8239,66 1,47 ± ± ± ± ± ± 0,29 1,38 2,66 914,90 1800,91 0,87 3,05 6,26 220,82 94,50 4,96 8,70 94,28 135,09 3,41 ± ± ± ± 10,71 9,14 46,68 0,11 3,33 3,60 ± 0,68 nd nd 67,07 41,01 ± 4,67 nd 3,74 46,58 16,15 10,10 11,18 2,09 2,21 23,47 15,34 16,14 16,41 36,40 8,97 14,67 1,51 2,32 15,76 15,39 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,38 2,00 2,39 1,48 3,09 0,04 0,18 0,03 0,22 nd 17,01 21,65 13,39 18,93 nd nd nd nd 11439,23 21534,32 8020,98 8541,64 ± ± 894,73 1839,60 nd nd 31,05 98,52 nd 3,53 H C VA5 B 22,61 5,43 22,44 nd 187,86 nd.- no detectado. tr.- trazas. 6,72 6,06 1,14 1,29 nd nd 63,16 61,94 8402,01 12488,38 5,73 nd 52,56 46,34 nd 8561,72 12644,58 ± ± ± ± 0,11 0,87 0,02 0,13 MMb5 VMb5 B 4,71 5,53 7,96 7,07 5,94 1,13 13,63 8,37 8,94 4,96 0,95 ± ± ± ± ± 0,37 0,16 0,44 0,71 0,22 1,03 33,34 36,31 6880,61 7466,87 tr 0,56 17,55 21,66 8700,27 9271,98 nd ± ± ± ± ± 0,35 0,13 2,66 1203,86 278,39 1,06 tr 122,98 115,14 2,89 nd 61,86 40,62 2,32 ± ± ± 0,16 1,55 0,45 2,53 2,49 ± nd 35,59 20,91 ± 21,22 27,62 20,37 5,52 6,35 0,58 0,75 27,48 11,64 11,77 37,76 28,58 6,56 8,89 0,88 0,85 11,89 8,65 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,94 15,26 0,66 0,01 0,44 0,16 0,21 3,23 0,46 7150,34 7696,11 8883,51 9409,07 ± ± 1230,03 273,37 nd nd ± ± ± ± ± 1,72 0,23 225,76 1413,88 0,27 ± ± 2,66 3,13 ± ± ± ± 4,06 3,70 0,99 1,11 34,48 194,85 nd nd 20,92 5,88 15,69 nd ± ± 221,61 1406,72 277,59 VMb5 L VMb5 B-1 18,20 29,22 1,50 0,68 nd ± ± ± ± 0,03 0,16 0,06 0,01 ± ± ± ± 7,08 0,59 264,03 245,92 nd 27,05 28,65 nd ± ± ± 2,58 1,35 0,34 nd ± 6,74 nd ± nd 33,05 17,21 10,19 10,65 nd nd nd nd ± ± ± ± ± 3,54 1,46 0,44 0,80 6590,53 8055,23 ± ± 251,24 250,29 nd 78,84 67,94 6441,71 7900,88 nd Tabla A.I.16 continuación. Concentración (µg/L) de otros compuestos volátiles minoritarios presentes en los vinos de las variedades Airén (A) y Macabeo (Mb) de la vendimia 2005, elaborados a escala laboratorio y bodega experimental, y al año de almacenamiento, y sus desviaciones estándar (n=2). MA5 t-geraniol γ-butirolactona pantolactona tetrahidro-6-propil-2H-piran-2-ona β-damascenona nd.- no detectado. tr.- trazas. C H C H C H C H C H 0,59 nd nd nd 0,80 VA5 B 2,10 1,02 0,02 0,02 4,34 5,28 0,16 0,20 1,85 0,64 VA5 L 1,80 2,50 0,02 0,18 3,11 4,04 0,07 0,08 1,08 1,07 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,25 0,41 0,00 0,01 1,75 2,27 0,01 0,00 0,22 0,21 VA5 B-1 nd nd nd nd 10,60 7,71 0,20 0,39 nd nd MMb5 VMb5 B tr 0,72 1,64 0,10 0,11 6,17 5,15 0,28 0,27 tr 0,78 0,01 ± ± ± ± 1,29 0,23 0,02 0,04 nd nd tr VMb5 L 1,97 2,46 0,03 0,03 1,35 1,02 0,39 0,26 0,71 0,83 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,15 0,69 0,00 0,00 0,36 0,11 0,08 0,06 0,16 0,23 VMb5 B-1 nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd Tabla A.I.17. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los mostos (M) control (C), hiperoxigenados (H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). MA6 H MA6 MH MA6 C A B 2-hexanol 2,51 ± 0,23 A 2,33 ± 0,05 3,20 ± 0,02 B 1-hexanol 51,98 ± 1,94 A 556,39 ± 12,88 C 526,98 ± 6,98 (E)-3-hexen-1-ol 1,29 ± 0,21 2,33 ± 2,00 4,98 ± 0,53 B C (Z)-3-hexen1-ol 19,40 ± 0,46 A 25,09 ± 0,25 35,97 ± 2,91 B A (E)-2-hexen-1-ol 60,03 ± 6,86 C 31,26 ± 0,62 13,36 ± 0,79 C B (Z)-2-hexen-1-ol 0,78 ± 0,06 A 3,70 ± 0,10 1,70 ± 0,04 C B 135,98 ± 8,83 A 621,09 ± 9,96 586,20 ± 3,76 Total alcoholes C6 C A linalol 0,84 ± 0,12 B 1,97 ± 0,20 nd A B hotrienol 0,31 ± 0,04 C tr 0,18 ± 0,03 A B α-terpineol 0,14 ± 0,09 A tr 0,86 ± 0,15 A B citronelol 0,28 ± 0,19 A nd 1,46 ± 0,24 A B nerol nd tr 1,28 ± 0,42 A A B geraniol 1,14 ± 0,02 A 3,00 ± 0,08 8,71 ± 1,45 A B ácido geránico nd ± nd 9,82 ± 1,94 A A B 2,72 ± 0,46 A 4,96 ± 0,12 22,32 ± 3,03 Total terpenos monooxigenados 2,6-dimetil-3,7-octadien-2,6-diol 1,72 ± 0,27 2,50 ± 0,84 2,20 ± 0,16 A B 3,7-dimetil-1,7-octadien-3,6-diol 2,58 ± 0,64 A 2,74 ± 0,64 11,31 ± 2,38 A B 3,7-dimetil-1,6-octadien-3-ol nd nd 0,37 ± 0,09 A A B cis-óxido de linalilo forma furano nd tr 0,11 ± 0,02 A AB B epoxilinalol 0,48 ± 0,27 A 0,87 ± 0,24 1,39 ± 0,00 A B 4,78 ± 0,64 A 6,11 ± 1,25 15,37 ± 2,43 Total terpenos polioxigenados A B ß-damascenona nd nd 0,12 ± 0,01 A A B 3-oxo-α-ionol nd nd 1,75 ± 0,37 A A B nd nd 1,86 ± 0,38 Total C13-norisoprenoides A nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.17 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los mostos (M) control (C), hiperoxigenados (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). MA6 C MA6 H MA6 MH benzaldehído 3,28 ± 0,16 3,57 ± 0,36 4,01 ± 0,59 A B bencenacetaldehído tr 0,45 ± 0,45 2,91 ± 0,17 A etil benzaldehído 1,14 ± 0,50 nd 1,08 ± 0,63 4-vinilguaiacol 3,41 ± 0,73 4,71 ± 0,56 5,69 ± 0,75 alcohol bencílico 34,28 ± 1,73 40,90 ± 0,58 51,29 ± 7,48 2-fenil etanol 43,68 ± 3,99 A 153,43 ± 15,97 B 214,34 ± 25,88 C B A ácido benzoico 63,51 ± 6,34 B 49,68 ± 3,05 23,07 ± 4,02 A B ácido 4-hidroxi-3-metoxi-benzoico nd nd 191,49 ± 1,62 A A B isoeugenol nd nd 9,75 ± 0,73 A C B vainillina 8,26 ± 1,17 A 41,21 ± 0,74 27,32 ± 2,76 A B acetovainillona nd nd 16,19 ± 0,62 A A B metil vainillil éter nd nd 4,25 ± 0,22 A zingerona nd nd 0,12 ± 0,01 157,56 ± 0,48 A 293,95 ± 12,97 B 551,52 ± 39,04 C Total compuestos bencénicos C A hexanal 0,42 ± 0,01 B 3,30 ± 0,19 nd B A 2-hexenal 11,02 ± 1,89 B 9,77 ± 0,10 3,63 ± 0,95 nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.18. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y macerado-hiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). VA6 H VA6 MH VA6 C C A B 93,59 ± 1,53 60,90 ± 1,27 71,04 ± 3,19 butirato de etilo B A B 2,38 ± 0,08 1,47 ± 0,25 2,91 ± 0,23 3-metil butanoato de etilo 2,25 ± 0,59 2,01 ± 0,23 1,41 ± 0,20 pentanoato de etilo C B A 767,59 ± 1,24 587,36 ± 19,38 545,49 ± 0,28 hexanoato de etilo A AB B 71,58 ± 0,52 90,39 ± 9,71 100,28 ± 3,25 acetato de hexilo A AB B tr 1,06 ± 0,47 2,11 ± 0,53 piruvato de etilo 3,87 ± 0,74 4,84 ± 0,46 4,10 ± 0,32 3-hexanoato de etilo B A C 4,60 ± 0,20 4,02 ± 0,10 5,18 ± 0,01 acetato de 3-hexen-1-ol A B B nd 2,88 ± 0,32 1,87 ± 0,49 heptanoato de etilo A B C 8,21 ± 0,33 23,78 ± 1,23 27,07 ± 0,56 lactato de etilo A A B 4,43 ± 0,49 3,92 ± 0,05 5,75 ± 0,13 octanoato de metilo 0,89 ± 0,32 1,41 ± 0,62 0,87 ± 0,10 2-hidroxi-3-metil butanoato de etilo B 1636,28 ± 26,57 A A 2516,41 ± 64,28 1741,83 ± 115,93 octanoato de etilo C B A 6,91 ± 0,32 5,27 ± 0,48 3,61 ± 0,21 hexanoato de pentilo 1,56 ± 0,09 1,18 ± 0,27 1,14 ± 0,15 2-hidroxi-4-metil-pentanoato de metilo C A B 3,64 ± 0,02 2,51 ± 0,12 3,21 ± 0,00 nonanoato de etilo 7,82 ± 0,91 8,94 ± 0,83 8,53 ± 0,33 4-metil-2-hidroxi-pentanoato de etilo A B B nd 1,34 ± 0,43 1,07 ± 0,09 diacetato de 1,2-etanediol A B B 3,37 ± 2,52 20,09 ± 0,79 20,59 ± 1,24 2-hidroxi propanoato de pentilo 1,48 ± 0,02 1,83 ± 0,24 2,56 ± 0,53 decanoato de metilo B A B 851,48 ± 29,13 644,02 ± 30,82 807,39 ± 3,50 decanoato de etilo A B B nd 1,00 ± 0,17 0,91 ± 0,10 butanedioato de etil metilo 16,44 ± 1,41 12,87 ± 2,06 13,04 ± 0,57 octanoato de 3-metil butilo 9,71 ± 0,25 8,31 ± 2,01 6,26 ± 0,13 acetato de 1,3-propanediol A A B 251,60 ± 3,96 255,94 ± 16,78 329,17 ± 21,71 succinato de dietilo B B A 574,47 ± 41,91 568,00 ± 7,76 259,70 ± 47,91 9-decenoato de etilo 1,81 ± 0,75 0,94 ± 0,18 1,09 ± 0,05 4-metil octanoato de metilo C B A 714,60 ± 25,09 492,84 ± 6,02 436,65 ± 3,41 4-hidroxi butirato de etilo 31,30 ± 1,69 25,07 ± 2,82 26,92 ± 1,13 laurato de etilo A A B 36,05 ± 3,99 36,71 ± 1,46 53,52 ± 1,26 acetato de 1,3-propanodiol A B B nd 20,64 ± 2,67 15,62 ± 0,77 3-hidroxihexanoato de etilo nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.18 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). VA6 C VA6 H VA6 MH B A A 49,14 ± 1,51 28,68 ± 2,00 25,92 ± 1,46 malato de dietilo A A B 14,55 ± 0,09 12,28 ± 1,45 18,43 ± 1,02 3-hidroxi dodecanoato de etilo B B A 42,91 ± 1,55 45,06 ± 2,17 31,58 ± 0,96 glutarato de etilo AB 3132,85 ± 208,19 B 2494,13 ± 31,77 A 2750,32 ± 2,26 monosuccinato de dietilo B 740,04 ± 55,59 637,44 ± 35,86 B 389,26 ± 13,22 A acetato de 2-fenil etilo 0,23 ± 0,04 0,22 ± 0,05 0,26 ± 0,01 3-metiltiopropanoato de etilo 9967,75 ± 287,34 B 7745,61 ± 72,55 A 7716,66 ± 73,24 A Total ésteres A 2-metil-1-propanol 234,17 ± 2,77 119,41 ± 8,99 91,44 ± 2,95 A B B 1-butanol 13,06 ± 0,21 13,18 ± 0,44 10,60 ± 0,29 A B A 1-pentanol 3,42 ± 0,08 3,50 ± 0,38 7,34 ± 0,43 B A B 3-metil-3-buten-1-ol 1,33 ± 0,02 1,22 ± 0,07 1,00 ± 0,06 A B A 1-hepten-4-ol nd nd 1,04 ± 0,22 B A C 4-metil-1-pentanol 2,65 ± 0,22 12,79 ± 0,20 11,87 ± 0,30 B A B (Z)-2-penten-1-ol 0,85 ± 0,11 1,27 ± 0,14 1,66 ± 0,03 C A B 3-metil-1-pentanol 47,88 ± 0,36 47,89 ± 0,64 31,48 ± 0,38 A B B 3-etoxi-1-propanol 1,30 ± 0,37 2,12 ± 0,07 1,20 ± 0,03 A A 3-octanol 0,97 ± 0,34 1,59 ± 0,09 1,75 ± 0,02 B 1-octen-3-ol tr 0,30 ± 0,01 0,32 ± 0,11 B A B 1-heptanol 7,61 ± 0,51 8,15 ± 0,90 1,61 ± 0,10 A B B butadienol tr 2,28 ± 0,26 2,18 ± 0,06 B A A 2-etil-1-hexanol 1,07 ± 0,36 1,18 ± 0,10 1,01 ± 0,01 A A A 1-octanol 4,19 ± 0,01 1,64 ± 0,91 3,02 ± 0,04 AB B 3-metil tiopropanol 15,05 ± 0,57 16,66 ± 4,04 17,41 ± 3,13 333,54 ± 3,71 233,16 ± 17,24 B 184,92 ± 6,89 A Total alcoholes C B 1-hexanol 233,11 ± 11,41 A 382,12 ± 7,84 382,52 ± 2,34 B A (E)-3-hexen-1-ol 13,64 ± 0,95 5,51 ± 0,44 7,32 ± 0,34 A B A (Z)-3-hexen1-ol 62,61 ± 0,55 24,20 ± 0,49 23,40 ± 1,71 A B C (Z)-2-hexen-1-ol 1,02 ± 0,18 2,77 ± 0,01 1,48 ± 0,01 B A B 310,38 ± 11,65 A 414,60 ± 7,88 414,72 ± 4,41 B Total alcoholes C6 nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.18 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). VA6 C VA6 H VA6 MH acido acético 0,37 ± 0,12 0,50 ± 0,12 0,42 ± 0,02 B B A ácido isobutírico 9,00 ± 0,08 8,33 ± 0,19 7,45 ± 0,42 A B B acido butírico tr 9,01 ± 1,01 8,45 ± 0,81 C A acido isovalérico 328,08 ± 6,57 224,70 ± 15,10 B 151,36 ± 1,93 A ácido hexanoico 940,84 ± 10,43 B 654,91 ± 46,93 A 636,56 ± 57,82 A B B (E)-ácido 3-hexenoico tr 21,89 ± 2,54 19,58 ± 0,46 A C B (E)-ácido 2-hexenoico nd 20,87 ± 1,03 10,04 ± 1,32 B 1427,32 ± 6,65 A ácido octanoico 2614,37 ± 23,33 C 1493,79 ± 3,91 A ácido decanoico 1084,94 ± 15,79 B 725,62 ± 45,16 A 724,70 ± 24,79 B A A ácido dodecanoico 124,27 ± 6,70 97,97 ± 2,44 78,45 ± 9,81 A A B ácido bis-(2-etilhexil) hexanedioico nd nd 109,16 ± 10,89 ácido 3-metil tiopropanoico 0,48 ± 0,20 0,49 ± 0,11 0,96 ± 0,03 A 5102,36 ± 62,67 B 3258,08 ± 70,56 A 3174,46 ± 108,40 Total ácidos linalol 4,84 ± 0,21 4,33 ± 0,73 3,43 ± 0,35 hotrienol tr 1,00 ± 0,51 1,20 ± 0,23 B A AB α-terpineol 1,89 ± 0,22 1,20 ± 0,07 1,52 ± 0,02 A B C citronelol tr 1,27 ± 0,24 2,59 ± 0,12 B A A ácido geránico 40,17 ± 2,63 25,60 ± 1,47 24,75 ± 0,35 B A A 46,90 ± 2,62 33,40 ± 0,09 33,50 ± 0,37 Total terpenos monooxigenados A A B cis-óxido de linalilo forma furano tr tr 0,59 ± 0,04 B A C 2,7-dimetil-4,5-octandiol 5,99 ± 0,22 5,08 ± 0,15 9,06 ± 0,21 A B B 2,6-dimetil-3,7-octadien-2,6-diol 9,09 ± 0,42 15,75 ± 1,95 14,75 ± 0,34 A A B 3,7-dimetil-1-octen-3,7-diol nd nd 6,66 ± 1,02 A B C 3,7-dimetil-1,7-octadien-3,6-diol nd 5,50 ± 1,70 12,22 ± 2,10 A B C 15,09 ± 0,20 26,33 ± 3,51 43,29 ± 1,16 Total terpenos polioxigenados nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.18 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). VA6 H VA6 MH VA6 C 1,4-dimetil benceno 4,28 ± 1,70 2,46 ± 0,43 2,35 ± 0,23 fenilacetato de etilo 6,79 ± 0,37 4,02 ± 1,36 6,85 ± 0,24 B A C alcohol bencílico 51,40 ± 1,74 43,23 ± 2,46 67,01 ± 1,37 B A 2-fenil etanol 13401,53 ± 900,67 7254,88 ± 54,09 6270,34 ± 124,27 A A C B benzotiazol nd 40,95 ± 1,01 23,57 ± 2,11 A B C benzaldehído tr 2,46 ± 0,34 8,98 ± 0,25 A A B 2-fenil benceneacetato de etilo nd tr 4,64 ± 0,23 ácido benzoico 49,90 ± 4,79 53,78 ± 1,50 56,48 ± 2,93 A C B benzenopropanoato de etilo nd 20,75 ± 0,06 12,55 ± 1,31 C B A ácido fenilacético 32,23 ± 2,66 25,44 ± 0,50 20,28 ± 0,58 A B B guaiacol nd 4,07 ± 0,32 3,68 ± 0,25 B A A 4-vinilguaiacol 138,30 ± 10,81 45,76 ± 0,50 42,74 ± 1,43 acetofenona nd 0,87 ± 0,67 1,45 ± 0,37 B 1172,38 ± 49,45 A 4-metoxifenol 6053,13 ± 61,05 1487,66 ± 209,94 A B A B 2,3-dihidro-benzofurano 122,44 ± 33,48 nd 73,11 ± 18,15 A B B zingerona nd 1,16 ± 0,35 1,19 ± 0,08 A B C metil vainillil éter nd 7,51 ± 0,63 29,50 ± 1,67 A 8112,36 ± 106,24 A Total compuestos bencénicos 19860,01 ± 944,24 B 8679,71 ± 1,92 A B B furfural tr 1,44 ± 0,39 1,86 ± 0,14 5-etoximetilfurfural 19,23 ± 1,55 36,80 ± 2,40 35,65 ± 1,35 B B A furoato de etilo 3,00 ± 0,58 2,47 ± 0,03 1,14 ± 0,12 A B B 22,23 ± 2,13 40,71 ± 2,03 38,64 ± 1,33 Total furánicos γ-butirolactona 0,21 ± 0,00 0,22 ± 0,06 0,19 ± 0,02 γ-caprolactona 2,77 ± 0,74 1,65 ± 0,18 1,73 ± 0,00 γ-nonalactona 3,83 ± 0,90 5,51 ± 0,16 5,99 ± 0,26 A AB B pantolactona 6,62 ± 1,82 10,31 ± 0,79 12,78 ± 0,84 δ-decalactona 11,06 ± 1,09 17,96 ± 1,04 8,67 ± 0,17 C B A γ-undecalactona 216,47 ± 12,57 153,21 ± 0,87 126,16 ± 2,89 A C B 5-etoxi-dihidro-2(3H)-furanona tr 6,51 ± 1,11 4,05 ± 0,15 C B A 240,97 ± 1,54 195,39 ± 1,83 159,58 ± 1,76 Total lactonas nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. Tabla A.I.18 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles presentes en los vinos (V) control (C), hiperoxigenado (H) y maceradohiperoxigenado (MH) de la variedad Airén (A) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2). ß-damascenona 6-metil-5-hepten-2-ona n-etil-N-fenil-acetamida 2-metil-dihidro-3(2H) tiofenona 2-metil tetrahidrotiofen-3-ona 2,5-bis(1,1)-dimetil etil tiofeno VA6 C 11,24 ± 0,39 tr nd 5,81 ± 0,82 6,73 ± 0,20 tr A A A B A VA6 H 10,17 ± 0,15 ± 13,00 ± 6,49 ± 5,80 ± 3,17 ± 0,92 0,05 5,34 0,65 0,15 0,03 B B A A C VA6 MH 12,54 ± 0,14 ± 12,54 ± 10,23 ± 5,54 ± 2,09 ± 0,59 0,01 0,48 0,79 0,33 0,16 B B B A B acetaldehído* 78,31 ± 5,08 76,04 ± 6,37 78,22 ± 14,52 acetato de etilo* 32,86 ± 3,90 32,31 ± 5,41 28,73 ± 3,93 C metanol* 19,72 ± 0,71 27,05 ± 0,72 B 36,42 ± 3,84 A 1-propanol* 16,70 ± 0,11 20,03 ± 0,81 16,88 ± 2,61 A isobutanol* 30,36 ± 0,04 25,33 ± 1,32 AB 21,23 ± 2,69 B 2-metil-1-butanol* 62,99 ± 19,09 77,01 ± 2,86 67,72 ± 1,27 A 3-metil-1-butanol* 152,39 ± 1,60 114,21 ± 7,50 B 140,54 ± 3,96 B nd.- no detectado. tr.- trazas. * Concentración en mg/L. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-NewmanKeuls. Tabla A.I.19. Concentración en μg/L de los compuestos volátiles organizados por familias en los mostos (M) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, control (C) e hiperoxigenado (H), y sus desviaciones estándar. MCh6 C MCh6 H 2-hexanol 2,62 ± 0,13 3,70 ± 0,72 A B 1-hexanol 171,47 ± 3,08 398,72 ± 10,82 A B (E)-3-hexen-1-ol nd 8,33 ± 0,15 A B (Z)-3-hexen-1-ol nd 9,61 ± 0,06 A B (E)-2-hexen-1-ol 1,54 ± 0,33 9,08 ± 0,44 (Z)-2-hexen-1-ol 1,28 ± 0,27 1,68 ± 0,15 A B 176,93 ± 2,60 431,12 ± 10,88 Total alcoholes C6 α-terpineol 1,71 ± 0,16 1,61 ± 0,06 A B epoxilinalol nd 3,61 ± 0,27 A B 1,71 ± 0,16 5,21 ± 0,21 Total terpenos benzaldehído 3,05 ± 0,82 nd etil benzaldehído 0,69 ± 0,16 nd A alcohol bencílico 92,97 ± 10,30 B 1,20 ± 0,23 B 2-fenil etanol 227,06 ± 39,10 A 598,10 ± 11,22 4-vinilguaiacol 13,52 ± 0,73 12,44 ± 0,28 ácido benzoico 40,20 ± 11,84 47,15 ± 2,19 A B vainillina nd 10,95 ± 0,48 A B 377,48 ± 38,96 669,83 ± 8,61 Total bencénicos 2-hexenal 1,91 ± 1,02 9,81 ± 1,72 A B heptanal 0,75 ± 0,06 2,68 ± 0,07 nd.- no detectado. Diferentes letras en una misma línea denotan diferencias significativas según el test de la “t de Student” (α = 0,05). Tabla A.I.20. Concentración en μg/L de los compuestos volátiles organizados por familias en los vinos (V) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, control (C) e hiperoxigenado (H), y sus desviaciones estándar. VCh6 C VCh6 H butirato de etilo 81,50 ± 2,11 92,62 ± 2,95 3-metil butanoato de etilo 1,27 ± 0,10 0,71 ± 0,00 pentanoato de etilo 2,38 ± 0,75 2,54 ± 0,71 hexanoato de etilo 655,00 ± 17,66 693,47 ± 2,70 acetato de hexilo 32,14 ± 7,70 66,20 ± 8,57 piruvato de etilo 4,46 ± 2,88 3,81 ± 2,76 heptanoato de etilo 5,96 ± 0,88 6,93 ± 0,81 lactato de etilo 13,79 ± 2,42 10,17 ± 1,22 octanoato de metilo 4,17 ± 0,29 4,22 ± 0,48 2-hidroxi-3-metil butanoato de etilo 2,81 ± 0,13 3,54 ± 0,74 octanoato de etilo 1299,93 ± 145,24 1499,61 ± 192,50 hexanoato de pentilo 3,96 ± 0,79 5,03 ± 1,72 2-hidroxi-4-metil-pentanoato de metilo nd 3,79 ± 2,14 3-hidroxi-butirato de etilo 72,67 ± 3,58 84,72 ± 1,57 nonanoato de etilo 1,96 ± 0,69 2,70 ± 0,09 4-metil-2-hidroxi-pentanoato de etilo 13,57 ± 2,42 11,17 ± 0,18 2-hidroxi propanoato de pentilo 13,87 ± 2,67 9,70 ± 0,91 decanoato de etilo 503,63 ± 36,04 376,08 ± 98,65 butanedioato de etil metilo 2,02 ± 0,32 2,69 ± 0,23 octanoato de 3-metil butilo 12,98 ± 1,58 11,75 ± 1,19 acetato de 1,3-propanediol 9,64 ± 5,05 12,03 ± 1,93 succinato de dietilo 860,60 ± 113,10 794,62 ± 20,15 decenoato de dietilo 447,18 ± 94,00 734,17 ± 69,35 B A 4-hidroxi butirato de etilo 196,93 ± 20,72 30,07 ± 1,17 B A laurato de etilo 80,05 ± 2,81 56,00 ± 3,71 malato de dietilo 120,86 ± 8,39 108,40 ± 10,20 3-hidroxi dodecanoato de etilo 44,13 ± 0,47 56,25 ± 9,51 A B glutarato de etilo 107,11 ± 5,52 82,76 ± 3,82 monosuccinato de dietilo 3960,74 ± 367,42 4025,56 ± 183,31 acetato de 2-fenil etilo 362,92 ± 2,01 529,45 ± 47,03 8918,23 ± 37,84 9320,41 ± 469,96 Total ésteres 2-metil-1-propanol 147,19 ± 6,52 162,80 ± 6,33 1-butanol 16,66 ± 0,38 13,64 ± 1,75 1-pentanol 10,48 ± 2,23 16,17 ± 3,84 3-metil-3-buten-1-ol 0,85 ± 0,06 0,64 ± 0,00 4-metil-1-pentanol 11,20 ± 1,88 11,14 ± 1,92 (Z)-2-penten-1-ol 1,20 ± 0,01 2,29 ± 0,59 3-metil-1-pentanol 36,03 ± 4,90 32,24 ± 4,25 5-metil-1-hexanol 3,46 ± 1,63 6,09 ± 2,09 B A 3-etoxi-1-propanol 7,03 ± 0,74 11,00 ± 0,94 3-octanol 1,27 ± 0,20 1,70 ± 0,91 1-octen-3-ol 1,24 ± 0,17 1,55 ± 0,23 1-heptanol 50,88 ± 8,54 95,09 ± 15,87 butadienol 1,67 ± 0,67 1,42 ± 0,18 2-etil-1-hexanol nd 3,42 ± 0,78 1-octanol 6,55 ± 0,53 6,87 ± 0,08 3-metil tiopropanol 10,25 ± 2,48 9,37 ± 0,60 305,96 ± 29,48 375,10 ± 38,55 Total alcoholes 1-hexanol 206,11 ± 2,15 330,42 ± 17,75 (E)-3-hexen-1-ol 15,53 ± 0,21 11,75 ± 2,11 (Z)-3-hexen1-ol 4,91 ± 2,39 5,83 ± 2,50 (E)-2-hexen-1-ol nd 1,94 ± 0,69 (Z)-2-hexen-1-ol 1,17 ± 0,02 1,95 ± 0,79 227,72 ± 0,02 351,90 ± 23,84 Total alcoholes C6 nd.- no detectado. Diferentes letras en una misma línea denotan diferencias significativas según el test de la “t de Student” (α = 0,05). Tabla A.I.20 continuación. Concentración en μg/L de los compuestos volátiles organizados por familias en los vinos (V) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006, control (C) e hiperoxigenado (H), y sus desviaciones estándar. ácido acético ácido isobutírico ácido butirico ácido isovalérico ácido hexanoico ácido octanoico ácido decanoico ácido dodecanoico ácido 3-metil tiopropanoico Total ácidos fenilacetato de etilo alcohol bencílico 2-fenil etanol benzotiazol ácido benzoico benzenopropanoato de etilo ácido fenilacético 4-vinilguaiacol 4-metoxifenol Total compuestos bencénicos linalol α-terpineol citronelol ácido geránico Total terpenos γ-butirolactona γ -caprolactona γ-nonalactona pantolactona δ-decalactona γ-undecalactona 5-etoxidihidro-2(3H)-furanona Total lactonas furfural furoato de etilo 2-furanmethanol 5-etoximetilfurfural ácido 2-furancarboxílico Total furanos 6-metil-5-hepten-2-ona ß-damascenona n-etil-N-fenil-acetamida 2-methyl-dihidro-3(2H)thiofenona 2,5-bis (1,1) dimetil etil tiofeno VCh6 C 0,78 ± 0,14 1,87 ± 0,37 7,60 ± 0,92 70,20 ± 20,17 632,64 ± 13,60 1285,91 ± 65,47 556,90 ± 23,92 146,95 ± 0,25 0,75 ± 0,08 2763,67 ± 82,83 15,28 ± 2,25 103,26 ± 3,40 5336,45 ± 222,62 21,39 ± 2,44 80,67 ± 1,78 48,23 ± 6,03 25,96 ± 10,10 116,05 ± 5,31 3480,19 ± 96,12 9227,47 ± 117,11 5,07 ± 0,35 1,69 ± 0,69 4,10 ± 0,17 60,08 ± 39,97 70,94 ± 40,84 0,22 ± 0,03 2,55 ± 0,72 14,80 ± 2,25 26,10 ± 5,73 18,98 ± 3,46 247,08 ± 6,81 8,95 ± 1,59 318,67 ± 15,96 5,62 ± 1,69 5,24 ± 0,86 2,26 ± 0,63 34,49 ± 2,97 43,18 ± 11,83 90,79 ± 7,39 0,31 ± 0,04 15,63 ± 2,29 41,36 ± 19,25 3,99 ± 0,31 2,28 ± 0,58 A A B A VCh6 H 0,75 ± 0,17 2,02 ± 0,08 9,15 ± 0,11 45,29 ± 2,44 741,89 ± 46,76 1474,06 ± 8,82 558,75 ± 20,01 147,77 ± 20,87 0,80 ± 0,08 3054,53 ± 64,76 12,34 ± 0,74 121,43 ± 3,78 5351,02 ± 621,47 24,87 ± 2,05 105,62 ± 2,13 70,76 ± 14,27 38,38 ± 5,10 136,91 ± 1,46 889,13 ± 87,69 6750,46 ± 722,63 6,80 ± 0,39 1,81 ± 0,06 4,57 ± 0,14 74,05 ± 12,35 87,23 ± 12,66 0,19 ± 0,05 3,52 ± 0,10 20,77 ± 0,85 23,24 ± 0,43 22,88 ± 1,08 208,70 ± 29,61 5,87 ± 1,11 285,17 ± 30,81 0,40 ± 0,11 4,95 ± 0,13 3,73 ± 0,03 46,39 ± 1,71 59,09 ± 3,38 114,55 ± 1,67 0,45 ± 0,01 6,32 ± 1,28 75,18 ± 8,12 3,41 ± 0,51 4,17 ± 0,26 B B A B acetaldehído* 178,77 ± 21,41 98,43 ± 21,19 acetato de etilo* 38,56 ± 1,89 38,40 ± 3,37 metanol* 61,01 ± 0,92 54,34 ± 10,40 1-propanol* 43,39 ± 2,90 46,12 ± 0,58 Isobutanol* 31,61 ± 5,48 33,31 ± 1,97 2-metil-1-butanol* 71,65 ± 2,84 60,56 ± 4,11 3-metil-1-butanol* 132,52 ± 9,95 110,55 ± 2,50 nd.- no detectado. Diferentes letras en una misma línea denotan diferencias significativas según el test de la “t de Student” (α = 0,05). * Concentración en mg/L. Tabla A.I.21. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles seleccionados presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 almacenados durante un año bajo condiciones de luz y oscuridad (osc), con sus desviaciones estándar (n=2). VCh6 Cluz-1 VCh6 Hluz-1 VCh6 Cosc-1 VCh6 Hosc-1 A B A butirato de etilo 98,33 ± 3,37 113,81 ± 3,83 91,12 ± 2,23 110,50 ± 1,04 A B A hexanoato de etilo 813,12 ± 8,99 946,47 ± 21,60 787,07 ± 16,12 936,48 ± 2,55 piruvato de etilo 3,91 ± 1,60 3,22 ± 0,23 8,14 ± 0,07 7,43 ± 2,39 heptanoato de etilo 17,16 ± 0,25 17,78 ± 0,73 18,21 ± 0,56 19,01 ± 1,70 lactato de etilo 68,88 ± 9,05 68,82 ± 0,97 73,49 ± 1,01 39,87 ± 34,23 A AB B 2-hidroxi-3-metilbutirato de etilo 19,85 ± 2,18 23,17 ± 0,15 27,91 ± 1,11 20,64 ± 3,08 4-metil-2-hidroxipentanoato de etilo 51,36 ± 3,53 54,71 ± 0,37 59,20 ± 0,37 50,72 ± 4,93 4-oxo-pentanoato de etilo 4,82 ± 0,72 4,21 ± 0,40 4,33 ± 0,09 4,72 ± 0,68 succinato de etil metil 51,10 ± 2,78 48,75 ± 1,05 56,12 ± 0,53 47,59 ± 3,33 succinato de dietilo 9949,15 ± 1582,96 7913,50 ± 114,80 9124,04 ± 52,07 8734,76 ± 673,21 4-hidroxi butirato de etilo nd nd nd nd laurato de etilo nd nd nd nd 3-metilbutilsuccinato de etilo 28,82 ± 4,88 24,19 ± 1,80 29,29 ± 0,79 29,29 ± 5,70 B B A malato de dietilo 1286,32 ± 8,81 1344,90 ± 5,21 466,27 ± 6,21 1651,29 ± 307,67 glutarato de etilo 904,99 ± 68,61 781,96 ± 14,80 876,38 ± 5,18 797,01 ± 8,45 monosuccinato de dietilo 15209,53 ± 2884,79 11097,68 ± 60,18 12932,68 ± 42,78 11715,53 ± 885,41 B A A acetato 2-feniletilo 40,84 ± 0,06 25,73 ± 2,40 21,50 ± 1,30 21,80 ± 2,51 28548,19 ± 4575,73 22468,90 ± 213,50 24575,76 ± 117,44 24186,65 ± 1817,37 Total ésteres 2-metil-1-propanol 188,77 ± 11,53 234,36 ± 2,75 239,41 ± 9,24 159,00 ± 105,26 B AB AB 1-butanol 21,68 ± 0,10 18,33 ± 1,13 19,34 ± 0,28 14,23 ± 2,81 3-metil-3-buten-1-ol nd nd nd nd A B B (Z)-2-penten-1-ol nd 2,04 ± 0,34 1,73 ± 0,01 1,93 ± 0,02 210,45 ± 11,62 254,74 ± 1,29 260,47 ± 9,53 175,16 ± 108,05 Total alcoholes A B A 1-hexanol 315,23 ± 4,96 482,57 ± 4,35 316,55 ± 6,73 489,55 ± 21,69 B A A (E)-3-hexen-1ol 20,42 ± 3,57 8,79 ± 0,38 14,72 ± 1,02 8,48 ± 0,20 (Z)-2-hexen-1-ol nd nd nd nd A B A 335,65 ± 1,38 491,36 ± 3,96 331,27 ± 7,75 498,03 ± 21,49 Total alcoholes C6 ácido 4-hidroxihexanoico lactona 12,77 ± 1,46 12,45 ± 0,67 15,27 ± 0,97 11,90 ± 0,40 γ-undecalactona 457,72 ± 0,95 389,74 ± 7,67 445,43 ± 9,89 450,41 ± 78,71 470,49 ± 0,51 402,19 ± 8,34 460,70 ± 10,86 462,32 ± 78,31 Total lactonas nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls B B A B A A B B A B Tabla A.I.21 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles seleccionados presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 almacenados durante un año bajo condiciones de luz y oscuridad (osc), con sus desviaciones estándar (n=2). VCh6 Cluz-1 VCh6 Hluz-1 VCh6 Cosc-1 VCh6 Hosc-1 A B A linalol 3,44 ± 0,02 5,48 ± 0,63 2,12 ± 0,42 3,35 ± 0,53 hotrienol nd nd nd nd citronelol nd nd nd nd nerol nd nd nd nd ácido geránico nd nd nd nd A B A 3,44 ± 0,02 5,48 ± 0,63 2,12 ± 0,42 3,35 ± 0,35 Total terpenos monooxigenados benzofurano 6,95 ± 0,88 10,21 ± 0,47 8,70 ± 0,88 8,34 ± 1,61 4-vinilguaiacol 236,91 ± 41,70 198,53 ± 9,77 243,10 ± 5,13 224,07 ± 32,14 zingerona nd ± nd ± nd ± nd ± 243,86 ± 40,82 208,74 ± 9,30 251,80 ± 4,25 232,41 ± 33,75 Total bencénicos B A C furfural 72,10 ± 3,31 56,53 ± 1,35 85,38 ± 0,62 62,68 ± 5,21 5-metil-2-furancarboxaldehído 14,28 ± 1,75 10,73 ± 0,56 14,84 ± 0,63 13,82 ± 2,70 B A AB furoato de etilo 30,19 ± 2,63 21,40 ± 1,87 23,49 ± 0,82 26,43 ± 2,23 2-furanmetanol nd nd nd nd B A B 116,57 ± 7,69 88,66 ± 0,04 123,72 ± 0,83 102,93 ± 10,15 Total furanos B B B 2-etil-2,4,5-trimetil-1,3-dioxolano 37,61 ± 2,67 32,75 ± 0,16 38,07 ± 0,16 15,34 ± 1,73 B B B cis-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano 15,05 ± 2,53 17,33 ± 2,80 18,75 ± 3,28 7,25 ± 1,10 A AB B cis-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano 2,74 ± 0,42 3,42 ± 0,44 5,15 ± 0,99 2,52 ± 0,48 trans-4-hidroxi-2-metil-1,3-dioxolano 3,32 ± 0,11 5,96 ± 1,16 2,88 ± 0,38 5,79 ± 1,00 B A C trans-5-hidroxi-2-metil-1,3-dioxano 41,03 ± 3,18 24,57 ± 0,59 49,21 ± 0,34 19,80 ± 3,87 C B D 99,75 ± 3,63 84,03 ± 3,66 114,06 ± 3,71 50,71 ± 3,01 Total dioxanos y dioxolanos ácido hexanoico 1058,22 ± 165,09 1024,24 ± 9,84 925,37 ± 6,85 1069,48 ± 43,17 ácido decanoico 410,41 ± 34,73 336,52 ± 3,61 388,66 ± 12,10 389,64 ± 36,24 C B C ácido dodecanoico 51,03 ± 1,17 33,22 ± 1,03 53,98 ± 6,38 17,92 ± 1,80 1519,66 ± 198,66 1393,97 ± 7,26 1368,01 ± 11,63 1477,04 ± 77,62 Total ácidos A B A ß-damascenona 18,57 ± 0,22 12,99 ± 0,29 11,99 ± 1,68 14,02 ± 0,90 3-hidroxi-ß-damascona nd nd nd nd 3-oxo-α-ionol nd nd nd nd A B A 18,57 ± 0,22 12,99 ± 0,29 11,99 ± 1,68 14,02 ± 0,90 Total C13-norisoprenoides B AB A 2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona 4,56 ± 0,01 3,86 ± 0,04 3,42 ± 0,00 3,60 ± 0,56 TDN 6,09 ± 0,30 4,99 ± 0,07 7,02 ± 0,57 6,48 ± 1,03 nd.- no detectado. Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. A A A AB A A A A A A A A A AB Tabla A.I.21 continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles seleccionados presentes en los vinos (V) control (C) e hiperoxigenado (H) de la variedad Chardonnay (Ch) de la vendimia 2006 almacenados durante un año bajo condiciones de luz y oscuridad (osc), con sus desviaciones estándar (n=2). VCh6 Cluz-1 VCh6 Hluz-1 VCh6 Cosc-1 ± ± acetaldehído 161,82 16,79 111,49 15,09 157,87 ± 13,20 acetato de etilo 56,74 ± 5,65 54,86 ± 2,91 67,37 ± 7,05 metanol 43,50 ± 0,77 41,03 ± 4,38 45,63 ± 3,35 1-propanol 42,82 ± 1,71 44,17 ± 2,82 43,55 ± 3,98 isobutanol 31,17 ± 3,08 31,47 ± 0,65 31,82 ± 4,45 2-metil-1-butanol 28,74 ± 0,41 22,69 ± 0,04 28,96 ± 1,36 C A ± ± 3-metil-1-butanol 127,43 6,75 103,40 7,44 129,24 ± 11,60 Diferentes letras en la misma línea denotan diferencias significativas (α = 0.05) según el test de Student-Newman-Keuls. C VCh6 Hosc-1 140,58 ± 14,85 67,27 ± 6,68 42,71 ± 3,36 45,39 ± 2,11 32,31 ± 3,05 25,26 ± 0,46 107,81 ± 2,72 B CAPÍTULO II. MICROOXIGENACIÓN DE VINOS TINTOS Introducción II.1. INTRODUCCIÓN II.1.1. CONCEPTO Y APLICACIONES DE LA MICROOXIGENACIÓN La crianza de un vino tinto en barricas de roble es un fenómeno realmente complejo en el que participan diversos procesos mediante los cuáles el vino se transforma, ganando complejidad y estabilidad. El roble aporta al vino aromas y compuestos fenólicos que mejoran su calidad aromática y gustativa. Además, la crianza en barricas permite una oxigenación moderada que tiene lugar a través de los poros de la madera y proporciona el substrato necesario para que las reacciones de polimerización y combinación de los antocianos y proantocianidinas (taninos) tengan lugar. De este modo, se producirá una estabilización del color del vino y una suavización de su astringencia (Dournel, 1985; Castellari y col., 2004). Así mismo, esto conlleva una cierta precipitación de parte de la materia colorante del vino, evitando que esta parte inestable del color precipite posteriormente en botella (Figura II.1). Louis Pasteur en 1866, describió esta función del oxígeno en su famosa obra “Études sur le vin” afirmando “C’est l’oxygène qui fait le vin; c’est par son influènce qu’il vieillit” (es el oxígeno quien hace el vino; es la influencia del oxígeno lo que hace envejecer al vino). Combinaciones y polimerizaciones de taninos y antociano Suavización de la astringencia Estabilización del color Precipitación de materia colorante Figura II.1. Fenómenos implicados en la evolución del vino tinto durante la crianza en barrica. Basada en dicho concepto, la técnica de microoxigenación nació en 1993 en Madiran (Francia), fruto de las experiencias de Patrick Ducournau y la familia Laplace, viticultores de la Denominación de Origen Madiran, y finalmente patentada en 1998. Posteriormente, fue 223 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos desarrollada por la empresa OenoDev, y desde entonces se ha expandido enormemente a lo largo de muchas regiones vitivinícolas. La microoxigenación consiste en la introducción controlada de pequeñas dosis de oxígeno en tiempos largos mediante un microdifusor poroso (Moutounet y col., 1995) permitiendo la disolución del oxígeno en el vino. Dicha técnica es utilizada con el fin de reproducir e incluso acelerar el proceso de la estabilización de la materia colorante que tiene lugar durante la crianza del vino en barricas. El equipo de microoxigenación consta de una bomba de oxígeno, un panel de control y un microdifusor poroso, el cuál se introduce en la cuba y permite la aplicación de dosis verdaderamente pequeñas de oxígeno de forma continua. Resulta imprescindible evitar la acumulación de oxígeno disuelto en el vino, para evitar así fenómenos indeseables de oxidación (Glories, 1987). Por esta razón, el vino recibe una cantidad de oxígeno inferior a la que es capaz de consumir. La única limitación del sistema es que el depósito donde se encuentra el vino ha de tener un mínimo de 2 metros de altura, con el fin de garantizar la disolución completa de las microburbujas en el vino durante su ascensión. En la consecución de objetivos perseguidos con el empleo de la técnica de microoxigenación influyen una serie de factores tales como la estructura inicial del vino (composición polifenólica y relación tanino-antociano) que depende de cada variedad (Silva y col., 2006), momento, dosis y tiempo de aplicación del oxígeno, temperatura, SO2 libre y potencial redox (Vivas y col., 1992 y 1997c), y a su vez de ellos depende la concentración de oxígeno en el vino. La dosis de oxígeno a aplicar está en función de la concentración inicial de compuestos fenólicos, el grado de evolución fenólica y la dinámica de producción y consumo de acetaldehído (Morata y col., 2005). El orden de magnitud de la oxigenación natural en una barrica se sitúa en torno a 2-3 mL de oxígeno/L vino/mes, mientras que las dosis aplicadas en el tratamiento de microoxigenación son superiores, dependiendo en gran medida del momento de aplicación, de la estructura fenólica y del carácter vegetal de los vinos (Flanzy, 2000). 224 Introducción La temperatura idónea del vino durante la microoxigenación debe ser entre 12-17ºC, en la cual se alcanza el óptimo grado de solubilidad el oxígeno. Temperaturas superiores dificultarían la solubilidad del oxígeno en la matriz, así como temperaturas inferiores producirían una acumulación del mismo (Toit y col., 2006a). El momento de aplicación de oxígeno puede realizarse durante la fermentación alcohólica y antes o después de la fermentación maloláctica. La microoxigenación aplicada durante la fermentación alcohólica con el fin de favorecer la multiplicación celular de las levaduras, no obtuvo resultados idóneos para Castellari y col. (1998), obteniendo vinos menos equilibrados y con mayor astringencia, con menor cantidad de compuestos fenólicos y con la aparición de pigmentos marrones (PérezMagariño y col., 2003). Sin embargo, Lemaire (1995) y Silva y col. (2005) obtuvieron buenos resultados aplicando la técnica de microoxigenación durante el desarrollo de dicha fermentación. La microoxigenación producida entre la fermentación alcohólica y maloláctica consigue una mayor intensidad colorante y estructura de los vinos, sin que a posteriori repercuta en riesgos para el desarrollo de la fermentación (Pérez-Magariño y col., 2007; Rivero-Pérez y col., 2008). El hecho a tener en cuenta es la adición de lisozima o anhídrido sulfuroso con el fin de evitar el desarrollo de la fermentación maloláctica, pero en pequeñas dosis para evitar el consumo excesivo de acetaldehído. Generalmente, el período de duración de la microoxigenación en esta etapa es de aproximadamente un mes, y las dosis varían en función del contenido polifenólico del vino entre 10-60 mL/L/mes (Hidalgo y col., 2003; Roig y col., 2003; Pérez-Magariño y col., 2007; Rivero-Pérez y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009). La aplicación de microoxigenación tras la fermentación maloláctica ha sido igualmente descrita por diversos autores (McCord, 2003; Pour-Nikfardjam y col., 2003; Otto, 2003; Cano-López y col., 2006). La duración y la dosis de oxígeno suministrada varió en torno a 5-10 mL/L/mes durante aproximadamente un mes. En esta fase, han de ser respetados los niveles de sulfuroso para proteger al vino frente a la oxidación (Toit y col., 2006a). Sin embargo, el uso de niveles altos de sulfuroso limitan el efecto de la microoxigenación, ya que éste reacciona con el peróxido, el acetaldehído y los antocianos (Pour-Nikfardjam y col., 225 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 2002). La microoxigenación aplicada tras la fermentación maloláctica asegura una suficiente cantidad de acetaldehído para el desarrollo de productos de condensación entre antocianos y taninos (Cano-López y col., 2006), con la precaución de que un exceso de oxígeno en esta etapa puede llevar a la formación de grandes moléculas que precipitan y dejan el vino con menos intensidad colorante, además de aumentar el riesgo de deterioro microbiano. Los cambios en la calidad organoléptica de los vinos podrían separarse en dos etapas (Moutounet y col., 2001) (Figura II.2): - Fase de estructuración, que se caracteriza por el aumento de la intensidad colorante y corresponde normalmente al incremento del carácter tánico. Igualmente, se produce una disminución en la intensidad aromática y complejidad del vino (Parish y col., 2000), así como cambios organolépticos. La duración de la fase de estructuración normalmente se encuentra entre uno y cuatro meses, normalmente hasta la finalización de la fermentación maloláctica, y depende de una serie de parámetros: - • el contenido inicial polifenólico del vino • el momento de aplicación de la microoxigenación • la dosis de oxígeno añadido • la temperatura • el nivel de anhídrido sulfuroso Fase de armonización, en la cuál los vinos se suavizan, aumenta su complejidad aromática y desaparece el carácter vegetal y aromas reducidos. Si la cantidad de oxígeno aportada durante dicha etapa fuera demasiado elevada, podría dar lugar a la oxidación del vino, que repercute en la aparición de sequedad debida a los taninos, acompañada de la disminución de frescura y de aromas oxidados. Corresponde con la etapa de crianza o almacenamiento en botella. 226 Introducción Aromas de fermentación Co mp lej ida d Aromas varietales Aromas oxidados sequedad Incremento de taninos suavización Fase de estructuración Fase de Sobre-oxigenación armonización Figura II.2. Fases organolépticas observadas en un vino tinto durante el proceso de microoxigenación (Parish y col., 2000). El proceso de microoxigenación presenta varias ventajas frente al sistema de elaboración tradicional, afectando en un grado elevado a la fracción fenólica, volátil y sensorial. Dichas modificaciones están encaminadas hacia el aumento de la intensidad y complejidad de aromas, tales como frutas confitadas, regaliz y pimienta (Ortega-Heras y col., 2008; Rivero-Pérez y col., 2008), proporcionando mayor cuerpo y grado de frescura, así como un aumento en la estabilidad del color y resistencia frente a la oxidación. De igual manera, se produce un control de la presencia de compuestos reductores y disminuyen los aromas herbáceos en vinos procedentes de uvas poco maduras (Bertuccioli y col., 2002; Pour-Nikfardjam y col., 2002; Gerbi y col., 2006; Nevares y col., 2008). La microoxigenación aplicada durante la crianza es una alternativa para aquellos vinos que no pueden envejecer en barrica. Su aplicación durante dicha etapa permite alargar la crianza sin que se produzcan oxidaciones, aportando mayor color y redondez en boca, así como disminuyendo sus notas herbáceas (Moutounet, 2003). La microoxigenación ha sido propuesta por Zamora (2003) como una alternativa al uso de barricas, debido a que dicho proceso es costoso y duradero en bodega (Iniesta-Ortiz y col., 2006; Rodriguez-Bencomo y col., 2008). Si bien mediante este proceso se consigue la estabilización de la materia colorante, por incremento del fenómeno de copigmentación (Navascués y col., 2001) y la suavización de la astringencia debido al aporte de oxígeno al 227 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos vino, se precisa del aporte a los mismos de aromas y taninos elágicos que complementen sensorialmente al vino y le aporten suficiente complejidad (Feuillat y col., 1998). Por ello, las técnicas alternativas a la crianza en barrica radican en el uso complementario de microoxigenación y aromatización con fragmentos de madera de roble (chips o virutas), cuyo uso ha sido recientemente aprobado y legislado por la Comunidad Europea (CE 2165/2005 y CE 1507/2006). II.1.2. EFECTO DE LA ADICIÓN DE OXÍGENO SOBRE LOS COMPUESTOS FENÓLICOS RESPONSABLES DEL COLOR DE LOS VINOS TINTOS El efecto del aporte de oxígeno en la fracción de compuestos fenólicos del vino, favorece la polimerización de formas monómeras, principalmente antocianos, y se forman taninos de elevado peso molecular (Blouin y col., 2000; Castel y col., 2001; Peña-Neira y col., 2003; Pour-Nikfardjam y col., 2003), que pueden producir precipitados. De forma simultánea, tiene lugar una evolución del color del vino tinto, inicialmente rojo-violáceo, hacia tonalidades rojo-anaranjadas (Vivas y col., 1993; Gerbi y col., 2006). De este modo, la evolución de los antocianos hacia formas no coloreadas se ve impedida, consiguiéndose así un color más estable durante un mayor periodo de tiempo. La disolución del oxígeno en el vino determina una serie de reacciones redox, en las cuales participan sobre todo los compuestos polifenólicos (Ferrarini y col., 2001). Se favorece la presencia de nuevos pigmentos responsables de un incremento de color y de la estabilización del mismo (Atanasova y col., 2002; Cano-López y col., 2006; Pérez-Magariño y col., 2006). Estos pigmentos pueden formarse de diferentes vías, alguna de las cuáles guarda relación con el oxígeno presente o añadido al vino (Figura II.3.): - condensación directa de antocianos y taninos, (A-T o T-A) (Guerra y col., 1996), dando lugar a compuestos con tonalidades rojo-anaranjadas. - condensación mediante puentes de etilo, donde está involucrado el acetaldehído como puente de unión (Sims y col., 1986; Es-Safi y col., 1999; Escribano-Bailón y col., 2001; Atanasova y col., 2002), que al ser protonado, da lugar a un compuesto coloreado (Alcade-Eon y col., 2004; Monagas y col., 2005). Este mecanismo fue descrito por Timberlake y col. (1976) y finalmente demostrado por Fulcrand y col. (1996). 228 Introducción - Cicloadición de antocianos con otros compuestos como ácido glioxílico, vinilfenoles o hidroxicinamatos, ácido pirúvico y acetaldehído (Romero y col., 2000a; Schwarz y col., 2004), dando lugar a piranoantocianos (vitisinas y pinotina A, entre otros). A T Combinación Degradación otros O2 SO2 O2 GT PA AHSO3 Polimerización Condensación acet Directa O2 PT Incoloro / Amarillo T-etilo-A T-A Oxidación T–A TC T-A Incoloro TmC O2 DISMINUCIÓN DEL COLOR T-A ESTABILIZACIÓN DEL COLOR Td Amarillo Anaranjado Oscuro DISMINUCIÓN DE LA ASTRINGENCIA Figura II.3. Evolución de los compuestos fenólicos a lo largo de la conservación del vino tinto. Influencia de las diferentes reacciones sobre las características organolépticas del vino. A, antociano; T, tanino; PA, piranoantocianos; GT, grandes taninos; PT, pequeños taninos; acet, acetaldehído; TmC, taninos muy condensados; TC, taninos condensados; Td, taninos degradados; precipitado. (Adaptado de Cabanillas y col., 2001). La presencia de dichos pigmentos incrementa y estabiliza el color del vino (RibéreauGayon y col., 1983; Cabanillas y col., 2001), al ser más resistentes a las variaciones de pH, a la decoloración debida al sulfuroso y a las oxidaciones que a los antocianos libres (Thorngate y col., 1994; Sarni Manchado y col., 1996; Bakker y col., 1997a; Saucier y col., 1997; Mateus y col., 2001), aunque la concentración de antocianos se vea disminuida (Bakker y col., 1993). A priori, de entre las reacciones descritas, las más importantes favorecidas por el oxígeno, que se traducen en una estabilización del color, son aquellas que implican al acetaldehído (piranoantocianos tipo vitisina B y compuestos unidos por puente de etilo) (Cabanillas y col., 2001). A continuación, se describen de forma más detallada las distintas reacciones o fenómenos implicados en la estabilización y evolución del vino tinto. 229 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos II.1.2.1. Copigmentación En disoluciones acuosas o hidroalcohólicas como es el vino, los antocianos existen bajo diversas formas estructurales en equilibrio condicionado por el pH. Sólo los cationes flavilio, predominantes a pH muy ácidos, poseen el color rojo, por lo que al pH del vino, la mayor proporción de los antocianos debería encontrarse bajo sus formas incoloras o débilmente coloreadas (Figura II.4.). No obstante, los vinos tintos jóvenes mantienen un intenso color rojo mediante el fenómeno de la copigmentación, que consigue contrarrestar el efecto negativo de la baja acidez. Dicho fenómeno se trata de una interacción molecular producida entre antocianos y otros compuestos denominados copigmentos, los cuáles pueden ser flavan-3-oles, flavonoles, ácidos fenólicos y los propios antocianos (Brouillard y col., 1991). R1 OH R1 OH O O -H+ H OH H OH + R2 H OH H R2 O HO O HO +H + O H H Base quinoidal (violácea) O HO OH OH OH O H H R3 O R3 O Catión Flavilio (rojo) H 20 R1 R1 OH OH OH O HO R2 H O HO OH TAUTOMERÍA H OH H H O R2 H OH O Calcona (incolora/amarilla) O HO OH R3 O HO OH H OH OH O H H O R3 Pseudobase carbinol (incolora) Figura II.4. Equilibrios entre formas estructurales de los antocianos en función del pH del vino tinto. Los iones flavilio y las bases quinoidales de los antocianos presentan una estructura prácticamente plana, capaz de asociarse de forma no covalente con los copigmentos. Ambos compuestos deben tener una estructura plana (Brouillard y col., 1994) ya que se forman complejos de apilamiento vertical mantenidos por enlaces de baja energía (Van der Waals, interacciones hidrofóbicas), que se estabilizan por disposición de las moléculas de azúcar en la parte externa, entre las cuáles se establecen puentes de hidrógeno. Las moléculas de agua 230 Introducción no pueden acceder al interior de dicha estructura, manteniendo el color rojo más estable debido a la imposibilidad de formación de bases pseudocarbinol incoloras (Figura II.5.). R1 OH + O HO R2 R1 OH O + Glu OH O OH R1 ANTOCIANO OH R1 R2 O HO O OH OH Glu R2 HO O R2 O OH O HO O Glu Glu O COPIGMENTO (flavonol) Figura II.5. Formación de un complejo de copigmentación a partir de un pigmento (antociano monómero en su forma de catión flavilio) y de un copigmento (flavonol). Los antocianos monómeros, en su forma de catión flavilio, al formar los complejos de copigmentación, contribuyen al aumento de la proporción de antocianos monómeros transferidos al vino, ya que una parte de los antocianos monómeros extraídos de las uvas son retirados del equilibrio de transferencia uva-vino, siendo reemplazados por nuevos antocianos monómeros procedentes de las uvas para restablecer dicho equilibrio (HermosínGutiérrez y col., 2005; Schwarz y col., 2005). Los complejos de copigmentación producen un cambio en las propiedades espectroscópicas en el visible, causando dos efectos que se manifiestan simultáneamente en los vinos tintos: - Un efecto hipercrómico, es decir, un incremento del coeficiente de absorción molar del cromóforo del antociano monómero, que se traduce en una mayor intensidad del color rojo mostrado por el vino tinto con copigmentación. - Un efecto batocrómico (Timberlake y col., 1983), es decir, un aumento de la longitud de onda de máxima absorción visible del cromóforo del antociano 231 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos monómero, que se traduce en un viraje hacia tonalidades más azuladas del color rojo del vino tinto (Asen y col., 1972). La copigmentación se ve influida por parámetros como el pH, el solvente (Dangles y col., 1992) y la temperatura, cuyo aumento provoca perturbaciones parciales en la estructura del agua y en la estabilidad de los complejos de copigmentación, disminuyendo la eficacia de la misma. II.1.2.2. Condensación directa antociano-tanino y tanino-antociano La presencia de antocianos y taninos en el vino conduce a reacciones de condensación entre ambos (Guerra y col., 1996). Como consecuencia de su doble naturaleza de nucleófilos y electrófilos, pueden ser del tipo antociano-tanino (A-T) y tanino-antociano (T-A), interviniendo el tanino en forma de molécula monómera de flavan-3-ol o como oligómeros (proantocianidina) (Mateus y col., 2002a) (Figura II.6.). Al pH del vino, la forma catiónica del antociano se encuentra en pequeña proporción, por lo que las reacciones de condensación antociano-tanino (A+-T) sólo son conocidas por ahora en sistemas modelo ya que, si bien existen evidencias que parecen demostrar su ocurrencia (Bishop y col., 1984; Rémy-Tanneau y col., 2003), aún no se han identificado la estructura química de los intermedios de reacción (Cheynier y col., 1992; Ribèreau-Gayon y col., 1999). Según la bibliografía, dicha reacción donde el antociano participa como electrófilo (carga positiva) bajo su forma de catión flavilio, sería seguida de una oxidación que reintroduciría la carga positiva del antociano y restauraría así su color rojo. Así, se formarían nuevos pigmentos rojo-anaranjados en soluciones modelo debido a la formación de sales xanthilium de color naranja (λmax = 440 nm) (Liao y col., 1992; Santos-Buelga y col., 1999; Ribéreau-Gayon y col., 2000). Por otro lado, al pH del vino, los antocianos existen mayoritariamente en forma hemiacetal (pseudobases carbinol incoloras), que por su carácter nucleófilo, es susceptible del ataque electrófilo de proantocianidinas, conduciendo a la formación de aductos taninoantociano (T-A+) (Santos-Buelga y col., 1995; Salas y col., 2004; Dueñas y col., 2006). Estas reacciones se fundamentan en la capacidad de las proantocianidinas (T-T) de formar un carbocatión a partir de la ruptura de la unión interflavánica en medio ácido (Haslam, 1980; Ribéreau-Gayon, 1998). Éste actuaría como electrófilo atacando las posiciones 6 ù 8 del 232 Introducción antociano, que en forma de base carbinol, actuaría como nucleófilo (Glories, 1984a; Flanzy, 2000). En esta reacción, los flavan-3-oles monómeros no reaccionan, ya que no pueden dar lugar al carbocatión, por lo que no progresan hacia estructuras más polimerizadas. Estos compuestos, al contener al antociano en su forma carbinol, son inicialmente incoloros; no obstante, en función del pH del medio, se establecerá un equilibrio con las otras formas coloreadas (Glories, 1984b) dando lugar a un espectro visible similar al de los antocianos (Vivar-Quintana y col., 1999; Remy y col., 2000). ANTOCIANO TANINO R1 OH OH OH R1 + O HO HO R2 O OH O Glu OH HSO3- R1 OH OH OH OH HO O + O HO R2 OH OH R1 O OH TANINO ANTOCIANO Pigmento tipo A-T Pigmento tipo T-A Glu HSO3- Figura II.6. Estructuras de los pigmentos antociánicos poliméricos resultantes de la unión entre antocianos monómeros y taninos (pigmentos tipo A-T y T-A). Este mecanismo de transformación de antocianos monómeros en pigmentos poliméricos permite explicar la pérdida de intensidad colorante durante el envejecimiento, pues se producen precipitaciones debido al elevado peso molecular tras la polimerización. El cambio de tonalidad del color de los vinos tintos durante el envejecimiento se debe a la pérdida del grupo cromóforo del antociano monómero al formarse dichas estructuras. Por lo tanto, no pueden formar complejos de copigmentación por impedimento estérico y se pierden las tonalidades púrpuras del color rojo de los vinos, asociadas al efecto batocrómico del fenómeno de copigmentación. Este hecho también explica la disminución de intensidad colorante mediante la pérdida del efecto hipercrómico asociado a la copigmentación. La estabilización del color se explica tanto por la pérdida de la capacidad de decoloración del bisulfito como por los cambios de color asociados a la variación del pH (y 233 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos al paso a formas incoloras de antocianos), para lo cual necesitan la posición C4 libre del antociano. Así, de las dos estructuras descritas anteriormente, sólo las uniones taninoantociano (T-A) serían susceptibles de decoloración. II.1.2.3. Condensación mediada por acetaldehído entre antocianos y taninos El acetaldehído es un compuesto natural que aparece en los vinos, producido tanto por la descarboxilación del ácido pirúvico en el metabolismo de las levaduras durante la fermentación (Wildenradt y col., 1974), como por oxidación del etanol en presencia de compuestos fenólicos (Atanasova y col., 2002). La reacción entre antociano y tanino mediada por acetaldehído fue propuesta por primera vez por Timberlake y col. (1976) y ha sido postulada en base a datos de espectrometría de masas (Francia-Aricha y col., 1997) en pigmentos que implican a una procianidina o a una molécula de flavan-3-ol monómero. Dichas estructuras proporcionan una estabilización del color debido a la protección que produce la procianidina sobre el antociano, mediante el impedimento estérico que supone frente al ataque nucleofílico por moléculas de agua (Brouillard y col., 1990). Este ataque nucleofílico en antocianos libres supone el primer paso en su evolución a pseudobases carbinol (formas no coloreadas) y por tanto sin un papel importante en el color de los vinos. La formación de dichos compuestos produce cambios de color durante el envejecimiento y almacenamiento de vinos (Singleton y col., 1992; Picinelli y col., 1994). Presentan una longitud máxima de absorción en el rango de los 540 nm, dando lugar a tonalidades rojo-azuladas o violáceas debido a un efecto batocrómico (Bakker y col., 1993; Dallas y col., 1996a y b; Escribano-Bailón y col., 2001; Asenstorfer y col., 2006). Este fenómeno ha sido interpretado como un efecto de copigmentación intermolecular (EscribanoBailón y col., 1996). Las combinaciones antociano-flavanol son menos hidrofóbicas que los correspondientes taninos, por lo que ejercen un efecto favorable en la evolución de la astringencia del vino, al disminuir gradualmente la misma (Haslam, 1980; Vivas y col., 1996; Rémy y col., 2000; Escribano-Bailón y col., 2001). 234 Introducción Se han postulado dos mecanismos posibles. En el primero, el antociano bajo su forma flavilio reacciona primero con el etanal y posteriormente el carbocatión resultante lo hace con el flavan-3-ol (Dournel, 1985). En el segundo, el orden es el contrario (Figura II.7.), siendo el flavan-3-ol el que reacciona con el acetaldehído para posteriormente unirse a la molécula de antociano (Timberlake y col., 1976). El primer mecanismo no ha sido demostrado, a diferencia del segundo que ha sido confirmado por autores como Escribano y col. (1996) y Fulcrand y col. (1996). OH OH OH OGlu HO O R2 HO O + OH OH FLAVAN-3-OL OH R1 HC-CH3 OH CI AN O [H+] OH AN TO + CH3 – CHO - H20 + OH OH + HO O HC-CH3 HO O OH OH OH OH PIGMENTO DE CONDENSACIÓN Figura II.7. Mecanismo propuesto para la condensación mediada por acetaldehído entre antocianos y flavan-3-oles (Timberlake y col., 1976). La cinética de formación de estos compuestos parece ser relativamente rápida, produciendo un incremento en la intensidad y estabilidad del color, aunque un aumento en el porcentaje de reacciones de polimerización producen inestabilidad, precipitación y disminución del color (Es-Safi y col., 2002). La presencia del antociano hace finalizar la cadena del proceso de polimerización, debido a que la interacción entre el grupo etílico procedente del acetaldehído y la malvidina3-O-glucósido es mucho más fuerte que la unión con el flavan-3-ol (Es-Safi y col., 1999). La formación de pigmentos mediados por acetaldehído está favorecida por pH ácidos (García-Viguera y col., 1994), debido a: - la mayor facilidad del acetaldehído a formar el carbocatión necesario para la condensación (Rivas-Gonzalo y col., 1995). De hecho, Francia-Aricha y col. 235 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos (1997), observaron que los condensados formados por reacción entre malvidina-3glucósido y procianidina B2, mediada por acetaldehído, se formaban en menor medida a valores de pH más bajos, a cambio de la formación de mayor concentración de estructuras condensadas que precipitaban con un tono violáceo. - la mayor proporción de antocianos en su forma flavilio (roja) (Glories y col., 1984b). - mantenimiento de un mayor y más regular potencial redox durante el añejamineto (necesario para producir oxígeno activado). - mayor protección de los antocianos al favorecerse el fenómeno de copigmentación (Boulton, 2001; Brouillard y col., 1989; Esparza y col., 2005). - el carbocatión interviniente en este tipo de reacciones se forma sólo en medio ácido (Ribéreau-Gayon, 1998). Diversos autores han manifestado la importante relevancia de la presencia de dichos compuestos en el vino (Ribéreau-Gayon y col., 1983; Pontallier y col., 1983; Saucier y col., 1997), a diferencia de otros autores (Baranowski y col., 1983; Somers y col., 1986) que argumentan que la disponibilidad del acetaldehído para participar en reacciones de condensación se ve limitada por la presencia de sulfitos y la insuficiente acidez, por lo que este tipo de procesos podrían estar dificultados en el vino. Una vez formados, los pigmentos de condensación mediados por acetaldehído son poco estables y despolimerizan con cierta facilidad, liberando formas etil-flavanol reactivas que pueden ser captadas nuevamente por los propios condensados, aumentando así su tamaño, o reaccionar con nuevos antocianos para formar pigmentos de otro tipo (EscribanoBailón y col., 2001). Su poca estabilidad y facilidad de precipitación hace suponer que son poco importantes para la definición del color en los vinos envejecidos (Escribano-Bailón y col., 2001; Santos-Buelga, 2001). Tales suposiciones se basan en: - las condensaciones flavan-3-ol-antociano directas o mediadas por acetaldehído dan lugar a oligómeros grandes y con tendencia a continuar polimerizándose para posteriormente dar lugar a precipitaciones (Es-Safi y col., 1999). - son sólo parcialmente resistentes a la decoloración por SO2 y poco resistentes al aumento del pH (Salas y col., 2004; Asenstorfer y col., 2006). 236 Introducción - Presentan tonalidades rojo-azuladas, las cuáles están ausentes en vinos de más de seis años de añejamiento. II.1.2.4. Formación de piranoantocianos La formación de nuevos pigmentos caracterizados por la estabilización del color que producen en los vinos está siendo investigada recientemente por numerosos autores, elucidando diversas estructuras químicas que permitirán un entendimiento más completo de la química del color en los vinos envejecidos (Francia-Aricha y col., 1997; Atanasova y col., 2002; Mateus y col., 2002a, 2003a y 2003b; Pozo-Bayón y col., 2004; Macz-Pop y col., 2006; Drinkine y col., 2007; Rentzsch y col., 2007a; Cruz y col., 2008). Dichos compuestos no están presentes en la uva, sino que se forman en el curso de la fermentación alcohólica y en las etapas subsiguientes de la elaboración (Bakker y col., 1997b; Romero y col., 2000a). Los piranoantocianos son compuestos formados por la reacción entre un antociano monómero y una sustancia que contenga un doble enlace polarizado, es decir, con sustituyentes de diferente polaridad en ambos extremos del doble enlace, incorporando un anillo piránico adicional que está fusionado con el esqueleto flavonoideo del catión flavilio del antociano original (FiguraII.8.). Todos los aductos presentan un comportamiento espectral similar, con rangos máximos de absorción que oscilan entre 495 y 520 nm, es decir, menor que el correspondiente a los antocianos (efecto hipsocrómico) (Amico y col., 2004; Alcalde-Eón y col., 2005). También presentan un pico de absorción en la región de 420 nm, lo que explica porqué estas moléculas presentan tonalidades anaranjadas (Fulcrand y col., 1998). La inclusión del C4 del antociano en el anillo pirano, provoca un impedimento estérico y hace más estable a la molécula frente a la decoloración por efecto del SO2 (SarniManchado y col., 1996; Bakker y col., 1997; Vivar-Quintana y col., 2002; Asenstorfer y col., 2006), el aumento del pH (Francia-Aricha y col., 1997; Romero y col., 1999; Schwarz y col., 2003; Asenstorfer y col., 2006), la degradación oxidativa (Bakker y col., 1997b), e incluso la temperatura (Sarni-Manchado y col., 1996). Además de ser estructuralmente más estables que los antocianos, los piranoantocianos son poco adsorbidos por las paredes celulares de la levadura debido a que se forman en la mitad/final de la fermentación alcohólica, cuando las paredes se encuentran ya saturadas en antocianos (Casassa y col., 2006). 237 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos R 1 1 R H O H O OO NR AE I M C OÓ TN NO AM + 2 R O 2 R O H + O O H a s o c u l G O O a s o c u l G O H O R ) H O O C ( H O N A I C O T N A O N A R I P E L B OO DD A NZ OR I CA OL TO SP EE UC PA ML ON CE R Figura II.8. Mecanismo de formación de los piranoantocianos. En los últimos años se han descubierto un gran número de nuevos piranoantocianos y actualmente el abanico de posibles estructuras es muy amplio: - Vitisinas: proceden de la reacción de antocianos monómeros con moléculas de pequeño tamaño molecular, procedentes del metabolismo de las levaduras, como el ácido pirúvico (vitisina A), el acetaldehído (vitisina B) o el acetilacetato (4metil-piranoantociano). El acetaldehído también puede proceder de la oxidación química del etanol, durante la crianza en barrica o la microoxigenación. - Hidroxifenil-piranoantocianos: se forman por reacción de antocianos monómeros con ácidos hidroxicinámicos (cafeico, cumárico, ferúlico, sinápico) ya sea de forma directa o previa descarboxilación inducida por las levaduras (no posible con el ácido cafeico). A esta tipología pertenece la pinotina A, formada a partir del ácido cafeico. - Vinilflavanol-piranoantocianos: se trata del producto de reacción entre antocianos monómeros y vinil-flavanoles, originados estos últimos por despolimerización de polímeros de flavan-3-oles con uniones mediadas por acetaldehído o por hidrólisis de pigmentos del tipo antociano-tanino mediada por acetaldehído (antociano-etil-flavan-3-ol). 238 Introducción - Portisinas (vinilpiranoantocianos): proceden de la reacción de un vinil-flavanol o de un ácido hidroxicinámico (o su producto de descarboxilación, un vinilfenol) con la vitisina A. Reciben este nombre por haberse encontrado inicialmente en vinos de Oporto, cuya elaboración se caracteriza por una fortificación (adición de alcohol) a mitad de fermentación alcohólica, cuando la actividad de las levaduras es alta y hay, por tanto, una alta concentración de acetaldehído. La primera estructura de piranoantocianos identificada fue la vitisina A, un piranoantociano originario de la reacción de cicloadición de C4 y del grupo hidroxilo del C5 de la malvidina 3-O-glucósido con la forma enólica del ácido pirúvico (Fulcrand y col., 1996; Revilla y col., 2001; Wittkowski y col., 2002). Dado que el ácido pirúvico es el producto final de la glicólisis durante la fermentación alcohólica, el compuesto formado se encuentra exclusivamente en vinos. En soluciones modelo, la vitisina A se forma muy rápidamente a pH bajos (2.7-3) coincidiendo con la máxima concentración de ácido pirúvico disociado. Fuera de dicho rango de pH su concentración se ve disminuida (Romero y col., 1999). Con respecto a la temperatura, la máxima tasa de producción se alcanza en el rango comprendido entre 1015ºC, mientras que temperaturas superiores (32ºC) favorecen la formación de pigmentos poliméricos. Otra característica relacionada con su elevada estabilidad (Romero y col., 2000b) es su baja tasa de degradación (Bakker y col., 1998; Mateus y col., 2001), ya que ha sido determinado que más de la mitad de su contenido hipotético inicial (55%) permanece aún presente en vinos de 15 años (Schwarz y col., 2003d). Además, es uno de los pocos pigmentos que se puede generar constantemente a lo largo de toda la vida del vino, siempre y cuando existan en el medio antocianos monómeros y ácido pirúvico disponibles (Morata y col., 2006). La vitisina B resulta de la reacción química producida entre la malvidina 3-Oglucósido y el acetaldehído (Bakker y col., 1997a; Revilla y col., 1999). Se han identificado la presencia de vitisina A y B derivadas de la forma acetilada de la malvidina 3-O-glucósido, llamadas acetil- y p-cumaril-vitisinas A y B, respectivamente (Mateus y col., 2002a y 2003b; Salas y col., 2005). El acetaldehído reacciona preferentemente con los antocianos acetilados (Alcalde-Eón y col., 2006), y en menor medida con los p-cumarilados. 239 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Debido a que el antociano mayoritario presente en el vino es la malvidina 3-Oglucósido, las vitisinas se forman mayoritariamente a partir de él, aunque se han identificado con otros antocianos tales como peonidina y petunidina (Pozo-Bayón y col., 2004). La maceración de la uva para la extracción del color sucede de forma simultánea a la fermentación. Las levaduras del género Saccharomyces spp. degradan los azúcares por vía fermentativa transformándolos en etanol. Durante este complejo proceso, se producen varios metabolitos intermedios que son en parte excretados al exterior celular. Entre dichos metabolitos se encuentran el ácido pirúvico y el acetaldehído, muy importantes en la formación de vitisinas. Por tanto, la selección de levaduras Saccharomyces con elevadas producciones de ácido pirúvico y acetaldehído permiten maximizar el contenido en vitisina A y B en los vinos por ellas fermentados, mejorando notablemente su color (Morata y col., 2002). Las vitisinas se caracterizan por una formación relativamente precoz, a diferencia de otros piranoantocianos. Así, durante la fermentación alcohólica, e independientemente de la cepa de levadura, la vitisina A se forma más rápidamente que la vitisina B, con picos de producción durante los 2-3 primeros días de fermentación, en el período comprendido entre 20-85% de la utilización total de la glucosa (Jones y col., 2003). Hacia la mitad de la fermentación, la formación de ácido pirúvico alcanza el pico máximo, y con ello la formación de vitisina A. Hacia el final de la fermentación alcohólica, cuando el medio se empobrece nutricionalmente, la levadura comienza a reutilizar parte del piruvato excretado y por tanto la concentración de vitisina A se ve disminuida (Morata y col., 2003). Con el tiempo, la tendencia a disminuir se ve favorecida, como ha sido demostrado en una serie vertical de vinos chilenos de Cabernet Sauvignon de una misma bodega (Schwarz y col., 2003d). La vitisina B comienza a sintetizarse hacia el final de la fermentación alcohólica (Morata y col., 2003). La producción de acetaldehído es proporcional a la cantidad de azúcar fermentado, que es mayor hacia el final de dicha fermentación. Además, en dicho momento la influencia del SO2 por reacción con el acetaldehído es menor. 240 Introducción La formación de ambos tipos de vitisinas parece seguir una cinética antagónica, ya que el acetaldehído podría competir con el ácido pirúvico por la molécula del antocianos (Romero y col., 2000). Han sido identificados por Fulcrand y col. (1996), unos compuestos resultantes de la condensación de antocianos con 4-vinilfenol, 4-vinilcatecol y 4-vinilguaiacol (Schwarz y col., 2003a; Cameira-dos-Santos y col., 1996; Rentzsch y col., 2007a; Castañeda-Ovando y col., 2009). Inicialmente se propuso que la formación de piranoantocianos derivados de los ácidos hidroxicinámicos ocurría a través de los 4-vinilfenoles formados por descarboxilación, catalizada enzimáticamente por los microorganismos implicados en la fermentación alcohólica. No obstante, si bien se han encontrado levaduras con esta actividad enzimática, éstas no son activas frente al ácido cafeico (Chatonnet y col., 1993) y hace poco se demostró la formación de piranoantocianos por reacción directa entre los ácidos hidroxicinámicos y los antocianos monómeros (Schwarz y col., 2003b). Más recientemente se ha comprobado que, en vinos tintos de la variedad Garnacha, la formación de piranoantocianos derivados de los ácidos hidroxicinámicos ocurre en dos etapas (Rentzsch y col., 2007a): durante la fermentación alcohólica se forman pequeñas cantidades de los piranoantocianos derivados de los ácidos p-cumárico y ferúlico, por vía enzimática que implicaría la hidrólisis de los precursores (ácidos cutárico y fertárico, respectivamente) y la posterior descarboxilación que originaría los muy reactivos 4-vinilfenol y 4-vinilguaiacol; en una segunda fase, tras la fermentación maloláctica y algunos meses de envejecimiento, se observa la hidrólisis de los precursores de los ácidos cafeico, p-cumárico y ferúlico (ácidos caftárico, cutárico y fertárico, respectivamente) y la reacción directa de éstos con los antocianos. Así, aparecen compuestos tales como la pinotina A (Rentzsch y col., 2007b) resultante de la reacción química entre el ácido cafeico (o su derivado vinílico) y la malvidina 3-O-glucósido durante el envejecimiento. Además, se han identificado hidroxifenilpiranoantocianos tales como la malvidina 3-O-glucósido-4-vinilfenol y malvidina 3-O-glucósido-4-vinilguaiacol, en sus formas monoglucosiladas, acetiladas y p-cumariladas de la Malvidina por reacción con los ácidos ácido p-cumárico y ferúlico (o sus derivados vinílicos), respectivamente. Por otro lado, Francia-Aricha y col. (1997) detectaron la formación en disoluciones modelo de un pigmento de estructura similar a través de un mecanismo alternativo a las 241 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos reacciones clásicas asumidas de condensación mediada por acetaldehído. La formación de dicho compuesto radica en la inestabilidad de los puentes etilo entre antociano y flavan-3oles (Escribano-Bailón y col., 2001; Zamora, 2003). Así, se originan vinil-flavan-3-oles, que pueden reaccionar con una nueva molécula de flavan-3-ol, dando lugar a polimerizaciones y posibles precipitaciones si hubiera una cantidad de acetaldehído suficiente para ello. De igual modo, puede reaccionar con una molécula de antociano, dando lugar a vinilflavan-3-oles piranoantocianos (antociano-vinil-flavan-3-ol), expuesto en la Figura II.9., e incluso su derivado acetilado (Mateus y col., 2003a). OCH3 antociano CH=CH2 COOH OH + O HO OCH3 OH OH OH OGlu OH ácido cafeico vinilcatecol OH H3C HC O acetaldehído OCH3 OH OH OH CH = CH2 COOH HO O H3C OCH3 C HO O O OCH3 Ácido pirúvico OH OH OGlu HO R1 vinilflavan-3-ol O O OCH3 OCH3 OCH3 OGlu OH OH OH HO HO O + O O Pinotina A (hidroxifenilpiranoantociano) vitisina B OCH3 OCH3 OH OGlu OH OGlu O OH O HO O COOH vitisina A OH R1 vinilflavan-3-ol piranoantociano Figura II.9. Posibles mecanismos de formación de piranoantocianos (adaptado de Zamora, 2003). Dos nuevos pigmentos formados a partir de la vitisina A se han identificado en disoluciones modelo y en vinos de Oporto de 2 años, y reciben el nombre de portisinas (Mateus y col., 2003b; Oliveira y col., 2007), así como en soluciones modelo (Oliveira y col., 2006; Mateus y col., 2004). El primero de ellos, derivado de la reacción de la vitisina A con un resto vinil-flavan-3-ol (Figura II.10.b) (procedente de la ruptura de las condensaciones TT o A-T mediadas por acetaldehído), posee una longitud de onda máxima de absorción a 575 nm, por lo que presenta una coloración azul oscura. Oliveira y col. (2006) postulan un mecanismo de reacción, donde el aducto 8-vinilflavan-3-ol, como intermediario, reacciona con la vitisina A en su C10. El último paso en su formación es la pérdida de una molécula de ácido fórmico y una oxidación para dar lugar al puente vinílico. Aunque se forma en 242 Introducción pequeñas cantidades, es un compuesto muy estable, por lo que sería susceptible de contribuir al cambio de color de estos vinos durante el añejamiento (Mateus y col., 2003b). El segundo, producto de la reacción entre la vitisina A y un resto vinil-fenol (procedente de la descarboxilación del ácido p-cumárico) (Figura II.10.a), posee una longitud de onda de máxima absorción a 538 nm, por lo que presenta tonalidades púrpuras. Posee una alta estabilidad y podría jugar un rol crucial como precursor a su vez de otros nuevos pigmentos durante la evolución del color (Mateus y col., 2006). 1 R 1 R H O H O 2 R O + 2 R O O H + O H a s o c u l G O O a s o c u l G O O H O O O H b H O a H O ' R R R H O H O ) s o n a i c o t n a o n a r i p l i n i V ( S A N I S I T R O P Figura II.10. Estructura química de las portisinas. a.- vinil-flavan-3-ol portisina. b.- vinil-fenol portisina. A diferencia de los pigmentos antociánicos poliméricos, los piranoantocianos son moléculas de un tamaño similar al de los antocianos monómeros de los que derivan, y por lo tanto se encuentran disueltos en el vino, por lo que tendrán poca tendencia a perderse en las precipitaciones de materia colorante que se producen en los vinos tintos envejecidos o a quedarse retenidos en los filtros por los que se pasan los vinos antes de su embotellado (Hermosín-Gutiérrez, 2004). Los antocianos monómeros poseen unos cromóforos muy potentes, con un coeficiente de absorción molar a 520 nm a pH 1.5 de 27000 L/g cm para la malvidina 3-O-glucósido de Malvidina, a diferencia de los piranoantocianos, con grupos cromóforos más débiles (con coeficientes de absorción molar en torno a la mitad de los correspondientes antocianos de los que derivan) (Håkansson y col., 2003). Por lo tanto, para concentraciones molares iguales en medio muy ácido, estos últimos otorgan menor intensidad colorante y una tonalidad roja más anaranjada que los correspondientes antocianos monómeros; no obstante, mientras los 243 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos antocianos monómeros (por ejemplo, la malvidina 3-O-glucósido) al pH del vino pierden en gran parte la intensidad de su color rojo (al pasar la mayoría a la forma incolora de base pesudocarbinol), los piranoantocianos no se modifican y presentan prácticamente la misma intensidad colorante qu a pH muy ácido. II.1.3. EFECTO DE LA ADICIÓN DE OXÍGENO SOBRE LOS COMPUESTOS VOLÁTILES RESPONSABLES DEL AROMA DE LOS VINOS TINTOS Cabe destacar la escasez de investigaciones en lo que al efecto de la adición de oxígeno sobre el aroma de los vinos tintos se refiere. Aún así, se han realizado algunas elucidaciones generales que afirman que el aporte de oxígeno al vino hace disminuir los aromas de reducción característicos de aquellos vinos que permanecen al abrigo del aire durante largos periodos, los cuáles producen olores desagradables (Boulet y col., 1998). El tratamiento de microoxigenación produce un efecto variable sobre el aroma del vino, sobre todo en algunos compuestos varietales (Ortega-Heras y col., 2008), aunque depende en gran medida de la variedad y vendimia utilizadas (Ortega-Heras y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009). La microoxigenación no modifica significativamente el contenido de terpenos en el vino (Hernández-Orte y col., 2009). Así, se observan diferencias en terpenos, ésteres y acetatos en los vinos procedentes de microoxigenación con anterioridad a la fermentación maloláctica, cuyas diferencias desaparecen tras la misma (Pérez-Magariño y col., 2009; Hernández-Orte y col., 2009). De manera similar, Ortega-Heras y col. (2008) afirmaron que la microoxigenación no ejerce un efecto marcado sobre la familia de ésteres, aunque Cerdán y col. (2004) observaron diferencias puntuales sólo en alguno de ellos. Ortega-Heras y col. (2008) observaron diferencias tras la fermentación maloláctica en los acetatos y alcoholes para las variedades de Tinta del Toro y Mencía, variando su concentración respecto al control según la vendimia. Los vinos microoxigenados poseían mayores concentraciones de ácidos grasos y alcoholes, especialmente de 2-feniletanol, pero no se encontraron correlaciones con la variedad y el año de vendimia. Pese a la disminución que sobre las notas herbáceas se observa en los vinos sometidos a microoxigenación, pocos estudios científicos lo avalan. Los alcoholes C6, responsables de 244 Introducción dicho aroma, no se ven modificados o incluso sufren un aumento con el tratamiento de oxigenación para Ortega-Heras y col. (2008). Por tanto, la disminución de las notas verdes descrita por numerosos autores (Bertuccioli y col., 2002; Gerbi y col., 2001; PourNikfarkjam y col., 2003), debería correlacionarse con otro tipo de compuestos adicionales. Du Toit y col. (2006b) observó una disminución en la concentración de acetato de isoamilo producido por una oxigenación excesiva, que desencadenó en un aumento en la concentración de acetaldehído. El oxígeno podría favorecer la formación de ß-ionona, ßdamascenona y vitispirano, con la consecuente aparición de notas florales, afrutadas y eucalipto, respectivamente, aunque una oxigenación excesiva produce su degradación (SilvaFerreira y col., 2004). II.1.4. EFECTO COMBINADO DEL OXÍGENO Y DEL TRATAMIENTO CON MADERA El uso de chips o virutas está siendo utilizado como alternativa al uso de barricas, con el fin de abaratar costes debido al menor requerimiento de tiempo de contacto con el vino, así como de mejorar el proceso tecnológico del envejecimiento del mismo (Spillman, 1999). El uso de virutas influye en el perfil sensorial y químico del vino, debido al gran número de compuestos fenólicos y taninos que posee (Viriot y col., 1994; Fernández de Simón y col., 1996), así como de compuestos volátiles, aunque depende en gran medida del origen botánico y geográfico del roble, del sistema de secado y grado de tostado (Pérez Coello y col., 1997, 1998, 1999a, 2000a; Guchu y col., 2006a; Fernández de Simón y col., 2006). Dentro del numeroso grupo de compuestos que proporcionan unas características organolépticas peculiares al ser cedidos al vino así como un aroma más delicado y mayor redondez y armonía en la percepción sensorial, cabe destacar compuestos volátiles tales como cis- y trans-ß-metil-γ-octolactona (whiskey lactonas), con un olor característico a nuez de coco, así como de compuestos procedentes de la lignina de la madera (Pérez-Coello y col., 2008): 245 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos - Fenoles volátiles, tales como eugenol y guaiacol, con olor a clavo y especiado, respectivamente. - Furanos (furfural y derivados) proporcionan la nota aromática de almendra tostada, así como otros heterocíclos volátiles. - Aldehídos fenólicos como la vainillina y fenilcetonas como acetovainillona, propio- y butirovainillona, con características sensoriales a vainillina (RibéreauGayon y col., 1999). Entre los compuestos fenólicos cedidos por la madera al vino, caben destacar los ácidos fenólicos y taninos gálicos (amargos) y elágicos, así como flavan-3-oles, contribuyendo en gran medida a la astringencia (Vivas, 1997c). Actualmente, se encuentran en la bibliografía numerosos estudios basados en la acción conjunta de la técnica de microoxigenación y madera (McCord, 2003; Sartini y col., 2007; Rodríguez-Bencomo y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009; Pérez-Magariño y col., 2009; Rudnitskaya y col., 2009), tanto en barricas como en forma de virutas. Con ello, se pretende el aumento de la estabilidad del color, así como de acentuar las características organolépticas del vino con aromas típicos de la madera. Pérez-Magariño y col. (2009) observaron que la aplicación de la técnica de microoxigenación con anterioridad a la fermentación maloláctica influye positivamente en el efecto que produce la adición posterior de virutas en el color y la composición fenólica del vino, a diferencia de lo observado por otros autores (Sartini y col., 2007). Así mismo, las diferencias son apreciables a nivel sensorial, donde los vinos microoxigenados envejecidos en barrica destacan por una mayor percepción de notas especiadas, además de presentar una menor astringencia (Cano-López y col., 2005; Llaudy y col., 2006). En cuánto al efecto del tratamiento conjunto de microoxigenación y madera sobre el aroma del vino, se observan numerosos factores influyentes tales como la variedad de uva y el año de vendimia, que a su vez están relacionados con la composición fenólica y la dosis de oxígeno empleada a partir de la misma (Ortega-Heras y col., 2008). Así, en los vinos procedentes de la variedad Mencía se produjo un incremento en la complejidad del aroma, a diferencia de los vinos de la variedad Tinta de Toro, con un incremento de las notas punzantes producidas por diversos alcoholes. En la oxigenación producida en barricas, 246 Introducción Jarauta y col. (2005) observaron una degradación del 2-feniletanol en favor de un aumento del fenilacetaldehído. En relación a los compuestos característicos de la madera, se aprecia una disminución de compuestos derivados del furfural, cis-whiskey lactona y eugenol, así como un incremento en la concentración de vainillina y guaiacol en los vinos sometidos a la acción del oxígeno con anterioridad a la fermentación maloláctica y posterior crianza en barricas (Ortega-Heras y col., 2008), y una correlación positiva entre las notas frutales y aromas varietales. Resultados similares fueron observados por Hernández-Orte y col. (2009) en trans-whiskey lactona y γ-butirolactona. II.1.5. EFECTO DE LA MICROOXIGENACIÓN EN EL PERFIL SENSORIAL DE LOS VINOS TINTOS Los compuestos fenólicos están relacionados con el amargor, astringencia y redondez en boca del vino tinto, pero son principalmente los flavan-3-oles los responsables del flavor y la textura. Así, durante el envejecimiento del vino tinto en barricas, se producen transformaciones sensoriales encaminadas hacia la suavidad y la menor astringencia. Las reacciones de polimerización de (+)-catequina y (-)-epicatequina, así como las mediadas por acetaldehído, producen una menor reactividad con las proteínas presentes en la saliva, percibiéndose así una menor astringencia (Pour-Nikfardjam y col., 2003). Sin embargo, las reacciones de polimerización directas de los flavan-3-oles mediante uniones C4-C8 y C4-C6 que originan las proantocianidinas, dan lugar a productos muy reactivos para las proteínas salivares, aumentando dicho atributo. Las reacciones de antocianos con proantocianidinas también influyen sobre el flavor del vino en este sentido, debido a que previenen polimerizaciones posteriores (Ribéreau-Gayon y col., 2000; Monagas y col., 2005). La microoxigenación produce una disminución en las notas vegetales y herbáceas a favor de un aumento de las notas afrutadas (Sullivan, 2002; Ortega-Heras y col., 2008), pasas (Hernández-Orte y col., 2009), aroma de café y especias (Llaudy y col., 2006). Respecto a los atributos característicos de la madera, Llaudy y col. (2006), Ortega-Heras y col. (2008) y 247 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Rodríguez-Bencomo y col. (2008) observaron una intensificación de los mismos, de manera contraria a los resultados obtenidos por Hernández-Orte y col. (2009). Durante la fase de estructuración, los vinos son más fuertes y astringentes para luego suavizarse durante la fase de armonización. Si se produjera una sobre-oxidación, se incrementaría el amargor y la sequedad producidos por los fenómenos de polimerización (Parish y col., 2000; Pour-Nikfardjam y col., 2003). Así, el exceso de oxigenación puede producir una disminución en las notas aromáticas de café, afrutado y plátano. Dicha disminución está correlacionada con el incremento del aroma de piel de patata, que desencadena posteriormente en aroma típico a acetaldehído (Du Toit y col., 2006b). 248 Material y métodos II.2. MATERIAL Y MÉTODOS II.2.1. ELABORACIÓN DE VINOS TINTOS Se han vinificado los vinos de tres variedades de uvas tintas (Cencibel, Merlot y Petit Verdot) cultivadas en la región de Castilla-La Mancha, recogidas en perfecto estado sanitario, con el fin de someter a sus vinos a la técnica de microoxigenación. En el caso de los vinos tintos de la variedad Cencibel, se han realizado dos experiencias en dos años diferentes de vendimia, cuyas diferencias radican en la dosis y momento de aplicación del oxígeno. Los vinos fueron elaborados en la bodega experimental de la Universidad de CastillaLa Mancha, según el esquema mostrado en la Figura II.11. La vendimia fue despalillada, estrujada y adicionada de SO2 a razón de 100 mg/Kg en forma de K2S2O7 (50% de rendimiento). El inóculo para llevar a cabo la fermentación alcohólica fue, en todos los casos, la cepa de levadura seleccionada Saccharomyces cerevisiae cerevisiae C.E.C.T. nº 10835. La fermentación se realizó a una temperatura controlada de 24ºC, realizando el seguimiento de la misma por medidas de densidad y llevando a cabo remontados cada 12 horas. Cencibel 2005 Cencibel 2006 FML 10 mL/L O2 3,5 mL/L O2 0,5 mL/L O2 2,0 mL/L O2 C Merlot 2007 Petit Verdot 2007 20 mL/L O2 30 mL/L O2 C M C M C M FML FML FML FML FML FML 7 g/L virutas 25 días 7 g/L virutas 25 días 7 g/L virutas 25 días 7 g/L virutas 25 días M 5 meses 5 meses Figura II.11. Esquema de vinificaciones y momento y dosis de microoxigenación para las variedades utilizadas. C, Control; M, microoxigenado; FML, fermentación maloláctica. 249 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos El oxígeno puro fue aplicado usando un equipo de microoxigenación suministrado por Laffort (España). II.2.1.1. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 Los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005, variedad autóctona en Castilla-La Mancha y ampliamente cultivada en esta región, fueron suministrados por una bodega de la zona con un índice de polifenoles medio (IP=50). Dichos vinos fueron distribuidos en cuatro depósitos de acero inoxidable de 2 m de altura y 2000L de capacidad, dos destinados para el vino control (con elaboración tradicional), y otros dos para el tratamiento de microoxigenación aplicado tras la fermentación maloláctica. A los depósitos destinados a microoxigenación se les fue suministrada una cantidad de oxígeno total de 6mL/L durante 42 días en diferentes dosis de oxígeno, según la Tabla II.1. Este valor de oxígeno fue el apropiado para el índice de polifenoles totales de dicho vino tinto (IPT = 45). Terminado el tratamiento de microoxigenación, los vinos fueron trasegados y filtrados a través de membranas de 1.2 μm de poro (Millipore Bedfor, MA, USA), embotellados y almacenados a temperatura controlada de 10 ºC hasta su posterior análisis, por duplicado. Tabla II.1. Esquema de dosis de oxígeno aplicado a los vinos sometidos a microoxigenación. Flujo (mL/L/mes) Duración (días) Dosis de oxígeno (mL/L) 15 7 3,5 1 15 0,5 3 20 2 6 II.2.1.2. Vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 Los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 fueron elaborados en la bodega experimental de la Universidad de Castilla-La Mancha. Dichos vinos fueron microoxigenados previamente a la fermentación maloláctica (y tras la fermentación alcohólica), debido a que el efecto del tratamiento de microoxigenación aplicado tras la 250 Material y métodos fermentación maloláctica en los vinos tintos de la anterior vendimia fue mínimo. Además, numerosos autores han aplicado dicho tratamiento con anterioridad a la realización de la fermentación maloláctica (Castellari y col., 2000; Cano-López y col., 2006; Llaudy y col., 2006). Con el fin de evitar el desarrollo de la fermentación maloláctica durante el tiempo de aplicación de oxígeno, fue adicionada lisozima en una concentración de 20 g/HL, a los cuatro depósitos de 2 metros de altura y 2000 L de capacidad, dos destinados a fermentaciones control (elaboración tradicional) y dos para el tratamiento de microoxigenación. La dosis de oxígeno total adicionada a los vinos fue de 10mL/L, a razón de 15 mL/L/mes durante 20 días, dosis apropiada para el índice de polifenoles totales de dicho vino (IPT = 65-70) y recomendado por la casa suministradora del dosificador de oxígeno (Laffort). Terminada la microoxigenación, se procedió a la inoculación con 1 g/HL de bacterias lácticas Oenococcus Oeni (Lactobacter SP1; Laffort) con el fin del desarrollo de la fermentación maloláctica, a una temperatura controlada de 20ºC. Dicha fermentación fue seguida mediante Cromatografía en Capa Fina (TLC), así como con medidas enzimáticas de los ácidos málico y láctico. Tras el trasiego de los vinos y posterior filtrado, se tomaron muestras de los vinos, que fueron conservadas en refrigeración con una temperatura controlada de 10 ºC hasta su posterior análisis. De manera paralela, tanto los vinos control como microoxigenados se almacenaron en bodega durante cinco meses, realizando un seguimiento analítico de los mismos. II.2.1.3. Vinos de la variedad Merlot y Petit Verdot de la vendimia 2007 Los vinos de las variedades Merlot y Petit Verdot correspondientes a la vendimia 2007, suministrados por la bodega Cooperativa de Miguelturra (Ciudad Real), fueron sometidos a microoxigenación con anterioridad a la fermentación maloláctica, a la vista de los buenos resultados obtenidos en el caso de los vinos tintos de la variedad Cencibel elaborados en la vendimia anterior. 251 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Dichas experiencias fueron llevadas a cabo en depósitos de 2 metros de altura y 360 litros de capacidad. Con el fin de evitar el desarrollo de la fermentación maloláctica, fue añadido lisozima a una concentración de 30 g/HL. La adición de oxígeno fue de 20 mL/L de oxígeno total, suministrado a razón de 30 mL/L/mes durante 20 días para los vinos de la variedad Merlot, y de 30 mL/L con un flujo de 45 mL/L/mes durante 20 días para los vinos de la variedad Petit Verdot. Una vez terminada la aplicación de oxígeno, y en igualdad de condiciones con el resto de vinificaciones, una concentración de 1 g/HL de bacterias lácticas Oenococcus Oeni fue añadida con el fin del desarrollo de la fermentación maloláctica, a una temperatura controlada de 20ºC. Previa filtración de los vinos mediante filtros Millipore de 1.2 µm de tamaño de poro, se procedió a la realización de la experiencia con virutas de roble americano sin tostar (Quercus alba) (de la casa comercial Tonelería Magreñán, La Rioja) de los vinos control y microoxigenados de las variedades Merlot y Petit Verdot, realizada a escala laboratorio. Para ello, a 3 L de vino se les añadió una concentración de 7 g/L de virutas durante un tiempo total de 25 días y a una temperatura controlada de 16 ºC. Dichas condiciones aseguran una extracción óptima de los compuestos de la madera (Pérez-Coello y col., 2000b; Guchu y col., 2006b). Tras dicho periodo, se retiraron las virutas y se almacenó el vino en refrigeración controlada de 10 ºC para su análisis. Mediante las experiencias realizadas, se permitirá observar el efecto de la microoxigenación en diferentes momentos de aplicación y dosis de oxígeno para una misma variedad, así su efecto para diferentes variedades. II.2.2. TÉCNICAS DE ANÁLISIS II.2.2.1. Determinaciones analíticas convencionales Las determinaciones de análisis convencionales, azúcares y ácidos orgánicos se realizaron según los métodos oficiales de la OIV (1990). 252 Material y métodos Los métodos enzimáticos (Boherhinger) para la determinación de los ácidos láctico y málico con el fin de comprobar la evolución de la fermentación maloláctica se basan en la medida del aumento o disminución, según los casos, del NADH o NADPH. Estos compuestos presentan su máximo de absorción a la longitud de onda de 340 nm. Para la medida de las absorbancias se utilizaron cubetas de plástico desechables de 1 cm de paso óptico, realizándose las medidas a temperatura ambiente. II.2.2.2. Análisis de compuestos fenólicos y características cromáticas de los vinos tintos a) Análisis espectrofotométricos El espectrofotómetro utilizado para las determinaciones fue Hewlett Packard 8452A. Se realizaron diversas medidas similares a las realizadas en el caso de los vinos blancos: - Polifenoles totales La determinación de polifenoles totales fue llevada a cabo mediante el método propuesto por Mazza y col. (1999), que a su vez fue una modificación del método descrito por Glories (1979). Mediante dicha técnica espectrofotométrica, se obtuvo la determinación de diferentes familias de compuestos fenólicos, tales como ácidos y ésteres derivados de ácidos hidroxicinámicos (DAHC) (320 nm), flavan-3-oles (280 nm), flavonoles (360 nm) y antocianos (520 nm). Las muestras fueron previamente filtradas mediante filtros de poliéster de 0.20 μm y diluidas 1/10 en etanol al 10%. A un volumen de 0.5 mL de muestra se le añadió 0.5 mL de una disolución de HCl al 0.1% en etanol absoluto y 9.1 mL de una disolución de HCl al 2%, también en etanol absoluto. Tras una homogeneización de la muestra y un tiempo de espera de 15 minutos, fue medida la absorbancia a 280 nm, 320 nm y 360 nm con cubetas de cuarzo de 1 cm de paso óptico y utilizando agua bidestilada como blanco con el mismo tratamiento de las muestras. Para llevar a cabo la cuantificación de estos grupos de compuestos, se utilizaron rectas de calibrado de las siguientes sustancias patrón (Sigma-Aldrich): ácido gálico en una disolución etanólica al 10% v/v para la determinación de los polifenoles totales; ácido 253 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos cafeico en una disolución de etanol al 10% v/v para la determinación de los derivados de ácidos hidroxicinámicos y quercetina en una disolución al 95% de etanol para la determinación de la familia de flavonoles. Los resultados se expresaron en mg/L como equivalentes de cada compuesto patrón. En el caso de la determinación de la concentración de antocianos libres, se recurrió a la ley de Lambert-Beer, utilizando el coeficiente de extinción molar del 3-glucósido de malvidina (27000 L/mol*cm). - Flavan-3-oles La determinación de la familia de flavan-3-oles fue llevada a cabo mediante el método propuesto por Amerine y col. (1980), basado en la reacción con la vainillina, dando lugar a un producto coloreado que puede ser determinado de forma cuantitativa por medida colorimétrica. La determinación de flavan-3-oles se fundamenta en la reacción de la vainillina en la posición 6 y 8 de los flavan-3-oles, leucoantocianos y proantocianidinas, pudiendo reaccionar en este último caso sólo en la posición 6. Por lo tanto, es una medida global de monómeros, oligómeros y polímeros derivados de flavan-3-oles. La muestra, tras su filtración, fue diluida 1/10 en etanol al 10%. En un matraz de 25 mL, se añadió 2 mL de muestra previamente filtrada, 10 mL de ácido clorhídrico concentrado y 5 mL de una disolución de vainillina al 1% (p/v) en etanol absoluto, enrasando con etanol al 96%. Tras veinte minutos de reacción a temperatura ambiente, se procedió a medir la absorbancia a 500 nm en una cubeta de cuarzo de 1 cm de paso óptico. Como blanco se utilizó una muestra tratada de la misma forma pero sin adición de vainillina. La cuantificación se llevó a cabo usando la recta de calibrado del patrón comercial de (+)-catequina (Sigma-Aldrich), expresando los resultados en mg/L como equivalentes de (+)catequina. - Características cromáticas en el espacio CIELAB Tras la filtración y posterior ajuste a pH 3.6 de los vinos tintos, se procedió al cálculo de las características cromáticas en el espacio CIELAB mediante el método descrito por CIE 254 Material y métodos (1986) y Pérez-Caballero y col. (2003). Mediante la medida directa de las muestras de vino en cubetas de cuarzo de 2 mm de paso óptico a las absorbancias de 450, 520, 570 y 630nm, se calcularon los parámetros cromáticos L*, C*, h*, a* y b* mediante la utilización del programa MSCVES (http:\\www.unizar.es\negueruela\html\grupo_color.htm) de descarga gratuita. - Tonalidad e intensidad colorante (IC) La intensidad colorante (IC) característica de un vino resulta de la suma de las medidas de absorbancia a 420, 520 y 620 nm, según Glories (1984), corrigiendo las absorbancias para 1 cm de paso óptico. La tonalidad de un vino, medida de la ganancia del tono amarillo de los vinos, viene dado por el cociente entre la absorbancia del vino a 420 nm y 520 nm. IC = A420 + A520 + A620 Tonalidad = A420 / A520 - Copigmentación y polimerización Según el método descrito por Boulton y col. (1996), las muestras de vino fueron centrifugadas a 3500 rpm y ajustadas a pH 3.6. Se realizaron tres medidas para el mismo vino: - A una primera alícuota de 2 mL de vino se añadieron 20 μL de acetaldehído al 10% (v/v) en agua. Tras homogeneizar y esperar 45 minutos, se midió su absorbancia a 520 nm con una cubeta de cuarzo de 2 mm de paso óptico, utilizando agua bidestilada como blanco. Este análisis constituye la fracción de antocianos totales presentes en el vino, ya que el acetaldehído captura el bisulfito presente en el mismo que está unido a los antocianos. Esta medida, multiplicada por el factor de dilución 1.01, constituye el valor de Aacet. - A una segunda alícuota de 2 mL se añadieron 160 μL de SO2 al 5% (p/v) en agua y, tras homogeneización, se midió su absorbancia a 520 nm con una cubeta de cuarzo de 2 mm de espesor, utilizando agua bidestilada como blanco. Esta fracción así obtenida constituye la fracción de antocianos polimerizados, ya que el bisulfito decolora ciertos antocianos, excepto los polimerizados. Esta medida, multiplicada por el factor de dilución 1.08, constituye el valor ASO2. 255 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos - Una tercera alícuota se diluyó 1/20 con vino sintético (12% etanol y 5 g/L de ácido tartárico, ajustado a pH 3.6), midiéndose su absorbancia a 520 nm en una cubeta de cuarzo de 10 mm de paso óptico, utilizando agua bidestilada como blanco. La dilución provoca la disociación de los complejos de copigmentación, desapareciendo los efectos hipercrómico y batocrómico asociados. Esta medida, multiplicada por el factor de corrección 4 (ressultado de la combinación de la dilución realizada y del distinto espesor de cubeta utilizada), constituye el valor Adil. Así, el color al pH de referencia del vino debido a los antocianos copigmentados (% copigmentación) se obtuvo mediante la diferencia entre la medida de antocianos totales (la obtenida mediante la adición de acetaldehído) y la de antocianos presentes en el vino diluido. El color al pH de referencia del vino (3.6) debido a los antocianos polimerizados (% polimerización) corresponde con la medida directa resultante de la adición de bisulfito, en relación a la cantidad de antocianos totales. % copigmentación = [(Aacet – Adil) / Aacet] x 100 % polimerización = (ASO2/Aacet) x 100 - Taninos Para el cálculo de los taninos presentes en los vinos tintos, se diluyó el vino 1/50, previa centrifugación a 3500 rpm, con agua bidestilada. A 4 mL de vino diluido, se le añadieron 2 mL de agua y 6 mL de ácido clorhídrico. Tras un periodo de 30 minutos en baño de agua hirviendo, se dejó enfriar, para posteriormente añadir 1 mL de etanol al 96%. A continuación, se midió la absorbancia a 550 nm con una cubeta de cuarzo de 10 mm de paso óptico (medida D). El blanco se realizó mediante el mismo procedimiento con excepción del calentamiento (medida D0). Taninos (g/L) = 19.19 x (D – D0) 256 Material y métodos b) Determinación de compuestos fenólicos mediante Cromatografía de LíquidosEspectrometría de Masas Separación e identificación de antocianos y flavan-3-oles Con el fin de la separación y posterior identificación de antocianos y flavan-3-oles presentes en los vinos tintos, se realizó una inyección directa de los mismos en el Cromatógrafo de Líquidos, mediante el método descrito por Castillo-Muñoz y col. (2007), cuyo protocolo en relación al gradiente cromatográfico empleado, así como las condiciones de inyección, ya ha sido descrito en el capítulo I, epígrafe I.2.2.2c (método A). La identificación y cuantificación de antocianos y flavan-3-oles (Tabla II.2.), se llevó a cabo a las siguientes longitudes de onda: - 280 nm para los flavan-3-oles: (+)-catequina, (-)-epicatequina y galato de (-)epicatequina y para el ácido gálico, entre los ácidos benzoicos. Sus concentraciones fueron calculadas a partir de disoluciones modelo con concentraciones crecientes dentro del rango que cabe esperarlos en vinos tintos (Sigma-Aldrich). El galato de (-)epicatequina fue cuantificado según la recta de calibrado de la (-)-epicatequina. - 320nm para el trans-GRP (ácido 2-S-glutationilcaftárico), para cuya cuantificación fue utilizada la recta de calibrado del ácido cafeico (Sigma-Aldrich). - 520 nm para los antocianos monómeros (3-O-glucósidos de delfinidina, cianidina, petunidina, peonidina y malvidina), así como para pigmentos antociánicos derivados (piranoantocianos y pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol) (Tabla A-C), para cuya cuantificación fue utilizada la recta de calibrado de la malvidina 3-O-glucósido (Extrasynthése), por ser el antociano mayoritario presente en los vinos tintos. 257 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Tabla II.2. Concentración (mg/L) de las sustancias patrón de la disolución madre empleadas en las rectas de calibrado. Ecuación de la recta y coeficientes de regresión utilizados mediante la inyección directa de los vinos tintos. Compuestos λdetección (nm) Concentración (mg/L) Recta calibrado 520 300 y = (x + 1486,8) / 206,5 malvidina-3-glucósido 280 60 y = (x - 30,6) / 294,3 ácido gálico 280 250 y = (x + 211,1) / 80,8 (+)-catequina 280 120 y = (x + 458,5) / 86,9 (-)-epicatequina 320 50 y = (x + 927,7) / 431,0 ácido cafeico y =concentración (mg/L); x = área de pico r2 0,9899 0,9989 0,9999 0,9948 0,9937 Determinación de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos Aislamiento de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos mediante la técnica de extracción en fase sólida (SPE) Con el fin de extraer los compuestos flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos presentes en el vino, se llevó a cabo la técnica de extracción en fase sólida con un sistema de vacío (Supelco), para la cuál se utilizaron cartuchos Oasis MCX (Waters Corp.; Milford, MA) de 6 cm3 de capacidad y 500 mg de adsorbente. Dichos cartuchos poseen una mezcla de fase reversa (divinilbenceno-poliestireno) e intercambio catiónico, que permitió el aislamiento de los flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos (CastilloMuñoz y col., 2007). Todos los solventes fueron de calidad HPLC y el agua empleada de calidad Milli-Q. El procedimiento de separación, adaptado del método de González-Manzano y col. (2006), se indica a continuación: - Preparación de la muestra: 3 mL de vino fueron mezclados con 3 mL ácido clorhídrico 0.1 N, con posterior agitación para la completa homogeneización. Así, se consiguió un medio ácido con el fin de que los antocianos estuvieran presentes en su forma de catión flavilio (cargados positivamente). - Acondicionamiento del cartucho: Se hizo pasar a través del cartucho 5 mL de metanol, con el fin de activar el cartucho de SPE. A continuación, se pasaron 5 mL de agua bidestilada con el fin de eliminar el exceso de metanol. - Introducción de la muestra: Se hizo pasar la muestra a través del cartucho, consiguiendo así que los compuestos fenólicos quedaran retenidos en él, tomando el cartucho una coloración roja. 258 Material y métodos - Lavado: A continuación, se hicieron pasar 5 mL de ácido clorhídrico 0.1 N y 5 mL de agua bidestilada. - Elucción: Una vez retenidos los compuestos de interés en el cartucho, se procedió a la extracción de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos mediante el paso de 10 mL de metanol, tomando la muestra cierta coloración amarilla. - Regeneración del cartucho MCX: Tras el paso de 5 mL de agua bidestilada, se añadieron 10 mL de una disolución al 2% de hidróxido amónico y 55% de metanol, con el fin de extraer los compuestos antociánicos cargados positivamente retenidos en el cartucho. Posteriormente, se aumentó a 80% la proporción de metanol, manteniendo constante la de hidróxido amónico. Debido al carácter básico de la disolución, los antocianos fueron extraídos con un color azul fuerte. Posteriormente se añadieron 10 mL de una disolución al 2% de ácido clorhídrico y 80% metanol, con el fin de regenerar el material de intercambio catiónico del cartucho. Dicho acondicionamiento, permitió la utilización posterior del cartucho durante al menos cuatro o cinco veces más. Posteriormente, la fracción metanólica que contenía los flavonoles y los derivados de ácidos hidroxicinámicos se concentró en un rotavapor (40ºC) hasta sequedad. El residuo sólido se redisolvió en 3 mL de metanol al 25%, y así fue conservado en congelación hasta su inyección en el cromatógrafo de líquidos. Análisis mediante Cromatografía de líquidos-Espectrometría de masas (método B) La determinación, identificación y cuantificación de los diferentes flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos presentes en el vino fue llevada a cabo mediante un Cromatógrafo de Líquidos Agilent 1100 Series System (Agilent, Waldbronn, Germany) equipado con un detector ultravioleta de diodos array (DAD) (G1315B) y un sistema de detección de espectrometría masas LC/MSD Trap VL (G2445C VL), dotado de un sistema de ionización por electrospray (ESI/MSn). Los datos de espectros de masas fueron procesados mediante un software Agilent LC/MSD Trap (versión 5.3). La muestra fue filtrada mediante filtros de polyester de 0.20 μm de tamaño de poro (Chromafil, PET, 20/25, Machery-Nagel, Düren, Germany). 50 μL de muestra fue inyectada en una columna de fase reversa Zorbax Eclipse XDB-C18 (4.6 x 250 mm; 5 μm de partícula; Agilent), termostatizada a 40ºC. 259 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Eluyentes utilizados Los eluyentes utilizados, de calidad HPLC, fueron una mezcla en diferentes proporciones de acetonitrilo/ agua/ácido fórmico/metanol, v/v, según la Tabla II.3. Tabla II.3. Composición de los eluyentes utilizados para el análisis por Cromatografía de Líquidos de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos. acetonitrilo agua ácido fórmico metanol % Eluyente A % Eluyente B % Eluyente C 3 50 0 88.5 41.5 1.5 8.5 8.5 8.5 0 0 90 Dichos eluyentes fueron filtrados mediante un sistema de filtración Millipore y posteriormente sometidos a ultrasonidos, con el fin de eliminar las posibles burbujas que pudieran interferir en el Cromatógrafo de Líquidos. El método utilizado fue el descrito por Castillo-Muñoz y col. (2009). El flujo utilizado fue de 0.63 mL/min, con el gradiente de elución que se expone a continuación: Tabla II.4. Gradiente de elución de flavonoles y derivados de ácidos hidroxicinámicos, denominado método B. Tiempo (min) % Eluyente A % Eluyente B % Eluyente C 0 94 4 0 7 94 4 0 38 70 17 13 52 50 30 20 52.5 30 40 30 57 0 50 50 58 0 50 50 65 96 4 0 La identificación y cuantificación de las diferentes familias de compuestos fenólicos se llevó a las siguientes longitudes de onda: - 320 nm para los derivados de ácidos hidroxicinámicos: ácidos cafeico, trans-caftárico, cutárico, cis- y trans-cutárico, ferúlico y cis- y trans fertárico. El trans-GRP, fue identificado y cuantificado en mejores condiciones mediante el método A, como se ha descrito con anterioridad. 260 Material y métodos - 360 nm para los flavonoles: miricetina, quercetina, kaempferol, isoramnetina, siringetina y laricitrina, así como sus derivados glucósidos, glucurónidos y galactósidos. Parámetros del ESI/MSn Para la identificación por ESI/MSn se utilizaron los siguientes parámetros (CastilloMuñoz y col., 2009): - detector de masas-masas con electrospray en modos positivo y negativo, y analizador de masas de trampa iónica. - gas de secado: N2, con un flujo de 11 mL/min - temperatura de secado: 350ºC - presión del nebulizador: 65 psi (N2) - voltaje del capilar: +2500 V (modo de ionización negativo) y -2500 V (modo de ionización positivo). - target mass: 600 m/z. - estabilidad de los compuestos: 40% en modo de ionización negativa y 100% en modo de ionización positiva. - trap drive level: 100%. - rango de escaneado m/z: 50-1200 Rectas de calibrado y coeficientes de regresión La cuantificación de los ésteres tartáricos derivados de ácidos hidroxicinámicos, al carecer de patrones comerciales, se llevó a cabo a partir de la recta de calibrado de los ácidos correspondientes: ácido cafeico para el cálculo del ácido t-caftárico, ácido cumárico para los ácidos trans- y cis-cutárico y ácido ferúlico para los ácidos trans y cis-fertárico. Para la cuantificación de los flavonoles no glicosilados, se utilizó la recta de calibrado de cada aglicona correspondiente (Sigma-Aldrich). En el caso de los derivados glicosilados de flavonoles, se utilizó la recta de calibrado del derivado glucosilado correspondiente, con excepción de la quercetina, donde su derivado glucurónido tuvo su propia recta de calibrado. Para la cuantificación del flavonol laricitrina, se tuvo en cuenta la recta de calibrado de la miricetina, por su semejanza estructural (Tabla II.5.). Para los compuestos que carecían de 261 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos patrones comerciales y por tanto de recta de calibrado propia, se realizó la corrección de pesos moleculares, para llevar a cabo una cuantificación más exacta. Tabla II.5. Concentración (mg/L) de las sustancias patrón de la disolución madre empleadas en las rectas de calibrado. Ecuación de la recta y coeficientes de regresión utilizados mediante la inyección directa de los vinos tintos. Compuestos ácido cafeico ácido cumárico ácido ferúlico Recta calibrado r2 50 54 20 y = (x + 927,7) / 431,0 y = x / 535,4 y = x / 370,7 0,9939 0,9998 0,9997 6,5 25 35 4,25 28,33 3,75 25 3,5 24 15 19 y = x / 124 y = x / 145 y = x / 146 y = x / 212 y = x / 146 y = x / 122 y = x / 148 y = x / 140 y = x / 103 y = x / 80 y = x / 113 0,9998 0,9998 0,9999 0,9996 0,9997 0,9998 0,9996 0,9984 0,9837 0,9998 0,9995 λdetección (nm) Concentración (mg/L) 320 320 320 360 quercetina 360 glucósido quercetina 360 glucurónido quercetina 360 kaempferol 360 glucósido kaempferol 360 isoramnetina 360 glucósido isoramnetina 360 miricetina 360 glucósido miricetina 360 siringetina 360 glucósido siringetina y =concentración (mg/L); x = área de pico La identificación de los diferentes compuestos se llevó a cabo mediante la comparación de los tiempos de retención, los espectros UV-vis y de masas con los de las sustancias patrón inyectadas, así como con los datos reportados en la bibliografía (Tablas A.II.1-A.II.6). II.2.2.3. ANÁLISIS DE COMPUESTOS VOLÁTILES El método de extracción de los compuestos volátiles minoritarios mediante extracción en fase sólida (SPE) en vinos tintos, fue el desarrollado por Günata y col. (1985) y modificado por Sánchez-Palomo y col. (2007), y ya ha sido descrito con detalle para vinos blancos en el capítulo I, epígrafe I.2.2.3b. Del mismo modo, las condiciones de separación y posterior identificación y cuantificación mediante Cromatografía de gases-Espectrometría de masas para los compuestos volátiles minoritarios y mediante Cromatografía de gases-FID para el análisis de los compuestos volátiles mayoritarios de un vino tinto, fueron las mismas que las descritas en 262 Material y métodos el capítulo I, epígrafe I.2.2.3c y I.2.2.3a respectivamente, para el caso de los vinos blancos. Se realizó una identificación tentativa de aquellos compuestos que carecían de patrones comerciales, mediante la comparación de los datos espectrales con los que proporcionaban las bibliotecas Wiley G 1035A y NBS75K. Por otro lado, fueron calculados los factores de respuesta para aquellos compuestos con patrón comercial, con el fin de llevar a cabo una cuantificación más exacta de los compuestos volátiles presentes en el vino tinto, y aplicados a las concentraciones relativas de cada uno. Las disoluciones de dichos compuestos se realizaron sobre vino sintético (12% de etanol absoluto y 5 g/L de ácido tartárico, ajustado a pH = 3,6) con el fin de asemejar al máximo las condiciones reales. En el caso de carecer de patrones comerciales de alguno de los compuestos identificados, se utilizó el factor de respuesta de aquel compuesto con mayor similitud química (capítulo I, Tabla A.I.1). II.2.3. ANÁLISIS SENSORIAL Se realizó un análisis sensorial descriptivo de los vinos de las variedades Cencibel, Merlot y Petit Verdot, mediante un panel de catadores entrenados con una edad comprendida entre los 25 y 45 años. Previamente al análisis sensorial de los vinos objeto de estudio, se procedió al entrenamiento de los catadores en varias sesiones, eliminando los atributos confusos y/o sinónimos hasta unificar todos los descriptores en una lista definitiva. Para la evaluación de los descriptores fueron utilizados estándares físico-químicos como sustancias de referencia que ayudasen a los catadores a establecer patrones de olores y sabores (Noble y col., 1984, 1987; Ferreira, 2001; González-Viñas y col., 1998). Los atributos finales de evaluación fueron frutas rojas, pasas/ciruelas y especias para el análisis olfativo, mientras que además se incorporaron los atributos de gusto a verde, acidez y amargor en el análisis gustativo. En el caso del análisis sensorial realizado en la vendimia 2007 a los vinos de las variedades Merlot y Petit Verdot, éste fue desarrollado de manera más detallada (teniendo en cuenta el mayor entrenamiento de los catadores en la cata de vinos), incorporando descriptores tales como regaliz, verde/vegetal, especias dulces, 263 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos afrutado (melocotón, albaricoque) y frutos secos, así como aquellos característicos de vinos tratados con virutas de roble, tales como vainilla, madera y cuero. La intensidad de cada uno de los descriptores fue evaluada mediante una escala no estructurada de 10 cm de longitud, en cuyo extremo izquierdo se encontraba el término “intensidad nula” e “intensidad elevada” en el extremo derecho. Las sesiones se desarrollaron en una sala de catas normalizada (ISO, 8589-1998) equipada con cabinas individuales y todos aquellos requisitos exigidos, perteneciente a la Universidad de Castilla-La Mancha. Los vinos fueron presentados en copas normalizadas (ISO, 3591-1997), codificados con tres dígitos y servidos, por duplicado, a una temperatura de 18º C. II.2.4. ANÁLISIS ESTADÍSTICO Con el fin de estudiar las posibles diferencias entre las concentraciones medias de los parámetros y compuestos responsables del aroma y color de los vinos se utilizó el análisis estadístico mediante el programa de SPSS para Windows en su versión 15.0. Se aplicó el test de la “t” de Student para determinar las diferencias significativas entre los vinos control y los sometidos al tratamiento de microoxigenación en cada momento de estudio. El Análisis de Componentes Principales, calculado a partir de la matriz de correlación, proporcionó una información sobre las diferencias que existían entre las muestras en base a las variables estudiadas. 264 Resultados y discusión II.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN II.3.1. IDENTIFICACIÓN DE COMPUESTOS EN LOS VINOS TINTOS II.3.1.1. Compuestos fenólicos En los vinos objeto de estudio se han identificado un gran número de compuestos fenólicos de distinta naturaleza, que se pueden agrupar en función de la longitud de onda de máxima absorción correspondiente a cada familia. Los antocianos son los responsables de la coloración roja de los vinos tintos y han sido descritos por numerosos autores en diversas variedades (Mazza y col., 1999; Chicón y col., 2002; Ryan y col., 2003; Núñez y col., 2004). Se ha llevado a cabo una identificación cualitativa de un gran número de dichos compuestos (a una longitud de onda de 520 nm) en los vinos tintos objeto de estudio (Figura II.17a), en base a sus características por espectrometría de masas y ultravioleta-visible (Tabla A.II.1). Así, cabe destacar los derivados no acilados, acetilados y p-cumarilados, tanto en la forma cis como en la forma trans de estos últimos, de los 3-O-glucósidos de delfinidina, cianidina, petunidina, peonidina y malvidina (Figura II.14). Igualmente, ha sido identificado el derivado cafeoilado de la malvidina 3-O-glucósido, antociano mayoritario en los vinos tintos estudiados. Dichos compuestos han sido descritos de manera amplia en vinos de la variedad Tempranillo por Alcalde-Eón y col. (2006). ANTOCIANIDINA (CATIÓN FLAVILIO) R3 = H (antocianos no acilados) R1 OH HO R3 = COCH3 (antocianos acetilados) O R2 OR3 O OH O R3 = OC HC (antocianos p-cumarilados) OH 3-GLUCÓSIDO R3 = R1 OC HC H C OH R2 cianidina OH H delfinidina OH OH peonidina OCH3 H petunidina OH OCH3 malvidina OH OH OH Antocianidina H C (antociano cafeilados) OH OCH3 OCH3 Figura II.14. Antocianos monómeros (3-glucósidos de antocianidinas) presentes en los vinos tintos. 265 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos A dicha longitud de onda (520 nm) también han sido detectados una serie de compuestos fenólicos, algunos de reciente identificación. Entre ellos, cabe destacar los compuestos fruto de la reacción entre un antociano y un flavan-3-ol (o procianidina tipo B) mediados por acetaldehído (Figura II.15) (Timberlake y col., 1976; Francia-Aricha y col., 1997; Saucier y col., 1997). Debido a que la malvidina-3-O-glucósido es el antociano mayoritario en los vinos tintos, los compuestos resultantes de ella fueron los más ampliamente detectados, realizándose la identificación mediante la técnica de Espectrometría de Masas (Tabla A.II.3). Entre ellos, cabe destacar la identificación de dos parejas de diasteroisómeros de malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol (m/z = 809), debido a la quiralidad del átomo de carbono del puente etilo, así como de la configuración R y S del flavan-3-ol (Es-Safi y col., 1999; Asenstorfer y col., 2006). De igual forma, ha sido identificado el derivado petunidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol en los vinos Merlot y Petit Verdot (Alcalde-Eón y col., 2004). Dentro de los derivados no acilados de la malvidina, han sido detectados dos isómeros de malvidina-3-glucósido-etil-procianidina tipo B, con un m/z = 1097 (Francia-Aricha y col., 1997). Igualmente, en los vinos Petit Verdot destacaron los cuatro isómeros posibles de los derivados malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol así como tres isómeros de malvidina-3-pcumarilado-glucósido-etil-flavan-3-ol, con m/z = 851 y 955, respectivamente. Alcalde-Eón y col. (2004 y 2006) encontraron dos de los tres isómeros identificados en esta tesis derivados de la malvidina-3-pcumaril-glucósido en vinos almacenados durante dos años, así como uno de los cuatro derivados de la malvidina-3acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol en vinos de la variedad Tempranillo, respectivamente. OH OGlc - OR3 R2 HO O + OH R1 HC-CH3 * OH OH HO O OH OH R4 Figura II.15. Estructura de los pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y antociano-etil-procianidina B (R4=flavan-3-ol) presentes en los vinos tintos objeto de estudio. R1, R2, R3, se muestran en la Figura II.14. 266 Resultados y discusión A la vista de los resultados, a la longitud de onda correspondiente a 520 nm se han identificado un gran número de compuestos, a los que hay que sumar los compuestos piranoantocianos. Entre ellos, cabe destacar las vitisinas tipo A y tipo B derivadas de la malvidina no acilada, acetilada y p-cumarilada (Figura II.16). De igual forma, han sido identificadas vitisinas tipo B derivadas de peonidina y petunidina en los vinos Merlot, en base a sus datos de espectrometría de masas (Tabla A.II.2). Dichos piranoantocianos han sido recientemente descritos por numerosos autores tales como Francia-Aricha y col. (1997), Alcalde-Eón y col. (2006), Macz-Pop y col. (2006) y Cruz y col. (2008), tanto en disoluciones modelo como en vinos Tempranillo. A dichos compuestos hay que sumar la identificación realizada de los piranoantocianos derivados de ácidos hidroxicinámicos (Figura II.16), donde la malvidina3-O-glucósido fue el único derivado antociánico implicado. Así, cabe destacar los derivados no acilados, acetilados y p-cumarilados de la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol, procedentes del ácido p-cumárico (m/z = 609, 651, 755, respectivamente), así como el derivado no acilado de la malvidina y del ácido cafeico y ferúlico (malvidina-3-glucósido-4vinilcatecol o pinotina A y malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol, respectivamente), con m/z = 625 y 639, respectivamente. Entre ellos, cabe destacar un compuesto que no ha sido descrito con anterioridad: el derivado 8-vinílico de la malvidina-3-glucósido (m/z = 519), el cuál podría proceder de la ruptura de las uniones malvidina-3-glucósido-etil-tanino. La inestabilidad de éste último desencadena la ruptura del enlace entre el puente etilo y la malvidina-3-glucósido, dando lugar a la formación de dos compuestos: por un lado, del derivado vinil-flavan-3-ol, y por otro lado de la malvidina-3-glucósido (Escribano-Bailón y col., 2001; Mateus y col., 2002). Sin embargo, en los vinos objeto de estudio, la presencia del derivado 8-vinílico de la malvidina-3-glucósido parece poner de manifiesto que dicha ruptura ha sido producida entre el puente etilo y el flavan-3-ol. 267 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos R3 = H (vitisina B) R1 OH HO R3 = COOH (vitisina A) O R5 = H (ácido cumárico) R2 R3 = OGlc - OR 3 R5 = OH (ácido cafeico) PINOTINA A O R5 R5 = OCH3 (ácido ferúlico) OH R4 Figura II.16. Estructuras químicas de los piranoantocianos presentes en los vinos tintos objeto de estudio. R1, R2, R3, se muestran en la Figura II.14. A 280 nm han sido identificados diversos flavan-3-oles (Figura II.12), al igual que fue descrito en el caso de los vinos blancos. Éstos correspondieron a la (+)-catequina, (-)epicatequina y galato de (-)-epicatequina y al ácido gálico como ácido benzoico (Figura II.13). Su identificación se ha llevado a cabo en base a los tiempos de retención de las sustancias patrón (Figura II.17b), así como por sus características espectrales (en ultravioleta-visible y en espectrometría de masas), tal y como se describe en la Tabla A.II.6. OH OH HO O Monómeros R1 R2 (+)-catequina H OH (-)-epicatequina OH R1 H R2 OH Figura II.12. Estructura de los flavan-3-oles monómeros identificados en los vinos tintos. OH HOOC OH OH Figura II.13. Estructura del ácido gálico. 268 Resultados y discusión DAD1A,Sig=520,8Ref=off (MICROOX2007\MICROOX000113.D) mAU 10 a 1600 1400 1200 1000 800 17 600 7 3 37 32 26 19 12 29 33 18 23 13 35 21 25 27 31 16 28 34 36 20 11 14 30 22 15 400 8 200 5 6 24 0 0 5 10 DAD1E,Sig=280,16Ref=360,100(MICROOX2007\MICROOX000113.D) 15 20 25 30 41 39 38 42 40 35 40 45min mAU 2000 b 1750 2 1500 1 1250 4 1000 750 500 9 250 0 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45min Figura II.17. Cromatograma del perfil polifenólico de antocianos a 520 nm (a) y flavan-3-oles a 280 nm (b) de un vino tinto control de la variedad Petit Verdot después de la fermentación maloláctica mediante el método A. Los tiempos de retención se encuentran especificados en las Tablas A.II.1A.II.3 y A.II.6., donde las siglas A y B corresponden a compuestos cuyo tiempo de retención es inmediatamente posterior al número que le precede, y que no están presentes en la muestra correspondiente a dicho cromatograma. Los antocianos presentes en los vinos tintos normalmente causan una gran interferencia en la separación cromatográfica e identificación de flavonoles, a pesar de que la longitud de onda de detección sea diferente (360 nm) (Figura II.18; Figura II.20a). La casi completa eliminación de antocianos presentes en vinos tintos realizada mediante extracción en fase sólida usando un material que combina fase reversa e intercambiador catiónico, permitió una mejor separación, identificación y cuantificación de los flavonoles. Así, en los vinos tintos se han identificado hasta doce flavonoles glicosilados y seis agliconas, según sus datos espectrales (Tabla A.II.4). Además de los flavonoles identificados en vinos blancos, se 269 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos han identificado los flavonoles trisustituidos (miricetina, laricitrina y siringetina), ausentes en vinos blancos (Castillo-Muñoz y col., 2007). Han sido identificados los derivados glucósidos, galactósidos y glucurónidos de miricetina, quercetina y kaempferol, y los derivados glucósidos de isoramnetina, laricitrina y siringetina. R1 OH HO O R2 Flavonoles R1 R2 kaempferol H H quercetina OH H miricetina OH OH isoramnetina OCH3 OH OH laricitrina siringetina O H OH OCH3 OCH3 OCH3 Figura II.18. Estructura de los flavonoles identificados en vinos tintos. Los derivados de ácidos hidroxicinámicos identificados a 320 nm en vinos tintos coincidieron cualitativamente con los presentes en las muestras de vinos blancos (Figura II.19; Figura II.20b). Han sido ampliamente estudiados en una gran diversidad de vinos (Gambelli y col., 2004; Rentzsch y col., 2007a). Dichos compuestos fueron identificados en base a los tiempos de retención de los estándares comerciales, así como según su absorción máxima en el ultravioleta-visible y espectros de masas característicos (Tabla A.II.5). O R2O C H R1 C C OH H TH = H OOC HC OH HC OH C OOH DAHC R1 R2 ácido cafeico OH H ácido caftárico OH TH ácido cumárico H H ácido cutárico H TH ácido ferúlico OCH3 H ácido fertárico OCH3 TH Figura II.19. Estructura de derivados de ácidos hidroxicinámicos (DAHC) identificados en vinos tintos. 270 Resultados y discusión DAD1B,Sig=360,8Ref=off (MICROOX2007\MICROOX000161.D) mAU 400 350 a 300 250 200 150 9 100 8 10 12 14 50 1718 19 15 13 16 0 0 10 20 30 40 50 60 min 50 60 min DAD1C,Sig=320,8Ref=off (MICROOX2007\MICROOX000161.D) 1 mAU b 1000 800 600 400 2 4 200 7 6 11 3 5 0 0 10 20 30 40 Figura II.20. Cromatograma del perfil polifenólico de flavonoles a 360 nm (a) y derivados de ácidos hidroxicinámicos a 320 nm (b) de un vino tinto control de la variedad Petit Verdot después de la fermentación maloláctica mediante el método B. Los tiempos de retención están especificados en la Tabla A.II.4 y A.II.5, donde las siglas A, B, C y D corresponden a compuestos cuyo tiempo de retención es inmediatamente posterior al número que le precede, y que no están presentes en la muestra correspondiente a dicho cromatograma. II.3.1.2. Compuestos volátiles En la Figura II.21 se muestra un cromatograma de compuestos volátiles presentes en un vino tinto de la variedad Petit Verdot. En total, se han identificado 137 compuestos volátiles presentes en los vinos tintos objeto de estudio, que se muestran por tiempo de retención en la Tabla II.6. Con el fin de simplificar los resultados, y al igual que se realizó 271 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos en el caso de los vinos blancos en las tablas de resultados, los compuestos volátiles identificados han sido clasificados por familias: ésteres (que engloba ésteres e hidroxiésteres de cadena corta y larga, así como acetatos y succinatos), alcoholes de cadena corta, alcoholes de seis átomos de carbono, ácidos, compuestos bencénicos entre los que están presentes los derivados de la vainillina, C13-norisoprenoides, terpenos y lactonas. En el caso de los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 fueron identificadas numerosas pirazinas, así como acetamidas y C13-norisoprenoides en los vinos Merlot y Petit Verdot elaborados en la vendimia 2007, contribuyendo ambas al flavor de los vinos tintos. Cabe destacar la identificación cualitativamente más numerosa de una vendimia a la siguiente, realizada con el objetivo de profundizar más en el posible efecto del tratamiento de microoxigenación sobre la fracción aromática de los vinos tintos. Además, en los vinos de la vendimia 2007 se incluyeron los compuestos procedentes de las virutas de roble americano sin tostar, incrementando así la variabilidad en composición volátil. TIC: PVERDOT C1 DESPFML 0.6SPLITLSS.D 82 6e+07 108 5.5e+07 5e+07 4.5e+07 59 91 4e+07 73 80 3.5e+07 75 3e+07 119 2.5e+07 2e+07 4 3 1.5e+07 12 98 78 11 103 33 57 22 1e+07 121 124 90 2 5000000 15 36 45 52 135 62 0 20.00 40.00 60.00 80.00 100.00 120.00 Figura II.21. Cromatograma del perfil volátil de un vino tinto control de la variedad Petit Verdot después de la fermentación maloláctica. Los tiempos de retención se muestran en la Tabla II.6. 272 Resultados y discusión Tabla II.6. Tiempo de retención de los compuestos volátiles identificados en vinos tintos mediante GC/MS. Nº 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 t (min) 6,23 7,01 8,20 12,41 12,96 14,40 15,82 16,63 17,22 17,51 18,83 19,44 20,23 21,15 21,82 22,79 23,14 23,56 23,65 24,41 25,24 Nº 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 t (min) 42,49 43,38 45,68 45,87 46,99 47,13 48,47 48,62 49,09 50,24 51,07 51,38 52,42 53,33 53,67 55,31 55,71 58,88 59,13 59,24 59,37 68 69 70 71 72 73 74 75 28,58 28,93 29,45 30,04 Compuestos butirato de etilo isobutanol acetato de isoamilo hexanoato de etilo 1-pentanol acetato de hexilo ciclohexanona 4-metil-1-pentanol (Z)-2-penten-1-ol 3-metil-1-pentanol lactato de etilo 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol 3-etoxi-1-propanol (Z)-3-hexen-1-ol nonanal 2-butoxi-etanol trimetil pirazina (E)-2-hexen-1-ol (Z)-2-hexen-1-ol 2-hidroxi-3-metil butanoato de etilo octanoato de etilo derivado succinato I 1-octen-3-ol ácido acético 1-heptanol hexanoato de pentilo 5-metil-2-hexanol 3-etil-2,5-dimethyl pirazina 6-metil-5-hepten-2-ol óxido de linalilo tetrametil pirazina 4-nonanol (p.i.) 22 23 24 25 26 27 28 29 26,13 26,88 27,39 27,46 27,82 27,99 28,22 28,31 30 31 32 33 Compuestos malonato de dietilo (E)-6-metil-3,5-heptadien-2-ona hotrienol 2,6-dimetil-2,4-heptadieno γ-butirolactona ácido butanoico decanoato de etilo succinato de etil metilo benceneacetaldehído 2,6-dimetil-5-hepten-1-ol ácido 3-metilbutanoico 2,6-heptadieno succinato de dietilo α-terpineol γ-caprolactona 3-metiltio-1-propanol 5-etoxidihidro-2(3H)furanona epoxilinalol derivado succinato II salicilato de metilo 4-hidroxibutanoato de metilo Nº 92 93 94 95 96 97 98 99 100 101 102 103 104 105 106 107 108 109 110 111 112 t (min) 77,33 77,79 79,86 81,62 81,85 82,83 83,33 84,15 85,14 85,96 86,53 86,67 86,79 88,61 89,32 89,44 91,50 92,59 93,39 95,87 98,36 Compuestos δ-nonalactona p-cresol derivado succinato III glutarato de etilo eugenol ácido siringico 4-vinilguaiacol 3,7-dimetil-1,7-octanediol lactona (85) hexadecanoato de etilo ácido decanoico siringol cinamato de etilo 4-metil 5-tiazoletanol ácido geránico S-dihidroactinidiolide monosuccinato de dietilo siringato de metilo ácido benzoico oleato de etilo linoleato de etilo 59,49 60,47 60,53 61,46 62,20 62,41 62,46 64,37 ß-citronellol 2-fenilacetato de etilo nerol succinato de etil propilo ß-damascenona 4-hidroxi butirato de etilo acetato de 2-feniletilo ácido hexanoico 113 114 115 116 117 118 119 120 98,72 99,31 99,85 100,29 100,46 101,97 102,90 104,33 3-hidroxi-β-damascona propenil siringol ácido benceneacético 2-[(1-metiletil)tio]pentano vainillina N-(2-feniletil)acetamida vainillato de metilo derivado succinato IV 76 77 78 79 65,02 65,39 66,45 67,21 121 122 123 124 104,74 104,97 105,21 110,00 3-oxo-α-ionol vainillato de etilo acetovainillona propio vainillona 2-etil-1-hexanol 1-metilciclohexeno (E)-3-metil-2-penteno 3-hidroxibutirato de etilo 80 81 82 83 67,46 67,99 69,07 70,99 125 126 127 128 110,15 111,91 113,24 115,29 vomifoliol 4-metil-bencenetiol alil siringol 3-hidroxi-7,8-dihidro-β-ionol vitispirano benzaldehído 2-metil-dihidro, 3(2H)tiofenona ácido propanoico 2-hidroxi-4-metilpentanoato de etilo linalol 1-octanol 84 85 86 71,37 71,53 73,82 trans-geraniol guaiacol alcohol bencílico trans-β-metil-γ-octalactona (whiskey lactona) N-(3-metilbutil)acetamida 3-hidroxi-octanoato de etilo 2-feniletanol cis-β-metil-γ-octalactona (whiskey lactona) 5-butil-dihidro-2(3H)-furanona ácido (E)-3-hexenoico fenol 34 35 36 37 30,99 32,46 32,89 33,92 38 39 40 34,12 34,54 34,90 129 130 131 116,02 116,19 116,98 3,4,5-trimetoxifenol 2,3-dehidro-4-oxo-ß-ionol 3,4-dimetoxifenol 41 42 36,19 36,83 87 88 74,84 75,16 γ-nonalactona pantolactona 132 133 118,57 120,91 zingerona butirovainillona 43 44 37,60 38,93 89 90 75,57 75,83 nerolidol malato de dietilo 134 135 124,86 127,78 91 76,46 ácido octanoico 136 129,11 metil vainillil éter 6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxo-α-ionol ácido vainíllico 45 46 39,85 40,18 ácido isobutírico 2-hidroxi-propanoato de pentilo 273 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos II.3.2. VINOS CENCIBEL DE LA VENDIMIA 2005 Se aplicó el tratamiento de microoxigenación a un vino Cencibel durante la fase de armonización (después de la fermentación maloláctica) y según las recomendaciones sugeridas por el suministrador del microoxigenador. Se suministraron diferentes dosis de oxígeno divididas en tres fases, realizándose un muestreo y las correspondientes analíticas durante el tratamiento de microoxigenación: análisis convencionales, estudio de la fracción fenólica, aromática y el análisis sensorial a lo largo del proceso (42 días), realizándose los análisis por duplicado, y tomando un vino sin tratamiento como control del ensayo. II.3.2.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales La Tabla II.7 muestra la composición general de los vinos control y microoxigenado tras la fermentación maloláctica. El análisis de los azúcares residuales de los vinos nos dio información acerca del correcto desarrollo de la fermentación alcohólica. Los principales azúcares del mosto, glucosa y fructosa, son incorporados por transporte facilitado a la célula para ser metabolizados. Sin embargo, la velocidad de desaparición del medio de la glucosa y la fructosa es diferente, lo cual se debe principalmente a las diferencias de cinética de los transportadores de estos dos azúcares. Esta diferencia se hizo especialmente notable al final de la fermentación, donde la glucosa desapareció prácticamente del medio, quedando cantidades superiores de fructosa sin metabolizar. Teniendo en cuenta los valores de densidad y el contenido en azúcares residuales, expresados como suma de glucosa y fructosa remanente, que fue en ambos vinos inferior a 5 g/L, permiten considerarse a dichos vinos como vinos secos. El grado alcohólico obtenido es idóneo para el correcto equilibrio de los vinos. La acidez es una característica de los productos derivados de la uva que confiere al vino una serie de propiedades sensoriales, químicas y microbiológicas (Flowes, 1992; Jackson y col., 1994; Boulton y col., 1998). Los vinos contienen importantes cantidades de ácidos orgánicos, entre los cuáles el ácido tartárico y málico son los principales ácidos presentes en los mostos. Durante la fermentación maloláctica, el ácido málico es transformado en ácido láctico por las bacterias 274 Resultados y discusión lácticas (Radler, 1993). A la vista de los resultados, puede observarse el idóneo desarrollo de la fermentación maloláctica para ambos vinos. Por otro lado, el ácido glucónico es un ácido presente en los vinos e imparte un sabor amargo aunque refrescante. Dicho ácido es un indicativo de la presencia de Botrytis en el vino (Flanzy, 2000), llegando a valores entre 1-2 g/L en caso de presencia microbiana, situándose los vinos objeto de estudio por debajo de dicho límite. De igual forma, la glicerina, producto secundario de la fermentación alcohólica, confiere al vino suavidad y untuosidad. Puede utilizarse igualmente como indicativa de la presencia de Botrytis, pudiendo alcanzar una concentración de 20 g/L en estos casos. La acidez volátil hace referencia a un grupo de ácidos volátiles orgánicos de cadena corta, siendo el ácido acético el que constituye el 90% de la acidez volátil. Aún teniendo una acidez volátil algo elevada, los vinos no superaron el límite legal establecido (0.8 g/L). Según la Tabla II.7, el tratamiento de microoxigenación no afectó en gran medida a los resultados de análisis convencionales. Por ello, resultó necesario profundizar en los aspectos químicos derivados de dicho tratamiento en materia de análisis de compuestos fenólicos y volátiles, de manera complementaria con el análisis sensorial. Tabla II.7 Análisis convencionales realizados a los vinos control (C) y microoxigenados (M) tras el tratamiento de microoxigenación realizado tras la fermentación maloláctica. acidez total (g/L ác tartárico) acidez volátil (g/L ác. acético) pH densidad sulfuroso libre (mg/L) sulfuroso total (mg/L) grado alcohólico (%vol) azúcares reductores (g/L) fructosa (g/L) glicerina (g/L) glucosa (g/L) ácido acético (g/L) ácido glucónico (g/L) ácido tartárico (g/L) ácido L-láctico (g/L) ácido málico (g/L) IPT C 4,52 0,76 3,90 0,9915 19 63 12,98 <1,50 <1,20 9,66 <0,20 0,69 0,45 1,91 2,04 <0,10 45 M 4,58 0,77 3,92 0,9915 20 64 13,02 <1,50 <1,20 9,74 <0,20 0,72 0,55 1,86 2,11 <0,10 44 275 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos II.3.2.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y características cromáticas Como consecuencia de la fermentación tradicional en tinto, los compuestos fenólicos son extraídos de los hollejos que están en contacto con el mosto, y que son responsables del color de los vinos tintos jóvenes (Flanzy, 2000; Ribéreau-Gayon y col., 2000). Las Tablas A.II.8-A.II.14 muestran las concentraciones medias de los principales compuestos fenólicos de los vinos identificados mediante HPLC-MS y espectrofotometría, y clasificados por familias en función de la longitud de onda de máxima absorción: derivados de ácidos hidroxicinámicos, flavan-3-oles, flavonoles, antocianos y pigmentos derivados de éstos últimos. 1. Ácidos hidroxicinámicos El principal derivado de ácido hidroxicinámico presente en los vinos Cencibel, tanto control como microoxigenado, tras la fermentación maloláctica fue el ácido t-caftárico (Tabla A.II.8), seguido de los ácidos t-cutárico y t-fertárico. Las cantidades de ácido ccutárico se situaron por debajo de su correspondiente isómero (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). A lo largo del tiempo, se observó una clara hidrólisis de los ésteres tartáricos derivados de ácidos hidroxicinámicos (t-caftárico, t- y c-cutárico y t-fertárico), aumentando paralelamente las concentraciones de los ácidos de los cuáles proceden, para los vinos control y microoxigenados. Se observó el elevado grado de hidrólisis de los ésteres tartáricos del ácido cumárico (t- y c-cutáricos), con un porcentaje de disminución en torno al 97%, seguido del ácido t-caftárico (85%) y t-fertárico (62%). Dicha disminución no se correlacionó exactamente con el aumento de sus correspondientes ácidos hidroxicinámicos. Este hecho se explica partiendo de la base de que los ácidos hidroxicinámicos participan en numerosas reacciones químicas, como su reacción con antocianos monómeros que originan hidroxifenilpiranoantocianos, disminuyendo así la concentración de su forma libre. Pese al menor porcentaje de formación del ácido cafeico, este ácido hidroxicinámico fue el predominante en los vinos tintos Cencibel tras la fermentación maloláctica (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). Entre las reacciones químicas en las que es partícipe el ácido t-caftárico está la formación del ácido 2-S-glutationilcaftárico (t-GRP), resultado de la adición nucleófila del 276 Resultados y discusión glutatión sobre la quinona del ácido t-caftárico generado por oxidación enzimática de este último. La marcada variabilidad a lo largo del tiempo puede ser debida a la cantidad de glutatión disponible en el medio (Singleton y col., 1984 y 1985; Cheynier y col., 1986). El ácido t-GRP es ya formado durante el estrujado de las uvas, momento en el que está presente una gran concentración de oxígeno. Por tanto, las pequeñas dosis de oxígeno suministradas durante la microoxigenación no parece que afectaran a dicho compuesto. Del estudio comparativo de los vinos con y sin tratamiento de microoxigenación, se observó una concentración superior del ácido t-caftárico en los vinos microoxigenados, en detrimento de una menor concentración de ácido cafeico durante prácticamente todo el tratamiento de microoxigenación, de manera significativa a partir de la segunda fase del tratamiento de microoxigenación (Tabla A.II.8). Una evolución similar sufrieron los ácidos t- y c-cutárico hasta la segunda e inicio de la tercera fase del tratamiento de microoxigenación, aunque sin diferencias significativas para el ácido c-cutárico. Así, sus concentraciones fueron superiores en los vinos sometidos al tratamiento de microoxigenación durante esta fase, momento a partir del cual las concentraciones para ambos vinos se igualaron, no afectándoles el aumento en la dosis de oxígeno suministrada en la tercera fase. Este hecho estuvo estrechamente relacionado con la evolución del ácido cumárico correspondiente (Tabla A.II.8). El ácido ferúlico y su éster tartárico no presentaron diferencias significativas en la concentración presente para ambos vinos. A juzgar por los resultados obtenidos para los derivados de ácidos hidroxicinámicos, puede afirmarse que los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica no sufrieron una hidrólisis tan intensa como los vinos sin tratamiento de oxigenación, ya que presentaron concentraciones significativamente superiores de los ácidos t-caftárico y t-cutárico en concordancia con las cantidades inferiores de sus ácidos hidroxicinámicos. No existe bibliografía sobre la influencia de la microoxigenación tras la fermentación maloláctica sobre la concentración y evolución de cada derivado de ácidos hidroxicinámicos. 277 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 2. Flavan-3-oles En relación a los flavan-3-oles identificados mediante HPLC-MS, la (+)-catequina fue el principal flavan-3-ol presente en los vinos Cencibel al final de la fermentación maloláctica (Tabla A.II.9). La (+)-catequina sufrió un aumento a lo largo del tiempo para los vinos control y microoxigenados, tal y como ha sido descrito por Hermosín-Gutiérrez y col. (2005). Las diferencias en la evolución de la concentración de flavan-3-oles monómeros puede ser atribuible a diferentes causas: por un lado, la concentración de flavan-3-oles monómeros tiende a disminuir debido a que están implicados en reacciones de oxidación, así como en reacciones de polimerización tanino-tanino y aductos antociano-tanino (o tanino-antociano); por otro lado, un incremento en la concentración de flavan-3-oles monómeros puede ser debido a su liberación por parte de los precursores galoilados (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). Estas variaciones se ponen de manifiesto de igual forma en la medida espectrofotométrica global de los derivados de los flavan-3-oles. La (-)-epicatequina no sufrió variaciones a lo largo del tiempo, al igual que el ácido gálico, por lo que puede afirmarse que la reacciones de hidrólisis del galato de (-)epicatequina son prácticamente inexistentes. Respecto al efecto que sobre la fracción de flavan-3-oles ejerció el tratamiento de oxigenación aplicado tras la fermentación maloláctica de los vinos tintos, no existieron diferencias significativas según el test de “t de Student” (Tabla A.II.9). Sin embargo, pudo observarse que la (+)-catequina y (-)-epicatequina poseían concentraciones superiores en los vinos microoxigenados hasta la segunda fase del tratamiento de microoxigenación, momento a partir del cuál un aumento en la dosis de oxígeno provocó que dichas variaciones, aunque sin diferencias significativas, tendieran a invertirse (Vidal y col., 2002; McCord, 2003). Así, los vinos microoxigenados poseían un menor porcentaje de polimerización (taninos condensados) hasta la segunda fase del tratamiento, que podrían influir de manera positiva en la disminución de la astringencia. 278 Resultados y discusión 3. Flavonoles La mayor parte de los flavonoles identificados en los vinos Cencibel de la vendimia 2005 fueron glicosilados, siendo el principal la miricetina-3-glucósido, seguido de la quercetina-3-glucurónido y quercetina-3-glucósido, como ya fue descrito por Cheynier y col. (1986). A lo largo del tiempo (Tabla A.II.10), en los vinos con y sin tratamiento de oxigenación se observó una disminución en la concentración de los compuestos pertenecientes a la familia de flavonoles (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005), de entre 20-30% para los flavonoles glicosilados y algo superior para las agliconas (30-50%) (Figura II.22). Dichas variaciones se produjeron prácticamente durante la primera y segunda fase del proceso de microoxigenación, momento a partir del cuál se mantuvieron constantes, salvo algunas variaciones. Dicha evolución fue corroborada mediante la determinación global espectrofotométrica de la familia de flavonoles (Tabla A.II.13). Las pérdidas de flavonoles glicosilados no pueden ser explicadas únicamente por la hidrólisis del enlace glicosídico, debido a que no hubo un incremento paralelo de la concentración de las agliconas de las que derivan. Así, hay que tener en cuenta la existencia de otro tipo de reacciones, tales como reacciones de condensación u oxidación, en las que están involucrados los flavonoles glicósidos y/o sus agliconas tras su liberación (HermosínGutiérrez y col., 2005), e incluso pueden producirse pérdidas por precipitación de las agliconas, que son bastante insolubles en el medio hidroalcohólico que es el vino. Según se muestra en la Tabla A.II.10, el efecto de la microoxigenación sobre los flavonoles glicosilados fue escasa o prácticamente inexistente, según el test de “t de Student”. Sin embargo, se observaron diferencias significativas en cuánto a las agliconas se refiere, especialmente en kaempferol y en menor medida para la quercetina (Castellari y col., 2000). A pesar de que el tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa al perfil de flavonoles, se observaron pequeñas variaciones entre las distintas fases del tratamiento. Así, de manera general, la microoxigenación hizo disminuir mínimamente la concentración de flavonoles en los vinos durante la primera y segunda fase del tratamiento, especialmente las formas glicosiladas. 279 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos En base a los resultados obtenidos, puede afirmarse que los vinos microoxigenados sufrieron una hidrólisis del enlace glicosídico algo más rápida y superior (McCord, 2003) que los vinos control, cuya hidrólisis fue más atenuada pero más duradera en el tiempo. 250 Conc. (mg/L) 200 150 100 50 0 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 días antocianos control antocianos microox flavonoles control flavonoles microox Figura II.22. Evolución de la suma de antocianos y flavonoles identificados por HPLC-MS a lo largo del tratamiento de microoxigenación, para los vinos control y microoxigenados. 4. Antocianos En la fracción de antocianos nativos de la uva se observaron algunas variaciones a lo largo del tiempo y en lo que al tratamiento de microoxigenación se refiere (Tabla A.II.11). Tanto en los vinos control como microoxigenados, se observó una disminución con el tiempo en la concentración de prácticamente todos los antocianos monómeros identificados (Gao y col., 1997; Atanasova y col., 2002), la cual fue apreciable sobre todo en los derivados no acilados de petunidina y malvidina, con un % de pérdida del 30 y 45% respectivamente, así como en los derivados no acilados y p-cumarilados de la delfinidina (23 y 10%) y peonidina (en torno al 10%). Como consecuencia, se produjo una clara disminución del % de copigmentación a lo largo del tiempo (Tabla A.II.12) para ambos vinos, en concordancia con la intensidad de color (Atanasova y col., 2002). Dicha disminución está asociada, entre otros factores, a la disminución en la concentración de antocianos monómeros y flavonoles (copigmentos) a lo largo del tiempo (observada en las Tablas A.II.10 y A.II.11) e influyendo como consecuencia en la menor formación de complejos de copigmentación (Baranac y col., 1996, 1997a y b). De manera paralela fue observado un aumento del % de polimerización de los vinos, debido a que los antocianos monómeros están envueltos en una serie de reacciones 280 Resultados y discusión químicas dando lugar a pigmentos oligómeros y polímeros de mayor peso molecular, por reacción con flavan-3-oles (Es-Safi y col., 2002; Schwarz y col., 2005). Posteriormente, se observó una ligera disminución de antocianos en la tercera fase del tratamiento de microoxigenación (donde la dosis de oxígeno fue aumentada), que se mantuvo hasta el final del mismo. Este hecho supuso un incremento en el % de polimerización de los vinos sometidos al tratamiento de microoxigenación (día 42) (Tabla A.II.12) que podría responder al argumento de Pour-Nikfardjam y col. (2003) como indicativo de que podría haber dado lugar una sobre-oxidación de los vinos. Dicha evolución fue observada igualmente mediante la medida espectrofotométrica global de los antocianos (Tabla A.II.13). La copigmentación normalmente induce un efecto batocrómico en los vinos tintos jóvenes, produciendo un incremento en la tonalidad azulada. Debido al mayor descenso significativo en el % de copigmentación para los vinos microoxigenados (Tabla A.II.12), su tonalidad presentó valores de b* mayores, es decir, con mayor contribución a la componente amarilla. Por otro lado, la disminución en el % copigmentación provocó también la pérdida del efecto hipercrómico asociado a este fenómeno, haciendo que los vinos microoxigenados fueran más claros (con mayores valores de L*) que sus respectivos controles (Cano-López y col., 2006). Estadísticamente (según el test de “t de Student”), existieron escasas diferencias en la fracción antociánica entre los vinos control y microoxigenados tras la fermentación maloláctica. Los derivados p-cumarilados de delfinidina, petunidina, peonidina y malvidina mostraron diferencias significativas tras la aplicación del oxígeno de la segunda fase y principios de la tercera (con concentraciones significativamente inferiores en los vinos microoxigenados), mostrándose indiferentes al aumentar la dosis de oxígeno en el tiempo (Tabla A.II.11). Cabe destacar las diferencias significativas durante todo el proceso del derivado no acilado del 3-glucósido de delfinidina. El efecto que sobre la fracción antociánica ejerció el tratamiento de microoxigenación, apenas fue considerable (Figura II.22), aunque cabe destacar que las concentraciónes en antocianos monómeros fueron superiores en los vinos control al inicio del tratamiento (Atanasova y col., 2002). 281 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 5. Piranoantocianos Los piranoantocianos identificados en los vinos tintos de la variedad Cencibel estuvieron presentes en cantidades inferiores a 1 mg/L, con excepción de la vitisina tipo B derivada de la malvidina-3-glucósido, piranoantociano mayoritario en dichos vinos. Sin embargo, pueden tener una importancia relevante en el color de los vinos tintos. Al pH del vino, la concentración necesaria de malvidina-3-glucósido para obtener un valor de absorbancia de 1 a 520 nm, es de 260 mg/L, comparada con 29 mg/L de la vitisina tipo A (Lee y col., 2004). Los antocianos al pH del vino no contribuyen en gran medida al color del vino tinto, por lo que éste depende de otros pigmentos más resistentes al pH y a la decoloración por SO2, aunque aparezcan como picos minoritarios en HPLC (Vivar-Quintana y col., 2002). Los piranoantocianos a lo largo del tiempo (Tabla A.II.14) sufrieron una evolución similar y variable según la dosis de oxígeno suministrada al vino. Para ello, se hará hincapié en aquellos piranoantocianos con diferencias significativas durante la evolución del tratamiento de microoxigenación, así como los posibles factores que actúan en concordancia con ellos. Los piranoantocianos mayoritarios presentes en los vinos Cencibel de la vendimia 2005 han sido identificados por HPLC-MS, según la Figura II.23. Intens. mAU MICROOX000110.D: UV Chromatogram, 516-524 nm DAD 520 nm 400 200 0 x106 2.0 MICROOX000110.D: EIC 399 +All MS+ Vit A Mv-3-glc 1.5 1.0 Vit A Mv-3-pcum-glc EIC m/z = 399 0.5 0.0 x106 6 4 MICROOX000110.D: EIC 355 +All EIC m/z = 355 Vit B Mv-3-glc Vit B Mv-3-acet-glc Vit B Mv-3-pcum-glc 2 0 x106 MICROOX000128.D: EIC 447 +All 2.0 1.5 Mv-3-glc-4vf EIC m/z = 447 Mv-3-acet-glc-4vf Mv-3-pcum-glc-4vf 1.0 0.5 0.0 20 25 30 35 40 45 Time [min] Figura II.23. Cromatograma a 520 nm y cromatogramas de ión extraído (EIC; modo de ionización positivo) para las vitisinas tipo A (m/z = 399), vitisinas tipo B (m/z = 355) e hidroxifenilpiranoantocianos derivados del ácido p-cumárico y la malvidina-3-glucósido (m/z = 447). 282 Resultados y discusión La evolución de la vitisina tipo B no acilada, acetilada y/o p-cumarilada, a lo largo del tiempo y tratamiento de microoxigenación se muestra en la Figura II.24. Puede observarse la disminución significativa en la concentración de las tres formas identificadas de la vitisina tipo B al inicio del tratamiento en los vinos microoxigenados (Tabla A.II.14). Posteriormente, las concentraciones se equipararon con las de los vinos control coincidiendo con la disminución en la dosis de oxígeno (segunda fase del tratamiento), para evolucionar de manera similar en atenuación a lo largo del tratamiento para ambos vinos, teniendo una concentración significativamente superior de los derivados de la vitisina tipo B en los vinos microoxigenados. Este hecho concuerda con la mayor concentración de acetaldehído en dichos vinos (que se verá posteriormente) debido a la oxidación por parte del oxígeno presente de forma externa y el suministrado en el proceso de microoxigenación. Posteriormente, prácticamente al final del tratamiento, se observó un ligero aumento de concentración de las vitisinas tipo B en los vinos control, donde se invirtió el orden de concentración entre ambos vinos, hecho que ocurrió de igual forma para el acetaldehído. Así, puede afirmarse que las vitisinas tipo B evolucionan en el mismo sentido que el acetaldehído, siendo éste el factor limitante de su formación. 4,0 3,5 Conc. (mg/L) 3,0 2,5 2,0 1,5 1,0 0,5 0,0 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 días Vit B-glc control Vit B-acet-glc control Vit B-pcum-glc control Vit B-glc microox Vit B-acet-glc microox Vit B-pcum-glc microox Figura II.24. Evolución de la vitisina B no acilada, acetilada y p-cumarilada para los vinos control y microoxigenado de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 a lo largo del tratamiento de microoxigenación. Otra familia de compuestos a destacar fueron los carboxipiranoantocianos (vitisinas tipo A), los cuáles confieren un color anaranjado al pH del vino. Su formación resulta de la 283 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos reacción de cicloadición del ácido pirúvico en su posición C4 y el OH en posición 5 del antociano (Fulcrand y col., 1998; Mateus, y col., 2001). La vitisina A, fruto de la reacción entre el ácido pirúvico y la malvidina-3-glucósido, sufrió la misma evolución que los derivados de la vitisina tipo B, citados con anterioridad, aunque de manera menos acusada. La presencia de pigmentos piranoantociánicos como la vitisina A y sus derivados influyeron en las tonalidades anaranjadas de los vinos microoxigenados (mayores valores de b*) (Schwarz y col., 2005; Cruz y col., 2008). Dicha evolución se apreció de manera significativa prácticamente al final del segundo tratamiento de microoxigenación (Tabla A.II.15). Además, han sido descritos una serie de piranoantocianos derivados de la reacción entre antocianos monómeros y ácidos hidroxicinámicos (o sus 4-vinilfenoles correspondientes), denominados hidroxifenil-piranoantocianos (Fulcrand y col., 1996; Schwarz y col., 2003a; Rentzsch y col., 2007a; Castañeda-Ovando y col., 2009), siendo los derivados de la malvidina-3-glucósido los presentes en mayores cantidades en los vinos tintos. Estos compuestos son el resultado de la reacción entre la malvidina-3-glucósido y el derivado vinílico de un ácido hidroxicinámico (4-vinilfenoles), procedente éste de la hidrólisis enzimática de su éster tartárico, que posteriormente sufre una descarboxilación para dar lugar al derivado vinílico (Cameira dos Santos y col., 1996; Schwarz y col., 2005). Recientemente, ha sido descrita la reacción química directa entre la malvidina-3-glucósido y el ácido cafeico (Schwarz y col., 2003c), dando lugar a la malvidina-3-glucósido-4vinilcatecol o pinotina A. Si el piranoantociano deriva del ácido cumárico se forma la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol, o la malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol si procede del ácido ferúlico. Según muestra la Figura II.25, la evolución de los ácidos hidroxicinámicos durante el tiempo y el tratamiento de microoxigenación estuvo en concordancia con la formación y evolución de los piranoantocianos de los que forman parte (Rentzsch y col., 2007a). Este hecho sugiere una formación ya durante la fermentación alcohólica, debido a una hidrólisis enzimática de los correspondientes ésteres tartáricos de ácidos hidroxicinámicos y posterior descarboxilación enzimática de dichos ácidos, o bien por reacción directa entre los ácidos y antocianos. 284 Resultados y discusión Respecto a la evolución de los hidroxifenil-piranoantocianos, se observó cómo durante la primera semana, los vinos microoxigenados sufrieron una disminución en su concentración, aunque no de manera tan significativa como las vitisinas tipo B, que se relacionó con la disminución paralela de los ácidos hidroxicinámicos de los que proceden. Durante la segunda fase del tratamiento, los vinos sufrieron una disminución en la concentración de hidroxifenil-piranoantocianos, más brusca en el caso de los vinos control. Posteriormente, sufrieron un incremento hasta equipararse a los valores iniciales, con excepción de la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol. En los vinos microoxigenados, tras la primera semana, la concentración de dichos compuestos se vio incrementada ligeramente equiparándose a los vinos control. Posteriormente, dicho aumento continuó coincidiendo con el aumento en la dosis de oxígeno (tercera fase del tratamiento de microoxigenación). La concentración de pinotina A en el vino microoxigenado final fue significativamente superior al inicial, a diferencia de la malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol que no es detectada en ninguno de los vinos. La concentración de los ácidos hidroxicinámicos en los vinos control prácticamente al término del tratamiento se vió incrementada de manera significativa, reactivándose la formación de los respectivos hidroxifenil-piranoantocianos. Este hecho sugiere una reacción directa entre los ácidos hidroxicinámicos liberados con la malvidina-3-glucósido, la cuál se vio igualmente incrementada (Schwarz y col., 2003c; Rentzsch y col., 2007a). Los ácidos hidroxicinámicos sufrieron un incremento en su concentración a lo largo del tiempo de tratamiento, debido a la hidrólisis de sus ésteres tartáricos, siendo ésta menor para los vinos microoxigenados. Puede observarse la relación entre los ácidos hidroxicinámicos y los hidroxifenil-piranoantocianos derivados de ellos (Figura II.25), ya que los vinos microoxigenados poseían menores concentraciones de hidroxifenilpiranoantocianos cuando la concentración de sus respectivos ácidos hidroxicinámicos fue inferior. 285 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 30 1,4 20 1,2 15 14 a 1,0 Conc. (mg/L) Conc. (mg/L) b b 25 0,8 0,6 0,4 0,2 12 10 8 6 2,0 0,0 0 10 20 30 40 50 días 1,5 1,0 Pinotina A control Mv-3-glc-4vf control Mv-3-glc-4vg control Pinotina A microox Mv-3-glc-4vf microox Mv-3-glc-4vg microox 0,5 0 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 días caf control caf control cum control caf microox cum control caf microox cum microox fer control cum microox fer microox Figura II.25. Evolución durante el tratamiento de microoxigenación tras la fermentación maloláctica de los hidroxifenil-piranoantocianos derivados de vinilfenoles (a) y ácidos hidroxicinámicos (b) presentes en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005. Abreviaturas: vf, vinilfenol; vg, vinilguaiacol; caf, ácido cafeico; cum, ácido p-cumárico; fer, ácido ferúlico; glc, glucósido. II.3.2.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil a) Efecto de la microoxigenación sobre la composición volátil mayoritaria llevada a cabo mediante Cromatografía de Gases-FID En la Figura II.26 se muestra la evolución de las concentraciones medias (mg/L) de los compuestos volátiles mayoritarios a lo largo del tiempo y del tratamiento de microoxigenación. El acetaldehído es el aldehído mayoritario en el vino. Está originado principalmente por el metabolismo de las levaduras, y se asocia con aromas afrutados y con notas a nueces o frutos secos. La cantidad de acetaldehído está estrechamente relacionada con la dotación enzimática de la cepa de levadura utilizada (Marchetti y col., 1987; Briones y col., 1995) y con las condiciones de fermentación (Herraiz y col., 1989). A partir de la primera semana de la finalización de la fermentación maloláctica, la concentración de acetaldehído disminuyó para los vinos control, a diferencia de los vinos microoxigenados, cuya concentración permaneció constante hasta la finalización de la segunda fase del tratamiento de oxigenación. Esta causa puede deberse al hecho de que el oxígeno favorece la oxidación del etanol formado durante la fermentación, dando lugar a acetaldehído (Heux y col., 2006). Curiosamente, al aumentar la dosis de oxígeno, 286 Resultados y discusión correspondiente a la tercera fase del tratamiento, las concentraciones de acetaldehído en los vinos microoxigenados descendieron considerablemente para igualarse a las presentes en los vinos control. Dicha disminución podría deberse al aumento en la concentración de los acetatos (Tabla A.II.16) y en particular, del acetato de etilo (Figura II.26b). En cuanto al acetato de etilo, los vinos microoxigenados sufrieron la misma evolución y poseían concentraciones similares que los respectivos vinos control cuando las dosis suministradas de oxígeno fueron pequeñas en los compuestos volátiles presentes en la Figura II.26. Sin embargo, al aumentar la cantidad de oxígeno en el vino (tercera fase), las cantidades de acetato de etilo se vieron incrementadas respecto de las presentes en los vinos control, si bien ambos vinos siguieron una evolución ascendente en su concentración. En cualquier caso, los valores obtenidos para ambos vinos no superaron el límite a partir del cuál dicho compuesto aporta características sensoriales negativas (100 mg/L), descritas como goma o pegamento por Ribèreau-Gayon y col. (2000). El metanol, uno de los alcoholes mayoritarios en el vino, proviene principalmente de la desmetilación de las pectinas del hollejo. Su concentración puede variar en función de la dotación enzimática del fruto y de los tratamiento prefermentativos de la vendimia (estrujado, intensidad de la prensada, clarificación del mosto, maceración con hollejos,...). Excepto pequeñas variaciones, el metanol no sufrió grandes cambios a lo largo del tiempo y no vio influenciado de manera significativa por la presencia del oxígeno. En todos los casos, no fue superado el límite legal permitido por razones de salubridad, situado en 250 mg/L (Bertuccioli y col., 1983). Los alcoholes formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica (Figura II.26 c-g) siguieron una evolución similar en ambos vinos, si bien los vinos microoxigenados poseían mayores concentraciones en todos los alcoholes, con excepción del metanol. A partir de la tercera fase del tratamiento y coincidiendo con el suministro de mayores cantidades de oxígeno, las concentraciones de los alcoholes aumentaron de manera significativa en los vinos microoxigenados, situándose en unos valores superiores al vino control. 287 140 Conc. acetato de etilo (mg/L) Conc. acetaldehído (mg/L) Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos a 120 100 80 60 40 20 0 0 10 20 30 40 50 90 b 80 70 60 50 40 30 0 10 20 días 110 100 90 80 70 60 50 40 30 Microox c 0 10 20 Conc. isobutanol (mg/L) Conc. metanol (mg/L) Control 30 40 55 Control Microox 20 30 30 10 días Control Microox 36 34 32 30 10 20 30 40 60 Microox f 55 50 45 40 35 30 0 50 10 20 30 40 50 días días Control Microox Conc. 3-metil-1-butanol (mg/L) Control 50 35 0 38 0 40 40 50 e 40 50 45 Conc. 2-metil-1-butanol (mg/L) Conc. 1-propanol (mg/L) 42 40 d 50 días Control 30 días 250 Microox g 230 210 190 170 150 0 10 20 30 40 50 días Control Microox Figura II.26. Evolución a lo largo del tratamiento de microoxigenación de los compuestos volátiles mayoritarios de los vinos control e microoxigenados de la variedad Cencibel de la vendimia 2005. a, acetaldehído; b, acetato de etilo; c, metanol; d, isobutanol; e, 1-propanol; f, 2-metil-1-butanol; g, 3metil-1-butanol. Ambos vinos no sobrepasaron el valor límite establecido para el 3-metil-1-butanol, situado en 300 mg/L, a partir del cuál proporciona al vino características sensoriales negativas a rancio o queso (Etiévant y col., 1991; Dubois, 1994a y b; Callejón y col., 2008a). 288 Resultados y discusión Sin embargo, aunque lejos del valor a partir del cuál la concentración de los alcoholes formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica entraña defectos en el aroma (1 g/L) (Etiévant, 1991; Dubois, 1994a y b), su aumento en la tercera etapa de la microoxigenación hace pensar de nuevo en una sobre-oxidación. b) Efecto de la microoxigenación sobre la composición volátil minoritaria llevada a cabo mediante Cromatografía de Gases-Espectrometría de Masas La Tabla A.II.16 muestra los compuestos volátiles minoritarios en los vinos tintos Cencibel después de la fermentación maloláctica, antes y después del tratamiento de microoxigenación. Cabe destacar la escasa bibliografía en relación al efecto del tratamiento de microoxigenación sobre la fracción volátil de vinos tintos tras la fermentación maloláctica. De manera general, puede observarse el aumento en la concentración total de ésteres, alcoholes C6 y compuestos bencénicos a lo largo del tiempo (Figuras II.27 y II.28). El tratamiento de microoxigenación influyó en dicho aumento para las familias de alcoholes C6, ácidos y compuestos bencénicos. Cabe destacar que las cantidades de terpenos y lactonas se vieron disminuidas a lo largo del tiempo para los vinos control, influyendo positivamente el aporte de oxígeno a los vinos en la conservación del aroma floral (Callejón y col., 2005a; Hernández-Orte y col., 2009) y afrutado (Culleré y col., 2004). 12000 Conc. (ug/L) 10000 8000 6000 4000 2000 0 ésteres ácidos antes Mox C fin Mox bencénicos M fin Mox Figura II.27. Concentración (μg/L) de las familias de ésteres, ácidos y compuestos bencénicos presentes en los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox). 289 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 800 700 Conc. (ug/L) 600 500 400 300 200 100 0 alcoholes alcoholes C6 antes Mox terpenos C fin Mox lactonas C13-norisoprenoides M fin Mox Figura II.28. Concentración (μg/L) de las familias de alcoholes, alcoholes C6, terpenos, lactonas y C13-norisoprenoides presentes en los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox). De manera más pormenorizada, el aumento a lo largo del tiempo de la concentración de ésteres se debió principalmente al succinato de dietilo (González-Viñas y col., 1996) y al 2-hidroxipropanoato de etilo, que triplicaron su concentración, con concentraciones similares para los vinos con y sin tratamiento (Tabla A.II.16). Respecto a los derivados del succinato, se observó un aumento en el monosuccinato de dietilo para ambos vinos, aunque mucho más acusado para los vinos microoxigenados, así como del monosuccinato de etil metilo para los vinos con tratamiento de oxigenación. Ese efecto ha sido observado en vinos blancos almacenados en botella (Pérez-Coello y col., 1999b). El incremento de dichos ésteres, junto con el malato de dietilo, ha sido descrito por Brock y col. (1984) en el vino de Jerez, donde el oxígeno participó en una forma activa durante su elaboración. Además, se ha observado una buena correlación entre la edad del vino de Oporto y la concentración en dichos ésteres (De Revel y col., 1996; Silva-Ferreira y col., 1996). El butanoato de etilo y hexanoato de etilo se vieron influidos positivamente por el tratamiento de microoxigenación, en el sentido de que sus concentraciones no mostraron modificaciones respecto al valor inicial, a diferencia de los vinos control que sufrieron una importante atenuación. Dichos compuestos contribuyen al aroma afrutado de los vinos (Culleré y col., 2004). 290 Resultados y discusión Sin embargo se observó la disminución en los vinos microoxigenados, independientemente del tratamiento de microoxigenación, de la concentración del diacetato de 1,4-butanediol (en torno al 70%) y en menor medida del acetato de 3-metil-1-butilo, octanoato de etilo y acetato de 2-feniletilo (entre 20-35%). Los valores totales de alcoholes alifáticos no se vieron modificaron ni por el tiempo ni por el tratamiento de oxigenación. Aún así, se observaron pérdidas en la concentración de 4metil-1-pentanol y ganancias en la del 3-metiltio-1-propanol a lo largo del tiempo, sin influencia del tratamiento de microoxigenación. La presencia de alcoholes C6 en los vinos se relaciona principalmente con el estado de madurez de la vendimia, así como con los tratamientos pre-fermentativos (acción de las lipooxigenasas y contacto con las partes sólidas), y por tanto su concentración se suele considerar independiente de la variedad (Sánchez-Palomo y col., 2005). El aumento observado a lo largo del tiempo en la familia de alcoholes C6 fue propiciado por el 1-hexanol, alcohol de seis átomos de carbono más abundante en la fracción volátil libre de los vinos, estando influido de manera significativa por el tratamiento de microoxigenación, debido a la oxidación de hexanal procedente de la uva. Así, fue observado un incremento en dicho compuesto, propiciando el aumento de las notas verdes para los vinos microoxigenados (Ortega-Heras y col., 2008), contrariamente a los resultados obtenidos por Hernández-Orte y col. (2009). A la vista de los resultados, se observó un aumento de los ácidos presentes en los vinos microoxigenados al final del tratamiento por oxidación, manteniéndose invariables los vinos control (Tabla A.II.16). Este hecho se debió sobre todo a los valores elevados de ácidos de cadena larga presentes en los vinos con tratamiento de oxigenación. Dichos ácidos poseen un aroma graso, por lo que puede influir en la palatabilidad de los vinos (Ferreira y col., 2004). A lo largo del tratamiento, se observaron aumentos en las concentraciones de ácido acético, ácido 3-metilbutanoico, ácido hexanoico, ácido octanoico y ácido glutámico, las cuales fueron ligeramente superiores en los vinos procedentes de oxigenación. Estos ácidos no contribuyen de manera positiva al aroma global del vino, ya que poseen atributos a queso, ácido graso y umami. 291 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos A pesar de que cuantitativamente son un grupo de compuestos minoritarios en los vinos, la importancia de los C13-norisoprenoides radica en sus valores bajos de umbrales de percepción olfativa, pudiendo contribuir de manera individual o sinérgica al aroma final del vino. Durante la microoxigenación, se produjeron pérdidas en los C13-norisoprenoides ßdamascenona (considerado como un compuestos impacto con aromas afrutado y dulzón) y αionol, a cambio de la formación de su derivado 6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxo-α-ionol. Este hecho puede deberse a una oxigenación excesiva de los vinos microoxigenados, que es corroborada por Silva-Ferreira y col. (2004) y Du Toit y col. (2006a). Cabe destacar la disminución en los vinos control de terpenos, manteniendo constate su concentración en vinos procedentes de oxigenación (Hernández-Orte y col., 2009) y, con ella la del aroma floral de dichos vinos. Dentro del grupo de compuestos bencénicos (Tabla A.II.16), grupo mayoritario cuantitativamente junto con los ésteres, se engloban alcoholes superiores aromáticos, aldehídos y fenoles volátiles y derivados del ácido shikímico, entre otros. Algunos de estos compuestos se forman por el metabolismo de las levaduras, como el 4-vinilguaiacol, mientras que otros están presentes de manera natural en la uva, como el benzaldehído. Dichos compuestos incrementan con el tiempo, debido a que algunos forman parte de la fracción ligada del aroma (Sánchez-Palomo y col., 2005). El aumento a lo largo del tiempo en la concentración de la familia de compuestos bencénicos, se debió principalmente al 2-feniletanol, cuya concentración fue superior al límite de su umbral de percepción olfativa (10 mg/L) en el caso de los vinos microoxigenados (Ortega-Heras y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009). Dicho compuesto procede principalmente del metabolismo de las levaduras (Etiévant, 1991; Marais y col., 1992) y destaca por su aroma floral y notas a rosas. Entre los fenoles volátiles, cabe destacar el aumento producido en los vinos microoxigenados del 3,4-dimetoxifenol, eugenol y 4-vinilguaiacol, este último por encima de su umbral de percepción (440 μg/L), favoreciendo así las notas especiadas presentes en los vinos sometidos a oxigenación. Cabe destacar el descenso producido en los vinos control del guaiacol y fenol, entre otros, lo que podría contribuir a las notas a medicina y tinta (Zamora, 2003). 292 Resultados y discusión Los compuestos derivados del ácido shikímico destacan por su impacto sensorial. Se forman a partir de las rutas metabólicas de los aminoácidos aromáticos, por la levadura o por extracción de la madera (Swiegers y col., 2005). Cabe destacar la concentración superior de vainillina y sus derivados (acetovainillona y metil vainillil éter) en los vinos procedentes de microoxigenación, contribuyendo así a las notas dulces y vainilla (Zamora, 2003). II.3.2.4. Análisis sensorial descriptivo El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Cencibel, control y microoxigenados fue realizado por el panel de catadores entrenados pertenecientes al área de Ciencia y Tecnología de Alimentos, de la Universidad de Castilla-La Mancha. Se llevaron a cabo varias sesiones de entrenamiento de los catadores en cuanto al análisis sensorial de vinos tintos se refiere. En ellas, se llevó a consenso los descriptores desarrollados por cada catador, con el fin de eliminar sinónimos o conceptos inapropiados. Así, los descriptores definitivos se exponen en la Tabla II.8. Tabla II.8. Lista de descriptores utilizada en la caracterización sensorial de los vinos tintos de la variedad Cencibel. Olfativo Frutas rojas Pasas Regaliz Especias Fresco Amontillado Descriptores Gustativo Frutas rojas Acidez Verde Astringencia Amargo Intensidad del dejo Especias Calidad del dejo Cuerpo Impresión global Se llevó a cabo el estudio del perfil sensorial de los vinos de la variedad Cencibel del 2005 en diversos puntos y fases del tratamiento de microoxigenación, siempre comparado con un vino control o testigo. De este modo, las diferencias encontradas entre ambos serán exclusivamente atribuibles al efecto de la adición de oxígeno. El perfil olfativo y gustativo de los vinos evaluados se ha representado en forma de diagrama de tela de araña en las Figuras II.29 y II.30, respectivamente, con el objetivo de poder visualizar de una manera más clara y concisa los resultados obtenidos. El centro de la figura constituye la intensidad nula para todos los atributos, cuya intensidad va aumentando a 293 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos medida que nos alejamos del punto central. Los valores de intensidad vienen representados en forma numérica en cada uno de los radios. En la fisonomía del perfil sensorial olfativo representado en la Figura II.29, se observa cómo los atributos más destacados en los vinos tintos de la variedad Cencibel fueron las frutas rojas y las pasas. Los perfiles sensoriales de los vinos microoxigenados se caracterizaron por presentar un intenso aroma a frutas rojas, especias y pasas (Llaudy y col., 2006). Los atributos frutas rojas y pasas se vieron incrementados durante la primera y segunda fase del tratamiento de oxigenación (Hernández-Orte y col., 2009), para verse atenuados posteriormente (aunque por encima de los valores atribuidos a los vinos control en el caso del atributo de frutas rojas). El atributo regaliz sufrió una evolución similar, aunque al final del tratamiento se situó por debajo del valor de los vinos control. Contrariamente, los vinos microoxigenados en la tercera fase del tratamiento poseían un incremento en el atributo especiado y frutas rojas y en la frescura de los mismos, relacionada con la mayor concentración en alcoholes C6, compuestos bencénicos y ésteres como el butanoato de etilo). Frutas rojas 8 6 Amontillado 4 Pasas 2 0 Fresco Regaliz Especias Control mitad 1ª Fase mitad 2ª Fase fin 2ª Fase mitad 3ª Fase fin 3ª Fase Figura II.29. Perfil sensorial olfativo de los vinos control y microoxigenados en diferentes momentos y con dosis después de la fermentación maloláctica. 294 Resultados y discusión El carácter amontillado percibido durante la mitad del tratamiento de microoxigenación guardó una estrecha relación con las concentraciones de acetaldehído en dicha fase (Figura II.26a), disminuyendo ambos en el mismo sentido a lo largo del proceso de oxigenación. El perfil sensorial gustativo de los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005 (Figura II.30), puso de manifiesto la disminución de las notas herbáceas (Sullivan, 2002; Ortega-Heras y col., 2008), amargor, acidez y astringencia debido al tratamiento de microoxigenación. La disminución en la astringencia puede ser atribuida a la disminución en los flavan-3-oles (+)-catequina y (-)-epicatequina (Ribéreau-Gayon y col., 2000; Castellari y col., 2000; Monagas y col., 2005a), así como a la formación de pigmentos antociano-flavan3-ol (cuya formación puede ser o no mediada por acetaldehído), ya que reduce taninos del medio de reacción (Tanaka y col., 1994; Es-Safi y col., 2002). Frutas rojas 10 Impresión global 8 Verde 6 Calidad dejo 4 Amargo 2 0 Intensidad dejo Especias Astrigencia Cuerpo Acidez Control mitad 1ª Fase mitad 2ª Fase fin 2ª Fase mitad 3ª Fase fin 3ª Fase Figura II.30. Perfil sensorial gustativo de los vinos control y microoxigenados en diferentes momentos y con dosis después de la fermentación maloláctica. Durante la última fase del tratamiento de oxigenación, que coincidió con un aumento en la dosis de oxígeno, dichas tendencias se invirtieron. Así, se produjo un aumento en las notas herbáceas, coincidiendo con un aumento en la concentración de alcoholes C6, así como de la astringencia (que se mantuvo mucho más baja que en los vinos control) y el amargor, evolucionando los flavan-3-oles en el mismo sentido. Este hecho se tradujo en un aumento en 295 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos el % de polimerización y del amargor, que está asociado a fenómenos de sobre-oxidación (Parish y col., 2000; Pour-Nikfardjam y col., 2003; Du Toit y col., 2006b). Respecto al atributo especiado, al igual que se mostraba en el perfil sensorial olfativo, fue mejor valorado en los vinos al final del tratamiento de microoxigenación. El atributo de frutas rojas y el cuerpo pareció estar relacionado con la dosis de oxígeno suministrada, ya que dichos atributos se aprecian en mayor medida cuando el flujo de oxígeno es superior. En este sentido varía la calidad del dejo y la impresión global general de los vinos tintos catados, resultando vinos de mejores características organolépticos aquellos correspondientes a la primera y segunda fase, considerando negativa la prolongación en la dosis de oxígeno en el tiempo en base al aumento de la astringencia y aromas y gustos herbáceos. II.3.3. VINOS CENCIBEL DE LA VENDIMIA 2006 Se realizó la experiencia de microoxigenación sobre los vinos de la variedad Cencibel, al igual que en la vendimia anterior, con una dosis y momento de aplicación diferentes (entre la fermentación alcohólica y la fermentación maloláctica) con el fin de observar un mayor efecto en el perfil polifenólico, aromático y sensorial de los vinos sometidos al tratamiento. II.3.3.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales La Tabla II.9 muestra la composición general de los vinos control y microoxigenados de la variedad Cencibel correspondientes a la vendimia 2006. Los análisis convencionales han sido realizados en diferentes momentos del proceso: antes y después del tratamiento de microoxigenación y tras la fermentación maloláctica, siempre comparados con un vino control. Las medidas de azúcares reductores, fructosa y glucosa dejan patente la correcta fermentación alcohólica llevada a cabo por los vinos debido a las bajas concentraciones presentes, considerando dichos vinos como secos (concentración inferior a 5 g/L). 296 Resultados y discusión Se produjo una desacidificación como consecuencia de la fermentación maloláctica (Divies y col., 2000), de manera contraria a la acidez volátil. El valor de esta última es inferior en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación, lo cuál concuerda con la menor concentración de ácido. A la vista de los resultados, puede demostrarse el correcto desarrollo de la fermentación maloláctica en base a la transformación del ácido málico en ácido láctico por las bacterias lácticas (Radler, 1993). El tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa a los parámetros analíticos convencionales, por lo que habría que profundizar en dicha técnica para elucidar posibles cambios en el perfil polifenólico, aromático y sensorial. Tabla II.9. Análisis convencionales realizados a los vinos control (C) y microoxigenados (M) en diferentes momentos del proceso: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox) y tras la fermentación maloláctica (FML). Antes Mox acidez total (g/L) acidez volátil (g/L) pH densidad sulfuroso libre (mg/L) sulfuroso total (mg/L) grado alcohólico (%vol) azúcares reductores (g/L) fructosa (g/L) glicerina (g/L) glucosa (g/L) ácido acético (g/L) ácido glucónico (g/L) ácido tartárico (g/L) ácido L-láctico (g/L) ácido málico (g/L) IPT 5,95 0,32 4,13 0,9963 29 80 14,5 1,72 <1,20 8,44 0,8 <0,10 nd 3,00 0,70 1,97 76 Fin Mox C 6,44 0,41 3,79 0,9938 26 78 14,52 1,79 <1,20 8,41 <0,20 0,25 nd 2,92 0,74 1,95 65 M 6,34 0,33 3,79 0,9941 30 81 14,53 1,9 <1,20 8,3 <0,20 0,15 nd 3,06 0,75 1,92 66 Fin FML C 4,83 0,6 3,96 0,9932 37 96 14,64 1,64 <1,20 9,48 <0,20 0,44 nd 2,95 1,94 <0,10 70 M 4,75 0,53 3,97 0,9931 24 98 14,64 <1,50 <1,20 9,32 <0,20 0,39 nd 3,04 1,96 <0,10 71 II.3.3.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática 1. Ácidos hidroxicinámicos Puede observarse en la Tabla A.II.17 la concentración (mg/L) y la desviación estándar de los derivados de ácidos hidroxicinámicos presentes en los vinos control y microoxigenados objeto de estudio en diferentes momentos: antes y después del tratamiento 297 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras cinco meses de almacenamiento. El derivado tartárico del ácido cafeico (t-caftárico) fue el derivado de ácidos hidroxicinámicos presente en mayor proporción en las muestras de vino de la variedad Cencibel estudiadas (en torno al 50% del total) (Zafrilla y col., 2003), como en los vinos Cencibel de la vendimia 2005, seguido de los derivados del ácido cumárico y posteriormente del ácido ferúlico. Dichos resultados fueron superiores a los obtenidos por Pellegrini y col. (2000) y Alonso y col. (2002) en vinos tintos jóvenes y menor aún que los resultados observados por Gómez-Plaza y col. (2001) en vinos Monastrell. Como consecuencia de la fermentación maloláctica, se produjo una disminución de la concentración de los ésteres tartáricos, aumentando la correspondiente a los ácidos hidroxicinámicos de los que derivan (Zafrilla y col., 2003; Cabrita y col., 2008). Los ácidos tcaftárico, t- y c-cutárico y el t-fertárico disminuyeron en torno a un 50% tras la fermentación maloláctica, mientras que el c-fertárico sufrió una disminución superior (75%) en los vinos control. El porcentaje de disminución con la fermentación maloláctica de la concentración de derivados de ácidos hidroxicinámicos en los vinos microoxigenados fue un 10% superior en todos los derivados de ácidos hidroxicinámicos, por lo que puede afirmarse que la hidrólisis fue más intensa en dichos vinos. A lo largo del tiempo, dicha atenuación se prolongó con porcentajes de pérdida superiores. Así para los derivados t-caftárico y t- y c-cutáricos se produjeron pérdidas en torno al 70-75% y en menor medida para los derivados t- y cfertáricos (50 y 35% respectivamente). Con el fin de elucidar las posibles diferencias producidas como consecuencia de la adición de oxígeno al vino, se realizó el tratamiento estadístico de “t de Student” a los vinos control y microoxigenados en cada uno de los momentos estudiados (Tabla A.II.17). Así, cabe destacar las mínimas y casi inexistentes diferencias significativas que sobre los derivados de ácidos hidroxicinámicos produjo el tratamiento de microoxigenación, tal y como fue observado por Castellari y col. (2000) y Pérez-Magariño y col. (2007) sobre los vinos de las variedades Mencía y Tempranillo, viéndose fuertemente influenciados por el año de vendimia. 298 Resultados y discusión 2. Flavan-3-oles Como consecuencia de la fermentación maloláctica, se produjo un aumento en (+)catequina en los vinos tintos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006, tal y como sucedía en los vinos de la misma variedad correspondientes a la vendimia 2005 (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005), de manera contraria a lo ocurrido con la (-)-epicatequina (Tabla A.II.17). Los flavan-3-oles monómeros participan activamente en un gran número de reacciones químicas, tales como las reacciones de polimerización antociano-tanino o tanino-antociano. Además, pueden ser liberados mediante reacciones de hidrólisis de los derivados galoilados (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). La adición de oxígeno a los vinos no afectó de manera significativa a ninguna de las concentraciones de flavan-3-oles identificados en ninguno de los momentos estudiados (Pérez-Magariño y col., 2007), a diferencia de lo ocurrido en los vinos de la variedad Sangiovese descrito por Castellari y col. (2000), los cuáles sufrieron una disminución significativa en (+)-catequina y (-)-epicatequina. 3. Flavonoles Del mismo modo que lo observado en los vinos Cencibel de la vendimia del 2005, se identificaron un gran número de compuestos flavonoles glicosilados (Makris y col., 2006), donde el glucósido de miricetina fue el detectado en mayor concentración, seguido del glucósido de quercetina (Cheynier y col., 1986; Zafrilla y col., 2003; Castillo-Muñoz y col., 2007). A la vista de los resultados de la Tabla A.II.18, se produjo una hidrólisis glicosídica de los flavonoles glicosilados identificados como consecuencia de la fermentación maloláctica. Así, se observó una disminución en la concentración de todos los derivados glicosilados de flavonoles en torno al 10-15% para ambos vinos. A lo largo del almacenamiento, dicho porcentaje de disminución siguió creciendo en torno a un 5-10%, siendo inferior para los vinos microoxigenados. Paralelamente, fueron observaron incrementos en la concentración de los flavonoles agliconas como consecuencia de la hidrólisis enzimáticas (McDonald y col., 1998), con diferencia de los vinos microoxigenados, en los cuáles fueron observados disminuciones de quercetina y laricitrina tras la fermentación maloláctica y durante el almacenamiento. Este hecho podría ser debido a fenómenos de oxidación enzimática de la quercetina, descritos por Jiménez y col. (1999). 299 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos De manera general, según el análisis estadístico de “t de Student” (Tabla A.II.18) no fueron detectadas diferencias significativas en la concentración individual de la fracción de flavonoles como consecuencia del tratamiento de microoxigenación, tal sólo en casos puntuales como quercetina, con concentraciones significativamente inferiores en los vinos procedentes del tratamiento de microoxigenación (Castellari y col., 2000). Así, de manera similar a lo ocurrido en la fracción de derivados de ácidos hidroxicinámicos, se produjo una hidrólisis más intensa en los vinos microoxigenados durante el almacenamiento, al igual que fue observado para los vinos Cencibel de la vendimia 2005 y otros autores como McCord (2003). 4. Antocianos En la Tabla A.II.19 se muestran las concentraciones de los antocianos monómeros nativos de la uva que se identificaron en los vinos Cencibel de la vendimia 2006. A diferencia de los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2005, fueron identificados los derivados cis de todos los antocianos glucósilados-p-cumarilados, con excepción del derivado de cianidina. Los isómeros cis estuvieron presentes en una concentración inferior que sus respectivos isómeros trans (George y col., 2001; Núñez y col., 2003) y poseen ciertas diferencias espectrales (Figura II.31 y Tabla A.II.1). Norm. 400 300 200 100 0 250 300 350 cis.- 280, 301, 535 nm 400 450 500 550 nm trans.- 282, 313, 532 nm Figura II.31. Espectro ultravioleta-visible correspondiente a los isómeros cis y trans de la malvidina3-glucósido-p-cumarilado. 300 Resultados y discusión De manera paralela a la disminución del contenido de antocianos monómeros con el tiempo, e igual que sucedía en los vinos Cencibel de la vendimia anterior, fue observada una disminución del % de copigmentación, sobre todo en los vinos microoxigenados (Tabla A.II.20), asociada a la atenuación en la formación de complejos de copigmentación (Hermosín-Gutiérrez y col., 2007). Así, los derivados no acilados de todos los antocianos identificados sufrieron una disminución entre dos y tres veces superior que la observada en los vinos control. Los derivados acetilados y p-cumarilados se vieron influidos en mayor medida, con un descenso de hasta seis veces superior en los derivados acetilados de peonidina y malvidina y en los derivados p-cumarilados de la peonidina y petunidina en vinos microoxigenados. De manera inmediata al término del tratamiento de microoxigenación, prácticamente no se vieron afectadas las concentraciones de los antocianos monómeros nativos de la uva. Sin embargo, dichas diferencias se pusieron de manifiesto tras la fermentación maloláctica, donde prácticamente las concentraciones de todos los antocianos monómeros mostraron disminuciones significativas en relación a sus respectivos vinos control, según el análisis estadístico de “t de Student” mostrado en la Tabla A.II.19, lo que igualmente observaron otros autores (Pérez-Magariño y col., 2007). La menor concentración de antocianos libres en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica junto con la disminución de (+)catequina y (-)-epicatequina, pusieron de manifiesto que la adición de oxígeno activa las reacciones entre antocianos libres y flavan-3-oles, formando nuevos compuestos estables a los cambios de SO2 y pH (Bosso y col., 2000; Castel y col., 2001). Este hecho se corrobora con el significativo incremento del % polimerización observado en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica (Tabla A.II.20), así como el valor inferior del % copigmentación asociado a la menor concentración de antocianos monómeros presentes en los vinos microoxigenados. Las mayores diferencias significativas entre ambos vinos tras la fermentación maloláctica tuvieron lugar en los derivados no acilados, ocupando la malvidina-3-glucósido el primer lugar (27%). Cabe destacar la variación entre los vinos control y microoxigenados en las concentraciones de los derivados trans p-cumarilados de todos los antocianos, llegando a alcanzar un 37% de disminución en el derivado de la malvidina. 301 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Durante el almacenamiento del vino una vez realizada la fermentación maloláctica, la concentración de antocianos monómeros (no acilados, acetilados y p-cumarilados) nativos de la uva siguió disminuyendo (Revilla y col., 2005; Hermosín-Gutiérrez y col., 2007), con un porcentaje de pérdida algo superior al producido tras la fermentación maloláctica. Sin embargo, cabe destacar el aumento en la concentración de los derivados cis-p-cumarilados de todos los antocianos identificados a lo largo del almacenamineto, sobre todo en el caso del derivado de malvidina (Tabla A.II.19). Pese a que la longitud de onda de máxima absorbancia de los isómeros trans y cis, para las formas de catión flavilio, no muestren grandes diferencias, el coeficiente de extinción molar del isómero cis es 1.5 veces superior que su isómero trans, produciéndose un incremento en la intensidad colorante durante el almacenamiento de los vinos microoxigenados (George y col., 2001) (Tabla A.II.20). Además, la presencia de isómeros cis confiere una protección adicional contra la hidratación. Las concentraciones de antocianos significativamente inferiores existentes en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica se hicieron extensivas durante el almacenamiento. Prácticamente todos los derivados antociánicos presentaron diferencias significativas tras el almacenamiento de los vinos sometidos al tratamiento de microoxigenación, aunque fueron inferiores a las observadas tras la fermentación maloláctica. 5. Compuestos antociano-flavan-3-ol mediados por acetaldehído y piranoantocianos Se han identificado una familia de compuestos en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006, que no fueron detectados en el estudio polifenólico de los vinos Cencibel de la vendimia anterior (Tabla A.II.21). Son dos pares de diasteroisómeros unidos mediante un puente 8,8-etilo entre el antociano malvidina-3-glucósido y un flavan-3-ol monómero ((+)-catequina y (-)-epicatequina) (Figura II.14) (Es-Safi y col., 1999; Asenstorfer y col., 2006), mediante el mecanismo postulado por Bakker y col. (1993) y Es-Safi y col. (1996). Su cinética de formación es relativamente rápida y presentan una longitud de onda máxima de absorción en el rango de los 540 nm, lo cuál otorga a la molécula tonalidades rojo-azuladas o violáceas (Vivar-Quintana y col., 2002; Asenstorfer y col., 2006), con un hombro adicional a 450 nm (Es-Safi y col., 1999) (Figura II.32). Además, dichos compuestos son más resistentes a la pérdida de color por SO2 y a los cambios del pH (Escribano-Bailón y col., 2001). 302 Resultados y discusión DAD1, 21.621 (45.0 mAU, ) Ref 16.314 & 28.334 of MICROOX000137.D Norm. 1200 1000 800 600 400 200 0 250 300 350 Mv-3-glc.- 277, 348, 527 nm 400 450 500 550 nm Mv-3-glc-et-fl 1.- 283, 350, 455, 539 nm Figura II.32. Espectro ultravioleta-visible de la malvidina-3-glucósido (Mv-3-glc) y la malvidina-3glucósido-etil-flavan-3-ol 1 (Mv-3-glc-et-fl 1) identificados en un vino Cencibel de la vendimia 2006. Desde el punto de vista de la espectrometría de masas, poseen una relación m/z = 809 (Figura II.33). La fragmentación MS2 (modo de ionización positivo) da lugar a tres señales: m/z = 647, correspondiente a la pérdida de una molécula de glucosa ([M-162]+), m/z = 519 producida por la pérdida de la molécula de flavan-3-ol monómero ([M-290]+), y por último m/z = 357, producida por la pérdida de ambas moléculas de manera simultánea ([M-452]+), dando lugar al compuesto 8-vinil-malvidina-3-glucósido (Figura II.34), cuya señal es la que posee mayor intensidad. La fragmentación a la que da lugar dicho compuesto ha sido previamente descrita por Hayasaka y col. (2002) y Mateus y col. (2002b). Tras la fermentación maloláctica, dichos compuestos no vieron afectada en gran medida su concentración en los vinos control, incrementando ligeramente en los vinos microoxigenados. Según el análisis estadístico de “t de Student”, se observaron diferencias significativas sólo en los derivados 1 y 2, con concentraciones superiores en los vinos microoxigenados. 303 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Intens. mAU 125 MICROOX000137.D: UV Chromatogram, 516-524 nm DAD 520 nm 100 75 50 25 x10 6 1.0 MICROOX000137.D: EIC 809 +All +MS 0.8 0.6 0.4 EIC m/z = 809 0.2 0.0 18 19 20 21 22 23 24 x10 5 Time [min] +MS2(809.8), 21.6min #707 5 357.2 +MS2 4 3 519.2 2 1 647.2 0 200 400 600 800 1000 m/z Figura II.33. Cromatograma a 520 nm, cromatograma de ion extraído (EIC; modo positivo de ionización) para los compuestos con relación m/z = 809, y espectro de masas (MS2) correspondiente a estos últimos compuestos. OH OH R2 HO O + OH R1 - glucosa HC-CH3 OH OH OH m/z 647 OGlc HO O R2 HO O + OH OH OH R1 HC-CH3 -flavan-3-ol OH - flavan-3-ol OH OGlc OH R2 HO HO O O + m/z 519 CH = CH2 OH OH OH - glucosa - flavan-3-ol R1 - glucosa OH m/z 809 OH R2 O HO + m/z 357 CH = CH2 OH R1 Figura II.34. Fragmentaciones compatibles con los datos de espectrometría de masas (MS y MS2) correspondientes a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3-glucósido y flavan-3ol monómero mediado por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3. 304 Resultados y discusión A lo largo del almacenamiento se produjo una disminución de dichos compuestos debido a su inestabilidad en soluciones acuosas (Escribano-Bailón y col., 2001), siendo más acusada en el caso de los vinos microoxigenados. Al final del periodo de almacenamiento se observaron concentraciones significativamente superiores en los vinos microoxigenados, con excepción del derivado 2. Cabe destacar la escasa presencia de piranoantocianos observada en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006. En relación a los compuestos piranoantociánicos derivados de la reacción con el acetaldehído, se han identificado los derivados no acilado y pcumarilado de la vitisina tipo B derivada de la malvidina. Cabe destacar el incremento en la concentración de ambos compuestos durante la fermentación maloláctica en los vinos microoxigenados, tal y como fue observado por Cano-López y col. (2006), a diferencia de los vinos control. Así, la concentración de dichos compuestos fue significativamente superior en los vinos microoxigenados (Tabla A.II.21). Durante el almacenamiento, el porcentaje de disminución sufrido fue similar para ambos vinos, por lo que la concentración de vitisinas tipo B presente en los vinos microoxigenados continuó siendo significativamente superior, duplicando la concentración en dichos vinos respecto a la concentración presente en los vinos control. Como consecuencia de la concentración significativamente superior de las vitisinas tipo B identificadas en los vinos de la variedad Cencibel, se produjo un incremento en la formación de pigmentos anaranjados con que contribuyó a los mayores valores de la componente cromática b* (Tabla A.II.20) (Sartini y col., 2007). De manera paralela, fue observada una menor intensidad colorante, correlacionada negativamente con la luminosidad presente en los vinos (Izquierdo-Cañas y col., 2001; Hermosín y col., 2003). Los hidroxifenil-piranoantocianos (malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol y malvidina-3glucósido-4-vinilguaiacol) siguieron la evolución contraria a las vitisinas tipo B tras la fermentación maloláctica, en el sentido de que fue observada una disminución de los hidroxifenil-piranoantocianos en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación. Pese al aumento producido en dichos compuestos para los vinos microoxigenados, su concentración se sitúo por debajo de la presente en los vinos control almacenados durante cinco meses. 305 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos La disminución sufrida por la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol y la malvidina-3glucósido-4-vinilguaiacol en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica está estrechamente relacionada con la evolución de los ácidos hidroxicinámicos de los cuáles derivan (ácido cumárico y ácido ferúlico, respectivamente) (Schwarz y col., 2003c; Rentzsch y col., 2007a), tal y como fue observada en los vinos Cencibel de la vendimia anterior. Puesto que no se observaron los hidroxifenil-piranoantocianos derivados del ácido cafeico, puede sugerirse que el único mecanismo que actuó en la formación de este tipo de pigmentos fue el de tipo enzimático (hidrólisis de los ésteres tartáricos y posterior descarboxilación de los ácidos hidroxicinámicos). A la vista de los resultados estadísticos realizados mediante el test de “t de Student”, el efecto producido por la adición de oxígeno a los vinos Cencibel de la vendimia 2006 afectó principalmente y en gran medida a la fracción de antocianos y sus derivados (piranoantocianos y uniones antociano-flavan-3-ol mediadas por acetaldehído). Tras observar las diferencias significativas para cada compuesto individual entre los vinos control y microoxigenados en cada momento, se realizó el Análisis de Componentes Principales (Figura II.35), aplicado a las variables relacionadas con los antocianos y sus derivados, con el objetivo de poner de manifiesto las diferencias entre las muestras y las variables implicadas (Tabla II.10). 306 Resultados y discusión Tabla II.10. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los antocianos y derivados identificados en los vinos control e microoxigenados de la variedad Cencibel de la vendimia 2006, analizados en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses (5m) de almacenamiento. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 54.9 CP-2 21.1 Variables Loadings 54.9 Pt-3-glc Mv-3-glc Pn-3-glc Df-3-glc Cn-3-glc Pt-3-acet-glc Mv-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Df-3-acet-glc t-Cn-3-pcum-glc t-Pn-pcum-glc t-Mv-3-pcum-glc t-Pt-3-pcum-glc t-Df-3-pcum-glc Mv-3-caf-glc Vit B Mv-3-pcum-glc 0,924 0,903 0,878 0,875 0,874 0,960 0,954 0,946 0,945 0,970 0,961 0,957 0,952 0,926 0,891 0,898 76.0 Mv-3-glc-et-fl 2 Mv-3-glc-et-fl 4 Mv-3-glc-et-fl 1 Mv-3-glc-et-fl 3 Vit B Mv-3-glc Mv-3-glc-4-vf Mv-3-glc-4-vg 0,889 0,883 0,770 0,724 0,962 -0,899 -0,876 Así, la representación de las distintas muestras de vino en el espacio bidimensional definido por los dos primeros Componentes Principales (CP) puso de manifiesto la evolución sufrida por los antocianos y derivados, con un porcentaje de varianza explicada del 76%. El CP1 agrupó las muestras según el factor “tiempo de almacenamiento”, durante el cuál se produjo una disminución considerable de los antocianos monómeros, como ya se comentó anteriormente, y que fueron las variables que se correlacionaron positivamente con este CP. Mediante el CP2 se pusieron de manifiesto las diferencias entre los vinos control y los sometidos al tratamiento de microoxigenación, donde las variables más influyentes fueron los pigmentos malvidina-glucósido-flavan-3-ol unido mediante un puente etilo, así como el piranoantociano vitisina B derivada de la malvidina-3-glucósido y los hidroxifenilpiranoantocianos malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol y malvidina-3-glucósido-4vinilguaiacol. 307 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos A raíz de dicha representación gráfica, cabe destacar la similitud de los vinos justo tras el tratamiento de microoxigenación, lo cuál se complementa con las escasas diferencias significativas mediante el análisis estadístico de la “t de Student” aplicado a los vinos control y microoxigenados en dicho momento. Como ya fue demostrado anteriormente, el efecto del oxígeno aplicado a los vinos Cencibel se puso de manifiesto tras la fermentación maloláctica. De esta forma, los vinos microoxigenados poseían una concentración superior en los derivados antociano-flavan-3-ol mediados por acetaldehído (Cano-López y col., 2006), donde los que más influyeron en dicha separación fueron los derivados 2 y 4. Sin embargo, los vinos microoxigenados poseían una concentración inferior de hidroxifenilpiranoantocianos. Dichas diferencias, aunque atenuadas, se mantuvieron a lo largo del almacenamiento. 2,0 C antes Mox C fin Mox M fin Mox C fin FML M fin FML C 5m tras FML M 5m tras FML CP2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP1 Figura II.35. Representación en el espacio de las componentes principales CP1 y CP2 de las muestras de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Cencibel correspondiente a la vendimia 2006 en varios momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses (5m) de almacenamiento. Cabe destacar la mayor similitud en cuanto a la familia de piranoantocianos y antociano-etil-tanino de los vinos control tras la fermentación maloláctica y los vinos 308 Resultados y discusión microoxigenados almacenados durante cinco meses. Así, podría afirmarse que el tratamiento de microoxigenación evita la evolución piranoantociánica y de los compuestos antocianoetil-tanino sufrida por los vinos con elaboración tradicional a lo largo de su almacenamiento. II.3.3.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil En la Tablas A.II.22 se muestran los compuestos volátiles, clasificados por familias, en los vinos Cencibel de la vendimia 2006, y en las Figuras II.36 y II.37 se observan los sumatorios de las concentraciones de las familias de compuestos volátiles identificados en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006. Puede observarse como a lo largo del tiempo se produjo un aumento significativo en la concentración de las familias de ésteres y lactonas, y en menor medida de compuestos bencénicos, probablemente debido a la actividad ß-glucosidasa de las bacterias lácticas (Izquierdo-Cañas y col., 2008), a diferencia de la disminución observada en la concentración de la familia de terpenos, propiciado por el desarrollo de la fermentación maloláctica y el tiempo de almacenamiento (Rapp y col., 1986; Rapp, 1988). Cabe destacar, la evolución sufrida en la concentración de los alcoholes de seis átomos de carbono, los cuáles sufrieron un aumento con anterioridad a la fermentación maloláctica. Tras ésta y a lo largo del tiempo, la evolución de los vinos microoxigenados estuvo encaminada hacia su disminución, contribuyendo así a la atenuación del carácter herbáceo de los mismos. Así, según la Tabla A.II.22, el aumento sufrido por los ésteres a lo largo del tiempo se debió principalmente a los derivados de ácido succínico (González-Viñas y col., 1996; Pérez-Coello y col., 1999b), a los ésteres de cadena larga (malato de dietilo y glutarato de etilo) y a algunos hidroxi-ésteres (lactato de etilo, 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo, 2hidroxipropanoato de pentilo y 3-hidroxioctanoato de etilo) (Rapp y col., 1993), aunque cabe destacar la disminución del 4-hidroxibutirato de etilo, hidroxiéster mayoritario identificado en los vinos (Pérez-Coello y col., 2003). Por otro lado, se observó una disminución en acetatos y ésteres de cadena corta (Ramey y col., 1980), relacionado con la pérdida de aromas frutales en vinos almacenados en botella, debido quizás a reacciones de hidrólisis (Izquierdo-Cañas y col., 2008). 309 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 12000 Conc. (ug/L) 10000 8000 6000 4000 B A 2000 0 ésteres ácidos antes Mox C fin Mox M fin Mox bencénicos C 5m FML M 5m FML Figura II.36. Concentración (μg/L) de las familias de ésteres, ácidos y compuestos bencénicos presentes en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación y tras cinco meses después de terminada la fermentación maloláctica. En la concentración de ésteres se ha obviado la concentración de monosuccinato de dietilo. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para vinos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Mox.- microoxigenación. FML.- fermentación maloláctica. 5m.- 5 meses. A lo largo del tiempo, se produjo un aumento de los derivados bencénicos, debido principalmente al eugenol, 4-vinilguaiacol, siringol y ácido benzoico (Cutzach y col., 2000), hecho que podría ser debido a la liberación debida a una hidrólisis enzimática producida en los vinos (Sánchez-Palomo y col., 2005). b a b 350 a 300 Conc. (ug/L) 250 200 150 BA 100 50 0 alcoholes alcoholes C6 antes Mox C fin Mox terpenos M fin Mox lactonas C 5m FML C13-norisoprenoides M 5m FML Figura II.37. Concentración (μg/L) de las familias de alcoholes, alcoholes C6, terpenos, lactonas y C13-norisoprenoides presentes en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación y tras cinco meses después de terminada la fermentación maloláctica. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para vinos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación. FML.- fermentación maloláctica. 5m.- 5 meses. 310 Resultados y discusión Pese a que cada terpeno individual evolucionó de manera diferente a lo largo del tiempo, debido principalmente a las interconversiones sufridas en las condiciones del pH del vino (Rapp y col., 1985; Voirin, 1990), la disminución en la concentración total de dicha familia se debió principalmente a la desaparición del ácido geránico y en menor medida al tgeraniol, mientras que se produjo un aumento del α-terpineol. Se realizó el análisis estadístico de la “t de Student” por parejas de vinos control y microoxigenado en cada momento del proceso, con el fin de elucidar las posibles diferencias entre los vinos con y sin tratamiento de oxigenación (Tabla II.11). Así, cabe destacar la escasa variación en el perfil aromático global de los vinos como consecuencia del tratamiento de microoxigenación. Sin embargo, se observaron pérdidas significativas en la concentración total de la familia global de terpenos entre ambos vinos durante el almacenamiento (al igual que los resultados obtenidos por Hernández-Orte y col. (2009) para los vinos de la variedad Cabernet Sauvignon), así como en alcoholes de seis átomos de carbono y ácidos (Figura II.36 y II.37), hecho contrario a lo observado por Ortega-Heras y col. (2008). Realizando un estudio más pormenorizado (mediante el tratamiento estadístico de “t de Student”) en relación al efecto en la fracción aromática del tratamiento de microoxigenación sobre los compuestos volátiles tratados individualmente (Tabla II.11 en la que se indican sólo aquellos compuestos con diferencias significativas), se observaron algunas diferencias a destacar. Así, la concentración superior de acetaldehído en los vinos microoxigenados tras cinco meses de almacenamiento después de la fermentación maloláctica pudo estar relacionada con la disminución en los compuestos fenólicos en los que participa (Vitisina tipo B-Malvidina-3-glucósido y Malvidina-3-glucósido-flavan-3-ol unidos por puentes etilo) (Mateus y col., 2002a; Francia-Aricha y col., 1997). Por otro lado, respecto a la familia de ésteres (Tabla II.11), las mayores diferencias observadas entre vinos control y microoxigenados, se manifestaron tras cinco meses de almacenamiento. Así, se observaron concentraciones significativamente superiores en los derivados del ácido succínico (con excepción del monosuccinato de dietilo, derivado succínico mayoritario) y de ésteres de cadena larga (decanoato de etilo, entre otros) en los vinos microoxigenados. Sin embargo, una atenuación fue observada en la concentración de ésteres de cadena corta, tales como el butanoato de etilo, y de acetatos como el acetato de isoamilo. Cabe destacar la inexistencia de diferencias significativas en el acetato de 2- 311 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos feniletilo durante la conservación del vino, responsable del aroma a rosas, pese a la significativa concentración superior sufrida tras el proceso de microoxigenación. Las diferencias significativas observadas en la familia de alcoholes de seis átomos de carbono se debieron principalmente a los dos isómeros de 3-hexen-1-ol, que tras un incremento significativo justo después del tratamiento de microoxigenación, sufrieron una importante atenuación, disminuyendo así el carácter herbáceo de los vinos microoxigenados (Ferreira y col., 2001), al igual que el ácido correspondiente. Las diferencias significativas en la familia de terpenos entre los vinos control y microoxigenados tras cinco meses de almacenamiento fueron debidas principalmente al αterpineol y nerol, los cuáles poseían una evolución contraria, siendo la concentración de este último superior en los vinos microoxigenados. Este hecho podría ser debido a la producción de α-terpineol a partir de nerol (Rapp y col., 1985; Voirin, 1990). Cabe destacar la disminución significativa producida en la concentración de 2feniletilo para los vinos microoxigenados en los dos momentos estudiados, pudiendo influir en la atenuación del aroma a rosas. De manera contraria evolucionó la δ-nonalactona, relacionada con el carácter dulce de los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación (Hernández-Orte y col., 2009). Las alquilpirazinas y tiazoles provienen de la reacción entre el aminoácido cisteína y compuestos dicarbonílicos según la reacción de Maillard (Nagodawithana, 1992; Elisea, 2004; Comuzzo y col., 2006), y su formación está influenciada por la temperatura. La tetrametilpirazina, que ejerce efectos positivos en el campo de la neurología (Fan y col., 2006), está descrita con aromas de chocolate y frutos secos por Elisea (2004), de manera contraria a lo descrito por Comuzzo y col. (2006), que le atribuyeron un olor desagradable, así como a levadura y cocido por Ames y col. (1985). Pese a encontrarse en una concentración significativamente superior en los vinos microoxigenados, no fue alcanzado su umbral de percepción sensorial (Elisea, 2004). En relación al resto de pirazinas identificadas en los vinos de la variedad Cencibel, mostraron escasas o nulas diferencias significativas entre los vinos control y microoxigenados. La 2,3,5-trimetil pirazina posee un aroma de frutos secos y patata cocida 312 Tabla II.11. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de los compuestos con diferencias significativas según el test de “t de Student” para los vinos control (C) y microoxigenados (M) de vinos Cencibel de la vendimia 2006, para dos momentos diferentes: tras el tratamiento de microoxigenación (Mox) y a los cinco meses de maduración tras la fermentación maloláctica (FML). Fin Mox 5meses tras FML C Aldehídos acetaldehído Ésteres butanoato de etilo acetato de isoamilo hexanoato de pentilo decanoato de etilo succinato de etil metil octanoato de 3-metilbutil succinato de dietilo derivado succinato II succinato de etil propil acetato 2-feniletilo derivado succinato III cinamato de etilo monosuccinato de dietilo octadecanoato de etilo linoleato de etilo Alcoholes 1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 1-heptanol 1-octanol 53,69 M ± 3,01 123,01 825,12 6,63 199,78 2,87 8,93 660,02 2,55 3,16 78,41 1,50 17,84 nd 129,84 144,66 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 29,30 3,06 11,94 10,39 ± ± ± ± 2,36 11,42 1,26 1,77 0,33 0,53 1,93 0,08 0,31 0,91 0,04 0,04 48,74 A A a ± 6,49 ± 3,26 4,34 0,45 0,14 0,28 a b a C ± 3,76 129,55 850,92 5,56 252,18 3,48 12,35 757,69 2,37 2,74 82,81 1,65 18,98 nd 127,66 142,04 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 30,47 4,77 10,92 11,08 ± ± ± ± 0,63 12,74 0,40 43,95 0,57 0,61 11,69 0,48 0,26 1,40 0,09 0,71 31,70 B B b ± 4,48 ± 24,19 0,72 0,13 0,00 0,19 b a b M ± 0,03 a 40,35 119,53 586,11 3,28 261,46 14,87 11,25 5952,38 17,59 8,73 56,27 16,85 24,67 11311,01 149,82 169,95 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,17 12,59 0,44 6,59 0,47 0,25 184,91 0,30 0,08 0,69 0,24 0,15 356,13 13,58 5,98 B b A b A 34,26 3,36 11,40 9,32 ± ± ± ± 0,94 0,30 0,51 0,58 b A A A A B b B ± 1,96 b 106,22 547,30 6,74 223,87 17,92 8,98 6314,19 21,24 10,04 54,47 22,10 27,33 9898,12 88,24 136,80 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,98 8,60 0,03 13,05 0,59 1,65 51,66 0,70 0,10 1,92 0,05 0,13 265,24 6,24 2,47 A a B a B 31,76 2,74 10,43 10,02 ± ± ± ± 0,67 0,28 0,86 0,58 B B B B A a A a nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student” Tabla II.11 continuación. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de los compuestos con diferencias significativas según el test de “t de Student” para los vinos control (C) y microoxigenados (M) de vinos Cencibel de la vendimia 2006, para dos momentos diferentes: tras el tratamiento de microoxigenación (Mox) y a los cinco meses de maduración tras la fermentación maloláctica (FML). Fin Mox 5meses tras FML C Alcoholes C6 (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol Total alcoholes C6 Ácidos ácido acético ácido pentanoico ácido (E)-3-hexenoico Total ácidos Terpenos nerol Total terpenos Compuestos bencénicos alcohol bencílico 2-feniletanol Lactonas δ-nonalactona Pirazinas 3-etil-2,5-dimetil pirazina Tetrametil pirazina Otros 4-metil-5-tiazoletanol 12,03 45,91 316,90 0,59 2,49 10,68 1738,18 M ± 1,00 ± 0,12 ± 3,25 a A a 15,48 49,42 328,10 ± ± ± ± B B 0,35 1,27 11,28 1746,22 0,02 0,07 0,23 30,05 18,44 150,05 C ± 0,51 ± 0,47 ± 0,59 b B b 16,34 46,52 330,21 ± ± ± ± A A 0,83 2,77 11,85 1949,59 0,02 0,04 0,65 45,11 ± 0,27 ± 2,99 B 19,18 106,62 M ± 2,00 ± 0,44 ± 9,16 b b b 10,77 43,62 302,25 B B 0,85 2,76 5,68 1815,20 ± 2,05 ± 1,03 B 23,43 102,52 ± 1,61 ± 0,88 A ± 0,06 ± 186,98 a b 87,04 5346,70 ± 1,23 ± 95,84 b a ± ± ± ± 0,10 0,09 0,26 32,57 15,04 148,56 ± 0,31 ± 1,70 A 72,34 5968,87 ± 2,33 ± 89,26 70,48 B 5442,73 ± 0,49 ± 38,12 A 81,91 5960,46 9,95 ± 1,19 a 14,30 ± 0,72 b 12,11 ± 2,30 29,00 8,09 ± 0,54 ± 0,10 a 30,92 8,54 ± 0,42 ± 0,40 b 36,34 6,30 ± 0,39 ± 0,86 35,47 ± 0,52 42,76 ± 8,47 99,91 ± 16,07 ± 1,72 ± 0,77 ± 2,84 a a a ± ± ± ± A A 0,04 0,10 0,30 21,34 12,55 ± 0,54 a 35,73 8,75 ± 0,16 ± 0,68 b b 37,68 ± 0,96 a nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student” Resultados y discusión Chatrette y col. (1997) y Münch y col. (1997), así como un carácter herbáceo y patata de la 3etil-2,5-dimetilpirazina (Comuzzo y col., 2006), también descrito como humo y quemado por Ames y col. (1985). El 4-metil-5-tiazoletanol o sulfurol, sufrió un aumento significativo a lo largo del tiempo en los vinos control, a diferencia de los vinos microoxigenados que se mantuvo prácticamente constante. Dicho compuesto se caracteriza por tener un flavor a carne asada, metálico y ligeramente a frutos secos (Rowe, 2005). II.3.3.4. Análisis sensorial descriptivo El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Cencibel correspondientes a la vendimia 2006, fue realizado por catadores entrenados en el análisis sensorial de vinos, pertenecientes a la Universidad de Castilla-La Mancha. Se llevaron a cabo sesiones de entrenamiento con el fin de desarrollar la agudeza olfato-gustativa de los catadores, así como de unificar descriptores y atributos anómalos. Los atributos seleccionados para el análisis sensorial de los vinos se muestran en la Tabla II.12. Tabla II.12. Tabla de descriptores olfativo-gustativos y táctiles empleados para el análisis sensorial descriptivo de los vinos tintos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006. Sensación olfativa Frutas rojas Pasas/ciruelas Especiado Regaliz Fresco Sensación gustativa Sensación táctil Frutas rojas Verde Acidez Amargo Cuerpo Intensidad dejo Calidad dejo Astringencia Impresión global La evaluación de los atributos se realizó mediante una escala no estructurada de 10 cm de longitud, en cuyo extremo izquierdo se situaba la valoración “poca intensidad” y en el extremo derecho la de “elevada intensidad”. El análisis sensorial descriptivo de los vinos control y microoxigenados de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 fue evaluado en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación y después de cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica. En ellos, destacó el aroma y gusto a frutas rojas como el atributo más notable del perfil sensorial de los vinos tintos Cencibel. 315 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Los descriptores identificados a nivel olfativo fueron los que se muestran en la Figura II.38. A lo largo del tiempo, los atributos olfativos detectados se mantuvieron constantes en los vinos control, aumentando significativamente su olor especiado en los vinos sometidos al tratamiento, probablemente debido a la concentración superior de 4-vinilguaiacol y eugenol. Resultados similares fueron atribuidos por Llaudy y col. (2006) en vinos de la variedad Cabernet Sauvignon, por lo que puede afirmarse que la microoxigenación acentuó dichas notas aromáticas. Además, en los vinos microoxigenados se produjo un aumento del olor a frutas rojas, regaliz a lo largo del tiempo, llegando a ser significativamente superior a los vinos control para este último. Sin embargo, según Cabanillas y col., (2001), el olor a frutas rojas fue inferior en los vinos tras el tratamiento de oxigenación, aunque sin diferencias significativas. Cabe destacar la apreciación del atributo pasas/ciruelas exclusivamente en los vinos microoxigenados, el cuál está estrechamente relacionado con la concentración de ßdamascenona y γ-nonalactona según ha sido descrito por Pons y col. (2008) por comparativa mediante la técnica de Cromatografía de Gases-Olfatometría, de extractos de ciruela y frutas secas (higo) con diferentes tipos de vinos. 10 9 8 7 A 6 5 b B A 4 b B a A 3 a A 2 1 0 Frutas rojas Pasas/ciruelas C antes Mox Especiado C fin Mox M fin Mox Regaliz C 5meses Fresco M 5meses Figura II.38. Perfil sensorial olfativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), y después de cinco meses tras la fermentación maloláctica. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”. 316 Resultados y discusión Respecto al perfil gustativo de los vinos Cencibel vinificados en la vendimia 2006 (Figura II.39), se observó la constancia en los atributos de frutas rojas, verde, acidez y amargor en los vinos control, en paralelo a lo observado en el perfil olfativo. Respecto a los vinos microoxigenados, cabe destacar la concentración superior en cuanto al atributo de frutas rojas en todos los momentos estudiados con respecto a los vinos control, aunque sin diferencias significativas. Este hecho puede atribuirse a la concentración superior del cinamato de etilo en los vinos microoxigenados (Aznar y col., 2001). Por otro lado, puede observarse el comportamiento similar de los atributos amargo y verde, que tras un ligero aumento tras el tratamiento de microoxigenación, se vio atenuado de manera considerable. Este hecho se relaciona directamente con las concentraciones de alcoholes C6 presentes en los vinos microoxigenados (López y col., 2003). Estos resultados son contrarios a los valores observados para la astringencia en los vinos microoxigenados, pudiéndose relacionar con el mayor porcentaje de polimerización observado en dichos vinos (Pour-Nikfardjam y col., 2002). 10 9 8 A B 7 6 A B 5 b b a a b a A 4 3 A 2 B 1 B 0 Frutas rojas Verde Acidez C antes Mox Amargo C fin Mox Cuerpo Astringencia M fin Mox C 5meses Intensidad Dejo Calidad Dejo Calidad Global M 5meses Figura II.39. Perfil sensorial gustativo y táctil de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Cencibel de la vendimia 2006 en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), y después de cinco meses tras la fermentación maloláctica. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”. 317 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos La disminución de las notas herbáceas está correlacionada positivamente con el aumento en las notas frutales, tal y como observaron Pour-Nikfardjam y col. (2002) mediante un Análisis de Componentes Principales realizado sobre los atributos sensoriales de un vino de la variedad Pinot Noir. Resultados similares fueron propuestos por Sullivan (2002). Cabe destacar la disminución en el carácter ácido de los vinos microoxigenados, correlacionado con la disminución de la acidez volátil y de la concentración del ácido acético presente en los mismos en comparación con los vinos control. La intensidad y calidad del dejo de los vinos control se vieron atenuadas con el tiempo, a diferencia de los vinos microoxigenados, en los que permanecieron invariable. Este hecho se refleja en la calidad global de los vinos, siendo mejor considerados los vinos microoxigenados. La calidad global de los vinos microoxigenados fue mejor valorada que la de los vinos sin tratamiento, debido a su marcado carácter a frutas rojas, regaliz y especiado, así como a una menor percepción del atributo verde, ácido y amargo. A todo ello hay que sumarle el aumento de cuerpo, así como la mejor puntuación obtenida de la intensidad y la calidad del dejo. II.3.4. VINOS MERLOT DE LA VENDIMIA 2007 En la vendimia 2007 se realizó el tratamiento de microoxigenación sobre una nueva variedad, Merlot. El momento de aplicación elegido para ello fue el mismo que para la vendimia 2006 de la variedad Cencibel (antes de la fermentación maloláctica), dado los buenos resultados obtenidos. En el tratamiento de los vinos de la variedad Merlot fue aumentada la dosis de oxígeno suministrada, y fue estudiada la fracción polifénolica, aromática y sensorial, tal y como se ha llevado a cabo en los vinos de las vendimias anteriores. Se introdujo una nueva variable en el ensayo (virutas), con el fin de elucidar su efecto conjunto con la microoxigenación. II.3.4.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales La Tabla II.13 muestra los parámetros convencionales de los vinos control y microoxigenados de la variedad Merlot con posterioridad a la fermentación maloláctica. 318 Resultados y discusión Puede observarse la similitud de ambos vinos en todos los parámetros estudiados, con excepción de la acidez volátil, donde los vinos microoxigenados poseía una concentración ligeramente inferior. Tabla II.13. Análisis convencionales de los vinos de la variedad Merlot tras realizar la fermentación maloláctica. pH acidez volátil (g/L) SO2 libre (mg/L) SO2 total (mg/L) grado alcohólico (v/v) C M 3,75 0,41 10 15 14,5 3,65 0,31 13 17 14,3 II.3.4.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática 1. Ácidos hidroxicinámicos Tal y como fue observado en los vinos de la variedad Cencibel, el ácido t-caftárico fue el principal derivado de ácidos hidroxicinámicos presentes en los vinos Merlot (en torno al 60%), seguido de los derivados cutáricos (Zafrilla y col., 2003) (Tabla A.II.23). Si bien la proporción del ácido t-caftárico respecto al contenido total de derivados de ácidos hidroxicinámicos en los vinos Merlot fue superior a la detectada en los vinos de la variedad Cencibel (60%), su concentración fue aproximadamente la mitad. La fermentación maloláctica no afectó en gran medida a las concentraciones de derivados de ácidos hidroxicinámicos, a diferencia de lo observado en los vinos de la variedad Cencibel. Simplemente se observó una disminución en la concentración del ácido t-fertárico así como un aumento del contenido de ácido p-cumárico (Zafrilla y col., 2003; Cabrita y col., 2008). Tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar se produjo un incremento en la concentración de prácticamente todos los ácidos hidroxicinámicos y sus derivados (Del Álamo y col., 2004). La adición de oxígeno no produjo diferencias significativas según el test de “t de Student” en la fracción de derivados de ácidos hidroxicinámicos con un grado de significación del 95%, con excepción del ácido t-caftárico en el que fue observada una concentración significativamente superior en los vinos microoxigenados. 319 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 2. Flavan-3-oles La fermentación maloláctica produjo una pequeña disminución en la concentración de los flavan-3-oles monómeros identificados (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005) (Tabla A.II.23), produciéndose como consecuencia un aumento en el porcentaje de polimerización (Tabla A.II.24). Dicha tendencia evolucionó en el mismo sentido tras el tratamiento con virutas (Jordão y col., 2006). La adición de oxígeno afectó de manera significativa a las concentraciones de los flavan-3-oles monómeros tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento posterior con virutas. Dichas diferencias se manifestaron en una menor concentración presente en los vinos microoxigenados, especialmente tras el tratamiento con virutas, llegando a reducirse incluso a la mitad en el caso de (+)-catequina. Así, puede afirmarse que los vinos microoxigenados de la variedad Merlot bajo dichas condiciones de oxigenación poseen una cantidad significativamente superior de compuestos fruto de reacciones de polimerización (Tabla A.II.24) ya que los flavan-3-oles monómeros son compuestos con una elevada reactividad en un medio oxidante (Sartini y col., 2007). 3. Flavonoles Cabe destacar la baja concentración de los flavonoles identificados en los vinos de la variedad Merlot en relación al contenido presente en los vinos de la variedad Cencibel. Entre ellos, el flavonol más abundante fue el glucurónido de quercetina (Castillo-Muñoz y col., 2007), seguido de los glucósidos de miricetina y siringetina, representando entre los tres un 65-70% del total de flavonoles identificados en los vinos de la variedad Merlot (Tabla A.II.25). La aglicona presente en mayor concentración correspondió a quercetina, tal y como ha sido descrito por Mattivi y col. (2006). El efecto producido por la adición de oxígeno en la fracción de flavonoles tras la fermentación maloláctica se tradujo en una disminución de la concentración de todos los flavonoles identificados (Castellari y col., 2000), a diferencia del incremento observado en los vinos sin tratamiento de oxigenación. Este hecho tuvo incidencia en el menor % de copigmentación observado en los vinos microoxigenados, ya que los flavonoles actúan como muy buenos copigmentos (Brouillard y col., 1991; Baranac, 1996, 1997a y 1997b) (Tabla 320 Resultados y discusión A.II.25). Sin embargo, sólo se observaron diferencias significativas puntuales entre vinos control y microoxigenados tras la fermentación maloláctica en el glucósido de isoramnetina y su aglicona, hecho que podría estar relacionado con la disminución de la tonalidad amarilla de los vinos microoxigenados (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005). Tras el tratamiento con virutas, cabe destacar la gran disminución en la concentración de quercetina para ambos vinos (Sartini y col., 2007), siendo superior en el caso de los vinos control (50% frente al 25% observado en los vinos microoxigenados). Este hecho puede ser debido a la capacidad de adsorción de las virutas frente a determinados compuestos (Amati y col., 2001). Pese a dicha disminución, las concentraciones de flavonoles agliconas fueron significativamente inferiores en los vinos microoxigenados tras el tratamiento con virutas (Tabla A.II.25). 4. Antocianos En la Tabla A.II.26 se muestran las concentraciones de los diferentes antocianos monómeros nativos de la uva que se identificaron en los vinos de la variedad Merlot. Esta familia comprendió derivados de antocianos no acilados, acetilados, p-cumarilados y cafeoilados. Cabe destacar la menor carga antociánica de dichos vinos en relación a los vinos Cencibel de la vendimia 2006, especialmente en la malvidina-3-glucósido, aunque los derivados acetilados se encontraron en concentraciones superiores en los vinos de la variedad Merlot (Hermosín-Gutiérrez y col., 2004) entre un 15-30%. Tras la fermentación maloláctica se produjo una disminución en la concentración de todos los antocianos monómeros para ambos vinos, sobre todo en los derivados de la malvidina. Dicha disminución se debe a fenómenos de polimerización por formación de combinaciones antociano-tanino (Izquierdo Cañas y col., 2001), bien de manera directa (Remy y col., 2000; Salas y col., 2004), por mediación del acetaldehído (Rivas-Gonzalo y col., 1995; Francia-Aricha y col., 1997; Es-Safi y col., 1999) o por reacción con otros compuestos (Pissarra y col., 2004) como ha sido demostrado en soluciones modelo y vinos. Como consecuencia, fue observado una disminución en el % de copigmentación de los vinos (Tabla A.II.24) y una tonalidad significativamente inferior del color rojo (menores valores de a*), de manera contraria a lo observado en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006. El porcentaje de pérdida fue superior en el caso de los vinos microoxigenados (en torno al 10-20%), sobre todo para los antocianos no acilados y en menor medida para los acetilados, mientras que los derivados p-cumarilados no mostraron prácticamente diferencias. 321 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Al igual que ocurrió en los vinos de la variedad Cencibel, el efecto de la adición de oxígeno a los vinos de la variedad Merlot se puso de manifiesto de manera significativa tras la fermentación maloláctica. Así, se observaron diferencias significativas en prácticamente todos los antocianos monómeros identificados, con concentraciones menores en los vinos microoxigenados, sobre todo en los derivados no acilados (en torno al 5-10%) (Cano-López y col., 2008; Jordão y col., 2006). Dicha tendencia siguió en el mismo sentido tras el tratamiento con virutas de roble, aunque sólo con diferencias significativas puntuales según el test de “t de Student”. La adición de virutas al vino produjo un descenso en la concentración total de antocianos monómeros para ambos vinos (Du Toit y col., 2006), debido entre otros a fenómenos de adsorción por parte de las virutas (Amati y col., 2001) frente a determinados compuestos (Amati y col., 2001). Las mayores pérdidas producidas tras el tratamiento con virutas se observaron en los derivados no acilados, siendo los derivados p-cumarilados menos afectados por este tratamiento (Alcalde-Eón y col., 2006). El hecho de que el ratio de disminución de los derivados p-cumarilados sea inferior que el de los derivados no acilados, podría ser debido a los fenómenos de copigmentación intramolecular (Dangles y col., 1993; Malien-Aubert y col., 2001). Los vinos sometidos a la adición de oxígeno sufrieron una menor disminución (en torno al 5%) de los derivados no acilados y acetilados, y mayor en los derivados p-cumarilados. 5. Compuestos antociano-flavan-3-ol mediados por acetaldehído y piranoantocianos En los vinos de la variedad Merlot fueron identificados un mayor número de compuestos derivados de la reacción entre un antociano y un flavan-3-ol monómero mediada por acetaldehído que en el caso de los vinos Cencibel de la anterior vendimia (Tabla A.II.27). Así, además de los dos pares de diasteroisómeros derivados del antociano malvidina-3glucósido con la (+)-catequina y (-)-epicatequina identificados en los vinos de la variedad Cencibel, se han identificado tentativamente aquellos en los que interviene la malvidina-3glucósido-p-cumarilada (Figura II.39 y II.40), aunque en este caso han sido identificados sólo tres de los cuatro posibles compuestos. Además, dos isómeros resultado de la unión entre la malvidina-3-glucósido y una procianidina tipo B mediada por acetaldehído (Dallas y col., 1996b), así como el derivado de petunidina-3-glucósido con un flavan-3-ol monómero 322 Resultados y discusión formado mediante un puente etilo (Alcalde-Eón y col., 2006) han podido ser identificados de forma tentativa. Los compuestos procedentes de reacciones de ruptura de los compuestos antocianoflavan-3-ol mediados por acetaldehído han sido descritos en base a la liberación de unidades vinil-(epi)catequina (Alcalde-Eón y col., 2006). Sin embargo, en los vinos objeto de estudio no ha sido observada dicha ruptura, sino que parece haberse encaminado hacia la formación de unidades vinil-antociano. Así, ha sido identificado el derivado vinílico de la malvidina-3glucósido, resultado de la fragmentación producida entre el puente etilo y el flavan-3-ol o procianidina B de los compuestos malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol y malvidina-3glucósido-etil-procianidina B (Figura II.40 y II.41). OH OGlc - pcum R2 HO - flavan-3-ol OH O + CH = CH2 OH OGlc - pcum R1 R2 HO m/z = 665 O + OH R1 - glucosa-pcum HC-CH3 OH OH HO O OH OH - glucosa-pcum - flavan-3-ol OH R2 OH O HO + CH = CH2 m/z = 955 OH R1 m/z = 357 Figura II.39. Fragmentaciones compatibles con el análisis MS y MS2 (modo de ionizacíon positivo) del ión molecular correspondiente a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3glucósido-p-cumarilada y flavan-3-ol monómero mediadas por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3. La concentración del derivado vinílico de la malvidina-3-glucósido fue significativamente superior en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica, coincidiendo con la menor concentración de los derivados malvidina-3-glucósido-etilprocianidina B 2 y malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 1. Aún así, la concentración de los cuatro isómeros derivados de malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol y los dos isómeros de la malvidina-3-glucósido-etil-procianidina B se vieron prácticamente invariables de manera 323 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos significativa tras la fermentación maloláctica y el posterior tratamiento con virutas. Sin embargo, los derivados malvidina-3-glucósido-p-cumarilado-etil-flavan-3-ol mostraron diferencias significativas tras la fermentación maloláctica, con concentraciones significativamente inferiores en los vinos microoxigenados, coincidiendo con la menor concentración de la t-malvidina-3-glucósido-p-cumarilada. Dichas diferencias desaparecieron tras el tratamiento posterior con virutas. - glucosa m/z = 935 OH OH OGlc OGlc R2 HO R2 O HO O + - flavan-3-ol + OH OH - glucosa m/z = 645 R1 HC-CH3 R1 OH HC-CH3 OH OH OH HO HO O - flavan-3-ol O OH OH OH OH OH m/z = 807 OH O HO - flavan-3-ol OH - procianidina B OH OH - glucosa OGlc m/z = 1097 m/z = 357 R2 HO O + CH = CH2 OH m/z = 519 R1 Figura II.40. Fragmentaciones compatibles con el análisis MS y MS2 (modo de ionizacíon positivo) del ión molecular correspondiente a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3glucósido y procianidina tipo B mediadas por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3. Respecto a los piranoantocianos (Tabla A.II.28), cabe destacar la identificación cualitativa de un gran número de ellos en los vinos de la variedad Merlot. Así, han sido detectadas diversas vitisinas tipo B procedentes del antociano malvidina en sus formas no aciladas, acetiladas y p-cumariladas, así como de peonidina en sus formas no aciladas y pcumariladas, y de petunidina en su forma acetilada. Respecto a las vitisina tipo A, fue identificada la derivada de la malvidina-3-glucósido-acetilada. La vitisina tipo B derivada de 324 Resultados y discusión Malvidina-3-glucósido-acetilada ha sido identificada en mayor concentración que su derivado p-cumarilado, tal y como fue descrito por Alcalde-Eón y col. (2006). Intens. mAU MICROOX000110.D: UV Chromatogram, 516-524 nm 600 DAD 520nm 400 200 0 x10 5 MICROOX000110.D: EIC 1097 +All Mv-3-glc-et-procn B 1 4 +MS EIC m/z = 1097 Mv-3-glc-et-procn B 2 2 0 x10 6 Mv-3-glc-pcum-et-fl 1 MICROOX000110.D: EIC 955 +All Mv-3-glc-pcum-et-fl 2 3 2 EIC m/z = 955 Mv-3-glc-pcum-et-fl 3 1 0 Intens. x10 4 3.0 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 Time [min] +MS2(1097.8), 18.1min #656 519.1 357.1 2.5 +MS2 2.0 1.5 1.0 0.5 807.2 645.2 935.2 0.0 200 400 600 Intens. x10 5 8 800 1000 m/z +MS2(955.8), 28.9min #1078 665.1 6 4 357.1 2 0 200 400 600 800 1000 m/z Figura II.41. Cromatograma a 520 nm, cromatogramas de ión extraído (EIC) para las relaciones m/z = 1097 y 955, y espectro de masas (MS2) de dichos compuestos. Mv, malvidina; glc, glucósido; procn, procianidina; pcum, pcumarilado; et, etil; fl, flavan-3-ol. De igual forma, han sido detectados diversos hidroxifenil-piranoantocianos derivados de la malvidina, como son la pinotina A, por reacción del ácido cafeico con la malvidina-3glucósido, y los derivados por reacción con el ácido p-cumárico en las formas no acilada, acetilada y p-cumarilada de la malvidina, como ha sido descrito en vinos Tempranillo por Alcalde-Eón y col. (2006). La fermentación maloláctica provocó una gran disminución en las vitisinas tipo B para ambos vinos (Cano-López y col., 2008), aunque los sometidos a microoxigenación sufrieron una pérdida aún superior (en torno al 15%). Así, los vinos microoxigenados presentaron concentraciones significativamente inferiores de vitisinas tras la fermentación maloláctica, disminuyendo así la contribución de la componente amarilla del color en dichos vinos (Romero y col., 1999; Sartini y col., 2007) (menores valores de b*) (Tabla A.II.24). La tendencia contraria fue observada en los piranoantocianos derivados de ácidos hidroxicinámicos, produciéndose un aumento en sus concentraciones para ambos vinos. De 325 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos manera paralela, se observó un incremento del parámetro b* para ambos vinos, el cual siguió aumentando tras el tratamiento con virutas. Así, como consecuencia del paso del tiempo, los vinos fueron adquiriendo tonalidades anaranjadas (Alcalde-Eón y col., 2006). Sin embargo, la pinotina A y malvidina-3-glucósido-p-cumarilada-4-vinilfenol siguieron una tendencia contraria en los vinos control y microoxigenados, con concentraciones significativamente superiores en éstos últimos. El tratamiento con virutas produjo una disminución en las vitisinas identificadas en ambos vinos, siendo entre un 20-30% superior en los vinos procedentes del tratamiento de oxigenación (Cano-López y col., 2007). Cabe destacar el aumento producido las vitisina tipo B derivada de peonidina-3-glucósido y vitisina tipo A derivada de malvidina-3-glucósidoacetilada en los vinos control como consecuencia del tratamiento con virutas, de manera contraria a los vinos sometidos al tratamiento de microoxigenación. Respecto a los hidroxifenilpiranoantocianos, los vinos control y microoxigenados con aplicación de virutas de roble sufrieron una evolución contraria, produciéndose un incremento en su concentración en los vinos control y una disminución en los vinos microoxigenados. Sin embargo, entre ambos vinos no existen diferencias significativas importantes según el tratamiento estadístico de “t de Student” (0.1<p<0.05) (Tabla A.II.28). A la vista de los resultados, y de manera análoga a los resultados obtenidos en los vinos de la variedad Cencibel de la vendimia 2006, los compuestos fenólicos que más se modificaron con la adición de oxígeno a los vinos fueron los antocianos y sus derivados (pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y piranoantocianos). Así, con el objetivo de poner de manifiesto las diferencias entre las muestras y las variables implicadas, se realizó el Análisis de Componentes Principales (Tabla II.14 y Figuras II.42 y II.43), con los datos correspondientes a los antocianos y sus derivados identificados en los vinos de la variedad Merlot. 326 Resultados y discusión Tabla II.14. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos del contenido en antocianos, piranoantocianos y compuestos resultado de la reacción antociano-tanino mediada por acetaldehído, correspondientes a las muestras de los vinos control y microoxigenados de la variedad Merlot de la vendimia 2007, analizados en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 42.2 42.2 Pn-3-glc Mv-3-glc Cn-3glc Pt-3-glc Df-3-glc Mv-3-acet-glc Df-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Pt-3-acet-glc t-Pn-3-pcum-glc t-Pn-3-pcum-glc t-Mv-3-pcum-glc Vit B Pn-3-pcum-glc 0,987 0,986 0,982 0,979 0,973 0,988 0,988 0,979 0,951 0,990 0,981 0,968 0,993 CP-2 33.4 75.6 Mv-3-glc-et-fl 4 Mv-3-glc-et-procn B 2 Mv-3-glc-et-fl 1 Mv-3-glc-et-fl 2 Mv-3-glc-et-fl 3 Pt-3-glc-et-fl Mv-3-pcum-glc-et-fl 2 Mv-3-pcum-glc-et-fl 3 Vit B Mv-3-glc Vit B Mv-3-acet-glc Vit B Pt-3-acet-glc Vit B Mv-3-pcum-glc t-Df-3-pcum-glc 0,978 0,978 0,957 0,861 0,807 0,851 0,932 0,844 0,947 0,928 0,907 0,852 0,928 CP-3 19.2 94.8 Mv-3-glc-4-vf Mv-3-acet-glc-4vf Mv-3-pcum-glc-4-vf Pinotina A Mv-vinil-glc Vit A Mv-3-acet-glc 0,944 0,890 0,868 0,773 0,833 0,916 Variables Loadings Los resultados obtenidos pusieron de manifiesto la evolución de los antocianos y derivados en función del tiempo y de los tratamientos aplicados a los vinos, con un % de varianza explicada del 95% con los tres componentes principales. Así, a lo largo del tiempo, se observó una disminución de los antocianos monómeros nativos de la uva, que más contribuyeron al CP1, así como de la vitisina tipo B derivada de la peonidina-3-glucósido-pcumarilada. El CP2 permitió separar las muestras control y microoxigenadas, en cuya separación tuvieron especial influencia las vitisinas tipo B y los compuestos formados a partir 327 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos de la unión antociano-tanino mediante un puente etilo, variables más correlacionadas con dicho componente principal. En la Figura II.42 se observa cómo tras el tratamiento de microoxigenación, dichos compuestos poseen una concentración superior en los vinos microoxigenados. Tras la fermentación maloláctica se produjo una inversión en relación a la posición que ocupan en el espacio las muestras control y microoxigenadas. Así, los vinos microoxigenados presentaron concentraciones significativamente inferiores de los compuestos más correlacionados con el CP2 (antociano-tanino mediados por acetaldehído y vitisinas tipo B). 2,0 C antes Mox C fin Mox M fin Mox C fin FML M fin FML C virutas M virutas CP2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP1 Figura II.42. Representación de las muestras de vinos en el espacio determinado por las componentes principales CP1 y CP2, obtenidas en el análisis de los datos del contenido en antocianos, piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados en los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Merlot en varios momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Por otro lado, se observó la proximidad entre los vinos control sometidos al tratamiento con virutas y los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica. Sin embargo, los vinos control sometidos al tratamiento con virutas poseen cantidades superiores 328 Resultados y discusión de hidroxifenilpiranoantocianos (variables más correlacionadas con el CP3), aunque sólo en alguno de ellos fueron observadas diferencias significativas (Tabla A.II.28; Figura II.43). Así, la aplicación conjunta de microoxigenación y virutas en vinos de la variedad Merlot, proporciona vinos con menor concentración en compuestos antociano-etil-tanino, vitisinas tipo B y piranoantocianos derivados de ácidos hidroxicinámicos, lo que daría lugar a vinos con menor estabilización colorante. 3,0 C antes Mox C fin Mox M fin Mox C fin FML M fin FML C virutas M virutas 2,0 CP3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -3,0 -3,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 CP1 Figura II.43. Representación de las muestras de vinos en el espacio determinado por las componentes principales CP1 y CP3, obtenidas en el análisis de los datos del contenido en antocianos, piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados en los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Merlot en varios momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. II.3.4.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil La Tabla A.II.29 muestra las concentraciones de los compuestos volátiles identificados y clasificados por familias, así como las Figuras II.44 y II.45 ponen de manifiesto el sumatorio de la concentración de las diferentes familias de compuestos volátiles presentes en los vinos control y microoxigenados de la variedad Merlot de la vendimia 2007, 329 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos en diferentes momentos del proceso. Con el fin de realizar un estudio pormenorizado sobre el efecto que produce la microoxigenación en la fracción aromática de los vinos, se llevaron a cabo analíticas en varios momentos del proceso. El efecto de la microoxigenación sobre la fracción aromática global de los vinos tintos de la variedad Merlot fue estudiada mediante el análisis estadístico de “t de Student” realizado por parejas de vinos control y microoxigenado para cada momento estudiado. Las virutas proporcionan al vino un gran número de compuestos tales como compuestos bencénicos, derivados de la vainillina y lactonas de roble, entre otros. Las cantidades de compuestos volátiles extraídos de las virutas dependen de un gran número de factores, tales como el origen geográfico de las barricas (Frangipane y col., 2007), el grado de tostado y el tiempo de contacto con el vino (Guchu y col., 2006b), el tamaño y la diversidad de las virutas (Arapitsas y col., 2004; Rodríguez-Bencomo y col., 2006). Además, RodríguezBencomo y col. (2008) demostraron las escasas diferencias significativas que el tratamiento de microoxigenación ejercía sobre la extracción de los compuestos volátiles de las virutas. Puede observarse el incremento en la concentración de la familia de ésteres producido tras la fermentación maloláctica (Figura II.44) para ambos vinos (control y microoxigenados), con una concentración inferior en los vinos microoxigenados, aunque no significativa. Dicho aumento fue debido principalmente, según la Tabla A.II.29, a los derivados del ácido succínico (succinato y monosuccinato de dietilo) (Pozo-Bayón y col., 2005), a ésteres de cadena larga (glutarato de etilo), a algunos hidroxiésteres (lactato de etilo, 4-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo) (Ugliano y col., 2005), igualmente observado en los vinos de la variedad Cencibel anteriormente estudiados. Un aumento en la concentración del 4-oxobutirato de etilo es observado, el cuál es precursor de la γ-butirolactona (Fagan y col., 1981) y 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona (Muller y col., 1972). Cabe destacar un aumento en la concentración del acetato de 2-feniletilo tras la fermentación maloláctica (Maicas y col., 1999), a diferencia de lo observado por otros autores (Ugliano y col., 2005). Un incremento en la concentración de ésteres fue observada tras la fermentación maloláctica, tal y como han observado Ugliano y col. (2005) y en menor medida por PozoBayón y col. (2005). Delaquis y col. (2002) puso de manifiesto el incremento de ciertos ésteres como consecuencia del metabolismo de las bacterias lácticas, aunque existe una gran 330 Resultados y discusión variabilidad en función de la cepa bacteriana utilizada (Maicas y col., 1999). El aumento producido en la familia de ésteres tras el tratamiento con virutas, sobre todo en los vinos microoxigenados, se debió principalmente a algunos hidroxiésteres como el lactato de etilo, al glutarato de etilo y monosuccinato de dietilo (Pérez-Coello y col., 2000), aunque se produjo una disminución en la concentración de hexanoato y octanoato de etilo para ambos vinos, debido probablemente a fenómenos de adsorción por parte de las virutas (Ramírez-Ramírez y col., 2001). Durante la fermentación maloláctica se produjo un aumento en la concentración de compuestos bencénicos para ambos vinos, si bien la cantidad global de los mismos fue significativamente inferior en los vinos microoxigenados. Dicho aumento se hizo extensible tras el tratamiento con virutas y se debió principalmente al benzaldehído, fenilacetaldehído, alcohol bencílico, ácido siríngico, ácido benzoico y 2-feniletanol (Ugliano y col., 2005), influenciado en gran medida por la cesión de compuestos por parte de las virutas (PérezCoello y col., 2000b). No se produjeron grandes variaciones en las familias de ácidos y alcoholes alifáticos (Figura II.44 y II.45) como consecuencia de la fermentación maloláctica y del tratamiento con virutas. 20000 18000 16000 b Conc. (ug/L) 14000 a 12000 10000 8000 6000 4000 2000 0 ésteres antes Mox C fin Mox ácidos M fin Mox C fin FML bencénicos M fin FML C virutas M virutas Figura II.44. Concentración (μg/L) de las familias de ésteres, ácidos y compuestos bencénicos presentes en los vinos de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras minúsculas por tratamiento por parejas para vinos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación. FML.- fermentación maloláctica. 331 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos La familia de terpenos se ve muy influenciada por diversos factores: puede darse lugar una liberación de terpenos por hidrólisis ácida o enzimática, tal y como se observa en el aumento del t-geraniol a lo largo del tiempo (Sánchez-Palomo y col., 2005). De igual forma, pueden producirse interconversiones entre ellos, hecho que se observó entre los isómeros nerol y t-geraniol, ya que sus concentraciones están invertidas en el tiempo (Voirin, 1990). Otro hecho a tener en cuenta es la capacidad de adsorción de las virutas para determinados compuestos volátiles, como puede observarse en el descenso de α-terpineol y nerolidol en los vinos tratados con virutas (Ramirez-Ramirez y col., 2001). Los terpenos presentaron concentraciones significativamente inferiores en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica, que dejan de serlo tras el tratamiento con virutas de roble debido a las concentraciones similares presentes en ambos vinos. El aumento que tras la fermentación maloláctica para ambos vinos se produjo en la fracción de alcoholes de seis átomos de carbono se debió principalmente al 1-hexanol y (E)-2hexen-1-ol, cuyas concentraciones siguieron incrementando tras el tratamiento con virutas, a diferencia de los resultados obtenidos por Pérez-Coello y col. (2000b). De manera general, los vinos microoxigenados poseían unas concentraciones inferiores de alcoholes C6, siendo significativas para el 1-hexanol, lo cual podría influir en el carácter herbáceo más atenuado de estos vinos. La concentración superior de la familia de C13-norisoprenoides tras la fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas (Figura II.45) podría deberse a una hidrólisis ácida de las formas glicosiladas (Sefton, 1998; Sánchez-Palomo y col., 2005). El aumento producido en los C13-norisoprenoides tras el tratamiento con virutas se debió principalmente a la 3-hidroxi-ß-damascona, siendo superior en los vinos microoxigenados, al igual que su derivado ß-damascenona. Se produjeron numerosos equilibrios entre los C13-norisoprenoides identificados, por lo que es difícil estandarizar el efecto que sobre ellos produce la microoxigenación. Ésta provocó una disminución en los compuestos que forman parte de dicha familia. La familia de lactonas mostró diferencias significativas entre los vinos control y microoxigenados tras la fermentación maloláctica, hecho que continuó tras el tratamiento con virutas de roble. En ambos momentos, la concentración de lactonas presente en los vinos 332 Resultados y discusión microoxigenados resultó inferior a la de los respectivos vinos control y se debió principalmente a la 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona, lactona identificada por primera vez por Muller y col. (1972). Como consecuencia del tratamiento con virutas, la cantidad total de lactonas se vio incrementada, debido principalmente a la transferencia de las lactonas de roble por parte de la madera (t- y c-ß-metil octalactona) (Guchu y col., 2006b Las lactonas de roble poseen unos bajos umbrales de percepción, por lo que participan en gran medida en el aroma a madera (Abbott y col., 1995; Maga, 1996). 1600 b 1400 a Conc. (ug/L) 1200 BA 1000 800 600 B 400 A BA 200 0 alcoholes antes Mox alcoholes C6 C fin Mox M fin Mox terpenos C fin FML lactonas M fin FML C virutas C13-norisoprenoides M virutas Figura II.45. Concentración (μg/L) de las familias de alcoholes, alcoholes C6, terpenos, lactonas y C13-norisoprenoides presentes en los vinos de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para vinos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación. FML.- fermentación maloláctica. En base a los resultados obtenidos, se procedió a realizar un estudio más pormenorizado de las variaciones sufridas en el perfil aromático como consecuencia del tratamiento de microoxigenación, tratando individualmente cada compuesto volátil. Para ello, se ha llevado a cabo el tratamiento estadístico de “t de Student” aplicado por parejas de vinos control y microoxigenados. La Tabla II.15 muestra las concentraciones en μg/L y la desviación estándar (n=2) de aquellos compuestos volátiles con diferencias significativas en alguno de los momentos estudiados. El acetaldehído, aldehído mayoritario presente en los vinos tintos, adquirió concentraciones significativamente superiores en los vinos microoxigenados tras el tratamiento de oxigenación y tras la fermentación maloláctica. Dicha evolución permanece 333 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos paralela a la de aquellos compuestos en los que participa, tales como la Vitisina tipo B y sus derivados (Romero y col., 2000a; Atanasova y col., 2002; Schwarz y col., 2004). Las mayores diferencias significativas en cuanto a los ésteres se refiere entre los vinos control y microoxigenados, se produjeron tras el tratamiento de microoxigenación y tras la fermentación maloláctica en menor medida, tal y como observaron Pérez-Magariño y col. (2007). Cabe destacar la mayor concentración de cinamato de etilo presente en los vinos control (incrementando el olor a fruta roja descrito por Aznar y col. (2001), así como del acetato de isoamilo y acetato de hexilo, con concentraciones significativamente superiores los vinos control tras el tratamiento con virutas (Ortega-Heras y col., 2008). Las mayores diferencias estadísticamente significativas en los alcoholes superiores tuvieron lugar tras el tratamiento de microoxigenación y tras la fermentación maloláctica, donde mayoritariamente los vinos sometidos al tratamiento obtuvieron mayores concentraciones de alcoholes superiores. Estos resultados coinciden con los observados por Pérez-Magariño y col. (2007) en las variedades estudiadas. Cabe destacar la concentración significativamente superior de 1-octen-3-ol presente en los vinos microoxigenados, caracterizado por su olor a champiñón (Jirovetz y col., 2002; López y col., 2003), superando su umbral de percepción olfativa para ambos vinos (20 ng/L). El 3-etoxi-1-propanol, de gusto amargo (Dubois, 1993) presentó concentraciones significativamente superiores en los microoxigenados. La menor concentración del 3-metil-1-tiopropanol presente en los vinos microoxigenados puede contribuir positivamente en el aroma, ya que este compuesto posee un olor desagradable a patata cocida (Aznar y col., 2001). Pese a la existencia de una controversia en relación a la disminución de los alcoholes de seis átomos de carbono con el tratamiento de microoxigenación, ya que dicha técnica se caracteriza de manera teórica por la atenuación de las notas herbáceas (Fulcrand y col., 1998; Bertuccioli y col., 2002; Pour-Nikfardjam y col., 2003), no parece estar directamente relacionado con el contenido en alcoholes C6 según varios autores (Pérez-Magariño y col., 2007; Ortega-Heras y col., 2008). Sin embargo, en los vinos objeto de estudio, el (E)-2-hexen1-ol mostró diferencias significativas entre el vino control y microoxigenado tras el tratamiento de microoxigenación, con concentraciones significativamente inferiores en estos últimos. 334 Resultados y discusión Diversos autores no encontraron diferencias significativas en el sumatorio de ácidos (Pérez-Magariño y col., 2007; Ortega-Heras y col., 2008; Hernández-Orte y col., 2009) como es el caso de los vinos Merlot, aunque es destacable la menor concentración de ácido acético en los vinos microoxigenados. A la vista de los resultados obtenidos, fueron observadas concentraciones superiores de α-terpineol tras la fermentación maloláctica y de t-geraniol tras el tratamiento de microoxigenacón en los vinos microoxigenados, aunque sus diferencias no fueron significativas tras el tratamiento con virutas. Respecto al nerolidol, las mayores diferencias observadas se produjeron durante el tratamiento con virutas, con mayores concentraciones en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación. A la vista de los resultados, parece que en los vinos microoxigenados se produjeron en mayor medida los fenómenos de transformación entre terpenos, como es el caso de t-geraniol en α-terpineol, así como de linalol en óxido de linalol observado en el tratamiento con virutas. Según Ortega-Heras y col. (2008), resulta complicado establecer la influencia de la adición de oxígeno en la evolución de la familia de terpenos debido a estas reacciones. Las diferencias significativas más notables identificadas en los compuestos bencénicos presentes en los vinos control y microoxigenados se pusieron de manifiesto tras la fermentación maloláctica, donde la mayoría de ellos presentaron concentraciones superiores en los vinos control, hecho que concuerda con lo descrito en Hernández-Orte y col. (2009). Se produjeron escasas diferencias significativas entre ambos vinos tras el tratamiento con virutas, aunque cabe destacar las concentraciones superiores de vainillina, aunque sin diferencias significativas (Rodríguez-Bencomo y col., 2008), fenilacetaldehído, ácido siríngico y ácido benzoico en los vinos control, a diferencia del salicilato de metilo que tras el tratamiento con virutas sigue siendo significativamente superior en los vinos microoxigenados. El salicilato de metilo no ha sido previamente identificado en vinos, sino en melazas (El-Sayed y col., 2005), mango (Pino y col., 2005) y ciertas hierbas (Téllez y col., 1999); se caracteriza por un olor a gaultería y a frutas rojas y es utilizado con fines terapéuticos, entre otros, aunque también se ha identificado en vinagres con olor a plástico (Callejón y col., 2008b). Las mayores diferencias detectadas entre los compuestos pertenecientes a la familia de C13-norisoprenoides se encontraron principalmente tras la fermentación maloláctica, donde la 335 Tabla II.15. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Merlot de la vendimia 2007, control (C) y microoxigenado (M), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación (Mox), final de la fermentación maloláctica (FML), y adición de virutas. Fin Mox Fin FML C Aldehídos acetaldehído Ésteres acetato de etilo acetato de isoamilo acetato de hexilo 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo 4-oxobutirato de etilo decanoato de etilo succinato de dietilo succinato de etil propil 4-hidroxi butirato de etilo cinamato de etilo monosuccinato de dietilo Alcoholes metanol 1-propanol 2-metil-1-butanol 4-metil-1-pentanol (Z)-2-penten-1-ol 3-metil-1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 1-octen-3-ol 1-heptanol 3-metiltio-1-propanol 2-etil-1-hexanol Alcoholes C6 (E)-2-hexen-1-ol Ácidos ácido acético ácido isobutírico ácido 3-metil butanoico ácido decanoico M 51,01 ± 2,07 49,82 219,39 8,42 14,51 1,28 130,76 ± ± ± ± ± ± 2,48 1,26 0,05 0,71 0,17 3,10 2461,18 ± 12,10 12,93 ± 1,05 A 71,65 ± 0,22 59,72 179,89 7,64 15,75 A 2,12 B 107,14 ± ± ± ± ± ± 5,24 12,32 0,25 1,93 0,20 5,27 a 2711,22 ± 50,34 16,02 ± 3,13 25,51 ± 1,48 B A 63,59 193,94 8,94 23,53 6,81 49,52 ± ± ± ± ± ± 1,50 3,66 1,74 4,64 0,96 3,71 b 4175,92 18,70 ± 21,72 b 1748,96 ± 75,30 a 2094,16 30,83 ± 1,16 b 26,67 ± 0,03 a 58,90 ± 348,72 46,37 20,19 64,79 25,25 5,28 70,54 3,85 2,01 16,19 12,74 2,43 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 10,38 ± 1,14 B ± ± ± ± 1,11 a 3,70 b 245,09 305,79 0,97 3,46 255,89 301,24 1,61 0,13 0,88 0,30 0,27 0,48 0,01 0,22 0,48 0,36 0,12 7125,28 0,05 0,10 2,83 17,33 b a b b b a A a 42,29 21,52 61,08 24,35 4,12 72,98 6,01 1,97 17,68 11,93 4,00 6,06 ± 513,81 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,06 0,41 1,01 0,26 0,14 0,73 0,07 0,16 0,31 1,36 0,57 b b ± 133,83 ± 1,97 38,59 ± 2,19 60,19 155,16 7,47 20,11 7,76 43,63 ± ± ± ± ± ± 1,38 11,80 0,70 0,54 1,02 3,55 4426,14 a a ± 116,27 ± 0,95 5,31 ± 0,62 51,72 169,04 9,32 23,81 9,52 48,96 ± ± ± ± ± ± 0,59 1,26 0,71 1,13 0,70 6,95 4508,00 b 18,71 ± 362,13 ± 9,20 49,39 ± 0,85 A 53,81 ± 476,78 b 8745,90 ± 1,35 a 11209,31 42,58 20,46 63,87 28,83 5,15 78,34 4,87 2,24 18,25 16,90 3,53 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± B 39,74 21,53 61,19 25,65 4,23 79,70 6,12 4,33 19,47 14,86 4,50 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± A 40,70 20,80 64,24 27,62 4,51 72,78 4,47 1,97 16,11 9,88 1,98 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,79 17,60 ± 2,17 13,60 ± ± ± ± b a 1,51 3,96 281,38 241,87 ± ± ± ± 0,17 1,03 2,11 1,29 0,56 7,59 1,00 0,31 0,11 0,32 0,34 0,18 0,37 22,28 3,28 A a b a 8,33 b 0,72 3,83 260,65 212,60 0,39 0,65 1,79 1,69 0,23 2,01 0,24 0,17 0,35 0,64 0,36 1988,09 B b a b ± 0,39 ± ± ± ± 0,03 0,08 5,14 14,18 a 1,72 4,27 285,70 198,30 A B b ± 178,64 ± 1409,53 ± ± ± ± 0,33 0,25 15,66 1,70 ± 0,09 66,78 150,99 7,29 22,03 7,63 36,29 ± ± ± ± ± ± 1,54 3,03 0,45 1,80 0,16 3,20 24,79 ± 6,40 1,37 0,69 1,13 2,13 0,21 1,82 0,95 0,28 1,25 0,58 0,33 5,73 4829,49 ± 2,80 1774,91 A ± 151,39 25,07 B M B 10862,01 a b a a a b B A C ± 0,10 ± 0,89 0,10 0,07 1,17 46,94 M B 2004,12 8015,83 Virutas C a a A A ± 153,78 ± 1,90 1758,59 ± 42,51 47,66 ± 0,32 9747,43 ± 358,26 40,01 22,59 64,36 25,69 4,51 77,03 6,37 2,78 18,78 9,51 3,90 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 15,74 ± 0,60 1,41 4,31 272,09 212,77 B A a ± ± ± ± nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test “t de Student” 0,37 0,52 1,90 0,35 0,51 0,91 0,01 0,27 0,19 1,19 0,38 0,18 0,02 6,99 2,78 b b B B Tabla II.15 continuación. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Merlot de la vendimia 2007, control (C) y microoxigenado (M), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación (Mox), final de la fermentación maloláctica (FML), y adición de virutas. Fin Mox Fin FML C Terpenos α-terpineol trans-geraniol nerolidol 3,7-dimetil-1,7-octanediol Compuestos bencénicos fenilacetaldehído salicilato de metilo 2-feniletanol fenol ácido siríngico 4-vinilguaiacol ácido benzoico vainillina vainillado de metilo vainillado de etilo acetovainillona 3,4,5-trimetoxi fenol Total bencénicos Lactonas γ-butirolactona 5-etoxi-dihidro 2(3H)furanona 5-butil-dihidro-2(3H)-furanona Total lactonas C13-norisoprenoides 3-hidroxi-β-damascona 3-oxo-α-ionol 3-hidroxi-7,8-dihidro-β-ionol 6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxo-α-ionol Total C13-norisoprenoides Otros ciclohexanona nonanal N-(3-metilbutil)acetamida M 12,94 8,08 15,79 33,75 ± ± ± ± 0,79 0,27 3,03 6,77 nd 23,52 ± 4,82 9711,17 ± 507,11 38,19 17,24 123,57 71,24 80,79 62,94 141,92 192,99 154,55 ± ± ± ± ± ± ± ± ± a 13,87 9,85 14,78 26,15 ± ± ± ± nd 17,18 ± 3,25 8192,35 2,06 0,62 1,25 6,63 2,85 2,33 2,21 3,25 6,27 0,87 6,14 20,04 31,19 46,74 12,84 B 108,55 70,12 73,42 b 38,71 b 121,01 210,09 140,43 ± 535,36 9659,06 ± 931,07 0,72 18,87 nd 203,48 ± 0,04 ± 1,20 0,66 25,34 15,37 223,47 ± ± ± ± 0,12 4,72 3,08 10,15 35,50 182,96 75,29 54,74 351,39 ± ± ± ± ± b 26,09 b 156,00 62,36 39,16 B 287,55 ± ± ± ± ± 1,84 6,64 0,46 9,17 0,02 B ± 0,90 ± 0,14 11397,59 14,79 2,55 nd a ± 23,92 2,12 7,92 11,44 7,37 12,86 ± 0,29 ± 0,54 8,05 3,24 nd b ± 874,86 ± ± ± ± ± ± ± ± ± Virutas C 0,55 2,42 3,58 10,79 11,79 5,89 5,15 29,59 44,54 5,67 13,15 18,03 42,46 ± ± ± ± 0,58 11,37 ± 0,08 ± 1,09 11869,30 A a a 26,12 27,33 119,77 124,29 45,15 41,96 158,53 262,02 185,83 a a A A 0,29 0,81 4,11 1,55 A ± ± ± ± 0,47 0,56 0,23 3,95 b 0,64 11,72 ± 0,04 ± 0,45 ± 242,08 a 11644,56 ± ± ± ± ± ± ± ± ± b B ± ± ± ± a 0,55 20,64 ± 0,10 ± 0,82 ± 719,41 b 9468,57 ± ± ± ± ± ± ± ± ± a 47,47 26,12 107,04 66,58 53,12 52,99 144,21 156,95 103,22 a b b b M 5,36 14,77 11,70 38,43 10,58 12,00 15,44 31,90 3,87 4,75 5,76 25,43 1,24 4,43 2,20 34,67 6,49 a C 1,05 0,11 0,04 0,46 b 0,47 6,14 11,58 6,92 0,68 1,29 0,08 24,45 17,58 a a a 59,08 41,45 122,14 140,20 60,91 33,84 167,09 298,91 nd b B A 0,27 17,30 ± 0,03 ± 0,48 A B ± 306,26 ± ± ± ± ± ± ± ± 13967,79 ± 1514,42 0,66 740,39 28,08 981,17 ± ± ± ± 0,02 32,88 5,13 4,35 a 0,85 682,63 25,98 925,15 ± ± ± ± 0,05 8,73 0,06 0,57 b 0,78 537,38 25,02 1416,26 ± ± ± ± 0,09 3,48 0,70 45,55 42,92 204,37 97,87 24,64 373,51 ± ± ± ± ± 1,14 2,83 4,91 5,03 2,31 b b B a 36,95 185,91 71,19 58,84 357,25 ± ± ± ± ± 2,12 0,11 4,94 11,08 18,36 a a A b 65,29 215,40 69,11 85,17 439,13 ± ± ± ± ± 0,61 27,22 14,21 8,36 48,35 ± 0,86 ± 0,10 ± 0,98 B A b 8,37 2,76 4,77 A B a 17,27 2,22 nd ± 0,87 ± 0,06 ± 0,88 B a 53,98 24,28 123,70 70,15 70,42 35,26 186,27 198,90 nd a 17,14 1,76 8,46 0,86 1,05 0,20 0,83 9602,91 3,11 5,89 1,18 1,77 7,39 4,48 21,11 40,73 ± 204,76 A ± ± ± ± ± 1364,18 b 10929,82 B A b 5,87 14,53 13,91 32,86 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 801,88 13703,69 b M ± 1,59 ± 0,49 b B 11826,15 2,75 4,02 2,04 7,23 2,15 3,63 1,18 6,99 ± ± ± ± 0,12 27,25 0,90 59,95 a ± ± ± ± ± 1,57 22,34 4,29 4,04 3,20 b B A 69,94 225,43 71,18 32,78 418,93 8,97 2,89 9,51 A ± 397,07 0,79 382,90 23,80 b 1232,04 b a ± 0,92 ± 0,16 ± 0,40 nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test “t de Student” a a b a A B Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos mayoría de ellos presentaron concentraciones inferiores en los vinos microoxigenados. Tras el tratamiento con virutas, dichas diferencias no fueron tan notables. Las lactonas, consideradas de manera individual, no presentaron diferencias en un momento concreto del tratamiento, sino que dependió en gran medida de la lactona en cuestión. Así, cabe destacar la concentración significativamente superior de γ-butirolactona en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica, con un característico aroma dulzón, aunque dichas diferencias desaparecieron tras el tratamiento con virutas. Otros compuestos identificados tales como el nonanal, caracterizado por el olor cítrico y floral presente en vinos Merlot y Cabernet Sauvignon (Gürbüz y col., 2006), está presente en concentraciones significativamente superiores en los vinos microoxigenados, favoreciendo dichos atributos en los mismos. II.3.4.4. Análisis sensorial descriptivo El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Merlot se llevó a cabo por un panel de catadores entrenados en el análisis sensorial de vinos tintos y pertenecientes al Área de Tecnología de Alimentos de la Universidad de Castilla-La Mancha. Los catadores fueron seleccionados con edades comprendidas entre los 20 y 40 años. Con carácter previo al análisis sensorial, los catadores fueron sometidos a pruebas de agudeza olfato-gustativa con compuestos estándar. Se realizaron numerosas sesiones de entrenamiento con el objetivo de eliminar atributos sinónimos o difícilmente entendibles previamente al análisis sensorial descriptivo de los vinos objeto de estudio. Finalmente, los atributos seleccionados se representan en la Tabla II.16. Al igual que para el análisis sensorial de los vinos de las variedades anteriormente descritas, las sesiones de cata se realizaron en una sala de catas normalizada (ISO 8589-1998) sirviendo las muestras en copas normalizadas (ISO 3591-1997) bajo clave y a una temperatura en torno a 18 ºC. El análisis sensorial descriptivo de cada vino fue realizado por duplicado. 338 Resultados y discusión La evaluación de los atributos que caracterizaron cada vino fue realizada en una escala no estructurada de 10 cm de longitud, donde en su extremo izquierdo estaría presente la evaluación “poco intenso” y en el extremo derecho “muy intenso”. Tabla II.16. Tabla de descriptores olfativo-gustativos y táctiles empleados para el análisis sensorial descriptivo de los vinos tintos de la variedad Merlot. Sensación olfativa Sensación gustativa Sensación táctil Pasas/ciruelas Acidez Regaliz Verde Cuerpo Frutas rojas Intensidad dejo Fruta dulce (pera) Calidad dejo Frutos secos Astringencia Especiado Vainilla Madera Impresión global El análisis sensorial descriptivo de los vinos de la variedad Merlot fue realizado en distintos momentos a lo largo del proceso, para vinos control y microoxigenados: antes y después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. En las Figuras II.46-II.48 se presentan en forma de gráficos de barras los valores medios de las puntuaciones adjudicadas por los catadores a los diferentes atributos sensoriales en el perfil olfativo y gustativo de los vinos de la variedad Merlot. Con el objetivo de elucidar las posibles diferencias significativas producidas en las características sensoriales como consecuencia del tratamiento de microoxigenación, se ha realizado el tratamiento estadístico de “t de Student” a los datos sensoriales de los vinos control y microoxigenación en cada momento estudiado. 339 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 10 9 8 7 6 5 A 4 A A A a a B 3 b B 2 A b 1 0 Frutas rojas Pasas/ciruelas Verde/vegetal C antes Mox C fin Mox M fin Mox Especiado C fin FML Fruta dulce (pera) M fin FML Vainilla C virutas Madera M virutas Figura II.46. Perfil sensorial olfativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”. Cabe destacar el aumento del atributo olfato-gustativo a frutas rojas tras la fermentación maloláctica para ambos vinos, viéndose disminuido el atributo tras el tratamiento con virutas de roble. En todos los casos, los vinos microoxigenados se caracterizaron por poseer un mayor valor en el atributo a frutas rojas (aunque sin diferencias significativas), que puede estar relacionado con las concentraciones significativamente superiores de salicilato de metilo, octanoato de etilo, benzaldehído y óxido de linalol, entre otros (Callejón y col., 2008a). Se observaron valores significativamente inferiores del atributo olfativo pasas/ciruelas en los vinos microoxigenados, atributo también detectado en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación por otros autores (Otto, 2003). Este hecho puede verse relacionado con las menores concentraciones detectadas en el cinamato de etilo (Aznar y col., 2001), de manera contraria a la evolución observada en la concentración de la ß-damascenona y γnonalactona en estos vinos, responsables del aroma a ciruelas y fruta madura según Pons y col. (2008). 340 Resultados y discusión 10 9 b 8 7 6 a 5 3 A A A a 4 A A A A 2 B 1 0 Frutas rojas Acidez Fruta dulce (pera) Frutos secos C antes M ox C fin M ox M fin M ox C fin FM L Especiado Vainilla M fin FM L C virutas M adera M virutas Figura II.47. Perfil sensorial gustativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”. A la vista de los resultados, el tratamiento de microoxigenación no se tradujo en una disminución significativa del atributo verde en ninguno de los momentos estudiados, paralelamente a la escasa variación detectada en la concentración de los alcoholes de seis átomos de carbono. Se apreciaron, de manera exclusiva y significativa para los vinos microoxigenados, los atributos sensoriales de frutos secos y fruta dulce (pera). El atributo frutos secos ha sido descrito por Hernández-Orte y col. (2009) en los vinos microoxigenados de las variedades Tempranillo y Cabernet Sauvignon, y presentó menores valoraciones en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación, a diferencia de la apreciación en los vinos Merlot objeto de estudio, hecho que ya fue observado por Bartowsky y col. (1995) y Henick-Kling (1995). El atributo a fruta dulce se debe a diversos ésteres (Komthong y col., 2006), tales como el acetato de hexilo, con olor a pera (Takeoka y col., 1996), diversas lactonas (López y col., 2003; Callejón y col., 2008a), ß-damascenona (Ferreira y col., 2001; Aznar y col., 2001) la cual posee una concentración superior en los vinos microoxigenados. 341 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Cabe destacar las notas a regaliz presentes en los vinos microoxigenados y tratamiento con virutas. Los compuestos responsables de dicho atributo no están bien definidos, ya que mientras que Ferreira y col. (1995) no define su procedencia, Callejón y col. (2008a) han identificado como responsables al ácido benzoico, acetovainillona, metoxieugenol y ácido fenilacético, los cuáles efectivamente se encuentran en mayores concentraciones en vinos microoxigenados. El atributo especiado, identificado olfativamente, posee una valoración significativamente superior en los vinos procedentes del tratamiento de microoxigenación (Llaudy y col., 2006) y tras la fermentación maloláctica (igualmente observado por Llaudy y col., 2006; Hernández-Orte y col., 2009). Tras el tratamiento con virutas, el especiado atribuido a los vinos microoxigenados tomó valores por debajo de los correspondientes al vino control, lo cual puede explicarse por las concentraciones inferiores de eugenol presentes en los vinos microoxigenados (Ferreira y col., 2002), aunque dicha diferencia no fue significativa. La concentración del isómero cis-whiskey lactona, detectado en mayor concentración que su isómero trans (Pollnitz y col., 2000), se situó por encima de su umbral de detección (74 μg/L) para ambos tipos de vinos (Chatonnet y col., 1992), por lo que contribuye de manera individual a las notas de madera y vainillina presentes en los vinos. La concentración del isómero t-whiskey lactona fue detectado por debajo de su umbral (32 μg/L). Sin embargo, Mosedale y col. (1999), expuso que algunos componentes podrían influenciar en concentraciones inferiores a su umbral de detección mediante efectos sinérgicos. Algo similar a lo observado para el atributo especiado sucedió con los atributos típicos de la presencia de virutas en el vino, tales como los atributos de vainillina y madera, disminuyendo su percepción olfativa en los vinos microoxigenados, tal y como fue detectado en la variedad Tempranillo por Hernández-Orte y col. (2009) y a diferencia de otros autores (Rodríguez-Bencomo y col., 2008). Así, dicha diferencia podría ser debida a la concentración estadísticamente inferior del fenilacetaldehído y vainillato de metilo, entre otros, así como de γ-nonalactona (Ferreira y col., 2001). Además, podría relacionarse con la menor concentración presente de algunos compuestos derivados de la vainillina, tales como acetovainillona, propiovainillona y metil vainillil éter y con la 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona. 342 Resultados y discusión Los atributos de acidez y cuerpo fueron evaluados por los catadores considerando el cinco como valor de acidez y cuerpo óptimos para un vino tinto joven (Figura II.48). No se observaron diferencias significativas entre la acidez de los vinos estudiados según el test de “t de Student”. Se observó una disminución mayor de la astringencia en los vinos microoxigenados, tal y como fue demostrado por Cabanillas y col. (2001), y Llaudy y col. (2006), a juzgar por la menor formación de taninos condensados y flavan-3-oles monómeros en dichos vinos (Vivas, 1997b; Pour-Nikfardjam y col., 2002). 10 9 b 8 a 7 6 5 4 3 2 1 0 Cuerpo C antes Mox Astringencia C fin Mox Intensidad dejo M fin Mox C fin FML Calidad dejo M fin FML C virutas Calidad global M virutas Figura II.48. Perfil de la sensación táctil y calidad global de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”. A la vista de los resultados, podría decirse que la adición de oxígeno al vino no afectó de manera significativa a la sensación táctil de los vinos objeto de estudio. Aún así, cabe destacar que estos atributos obtuvieron mejor valoración en los vinos microoxigenados. A este hecho podría contribuir en gran medida la percepción de nuevas notas olfato-gustativas de fruta dulce y frutos secos, y especiado entre otros. Sin embargo, puede observase como el tratamiento con virutas aplicado a los vinos microoxigenados no afectó de manera positiva en la calidad global, a lo que podría influir la menor contribución de las notas de madera y vainilla, así como a la atenuación de los atributos especiado, fruta dulce y frutos secos derivados del uso de virutas. 343 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Haciendo referencia a la calidad global de los vinos estudiados, puede afirmarse que el tratamiento con virutas de roble americano influyó de manera positiva a los vinos control, aumentando el cuerpo, especiado, y los atributos característicos de la madera. Sin embargo, los vinos microoxigenados sin tratamiento con virutas fueron similarmente evaluados en los atributos anteriores, e incluso en frutos secos y fruta dulce. II.3.5. VINOS PETIT VERDOT DE LA VENDIMIA 2007 Tras la experiencia de microoxigenación aplicada a los vinos de la variedad Merlot, se realizó la misma experiencia con la variedad Petit Verdot, llevándola a cabo con anterioridad a la fermentación maloláctica. Así, se realizaron analíticas antes y después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Debido a que una de las posibles razones para aplicar un tratamiento de microoxigenación es disminuir la sensación de astringencia y las notas herbáceas de los vinos, en este caso se ha realizado la experiencia con un vino con estas características, de la variedad Petit Verdot. Así, se ha estudiado la fracción polifenólica, aromática y sensorial de dichos vinos. II.3.5.1. Efecto de la microoxigenación en los análisis convencionales La Tabla II.17 muestra los análisis convencionales realizados a los vinos control y microoxigenados de la variedad Petit Verdot con posterioridad a la fermentación maloláctica. Puede observarse como el tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa a los análisis convencionales. En ambos casos, no se ha producido infección por bacterias lácticas, dado que el valor de acidez volátil se encuentra por debajo del límite establecido (1 g/L), al igual que en los casos anteriores. Tabla II.17. Análisis convencionales de los vinos de la variedad Petit Verdot tras realizar la fermentación maloláctica. pH acidez volátil (g/L) SO2 libre (mg/L) SO2 total (mg/L) grado alcohólico (v/v) 344 C M 3,99 0,47 32 38 12,8 3,90 0,42 30 35 12,6 Resultados y discusión II.3.5.2. Efecto de la microoxigenación sobre la fracción fenólica y cromática 1. Ácidos hidroxicinámicos Al igual que para el resto de variedades estudiadas, el ácido t-caftárico fue el principal derivado de ácidos hidroxicinámicos presente en los vinos de la variedad Petit Verdot, constituyendo el 50% del total de ácidos hidroxicinámicos, seguido de los ésteres tartáricos del ácido p-cumárico (Tabla A.II.30). Tras la fermentación maloláctica fue observada una disminución en la concentración de los derivados de ácidos t- y c-fertáricos, sobre todo en los vinos control. Sin embargo, a diferencia del resto de variedades se observó un ligero aumento en el resto de ésteres tartáricos, y más aún en las formas libres de los ácidos hidroxicinámicos, siendo de especial interés el ácido p-cumárico (Zafrilla y col., 2003). La adición de virutas al vino se tradujo en un aumento de los isómeros trans de los tres derivados de ácidos hidroxicinámicos identificados (ácidos caftárico, cutárico y fertárico) y del ácido ferúlico. Sin embargo, la evolución sufrida por los vinos control y microoxigenados tras el tratamiento con virutas mostró algunas diferencias. En este sentido, cabe destacar la mayor disminución del ácido c-cutárico, ácido cafeico y ácido p-cumárico en los vinos microoxigenados en relación a los respectivos vinos control. El efecto de la adición de oxígeno a los vinos de la variedad Petit Verdot sobre la fracción de derivados de ácidos hidroxicinámicos no fue estadísticamente significativa, según mostraron los resultados del tratamiento estadístico aplicado por parejas de vinos (control y microoxigenado) en cada momento estudiado según el test de “t de Student” (Tabla A.II.30). 2. Flavan-3-oles A lo largo de la fermentación maloláctica y tras el posterior tratamiento con virutas se produjo un descenso en la concentración de los flavan-3-oles monómeros, en porcentajes similares para ambos vinos. La adición de virutas contribuyó a dicha disminución, a la par que el % polimerización fue aumentando (Tabla A.II.33). 345 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos El tratamiento de microoxigenación se tradujo en la concentración significativamente inferior de los flavan-3-oles monómeros (+)-catequina y (-)-epicatequina (Castellari y col., 2000), al igual que lo observado en los vinos de la variedad Merlot, lo cual se tradujo en un mayor porcentaje de polimerización para dichos vinos microoxigenados (Pérez-Magariño y col., 2007). 3. Flavonoles En los vinos de la variedad Petit Verdot se han identificado un gran número de flavonoles (Tabla A.II.31), con una concentración total superior a la observada en los vinos de la variedad Merlot e inferior a los vinos Cencibel. Los flavonoles más abundantes en los vinos de la variedad Petit Verdot fueron el glucurónido de quercetina (Castillo-Muñoz y col., 2007) y el glucósido de siringetina, constituyendo el 45% de la suma total de flavonoles. La quercetina fue la aglicona presente en mayor concentración en los vinos de la variedad Petit Verdot. Los vinos control y los sometidos al tratamiento de microoxigenación de la variedad Petit Verdot evolucionaron de manera diferente en cuanto al contenido de flavonoles glicósidos se refiere. La concentración de glucurónido de quercetina aumentó ligeramente en los vinos control, aunque las concentraciones en ambos vinos (control y microoxigenados) tras la fermentación maloláctica no fueron significativamente distintas según el test de “t de Student” (Tabla A.II.31). Respecto a los flavonoles agliconas, se observó un aumento tras la fermentación maloláctica para ambos vinos, con la excepción de la disminución sufrida en isoramnetina (20%) y siringetina (25%) en los vinos microoxigenados. Tras el tratamiento con virutas, fue observada una disminución en la concentración de todos los flavonoles glicósidos y agliconas, con la excepción de la siringetina presente en los vinos microoxigenados, que aumentó su concentración en los vinos Petit Verdot, en detrimento de la disminución de su correspondiente glucósido. De manera individual para cada flavonol, y tras la aplicación del test estadístico de “t de Student” a los vinos control y microoxigenados en cada momento (Tabla A.II.31), se observaron como las mayores diferencias significativas fueron detectadas tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas. Al contrario que las escasas o nulas diferencias 346 Resultados y discusión significativas detectadas en los vinos de las variedades Cencibel y Merlot en la fracción de flavonoles, los vinos microoxigenados Petit Verdot presentaron concentraciones significativamente inferiores de glucósido de miricetina, glucósido de isoramnetina, glucósido de siringetina y su aglicona, tras la fermentación maloláctica. Tras el tratamiento con virutas, las diferencias se mantuvieron en todos ellos, a las cuáles se unió el flavonol quercetina. Castellari y col. (2000) observaron la disminución producida en quercetina como consecuencia de la adición de oxígeno, hecho que revela la elevada reactividad con el oxígeno de este polifenol con un grupo o-difenol, en comparación con otros compuestos. 4. Antocianos En la Tabla A.II.32 se muestran las concentraciones de los antocianos nativos de la uva identificados en los vinos de la variedad Petit Verdot. Se identificaron los derivados no acilados, acetilados y p-cumarilados de la delfinidina, cianidina, petunidina, peonidina y malvidina, junto con el derivado cafeoilado de esta última, al igual que en los vinos de la variedad Merlot. Cabe destacar la mayor similitud de los vinos Petit Verdot, en cuanto a la concentración antociánica se refiere, con los vinos de la variedad Cencibel, teniendo un menor valor los vinos procedentes de uvas Merlot. El efecto producido en la fracción de antocianos monómeros presentes en los vinos Petit Verdot tras la fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas de roble americano sin tostar fue muy similar al observado en los vinos Merlot. Así, tras dicha fermentación, se observó una disminución de los antocianos monómeros identificados para ambos vinos, sobre todo en los derivados de la malvidina, con disminuciones más acentuadas en el caso de los vinos microoxigenados, disminuyendo por tanto la tonalidad roja de los mismos (menor valor de a*). En el mismo sentido evolucionó el % de copigmentación (Tabla A.II.33) al igual que lo observado en los vinos Cencibel y Merlot descritos con anterioridad. Los derivados p-cumarilados de los antocianos apenas sufrieron modificación para ambos vinos. Las virutas produjeron una disminución en los antocianos, sobre todo de los no acilados, debido entre otros a fenómenos de adsorción (Amati y col., 2001). Al igual que sucedió en los vinos de la variedad Merlot, las mayores diferencias significativas detectadas en la fracción antociánica de los vinos control y microoxigenados tuvieron lugar tras la fermentación maloláctica, con concentraciones significativamente inferiores en los vinos microoxigenados, sobre todo en los derivados no acilados (en torno al 347 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 20%). Este hecho se puso de manifiesto de igual forma en la medida global de antocianos (Tabla A.II.33). Al contrario que el resto de variedades, dichas diferencias estadísticas se mantuvieron tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar, con un porcentaje de diferenciación entre ambos vinos del mismo orden que el observado tras la fermentación maloláctica (Cano-López y col., 2006). La disminución del contenido total de antocianos monómeros se tradujo en una disminución del % de copigmentación y de la contribución de la tonalidad roja al color de los vinos tintos (Hermosín-Gutiérrez y col., 2005) (Tabla A.II.33). 5. Compuestos antociano-etil-flavanol y piranoantocianos En los vinos de la variedad Petit Verdot han sido detectados numerosos compuestos fruto de la reacción entre antocianos y flavan-3-ol mediados por acetaldehído, sobre todo derivados de la malvidina, antociano mayoritario en la especie Vitis vinifera (Flanzy, 2000) (Tabla A.II.34). La determinación cualitativa fue similar a la vista en los vinos de la variedad Merlot, detectándose además cuatro isómeros de los derivados malvidina-3-acetil-glucósidoetil-flavan-3-ol. La identificación de dichos compuestos, cuyo ión molecular correspondió a m/z = 851 (Figura II.49 y II.50), se llevó a cabo mediante LC/MS. En cantidad creciente de concentración, el derivado 3 se presentó en cantidades traza, seguido del derivado 1, 4 y 2. Intens. mAU MICROOX000110.D: UV Chromatogram, 516-524 nm 600 DAD 520nm 400 200 0 x106 4 MICROOX000110.D: EIC 851 +All +MS 3 EIC m/z = 851 2 1 0 18 20 22 24 26 28 30 32 34 x106 1.0 36 Time [min] +MS2(851.7), 26.3min #978 +MS2 561.1 0.8 0.6 357.1 0.4 0.2 0.0 200 400 600 800 1000 m/z Figura II.49. Cromatograma a 520 nm, cromatograma de ión extraído (EIC) para la relación m/z = 851, y espectro de masas (MS2) correspondiente a los derivados malvidina-3-acetil-glucósido-etilflavan-3-ol. 348 Resultados y discusión OH O-Glc -acet R2 OH HO - flavan-3-ol OGlc - acet O + CH = CH2 OH R2 HO R1 O + m/z = 561 OH R1 HC-CH3 OH - glucosa-acetil OH HO O - glucosa-acetil OH OH - flavan-3-ol OH R2 OH HO O + CH = CH2 OH m/z = 851 R1 m/z = 357 Figura II.50. Fragmentación compatible con el análisis MS y MS2 (modo positivo de ionización) del ión molecular correspondiente a los compuestos resultantes de las uniones entre malvidina-3glucósido-acetilada y flavan-3-ol mediadas por acetaldehído. R1 = R2 = OCH3. La concentración de los compuestos antociano-etil-flavan-3-ol y antociano-etilprocianidina B prácticamente no varió durante la fermentación maloláctica y tras el posterior tratamiento con virutas, tanto para los vinos control como para los vinos microoxigenados. Únicamente, los cuatro isómeros de malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol sufrieron una ligera disminución. A diferencia de los resultados obtenidos para los vinos de la variedad Merlot, la adición de oxígeno a los vinos de la variedad Petit Verdot se tradujo en un aumento significativo de la concentración de los pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol, sobre todo de los derivados malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol y malvidina-3-glucósido-etil- procianidina B, tal y como fue observado por Cano-López y col. (2006) para los vinos Monastrell. Dichos compuestos presentan tonalidades rojo-violáceas y son menos sensibles al blanqueamiento por SO2 y a las variaciones del pH que los antocianos monómeros. Tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar, sólo fueron observadas diferencias puntuales entre las concentraciones de dichos compuestos en los vinos control y microoxigenados. 349 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Respecto a los piranoantocianos tipo vitisina identificados en los vinos de la variedad Petit Verdot, se produjo una disminución de las vitisinas tipo B como consecuencia de la fermentación maloláctica, siendo superior en el caso de los vinos microoxigenados (entre un 10-20%) (Tabla A.II.35). Cabe destacar las diferencias en cuanto a los cambios producidos por la fermentación maloláctica observadas en las vitisinas tipo A, ya que se produjo una disminución en torno al 20% en los vinos microoxigenados, mientras que se vio ligeramente aumentada su concentración en los vinos control. A pesar de dicha disminución, tras la fermentación maloláctica la concentración de vitisinas tipo A presentes en los vinos microoxigenados fue significativamente superior, favoreciendo así las tonalidades anaranjadas en dichos vinos. Este hecho se puso de manifiesto en los valores significativamente superiores de la componente cromática b* (Tabla A.II.33). Según Alcalde-Eón y col. (2006), el oxígeno no promueve la producción de la vitisina tipo A, pero puede convertirse en una especie reactiva para el oxígeno con la presencia de ciertos compuestos como los elagitaninos presentes en la madera (Vivas y col., 1996). Respecto a los hidroxifenil-piranoantocianos, se observó una disminución en la concentración de malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol en ambos vinos como consecuencia de la fermentación maloláctica, de manera contraria a la pinotina A y malvidina-3-pcumaroilglucósido-4-vinilfenol. Sin embargo, la concentración de malvidina-3-acetil-glucósido-4vinilfenol en ambos vinos siguió una evolución contraria, disminuyendo un 15% en los vinos microoxigenados. Tras el tratamiento con virutas, las vitisinas tipo A sufrieron un aumento del mismo orden en ambos vinos, de manera contraria a las vitisinas tipo B, con un porcentaje de disminución en torno al 20% en la vitisina tipo B de la malvidina-3-glucósido. De manera individual para cada compuesto, se realizó el tratamiento estadístico de “t de Student” a los vinos control y microoxigenados, con el fin de encontrar diferencias significativas entre ambos vinos en cada momento estudiado (Tabla A.II.35). Al contrario que el resto de variedades estudiadas, se observaron ya diferencias significativas en cuanto a la concentración de piranoantocianos justo tras el tratamiento de microoxigenación entre ambos vinos, con concentraciones significativamente superiores en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación (Pérez-Magariño y col., 2007). Dichas diferencias se mantuvieron tras la fermentación maloláctica, aunque con algunas variaciones. Así, tras dicha fermentación, la 350 Resultados y discusión concentración de las vitisinas tipo B se situó por debajo de la presente en los vinos control (aunque sólo de manera significativa para vitisina B derivada de malvidina-acetil-glucósido), así como los derivados no acilados y acetilados de la malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol. Tras el tratamiento con virutas, dichas diferencias entre ambos vinos se siguieron observando, aunque de manera significativa tan sólo para las vitisinas. Según fue descrito por PérezMagariño y col. (2007), el efecto de la adición de oxígeno a los vinos sobre la fracción de piranoantocianos está muy influenciado por la variedad y el año de vendimia. A la vista de los resultados, tal y como sucedía en los vinos del resto de variedades estudiadas, la fracción que se vio afectada en mayor medida por el tratamiento de microoxigenación fue la de antocianos y derivados. Así, se realizó un Análisis de Componentes Principales sobre la matriz de los datos de concentraciones de dichos compuestos presentes en los vinos control y microoxigenados en todos los momentos estudiados (Figuras II.51 y II.52 y Tabla II.18). Tabla II.18. Resultados del Análisis de Componentes Principales aplicado a los datos de contenido en antocianos, piranoantocianos y compuestos resultado de la reacción antociano-tanino mediada por acetaldehído, identificados en los vinos control y microoxigenados de la variedad Petit Verdot de la vendimia 2007, analizados en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. % Varianza explicada % Varianza acumulada CP-1 43.8 43.8 Df-3-glc Pt-3-glc Mv-3-glc Pn-3-glc Cn-3-glc Df-3-acet-glc Pt-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Mv-3-acet-glc Mv-3-glc-caf t-Pt-3-pcum-glc t-Pn-3-pcum-glc t-Mv-3-pcum-glc Mv-3-acet-glc-et-fl 2 0,921 0,906 0,892 0,868 0,818 0,923 0,916 0,894 0,890 0,941 0,920 0,912 0,894 -0,826 CP-2 22.6 66.4 Mv-3-glc-et-procn B 2 Mv-3-acet-glc-et-fl 1 Mv-3-glc-et-fl 4 Mv-3-glc-et-fl 2 0,930 0,906 0,898 0,844 CP-3 12.3 78.7 Vit A Mv-3-acet-glc Vit A Mv-3-glc 0,914 0,841 Variables Loadings 351 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos A la vista de los resultados, en la Figura II.51 se observó como a lo largo del tiempo (según el Componente Principal 1) se produjo una disminución de la concentración de los antocianos monómeros nativos de la uva, tanto en los derivados no acilados, acetilados como p-cumarilados de malvidina, petunidina y peonidina. De igual forma, se observó la menor concentración en dichos compuestos presentes en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas. 2,0 C antes Mox C fin Mox M fin Mox C fin FML M fin FML C virutas M virutas CP2 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP1 Figura II.51. Representación de las muestras de vinos en el espacio definido por las componentes principales CP1 y CP2 obtenidas en el análisis de los datos de contenido en antocianos, piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Petit Verdot en varios momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Según la Componente Principal 2, los vinos microoxigenados poseían una concentración ligeramente superior de los derivados antociano-etil-flavan-3-ol y antocianoetil-procianidina tipo B, según ya había sido descrito anteriormente, sobre todo tras el tratamiento de microoxigenación y tras la fermentación maloláctica. Sin embargo, los compuestos que realmente diferencian los vinos de la variedad Petit Verdot sometidos al tratamiento de microoxigenación, en todos los momentos estudiados, fueron las vitisinas tipo 352 Resultados y discusión A (Componente Principal 3), con concentraciones significativamente superiores en los mismos (Figura II.52). De manera similar a lo observado en los vinos tintos de la variedad Merlot, el tratamiento de microoxigenación podría suponer una alternativa al uso de virutas, ya que en el caso de los vinos Petit Verdot, los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica poseían concentraciones superiores de pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y vitisinas tipo A, incrementando la estabilidad del color de dichos vinos. 2,0 C antes Mox C fin Mox M fin Mox C fin FML M fin FML C virutas M virutas CP3 1,0 0,0 -1,0 -2,0 -2,0 -1,0 0,0 1,0 2,0 CP1 Figura II.52. Representación de las muestras de vinos en el espacio definido por las componentes principales CP1 y CP3 obtenidas en el análisis de los datos de contenido en antocianos, piranoantocianos y compuestos antociano-etil-flavan-3-ol identificados de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Petit Verdot en varios momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. II.3.5.3. Efecto de la microoxigenación en la fracción volátil En la Tabla A.II.36 se muestran las concentraciones de los compuestos volátiles identificados en los vinos control y microoxigenados Petit Verdot en distintos momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación, con posterioridad a la fermentación 353 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos maloláctica, y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Por otro lado, las Figuras II.53 y II.54 ponen de manifiesto el sumatorio de las concentraciones de las diferentes familias de compuestos volátiles presentes en dichos vinos, aplicando el análisis estadístico de la t de Student a los vinos control y microoxigenados en cada momento estudiado. A la vista de los resultados, se observó un incremento tras la fermentación maloláctica en las familias de ésteres y en menor medida de alcoholes de seis átomos de carbono y de terpenos, tanto para los vinos elaborados de manera convencional como para los sometidos al tratamiento de microoxigenación. Dicho incremento puede deberse a la actividad ßglucosidasa de las bacterias lácticas, que juegan un papel muy importante en la composición volátil de los vinos (Izquierdo-Cañas y col., 2008). No se observaron diferencias significativas en cuanto a la concentración de dichas familias como consecuencia del tratamiento de microoxigenación. 14000 12000 b b a a Conc. (ug/L) 10000 8000 6000 4000 2000 0 ésteres antes Mox C fin Mox ácidos M fin Mox C fin FML bencénicos M fin FML C virutas M virutas Figura II.53. Concentración (μg/L) de las familias de ésteres, ácidos y compuestos bencénicos presentes en los vinos de la variedad Petit Verdot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras minúsculas por tratamiento por parejas para vinos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación. FML.- fermentación maloláctica. Al igual que lo observado con los vinos de la variedad Merlot, el aumento observado en la familia de los ésteres se debió principalmente a los ésteres derivados del ácido succínico (Tabla A.II.36), sobre todo succinato y monosuccinato de dietilo (Pozo-Bayón y col., 2005), ésteres de cadena larga (glutarato de etilo y cinamato de etilo) y algunos hidroxiácidos (malato 354 Resultados y discusión de dietilo, 2-hidroxi-3-metil-butanoato de etilo, lactato de etilo, 2-hidroxi propanoato de pentilo) (Ugliano y col., 2005). Se observó una disminución del octanoato y decanoato de etilo durante la fermentación maloláctica (Izquierdo-Cañas y col., 2008). El aumento tras la fermentación maloláctica en la familia de alcoholes C6 se debió principalmente al 1-hexanol y al (E)-2-hexen-1-ol (Izquierdo-Cañas y col., 2008), así como al nerolidol, t-geraniol y su correspondiente ácido en la familia de terpenos. De manera paralela, fue observada una disminución del α-terpineol como consecuencia de dicha fermentación, lo cuál pone en evidencia las interconversiones producidas entre los distintos terpenos en el vino (Voirin, 1990). Tras el tratamiento de los vinos con virutas se produjo una disminución notable en la concentración de ésteres (Jiménez-Moreno y col., 2005), sobre todo en vinos microoxigenados, así como un aumento considerable en las familias de lactonas, C13norisoprenoides y compuestos bencénicos debido al contacto con la madera (Guchu y col., 2006b). 900 800 Conc. (ug/L) 700 600 500 400 a 300 b 200 100 0 alcoholes antes Mox alcoholes C6 C fin Mox M fin Mox terpenos C fin FML lactonas M fin FML C virutas C13-norisoprenoides M virutas Figura II.54. Concentración (μg/L) de las familias de alcoholes, alcoholes C6, terpenos, lactonas y C13norisoprenoides presentes en los vinos de la variedad Petit Verdot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamiento por parejas para vinos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05. Mox.- microoxigenación. FML.- fermentación maloláctica. La disminución de los ésteres como consecuencia del tratamiento con virutas, se debió principalmente a los acetatos (acetato de isoamilo y acetato de 2-feniletilo) y a los ésteres derivados de seis, ocho y diez átomos de carbono (hexanoato de etilo, octanoato de etilo, 3355 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos hidroxi octanoato de etilo, decanoato de etilo) (Jiménez-Moreno y col., 2005). El aumento producido en las lactonas como consecuencia del contacto con las virutas se debió a las lactonas de roble cedidas al vino (t- y c-whiskey lactonas) (Frangipane y col., 2007), siendo cuantitativamente superior el isómero cis. Todos los compuestos identificados derivados de C13-norisoprenoides se vieron incrementados como consecuencia del tratamiento con virutas (Ferreras y col., 2002). Se produjo un incremento en la concentración de prácticamente todos los compuestos bencénicos, tanto para los vinos control como para los microoxigenados. Sin embargo, las diferencias observadas en la concentración global de compuestos bencénicos para ambos vinos radicó en la concentración significativamente inferior del 2-feniletanol sufrida en los vinos microoxigenados con virutas. Con el objetivo de elucidar el efecto que sobre los compuestos volátiles individuales provocó el tratamiento de microoxigenación, se ha llevado a cabo el test de “t de Student”, aplicándolo a los vinos control y microoxigenados en cada momento estudiado (tras el tratamiento de microoxigenación, tras la fermentación maloláctica y tras el posterior tratamiento con virutas). Las concentraciones de los compuestos volátiles, con sus desviaciones estándar (n=2), con diferencias significativas en alguno de los momentos estudiados, están representadas en la Tabla II.19. A la vista de los resultados, cabe destacar que las mayores diferencias significativas detectadas en los ésteres y alcoholes presentes en los vinos control y microoxigenados tuvieron lugar tras el tratamiento con virutas. Los ésteres con diferencias significativas entre los vinos control y microoxigenados tras el tratamiento con virutas corresponden a algunos derivados del ácido succínico, entre los que se encuentra el succinato de dietilo como mayoritario (Hernández-Orte y col., 2009), acetatos (acetato de hexilo y acetato de 2-feniletilo), y algunos hidroxiésteres (4-hidroxibutanoato de etilo y 2-hidroxi propanoato de pentilo). En todos ellos, salvo para este último, las concentraciones presentes en los vinos control fueron significativamente superiores a los procedentes de microoxigenación (con un nivel de significación del 95%). Otros derivados del succinato presentes en menor concentración en ambos vinos, presentaron diferencias significativas tras el tratamiento de microoxigenación, desapareciendo tras terminada la fermentación maloláctica. 356 Tabla II.19. Valores medios de concentración y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Petit Verdot de la vendimia 2007, caracterizadas por la presencia de microoxigenación (M) respecto a un vino control (C), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación (Mox), final de la fermentación maloláctica (FML), y adición de virutas. Fin Mox Fin FML C Ésteres acetato de etilo* acetato de hexilo lactato de etilo octanoato de etilo derivado succinato I 2-hidroxi propanoato de pentilo decanoato de etilo succinato de dietilo derivado succinato II 4-hidroxi butanoato de metilo succinato de etil propil acetato de 2-feniletilo derivado succinato III Total ésteres Alcoholes 3-etoxi-1-propanol 2-butoxi-etanol 1-octanol 3-metiltio-1-propanol 2-etil-1-hexanol Ácidos ácido acético ácido butanoico ácido (E)-3-hexenoico ácido octanoico Terpenos linalol hotrienol 57,36 19,62 8,98 467,54 20,19 19,08 M ± ± ± ± ± 1,59 0,15 0,37 11,74 0,31 b ± 0,33 100,48 1132,37 3,27 12,34 10,44 164,30 4,29 ± ± ± ± ± ± ± 11409,92 ± 414,99 9,14 2,32 0,12 0,98 0,15 2,62 0,20 4,90 5,81 11,95 7,40 3,06 ± ± ± ± ± 0,02 0,37 0,23 0,21 0,25 1,33 4,68 27,66 653,20 ± ± ± ± 0,01 0,56 0,80 13,41 7,99 2,75 b ± 0,72 ± 0,09 45,79 18,25 9,31 396,77 18,77 18,80 b ± ± ± ± ± C 3,01 3,91 0,32 135,26 0,54 a ± ± ± ± ± ± ± b 9976,41 ± 415,31 B A 12,58 120,87 0,64 0,23 0,63 26,72 0,50 4,54 5,11 11,53 6,13 3,72 ± ± ± ± ± 0,49 0,25 1,49 0,95 0,04 1,14 6,44 24,67 586,42 ± ± ± ± 0,03 1,47 3,87 96,51 6,62 3,14 ± ± ± ± ± 1,00 0,37 0,06 10,38 2,40 40,92 ± 0,00 b 49,61 1585,85 5,38 8,92 12,89 154,76 5,81 ± ± ± ± ± ± ± a 13460,13 a ± 1,84 63,23 876,30 2,71 11,36 6,60 133,63 6,57 b 63,60 14,68 23,37 378,08 17,98 a ± 0,07 ± 0,05 a a A B Virutas M C 54,67 14,13 27,34 349,87 20,08 ± ± ± ± ± 6,03 0,23 0,13 8,68 0,61 46,88 ± 1,77 3,19 87,20 0,97 0,74 0,89 11,48 0,98 45,07 1358,47 3,68 9,49 11,10 161,27 5,76 ± ± ± ± ± ± ± ± 841,24 12781,04 4,30 5,36 14,32 10,08 3,53 ± ± ± ± ± 0,20 0,29 0,13 1,51 0,04 1,08 3,78 27,20 664,81 ± ± ± ± 0,16 0,50 1,75 43,74 9,74 3,23 ± ± 0,77 0,10 A b A a M 47,97 12,54 33,16 307,16 22,47 ± ± ± ± ± 5,70 0,54 2,75 5,73 2,11 55,37 ± 1,66 A 0,67 91,06 0,52 0,17 0,96 14,35 0,84 35,53 1785,14 6,25 11,05 14,23 126,77 6,30 ± ± ± ± ± ± ± ± 1117,21 13052,67 4,08 5,34 14,31 6,15 4,58 ± ± ± ± ± 0,04 0,23 0,86 0,53 0,09 1,22 5,37 28,02 685,35 ± ± ± ± 0,14 0,27 1,73 57,94 11,37 3,36 ± ± 1,78 0,72 B a B b 57,70 10,20 27,39 313,43 23,30 ± ± ± ± ± 3,97 0,03 0,42 12,88 0,46 62,09 ± 1,60 2,73 24,86 0,29 0,26 0,72 3,94 1,12 34,59 B 1466,59 B 3,13 B 9,36 14,88 B 83,78 9,39 ± ± ± ± ± ± ± 1,92 32,62 0,07 0,13 0,24 0,99 0,01 ± 589,77 11356,93 ± 214,16 5,15 5,89 14,21 7,47 4,53 ± ± ± ± ± 0,31 0,13 0,12 0,17 0,32 b B B B B 4,16 5,37 13,56 4,14 2,92 ± ± ± ± ± 0,31 0,08 0,05 0,24 0,35 a A A A A 1,23 7,40 30,35 672,39 ± ± ± ± 0,12 0,94 0,44 5,60 A b 1,35 7,19 32,66 637,43 ± ± ± ± 0,05 0,15 0,30 8,96 B a 13,76 2,93 ± ± 1,29 0,38 10,22 3,52 ± ± 0,94 0,04 b b nd.- no detectado. tr.- trazas. * Concentración en mg/L. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”. a B A A A A a Tabla II.19 continuación. Valores medios de concentracion y desviación estándar (n=2) de dos muestras diferentes de un vino Petit Verdot de la vendimia 2007, caracterizadas por la presencia de microoxigenación (M) respecto a un vino control (C), para tres puntos diferentes: al final de la microoxigenación (Mox), final de la fermentación maloláctica (FML), y adición de virutas. Fin Mox Fin FML C Compuestos bencénicos benzaldehído 2-metil-dihidro,3(2H)tiofenona 2-feniletanol 4-vinilguaiacol ácido benzoico ácido fenilacético vainillado de metilo 3,4,5-trimetoxi fenol 3,4-dimetoxi fenol butiro vainillona Total bencénicos Lactonas γ-butirolactona 5-etoxi-dihidro 2(3H)furanona lactona II Total lactonas C13-norisoprenoides 3-hidroxi-β-damascona 3-oxo-α-ionol Otros 1-metil ciclohexeno (E)-3-metil-2-penteno metil heptadienona 2,6-heptadieno N-3-metilbutil acetamida 14,76 M ± 0,86 B 14,16 ± 1,25 4,16 ± 0,51 6,73 ± 0,26 7362,28 ± 90,65 187,52 59,64 88,22 54,01 125,76 71,11 48,38 ± ± ± ± ± ± ± 5,21 2,22 5,86 1,57 11,37 6,31 3,54 B 147,57 A 106,92 B 30,76 b 34,09 128,51 B 32,01 b 30,81 9283,53 ± 101,77 8322,38 6643,76 A ± 1064,15 ± ± ± ± ± ± ± Virutas C 6,49 2,192 2,90 3,99 28,04 2,16 0,02 A B A a A a ± 1180,46 M 16,01 ± 0,67 b B C 13,85 ± 0,80 a A M 43,27 ± 3,55 b 42,28 ± 0,14 4,92 ± 0,08 3,51 ± 0,13 3,56 ± 0,23 B 2,37 ± 0,33 A 7262,14 ± 696,59 7178,60 ± 533,67 7421,06 ± 230,84 B 6153,01 ± 122,15 A 200,37 76,58 32,41 51,51 126,20 52,63 35,75 ± ± ± ± ± ± ± 2,15 0,34 6,93 7,45 18,34 4,13 2,52 232,21 90,25 38,69 43,40 25,25 43,90 57,85 ± ± ± ± ± ± ± 33,94 16,76 5,72 7,00 7,11 4,97 11,71 248,90 122,21 47,09 43,04 28,22 79,66 69,94 ± ± ± ± ± ± ± 32,74 25,670 5,09 8,04 0,39 11,46 4,07 271,04 144,40 47,60 43,49 37,30 83,07 72,17 ± ± ± ± ± ± ± 41,00 13,32 2,62 3,33 6,32 11,25 4,22 9304,81 ± 717,25 9367,80 ± 837,64 10313,75 ± 32,32 b 9250,50 ± 266,67 a 0,34 ± 0,06 0,28 ± 0,02 B 0,14 ± 0,02 A 8,36 ± 1,31 A B B A 0,27 ± 0,01 B 0,22 ± 0,01 A 0,47 ± 0,06 6,14 ± 0,52 a 8,28 ± 0,20 b 16,76 ± 0,70 B 10,52 ± 0,99 A 5,44 ± 1,02 88,07 208,22 ± 4,52 ± 5,82 85,49 194,86 ± 12,85 ± 4,43 115,61 249,66 ± ± 5,71 10,18 A a 176,71 311,52 ± ± 10,87 20,30 B b 196,51 754,52 ± ± 10,16 25,13 212,05 856,38 ± ± 0,73 48,27 100,33 238,26 ± 7,86 ± 5,44 B 45,28 a 375,54 ± 9,88 ± 27,72 A b 66,59 252,22 ± ± 4,14 15,19 a 89,17 284,90 ± ± 8,03 53,40 b 102,02 348,24 ± ± 19,36 32,91 90,36 358,05 ± ± 17,99 15,79 ± ± ± ± B ± ± ± ± A 3,42 60,81 6,80 13,03 ± ± ± ± 0,42 1,00 0,28 0,91 4,12 59,23 4,79 11,20 ± ± ± ± 0,07 1,54 0,58 0,04 5,05 67,82 3,61 6,89 ± ± ± ± 0,30 0,24 0,02 0,01 B B B 4,12 63,49 1,41 nd ± ± ± 0,02 0,27 0,10 2827,90 ± 192,80 2851,56 ± 299,38 3076,91 ± 54,48 B 2696,63 ± 69,27 8,79 26,65 7,25 17,03 2824,03 0,40 0,20 0,17 0,74 ± 49,83 3,69 25,40 7,01 16,59 2586,68 0,36 3,54 1,14 0,81 ± 279,69 a b a nd.- no detectado. tr.- trazas. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student” A A A A Resultados y discusión Cabe destacar que las diferencias en la concentración de alcoholes son significativas exclusivamente tras el tratamiento con virutas, y que sus concentraciones son superiores en los vinos sin tratamiento de oxigenación. No se encontraron diferencias significativas en cuanto a los alcoholes C6 se refiere entre los vinos control y microoxigenados en ninguno de los momentos estudiados. Cabe destacar el ácido octanoico con una concentración significativamente superior en los vinos control con virutas, con un olor desagradable y graso (Ferreira y col., 2002; López y col., 2003; Callejón y col., 2008b). La evolución contraria fue observada en el ácido (E)-3hexenoico, con una concentración significativamente superior en los vinos microoxigenados tratados con virutas. Las diferencias en cuanto a la fracción terpénica se refiere fueron mínimas entre ambos vinos, al igual que fue observado por Hernández-Orte y col. (2009), si bien el linalol se vio negativamente influenciado por el tratamiento de microoxigenación aplicado de manera conjunta con virutas. Cabe destacar la transformación del t-geraniol en su isómero nerol en los vinos microoxigenados tratados con virutas de roble americano (Voirin, 1990). De igual forma, se observó un incremento en la concentración del óxido de linalol a cambio de una disminución en la del linalol. Para todos los compuestos bencénicos con diferencias significativas encontradas en alguno de los momentos estudiados, presentaron una concentración inferior como consecuencia del tratamiento de microoxigenación, con excepción del ácido benzoico. Las mayores diferencias estadísticamente significativas encontradas en los compuestos bencénicos identificados como consecuencia del tratamiento de adición de oxígeno a los vinos tuvieron lugar tras el tratamiento de microoxigenación. Cabe destacar la concentración menor del 2feniletanol en los vinos sometidos al tratamiento de oxigenación. La concentración superior, aunque no significativa, de eugenol y 4-vinilguaiacol en los vinos microoxigenados, sobre todo tras el tratamiento con virutas, tal y como ha sido descrito por Ortega-Heras y col. (2008). En relación a los compuestos volátiles pertenecientes a la familia de C13norisoprenoides, se encontraron las mayores diferencias significativas en el 3-oxo-α-ionol tras 359 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos el tratamiento de microoxigenación. Dicho compuesto tomó concentraciones significativamente superiores en los vinos microoxigenados y está relacionado con aromas a tabaco (Flanzy, 2000), que se prolongaron tras la fermentación maloláctica y tras el tratamiento con virutas, aunque de manera no significativa. II.3.5.4. Análisis sensorial descriptivo El análisis sensorial descriptivo fue llevado a cabo por un panel de catadores entrenados en el análisis sensorial de vinos tintos y pertenecientes a la Universidad de Castilla-La Mancha. Al igual que para el análisis sensorial de los vinos de las variedades mencionadas con anterioridad, las sesiones de cata se realizaron en una sala de catas normalizada (ISO 85891998) sirviendo los distintos vinos, por duplicado, en copas normalizadas (ISO 3591-1997) etiquetados bajo clave. La evaluación de los atributos sensoriales fue llevada a cabo mediante una escala no estructurada de 10 cm de longitud, cuyo extremo izquierdo representaba la contribución de “baja intensidad”, así como el extremo derecho fue atribuido como “alta intensidad”. Tras las numerosas sesiones de entrenamiento llevadas a cabo por los catadores, se llevaron a consenso los atributos definitivos que definieron la calidad olfato-gustativa de los vinos estudiados, siendo los representados en la Tabla II.20. Tabla II.20. Tabla de descriptores olfativo-gustativos y táctiles empleados para el análisis sensorial descriptivo de los vinos tintos de la variedad Petit Verdot. Sensación olfativa Sensación gustativa Sensación táctil Pasas/ciruelas Acidez Regaliz Amargor Cuero Cuerpo Frutas rojas Intensidad dejo Verde Calidad dejo Tabaco Astringencia Frutos secos Especiado Vainilla Madera Impresión global 360 Resultados y discusión En las Figuras II.55-II.57 se muestran las representaciones en forma de gráficas de barras de la intensidad en cada atributo identificado mediante el análisis sensorial descriptivo. Con el objetivo de elucidar las posibles diferencias significativas producidas en las características sensoriales como consecuencia del tratamiento de microoxigenación, se ha realizado el tratamiento estadístico de “t de Student” a los vinos control y microoxigenación en cada momento estudiado. Cabe destacar el aumento olfato-gustativo del atributo frutas rojas en los vinos control tras la fermentación maloláctica, de manera contraria a lo observado en los vinos microoxigenados. Esta evolución es debida al octanoato de etilo, entre otros compuestos, caracterizado por su olor a fresas descrito por Callejón y col. (2008a). Tras el tratamiento con virutas fue observada una disminución en dicho atributo para ambos vinos, al igual que sucedía con los vinos de la variedad Merlot. El tratamiento de oxigenación afectó de manera significativamente positiva en las valoraciones olfato-gustativas de dicho atributo justo tras el tratamiento de microoxigenación, aunque dejaron de mostrar diferencias estadísticas tras la fermentación maloláctica. A la vista de los resultados, se observó el aumento sufrido por el atributo olfativo de pasas/ciruelas durante la fermentación maloláctica para ambos vinos, disminuyendo tras el tratamiento con virutas. Los vinos microoxigenados poseían en todos los momentos estudiados mejores valoraciones en el atributo pasas/ciruelas que los correspondientes a los vinos sin tratamiento de oxigenación, siendo significativo exclusivamente tras el tratamiento de microoxigenación. Dicho atributo está estrechamente relacionado con la concentración de ß-damascenona y γ-nonalactona presentes (Pons y col., 2008). Pese a la disminución apreciada en el atributo verde de los vinos microoxigenados, dicha atenuación no mostró diferencias significativas. Dichos resultados estuvieron así correlacionados con la inexistencia de diferencias estadísticamente significativas en la concentración de los alcoholes de seis átomos de carbono, responsables del carácter herbáceo de los vinos (López y col., 2003). La concentración significativamente inferior de la metilheptadienona presente en los vinos microoxigenados tras la fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas, descrita por Flanzy (2000) por sus notas a fruta verde, podría contribuir a la disminución del atributo verde/vegetal en dichos vinos. 361 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos El atributo olfato-gustativo especiado tras el tratamiento de microoxigenación y tras la fermentación maloláctica se vio significativamente favorecido de manera positiva por el tratamiento de microoxigenación (Llaudy y col., 2006), aunque fue valorado en menor intensidad para los vinos microoxigenados tras el tratamiento con virutas. 10 9 8 A 7 6 A A B 5 B B 4 A 3 B B B A A A 2 A A 1 C antes Mox C fin Mox M fin Mox C fin FML M fin FML er a M ad V ai ni l la o Ta ba c Es pe ci ad o eta l V er de /v eg las Pa sa s/ c iru e Fr ut as ro ja s 0 C virutas M virutas Figura II.55. Perfil sensorial olfativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Petit Verdot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05 según el test de “t de Student”. En los vinos microoxigenados fueron descritos atributos de tabaco, en el cuál pueden participar compuestos como 3-oxo-ionol y la ß-damascenona, descritos por Flanzy (2000). De manera exclusiva para los vinos microoxigenados con tratamiento con virutas, han sido percibidas ciertas notas a regaliz y cuero, tal y como ha sido observado por Hernández-Orte y col. (2009) en vinos microoxigenados Tempranillo y Cabernet Sauvignon, que podría estar relacionado con compuestos como el ácido benzoico (Callejón y col., 2008a), presente en una concentración significativamente superior en los vinos microoxigenados. Puede observarse la misma tendencia en el atributo frutos secos, detectado también en los vinos control tratados con virutas, aunque con una concentración inferior de la presente en los vinos microoxigenados tratados con y sin madera (Hernández-Orte y col., 2009). 362 Resultados y discusión Al igual que la valoración realizada por los catadores sobre la intensidad de los compuestos de la madera en los vinos Merlot, se observó una contribución significativamente menor de los atributos vainilla y madera en los vinos microoxigenados tras el tratamiento con virutas de la variedad Petit Verdot (Hernández-Orte y col., 2009). Esta atenuación pudo ser debida a una concentración inferior de vainillina y acetovainillona en los vinos microoxigenados con virutas. Por dicho motivo, la intensidad y calidad del dejo obtuvo una peor valoración por parte de los catadores, hecho que se vio influenciado en la impresión global de dichos vinos. 10 9 8 7 ab 6 5 a 4 a A 3 b 2 A AA b A B A 1 0 Frutas rojas Verde C antes Mox Acidez Especiado Amargo C fin Mox M fin Mox Tabaco C fin FML Frutos secos M fin FML Vainilla C virutas Madera M virutas Figura II.56. Perfil sensorial gustativo de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Petit Verdot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05. Diferentes letras minúsculas indican una significancia de 0.1>p>0.05 según el test de “t de Student”. El tratamiento de microoxigenación no afectó de manera significativa a la sensación táctil de los vinos, al igual que ocurrió en los vinos de la variedad Merlot. Sin embargo, los vinos control sometidos al tratamiento con virutas fueron ligeramente mejor valorados, aunque dichas diferencias no fueron significativas. 363 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos 10 9 8 A 7 6 B 5 4 3 2 1 0 Cuerpo C antes Mox Astringencia C fin Mox Intensidad dejo M fin Mox C fin FML Calidad dejo M fin FML Calidad global C virutas M virutas Figura II.57. Perfil de la sensación táctil y calidad global de los vinos control (C) y microoxigenados (M) de la variedad Merlot en diferentes momentos: antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas de roble americano sin tostar. Diferentes letras mayúsculas por tratamientos control (C) y microoxigenado (M) indican diferencias significativas de p<0.05 según el test de “t de Student”. 364 Conclusiones II.4. CONCLUSIONES De manera general para todas las variedades estudiadas, tras la fermentación maloláctica se produjo una disminución en la concentración de los compuestos fenólicos identificados en los vinos tintos (ésteres tartáricos de ácidos hidroxicinámicos, flavan-3-oles, flavonoles, antocianos y piranoantocianos), hecho que fue observado igualmente tras el posterior tratamiento con virutas y a lo largo del almacenamiento. De manera contraria, se produjo un incremento en la concentración de los ésteres derivados del ácido succínico y ésteres de cadena larga, alcoholes C6, lactonas, terpenos y C13-norisoprenoides tras el desarrollo de la fermentación maloláctica y posterior tratamiento con virutas, así como una disminución en la concentración de acetatos y ésteres de cadena corta. La adición de oxígeno de manera controlada tras la fermentación maloláctica sobre los vinos tintos de la variedad Cencibel no afectó en gran medida a los compuestos responsables del color. Sin embargo, sí lo hizo cuando el tratamiento de microoxigenación se aplicó con anterioridad a dicha fermentación, aunque sus efectos se notaron de manera significativa tras el desarrollo de la fermentación maloláctica, y se mantuvieron a lo largo del almacenamiento. La fracción que sufrió mayores diferencias significativas como consecuencia de la adición de oxígeno a los vinos Cencibel fue la de antocianos y derivados (piranoantocianos y pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol). De este modo, fue observada una significativa concentración superior de pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol y vitisinas en los vinos microoxigenados, así como inferior de antocianos e hidroxifenilpiranoantocianos, lo cuál se tradujo en una coloración más anaranjada con el paso del tiempo (mayor valor de b* y a*) y una estabilización en el color de dichos vinos. La aplicación de la microoxigenación con anterioridad a la fermentación maloláctica no afectó de manera negativa a la fracción volátil de los vinos, aunque su almacenamiento anual provocó una disminución significativa en la concentración de terpenos, ácidos y alcoholes C6, atenuándose así el carácter verde de dichos vinos. Los vinos microoxigenados incrementaron los atributos especiado y regaliz, aunque vieron atenuado el atributo de frutas rojas. 365 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos Por otro lado, al igual que fue observado en los vinos Cencibel, el tratamiento de microoxigenación aplicado a los vinos tintos Merlot con anterioridad a la fermentación maloláctica, afectó de manera significativa a la fracción de antocianos y piranoantocianos, y también a la de flavan-3-oles, sobre todo tras el desarrollo de dicha fermentación y posterior tratamiento con virutas. Así, dichos compuestos estuvieron presentes en una concentración significativamente inferior en los vinos microoxigenados, lo cuál no supuso una estabilización del color. De hecho, dichos vinos poseían una contribución menor al color amarillo y rojo (menores valores de b* y a*). Por otro lado, el tratamiento de microoxigenación aplicado a los vinos tintos Merlot afectó de manera positiva en relación a la disminución de la concentración de alcoholes C6 y 3-metil-1-tiopropanol, así como al aumento de γ-butirolactona, α-terpineol, t-geraniol y ß-damascenona, aunque también se observaron menores concentraciones de ésteres frutales (hexanoato y octanoato de etilo), compuestos bencénicos y lactonas. Sensorialmente, los vinos microoxigenados se caracterizaron por la baja intensidad del atributo pasas/ciruelas en relación a los vinos con elaboración tradicional, así como una mayor intensidad de frutas rojas. Además, en los vinos con adición de oxígeno fueron apreciados nuevas notas sensoriales tales como fruta dulce (pera) y frutos secos, aunque no se observó una atenuación del carácter herbáceo. La adición de virutas de roble americano sin tostar a los vinos microoxigenados produjo una atenuación significativa de las notas a madera, vainilla y especiado. Respecto al efecto del tratamiento de microoxigenación sobre el perfil polifenólico y cromático de los vinos tintos Petit Verdot, y de acuerdo con el resto de variedades, la fracción de compuestos fenólicos afectada de manera más significativa fue la de antocianos y sus derivados, y en menor medida flavan-3-oles y flavonoles, con una concentración significativamente inferior en los vinos microoxigenados. De manera particular, se observó una concentración significativamente superior de pigmentos antociano-etil-flavan-3-ol e hidroxifenilpiranoantocianos tales como la pinotina A en vinos microoxigenados, de manera contraria a la evolución sufrida por las vitisinas. De esta forma, los vinos microoxigenados tuvieron una coloración más anaranjada (mayores valores de b* y menores de a*), lo cuál estaría relacionado con una estabilización en el color. El tratamiento de microoxigenación no afectó en gran medida a la fracción volátil de los vinos, si bien poseían una mayor concentración de lactonas y C13-norisoprenoides, aunque menor de compuestos bencénicos tras el tratamiento con virutas, entre los que destacó el 2-feniletanol. A nivel sensorial, y de manera contraria a los vinos Merlot, se produjo un incremento en el atributo pasas/ciruelas y 366 Conclusiones especiado, así como una disminución en el carácter verde de los mismos. Cabe destacar la aparición de notas nuevas (tabaco y frutos secos), así como la menor apreciación de los atributos típicos de virutas (vainilla y madera), de manera similar a lo observado en los vinos Merlot. Como conclusión general, la técnica de microoxigenación aplicada a los vinos tintos podría considerarse como una técnica alternativa para la diversificación del mercado enológico, muy importante en la región de Castilla-La Mancha donde existen excedentes de producción. La aplicación de dicha técnica estaría encaminada hacia la elaboración de vinos cromáticamente más estables en el tiempo, manteniendo la tipicidad aromática, a la vez que se desarrollan características sensoriales peculiares, diferentes y deseables a los vinos elaborados de manera tradicional. 367 Capítulo II. Microoxigenación de vinos tintos II.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Abbott, N.; Puech, J. L.; Bayonove, C.; Baumes, R. 1995. Determination of the aroma threshold of the cis and trans racemic forms of ß-methyl-γ-octalactone by gas chromatography-sniffing analysis. Am. J. Enol. Vitic., 46, 292-294. Alcalde-Eón, C.; Escribano-Bailón, M. T.; Santos-Buelga, C.; Rivas-Gonzalo, J. C. 2004. Separation of pyroanthocyanins from red wine by column chromatography. Anal. Chim. Acta, 513, 305-318. Alcalde-Eón, C.; Escribano-Bailón, M. T.; Santos-Buelga, C.; Rivas-Gonzalo, J. 2006. Changes in the detailed pigment composition of red wine during maturity and ageing. A comprehensive study. Anal. 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Elaboración y crianza del vino tinto: aspectos científicos y prácticos. Ed. Mundi-Prensa, AMV Ediciones, Madrid. 400 II.6. ANEXO Tabla A.II.1. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los antocianos monómeros identificados a 520 nm en los vinos tintos mediante el método cromatográfico A. Nº 3 6 7 8 10 11 21 25 26 19A 24 26A 25A 30 31A 35 32 37 29 Compuesto Delfinidina-3-glucósido Cianidina-3-glucósido Petunidina-3-glucósido Peonidina-3-glucósido Malvidina-3-glucósido Delfinidina-3-acetil-glucósido Petunidina-3-acetil-glucósido Peonidina-3-acetil-glucósido Malvidina-3-acetil-glucósido cis Delfinidina-3-pcumaril-glucósido trans Delfinidina-3-pcumaril-glucósido trans Cianidina-3-pcumaril-glucósido cis Petunidina-3-pcumaril-glucósido trans Petunidina-3-pcumaril-glucósido cis Peonidina-3-pcumaril-glucósido trans Peonidina-3-pcumaril-glucósido cis Malvidina-3-pcumaril-glucósido trans Malvidina-3-pcumaril-glucósido trans Malvidina-3-cafeoil-glucósido tr (min) 9,9 11,9 13,5 15,7 16,9 17,7 21,6 24,5 25,5 21,3 23,6 26,4 24,9 27,5 27,8 30,5 28,5 31,4 27,1 λmáx (nm) 277, 342, 524 279, 516 277, 347, 525 280, 517 277, 348, 527 276, 346, 527 270, 529 280, 522 278, 350, 530 280, 301, 532 282, 313, 531 284, 313, 524 281, 301, 530 282, 313, 532 283, 301, 535 283, 313, 526 280, 301, 535 282, 313, 532 282, 328, 534 M+ (m/z) 465 449 479 463 493 507 521 505 535 611 611 595 625 625 609 609 639 639 655 Frag. MS2 303 287 317 301 331 303 317 301 331 303 303 287 317 317 301 301 331 331 331 Abreviatura Df-3-glc Cn-3-glc Pt-3-glc Pn-3-glc Mv-3-glc Df-3-acet-glc Pt-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Mv-3-acet-glc c-Df-3-pcum-glc t-Df-3-pcum-glc t-Cn-3-pcum-glc c-Pt-3-pcum-glc t-Pt-3-pcum-glc c-Pn-3-pcum-glc t-Pn-3-pcum-glc c-Mv-3-pcum-glc t-Mv-3-pcum-glc t-Mv-3-caf-glc Tabla A.II.2. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los piranoantocianos identificados a 520 nm en los vinos tintos mediante el método cromatográfico A. Nº 14 19 25B 14A 17 23 13A 29A 31 40 40A 41 42 38 5 Compuesto Vitisina A Malvidina-3-glucósido Vitisina A Malvidina-3-acetil-glucósido Vitisina A Malvidina-3-pcumaroil-glucósido Vitisina B Peonidina-3-glucósido Vitisina B Malvidina-3-glucósido Vitisina B Malvidina-3-acetil-glucósido Vitisina B Petunidina-3-acetil-glucósido Vitisina B Peonidina-3-pcumaroil-glucósido Vitisina B Malvidina-3-pcumaroil-glucósido Malvidina-3-glucósido-4-vinilfenol Malvidina-3-glucósido-4-vinilguaiacol Malvidina-3-acetil-glucósido-4-vinilfenol Malvidina-3-pcumaroil-glucósido-4-vinilfenol Malvidina-3-glucósido-4-vinilcatecol Malvidina vinilglucósido tr (min) 19,1 20,8 25,3 19,2 20,4 22,7 18,8 27,1 27,7 35,2 36,5 37,7 39,8 32,3 11,0 λmáx (nm) 299, 372, 510 302, 371, 511 371, 514 299, 369, 511 294, 358, 490 298, 361, 494 496 282, 325, 530 497 470, 503 422, 512 472, 507 474, 506 474, 505 511 M+ (m/z) 561 603 707 487 517 559 545 633 663 609 639 651 755 625 519 Frag. MS2 399 399 399 325 355 355 341 325 355 447 477 447 447 463 357 Abreviatura Vit A Mv-3-glc Vit A Mv-3-acet-glc Vit A Mv-3-pcum-glc Vit B Pn-3-glc Vit B Mv-3-glc Vit B Mv-3-acet-glc Vit B Pt-3-acet-glc Vit B Pn-3-pcum-glc Vit B Mv-3-pcum-glc Mv-3-glc-4-vf Mv-3-glc-4-vg Mv-3-acet-glc-4-vf Mv-3-pcum-glc-4-vf Pinotina A Mv-vinil-glc Tabla A.II.3. Tiempo de retención, características espectrales y abreviaturas de los aductos formados entre antocianos monómeros y flavan-e-oles mediado por acetaldehído e identificados a 520 nm en los vinos tintos mediante el método cromatográfico A. Nº 12 15 13 16 18 20 22 27 28 31A 36 33 34 39 Compuesto Malvidina-3-glucósido-etil-procianidina B 1 Malvidina-3-glucósido-etil-procianidina B 2 Petunidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 1 Malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 1 Malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 2 Malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 3 Malvidina-3-glucósido-etil-flavan-3-ol 4 Malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol 1 Malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol 2 Malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol 3 Malvidina-3-acetil-glucósido-etil-flavan-3-ol 4 Malvidina-3-pcumaroil-glucósido-etil-flavan-3-ol 1 Malvidina-3-pcumaroil-glucósido-etil-flavan-3-ol 2 Malvidina-3-pcumaroil-glucósido-etil-flavan-3-ol 3 tr (min) 18,1 19,5 18,4 19,9 20,8 21,5 22,4 26,3 26,6 28,3 30,6 28,9 29,1 34,1 λmáx (nm) 528 528 547 539 539 540 540 540 540 540 550 551 550 M+ (m/z) 1097 1097 795 809 809 809 809 851 851 851 851 955 955 955 Frag. MS2 935, 809, 519, 357 935, 809, 519, 357 633, 505, 343 647, 519, 357 647, 519, 357 647, 519, 357 647, 519, 357 561, 357 561, 357 561, 357 561, 357 665, 357 665, 357 665, 357 Abreviatura Mv-3-glc-et-procn B 1 Mv-3-glc-et-procn B 2 Pt-3-glc-et-fl 1 Mv-3-glc-et-fl 1 Mv-3-glc-et-fl 2 Mv-3-glc-et-fl 3 Mv-3-glc-et-fl 4 Mv-3-acet-glc-et-fl 1 Mv-3-acet-glc-et-fl 2 Mv-3-acet-glc-et-fl 3 Mv-3-acet-glc-et-fl 4 Mv-3-pcum-glc-et-fl 1 Mv-3-pcum-glc-et-fl 2 Mv-3-pcum-glc-et-fl 3 Tabla A.II.4. Tiempo de retención según el método cromatográfico B, características espectrales y abreviaturas de los flavonoles identificados a 360 nm. Nº Compuesto tr (min) λmáx (nm) 8 9 10 12 12A 12B 13 13A 13B 13C 13D 14 14A 15 16 17 18 19 Miricetina-3-O-glucurónido Miricetina-3-O-galactósido Miricetina-3-O-glucósido Quercetina-3-O-glucurónido Quercetina-3-O-galactósido Quercetina-3-O-glucósido Laricitrina-3-O-glucósido Kaempferol-3-O-glucurónido Kaempferol-3-O-galactósido Kaempferol-3-O-glucósido Isoramnetina-3-O-glucósido Siringetina-3-O-glucósido Miricetina Quercetina Laricitrina Kaempferol Isoramnetina Siringetina 24,6 25,0 25,9 32,4 32,1 33,6 36,3 39,4 37,5 40,2 43,1 44,9 39,8 49,3 52,5 57,3 58,6 58,9 257, 260, 305, 354 254, 261, 305, 356 255, 261, 305, 355 254, 264, 300, 353 256, 264, 302, 354 256, 264, 300, 354 255, 262, 305, 357 265, 300, 325, 348 266, 292, 320, 348 264, 300, 325, 349 254, 264, 300, 354 253, 264, 305, 357 253, 265, 303, 372 255, 265, 300, 370 253, 265, 305, 372 264, 295, 320, 363 254, 265, 305, 371 253, 265, 304, 372 Iones molecular y fragmentos (m/z) Ionización Ionización positiva negativa 495, 319 493, 317 481, 319 479, 317 481, 319 479, 317 479, 303 477, 301 465, 303 463, 301 465, 303 463, 301 495, 333 493, 331 463, 287 461, 285 449, 287 447, 285 449, 287 447, 285 479, 317 477, 315 509, 347 507, 345 319 317 303 301 333 331 287 285 317 315 347 345 Abreviatura M-3-glcU M-3-gal M-3-glc Q-3-glcU Q-3-gal Q-3-glc L-3-glc K-3-glcU K-3-gal K-3-glc I-3-glc S-3-glc M Q L K I S Tabla A.II.5. Tiempo de retención según el método cromatográfico B, características espectrales y abreviaturas de los ácidos hidroxicinámicos y sus derivados identificados a 320 nm. Nº 1 2 3 4 5 6 7 11 Compuesto trans-caftárico trans-cutárico cis-cutárico trans-fertárico cis-fertárico ácido cafeico ácido cumárico ácido ferúlico tr (min) 7,2 10,3 10,8 14,7 15,6 13,2 20,9 27,7 λmáx (nm) 297, 328 295, 314 294, 309 297, 331 289, 313 296, 323 294, 309 292, 322 M+ (m/z) 163 147 147 177 177 163 147 177 Frag. MS2 145 145 145 145 M- (m/z) 179 163 163 179 163 145 Abreviatura t-caft t-cut c-cut t-fert c-fert caf cum fer Tabla A.II.6. Tiempo de retención, características espectrales, longitud de onda de detección y abreviaturas de los compuestos GRPs, ácido gálico y flavan-3oles, según el método cromatográfico A. Nº 1 1A 2 4 9 Compuesto ácido gálico trans-GRP (+)-catequina (-)-epicatequina galato de (-)-epicatequina tr (min) 4,8 5,5 7,1 10,2 17,3 λmáx (nm) 279 327 279 279 - λdetección (nm) 280 320 280 280 280 M+ (m/z) Frag. MS2 618 291 291 291 543, 489, 264 M- (m/z) 169 Abreviatura gal t-GRP cat epi gal epi Tabla A.II.8. Concentración (mg/L) de los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2). t-GRP t-caft t-cut c-cut t-fert caf cum 25,77 ± 2,55 29,87 ± 0,84 17,78 ± 0,50 5,04 ± 0,07 12,52 ± 0,21 16,03 ± 0,41 7,01 ± día 0 29,06 ± 2,28 17,06 ± 0,25 4,70 ± 0,03 11,13 ± 1,36 16,96 ± 0,33 7,27 ± día 3 C 20,78 ± 4,43 27,92 ± 1,65 16,00 ± 0,21 4,52 ± 0,00 10,37 ± 1,07 15,49 ± 0,00 6,81 ± M 16,19 ± 4,35 24,12 ± 1,19 14,53 ± 0,72 3,96 ± 0,22 9,87 ± 0,18 17,62 ± 1,45 7,79 ± día 6 C 20,05 ± 1,53 26,24 ± 1,80 14,91 ± 0,18 4,24 ± 0,18 10,63 ± 1,27 16,65 ± 0,07 7,45 ± M 16,24 ± 3,87 25,46 ± 1,98 14,09 ± 0,10 * 4,18 ± 0,29 10,04 ± 0,93 17,75 ± 0,36 * 7,61 ± día 7 C 16,36 ± 3,61 25,83 ± 1,13 14,93 ± 0,06 4,41 ± 0,31 9,81 ± 0,52 16,40 ± 0,33 7,08 ± M 16,27 ± 3,22 23,15 ± 1,10 12,83 ± 0,15 * 3,88 ± 0,33 8,96 ± 0,00 17,71 ± 0,56 7,58 ± día 8 C 15,42 ± 2,54 26,07 ± 1,07 14,98 ± 0,17 4,44 ± 0,32 9,49 ± 0,34 16,98 ± 0,48 7,41 ± M 15,69 ± 2,19 13,34 ± 0,09 * 6,01 ± 0,08 * 1,89 ± 0,43 7,85 ± 0,71 23,38 ± 0,59 * 10,96 ± día 18 C 17,28 ± 4,82 15,36 ± 0,09 7,33 ± 0,08 2,19 ± 0,34 6,29 ± 3,36 20,61 ± 0,68 10,26 ± M 16,76 ± 4,04 6,95 ± 0,34 * 2,49 ± 0,24 * 0,92 ± 0,40 8,10 ± 0,49 26,16 ± 0,10 * 13,08 ± día 25 C 15,67 ± 3,09 8,32 ± 0,35 3,41 ± 0,16 1,09 ± 0,29 7,08 ± 1,67 24,55 ± 0,09 12,75 ± M 15,40 ± 2,83 7,24 ± 0,09 1,42 ± 0,05 * 0,77 ± 0,00 4,79 ± 0,18 26,91 ± 0,05 * 13,55 ± día 28 C 22,01 ± 4,57 7,58 ± 0,00 1,96 ± 0,06 0,48 ± 0,13 5,02 ± 0,11 26,01 ± 0,10 13,64 ± M 22,99 ± 4,64 4,88 ± 0,04 * 0,93 ± 0,13 0,63 ± 0,03 4,34 ± 0,05 27,28 ± 0,19 * 13,73 ± día 31 C 17,01 ± 1,20 6,44 ± 0,06 0,86 ± 0,04 0,57 ± 0,03 4,30 ± 0,09 26,40 ± 0,22 13,97 ± M 20,06 ± 1,79 4,52 ± 0,16 0,36 ± 0,03 0,07 ± 0,01 3,87 ± 0,21 27,97 ± 0,32 14,04 ± día 36 C 18,32 ± 1,57 4,92 ± 0,81 0,33 ± 0,02 0,07 ± 0,02 3,48 ± 0,66 27,56 ± 0,18 13,81 ± M 18,51 ± 2,12 4,91 ± 0,91 0,39 ± 0,05 0,10 ± 0,04 3,43 ± 0,63 28,34 ± 0,14 * 14,29 ± día 38 C 25,86 ± 2,65 5,27 ± 0,14 0,33 ± 0,03 0,06 ± 0,05 4,64 ± 1,43 26,54 ± 0,03 14,05 ± M 20,67 ± 0,59 4,25 ± 0,12 0,40 ± 0,06 0,11 ± 0,06 4,49 ± 1,34 27,42 ± 0,15 13,68 ± día 42 C 16,96 ± 0,08 4,86 ± 0,60 0,37 ± 0,04 0,10 ± 0,05 4,13 ± 0,86 26,30 ± 0,33 14,00 ± M 19,08 ± 3,37 * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. 0,08 0,22 0,19 0,60 0,13 0,08 0,04 0,10 0,09 0,15 0,15 0,03 0,07 0,03 0,02 0,06 0,12 0,07 0,02 0,08 0,02 0,01 0,03 * * * * 0,84 0,88 0,70 0,94 0,92 0,98 0,88 0,81 0,78 1,21 1,09 1,73 1,55 1,94 1,89 2,09 2,07 2,28 2,07 2,18 2,11 2,11 2,13 fer ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,08 0,04 0,22 0,07 0,04 0,04 0,02 0,17 0,18 0,17 0,13 0,12 0,10 0,04 0,01 0,02 0,03 0,07 0,30 0,31 0,29 0,29 0,28 * Tabla A.II.9. Concentración (mg/L) de los flavan-3-oles y ácidos benzoicos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M), de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2). gal cat epi gal epi 5,90 ± 0,91 15,83 ± 0,61 11,86 ± 0,63 nc 5,66 ± 0,84 15,53 ± 5,42 11,16 ± 0,12 * nc C 5,16 ± 0,22 15,67 ± 5,60 12,21 ± 0,10 nc M 5,03 ± 0,23 14,06 ± 6,74 10,18 ± 2,00 nc día 6 C 4,90 ± 0,27 14,67 ± 6,31 9,64 ± 1,71 nc M 4,79 ± 0,28 18,64 ± 0,57 9,36 ± 1,15 nc día 7 C 4,84 ± 0,28 18,96 ± 0,58 10,25 ± 2,17 nc M 4,67 ± 0,18 17,96 ± 0,63 9,27 ± 1,02 nc día 8 C 4,56 ± 0,13 19,04 ± 0,62 9,86 ± 1,71 nc M 4,60 ± 0,14 18,31 ± 0,26 10,86 ± 1,17 nc día 18 C 4,00 ± 0,02 17,97 ± 0,34 10,57 ± 1,21 nc M 5,19 ± 0,26 19,43 ± 0,16 10,42 ± 0,16 nc día 25 C 4,47 ± 0,21 18,89 ± 0,06 10,04 ± 0,24 nc M 5,15 ± 0,31 19,68 ± 0,12 10,43 ± 0,40 nc día 28 C 4,92 ± 0,32 19,63 ± 0,20 9,96 ± 0,86 nc M 5,14 ± 0,35 19,62 ± 0,41 10,11 ± 0,93 nc día 31 C 5,06 ± 0,32 19,80 ± 0,26 10,01 ± 1,01 nc M 5,32 ± 0,39 20,07 ± 0,33 11,24 ± 0,26 nc día 36 C 5,19 ± 0,41 20,20 ± 0,78 10,90 ± 0,13 nc M 5,51 ± 0,40 20,72 ± 1,01 11,19 ± 0,15 nc día 38 C 5,08 ± 0,57 20,30 ± 0,66 8,87 ± 0,48 nc M 5,05 ± 0,63 20,35 ± 0,64 11,04 ± 2,56 nc día 42 C 4,99 ± 0,76 20,86 ± 1,74 10,97 ± 2,48 nc M nc.- no cuantificable. * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. día 0 día 3 Tabla A.II.10. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2). M-3-gal M-3-glcU M-3-glc Q-3-glcU Q-3-glc K-3-gal K-3-glcU 4,70 ± 0,46 2,07 ± 0,20 37,14 ± 2,24 15,63 ± 0,73 11,21 ± 0,87 0,86 ± 0,10 1,09 ± 0,14 2,25 ± 0,05 40,36 ± 4,51 14,60 ± 1,02 11,65 ± 1,71 0,82 ± 0,03 0,82 ± 0,10 C 5,79 ± 0,62 1,95 ± 0,42 32,79 ± 0,17 11,08 ± 2,27 9,53 ± 0,18 0,68 ± 0,07 0,93 ± 0,40 M 3,99 ± 0,22 2,60 ± 0,47 35,63 ± 0,65 16,27 ± 2,42 10,16 ± 0,17 0,74 ± 0,01 0,65 ± 0,05 día 6 C 4,64 ± 0,60 2,53 ± 0,51 33,84 ± 0,39 15,41 ± 3,26 9,43 ± 0,01 0,66 ± 0,08 0,59 ± 0,08 M 4,17 ± 0,38 2,40 ± 0,44 32,59 ± 0,63 12,23 ± 0,03 8,95 ± 0,21 0,68 ± 0,07 0,55 ± 0,08 día 7 C 3,97 ± 0,44 2,47 ± 0,37 32,40 ± 0,31 12,27 ± 0,22 9,04 ± 0,30 0,69 ± 0,10 0,60 ± 0,05 M 3,97 ± 0,18 1,81 ± 0,04 29,52 ± 0,48 10,51 ± 0,07 * 8,18 ± 0,02 * 0,59 ± 0,08 0,43 ± 0,15 día 8 C 3,73 ± 0,01 2,20 ± 0,34 31,73 ± 0,02 11,76 ± 0,05 8,97 ± 0,03 0,63 ± 0,14 0,50 ± 0,15 M 4,17 ± 0,21 1,89 ± 0,19 29,51 ± 0,34 9,96 ± 0,13 7,98 ± 0,13 0,55 ± 0,03 0,47 ± 0,04 día 18 C 3,79 ± 0,19 1,87 ± 0,24 28,93 ± 0,17 9,45 ± 0,37 7,64 ± 0,29 0,65 ± 0,03 0,49 ± 0,02 M 3,52 ± 0,05 2,03 ± 0,08 31,99 ± 0,61 10,90 ± 0,45 8,30 ± 0,44 0,51 ± 0,10 0,56 ± 0,01 día 25 C 4,10 ± 0,09 1,87 ± 0,09 30,33 ± 0,23 10,27 ± 0,41 7,94 ± 0,44 0,58 ± 0,10 0,53 ± 0,01 M 3,77 ± 0,02 1,88 ± 0,29 30,84 ± 0,41 10,35 ± 0,34 7,99 ± 0,50 0,72 ± 0,21 0,53 ± 0,01 día 28 C 4,13 ± 0,15 1,83 ± 0,02 31,69 ± 0,05 10,85 ± 0,28 8,10 ± 0,38 0,63 ± 0,00 0,55 ± 0,00 M 4,42 ± 0,46 1,86 ± 0,03 31,24 ± 0,05 10,55 ± 0,24 8,04 ± 0,45 0,51 ± 0,04 0,53 ± 0,00 día 31 C 3,97 ± 0,07 1,85 ± 0,18 31,02 ± 0,39 10,60 ± 0,17 7,97 ± 0,34 0,55 ± 0,04 0,53 ± 0,01 M 3,80 ± 0,01 1,94 ± 0,30 31,52 ± 1,63 11,44 ± 0,21 8,30 ± 0,43 0,66 ± 0,06 0,61 ± 0,07 día 36 C 4,09 ± 0,06 1,83 ± 0,09 29,81 ± 1,84 10,55 ± 0,03 8,26 ± 0,05 0,58 ± 0,10 0,55 ± 0,04 M 3,67 ± 0,19 35,49 ± 0,82 14,50 ± 0,90 9,70 ± 0,33 0,74 ± 0,10 0,65 ± 0,00 día 38 C 4,84 ± 0,08 * 2,47 ± 0,07 1,81 ± 0,39 29,62 ± 1,93 10,55 ± 0,06 8,04 ± 0,03 0,63 ± 0,03 0,57 ± 0,06 M 3,66 ± 0,05 1,95 ± 0,15 28,61 ± 0,32 10,48 ± 0,05 8,10 ± 0,07 0,75 ± 0,16 0,55 ± 0,06 día 42 C 3,50 ± 0,24 1,87 ± 0,03 28,51 ± 0,43 10,65 ± 0,05 8,06 ± 0,15 0,79 ± 0,22 0,55 ± 0,04 M 3,35 ± 0,70 * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. día 0 día 3 K-3-glc 2,54 ± 0,09 2,60 ± 0,14 2,19 ± 0,11 2,25 ± 0,18 2,17 ± 0,12 2,01 ± 0,23 2,18 ± 0,05 1,79 ± 0,26 1,94 ± 0,32 1,85 ± 0,04 1,84 ± 0,04 1,99 ± 0,03 1,87 ± 0,02 1,92 ± 0,02 1,94 ± 0,01 1,94 ± 0,03 1,92 ± 0,04 2,06 ± 0,10 1,95 ± 0,08 2,18 ± 0,02 1,94 ± 0,15 2,01 ± 0,21 2,02 ± 0,27 Tabla A.II.10 continuación. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2). día 0 día 3 día 6 día 7 día 8 día 18 día 25 día 28 día 31 día 36 día 38 día 42 L-3-glc I-3-glc S-3-glc M Q K L 6,74 ± 0,66 1,27 ± 0,18 4,04 ± 0,38 2,75 ± 0,65 5,28 ± 1,31 0,59 ± 0,14 0,09 ± 0,04 0,16 1,21 ± 0,03 4,26 ± 0,51 2,45 ± 0,28 5,64 ± 1,49 0,61 ± 0,15 0,10 ± 0,05 0,15 C 7,34 ± 1,40 0,99 ± 0,13 3,40 ± 0,10 1,70 ± 0,66 3,56 ± 0,26 0,38 ± 0,04 0,08 ± 0,05 0,10 M 5,72 ± 0,21 3,80 ± 0,24 2,56 ± 0,46 4,27 ± 0,64 0,41 ± 0,08 0,10 ± 0,06 0,14 C 6,21 ± 0,07 * 1,08 ± 0,11 1,02 ± 0,05 3,49 ± 0,08 2,15 ± 0,20 3,73 ± 0,18 0,39 ± 0,01 0,12 ± 0,00 0,13 M 5,79 ± 0,09 0,98 ± 0,04 3,25 ± 0,14 2,07 ± 0,08 3,54 ± 0,19 0,40 ± 0,01 0,11 ± 0,03 0,10 C 5,54 ± 0,15 1,05 ± 0,05 3,41 ± 0,25 2,14 ± 0,07 3,63 ± 0,19 0,41 ± 0,00 0,09 ± 0,02 0,11 M 5,60 ± 0,12 0,88 ± 0,02 2,93 ± 0,20 1,58 ± 0,14 2,76 ± 0,17 0,31 ± 0,00 * 0,09 ± 0,00 0,08 C 5,02 ± 0,28 0,96 ± 0,08 3,30 ± 0,17 1,79 ± 0,16 3,23 ± 0,17 0,38 ± 0,01 0,14 ± 0,02 0,11 M 5,52 ± 0,31 0,84 ± 0,01 2,83 ± 0,08 1,67 ± 0,05 2,47 ± 0,17 0,23 ± 0,01 * 0,11 ± 0,02 0,08 C 4,90 ± 0,21 0,83 ± 0,00 2,85 ± 0,08 1,53 ± 0,02 2,20 ± 0,13 0,20 ± 0,01 0,08 ± 0,01 0,07 M 4,86 ± 0,20 0,92 ± 0,02 3,06 ± 0,05 1,88 ± 0,03 * 2,94 ± 0,10 * 0,32 ± 0,00 * 0,11 ± 0,01 0,08 C 5,29 ± 0,15 0,82 ± 0,04 2,96 ± 0,01 1,56 ± 0,01 2,41 ± 0,10 0,25 ± 0,00 0,09 ± 0,01 0,08 M 4,91 ± 0,01 0,87 ± 0,01 2,98 ± 0,03 1,87 ± 0,03 2,91 ± 0,16 0,32 ± 0,01 0,08 ± 0,04 0,10 C 4,95 ± 0,06 0,88 ± 0,01 3,09 ± 0,01 1,87 ± 0,04 2,95 ± 0,09 0,32 ± 0,01 0,07 ± 0,05 0,10 M 5,08 ± 0,03 0,88 ± 0,02 3,04 ± 0,02 1,88 ± 0,05 3,08 ± 0,02 0,31 ± 0,01 0,09 ± 0,00 * 0,10 C 5,04 ± 0,02 0,87 ± 0,02 3,09 ± 0,04 1,80 ± 0,11 2,94 ± 0,09 0,29 ± 0,01 0,11 ± 0,00 0,10 M 5,04 ± 0,01 3,20 ± 0,02 2,11 ± 0,12 3,65 ± 0,09 * 0,42 ± 0,03 0,08 ± 0,04 0,12 C 5,30 ± 0,01 * 0,91 ± 0,00 0,90 ± 0,05 3,06 ± 0,05 1,92 ± 0,14 3,30 ± 0,07 0,37 ± 0,03 0,08 ± 0,05 0,10 M 5,00 ± 0,03 1,08 ± 0,05 3,84 ± 0,24 2,86 ± 0,02 4,84 ± 0,37 0,47 ± 0,01 * 0,18 ± 0,01 0,16 C 6,14 ± 0,22 0,85 ± 0,00 3,03 ± 0,03 1,75 ± 0,18 2,95 ± 0,09 0,29 ± 0,02 0,09 ± 0,02 0,08 M 4,95 ± 0,04 0,86 ± 0,01 3,06 ± 0,03 1,85 ± 0,28 3,29 ± 0,12 0,35 ± 0,03 0,10 ± 0,04 0,09 C 4,99 ± 0,06 0,79 ± 0,09 3,07 ± 0,07 1,69 ± 0,39 3,06 ± 0,16 0,32 ± 0,03 0,09 ± 0,03 0,09 M 4,94 ± 0,05 * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. I ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,01 0,02 0,03 0,04 0,01 0,00 0,00 0,01 0,01 0,00 0,01 0,01 0,01 0,00 0,00 0,02 0,00 0,00 0,02 0,01 0,00 0,00 0,20 0,19 0,12 0,17 0,14 0,13 0,12 0,09 0,11 0,08 0,09 0,10 0,08 0,11 0,11 0,13 0,11 * 0,14 0,11 * 0,18 0,10 0,10 0,08 S ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,03 0,02 0,02 0,01 0,02 0,01 0,00 0,01 0,01 0,00 0,01 0,01 0,01 0,00 0,02 0,01 0,02 0,00 0,02 0,01 0,03 0,01 Tabla A.II.11. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2). Df-3-glc Cn-3-glc Pt-3-glc Pn-3-glc Mv-3-glc Df-3-acet-glc Pt-3-acet-glc 11,84 ± 1,12 6,38 ± 0,01 15,62 ± 1,55 7,58 ± 0,29 68,77 ± 7,96 7,43 ± 0,11 8,28 ± 0,12 6,26 ± 0,05 14,04 ± 0,94 7,24 ± 0,00 57,91 ± 11,03 7,29 ± 0,01 7,87 ± 0,21 C 11,11 ± 0,63 6,32 ± 0,10 12,98 ± 0,55 7,20 ± 0,16 55,27 ± 3,44 7,24 ± 0,12 7,80 ± 0,42 M 10,25 ± 0,51 9,45 ± 0,48 6,27 ± 0,08 11,36 ± 0,65 6,92 ± 0,11 40,69 ± 1,48 7,14 ± 0,09 7,54 ± 0,13 día 6 C 6,29 ± 0,08 11,57 ± 0,33 7,16 ± 0,12 43,85 ± 2,56 7,16 ± 0,08 7,46 ± 0,02 M 9,55 ± 0,34 9,58 ± 0,09 * 6,27 ± 0,07 11,48 ± 0,35 7,11 ± 0,10 42,74 ± 2,53 7,16 ± 0,06 7,48 ± 0,11 día 7 C 6,31 ± 0,07 12,24 ± 0,14 7,40 ± 0,31 48,50 ± 3,42 7,24 ± 0,07 7,54 ± 0,04 M 10,04 ± 0,05 9,13 ± 0,01 * 6,26 ± 0,05 10,71 ± 0,08 7,03 ± 0,14 * 37,77 ± 2,89 7,18 ± 0,00 7,42 ± 0,04 día 8 C 6,31 ± 0,05 11,75 ± 0,04 7,26 ± 0,22 44,94 ± 3,29 7,21 ± 0,04 7,81 ± 0,05 M 9,69 ± 0,04 8,84 ± 0,06 6,22 ± 0,02 10,26 ± 0,11 6,76 ± 0,07 33,75 ± 2,94 7,13 ± 0,02 7,75 ± 0,07 día 18 C 6,24 ± 0,05 9,62 ± 0,01 6,90 ± 0,18 30,65 ± 2,19 7,08 ± 0,01 7,63 ± 0,12 M 8,39 ± 0,00 9,46 ± 0,17 * 6,24 ± 0,02 11,26 ± 0,48 6,86 ± 0,04 38,36 ± 3,85 7,27 ± 0,11 7,84 ± 0,04 día 25 C 6,26 ± 0,01 9,70 ± 0,24 6,71 ± 0,04 30,29 ± 3,08 7,12 ± 0,03 7,72 ± 0,01 M 8,45 ± 0,12 9,45 ± 0,05 6,28 ± 0,03 11,22 ± 0,17 6,93 ± 0,06 38,71 ± 2,41 7,21 ± 0,00 7,91 ± 0,02 día 28 C 6,29 ± 0,00 10,93 ± 0,30 6,88 ± 0,07 36,47 ± 2,33 7,19 ± 0,01 7,87 ± 0,01 M 9,22 ± 0,07 9,44 ± 0,07 6,27 ± 0,01 11,19 ± 0,19 6,92 ± 0,07 38,51 ± 2,66 7,21 ± 0,01 7,92 ± 0,01 día 31 C 6,27 ± 0,02 10,91 ± 0,25 6,88 ± 0,07 36,77 ± 2,46 7,20 ± 0,01 7,88 ± 0,00 M 9,24 ± 0,08 9,55 ± 0,08 6,27 ± 0,00 11,34 ± 0,22 6,81 ± 0,10 39,70 ± 3,28 7,26 ± 0,06 7,97 ± 0,08 día 36 C 6,26 ± 0,00 11,15 ± 0,22 6,91 ± 0,07 38,58 ± 2,08 7,21 ± 0,02 7,91 ± 0,03 M 9,36 ± 0,00 9,73 ± 0,07 * 6,31 ± 0,01 11,66 ± 0,30 7,10 ± 0,28 41,22 ± 3,04 7,30 ± 0,08 8,00 ± 0,08 día 38 C 6,28 ± 0,04 10,86 ± 0,15 6,87 ± 0,06 36,63 ± 1,77 7,19 ± 0,02 7,82 ± 0,02 M 9,19 ± 0,02 9,20 ± 0,03 6,24 ± 0,04 10,90 ± 0,15 6,88 ± 0,06 37,49 ± 2,17 7,19 ± 0,01 7,91 ± 0,06 día 42 C 6,26 ± 0,07 10,84 ± 0,13 6,86 ± 0,05 37,23 ± 1,88 7,19 ± 0,00 7,88 ± 0,07 M 9,17 ± 0,06 * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. día 0 día 3 * Pn-3-acet-glc 7,15 ± 0,05 7,11 ± 0,08 7,03 ± 0,04 7,01 ± 0,03 7,02 ± 0,01 7,02 ± 0,01 7,01 ± 0,06 6,98 ± 0,03 7,01 ± 0,02 6,96 ± 0,04 6,97 ± 0,05 6,94 ± 0,05 6,97 ± 0,05 6,99 ± 0,02 6,98 ± 0,01 7,00 ± 0,02 7,00 ± 0,02 7,07 ± 0,09 7,05 ± 0,07 7,05 ± 0,01 7,01 ± 0,04 7,00 ± 0,01 7,04 ± 0,07 Tabla A.II.11 continuación. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2). t-Df-3-pcumt-Cn-3-pcumt-Pt-3-pcumc-Mv-3-pcumt-Mv-3-pcumt-Pn-3-pcum-glc glc glc glc glc glc 12,03 ± 0,66 9,70 ± 0,49 6,56 ± 0,06 9,92 ± 0,49 9,31 ± 0,42 9,31 ± 0,08 16,01 ± 2,45 día 0 9,24 ± 0,27 6,46 ± 0,06 9,51 ± 0,29 8,97 ± 0,21 9,15 ± 0,00 14,91 ± 0,35 día 3 C 10,98 ± 0,86 8,95 ± 0,08 6,43 ± 0,02 9,24 ± 0,10 8,89 ± 0,08 9,05 ± 0,11 12,73 ± 0,16 M 10,84 ± 0,23 9,75 ± 0,05 8,83 ± 0,16 6,41 ± 0,02 9,06 ± 0,16 8,75 ± 0,03 9,08 ± 0,06 13,14 ± 0,13 día 6 C 8,83 ± 0,09 6,41 ± 0,01 9,09 ± 0,09 8,74 ± 0,01 9,01 ± 0,11 12,90 ± 0,04 M 10,08 ± 0,12 9,92 ± 0,08 8,80 ± 0,09 6,41 ± 0,02 9,06 ± 0,07 8,67 ± 0,04 9,01 ± 0,10 14,01 ± 0,18 día 7 C 8,91 ± 0,08 6,40 ± 0,02 9,20 ± 0,06 8,76 ± 0,02 9,04 ± 0,10 12,06 ± 0,12 M 10,44 ± 0,32 9,61 ± 0,21 8,68 ± 0,05 6,37 ± 0,01 8,93 ± 0,03 8,58 ± 0,00 8,96 ± 0,07 13,33 ± 0,28 día 8 C 8,85 ± 0,03 6,39 ± 0,01 9,12 ± 0,01 8,71 ± 0,02 9,01 ± 0,07 11,33 ± 0,23 M 10,16 ± 0,22 9,36 ± 0,21 8,60 ± 0,01 * 6,38 ± 0,02 8,83 ± 0,00 * 8,53 ± 0,00 * 8,97 ± 0,01 10,90 ± 0,14 día 18 C 8,53 ± 0,02 6,37 ± 0,01 8,76 ± 0,01 8,49 ± 0,01 8,90 ± 0,05 12,05 ± 0,69 M 9,06 ± 0,20 9,70 ± 0,39 8,72 ± 0,02 * 6,37 ± 0,00 8,95 ± 0,05 * 8,65 ± 0,14 8,98 ± 0,02 * 10,76 ± 0,37 día 25 C 8,53 ± 0,00 6,38 ± 0,01 8,76 ± 0,03 8,49 ± 0,04 8,87 ± 0,01 12,09 ± 0,43 M 9,05 ± 0,34 9,83 ± 0,26 8,74 ± 0,01 6,39 ± 0,01 8,97 ± 0,03 8,66 ± 0,11 8,98 ± 0,05 11,70 ± 0,39 día 28 C 8,69 ± 0,01 6,39 ± 0,01 8,94 ± 0,01 8,63 ± 0,11 8,96 ± 0,04 12,08 ± 0,48 M 9,58 ± 0,30 9,82 ± 0,28 8,74 ± 0,02 6,39 ± 0,01 8,97 ± 0,04 8,63 ± 0,07 8,98 ± 0,03 11,81 ± 0,49 día 31 C 8,71 ± 0,03 6,37 ± 0,01 8,94 ± 0,04 8,64 ± 0,12 8,96 ± 0,03 12,26 ± 0,53 M 9,64 ± 0,28 9,82 ± 0,31 8,80 ± 0,04 6,38 ± 0,00 9,02 ± 0,05 8,65 ± 0,07 9,00 ± 0,03 12,10 ± 0,52 día 36 C 8,73 ± 0,01 6,38 ± 0,00 8,99 ± 0,04 8,62 ± 0,06 8,96 ± 0,02 12,82 ± 0,82 M 9,75 ± 0,29 9,95 ± 0,32 8,90 ± 0,10 6,38 ± 0,02 9,13 ± 0,10 8,78 ± 0,19 9,01 ± 0,03 11,66 ± 0,37 día 38 C 8,72 ± 0,04 6,38 ± 0,00 8,94 ± 0,05 8,56 ± 0,02 8,93 ± 0,02 11,81 ± 0,41 M 9,58 ± 0,29 9,61 ± 0,26 8,73 ± 0,04 6,37 ± 0,01 8,95 ± 0,05 8,56 ± 0,03 8,95 ± 0,02 11,67 ± 0,38 día 42 C 8,72 ± 0,03 6,36 ± 0,01 8,95 ± 0,05 8,55 ± 0,03 8,93 ± 0,03 16,01 ± 2,45 M 9,54 ± 0,21 * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. Mv-3-acet-glc t-Mv-3-caf-glc 9,10 9,07 9,05 9,02 9,01 9,01 9,01 8,99 8,99 8,96 8,96 8,99 8,98 9,00 9,00 9,01 9,00 9,00 9,00 9,02 9,00 8,98 8,99 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,05 0,01 0,01 0,01 0,00 0,03 0,02 0,03 0,02 0,00 0,01 0,01 0,00 0,02 0,02 0,00 0,02 0,02 0,02 0,00 0,01 0,00 Tabla A.II.12. Intensidad colorante (IC), tonalidad y % copigmentación y polimerización obtenidos mediante medidas espectrofotométricas de los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2). IC tonalidad % copigmentación % polimerización 31,51 ± 0,56 3,65 ± 0,03 20,23 ± 2,24 52,54 ± 2,25 3,61 ± 0,01 17,13 ± 0,49 52,55 ± 0,31 * C 28,71 ± 0,09 3,62 ± 0,04 14,21 ± 0,05 48,17 ± 0,09 M 30,26 ± 0,43 3,54 ± 0,04 13,12 ± 0,88 56,44 ± 0,42 día 6 C 32,04 ± 0,08 3,74 ± 0,19 12,68 ± 0,13 54,71 ± 0,19 M 35,35 ± 1,02 14,65 ± 0,47 56,04 ± 0,06 * día 7 C 29,36 ± 0,07 * 3,63 ± 0,01 * 3,72 ± 0,00 14,24 ± 0,13 51,21 ± 0,09 M 30,23 ± 0,00 12,26 ± 0,44 * 55,37 ± 0,18 * día 8 C 11,81 ± 7,08 * 2,18 ± 1,82 * 6,82 ± 0,01 3,52 ± 0,00 9,47 ± 0,56 51,41 ± 0,35 M 8,78 ± 0,02 * 3,46 ± 0,00 * 8,77 ± 0,56 * 58,54 ± 0,22 * día 18 C 6,13 ± 0,00 3,61 ± 0,01 1,27 ± 0,14 53,12 ± 0,00 M 7,28 ± 0,01 * 3,64 ± 0,00 * 8,74 ± 0,36 56,77 ± 0,02 * día 25 C 3,37 ± 0,00 8,66 ± 0,05 61,80 ± 0,03 M 10,33 ± 0,01 6,46 ± 0,00 * 3,58 ± 0,00 * 11,12 ± 0,07 * 58,35 ± 0,12 * día 28 C 8,14 ± 0,01 3,50 ± 0,00 6,58 ± 0,36 60,10 ± 0,13 M 7,04 ± 0,01 * 3,55 ± 0,00 * 8,85 ± 0,43 58,21 ± 0,22 día 31 C 6,29 ± 0,00 3,69 ± 0,01 7,28 ± 0,85 59,09 ± 0,09 M 7,57 ± 0,01 * 3,52 ± 0,00 10,33 ± 0,50 60,01 ± 0,31 día 36 C 6,23 ± 0,02 3,53 ± 0,00 12,60 ± 0,98 59,07 ± 0,56 M 9,25 ± 0,04 * 3,44 ± 0,00 9,70 ± 0,09 * 62,36 ± 0,09 día 38 C 9,63 ± 0,05 3,49 ± 0,00 8,93 ± 0,02 62,68 ± 0,15 M 7,56 ± 0,04 * 3,49 ± 0,01 12,47 ± 0,13 * 63,43 ± 0,15 * día 42 C 8,61 ± 0,03 3,49 ± 0,00 10,94 ± 0,24 65,15 ± 0,11 M * Para cada atributo y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. día 0 día 3 Tabla A.II.13. Concentración (mg/L) de las familias de compuestos fenólicos obtenidas mediante medidas espectrofotométricas de los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, y sus desviaciones estándar (n=2). polifenoles totales DAHC flavonoles flavan-3-oles antocianos 1170,05 ± 8,49 300,45 ± 0,17 214,70 ± 3,14 1027,01 ± 9,72 298,13 ± 1,94 1250,85 ± 2,88 330,53 ± 0,09 245,84 ± 0,71 93,69 ± 4,02 317,57 ± 3,01 C 1254,81 ± 33,70 327,67 ± 9,14 244,78 ± 12,05 80,94 ± 7,31 311,11 ± 3,35 M 1219,06 ± 20,01 320,32 ± 6,32 228,97 ± 2,59 90,93 ± 5,21 276,39 ± 5,87 día 6 C 1203,10 ± 12,74 316,55 ± 1,84 230,01 ± 2,56 80,49 ± 7,49 286,71 ± 1,85 M 1160,80 ± 13,67 306,18 ± 0,19 218,93 ± 1,26 87,76 ± 1,36 269,67 ± 0,01 día 7 C 1189,32 ± 4,63 310,80 ± 0,88 224,61 ± 0,04 92,99 ± 3,05 277,79 ± 4,67 M 1204,85 ± 21,90 316,98 ± 5,93 231,85 ± 8,36 96,91 ± 5,59 283,67 ± 5,83 día 8 C 1284,16 ± 65,99 343,78 ± 26,84 233,90 ± 3,25 91,31 ± 10,02 287,58 ± 1,24 M 1203,55 ± 4,69 316,88 ± 1,58 220,29 ± 2,28 87,81 ± 2,42 275,94 ± 7,18 día 18 C 1211,16 ± 20,96 318,15 ± 0,32 231,73 ± 4,99 93,42 ± 2,64 287,89 ± 17,19 M 1246,40 ± 12,65 318,79 ± 3,76 225,34 ± 1,58 94,41 ± 5,71 281,07 ± 2,00 día 25 C 1208,99 ± 14,83 305,05 ± 1,41 211,15 ± 3,95 93,34 ± 3,63 256,55 ± 6,62 M 1195,67 ± 10,94 304,00 ± 9,29 220,96 ± 1,39 86,55 ± 0,42 274,09 ± 0,81 día 28 C 1176,47 ± 4,48 307,20 ± 2,31 219,40 ± 3,50 83,49 ± 9,92 275,89 ± 0,53 M 1170,51 ± 0,66 303,58 ± 0,94 219,37 ± 3,46 113,53 ± 0,27 * 287,32 ± 1,39 día 31 C 1366,93 ± 96,04 390,87 ± 49,51 346,69 ± 78,98 86,18 ± 0,53 352,01 ± 46,54 M 1202,69 ± 12,36 340,14 ± 27,73 267,46 ± 33,12 90,60 ± 0,25 * 315,53 ± 17,72 día 36 C 1219,08 ± 10,24 328,48 ± 6,12 258,04 ± 9,84 84,67 ± 0,44 308,28 ± 5,84 M 1202,89 ± 21,95 312,82 ± 7,33 227,49 ± 8,58 80,97 ± 0,68 * 291,99 ± 2,02 día 38 C 1194,20 ± 37,67 310,97 ± 18,88 229,32 ± 28,77 93,23 ± 3,91 291,66 ± 7,16 M 1171,41 ± 1,23 346,69 ± 65,90 295,80 ± 118,09 79,68 ± 0,73 284,47 ± 2,89 día 42 C 1190,84 ± 10,48 310,65 ± 0,51 229,00 ± 5,01 78,73 ± 0,79 292,04 ± 1,44 M * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. DAHC.- derivados de ácidos hidroxicinámicos. día 0 día 3 Tabla A.II.14. Concentración (mg/L) de piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2). día 0 día 3 día 6 día 7 día 8 día 18 día 25 día 28 día 31 día 36 día 38 día 42 C M C M C M C M C M C M C M C M C M C M C M Vit A Mv-3glc 0,52 ± 0,02 0,53 ± 0,14 0,35 ± 0,27 0,76 ± 0,06 0,68 ± 0,03 0,63 ± 0,08 0,67 ± 0,12 0,49 ± 0,03 0,57 ± 0,31 0,50 ± 0,02 0,59 ± 0,00 0,51 ± 0,00 0,59 ± 0,04 0,53 ± 0,02 0,62 ± 0,07 0,55 ± 0,05 0,63 ± 0,07 0,58 ± 0,07 0,54 ± 0,05 0,63 ± 0,07 0,63 ± 0,10 0,54 ± 0,06 0,51 ± 0,07 Vit A Mv-3pcum-glc 0,41 ± 0,13 0,39 ± 0,08 0,31 ± 0,18 0,36 ± 0,06 0,30 ± 0,13 0,29 ± 0,07 0,40 ± 0,05 0,22 ± 0,10 0,39 ± 0,15 0,21 ± 0,00 0,19 ± 0,02 0,24 ± 0,11 0,15 ± 0,01 0,14 ± 0,02 0,23 ± 0,11 0,15 ± 0,03 0,17 ± 0,03 0,25 ± 0,13 0,23 ± 0,01 0,26 ± 0,07 0,25 ± 0,15 0,24 ± 0,03 0,32 ± 0,11 Vit B Mv-3glc 3,21 ± 0,39 3,36 ± 0,43 2,24 ± 0,00 3,53 ± 0,26 3,11 ± 0,27 2,98 ± 0,37 3,00 ± 0,42 2,40 ± 0,05 2,73 ± 0,11 1,58 ± 0,03 2,13 ± 0,03 1,47 ± 0,01 1,95 ± 0,00 * 1,39 ± 0,03 1,82 ± 0,02 1,31 ± 0,01 1,58 ± 0,01 1,32 ± 0,00 1,18 ± 0,02 1,52 ± 0,15 1,19 ± 0,06 0,93 ± 0,09 0,99 ± 0,30 * * * * * Vit B Mv-3acet-glc 0,42 ± 0,06 0,53 ± 0,07 0,27 ± 0,16 0,44 ± 0,21 0,40 ± 0,15 0,38 ± 0,12 0,42 ± 0,07 0,33 ± 0,08 0,43 ± 0,06 0,22 ± 0,05 0,34 ± 0,04 0,21 ± 0,02 0,30 ± 0,05 0,21 ± 0,02 0,29 ± 0,02 0,20 ± 0,02 0,29 ± 0,05 0,30 ± 0,23 0,22 ± 0,02 0,36 ± 0,09 0,11 ± 0,02 0,18 ± 0,15 0,11 ± 0,06 * Vit B Mv-3pcum-glc 1,33 ± 0,17 1,30 ± 0,66 0,79 ± 0,05 1,19 ± 0,23 1,07 ± 0,16 0,88 ± 0,03 0,97 ± 0,08 0,61 ± 0,10 0,89 ± 0,05 0,43 ± 0,00 0,46 ± 0,09 0,30 ± 0,00 0,46 ± 0,01 0,35 ± 0,10 0,51 ± 0,05 0,39 ± 0,02 0,44 ± 0,05 0,36 ± 0,06 0,29 ± 0,03 0,56 ± 0,07 0,29 ± 0,06 0,28 ± 0,01 0,27 ± 0,03 Pinotina A 0,66 * 0,65 0,41 0,76 0,58 0,51 0,49 0,39 0,47 0,43 0,37 * 0,50 0,46 0,57 0,64 0,61 0,68 0,77 0,67 * 1,32 0,74 0,70 0,82 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,13 0,06 0,01 0,09 0,01 0,00 0,02 0,00 0,03 0,01 0,01 0,03 0,03 0,01 0,02 0,01 0,04 0,00 0,01 0,26 0,00 0,02 0,01 Mv-3-glc-4vf * * * * 0,81 0,87 0,46 0,66 0,56 0,46 0,50 0,33 0,46 0,31 0,28 0,34 0,31 0,38 0,42 0,39 0,41 0,49 0,41 0,81 0,42 0,42 0,44 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,28 0,35 0,02 0,12 0,04 0,03 0,02 0,02 0,00 0,02 0,02 0,00 0,00 0,02 0,01 0,01 0,01 0,01 0,00 0,16 0,00 0,00 0,01 Mv-3-acet-glc4vf nd 0,12 ± 0,05 0,09 ± 0,00 0,12 ± 0,02 0,11 ± 0,02 0,07 ± 0,01 0,07 ± 0,00 nd 0,08 ± 0,01 nd nd * 0,07 ± 0,01 nd 0,09 ± 0,02 0,08 ± 0,00 0,07 ± 0,01 0,07 ± 0,00 * 0,09 ± 0,00 0,07 ± 0,01 0,12 ± 0,00 0,07 ± 0,01 * nd nd * * * Mv-3-pcumglc-4vf nd 0,18 ± 0,09 0,10 ± 0,01 0,16 ± 0,10 0,12 ± 0,02 0,08 ± 0,01 0,08 ± 0,01 nd 0,08 ± 0,02 nd nd 0,05 ± 0,00 nd 0,08 ± 0,02 0,08 ± 0,01 0,04 ± 0,00 nd 0,08 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,16 ± 0,05 nd nd nd nd.- no detectado. * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. Mv-3-glc-4vg 0,40 0,42 0,22 0,36 0,33 0,27 0,28 0,15 0,27 0,14 0,12 0,17 0,14 0,20 0,21 0,23 0,22 0,27 nd nd nd nd nd ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,13 0,12 0,03 0,14 0,01 0,00 0,00 0,05 0,01 0,00 0,04 0,01 0,03 0,04 0,01 0,01 0,02 0,02 Tabla A.II.15. Características cromáticas de los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005 durante el tratamiento de microoxigenación, con sus desviaciones estándar (n=2). L* C* h* a* b* 65,98 ± 0,53 31,65 ± 0,66 8,03 ± 0,54 31,34 ± 0,61 4,42 ± 0,39 30,15 ± 0,55 8,07 ± 0,02 29,86 ± 0,54 4,23 ± 0,07 C 68,55 ± 0,07 30,77 ± 0,47 7,70 ± 0,80 30,49 ± 0,53 4,12 ± 0,36 M 67,45 ± 0,35 31,98 ± 0,30 7,65 ± 0,02 31,70 ± 0,29 4,26 ± 0,02 día 6 C 65,70 ± 0,00 32,76 ± 1,94 11,31 ± 1,45 32,13 ± 2,06 6,40 ± 0,43 M 63,05 ± 0,49 30,05 ± 0,15 8,02 ± 0,28 * 29,75 ± 0,16 4,19 ± 0,13 * día 7 C 67,90 ± 0,00 30,29 ± 0,04 9,80 ± 0,16 29,84 ± 0,05 5,16 ± 0,08 M 67,50 ± 0,00 34,07 ± 0,11 6,99 ± 0,14 * 33,82 ± 0,13 4,15 ± 0,06 día 8 C 64,05 ± 0,07 33,94 ± 0,08 7,87 ± 0,21 33,62 ± 0,06 4,65 ± 0,13 M 64,25 ± 0,07 * 38,82 ± 0,01 * 8,25 ± 0,08 * 38,42 ± 0,02 * 5,57 ± 0,05 * día 18 C 56,55 ± 0,07 30,57 ± 0,06 9,14 ± 0,09 30,18 ± 0,07 4,86 ± 0,04 M 67,20 ± 0,00 * 33,45 ± 0,02 * 8,36 ± 0,03 * 33,09 ± 0,03 * 4,86 ± 0,01 * día 25 C 62,30 ± 0,00 42,62 ± 0,03 9,93 ± 0,06 41,99 ± 0,04 7,35 ± 0,04 M 51,55 ± 0,07 * 31,82 ± 0,00 * 7,69 ± 0,06 * 31,54 ± 0,01 * 4,26 ± 0,04 * día 28 C 65,60 ± 0,00 37,10 ± 0,01 9,32 ± 0,06 36,61 ± 0,01 6,01 ± 0,04 M 59,15 ± 0,07 * 33,95 ± 0,04 * 8,03 ± 0,01 * 33,62 ± 0,04 * 4,74 ± 0,01 * día 31 C 63,25 ± 0,07 30,32 ± 0,01 9,76 ± 0,03 29,88 ± 0,00 5,14 ± 0,01 M 66,65 ± 0,07 * 35,11 ± 0,11 * 7,79 ± 0,14 * 34,78 ± 0,08 * 4,76 ± 0,10 * día 36 C 61,15 ± 0,07 31,26 ± 0,03 7,00 ± 0,13 31,03 ± 0,02 3,81 ± 0,07 M 66,55 ± 0,07 * 39,42 ± 0,13 8,30 ± 0,11 * 39,00 ± 0,13 5,69 ± 0,09 * día 38 C 55,05 ± 0,21 39,46 ± 0,08 9,89 ± 0,09 38,87 ± 0,07 6,78 ± 0,08 M 54,00 ± 0,14 * 35,57 ± 0,21 * 7,97 ± 0,16 * 35,22 ± 0,20 * 4,93 ± 0,13 * día 42 C 61,25 ± 0,21 38,63 ± 0,04 10,02 ± 0,08 38,04 ± 0,03 6,72 ± 0,06 M 57,65 ± 0,07 * Para cada variable y día, denotan diferencias significativas (α = 0,05) entre vinos control (C) y microoxigenados (M) según el test de “t Student”. día 0 día 3 Tabla A.II.16. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles minoritarios presentes en los vinos Cencibel de la vendimia 2005 antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), control (C) y microoxigenados (M). Antes Mox C fin Mox M fin Mox butanoato de etilo acetato de 3-metilbutilo hexanoato de etilo 2-hidroxipropanoato de etilo 2-hidroxi-3-metil-butanoato de etilo octanoato de etilo 3-hidroxi butanoato de etilo 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo succinato de etil metilo succinato de dietilo diacetato de 1,3-propanediol acetato de 2-feniletilo diacetato de 1,4-butanediol malato de dietilo glutarato de etilo monosuccinato de dietilo Total ésteres 2-metil-1-propanol 4-metil-1-pentanol 3-metil-1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 3-metiltio-1-propanol Total alcoholes 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol (E)-2-hexen-1-ol (Z)-2-hexen-1-ol Total alcoholes C6 ácido acético ácido 3-metil butanoico ácido isobutirico ácido butanoico + γ-butirolactona ácido pentanoico ácido hexanoico ácido 2-etil-hexanoico ácido heptanoico ácido 3-hexenoico ácido 2-hexenoico ácido octanoico ácido decanoico ácido dodecanoico ácido glutámico ácido hexadecanoico Total ácidos 53,54 478,27 487,37 278,49 23,53 397,31 85,11 41,38 17,47 2111,23 39,39 120,34 45,74 28,98 18,41 82,83 4309,4 106,15 25,19 46,07 8,66 16,92 202,98 333,43 30,49 72,14 6,81 11,12 453,99 1,65 138,26 3,16 9,21 5,37 399,15 10,37 12,54 9,14 17,63 660,09 317,88 70,31 116,82 256,22 2027,80 32,45 328,27 402,86 841,30 25,56 325,76 91,74 55,92 40,40 5099,96 41,27 83,567 13,73 26,72 9,39 146,40 7565,3 126,51 15,27 40,03 3,69 24,30 209,80 528,90 34,81 72,66 3,68 3,24 643,28 2,16 165,96 4,40 11,59 6,03 615,83 8,05 6,87 8,22 7,19 817,26 216,78 nd 144,60 30,31 2045,23 55,71 302,14 574,83 813,50 26,84 326,45 90,89 50,57 22,81 5006,00 26,94 76,31 13,92 36,99 20,47 232,79 7677,2 142,15 16,03 43,90 nd 24,71 226,79 659,78 38,50 78,26 6,53 4,12 787,19 3,47 173,39 3,63 12,38 4,71 656,97 12,58 18,50 16,77 18,87 1043,58 367,56 78,08 228,03 40,30 2678,82 Tabla A.II.16. continuación. Concentración (μg/L) de los compuestos volátiles minoritarios presentes en los vinos Cencibel de la vendimia 2005 antes y después del tratamiento de microoxigenación (Mox), control (C) y microoxigenados (M). Antes Mox C fin Mox M fin Mox benzaldehído 2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona 2,3-dihidrobenzofurano salicilato de metilo guaiacol benzenemetanol 2-feniletanol fenol 4-vinilguaiacol 3,4-dimetoxifenol eugenol ácido benzoico ácido bencilacético vainillina acetovainillona 3-metil butanoato de 2-feniletilo metil vainillil éter Total compuestos bencénicos β-citronellol t-geraniol ácido geránico Total terpenos pantolactona 5-butil-dihidro-2(3H)-furanona dihidro-2,5-furandiona Total lactonas ß-damascenona α-ionol 6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxo-α-ionol Total C13-norisoprenoides N-(3-metilbutil)acetamida nd.- no detectado. tr.- trazas. 3,76 29,74 483,02 tr 33,75 112,42 3500,33 23,27 251,52 104,34 2,77 111,76 54,19 1,31 77,08 145,94 42,69 4460,57 4,61 9,66 46,40 60,66 17,25 26,79 26,12 70,16 15,11 7,21 nd 22,32 45,28 7,28 22,28 129,68 2,71 18,21 203,34 7604,75 6,70 414,34 84,38 4,49 103,05 29,09 2,30 64,76 128,29 14,16 8677,86 nd 5,68 30,61 36,29 5,27 6,24 12,59 24,11 25,80 12,40 nd 38,20 49,40 7,74 19,40 837,61 3,08 34,54 240,15 8232,88 36,82 1012,19 192,39 5,40 160,07 83,98 3,29 156,62 296,25 52,53 10507,10 nd 10,83 45,06 55,89 28,09 nd 31,95 60,04 nd nd 14,97 14,97 78,99 Tabla A.II.17. Concentración (mg/L) de los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos y flavan-3-oles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento. Antes Mox t-caft t-cut c-cut t-fert c-fert caf cum fer 77,03 40,96 11,61 6,41 8,75 nd 2,25 0,54 ± ± ± ± ± 2,54 1,02 0,31 0,30 0,01 ± ± 0,11 0,01 gal cat epi gal epi 8,15 16,27 9,15 nc ± ± ± 2,00 1,00 0,14 Fin Mox 65,34 32,17 9,49 6,33 8,83 nd 1,85 0,39 7,57 16,30 9,18 nc C ± ± ± ± ± 1,01 0,95 0,01 0,15 0,18 ± ± 0,02 0,01 ± ± ± 0,33 0,61 0,48 65,41 32,86 9,38 6,33 8,84 nd 1,93 0,35 8,26 15,97 8,92 nc Fin FML M ± ± ± ± ± 0,37 0,18 0,06 0,06 0,04 ± ± 0,02 0,00 ± ± ± 0,02 0,24 0,05 31,92 15,18 4,53 2,93 2,11 20,49 9,36 0,89 9,04 15,27 7,80 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,05 0,05 0,06 0,14 0,09 0,07 0,02 27,23 12,35 3,78 2,17 1,50 15,16 6,58 0,73 ± ± ± 2,25 0,55 0,15 6,01 13,47 7,31 nc 5meses tras FML M ± ± ± ± ± ± ± ± 9,70 4,99 1,62 0,88 0,63 5,27 1,95 0,02 ± ± ± 0,33 0,55 0,25 * 10,13 3,84 1,11 1,45 1,40 29,18 13,70 1,44 10,94 16,10 7,78 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± 0,13 0,12 0,05 0,06 0,42 1,11 0,37 0,20 8,81 3,10 0,92 1,18 1,40 29,89 15,33 1,36 ± ± ± 0,30 0,18 0,01 10,91 14,81 8,75 nc M ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 0,00 0,01 0,01 0,00 0,15 0,05 0,00 ± ± ± 1,19 0,48 1,73 * nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (Mox). Tabla A.II.18. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento. Antes Mox M-3-gal M-3-glcU M-3-glc Q-3-gal Q-3-glcU Q-3-glc K-gal K-glcU K-glc L-glc I-glc S-glc Q K L I S 2,48 3,17 55,94 1,63 8,02 18,32 0,55 0,29 3,60 10,81 2,26 6,36 1,26 0,19 0,19 0,21 0,43 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,11 0,20 0,29 0,09 0,15 0,59 0,01 0,01 0,06 0,78 0,13 0,07 0,09 0,02 0,01 0,03 0,04 Fin Mox 1,72 1,77 48,20 1,55 6,50 18,09 0,57 0,16 3,92 9,82 2,20 6,06 0,76 0,19 0,15 0,18 0,31 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,18 0,05 0,37 0,02 0,37 0,04 0,07 0,02 0,13 0,25 0,05 0,35 0,09 0,00 0,01 0,01 0,00 1,86 1,79 49,69 1,66 6,54 18,13 0,62 0,45 4,10 10,02 2,21 6,30 0,96 0,19 0,16 0,19 0,33 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,16 0,20 0,03 0,08 0,09 0,01 0,01 0,06 0,04 0,02 0,00 0,18 0,00 0,00 0,01 0,01 * * 1,46 1,59 42,29 1,35 5,48 15,52 0,53 0,32 3,33 8,65 1,95 5,62 0,83 0,23 0,16 0,15 0,22 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,08 0,06 1,81 0,05 0,41 0,45 0,01 0,01 0,11 0,17 0,01 0,09 0,13 0,02 0,02 0,02 0,02 1,38 1,29 42,75 1,40 5,03 15,54 0,42 0,20 3,34 8,64 1,89 5,49 0,62 0,16 0,10 0,11 0,21 5meses tras FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,06 0,05 3,51 0,07 0,58 0,91 0,04 0,01 0,20 0,52 0,13 0,41 0,02 0,02 0,01 0,01 0,02 * 1,37 1,37 39,29 1,29 4,75 13,95 0,25 0,22 3,29 7,89 1,77 5,10 1,04 0,21 0,15 0,23 0,29 * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,08 0,03 1,83 0,16 0,02 0,39 0,02 0,02 0,26 0,31 0,08 0,19 0,01 0,01 0,01 0,03 0,04 1,37 1,21 39,19 1,18 4,74 14,47 0,40 0,25 2,86 7,86 1,78 5,05 0,42 0,15 0,08 0,23 0,35 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,10 0,56 0,01 0,24 0,69 0,01 0,01 0,04 0,07 0,01 0,06 0,08 0,02 0,00 0,03 0,03 * * * * Tabla A.II.19. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento. Antes Mox Df-3-glc Cn-glc Pt-3-glc Pn-3-glc Mv-3-glc Df-3-acet-glc Pt-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Mv-3-acet-glc c-Df-3-pcum-glc t-Df-3-glc-pcum t-Cn-3-pcum-glc c-Pt-3-pcum-glc t-Pt-3-pcum-glc c-Pn-3-pcum-glc t-Pn-3-pcum-glc c-Mv-3-pcum-glc t-Mv-3-pcum-glc Mv-3-caf-glc 16,75 7,89 30,12 17,22 172,69 9,42 11,16 8,77 29,74 9,09 15,87 8,35 9,81 18,54 8,96 17,15 14,48 86,22 10,28 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,54 0,35 2,22 1,88 9,34 0,28 0,43 0,20 1,73 0,07 0,12 0,16 0,02 0,02 0,08 0,66 0,33 4,13 0,00 Fin Mox 14,39 7,45 22,73 14,03 125,54 8,41 9,43 7,85 19,91 8,69 12,62 7,32 9,54 13,21 8,60 12,57 12,19 47,57 9,97 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,09 0,02 0,16 0,28 1,72 0,27 0,01 0,06 0,06 0,09 0,49 0,03 0,21 0,00 0,07 0,11 1,37 1,33 0,04 15,03 7,63 24,64 14,77 139,05 8,33 9,65 8,03 21,11 9,14 13,08 7,32 10,34 13,43 9,13 12,49 16,79 48,42 9,98 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,01 0,08 0,01 0,43 0,03 0,06 0,13 0,03 0,15 0,05 0,03 0,45 0,39 0,11 0,25 1,73 1,95 0,05 * * * * * 12,60 7,27 20,55 12,39 107,96 8,10 9,17 7,77 18,85 8,60 12,98 7,33 9,28 13,03 8,51 11,88 9,60 43,73 10,00 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,28 0,05 0,56 0,15 3,28 0,06 0,11 0,02 0,32 0,01 0,13 0,06 0,01 0,12 0,01 0,09 0,82 0,99 0,08 11,15 6,97 16,87 10,61 79,43 7,77 8,61 7,46 14,87 8,65 10,65 6,84 8,93 10,82 8,48 10,42 9,39 27,54 9,47 5meses tras FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,34 0,06 0,80 0,24 3,91 0,03 0,03 0,01 0,27 0,01 0,07 0,04 0,02 0,13 0,06 0,11 0,50 0,95 0,04 * * * * * * * * * * * * * * * * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 11,52 7,01 17,19 11,30 90,11 8,00 8,63 7,50 16,72 8,72 12,08 7,06 9,56 12,15 8,70 11,35 12,69 37,66 9,70 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,01 0,06 0,07 0,31 0,04 0,08 0,01 0,01 0,03 0,03 0,01 0,03 0,04 0,02 0,02 0,19 0,01 0,00 10,66 6,83 15,06 10,02 70,69 7,68 8,44 7,34 14,37 8,75 10,79 6,82 9,47 10,92 8,59 10,25 11,65 27,87 9,47 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,23 0,03 0,30 0,09 1,50 0,03 0,05 0,00 0,07 0,01 0,03 0,01 0,00 0,05 0,01 0,03 0,07 0,26 0,01 * * * * * * * * * * * * * * Tabla A.II.20. Características cromáticas, parámetros relacionados con el color del vino tinto Cencibel control (C) y microoxigenado (M) y familias de polifenoles medidas espectrofotométricamente, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento. Antes Mox Fin Mox Fin FML C L* C* h* a* b* 40,17 60,56 4,70 60,39 4,85 ± ± ± ± ± 0,09 0,03 0,04 0,06 0,12 44,30 53,87 4,76 53,68 4,47 ± ± ± ± ± 0,00 0,04 0,10 0,04 0,08 45,00 54,90 3,20 54,81 3,07 M ± ± ± ± ± IC tonalidad % copigmentación % polimerización 13,93 2,42 41,1 31,1 ± ± ± ± 2,05 0,01 1,3 0,3 12,89 2,82 33,9 44,9 ± ± ± ± 0,00 0,00 1,7 1,8 12,61 2,72 40,8 43,2 ± ± ± ± 0,02 0,00 1,3 1,1 1,71 1602,22 461,06 236,43 660,23 1329,86 ± ± ± ± ± ± 0,19 27,95 9,89 2,27 5,40 24,55 1,55 1542,93 423,74 229,99 538,11 1309,03 ± ± ± ± ± ± 0,08 0,00 3,30 2,27 5,40 34,37 1,54 1578,07 430,74 236,43 578,18 1371,53 ± ± ± ± ± ± 0,03 43,48 9,89 6,82 18,89 14,73 taninos (g/L) fenoles totales DAHC flavonoles antocianos flavan-3-oles C 0,00 0,04 0,04 0,04 0,04 * * * * * * * 51,90 47,06 5,19 46,87 4,26 ± ± ± ± ± 0,00 0,01 0,03 0,01 0,02 10,01 3,10 21,6 46,1 ± ± ± ± 0,00 0,00 1,1 0,7 1,69 1329,93 389,93 202,65 442,70 1031,25 ± ± ± ± ± ± 0,05 40,37 8,24 4,55 10,79 44,19 5meses tras FML M 54,40 ± 43,84 ± 5,39 ± 45,14 ± 4,12 ± C 0,00 0,01 0,08 2,11 0,06 9,16 3,14 20,1 54,0 ± ± ± ± 0,00 0,00 1,0 0,4 1,48 1163,04 357,28 184,96 377,82 800,35 ± ± ± ± ± ± 0,22 15,53 4,95 2,27 5,40 22,10 M 55,70 44,07 6,15 43,82 4,72 ± ± ± ± ± 0,00 0,06 0,06 0,06 0,04 53,25 44,35 6,44 44,07 4,97 ± ± ± ± ± 0,07 0,05 0,01 0,05 0,01 * 8,89 3,19 32,3 51,1 ± ± ± ± 0,01 0,00 0,8 0,2 9,49 3,15 25,6 56,4 ± ± ± ± 0,01 0,00 1,1 1,1 * * 1,18 1156,45 347,95 176,92 385,45 1067,71 ± ± ± ± ± ± 0,04 6,21 8,24 4,55 5,40 22,10 1,12 991,76 314,14 159,23 322,48 1005,21 ± ± ± ± ± ± 0,04 90,06 23,09 11,37 29,68 66,29 * * * IC.- intensidad de color. DAHC.- derivados de ácidos hidroxicinámicos. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). * * * * * * * Tabla A.II.21. Concentración (mg/L) de compuestos antociano-tanino mediados por acetaldehído y piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Cencibel control (C) y microoxigenados (M) de la vendimia 2005, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras cinco meses de almacenamiento. Antes Mox Mv-3-glc-et-fl 1 Mv-3-glc-et-fl 2 Mv-3-glc-et-fl 3 Mv-3-glc-et-fl 4 Vit B-Mv-3-glc Vit B-Mv-3-pcum-glc Mv-3-glc-4vf Mv-3glc-4vg Fin Mox 11,19 12,07 11,79 11,96 ± ± ± ± 0,00 0,07 0,01 0,09 11,38 12,53 12,43 12,19 C ± ± ± ± 2,44 3,45 0,67 0,25 ± ± ± ± 0,42 0,05 0,16 0,06 3,97 1,86 0,45 0,16 ± ± ± ± 0,11 0,01 0,04 0,01 0,06 0,10 0,01 0,00 Fin FML 11,23 12,11 12,17 12,09 M ± ± ± ± 0,01 0,03 0,08 0,05 2,66 1,56 0,49 0,18 ± ± ± ± 0,12 0,12 0,00 0,01 * * 11,33 12,23 12,42 12,22 C ± ± ± ± 0,00 0,01 0,02 0,01 11,55 12,84 13,29 12,64 2,62 1,90 0,63 0,26 ± ± ± ± 0,10 0,17 0,03 0,01 4,69 2,06 0,33 nd 5meses tras FML M ± ± ± ± 0,01 0,06 0,14 0,08 * * ± ± ± 0,02 0,19 0,02 * * * * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 11,22 12,00 12,04 11,62 C ± ± ± ± 0,01 0,00 0,07 0,01 11,34 12,04 12,55 12,13 M ± ± ± ± 0,00 0,03 0,05 0,02 1,18 0,84 0,69 0,36 ± ± ± ± 0,01 0,03 0,00 0,05 2,15 1,35 0,61 0,30 ± ± ± ± 0,02 0,06 0,00 0,01 * * * * * * Tabla A.II.22. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Cencibel control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox) y tras cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML). Antes Mox butanoato de etilo acetato de isoamilo hexanoato de etilo lactato de etilo octanoato de etilo derivado succinato I hexanoato de pentilo 3-hidroxibutirato de etilo 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo 2-hidroxi propanoato de pentilo malonato de dietilo decanoato de etilo succinato de etil metil octanoato de 3-metilbutil succinato de dietilo derivado succinato II succinato de etil propil 4-hidroxi butirato de etilo acetato 2-feniletilo 3-hidroxi octanoato de etilo derivado succinato III malato de dietilo 3-hidroxi dodecanoato de etilo glutarato de etilo hexadecanoato de etilo cinamato de etilo monosuccinato de dietilo octadecanoato de etilo oleato de etilo linoleato de etilo Total ésteres nd.- no detectado. 151,43 1331,43 928,18 2,76 1424,42 14,12 5,20 56,83 10,42 44,90 1,69 310,32 2,69 9,92 384,25 2,23 2,50 909,14 93,96 2,39 1,17 12,08 50,98 15,17 238,98 12,05 nd 164,91 101,87 157,88 6443,88 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 4,58 210,07 145,88 0,15 53,09 1,84 0,57 9,17 0,06 8,19 0,15 36,89 0,25 1,93 109,05 0,08 0,30 107,31 19,69 0,45 0,22 1,61 8,10 0,84 46,04 0,43 ± ± ± ± 29,09 7,28 19,37 23,52 Fin Mox 123,01 825,12 771,16 7,12 1211,43 12,28 6,63 55,17 16,02 48,61 2,25 199,78 2,87 8,93 660,02 2,55 3,16 968,47 78,41 2,42 1,50 75,93 61,42 14,85 160,05 17,84 nd 129,84 114,95 144,66 5726,45 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,36 11,42 1,14 0,41 52,52 0,77 1,26 1,61 0,43 2,97 0,19 1,77 0,33 0,53 1,93 0,08 0,31 37,42 0,91 0,07 0,04 0,28 10,51 0,97 15,71 0,04 ± ± ± ± 6,49 0,73 3,26 138,88 129,55 850,92 800,71 6,95 1276,07 14,11 5,56 58,10 20,57 49,95 2,48 252,18 3,48 12,35 757,69 2,37 2,74 983,65 82,81 3,10 1,65 78,29 44,78 13,63 199,82 18,98 nd 127,66 122,52 142,04 6064,72 5meses tras FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± C 0,63 12,74 15,22 0,02 127,85 0,82 0,40 3,13 2,88 0,86 0,03 43,95 0,57 0,61 11,69 0,48 0,26 0,74 1,40 0,61 0,09 4,77 0,44 0,49 37,91 0,71 ± ± ± ± 4,48 4,37 24,19 282,48 119,53 586,11 608,20 60,84 1295,92 12,97 3,28 57,10 30,02 98,09 2,39 261,46 14,87 11,25 5952,38 17,59 8,73 773,08 56,27 5,11 16,85 122,70 54,20 375,23 136,01 24,67 11311,01 149,82 208,56 169,95 22544,21 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,17 12,59 5,85 2,28 15,23 0,50 0,44 2,29 1,17 3,85 0,22 6,59 0,47 0,25 184,91 0,30 0,08 38,83 0,69 0,97 0,24 2,24 3,81 1,01 20,18 0,15 356,13 13,58 7,86 5,98 585,87 106,22 547,30 595,50 57,15 1325,47 13,61 6,74 57,98 32,40 100,28 2,39 223,87 17,92 8,98 6314,19 21,24 10,04 778,18 54,47 5,56 22,10 119,82 56,81 396,64 108,16 27,33 9898,12 88,24 208,63 136,80 21342,12 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,98 8,60 3,50 0,78 69,27 0,39 0,03 0,18 2,56 0,54 0,05 13,05 0,59 1,65 51,66 0,70 0,10 5,64 1,92 0,28 0,05 1,81 9,29 28,85 21,72 0,13 265,24 6,24 0,02 2,47 307,02 Tabla A.II.22 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Cencibel control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), y tras cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML). Antes Mox Fin Mox C 1-pentanol 4-metil-1-pentanol (Z)-2-penten-1-ol 3-metil-1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 1-octen-3-ol 1-heptanol 6-metil-5-hepten-2-ol 1-octanol 3-metiltio-1-propanol Total alcoholes 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol (E)-2-hexen-1-ol Total alcoholes C6 ácido acético ácido butanoico ácido 3-metil butanoico ácido pentanoico ácido hexanoico ácido (E)-3-hexenoico ácido octanoico ácido decanoico ácido dodecanoico Total ácidos dihidro-ß-ionona 2,3,5-trimetil pirazina 3-etil-2,5-dimetil pirazina tetrametil pirazina 4-metil-5-tiazoletanol 24,10 19,03 4,32 35,07 3,06 4,84 5,28 2,44 9,81 3,48 111,44 170,14 9,69 29,89 5,08 214,80 0,87 4,55 103,83 1,91 521,80 9,25 731,09 335,93 92,52 1801,74 86,65 3,29 31,07 9,09 24,27 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,15 3,62 0,24 6,15 0,49 0,74 4,29 0,47 0,80 0,38 16,26 12,52 0,66 3,81 3,02 5,03 0,54 0,36 19,43 0,38 49,24 0,89 24,11 12,63 9,92 76,12 14,83 0,14 5,00 0,73 2,99 29,30 17,26 6,31 30,10 3,06 3,44 11,94 2,49 10,39 4,30 118,59 246,23 12,03 45,91 12,73 316,90 0,59 5,34 122,88 2,49 517,17 10,68 725,24 273,00 80,78 1738,18 94,29 4,21 29,00 8,09 35,47 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 4,34 2,74 1,14 2,66 0,45 0,27 0,14 0,13 0,28 0,46 11,69 2,63 1,00 0,12 0,26 3,25 0,02 0,39 5,35 0,07 7,32 0,23 7,77 12,00 3,11 30,05 2,26 0,16 0,54 0,10 0,52 M 30,47 ± 19,61 ± 8,79 ± 34,14 ± 4,77 ± 4,58 ± 10,92 ± 3,16 ± 11,08 ± 4,15 ± 131,65 ± 250,23 ± 15,48 ± 49,42 ± 12,97 ± 328,10 ± 0,35 ± 5,38 ± 117,00 ± 1,27 ± 504,54 ± 11,28 ± 710,06 ± 293,71 ± 102,63 ± 1746,22 ± 92,64 ± 6,00 ± 30,92 ± 8,54 ± 42,76 ± 5meses tras FML C 0,72 0,38 0,79 0,77 0,13 0,85 0,00 0,39 0,19 0,03 2,64 0,14 0,51 0,47 0,53 0,59 0,02 0,09 2,98 0,04 9,51 0,65 30,58 3,78 11,20 45,11 11,13 1,24 0,42 0,40 8,47 34,26 18,94 9,24 31,92 3,36 3,28 11,40 4,36 9,32 8,04 134,12 255,23 16,34 46,52 12,12 330,21 0,83 5,31 124,27 2,77 524,30 11,85 856,55 298,41 125,30 1949,59 100,73 7,54 36,34 6,30 99,91 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,94 0,78 0,96 0,57 0,30 0,16 0,51 0,24 0,58 0,27 4,51 6,15 2,00 0,44 0,57 9,16 0,10 0,26 3,17 0,09 18,25 0,26 26,87 6,89 23,31 32,57 12,24 1,36 0,39 0,86 16,07 31,76 16,78 7,98 29,02 2,74 3,25 10,43 4,38 10,02 8,18 124,54 236,79 10,77 43,62 11,07 302,25 0,85 5,46 120,30 2,76 479,36 5,68 772,33 297,11 131,35 1815,20 98,08 7,38 35,73 8,75 37,68 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,67 0,23 0,22 1,33 0,28 0,06 0,86 0,04 0,58 0,09 1,12 0,16 1,72 0,77 0,19 2,84 0,04 0,08 1,05 0,10 1,50 0,30 3,49 3,37 11,40 21,34 6,36 0,36 0,16 0,68 0,96 Tabla A.II.22 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Cencibel control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox) y tras cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML). Antes Mox linalol α-terpineol citronellol nerol trans-geraniol ácido geránico Total terpenos benzaldehído 2-metil-dihidro-3(2H)tiofenona fenil acetato de etilo guaiacol alcohol bencílico 2-feniletanol p-cresol eugenol 4-vinilguaiacol siringol S-dihidroactinidiolide ácido benzoico vainillina vainillato de etilo acetovainillona Total compuestos bencénicos lactona I γ-butirolactona γ-caprolactona 5-butil-dihidro-2(3H)furanona γ-nonalactona pantolactona δ-nonalactona lactona II Total lactonas nd.- no detectado. 4,63 27,18 8,60 16,85 26,19 50,03 133,50 1,61 3,50 12,80 20,68 65,92 6051,24 25,64 10,11 40,16 42,18 63,88 24,64 47,54 250,40 331,14 6991,43 3,22 0,08 2,89 13,91 20,48 8,91 5,67 33,40 88,56 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,85 4,96 1,75 8,60 4,62 5,71 5,62 0,00 0,28 0,05 0,68 6,42 660,43 3,12 0,05 7,44 3,62 6,96 2,68 6,63 14,87 52,24 720,76 0,40 0,00 0,40 2,08 2,38 0,37 0,37 6,31 12,31 Fin Mox 6,40 37,02 8,69 15,04 23,77 57,64 148,56 1,55 3,06 12,77 22,60 72,34 5968,87 18,99 10,10 41,66 46,85 61,94 30,58 57,16 334,84 417,83 7101,13 2,44 0,09 3,87 15,06 19,94 9,27 9,95 82,37 142,99 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,44 1,40 0,52 0,31 2,47 3,44 1,70 0,17 0,09 0,05 3,66 2,33 89,26 0,39 1,07 5,19 0,39 0,60 1,57 3,79 36,28 39,67 169,34 0,30 0,01 0,21 0,08 2,44 0,70 1,19 4,67 9,18 M 7,53 ± 36,57 ± 10,86 ± 18,44 ± 24,54 ± 52,11 ± 150,05 ± 2,88 ± 3,23 ± 13,72 ± 22,38 ± 70,48 ± 5442,73 ± 12,06 ± 12,54 ± 53,10 ± 50,24 ± 58,41 ± 28,11 ± 47,37 ± 343,59 ± 391,82 ± 6552,65 ± 2,04 ± 0,09 ± 3,81 ± 15,49 ± 19,64 ± 10,56 ± 14,30 ± 76,29 ± 142,24 ± 5meses tras FML 1,06 6,48 1,54 0,27 1,87 2,49 2,99 0,56 0,09 0,82 1,11 0,49 38,12 2,31 0,81 2,21 9,62 9,79 4,55 6,00 39,89 30,55 33,48 0,42 0,01 0,01 1,37 1,39 1,41 0,72 0,25 5,57 8,55 51,45 7,70 19,18 19,74 nd 106,62 2,46 3,25 13,27 27,75 81,91 5960,46 21,29 73,04 460,54 85,76 nd 364,58 78,84 158,14 566,21 7897,50 1,76 0,12 4,41 15,14 17,07 10,81 12,11 211,87 273,29 C ± ± ± ± ± 1,33 0,84 0,31 2,05 0,61 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,03 0,45 0,07 0,07 1,13 0,06 186,98 1,71 2,74 1,65 7,93 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,27 4,87 20,88 43,95 233,46 0,17 0,02 0,68 0,19 0,79 1,27 2,30 3,35 0,05 8,36 42,91 8,53 23,43 19,29 nd 102,52 2,75 3,11 12,89 27,77 87,04 5346,70 21,90 86,07 566,74 109,20 nd 374,56 72,60 166,05 556,02 7427,18 1,96 0,16 3,61 14,69 17,65 10,30 12,55 203,23 264,14 M ± ± ± ± ± 0,21 2,98 0,33 1,61 0,36 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,88 0,39 0,00 0,35 4,88 1,23 95,84 0,49 73,63 79,50 18,96 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 24,69 2,36 9,80 30,75 278,02 0,06 0,02 0,57 0,20 1,43 0,60 0,54 15,19 17,01 Tabla A.II.22 continuación. Concentración (mg/L) de compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Cencibel control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2006, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox) y tras cinco meses de almacenamiento tras haber realizado la fermentación maloláctica (FML). Antes Mox acetaldehído acetato de etilo metanol 1-propanol isobutanol 2-metil-1-butanol 3-metil-1-butanol 61,05 111,19 103,38 49,34 29,53 30,11 194,45 ± ± ± ± ± ± ± 5,44 8,17 0,17 6,28 1,12 0,26 2,02 Fin Mox 53,69 78,41 88,77 38,46 26,87 24,78 158,60 C ± ± ± ± ± ± ± 3,01 2,40 3,69 1,67 1,11 0,67 4,40 48,74 80,17 95,20 39,01 26,94 24,97 159,06 5meses tras FML M ± ± ± ± ± ± ± C 3,76 0,73 0,65 2,26 1,43 2,69 10,50 31,70 69,31 90,87 35,47 23,44 22,01 144,60 ± ± ± ± ± ± ± 0,03 2,85 0,29 0,47 0,48 0,04 0,51 40,35 69,31 90,87 35,47 23,44 22,01 144,60 M ± ± ± ± ± ± ± 1,96 2,85 0,29 0,47 0,48 0,04 0,51 Tabla A.II.23. Concentración (mg/L) de los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos y flavan-3-oles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox t-GRP t-caft t-cut c-cut t-fert c-fert caf cum fer 10,84 32,33 5,68 2,46 3,23 2,55 3,71 1,38 0,15 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,11 0,20 0,11 0,06 0,20 0,19 0,04 0,08 0,02 10,53 29,25 5,03 2,23 3,08 1,61 3,75 2,44 0,18 gal cat epi gal epi 3,04 48,32 22,45 nc ± ± ± 0,09 0,88 0,96 2,35 40,23 17,74 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,05 1,89 0,40 0,14 0,26 0,09 0,10 0,17 0,00 11,06 34,29 6,12 2,55 3,26 1,69 3,87 2,44 0,17 ± ± ± 0,00 0,08 0,06 2,04 38,07 16,82 nc Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,94 0,08 0,05 0,37 0,24 0,02 0,14 0,01 ± ± ± 0,21 2,23 1,56 * 11,23 29,89 5,16 2,27 2,60 1,30 3,97 3,21 0,18 2,19 36,99 16,20 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,06 0,21 0,04 0,03 0,19 0,05 0,03 0,02 0,02 11,36 34,31 6,07 2,58 2,77 1,25 4,04 3,77 0,18 ± ± ± 0,01 0,01 0,02 1,67 30,39 14,21 nc Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,97 0,21 0,05 0,13 0,00 0,08 0,51 0,01 ± ± ± 0,01 0,02 0,01 * * * * 13,67 36,22 6,52 2,75 2,76 0,48 4,52 0,56 0,25 1,96 31,15 14,79 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,01 0,56 0,48 0,15 0,01 0,01 0,18 0,01 0,01 17,17 39,24 7,21 2,68 2,74 0,40 4,17 0,44 0,22 ± ± ± 0,03 1,60 0,84 1,24 14,09 9,85 nc nc.- no cuantificable. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). M ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,50 0,68 0,17 0,05 0,08 0,01 0,05 0,03 0,00 ± ± ± 0,10 0,51 0,35 * * * * * Tabla A.II.24. Características cromáticas, parámetros relacionados con el color del vino tinto y familias de polifenoles medidas espectrofotométricamente correspondientes a los vinos de la variedad Merlot, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox L* C* h* a* b* fenoles totales DAHC flavonoles antocianos flavan-3-oles IC tonalidad % copigmentación % polimerización taninos (g/L) Fin Mox Fin FML 58,35 47,95 8,09 47,47 6,76 ± ± ± ± ± 1,20 1,02 1,29 0,86 1,22 52,20 49,53 17,08 47,35 14,54 C ± ± ± ± ± 0,00 0,06 0,02 0,05 0,04 49,25 50,83 15,85 48,90 13,87 M ± ± ± ± ± 998,35 245,35 127,06 364,46 722,22 ± ± ± ± ± 6,21 1,65 2,27 2,70 9,82 954,43 246,51 130,28 311,03 625,00 ± ± ± ± ± 0,00 0,00 2,27 8,10 29,46 967,61 261,67 138,32 305,31 487,85 ± ± ± ± ± 8,77 2,92 20,32 40,75 1,49 ± ± ± ± ± 0,40 0,01 0,89 1,66 0,05 10,71 3,24 10,28 55,34 1,46 ± ± ± ± ± 0,01 0,01 0,54 0,50 0,01 11,68 3,06 8,33 61,35 1,42 ± ± ± ± ± 47,65 50,23 17,66 47,86 15,24 C ± ± ± ± ± 49,69 14,84 9,10 26,99 46,65 954,43 255,84 144,75 299,58 579,86 0,76 0,14 0,70 5,48 0,03 12,23 3,27 6,56 64,87 1,47 1,91 1,24 0,46 1,29 0,06 * Virutas 0,64 0,37 0,06 0,34 0,16 50,45 47,08 12,63 45,94 10,29 M ± ± ± ± ± C ± ± ± ± ± 0,00 0,00 0,00 2,70 44,19 895,14 252,34 138,32 259,51 427,08 ± ± ± ± ± 27,95 8,24 4,55 10,79 24,55 ± ± ± ± ± 0,25 0,01 0,01 0,02 0,01 11,05 3,05 4,58 72,97 1,30 ± ± ± ± ± 0,04 0,01 0,30 0,04 0,00 0,07 0,16 0,05 0,14 0,07 * * * * * * * * * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 42,35 51,90 18,34 49,26 16,33 ± ± ± ± ± 0,78 0,54 0,33 0,42 0,45 42,10 50,35 14,49 48,75 12,60 M ± ± ± ± ± 0,28 0,28 0,11 0,24 0,16 1055,44 272,16 143,14 295,77 571,18 ± ± ± ± ± 6,21 0,00 6,82 8,10 17,19 991,76 265,17 139,93 270,96 524,31 ± ± ± ± ± 3,11 0,00 2,27 0,00 4,91 14,31 3,22 5,59 68,36 1,69 ± ± ± ± ± 0,34 0,01 0,17 0,01 0,10 14,22 2,99 3,78 75,73 1,51 ± ± ± ± ± 0,13 0,01 0,30 0,09 0,12 * * * * * * Tabla A.II.25. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox M-gal M-glcU M-glc Q-glcU K-glc L-glc I-glc S-glc Q K L I S 0,28 0,21 3,30 5,28 0,37 1,83 0,31 3,48 1,97 0,30 0,23 0,50 0,14 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,03 0,24 0,36 0,05 0,00 0,02 0,43 0,63 0,03 0,00 0,05 0,01 Fin Mox 0,19 0,15 1,62 4,01 0,34 1,53 0,09 3,18 2,00 0,34 0,27 0,67 0,14 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,02 0,23 0,30 0,00 0,11 0,00 0,33 0,66 0,04 0,05 0,07 0,01 0,34 0,25 3,05 5,58 0,56 1,91 0,20 3,36 2,15 0,24 0,33 0,64 0,31 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,03 0,02 0,00 0,22 0,01 0,01 0,03 0,04 0,06 0,04 0,07 0,15 * * 0,24 0,20 1,60 4,65 0,46 2,57 0,08 3,51 2,65 0,38 0,52 0,87 0,24 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,04 0,25 0,23 0,06 1,32 0,00 0,12 0,38 0,03 0,04 0,04 0,02 0,29 0,21 2,46 5,04 0,51 1,75 0,11 3,10 1,34 0,14 0,36 0,50 0,20 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,02 0,15 0,05 0,10 0,05 0,00 0,02 0,17 0,00 0,00 0,00 0,01 * * 0,20 0,27 1,23 4,84 0,55 1,66 nd 3,93 1,30 0,16 0,52 0,64 0,29 C ± ± ± ± ± ± 0,00 0,03 0,03 0,01 0,05 0,01 ± ± ± ± ± ± 0,06 0,01 0,01 0,01 0,04 0,02 * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 0,30 0,23 2,01 5,41 0,90 1,70 nd 3,23 0,36 0,09 0,45 0,46 0,28 M ± ± ± ± ± ± 0,02 0,04 0,26 0,42 0,29 0,02 ± ± ± ± ± ± 0,04 0,01 0,00 0,02 0,04 0,00 * * * * Tabla A.II.26. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Df-3-glc Cn-3-glc Pt-3-glc Pn-3-glc Mv-3-glc Df-3-acet-glc Pt-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Mv-3-acet-glc t-Df-3-pcum-glc t-Cn-pcum-glc t-Pt-3-pcum-glc t-Pn-3-pcum-glc c-Mv-3-pcum-glc t-Mv-3-pcum-glc Mv-3-caf-glc 16,41 6,72 21,73 12,25 110,60 11,01 12,59 10,84 43,01 9,54 6,77 9,89 10,64 9,64 22,85 8,99 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,20 0,04 0,04 0,14 1,66 0,02 0,03 0,11 0,55 0,05 0,01 0,05 0,09 0,01 0,03 0,01 Fin Mox 12,15 6,40 14,83 9,15 59,92 8,99 9,50 9,01 24,58 10,13 6,85 8,93 9,67 9,11 14,20 9,18 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,01 0,01 0,45 0,33 0,02 0,88 0,05 0,17 0,01 0,01 0,01 0,03 0,01 0,10 0,00 10,68 6,29 12,86 8,16 44,82 8,45 9,85 8,40 19,92 10,32 6,76 8,78 9,38 9,12 8,80 9,28 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,22 0,05 1,67 0,79 7,08 0,48 0,17 0,55 3,35 0,10 0,12 0,08 0,30 0,01 0,01 0,03 * 10,22 6,35 11,99 8,07 40,29 8,21 9,03 8,15 17,67 9,49 6,75 8,70 9,15 9,07 11,27 9,26 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,00 0,02 0,01 0,02 0,01 0,02 0,00 0,00 0,01 0,01 0,00 0,01 0,00 0,03 0,00 8,02 6,19 8,91 6,83 21,21 7,46 8,07 7,47 11,91 9,29 6,55 8,59 8,83 9,12 9,43 9,27 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,04 0,00 0,00 0,02 0,00 0,03 0,03 0,07 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01 0,00 * * * * * * * * * * * * * * * 9,16 6,30 10,28 7,56 30,92 7,92 8,57 7,72 14,31 9,10 6,61 8,69 9,18 9,52 10,29 9,28 * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1,58 0,09 1,75 0,97 0,82 0,59 0,73 0,56 3,21 0,04 0,17 0,10 0,17 0,01 1,15 0,03 7,62 6,17 8,26 6,76 16,91 7,33 7,73 7,11 10,32 8,65 6,40 8,58 8,65 9,00 9,37 9,06 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,84 0,03 0,94 0,30 1,63 0,21 0,25 0,13 1,56 0,00 0,02 0,02 0,02 0,06 0,45 0,02 * * * Tabla A.II.27. Concentración (mg/L) de compuestos antociano-tanino mediados por acetaldehído identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Mv-vinil-glc Mv-3-glc-et-procn B 1 Mv-3-glc-et-procn B 2 Pt-3-glc-et-flavan-3-ol Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 1 Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 2 Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 3 Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 4 Mv-3-pcum-glc-et-flavan-3-ol 1 Mv-3-pcum-glc-et-flavan-3-ol 2 Mv-3-pcum-glc-et-flavan-3-ol 3 7,23 15,03 15,64 10,96 11,33 11,54 11,74 12,01 13,20 13,20 13,08 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,03 0,06 0,02 0,24 0,17 0,10 0,02 0,01 0,00 0,01 Fin Mox 7,20 15,14 16,05 11,09 11,77 12,37 13,08 13,08 13,49 13,34 13,10 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,01 0,00 0,00 0,01 0,02 0,08 0,01 0,00 0,00 0,00 Fin FML 7,16 15,17 16,10 11,10 11,90 12,65 13,33 13,39 13,61 13,40 13,11 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,04 0,01 0,04 0,00 0,06 0,26 0,14 0,05 0,00 0,00 * * 7,20 15,20 15,88 11,10 11,56 12,48 13,04 12,83 13,76 13,33 13,09 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,01 0,01 0,00 0,01 0,05 0,02 0,00 0,00 0,00 0,01 7,30 15,21 15,75 11,04 11,33 12,31 12,77 12,63 13,62 13,27 13,07 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 0,00 0,01 0,01 0,00 0,03 0,06 0,04 0,01 0,00 0,00 * * * * * * 7,34 15,29 15,70 11,07 11,42 12,25 13,07 12,39 13,89 13,32 13,09 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,05 0,03 0,15 0,03 0,16 0,21 0,14 0,25 0,14 0,06 0,03 7,14 15,07 15,25 10,92 11,14 11,53 11,88 11,56 13,34 13,12 13,03 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,00 0,03 0,01 0,00 0,03 0,03 0,00 0,02 0,01 0,00 * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). Tabla A.II.28. Concentración (mg/L) de piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Merlot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Vit B Pn-3-glc Vit B-Mv-3-glc Vit B Pt-3-acet-glc Vit B-Mv-3-acet-glc Vit B Pn-3-pcum-glc Vit B Mv-3-pcum-glc Vit A Mv-3-acet-glc Pinotina A Mv-3-glc-4vf Mv-3-acet-glc-4vf Mv-3-pcum-glc-4vf 3,62 5,87 0,42 2,52 1,44 1,52 1,00 0,19 1,20 0,54 0,29 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,31 0,01 0,11 0,04 0,08 0,01 0,00 0,04 0,04 0,03 Fin Mox 3,35 10,27 0,58 3,75 0,60 1,80 1,04 0,62 1,20 0,53 0,95 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,38 0,00 0,01 0,01 0,04 0,04 0,01 0,03 0,02 0,05 3,57 11,84 0,65 4,12 0,39 2,02 1,13 1,10 1,17 0,47 0,26 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,35 1,07 0,05 0,21 0,04 0,10 0,13 0,10 0,05 0,06 0,01 * 2,92 6,68 0,42 2,41 0,31 1,20 1,03 1,10 1,41 0,63 0,24 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,17 0,01 0,02 0,00 0,06 0,10 0,02 0,08 0,04 0,02 2,95 5,76 0,38 2,00 0,12 0,95 0,96 1,44 1,10 0,39 1,85 Virutas M ± 0,02 ± 0,07 ± 0,01 ± 0,02 ± 0,01 ± 0,03 ± 0,04 ± 0,02 ± 0,05 ± 0,03 ± 0,05 * * * * * * * * * * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 3,65 4,09 0,21 1,62 0,25 1,22 1,67 2,30 2,18 0,88 3,17 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,29 0,33 0,02 0,09 0,02 0,03 0,07 0,30 0,40 0,12 0,32 1,58 1,99 0,11 0,68 0,09 0,41 0,62 0,79 0,72 0,28 0,12 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,20 0,09 0,02 0,01 0,02 0,03 0,10 0,11 0,02 0,02 0,00 * * * * * * * * * * Tabla A.II.29. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox butanoato de etilo acetato de isoamilo hexanoato de etilo acetato de hexilo lactato de etilo 2-hidroxi-3-metil butanoato de etilo octanoato de etilo derivado succinato I 3-hidroxibutirato de etilo 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo 4-oxobutirato de etilo 2-hidroxi propanoato de pentilo malonato de dietilo decanoato de etilo succinato de etil metilo succinato de dietilo derivado succinato II succinato de etil propil 4-hidroxi butirato de etilo acetato de 2-feniletilo 3-hidroxi octanoato de etilo malato de dietilo derivado succinato III glutarato de etilo cinamato de etilo monosuccinato de dietilo Total ésteres 70,93 262,88 519,33 8,00 1,64 ± ± ± ± ± 0,11 1,18 24,53 0,16 0,07 Fin Mox 71,81 219,39 451,70 8,42 4,18 C ± ± ± ± ± 0,15 1,26 4,12 0,05 0,08 Fin FML 65,16 179,89 453,41 7,64 5,15 M ± ± ± ± ± Virutas C 5,12 12,32 30,35 0,25 0,55 ± 0,94 77,36 193,94 444,08 8,94 13,07 ± ± ± ± ± 11,60 3,66 31,86 1,74 1,53 63,23 155,16 438,74 7,47 13,70 M ± ± ± ± ± 5,41 11,80 36,22 0,70 0,80 ± 0,75 63,86 169,04 376,48 9,32 20,65 8,19 C ± ± ± ± ± 4,72 1,26 27,56 0,71 2,66 61,99 150,99 385,44 7,29 22,05 M ± ± ± ± ± 3,06 3,03 2,61 0,45 0,23 6,71 ± 0,24 8,50 ± 0,30 7,87 9,91 ± 0,41 9,77 ± 2,22 13,70 ± 1,36 1015,69 10,95 68,99 ± 3,17 ± 0,05 ± 3,06 688,36 10,36 61,45 ± 2,60 ± 1,72 ± 2,46 764,10 12,34 65,16 ± 33,76 ± 0,05 ± 1,49 538,41 11,63 67,77 ± 9,83 ± 2,02 ± 4,14 693,71 13,45 69,28 ± 59,63 ± 0,60 ± 1,99 377,03 7,43 66,33 ± 13,12 ± 1,23 ± 2,89 425,12 11,53 70,14 ± 0,64 ± 0,07 ± 0,17 13,58 ± 1,73 14,51 ± 0,71 15,75 ± 1,93 23,53 ± 4,64 20,11 ± 0,54 23,81 ± 1,13 22,03 ± 1,80 1,92 ± 0,02 1,28 ± 0,17 2,12 ± 0,20 6,81 ± 0,96 7,76 ± 1,02 9,52 ± 0,70 7,63 ± 0,16 9,37 ± 0,43 10,73 ± 0,82 11,96 ± 0,76 21,42 ± 0,84 25,42 ± 0,31 30,16 ± 2,40 36,12 ± 0,62 ± 0,16 ± 18,61 2,40 130,76 19,39 ± 0,09 ± 3,10 ± 0,34 2,32 107,14 21,60 ± 0,12 ± 5,27 ± 0,99 3,00 49,52 9,84 ± 0,36 ± 3,71 ± 0,47 2,89 43,63 11,95 ± 0,03 ± 3,55 ± 1,03 3,14 48,96 6,30 ± 0,04 ± 6,95 ± 1,54 3,11 36,29 9,27 ± 0,17 ± 3,20 ± 0,84 2461,18 ± 12,10 2711,22 ± 50,34 4175,92 8,38 12,93 ± 0,50 ± 1,05 7,31 16,02 ± 0,33 ± 3,13 9,17 18,70 2004,12 ± 21,72 1748,96 ± 75,30 73,96 ± 12,01 58,37 ± 7,53 20,72 ± 3,66 17,48 ± 1,75 50,10 22,86 12,86 30,83 ± ± ± ± 51,58 31,84 11,36 26,67 ± ± ± ± 2,00 158,20 nd nd nd nd 2236,17 52,56 ± 203,89 ± 1,27 nd 77,84 nd 7,98 21,60 1039,96 5598,19 nd.- no detectado. ± 7,38 ± 0,52 ± 1,13 ± 53,89 ± 256,77 8015,83 14430,67 8,35 6,00 2,92 1,16 ± 348,72 ± 395,78 7125,28 13596,51 11,39 5,37 0,97 0,03 ± 513,81 ± 677,87 ± 133,83 4426,14 ± 1,87 ± 1,97 7,79 25,07 2094,16 ± 151,3 101,40 ± 10,42 29,79 ± 0,93 74,66 33,86 302,30 58,90 10862,01 19313,05 ± ± ± ± 7,78 3,27 7,38 0,10 ± 476,68 ± 785,73 ± 116,27 4508,00 ± 362,13 1774,91 ± 9,20 1998,09 1758,59 ± 42,51 72,80 ± 2,69 84,97 ± 7,97 79,19 ± 7,85 24,05 ± 3,30 26,32 ± 3,99 26,28 ± 2,48 8745,90 17177,81 ± ± ± ± 8,56 0,58 5,99 0,85 ± 1,35 ± 251,09 76,46 20,96 437,22 53,81 11209,31 19697,66 ± 178,64 ± ± ± ± 4,10 2,83 33,08 6,40 ± 1409,53 ± 2036,06 8,85 24,79 ± 153,78 8,22 18,71 84,04 35,00 316,31 49,39 ± 0,37 ± 2,80 4829,49 ± 0,85 ± 0,95 74,55 18,09 455,10 47,66 9747,43 18411,00 ± 1,82 ± 1,90 ± ± ± ± 2,93 1,08 2,87 0,32 ± 358,36 ± 554,48 Tabla A.II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox 1-pentanol 4-metil-1-pentanol (Z)-2-penten-1-ol 3-metil-1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 2-butoxi-etanol 1-octen-3-ol 1-heptanol 6-metil-5-hepten-2-ol 1-octanol 3-metiltio-1-propanol 5-metil-2-hexanol 2-etil-1-hexanol Total alcoholes 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol (E)-2-hexen-1-ol (Z)-2-hexen-1-ol Total alcoholes C6 ácido acético ácido propanoico ácido isobutírico ácido butanoico ácido 3-metil butanoico ácido hexanoico ácido (E)-3-hexenoico ácido octanoico ácido decanoico Total ácidos Fin Mox 24,42 25,34 4,81 72,54 3,64 3,95 2,14 17,31 2,21 7,19 12,78 2,83 5,33 184,50 470,75 33,73 14,07 10,06 7,46 536,07 0,82 0,42 3,70 4,94 260,72 504,23 34,02 602,86 302,11 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,24 1,53 0,57 1,66 0,25 0,14 0,13 0,62 0,19 0,80 0,56 0,18 0,72 5,90 25,70 1,55 0,77 2,09 0,53 29,10 0,04 0,07 0,03 0,11 16,16 16,63 3,04 20,18 21,54 21,05 25,25 5,28 70,54 3,85 4,03 2,01 16,19 3,00 6,65 12,74 2,40 2,43 175,42 492,20 32,84 14,49 10,38 7,19 557,10 0,97 0,38 3,46 3,80 255,89 486,52 40,31 714,75 301,24 1713,81 ± 77,49 1807,33 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,27 0,30 0,27 0,48 0,01 0,31 0,22 0,48 0,08 0,19 0,36 0,55 0,12 2,83 10,93 0,52 0,19 1,14 0,91 8,18 0,05 0,07 0,10 0,86 2,83 5,17 8,45 0,87 17,33 19,94 24,35 4,12 72,98 6,01 4,15 1,97 17,68 2,60 6,45 11,93 2,45 4,00 178,64 457,44 32,25 15,46 6,06 7,37 518,59 1,11 0,41 3,70 5,30 245,09 503,31 26,01 683,03 305,79 ± 11,43 1773,76 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± C 0,78 0,26 0,14 0,73 0,07 0,17 0,16 0,31 0,29 0,03 1,36 0,09 0,57 1,43 19,91 0,05 1,27 0,89 0,48 22,50 0,10 0,05 0,07 0,98 1,17 10,49 1,52 72,14 46,94 26,62 28,83 5,15 78,34 4,87 3,79 2,24 18,25 3,20 8,42 16,90 2,63 3,53 202,76 583,30 38,20 15,12 13,60 7,04 657,27 1,51 0,35 3,96 4,17 281,38 527,69 32,13 688,23 241,87 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 4,15 1,29 0,56 7,59 1,00 0,74 0,31 0,11 0,64 0,41 0,32 0,48 0,34 10,07 38,05 3,16 0,14 1,79 1,44 38,12 0,18 0,02 0,37 0,64 22,28 17,60 4,90 8,90 3,28 19,98 25,65 4,23 79,70 6,12 4,18 4,33 19,47 3,31 8,78 14,86 3,77 4,50 198,87 509,66 35,52 17,81 8,33 7,86 579,18 0,72 0,39 3,83 3,04 260,65 547,09 26,96 660,60 212,60 ± 131,36 1781,29 ± 33,76 1715,88 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,96 1,69 0,23 2,01 0,24 0,61 0,17 0,35 0,08 0,09 0,64 0,32 0,36 7,18 28,72 2,32 1,85 0,39 0,49 33,77 0,03 0,08 0,08 0,16 5,14 9,26 1,29 11,47 14,18 27,32 27,62 4,51 72,78 4,47 3,60 1,97 16,11 2,83 9,33 9,88 3,00 1,98 185,39 563,85 37,99 16,49 17,60 6,91 642,83 1,72 0,32 4,27 4,57 285,70 492,18 33,01 649,40 198,30 ± 39,07 1669,46 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,11 2,13 0,21 1,82 0,95 0,63 0,28 1,25 0,14 0,22 0,58 0,51 0,33 9,62 40,34 2,75 1,94 2,17 1,18 48,38 0,33 0,07 0,25 0,46 15,66 17,58 12,06 44,52 1,70 24,08 25,69 4,51 77,03 6,37 3,92 2,78 18,78 3,26 9,38 9,51 4,73 3,90 193,94 516,09 36,46 18,85 15,74 7,93 595,08 1,41 0,35 4,31 4,49 272,09 524,71 27,83 672,75 212,77 ± 89,23 1720,70 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,46 0,35 0,51 0,91 0,01 0,06 0,27 0,19 0,25 0,08 1,19 0,14 0,38 2,17 9,38 0,17 0,71 0,60 0,21 8,02 0,18 0,03 0,02 0,52 6,99 16,18 0,88 11,98 2,78 ± 32,92 Tabla A.II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox C benzaldehído 2-metil-dihidro,3(2H)tiofenona fenilacetaldehído salicilato de metilo 2-hidroxi benzoato de etilo guaiacol alcohol bencílico 2-feniletanol fenol p-cresol eugenol ácido siríngico 4-vinilguaiacol siringol siringato de metilo ácido benzoico propenil siringol vainillina vainillato de metilo vainillato de etilo acetovainillona propio vainillona 4-metil-bencenetiol alil siringol 3,4,5-trimetoxi fenol 3,4-dimetoxi fenol zingerona butiro vainillona metil vainillil éter Total bencénicos 2,98 ± 0,64 2,91 ± 0,59 4,06 nd 8,90 ± 0,04 3,68 nd 23,52 ± 0,25 ± 0,63 ± 9,40 ± 10,48 3,49 39,76 173,39 8382,03 ± 864,70 37,29 7,27 nd 22,30 100,23 110,86 nd 51,08 tr 65,25 46,43 110,10 139,46 80,27 58,15 16,05 119,94 33,57 7,31 28,02 46,19 ± 4,60 ± 0,74 9814,40 4,54 49,41 176,98 Fin FML M 3,66 ± 0,26 ± 0,22 ± 0,22 ± 0,08 ± 1,09 2,68 0,55 20,64 ± 0,23 ± 0,10 ± 0,82 2,17 0,64 11,72 ± 0,08 ± 0,04 ± 0,45 2,00 0,27 17,30 ± 0,13 ± 0,03 ± 0,48 ± 0,60 ± 1,85 ± 5,30 5,26 45,36 220,52 ± 0,14 ± 10,32 ± 1,42 5,02 42,91 285,25 ± 1,01 ± 6,14 ± 19,95 5,89 51,82 316,99 ± 0,44 ± 0,66 ± 7,52 ± 719,41 9468,57 ± 242,08 11644,56 ± 3,87 ± 1,39 ± 0,47 ± 0,38 1,24 4,43 2,20 34,67 12,79 10,88 0,35 6,49 7,17 1,06 8,27 10,80 47,47 6,81 nd 26,12 107,04 153,69 nd 66,58 tr 53,12 52,99 144,21 156,95 52,63 58,81 19,10 103,22 30,26 4,68 28,99 39,31 ± 801,88 10929,82 ± 3,25 4,74 42,12 169,99 ± 1,37 ± 6,84 ± 4,67 4,48 39,11 205,59 9711,17 ± 507,11 8192,35 ± 874,86 ± 2,85 ± 1,34 6,27 0,87 6,14 20,04 1,59 10,63 2,63 31,19 6,50 0,59 3,91 9,86 46,74 6,51 nd 12,84 108,55 131,22 nd 70,12 tr 73,42 38,71 121,01 210,09 68,01 58,69 17,43 140,43 34,53 4,87 33,28 42,89 ± 0,55 ± 0,58 3,39 5,02 11,95 4,98 2,99 3,37 0,41 27,16 1,23 1,77 1,02 2,73 38,19 7,28 nd 17,24 123,57 162,66 nd 71,24 tr 80,79 62,94 141,92 192,99 73,88 75,14 23,50 154,55 43,71 6,80 34,55 43,92 11,79 5,89 5,15 29,59 15,82 2,99 1,05 44,54 1,04 2,13 1,26 0,12 26,12 8,84 nd 27,33 119,77 157,09 nd 124,29 tr 45,15 41,96 158,53 262,02 77,90 69,65 34,87 185,83 41,44 4,78 34,47 40,94 ± 911,83 11397,59 ± 535,36 9659,06 ± 931,07 13703,69 ± 3,17 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± nd.- no detectado. tr.- trazas. ± 3,25 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 10,79 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± M ± 0,42 ± 0,34 ± 0,17 ± 5,66 ± 4,56 ± 2,42 ± 3,58 ± 27,44 4,70 4,95 ± 4,82 ± 2,33 ± 2,21 ± 16,92 C 5,10 ± 1,17 ± 0,07 3,05 0,58 11,37 ± 4,23 ± 10,49 ± 17,49 M 3,81 3,62 nd 17,18 ± 1,03 Virutas C 11869,30 ± 4,75 ± 5,76 ± 24,42 ± 25,43 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,68 1,29 0,08 24,45 9,45 1,04 6,27 17,58 3,62 1,35 0,45 1,80 59,08 9,30 73,01 41,45 122,14 153,18 295,37 140,20 17,77 60,91 33,84 167,09 298,91 247,90 71,66 31,41 nd 41,82 2,19 38,11 56,82 ± 204,76 13809,79 ± 6,14 ± 11,58 ± 20,64 ± 6,92 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 1364,18 9602,91 ± 306,26 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,11 0,48 15,69 5,89 1,18 34,95 18,46 1,77 2,38 7,39 4,48 21,11 40,73 60,21 13,17 2,76 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,75 1,07 1,96 4,02 2,04 22,10 89,35 7,23 0,32 2,15 3,63 1,18 6,99 29,44 5,85 0,24 ± ± ± ± 12,04 0,04 4,20 8,82 53,98 9,62 59,72 24,28 123,70 196,74 381,47 70,15 21,50 70,42 35,26 186,27 198,90 160,70 65,63 25,48 nd 35,40 3,77 41,96 51,08 ± ± ± ± 0,68 1,98 1,36 2,14 ± 204,76 11826,15 ± 397,07 Tabla A.II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox linalol α-terpineol β-citronellol nerol trans-geraniol nerolidol ácido geránico óxido linalol 3,7-dimetil-1,7octanediol Total terpenos γ-butirolactona 5-etoxi-dihidro 2(3H)furanona trans-whiskey lactona cis-whiskey lactona 5-butil-dihidro2(3H)-furanona γ-nonalactona pantolactona δ-nonalactona lactona II Total lactonas Fin Mox 6,10 33,49 8,53 22,07 5,33 7,75 29,01 0,98 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,29 2,77 1,21 2,28 0,64 0,21 4,04 0,09 6,91 12,94 7,91 17,55 8,08 15,79 48,96 1,33 11,31 ± 0,71 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± 0,34 0,79 0,20 3,18 0,27 3,03 2,13 0,16 6,73 13,87 7,75 20,55 9,85 14,78 57,34 1,29 33,75 ± 6,77 153,23 0,72 nd 18,87 nd nd nd nd nd nd nd nd nd nd 15,37 124,57 0,19 26,30 18,72 13,59 56,21 115,01 nd.- no detectado. C ± ± ± ± ± ± ± ± ± 11,45 ± 0,01 ± ± ± ± ± 1,24 2,02 1,10 3,09 7,45 20,80 19,69 15,80 127,60 203,48 1,11 2,06 1,01 2,42 0,62 1,25 5,03 0,14 6,65 5,67 10,80 16,79 13,15 18,03 62,98 1,05 26,15 ± 6,63 ± 16,31 ± 0,04 158,31 0,66 ± 1,20 25,34 ± ± ± ± ± 3,67 4,38 3,31 11,32 23,92 22,90 22,10 21,10 116,00 223,47 C ± ± ± ± ± ± ± ± Virutas 0,95 0,29 1,94 2,13 0,81 4,11 8,34 0,02 7,64 10,58 9,59 12,47 12,00 15,44 61,28 1,90 42,46 ± 1,55 ± 0,00 ± 0,12 177,56 0,66 ± 4,72 740,39 ± 3,08 ± ± ± ± ± 0,20 3,01 2,58 8,27 10,15 28,08 24,85 21,85 19,12 146,22 981,17 M ± ± ± ± ± ± ± ± C M ± ± ± ± ± ± ± ± 1,72 1,05 1,72 2,58 0,11 0,04 0,27 0,34 8,07 5,36 9,24 18,17 14,77 11,70 54,23 1,76 ± ± ± ± ± ± ± ± 0,67 0,47 1,36 1,12 0,56 0,23 6,49 0,04 6,92 5,87 8,64 21,71 14,53 13,91 65,95 1,94 31,90 ± 0,46 38,43 ± 3,95 32,86 ± 0,83 ± 11,27 ± 0,02 162,78 0,85 ± 0,95 ± 0,05 161,72 0,78 ± 12,53 ± 0,09 172,32 0,79 ± 10,41 ± 0,12 ± 32,88 682,63 ± 8,73 537,38 ± 3,48 382,90 ± 27,25 nd 45,49 ± 6,59 39,88 ± 0,98 nd 521,29 ± 36,73 533,76 ± 17,77 25,02 ± 0,70 23,80 ± 0,90 ± 5,13 ± ± ± ± ± 2,20 3,32 5,64 12,22 4,35 25,98 24,34 22,80 20,15 148,40 925,15 ± 0,06 ± ± ± ± ± 0,63 1,00 0,00 8,63 0,57 33,53 24,91 27,21 200,64 1416,26 ± ± ± ± ± 1,21 2,35 2,17 14,97 45,55 26,72 24,09 22,84 177,24 1232,04 ± ± ± ± ± 0,66 0,86 0,89 2,78 1,05 0,20 6,06 0,19 5,39 4,00 2,94 0,60 59,95 Tabla .II.29 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox Fin FML C vitispirano β-damascenona 3-hidroxi-β-damascona 3-oxo-α-ionol vomifoliol 3-hidroxi-7,8-dihidro-βionol 6,7-dehidro-7,8-dihidro-3oxo-α-ionol Total C13norisoprenoides ciclohexanona 1-metil ciclohexeno nonanal N-(3-metilbutil)acetamida tr 3,76 36,49 141,93 nc ± 0,52 ± 0,14 ± 15,40 tr 2,89 35,50 182,96 nc 74,08 ± 12,42 45,62 M ± 0,14 ± 2,12 ± 7,92 tr 3,93 26,09 156,00 nc 75,29 ± 11,44 ± 8,43 54,74 301,89 ± 19,77 13,53 7,76 2,38 nd ± 2,98 ± 1,11 ± 0,21 Virutas C ± 1,14 ± 1,84 ± 6,64 tr 3,72 42,92 204,37 nc 62,36 ± 0,46 ± 7,37 39,16 351,39 ± 12,86 14,79 6,75 2,55 nd ± 0,29 ± 0,65 ± 0,54 M ± 0,50 ± 1,14 ± 2,83 tr 4,36 36,95 185,91 nc 97,87 ± 4,91 ± 9,17 24,64 287,55 ± 0,02 373,51 8,05 6,74 3,24 nd ± 0,90 ± 0,01 ± 0,14 17,14 6,69 1,76 8,46 C ± 0,11 ± 2,12 ± 0,11 tr 4,16 65,29 215,40 nc 71,19 ± 4,94 ± 5,03 58,84 ± 2,31 357,25 ± ± ± ± 0,86 0,87 0,10 0,98 8,37 6,52 2,76 4,77 M ± 0,83 ± 0,61 ± 27,22 tr 4,88 69,94 225,43 nc ± 0,37 ± 1,57 ± 22,34 69,11 ± 14,21 71,18 ± 4,29 ± 11,08 85,17 ± 8,36 32,78 ± 4,04 ± 18,36 439,13 ± 48,35 418,93 ± 3,20 17,27 4,79 2,22 nd ± 1,59 ± 0,05 ± 0,49 ± ± ± ± 0,87 0,15 0,06 0,88 8,97 5,89 2,89 9,51 ± ± ± ± nd.- no detectado. nc.- no cuantificable. tr.- trazas Tabla A.II.29 continuación. Concentración (mg/L) de compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Merlot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox C acetaldehído acetato de etilo metanol 1-propanol isobutanol 2-metil-1-butanol 3-metil-1-butanol 23,94 52,42 48,96 21,15 35,57 64,98 213,73 ± ± ± ± ± ± ± 1,16 4,35 0,00 0,58 0,93 1,92 4,34 51,01 49,82 46,37 20,19 35,44 64,79 209,72 ± ± ± ± ± ± ± 2,07 2,48 1,61 0,13 0,89 0,88 3,79 M 71,65 ± 59,72 ± 42,29 ± 21,52 ± 34,34 ± 61,08 ± 206,53 ± Fin FML C 0,22 5,24 1,06 0,41 0,24 1,01 3,42 25,51 63,59 42,58 20,46 34,75 63,87 206,31 ± ± ± ± ± ± ± 1,48 1,50 0,17 1,03 1,23 2,11 8,29 M 38,59 ± 60,19 ± 39,74 ± 21,53 ± 33,92 ± 61,19 ± 206,38 ± Virutas C 2,19 1,38 0,39 0,65 0,91 1,79 5,97 5,31 51,72 40,70 20,80 35,25 64,24 209,09 ± ± ± ± ± ± ± 0,62 0,59 1,37 0,69 1,01 1,13 4,46 5,73 66,78 40,01 22,59 35,66 64,36 216,94 M ± ± ± ± ± ± ± 0,09 1,54 0,37 0,52 0,04 1,90 4,79 0,92 0,63 0,16 0,40 Tabla A.II.30. Concentración (mg/L) de los ácidos hidroxicinámicos y sus ésteres tartáricos y flavan-3-oles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox t-GRP t-caft t-cut c-cut t-fert c-fert caf cum fer 10,57 51,11 13,18 5,53 3,64 2,79 8,38 3,52 0,38 gal cat epi gal epi 17,52 214,42 127,39 nc ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± Fin Mox 0,81 0,76 0,14 0,05 0,07 0,03 0,13 0,06 0,01 10,11 51,05 13,62 5,07 3,06 0,97 8,65 3,51 0,40 0,56 0,13 0,12 17,32 193,64 105,61 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,08 1,83 0,36 0,31 0,27 0,06 0,39 0,16 0,02 11,08 50,89 13,20 5,06 3,15 0,53 8,35 3,15 0,40 0,12 0,79 0,53 16,35 173,41 92,95 nc Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,12 3,37 0,71 0,50 0,15 0,05 0,70 0,33 0,04 1,20 10,91 0,65 * * 10,57 53,72 14,11 5,35 2,76 0,47 9,38 6,24 0,47 17,28 188,39 97,92 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,65 0,07 0,11 0,02 0,01 0,15 0,16 0,01 10,18 52,55 13,64 5,27 2,62 0,43 9,20 6,45 0,47 0,01 0,44 0,01 15,98 177,90 90,22 nc Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,09 0,33 0,26 0,08 0,21 0,02 0,27 0,16 0,01 0,24 0,28 0,32 10,98 56,74 14,93 5,48 2,91 0,48 9,11 6,15 0,50 * * 17,08 171,87 88,23 nc C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,09 0,66 0,32 0,02 0,04 0,06 0,28 0,04 0,02 0,03 0,16 0,13 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 15,58 ± 162,68 ± 81,69 ± nc 10,76 53,77 15,31 4,39 2,68 0,42 7,94 5,90 0,48 nc.- no cuantificable. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 0,01 2,17 0,12 0,70 0,15 0,00 0,31 0,33 0,02 0,18 0,23 0,19 * * * Tabla A.II.31. Concentración (mg/L) de los flavonoles identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox M-gal M-glcU M-glc Q-glcU L-glc S-glc Q K L I S 0,83 1,31 3,01 7,25 1,94 6,38 7,05 0,31 0,88 0,59 0,29 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,05 0,11 0,03 0,22 0,02 0,00 0,22 0,01 0,01 0,01 0,01 Fin Mox 0,77 1,24 1,75 6,04 1,80 6,63 7,33 0,17 1,23 0,86 0,69 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,06 0,00 0,06 0,07 0,24 0,55 0,04 0,01 0,03 0,04 0,70 1,16 1,49 6,40 1,76 6,49 3,14 nc 1,26 0,59 0,77 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,04 0,10 0,16 0,06 0,51 0,50 ± ± ± 0,18 0,03 0,02 * * 0,79 1,43 1,15 7,19 1,74 7,06 7,03 nc 1,36 0,88 0,77 C ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,05 0,01 0,27 0,03 0,12 0,97 ± ± ± 0,08 0,00 0,02 0,74 1,34 0,92 6,30 1,73 6,37 2,93 nc 1,28 0,48 0,56 Virutas M ± 0,02 ± 0,01 ± 0,00 ± 0,52 ± 0,17 ± 0,06 ± 0,14 ± ± ± 0,00 0,04 0,01 * * * * 0,71 1,56 0,69 7,06 1,51 6,75 3,26 nc 1,14 0,56 0,60 C ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,01 0,03 0,14 0,00 0,22 0,15 ± ± ± 0,07 0,02 0,08 0,60 1,35 0,54 6,79 1,32 5,98 1,44 nc 1,07 0,46 1,01 M ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,12 0,02 0,10 0,06 0,28 0,10 ± ± ± 0,06 0,01 0,04 nc.- no cuantificable. * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). * * * * * Tabla A.II.32. Concentración (mg/L) de antocianos nativos de la uva identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Df-3-glc Cn-3-glc Pt-3-glc Pn-3-glc Mv-3-glc Df-3-acet-glc Pt-3-acet-glc Pn-3-acet-glc Mv-3-acet-glc t-Df-3-pcum-glc t-Pt-3-pcum-glc t-Pn-3-pcum-glc c-Mv-3-pcum-glc t-Mv-3-pcum-glc Mv-3-caf-glc 37,08 7,46 37,54 15,85 160,47 17,36 19,38 10,78 67,50 9,34 10,49 10,48 10,09 27,53 9,37 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,18 0,04 0,00 0,03 0,06 0,06 0,03 0,00 0,07 0,01 0,01 0,02 0,00 0,14 0,00 Fin Mox 27,18 6,64 27,91 13,53 114,87 14,11 15,59 9,56 48,20 9,19 9,71 10,02 10,28 19,72 9,17 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,11 0,63 0,24 0,10 1,20 0,09 0,02 0,03 0,46 0,01 0,00 0,05 0,01 0,09 0,00 23,50 6,98 22,5 11,36 88,39 13,11 13,47 9,08 37,97 9,35 9,44 9,93 10,59 15,49 9,12 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,73 0,18 0,47 0,03 1,01 0,39 0,59 0,38 0,64 0,14 0,36 0,39 0,40 0,95 0,04 * * * * * 27,71 6,99 26,06 13,01 102,11 14,05 14,78 9,19 42,42 9,03 9,50 9,94 10,46 17,45 9,14 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,07 0,01 0,06 0,03 0,03 0,02 0,43 0,00 0,00 0,01 0,01 0,05 0,02 0,00 0,00 17,80 6,76 17,90 9,34 62,68 10,94 11,33 8,41 29,42 8,93 8,95 9,60 10,47 13,05 9,03 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,22 0,01 0,02 0,02 0,04 0,00 0,12 0,02 0,05 0,00 0,00 0,01 0,00 0,01 0,00 * * * * * * * * * * * * * * * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 25,27 6,94 24,12 12,19 91,90 13,42 14,27 8,89 38,40 8,98 9,34 9,79 10,63 15,62 9,13 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,86 0,01 0,12 0,01 0,33 0,09 0,18 0,00 0,12 0,02 0,01 0,01 0,06 0,11 0,03 16,02 6,65 16,26 8,85 54,42 10,41 10,85 7,99 25,40 8,86 8,84 9,62 10,67 12,13 9,04 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,39 0,07 0,36 0,09 1,49 0,17 0,03 0,05 0,68 0,03 0,06 0,05 0,20 0,21 0,03 * * * * * * * * * * * Tabla A.II.33. Características cromáticas, parámetros relacionados con el color del vino tinto y familias de polifenoles medidas espectrofotométricamente correspondientes a los vinos de la variedad Petit Verdot, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox C L* C* h* a* b* fenoles totales DAHC flavonoles antocianos flavan-3-oles IC tonalidad % copigmentación % polimerización taninos (g/L) 28,35 60,66 20,58 56,79 21,28 ± ± ± ± ± 0,07 0,13 0,11 0,08 0,09 2873,65 459,89 268,59 767,09 3364,58 ± ± ± ± ± 18,63 4,95 6,82 0,00 54,02 24,29 2,68 21,48 45,94 4,76 ± ± ± ± ± 0,02 0,01 1,75 0,15 0,01 Fin FML M 28,45 59,01 18,89 55,83 19,10 ± ± ± ± ± 0,21 0,15 0,02 0,14 0,02 2726,52 428,41 231,60 631,61 2902,78 ± ± ± ± ± 9,32 0,00 0,00 2,70 39,28 23,09 2,77 19,32 47,75 4,15 ± ± ± ± ± 0,16 0,00 0,04 0,55 0,01 Virutas C 26,65 58,45 22,15 54,13 22,05 ± ± ± ± ± 0,78 1,33 1,22 0,76 1,65 2671,62 440,07 244,47 608,71 2722,22 ± ± ± ± ± 99,38 6,60 9,10 24,29 108,03 24,61 2,88 14,10 54,56 3,94 ± ± ± ± ± 0,29 0,03 0,05 0,79 0,22 * * * M 26,50 56,77 18,38 53,87 17,90 ± ± ± ± ± 0,14 0,22 0,01 0,20 0,08 2792,40 450,56 255,73 650,69 2935,76 ± ± ± ± ± 21,74 8,24 11,37 2,70 120,31 23,85 2,87 16,20 53,54 4,37 ± ± ± ± ± 0,02 0,02 0,27 0,31 0,14 C 25,25 56,35 21,32 52,49 20,49 ± ± ± ± ± 0,07 0,45 0,48 0,25 0,60 * 2695,78 438,90 246,08 583,90 2798,61 ± ± ± ± ± 21,74 4,95 6,82 5,40 49,10 * 24,88 2,96 9,47 59,65 4,20 ± ± ± ± ± 0,18 0,01 0,09 0,34 0,07 * * * * * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). M 25,00 56,32 20,34 52,81 19,58 ± ± ± ± ± 0,14 0,61 1,28 0,13 1,39 24,30 56,73 24,24 51,74 23,29 ± ± ± ± ± 0,14 0,21 0,33 0,06 0,39 * 2715,54 449,40 252,51 599,17 2763,89 ± ± ± ± ± 6,21 3,30 2,27 5,40 9,82 2669,43 448,23 252,51 551,46 2565,97 ± ± ± ± ± 3,11 1,65 2,27 2,70 54,02 * 24,94 2,99 11,98 56,05 4,82 ± ± ± ± ± 0,74 0,06 1,12 0,03 0,02 26,18 3,09 7,57 63,28 4,81 ± ± ± ± ± 0,02 0,01 0,39 0,32 0,01 * * * * Tabla A.II.34. Concentración (mg/L) de compuestos antociano-tanino mediados por acetaldehído identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Mv-vinil-glc Mv-3-glc-et-procn B 1 Mv-3-glc-et-procn B 2 Pt-3-glc-et-flavan-3-ol Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 1 Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 2 Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 3 Mv-3-glc-et-flavan-3-ol 4 Mv-3-acet-glc-et-flavan-3-ol 1 Mv-3-acet-glc-et-flavan-3-ol 2 Mv-3-acet-glc-et-flavan-3-ol 3 Mv-3-acet-glc-et-flavan-3-ol 4 Mv-3-pcum-glc-et-flavan-3-ol 1 Mv-3-pcum-glc-et-flavan-3-ol 2 Mv-3-pcum-glc-et-flavan-3-ol 3 7,97 15,44 17,09 11,67 12,91 14,27 15,62 16,23 12,99 13,24 tr 13,50 14,26 13,81 13,27 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 0,03 0,00 0,02 0,05 0,18 0,01 0,01 0,01 0,00 ± ± ± ± 0,00 0,00 0,00 0,01 Fin Mox 7,73 15,54 17,01 11,76 12,63 14,31 16,58 15,91 12,83 13,54 tr 13,21 14,65 13,94 13,26 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,01 0,00 0,02 0,01 0,01 0,27 0,15 0,05 0,00 0,01 ± ± ± ± 0,05 0,00 0,00 0,00 8,24 16,01 17,49 11,87 12,54 14,57 17,54 16,64 13,07 13,90 tr 13,34 15,05 14,14 13,50 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,22 0,19 0,09 0,23 0,30 0,27 0,11 0,15 0,07 0,08 ± ± ± ± 0,41 0,19 0,15 0,07 * 8,15 15,68 16,65 11,87 12,15 14,03 17,69 15,30 12,54 13,69 tr 13,10 15,12 13,96 13,23 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,00 0,00 0,01 0,01 0,00 0,07 0,63 0,02 0,00 0,00 ± ± ± ± 0,09 0,02 0,01 0,00 8,14 15,72 16,97 11,78 12,15 14,36 17,82 15,12 12,63 13,91 tr 12,74 15,15 13,95 13,38 Virutas ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± M 0,02 0,00 0,03 0,00 0,01 0,16 0,20 0,00 0,01 0,00 ± ± ± ± 0,03 0,00 0,00 0,00 * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). * * * * * * * 8,20 15,64 16,46 11,81 11,99 13,66 16,99 14,35 12,27 13,59 tr 12,54 15,22 13,97 13,22 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,04 0,01 0,03 0,00 0,01 0,11 0,06 0,00 0,02 ± ± ± ± 0,05 0,03 0,15 0,01 8,14 15,64 16,65 11,70 11,97 13,34 17,07 13,98 12,30 13,82 tr 12,55 15,14 13,80 13,37 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,01 0,02 0,03 0,03 0,02 0,32 0,06 0,02 0,03 ± ± ± ± 0,10 0,07 0,04 0,03 * * * Tabla A.II.35. Concentración (mg/L) de piranoantocianos identificados mediante HPLC-MS en los vinos Petit Verdot control (C) y microoxigenados (M), con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Vit B-Mv-3-glc Vit B-Mv-3-acet-glc Vit B-Mv-3-pcum-glc Vit A Mv-3-glc Vit A-3-acet-glc pinotina A Mv-3-glc-4vf Mv-3-acet-glc-4vf Mv-3-pcum-glc-4vf 2,51 2,11 0,60 19,17 9,79 1,83 1,93 1,06 0,72 ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,45 0,01 0,01 0,08 0,41 0,01 0,04 0,01 0,04 Fin Mox 1,49 1,80 0,31 16,42 7,80 2,45 2,07 1,13 0,78 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,02 0,03 0,08 0,53 0,01 0,01 0,01 0,00 1,53 2,12 0,52 30,11 13,53 3,49 2,33 1,47 1,03 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,04 0,29 0,03 0,74 0,63 0,13 0,02 0,06 0,04 * * * * * * 0,66 1,46 0,20 17,04 8,78 3,22 1,98 1,26 0,88 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,02 0,01 0,02 0,04 0,10 0,03 0,03 0,02 0,02 0,57 1,26 0,20 23,79 10,74 3,83 1,81 1,16 1,25 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,05 0,01 0,01 0,11 0,21 0,02 0,02 0,01 0,01 * * * * * * * * Diferencias significativas según el test de “t de Student” con p< 0.05 entre los vinos control (C) y microoxigenados (M). 0,48 1,37 0,18 17,83 9,12 3,74 2,58 1,50 1,07 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,03 0,03 0,02 0,11 0,13 0,01 0,04 0,02 0,00 0,46 1,11 0,18 25,02 12,20 4,30 1,95 1,27 1,54 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,06 0,06 0,04 0,89 0,50 0,35 0,26 0,22 0,15 * * * Tabla A.II.36. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox Fin FML C butanoato de etilo acetato de isoamilo hexanoato de etilo acetato de hexilo lactato de etilo 2-hidroxi-3-metil butanoato de etilo octanoato de etilo derivado succinato I 3-hidroxibutirato de etilo 2-hidroxi-4-metil pentanoato de etilo 2-hidroxi propanoato de pentilo malonato de dietilo decanoato de etilo succinato de etil metilo succinato de dietilo derivado succinato II 4-hidroxi butanoato de metilo succinato de etil propil 4-hidroxi butirato de etilo acetato de 2-feniletilo 3-hidroxi octanoato de etilo malato de dietilo 3-hidroxi dodecanoato de etilo derivado succinato III glutarato de etilo cinamato de etilo monosuccinato de dietilo derivado succinato IV Total ésteres 64,96 650,43 376,01 18,38 4,18 ± ± ± ± ± 0,82 6,99 2,90 3,32 0,26 64,82 625,55 307,42 19,62 8,98 ± ± ± ± ± 1,01 4,31 1,36 0,15 0,37 2,66 ± 0,04 8,54 576,93 24,00 36,76 ± 0,46 ± 5,57 ± 1,55 467,54 20,19 36,20 ± 11,74 ± 0,31 ± 0,95 396,77 18,77 38,03 7,49 ± 0,79 14,05 ± 0,84 14,91 ± 1,85 19,08 ± 0,33 18,80 12,04 2,75 118,50 20,34 257,44 4,42 ± ± ± ± ± 0,06 4,14 0,30 3,53 0,18 2,92 100,48 20,92 1132,37 3,27 17,36 ± 0,15 ± 0,02 65,00 538,62 271,41 18,25 9,31 ± ± ± ± ± 8,58 M ± ± ± ± ± 11,71 168,79 91,86 3,91 0,32 ± 0,91 68,84 620,14 280,23 14,68 23,37 C ± ± ± ± ± 0,59 8,82 11,20 0,37 0,06 Virutas 67,26 591,16 272,44 14,13 27,34 M ± ± ± ± ± 1,75 1,11 3,29 0,23 0,13 63,88 575,83 229,69 12,54 33,16 C ± ± ± ± ± 2,07 8,16 33,04 0,54 2,75 46,48 448,06 218,55 10,20 27,39 M ± ± ± ± ± 9,96 60,03 5,17 0,03 0,42 23,83 ± 2,69 20,18 ± 0,48 29,70 ± 4,26 26,17 ± 0,20 378,08 17,98 37,38 ± ± ± 10,38 2,40 2,31 349,87 20,08 41,12 ± ± ± 8,68 0,61 1,70 307,16 22,47 43,30 ± ± ± 5,73 2,11 1,78 313,43 23,30 45,78 ± ± ± 12,88 0,46 0,29 ± 0,53 38,95 ± 2,99 40,19 ± 4,84 51,92 ± 0,34 50,18 ± 1,05 ± 1,84 40,92 ± 0,00 46,88 ± 1,77 55,37 ± 1,66 62,09 ± 1,60 3,43 49,61 10,07 1585,85 5,38 ± ± ± ± ± 0,07 3,19 0,09 87,20 0,97 3,52 45,07 9,03 1358,47 3,68 ± ± ± ± ± 0,13 0,67 0,92 91,06 0,52 3,61 35,53 8,27 1785,14 6,25 ± ± ± ± ± 0,58 2,73 0,09 24,86 0,29 3,75 34,59 9,87 1466,59 3,13 ± ± ± ± ± 0,22 1,92 0,48 32,62 0,07 8,92 ± 0,74 9,49 ± 0,17 11,05 ± 0,26 9,36 ± 0,13 0,24 ± 135,26 ± 0,54 ± 2,21 0,11 9,14 0,97 2,32 0,12 2,93 63,23 13,66 876,30 2,71 ± ± ± ± ± 0,57 12,58 3,30 120,87 0,64 12,34 ± 0,98 11,36 ± 0,23 2,42 ± 0,20 10,44 ± 0,15 6,60 ± 0,63 12,89 ± 0,89 11,10 ± 0,96 14,23 ± 0,72 14,88 ± 2051,67 ± 37,85 1611,37 ± 24,45 1574,57 ± 19,01 1489,35 ± 45,08 1483,90 ± 88,00 1588,50 ± 72,41 1461,28 ± 46,74 158,21 18,73 126,62 ± 8,61 ± 2,30 ± 4,05 164,30 22,71 77,27 ± 2,62 ± 0,74 ± 3,02 133,63 30,77 115,88 ± 26,72 ± 5,75 ± 17,28 154,76 20,28 136,32 ± ± ± 11,48 4,33 4,61 161,27 24,28 140,84 ± ± ± 14,35 3,10 12,14 126,77 nd 160,18 ± 3,94 ± 0,99 ± 16,72 83,78 nd 167,75 ± 3,55 58,46 ± 2,20 56,91 ± 3,37 47,58 ± 9,32 64,21 ± 1,36 67,93 ± 0,71 65,24 ± 3,33 60,96 ± 1,46 5,75 25,63 17,63 ± 0,87 ± 2,46 ± 0,52 4,29 31,73 24,38 ± 0,20 ± 0,71 ± 1,36 6,57 25,95 21,85 ± 0,50 ± 4,66 ± 3,01 5,81 180,53 37,79 ± ± ± 0,98 12,73 1,26 5,76 200,84 39,12 ± ± ± 0,84 21,32 5,39 6,30 242,21 50,47 ± ± ± 1,12 10,98 2,31 9,39 256,96 47,85 ± ± ± 0,01 11,80 0,26 1334,88 ± 52,01 5998,43 ± 407,52 5199,94 ± 268,49 7506,07 ± 599,40 7124,43 ± 765,26 6942,18 ± 452,69 5884,25 ± 139,76 259,69 ± 29,63 543,80 ± 8,93 444,43 ± 85,57 644,47 ± 72,19 601,66 ± 98,72 581,73 ± 7,60 570,90 ± 36,99 6254,34 ± 67,28 11409,92 ± 414,99 9976,41 ± 415,31 13460,13 ± 841,24 12781,04 ± 1117,21 13052,67 ± 589,77 11356,93 ± 214,16 nd.- no detectado. Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox 1-pentanol 4-metil-1-pentanol (Z) 2-penten-1-ol 3-metil-1-pentanol 3-etoxi-1-propanol 2-butoxi-etanol 1-octen-3-ol 1-heptanol 6-metil-5-hepten-2-ol 1-octanol 2,6-dimetil-5-hepten-1-ol 3-metiltio-1-propanol 5-metil-2-hexanol 2-etil-1-hexanol Total alcoholes 1-hexanol (E)-3-hexen-1-ol (Z)-3-hexen-1-ol (E)-2-hexen-1-ol (Z)-2-hexen-1-ol Total alcoholes C6 ácido acético ácido propanoico ácido isobutírico ácido butanoico ácido 3-metil butanoico ácido hexanoico ácido (E)-3-hexenoico ácido octanoico ácido decanoico Total ácidos Fin Mox 29,29 14,84 7,30 17,37 4,80 6,34 3,55 13,90 4,63 10,91 8,29 4,65 3,06 2,65 131,58 288,28 16,05 36,03 3,77 9,13 353,26 0,77 0,48 3,73 4,14 133,96 358,96 34,28 559,41 238,69 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,70 3,29 0,16 3,29 0,57 0,39 0,78 1,33 1,08 0,30 0,03 0,27 0,65 0,37 6,12 3,31 3,15 2,87 0,57 1,64 7,11 0,11 0,08 0,05 0,13 0,91 6,84 3,37 12,46 9,09 27,17 17,89 6,38 21,59 4,90 5,81 2,61 15,93 10,94 11,95 9,62 7,40 3,71 3,06 148,96 299,79 18,24 39,23 3,10 8,24 368,60 1,33 0,41 3,04 4,68 121,23 385,42 27,66 653,20 292,38 1334,42 ± 25,99 1489,35 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,10 0,37 0,25 0,30 0,02 0,37 0,27 0,09 0,00 0,23 0,02 0,21 0,00 0,25 0,04 0,02 0,42 0,75 0,34 0,29 1,23 0,01 0,02 0,13 0,56 2,76 4,75 0,80 13,41 9,33 ± 30,16 Fin FML M 28,15 ± 16,53 ± 6,36 ± 19,49 ± 4,54 ± 5,11 ± 2,50 ± 15,64 ± 8,51 ± 11,53 ± 8,84 ± 6,13 ± 3,80 ± 3,72 ± 140,85 ± 279,61 ± 17,25 ± 37,27 ± 3,27 ± 7,69 ± 345,08 ± 1,14 ± 0,38 ± 3,22 ± 6,44 ± 124,80 ± 351,83 ± 24,67 ± 586,42 ± 244,01 ± 1342,91 1,83 2,59 0,25 2,81 0,49 0,25 0,25 1,82 1,30 1,49 0,79 0,95 0,30 0,04 12,27 50,42 2,19 6,10 0,12 1,12 59,94 0,03 0,03 0,18 1,47 2,40 52,71 3,87 96,51 29,84 27,88 15,81 5,83 19,35 4,30 5,36 6,47 16,26 15,13 14,32 9,42 10,08 7,70 3,53 161,44 333,80 16,93 43,18 7,59 6,52 408,02 1,08 0,48 3,19 3,78 114,99 397,15 27,20 664,81 186,65 ± 178,86 1399,34 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,44 2,75 0,29 2,88 0,20 0,29 0,96 1,11 1,03 0,13 0,12 1,51 1,02 0,04 10,52 8,14 2,40 2,20 0,80 0,06 4,41 0,16 0,09 0,24 0,50 4,08 13,86 1,75 43,74 20,38 27,50 17,66 6,20 21,85 4,08 5,34 7,31 17,84 15,63 14,31 9,27 6,15 9,38 4,58 167,10 331,35 19,72 46,38 8,48 6,37 412,30 1,22 0,48 3,46 5,37 116,64 400,46 28,02 685,35 192,59 ± 74,83 1433,59 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,42 0,08 0,66 0,51 0,04 0,23 0,86 0,65 0,15 0,86 0,66 0,53 0,11 0,09 3,46 2,70 0,32 1,53 0,03 1,05 1,87 0,14 0,02 0,01 0,27 0,49 21,96 1,73 57,94 15,68 30,61 16,54 6,64 19,90 5,15 5,89 7,41 16,74 15,38 14,21 8,78 7,47 10,36 4,53 169,61 339,66 18,06 49,60 11,07 6,56 424,95 1,23 0,40 3,99 7,40 138,69 411,68 30,35 672,39 146,58 ± 98,18 1412,72 C ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,15 2,76 0,12 2,88 0,31 0,13 0,69 1,12 0,93 0,12 0,16 0,17 0,88 0,32 10,66 11,29 3,30 2,61 1,19 0,85 15,15 0,12 0,02 0,35 0,94 0,12 6,73 0,44 5,60 16,93 ± 5,42 29,11 17,48 6,44 22,52 4,16 5,37 8,08 18,60 15,64 13,56 9,27 4,14 11,81 2,92 169,11 307,26 19,48 48,12 10,90 5,50 391,26 1,35 0,41 3,87 7,19 140,05 415,87 32,66 637,43 120,90 1359,73 M ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,88 0,13 0,30 0,09 0,31 0,08 0,32 0,02 0,03 0,05 0,35 0,24 0,30 0,35 0,50 0,18 0,34 0,06 0,12 0,15 0,25 0,05 0,08 0,06 0,15 3,39 6,89 0,30 8,96 4,51 ± 23,49 Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox Fin FML C benzaldehído 2-metil-dihidro3(2H)tiofenona fenilacetaldehído salicilato de metilo fenil acetato de etilo guaiacol alcohol bencilico 2-feniletanol fenol p-cresol eugenol ácido siríngico 4-vinilguaiacol siringol S-dihidroactinidiolide ácido benzoico propenil siringol ácido fenilacético vainillina vainillato de metilo vainillato de etilo acetovainillona propio vainillona 4-metil-bencenetiol alil siringol 3,4,5-trimetoxi fenol 3,4-dimetoxi fenol zingerona butiro vainillona metil vainillil éter Total bencénicos M Virutas C M C M 5,83 ± 0,84 14,76 ± 0,86 14,16 ± 1,25 16,01 ± 0,67 13,85 ± 0,80 43,27 ± 3,55 42,28 ± 0,14 6,30 ± 0,14 6,73 ± 0,26 4,16 ± 0,51 4,92 ± 0,08 3,51 ± 0,13 3,56 ± 0,23 2,37 ± 0,33 0,97 3,29 nd 15,73 201,24 ± 0,22 ± 0,06 0,48 8,71 nd 27,67 197,47 ± 0,09 ± 0,54 ± ± 0,06 0,03 0,06 1,96 6,66 5,99 ± 24,12 ± 4,08 0,67 14,19 nd 219,43 243,75 ± ± ± ± 0,52 10,39 nd 177,49 229,97 ± 0,04 ± 1,29 ± 2,40 ± 8,55 0,58 10,05 nd 34,19 184,94 ± ± 19,09 7,70 0,66 12,72 30,20 274,20 315,25 ± 90,65 6643,76 ± 1064,15 ± 696,59 7178,60 ± 533,67 7421,06 31,58 18,06 20,93 27,16 147,57 176,71 nd 106,92 nd 30,76 35,52 34,09 248,62 145,38 nd 54,33 16,17 128,51 32,01 nd 30,81 176,01 ± ± ± ± ± ± 4,01 1,84 0,28 5,72 6,49 26,06 ± ± ± ± ± ± 6,98 2,70 3,50 2,00 33,94 45,88 ± 2,192 ± 16,76 ± ± ± ± ± 2,90 3,09 3,99 24,68 22,29 ± ± ± ± ± 5,72 6,98 7,00 64,94 36,89 ± ± ± ± 0,74 1,58 28,04 2,16 ± ± ± ± 17,26 1,02 7,11 4,97 ± ± 0,02 8,14 38,72 20,66 30,51 41,93 232,21 283,70 nd 90,25 tr 38,69 30,24 43,40 304,87 179,28 nd 71,94 9,47 25,25 43,90 nd 57,85 150,93 ± ± 11,71 26,88 57,17 24,32 103,37 87,96 248,90 259,52 nd 122,21 26,38 47,09 66,85 43,04 332,42 206,20 116,86 83,52 18,71 28,22 79,66 nd 69,94 190,53 ± 1180,46 ± 837,64 ± 0,73 ± 3,14 7861,04 ± 96,92 7362,28 20,96 14,21 26,15 53,13 139,17 115,16 188,24 58,73 nd 53,15 43,74 52,60 246,96 181,66 nd 59,93 10,13 162,12 40,94 7,16 46,81 171,22 ± ± ± ± ± ± ± ± 1,10 0,14 0,29 1,95 12,73 9,59 19,96 3,01 ± ± ± ± ± 8,59 4,15 7,96 28,33 43,77 ± ± ± ± ± ± ± 0,73 1,06 91,05 7,66 0,85 6,59 7,36 36,32 18,60 17,92 36,28 187,52 188,32 nd 59,64 nd 88,22 22,16 54,01 290,56 169,35 nd 71,09 11,12 125,76 71,11 nd 48,38 169,08 9786,56 ± 349,56 9283,53 nd.- no detectado. tr.- trazas. ± ± ± ± ± ± 3,42 3,01 1,12 7,63 5,21 18,83 ± 2,22 ± ± ± ± ± 5,86 0,24 1,57 4,26 1,82 ± ± ± ± 7,26 0,06 11,37 6,31 ± 3,54 ± 9,69 ± 101,77 8322,38 7262,14 26,64 23,48 36,33 51,67 200,37 208,97 nd 76,58 tr 32,41 22,58 51,51 278,02 165,90 nd 66,12 12,21 126,20 52,63 nd 35,75 136,02 9304,81 ± ± ± ± ± ± 4,06 1,43 0,47 11,21 2,15 12,01 ± 0,34 ± ± ± ± ± 6,93 4,66 7,45 14,59 12,68 ± ± ± ± 12,65 0,36 18,34 4,13 ± 2,52 ± 1,61 ± 717,25 9367,80 10313,75 ± ± ± ± ± 0,03 2,47 3,86 12,55 11,66 ± 230,84 ± ± ± ± ± ± 4,46 3,56 8,05 14,42 32,74 42,84 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 25,670 3,32 5,09 6,62 8,04 24,66 17,64 2,43 7,22 4,71 0,39 11,46 1,44 16,29 38,75 297,83 322,60 6153,01 ± 4,07 ± 11,31 54,41 26,72 137,07 49,68 271,04 346,75 nd 144,40 21,01 47,60 57,75 43,49 385,39 175,21 116,14 83,00 25,37 37,30 83,07 nd 72,17 198,38 ± 32,32 9250,50 ± ± ± ± ± 0,00 0,70 1,03 10,80 11,67 ± 122,15 ± ± ± ± ± ± 4,33 3,26 23,20 0,10 41,00 10,97 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 13,32 2,50 2,62 2,67 3,33 21,47 3,36 5,01 6,56 3,69 6,32 11,25 ± 4,22 ± 7,91 ± 266,67 Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox Fin Mox Fin FML C linalol hotrienol α-terpineol nerol ß-citronellol trans-geraniol nerolidol ácido geránico óxido de linalol epoxilinalol 3,7-dimetil-1,7-octanediol Total terpenos γ-butirolactona γ-caprolactona 5-etoxi-dihidro-2(3H)furanona trans-whiskey lactona cis-whiskey lactona 5-butil-dihidro-2(3H)-furanona γ-nonalactona pantolactona δ-nonalactona lactona II Total lactonas vitispirano β-damascenona 3-hidroxi-β-damascona 3-oxo-α-ionol vomifoliol 3-hidroxi-7,8-dihidro-β-ionol 2,3-dehidro-4-oxo-β-ionol 6,7-dehidro-7,8-dihidro-3-oxoα-ionol Total C13-norisoprenoides 6,33 2,28 30,51 37,21 tr 8,91 19,78 27,29 3,74 2,88 27,69 166,63 0,23 4,78 3,34 nd nd 25,86 22,19 33,46 19,61 63,31 172,78 tr tr 116,42 198,25 tr 81,72 89,55 70,85 556,78 ± ± ± ± 1,37 0,25 1,05 0,62 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,42 0,05 3,49 0,22 0,15 0,43 4,11 0,03 0,01 0,31 ± ± ± ± ± ± 0,63 2,11 0,02 0,76 0,61 1,62 M ± 8,73 46,49 ± 2,54 48,31 ± 19,82 84,42 ± 0,99 84,65 ± 3,08 563,89 ± 25,44 601,41 ± 28,97 562,26 ± 51,95 655,93 ± 82,27 ± 55,68 ± 10,03 ± 15,52 6,62 3,14 24,72 36,42 tr 9,21 16,02 46,98 4,02 2,94 23,67 173,73 0,22 6,71 8,28 nd nd 21,78 28,75 30,47 13,16 85,49 194,86 tr tr 45,28 375,54 tr 77,04 55,23 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,38 2,75 8,81 0,01 0,33 1,17 2,50 0,01 0,57 0,52 ± ± ± ± ± ± 1,42 0,37 0,24 0,46 4,52 5,82 ± 7,86 ± 5,44 ± ± ± ± 0,07 0,05 5,12 0,52 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,12 1,08 10,67 0,16 0,04 4,91 22,39 0,01 0,38 0,20 ± ± ± ± ± ± 3,91 4,45 6,36 1,98 12,85 4,43 ± ± 9,88 27,72 ± ± 15,71 11,28 9,74 3,23 13,87 36,21 tr 16,82 19,58 67,71 4,94 4,59 25,66 202,35 0,47 7,98 16,76 nd nd 24,32 34,93 33,53 16,06 115,61 249,66 tr tr 66,59 252,22 tr 88,41 70,62 ± ± ± ± 0,77 0,10 0,42 0,30 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,68 2,63 1,29 1,00 0,69 0,08 7,22 0,06 1,06 0,70 ± ± ± ± ± ± 2,44 1,20 0,04 1,22 5,71 10,18 C ± 13,64 ± 13,87 nd.- no detectado. tr.- trazas. 0,72 0,09 0,50 2,71 Virutas M 7,99 2,75 18,63 32,71 tr 9,45 15,71 55,53 4,30 3,23 27,48 177,77 0,27 6,04 6,14 nd nd 26,16 33,02 31,48 17,04 88,07 208,22 nd tr 100,33 238,26 nd 95,23 83,58 ± 5,60 ± 31,29 ± ± ± ± C ± ± ± ± 1,78 0,72 1,51 4,45 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,22 0,17 5,77 0,40 0,41 2,81 15,27 0,06 1,11 0,99 ± ± ± ± ± ± 1,62 3,46 2,03 0,17 10,87 20,30 ± ± 8,03 53,40 ± 19,28 ± 12,34 11,37 3,36 13,95 35,22 tr 16,97 19,98 72,55 7,04 4,38 26,87 211,68 0,34 7,25 10,52 nd nd 25,08 37,39 36,43 17,80 176,71 311,52 tr tr 89,17 284,90 tr 118,79 78,42 ± ± 9,24 14,69 13,76 2,93 12,20 40,26 tr 17,45 24,15 69,96 6,60 6,98 26,76 221,06 0,28 8,07 5,44 21,49 391,47 28,05 42,55 39,04 21,62 196,51 754,52 tr tr 102,02 348,24 tr 117,24 92,03 ± 4,14 ± 15,19 M ± ± ± ± 1,29 0,38 0,68 6,94 ± 24,35 ± 14,86 10,22 3,52 13,49 48,41 tr 12,55 20,98 81,36 9,28 6,34 20,69 226,79 0,14 10,28 8,36 20,19 480,01 21,17 47,25 37,64 19,29 212,05 856,38 nd tr 90,36 358,05 tr 148,83 69,08 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 2,22 1,72 8,23 1,20 1,21 3,37 0,97 0,02 0,17 1,02 0,84 3,01 2,75 5,97 3,23 1,66 10,16 25,13 97,05 ± 2,46 80,43 ± 16,29 756,59 ± 23,21 746,75 ± 65,88 ± 19,36 ± 32,91 ± ± ± ± 0,94 0,04 0,05 2,30 ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± 0,51 2,64 6,42 0,37 0,16 2,10 15,35 0,02 1,10 1,31 1,29 43,40 0,45 0,31 1,69 1,54 0,73 48,27 ± 17,99 ± 15,79 ± 10,91 ± 4,89 Tabla A.II.36 continuación. Concentración (μg/L) de compuestos volátiles formados durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox 1-metil ciclohexeno nonanal (E)-3-metil-2-penteno metil heptadienona 2,6-dimetil-2,4heptadieno 2,6-heptadieno N-3-metilbutil acetamida 2-[(1-metiletil)tio]pentano N-(2-feniletil)acetamida 7,39 2,37 22,57 5,27 1,46 0,09 1,71 0,04 8,79 2,00 26,65 7,25 1,01 ± 0,13 1,32 18,94 ± 0,03 3001,96 nd 609,70 ± ± ± ± Fin Mox C ± ± ± ± Fin FML 0,40 0,05 0,20 0,17 3,69 5,83 25,40 7,01 M ± ± ± ± ± 0,02 0,98 ± 0,36 0,97 3,54 1,14 3,42 5,17 60,81 6,80 0,17 1,42 Virutas 0,42 0,90 1,00 0,28 4,12 4,99 59,23 4,79 M ± ± ± ± ± 0,12 1,41 ± ± 0,91 0,07 0,33 1,54 0,58 5,05 6,55 67,82 3,61 0,01 2,15 C ± ± ± ± 0,30 0,84 0,24 0,02 4,12 6,66 63,49 1,41 ± 0,27 2,34 M ± ± ± ± ± 0,04 17,03 ± 0,74 16,59 ± 0,81 11,20 ± 0,04 6,89 ± 0,01 nd 2824,03 ± 49,83 2586,68 ± 279,69 2827,90 ± 192,80 2851,56 ± 299,38 3076,91 ± 54,48 2696,63 ± 69,27 ± 17,89 nd 859,15 ± 168,52 70,31 974,96 ± ± 5,85 186,80 90,10 739,59 ± 13,94 ± 133,89 86,80 740,14 ± ± 6,62 145,01 99,73 960,01 ± 14,94 ± 119,37 80,21 836,61 ± 6,88 ± 80,01 * Concentración en mg/L Tabla A.II.36 continuación. Concentración (mg/L) de compuestos volátiles formados mayoritariamente durante la fermentación alcohólica de un vino tinto Petit Verdot control (C) y microoxigenado (M) de la vendimia 2007, con sus desviaciones estándar (n=2), en diferentes momentos del proceso: antes y después de la microoxigenación (Mox), tras la fermentación maloláctica (FML) y tras el tratamiento con virutas. Antes Mox acetaldehído acetato de etilo metanol 1-propanol isobutanol 2-metil-1-butanol 3-metil-1-butanol 0,02 0,55 0,27 0,10 104,71 ± 13,03 C ± ± ± ± 14,86 56,61 35,66 20,74 47,23 37,29 133,99 ± ± ± ± ± ± ± 0,57 1,35 4,33 1,21 1,79 1,96 6,69 Fin Mox 11,92 57,36 38,70 23,30 53,45 42,73 153,04 C ± ± ± ± ± ± ± 0,61 1,59 1,59 0,90 2,68 1,90 6,30 11,54 45,79 40,18 24,37 53,43 43,60 156,90 Fin FML M ± ± ± ± ± ± ± 0,78 3,01 2,90 1,12 1,89 1,58 5,91 6,11 63,60 43,49 24,45 55,44 45,05 161,92 C ± ± ± ± ± ± ± 0,23 1,00 1,91 0,65 1,89 1,90 5,52 6,00 54,67 42,70 25,36 56,81 45,37 162,84 Virutas M ± ± ± ± ± ± ± 0,35 6,03 2,72 1,82 3,98 2,44 9,34 4,82 47,97 37,88 24,04 53,04 44,20 157,03 C ± ± ± ± ± ± ± 0,22 5,70 2,07 1,24 3,24 2,49 8,63 5,10 57,70 38,01 23,71 51,75 41,96 150,49 M ± ± ± ± ± ± ± 0,12 3,97 0,66 0,27 0,53 0,43 1,48 CAPÍTULO III. SUSTITUCIÓN DE ANHÍDRIDO SULFUROSO POR LISOZIMA Y TANINOS ENOLÓGICOS Introducción III.1. INTRODUCCIÓN Durante los últimos años, se han llevado a cabo un gran número de investigaciones con el objetivo de desarrollar tecnologías innovadoras para asegurar la seguridad y salubridad en la alimentación humana. En lo que concierne a la enología, el uso del anhídrido sulfuroso durante el proceso tecnológico es una de las principales preocupaciones y objeto de estudio. El anhídrido sulfuroso es normalmente utilizado como modo de preservación en la industria enológica debido a sus numerosas funciones tecnológicas. De hecho, dicho compuesto actúa como antioxidante, protegiendo los polifenoles del vino de procesos tales como la oxidación. Además, el SO2 inhibe las enzimas oxidasas endógenas del mosto y previene el desarrollo de fermentaciones indeseables (tales como el ácido acético o la fermentación maloláctica) (Ribéreau-Gayon y col., 2007). Sin embargo, existe un interés generalizado en la industria enológica de disminuir el uso del anhídrido sulfuroso en el proceso de vinificación, en relación a la dosis de ingestión, debido a su posible efecto tóxico para la salud humana (Taylor y col., 1986; Romano y col., 1993). Desde que ha sido detectado el uso de dicho compuesto como aditivo en una gran diversidad de alimentos, y siendo bien conocida su acumulación en el organismo, la Organización Internacional de la Viña y el vino (OIV) ha fijado límites máximos en vinificación. Numerosas investigaciones han estado encaminadas al desarrollo de protocolos enológicos como alternativas auxiliares de sustitutos de sulfitos, con las funciones anteriormente mencionadas, con el fin de elaborar vinos libres de anhídrido sulfuroso. En particular, desde principios de los años noventa, el uso del lisozima de la clara de huevo ha sido propuesto con el fin de controlar el inicio de la fermentación maloláctica en la vinificación (Amati y col., 194 y 1996; Gerbaux y col., 1997), usado de manera conjunta o reemplazando al anhídrido sulfuroso (Chinnici y col., 1996). El lisozima E.C.3.2.1.17 es una enzima presente en la clara de huevo, y posee una actividad lítica de la pared celular de las bacterias Gram-positivas, por lo que se utiliza con éxito como agente microbiológico en la industria alimentaria, particularmente en la industria quesera (Cunningham y col., 1991; Proctor y col., 1988; Ghitti y col., 1983). Dicha actividad 451 Capítulo III. Sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos lítica está basada en la hidrólisis del enlace 1-4 entre el ácido N-acetilmurámico y Nacetilglucosamina, que constituyen la capa de peptidoglucano de la pared celular bacteriana. Su eficacia fue demostrada en la vinificación de vinos tintos y blancos bajo diversas condiciones (Amati y col., 1996; Delfín y col., 2004). Según dichos autores, cuando el lisozima fue añadido a mostos blancos, fue observado un satisfactorio y eficiente control de la fermentación maloláctica de los respectivos vinos, por lo que podría sugerirse la posibilidad de llevar a cabo la fermentación alcohólica sin el uso del anhídrido sulfuroso. Sin embargo, los estudios realizados en la composición volátil de los vinos libres de SO2 obtenidos mediante la utilización de lisozima, son escasos. Por otro lado, la adición pre-fermentativa de taninos enológicos podría evitar el fenómeno de oxidación de mostos y vinos, probablemente como consecuencia de un doble mecanismo de inhibición de enzimas y capacidad de capturar los radicales libres del oxígeno (Bellachioma y col., 2008). 452 Material y métodos III.2. MATERIAL Y MÉTODOS III.2.1. REACTIVOS QUÍMICOS Y ESTÁNDARES COMERCIALES El diclorometano (Suprasolv) fue adquirido de Merck (Darmstadt, Alemania). Los estándares comerciales fueron suministrados por Aldrich (Milán, Italia), Sigma (St. Louis, MO, USA) y Fluka (Buchs, Suiza). La resina perteneció a la casa comercial de Varian Inc. (Palo Alto, CA, USA). El agua utilizada en Cromatografía de Líquidos fue de grado HPLC. El lisozima fue suministrado por Fordras S.A. (Lugano, Suiza), mientras que el tanino gálico líquido (Excellent Gold White) fue adquirido de Oliver Ogar Italia (Verona, Italia). El anhídrido sulfuroso fue usado como sal de potasio (K2S2O5) (Carlo Erba, Milán, Italia). III.2.2. ELABORACIÓN DE VINOS BLANCOS A ESCALA LABORATORIO Los vinos fueron elaborados a partir de uva blanca de las variedades Trebbiano y Sauvignon blanc, distribuidas equitativamente (50%-50%), llevándose a cabo la fermentación en fermentadores de vidrio de dos litros de capacidad, a escala laboratorio. Con el fin de evitar posibles oxidaciones, dichos fermentadores fueron saturados previamente con N2, además de estar provistos de una válvula Müller, rellena con H2SO4 4 N, la cuál previene la contaminación microbiológica y la entrada de oxígeno al vino. Los mostos fueron inoculados con dos cepas diferentes de la levadura Saccharomyces cerevisiae (cepas 333 y 1042 de la Universidad de Bologna, colección ESAVE), de manera independiente, seleccionadas en base a su baja producción de SO2. La concentración de levadura añadida fue de 1.5 x 106 CFU/mL tras su rehidratación en el mosto. Dichas cepas de levadura (cepas 333 y 1042) fueron elegidas de la colección ESAVE de la Universidad de Bologna (Italia). Fueron definidas cuatro pruebas por triplicado para cada levadura con el objetivo de estudiar el efecto de las siguientes variables (Tabla III.1): a) levadura b) lisozima/SO2 c) tanino 453 Capítulo III. Sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos Tabla III.1. Esquema de fermentaciones llevadas a cabo en los vinos blancos. cepa 333 cepa 1042 A1 B1 C1 D1 A2 B2 C2 D2 lisozima (g/L) 0,25 0,25 - - 0,25 0,25 - - K2S2O5 (mg/L) - - 160 160 - - 160 160 tanino (g/L) - 0,1 - 0,1 - 0,1 - 0,1 Los mostos fueron diariamente agitados para asegurar la homogeneidad durante la fermentación alcohólica del lisozima y el tanino enológico. La fermentación alcohólica fue monitorizada diariamente por pesada de los fermentadores, considerándola terminada cuando la pérdida de peso fue despreciable. III.2.3. ANÁLISIS CONVENCIONALES Las determinaciones de la densidad, acidez total y volátil, extracto seco y SO2 total fueron realizadas de acuerdo con los métodos propuestos por la O.I.V. (1990). La acidez total fue expresada en g/L de ácido tartárico, y la acidez volátil en g/L de ácido acético. El pH fue determinado usando un pH-metro (Mettler, Toledo) y el grado alcohólico de los vinos mediante una unidad de destilación oenoquímica (Gibertini). El índice de polifenoles totales (PFT) fue determinado mediante la lectura directa a una longitud de onda de 280 nm, previa filtración por filtros de teflón (PTFE) de 0,45 µm. Para ello, fue utilizado un espectrofotómetro Uvidec 610 (Jasco, Japón), cuyos resultados fueron expresados en mg/L de equivalentes de ácido gálico. III.2.4. ANÁLISIS DE ÁCIDOS ORGÁNICOS Y LISOZIMA MEDIANTE CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS DE ALTA RESOLUCIÓN (HPLC) Las determinaciones de ácidos orgánicos y lisozima fueron llevadas a cabo mediante el método descrito por Castellari y col. (2000) y Riponi y col. (2007), respectivamente. Así, fue utilizado un Cromatógrafo de Líquidos Jasco (Tokio, Japón) equipado con una bomba binaria (PU 1580), 20 µL de loop y una válvula Rheadyne (Cotati, CA). El sistema poseía un detector de fotodiodos (PU MD 910) y un detector fluorimétrico (FP 2020). La columna utilizada fue una Bio-Rad Aminex HPX 87H (300mm x 7,8 mm) para el análisis de ácidos orgánicos y una 454 Material y métodos Toso Bioscience (Stuttgart, Alemania) TSK gel Phenyl 5PW RP (7.5 cm x 4.6 mm d.i), protegida con una precolumna del mismo relleno, para el análisis del lisozima. III.2.5. ANÁLISIS DE COMPUESTOS CROMATOGRAFÍA DE GASES (FID) VOLÁTILES MEDIANTE Los compuestos con elevada volatilidad y alta concentración (acetaldehído, acetato de etilo, n-propanol, isobutanol y alcohol isoamílico) producidos durante la fermentación alcohólica fueron analizados mediante el método propuesto por A.O.A.C. (2000). El Cromatógrafo de Gases Series 8000 (Fisons) fue utilizado para el análisis mediante inyección directa de 2 μL de una disolución que constó de 9 mL de destilado de vino más 1 mL de n-butanol 1,002 g/L como patrón interno. Dicho cromatógrafo estuvo equipado con un detector de ionización de llama y una columna empaquetada 23% Carbowax 1500 (p/p) de Chromosorb W (170-250 µm de tamaño de partícula) (60-80 mesh), bajo las siguientes condiciones de trabajo: - gas portador: N2 - flujo de trabajo: 3.0 mL/min - temperatura de la columna: 70 ºC (isoterma) - temperatura del detector e inyector: 150 ºC La identificación fue llevada a cabo por comparación de los tiempos de retención con los correspondientes patrones comerciales, así como la cuantificación se llevó a cabo mediante rectas de calibrado de los mismos. III.2.6. ANÁLISIS DE COMPUESTOS VOLÁTILES MEDIANTE CROMATOGRAFÍA DE GASES-ESPECTROMETRÍA DE MASAS (GC-MS) Para el análisis de los compuestos con volatilidad media, fue utilizado el procedimiento de preparación de muestras propuesto por Gerbi y col. (1992). Para su extracción, fueron utilizadas columnas de vidrio de 2 cm de diámetro interno y 20 cm de longitud, provistas en la parte inferior de un grifo que permitió regular el flujo de elucción. Dichas columnas fueron rellenas con 15 gramos de resina hidrófila Extrelut (Merck), en la cuál quedó retenida el agua presente en la muestra, eluyendo los compuestos volátiles con ayuda de un disolvente orgánico. Previamente, se añadieron 3 gramos de Na2SO4 anhidro a las 455 Capítulo III. Sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos columnas, con el fin de eliminar las posibles gotas de agua que pudieran no haber sido retenidas por la resina. 20 mL de vino con 100 μL de 2-octanol 514 ppm empleado como patrón interno, fueron añadidos a la columna y eluidos por gravedad con 40 mL diclorometano. Tras aproximadamente treinta minutos de elucción, fue recogido el extracto, cuya concentración se llevó a cabo en primera instancia en columnas Vigreux a 50ºC y posteriormente con N2 hasta aproximadamente 0.5-1 mL, fracción que se inyectó directamente en el Cromatógrafo de Gases. El análisis de los extractos se llevó a cabo en un Cromatógrafo de Gases Termo Finnigan Trace GC ultra (San José, CA, EE.UU.), equipado con un detector de masas selectivo Termo Finnigan Trace DSQ, un inyector microsellado Merlin y una columna capilar de sílice fundida Stabilwax (Restek, Bellefonte, PA, EE.UU.: 30m, 0,25 mm de diámetro interno y 0,25 µm de espesor de fase), bajo las siguientes condiciones de trabajo: - Helio (con grado de GC) como gas portador a un flujo constante de 1.0 mL/min, 62kPa. - El programa de temperatura de la columna: 40ºC, 3ºC/min hasta alcanzar 100ºC; posteriormente calentamiento a 5ºC/min hasta 240ºC (manteniendo dicha temperatura durante 10 min). - La temperatura de inyección fue de 250ºC. - La inyección de la muestra (1µL) fue llevada a cabo mediante modo splitless. La detección de los compuestos volátiles fue realizada mediante Espectrometría de Masas de impacto electrónico de ión positivo (EI), en el modo “full scan”, empleando una energía de ionización de 70eV y una temperatura en la línea de transferencia de 280ºC. El rango de adquisición de masas fue 30-400 uma y a una velocidad de escaneo de 1 scan s-1. La identificación de los picos se llevó a cabo empleando las librerías NIST 2.0 y Wiley 7.0, mediante comparación de los espectros de masas y confirmación mediante el tiempo de retención de los patrones. La cuantificación tuvo lugar en modo TIC (total ion current) mediante el método de patrón interno. El factor de respuesta de los compuestos volátiles en relación al patrón interno 456 Material y métodos se obtuvo experimentalmente y se aplicó correctamente con el fin de corregir el área del pico de cada analito. Para los compuestos sin estándares comerciales, se emplearon los factores de respuesta de patrones con estructuras químicas similares. III.2.7. ANÁLISIS SENSORIAL DESCRIPTIVO Los vinos blancos fueron catados por un grupo de diez catadores pertenecientes a la Universidad de Bologna, de entre 22 y 35 años de edad, con experiencia previa en el análisis sensorial. Se llevó a cabo el entrenamiento en varias sesiones con pruebas de discriminación y agudeza olfato-gustativa de manera descriptiva. Se realizó un análisis sensorial descriptivo, estableciendo los descriptores aromáticos encontrados en las muestras mediante una selección de los atributos inicialmente definidos por cada catador, con la eliminación de términos no representativos o confusos, así como sinónimos. Los términos elegidos para definir el perfil sensorial fueron: cítrico, floral, afrutado, fruta tropical, plátano y astringencia. La intensidad de cada atributo fue evaluada según una escala no estructurada de 10 cm, en cuyo extremo izquierdo se encontraba el término “intensidad nula” y en el derecho “elevada intensidad”. Para la evaluación de los descriptores fueron utilizados estándar físico-químicos como sustancias de referencia que ayudasen a los catadores a establecer patrones de olores y sabores (Noble y col., 1984, 1987; Ferreira, 2001; González-Viñas y col., 1998). Las sesiones se desarrollaron en una sala de catas normalizada (ISO, 8589-1998) equipada con cabinas individuales y todos aquellos requisitos exigidos, perteneciente a la Universidad de Bologna (Italia). Durante la evaluación formal de los vinos, fueron presentados en copas normalizadas (ISO, 3591-1997), codificados con tres dígitos y cubiertas de un vidrio de reloj hasta su evaluación sensorial. Todos los vinos fueron evaluados por triplicado y conservados hasta su servicio a una temperatura entre 8 y 10ºC. 457 Capítulo III. Sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos III.2.8. ANÁLISIS ESTADÍSTICO Para evaluar la influencia de cada factor testado (cepa de levadura, lisozima, SO2 y tanino), así como sus posibles interacciones, los resultados de compuestos volátiles obtenidos fueron organizados en grupos químicos, los cuáles fueron sometidos al análisis estadístico multivariante usando el paquete estadístico Statistica 6 (StatSoft Italia srl, Italia). De igual forma, el Análisis de Componentes Principales fue utilizado como herramienta para agrupar los diferentes vinos mediante la diferenciación significativa de algunos compuestos volátiles. 458 Resultados y discusión III.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN III.3.1. PARÁMETROS GENERALES DE LOS VINOS La Tabla III.2 muestra los parámetros enológicos de los vinos obtenidos a partir de las diferentes fermentaciones. Todos los vinos tuvieron similares valores de pH, densidad, densidad óptica (D.O.) a 420 nm, índice de polifenoles totales (PFT), grado alcohólico y extracto seco. Tabla III.2. Parámetros enológicos de los vinos fermentados con la cepa 333. cepa 333 mosto SO2 D.O. 420 nm 0,181 PFT (mg/L) 101,36 109 densidad 1,0706 0,9921 pH 3,08 acidez total (g/L) 0,037 3,01 ± 0,001 ± 0,94 ± 0,0002 ± 0,02 lisozima SO2+tanino 0,046 ± 0,001 112 ± 10,98 0,9926 3,05 ± 0,0002 0,042 122 0,9921 ± 0,00 3,03 ± 0,002 ± 4,09 ± 0,0002 ± 0,02 lisozima+tanino 0,052 ± 0,002 5,21 113 ± 0,9924 ± 0,0001 3,04 ± 0,02 5,66 6,09 ± 0,19 5,81 ± 0,05 6,20 ± 0,09 6,00 ± 0,08 acidez volátil (g/L) - 0,24 ± 0,00 0,23 ± 0,02 0,21 ± 0,03 0,21 ± 0,10 grado alcohólico (%) - 10,49 ± 0,08 10,48 ± 0,06 10,67 ± 0,12 10,59 ± 0,08 cxtracto seco (g/L) - 15,97 ± 0,29 17,47 ± 0,58 16,70 ± 0,17 17,33 ± 0,46 SO2 total (mg/L) - 48,00 ± 1,60 0,43 ± 0,18 46,40 ± 1,39 0,75 ± 0,18 acetaldehído (mg/L) - 29,80 ± 0,91 6,49 ± 0,17 28,80 ± 1,24 4,99 ± 0,58 200,77 ± 14,83 2,04 ± 0,22 lisozima (mg/L) ácido málico (g/L) 2,57 2,21 213,53 ± 0,18 2,19 ± 27,77 - ± 0,03 2,32 ± 0,05 Tabla III.2. Parámetros enológicos de los vinos fermentados con la cepa 1042. cepa 1042 SO2 D.O. 420 nm PFT (mg/L) densidad 0,022 114 0,9922 ± 0,003 ± 0,55 ± 0,0001 lisozima 0,066 111 0,9922 ± 0,004 ± 2,48 ± 0,0002 SO2+tanino 0,027 118 0,9927 ± 0,002 ± 2,71 ± 0,0002 lisozima+tanino 0,071 120 0,9922 ± 0,003 ± 2,50 ± 0,0002 pH 2,99 ± 0,00 3,00 ± 0,01 3,00 ± 0,00 3,00 ± 0,00 acidez total(g/L) 7,83 ± 0,04 6,93 ± 0,04 7,85 ± 0,10 7,14 ± 0,22 acidez volátil (g/L) 0,22 ± 0,02 0,16 ± 0,02 0,23 ± 0,02 0,16 ± 0,02 grado alcohólico (%) 11,08 ± 0,28 10,26 ± 0,32 11,14 ± 0,10 10,57 ± 0,48 cxtracto seco (g/L) 18,23 ± 0,60 15,83 ± 0,57 19,63 ± 0,29 16,70 ± 1,01 SO2 total (mg/L) 39,00 ± 1,22 0,75 ± 0,18 40,00 ± 0,46 1,39 ± 0,18 acetaldehído (mg/L) 15,6 ± 2,28 ± 5,08 lisozima (mg/L) ácido málico (g/L) 2,64 ± 0,33 5,04 ± 0,77 23,5 132,04 ± 3,97 - 2,48 ± 0,11 2,87 ± 0,18 5,22 ± 0,50 113,57 ± 1,59 2,61 ± 0,15 459 Capítulo III. Sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos Tras observar los valores de SO2 total en muestras sin adición de sulfitos (0.4-1.3 mg/L), se confirmó que ambas cepas de levaduras eran bajas productoras de SO2. Además, los bajos valores de acidez volátil (0.2 g/L) confirmaron la inexistencia de fermentación acética, responsable del deterioro de la calidad de los vinos. En lo que concierne al ácido málico, los datos obtenidos mediante HPLC, que fueron similares para todos los vinos, confirmaron la ausencia de fermentación maloláctica. III.3.2. CARACTERIZACIÓN DE LOS COMPUESTOS VOLÁTILES DE LOS VINOS III.3.2.1. Alcoholes En la Tabla III.3, se muestra la concentración media de los alcoholes, influida por los tres factores estudiados (levadura, lisozima/SO2 y tanino), junto con las posibles interacciones. Para este grupo de compuestos, como era de esperar, la principal fuente de variación fue la cepa de levadura utilizada: la concentración de alcoholes totales en el mosto fermentado mediante la cepa 1042 fue significativamente superior comparado con las muestras fermentadas con la cepa 333. Esto podría ser debido a las diferencias en las rutas metabólicas entre ambas cepas (Bell y col., 2005). El anhídrido sulfuroso ejerció una influencia significativa en la producción de alcoholes: la cantidad total presente en vinos obtenida a partir de fermentaciones con SO2 fue significativamente superior que la obtenida con lisozima y sin adicción de SO2 (Tabla III.3). A concentraciones menores de 300 mg/L, ciertos alcoholes superiores contribuyen de manera no deseable a la complejidad del flavor de los vinos, mientras que concentraciones sobre 400 mg/L tienen un efecto negativo en la calidad de los mismos (Rapp y col., 1991). En los vinos analizados, la cantidad de alcoholes totales se encontró entre 338-384 mg/L, representando por lo tanto una contribución positiva al aroma del vino. En lo que concierne a los compuestos 3-metil-1-butanol, 3-metiltio-1-propanol, 2feniletanol y 4-hidroxifeniletanol, fueron encontrados en concentraciones superiores en vinos fermentados con SO2, posiblemente como consecuencia del incremento en el consumo de los amino ácidos presentes en el mosto durante la fermentación y promovido por los sulfitos 460 Resultados y discusión (Herraiz y col., 1989; Garde-Cerdán y col., 2007; Margheri y col., 1986; Garde-Cerdán y col., 2007). Los alcoholes pueden ser formados durante la fermentación mediante dos vías diferentes: - un proceso catabólico a partir de derivados α-cetoácidos de amino ácidos (vía de Ehrlich). - un proceso anabólico a partir de derivados α-cetoácidos, los cuáles actúan como intermediarios en el metabolismo de la glucosa (Bell y col., 2005; Hernández-Orte y col., 2006; Nykanen, 1986). En particular, los alcoholes arriba citados son sintetizados a partir de la leucina, metionina, fenilalanina y tirosina respectivamente, y el incremento de dichos amino ácidos en la degradación por las levaduras podría conducir a altos contenidos de sus derivados alcohólicos (Nykanen, 1986). Resultados similares sobre el efecto del SO2 durante la fermentación de los alcoholes fueron obtenidos por otros autores (Herraiz y col., 1989; GardeCerdán y col., 2007; Margheri y col., 1986). La cantidad de otros alcoholes, tales como el n-propanol y 3-etoxi-1-propanol, fue significativamente superior en vinos fermentados sin SO2, tal y como fue publicado por Herraiz y col. (1989) y Margheri y col. (1986). Para este grupo de compuestos, la adición de tanino no mostró un efecto apreciable en su concentración, con excepción del 3-etoxi-1propanol, que sufrió un incremento en su producción. Las interacciones confirmaron que los factores más influyentes durante la fermentación alcohólica de los vinos fueron la cepa de levadura utilizada y la adición de SO2, el cuál podría actuar en la formación de un gran número de alcoholes. 461 Tabla III.3. Concentración (mg/L) de alcoholes en los vinos y la contribución de cada factor en su producción mediante el análisis de regresión múltiple. cepa 333 liso liso+ tan coeficientes de regresión(1) cepa 1042 SO2 SO2 + tan liso liso+tan SO2 SO2 + tan cepa liso A metanol 35,0 ± 2,40 A 35,4 ± 4,70 A n-propanol 11,6 ± 0,19 BC 11,5 ± 0,42 BC 30,5 ± 1,39 A 30,7 ± 0,51 A 50,8 ± 2,54 BC 45,1 ± 1,84 B 40,0 ± 1,73 B 59,0 ± 18,8 C 0,713 6,3 ± 0,19 A 7,55 ± 1,96 AB 12,1 ± 0,63 C 12,5 ± 1,00 C 9,4 ± 0,69 B 12,5 ± 3,73 C 0,502 isobutanol 3-metil-1butanol 1-butanol 4-metil-1pentanol 3-metil-1pentanol 2-metil-3pentanol 1-hexanol 3-etoxi-1propanol cis-3-hexen-1-ol 30,7 ± 1,51 BC 34,9 ± 1,95 C 14,7 ± 2,60 A 12,7 ± 1,03 A 23,8 ± 1,55 B 26,7 ± 1,50 B 21,6 ± 1,77 AB 29,8 ± 6,31 BC 170 ± 7,62 A 172 ± 12,1 A 179 ± 8,89 BC 0,527 -0,400 0,46 ± 0,11 A 7,23 ± 0,98 B 0,896 0,267 2-furanmetanol 3-metiltio-1propanol alcohol bencílico 2-feniletanol 4-hidroxifeniletanol Total alcoholes 144 ± 6,03 A 170 ± 5,64 A 184 ± 18,0 0,78 ± 0,03 A 0,55 ± 0,10 A 0,51 ± 0,06 0,00 ± 0,00 0,01 ± 0,00 AB A 0,01 ± 0,00 0,00 ± 0,00 BC 0,01 ± 0,01 7,79 ± 0,88 AB C 0,01 ± 0,00 208 ± 11,5 B 248 ± 51,2 4,84 ± 2,21 B 4,95 ± 0,96 0,01 ± 0,00 0,440 0,613 0,01 ± 0,00 0,06 ± 0,00 A 0,07 ± 0,00 A 0,08 ± 0,01 AB 0,08 ± 0,02 AB 0,07 ± 0,05 A 0,14 ± 0,01 C 0,13 ± 0,00 BC 0,13 ± 0,01 BC 0,684 0,10 ± 0,00 B 0,06 ± 0,01 AB 0,10 ± 0,06 B 0,12 ± 0,03 B 0,00 ± 0,00 A 0,01 ± 0,00 A 0,01 ± 0,00 A 0,01 ± 0,00 A -0,864 1,22 ± 0,19 AB 0,85 ± 0,06 AB 1,59 ± 0,88 B 0,67 ± 0,06 A 0,80 ± 0,04 AB 0,82 ± 0,04 AB 0,71 ± 0,09 AB 0,65 ± 0,06 A -0,384 1,07 ± 0,13 D 0,74 ± 0,27 C 0,01 ± 0,01 A 0,02 ± 0,01 A 0,05 ± 0,01 B 0,04 ± 0,01 AB 0,03 ± 0,00 A 0,03 ± 0,00 A -0,534 0,568 0,05 ± 0,01 0,05 ± 0,00 0,01 ± 0,00 AB 0,13 ± 0,12 0,02 ± 0,01 AB 0,62 ± 0,01 A 0,04 ± 0,01 18,1 ± 0,96 0,08 ± 0,00 0,01 ± 0,00 A 0,66 ± 0,03 A AB 0,03 ± 0,01 B 19,0 ± 2,31 12,5 ± 0,90 A 256 ± 12,4 A 0,07 ± 0,01 0,03 ± 0,01 B 1,21 ± 0,20 B AB 0,05 ± 0,01 B 35,0 ± 8,07 17,8 ± 3,62 A 41,0 ± 11,0 292 ± 19,1 B 315 ± 22,5 0,06 ± 0,00 0,07 ± 0,00 C 1,20 ± 0,18 B B 0,04 ± 0,00 C 35,1 ± 7,52 C 49,0 ± 8,18 BC 307 ± 17,2 0,07 ± 0,01 0,05 ± 0,01 C 0,63 ± 0,07 A AB 0,04 ± 0,01 C 14,5 ± 1,10 C BC 0,06 ± 0,00 0,13 ± 0,01 D 0,12 ± 0,00 D 0,831 -0,360 0,59 ± 0,06 A 0,91 ± 0,17 AB 1,04 ± 0,03 B 0,219 -0,895 AB 0,03 ± 0,00 AB 0,02 ± 0,00 A 0,02 ± 0,00 A -0,482 A 15,9 ± 1,21 A 17,0 ± 3,09 B 19,1 ± 1,72 B -0,573 -0,594 13,2 ± 4,77 A 21,6 ± 2,06 AB 17,3 ± 13,4 A 21,0 ± 4,58 AB -0,433 -0,558 296 ± 18,9 B 330 ± 17,5 320 ± 24,6 C 397 ± 27,5 D 0,763 -0,628 liso, lisozima; tan, tanino. En la misma fila, diferentes letras denotas diferencias significativas con p < 0.01. (1) coeficientes de regresión estandarizados (valores beta) con p < 0.01 C tan Resultados y discusión III.3.2.2. Ésteres La concentración de ésteres como suma (Tabla III.4) tiende a ser mayor en las muestras fermentadas con la cepa 1042. Dicho resultado, sin embargo, depende enormemente de la producción tan relevante de monosuccinato de dietilo. De manera individual, los ésteres etílicos del hexanoico, octanoico, decanoico y dodecanoico estuvieron significativamente correlacionados con la cepa 333. La influencia de la cepa de levadura utilizada en la producción de ésteres fue también observada por Vila y col. (1998) y Lema y col. (1996). El SO2 no tuvo ninguna relación significativa con la cantidad de ésteres totales, a diferencia de los alcoholes. Sin embargo, considerando los compuestos de manera individual, concentraciones superiores de los ésteres etílicos de ácidos grasos de cadena media (MCFA ésteres etílicos), tales como el hexanoato de etilo, octanoato de etilo y decanoato de etilo, fueron observadas en vinos libres de SO2 obtenidos con la adición de lisozima (Tabla III.4), con valores por encima del umbral de detección, y que por lo tanto contribuyen al carácter afrutado de los vinos (Peinado y col., 2004). Dichos resultados fueron observados por diferentes autores, tales como Herraiz y col. (1989), que evaluaron las diferencias entre los vinos fermentados con y sin adición de anhídrido sulfuroso, concluyendo que, en comparación con las fermentaciones sin adición de SO2, los vinos fermentados con SO2 se caracterizaron por mayores niveles de octanoato de etilo, aunque sin diferencias en las cantidad de hexanoato de etilo. Resultados similares fueron obtenidos por Margheri y col. (1986), donde el decanoato de etilo fue producido en mayor concentración en mostos con SO2 añadido. Sin embargo, otros autores (Shinohara y col., 1981) demostraron que la concentración de ésteres empezó a incrementar sólo tras la adición de cantidades superiores de 100 mg/L de SO2. En relación a este hecho, el efecto de la adición de SO2 en la producción de ésteres parece no ser sistemática y podría depender de diversos factores. De este modo, Nykanen (1986) mostró que la concentración de oxígeno incrementó la producción de MCFA etil ésteres. Moio y col. (2004) asoció el incremento en la concentración de ésteres a la acción combinada de las cantidades superiores de SO2 y la baja disponibilidad del O2, independientemente del tipo de cepa de levadura empleada en la fermentación. 463 Tabla III.4. Concentración (mg/L) de ésteres en los vinos y la contribución de cada factor en su producción mediante el análisis de regresión múltiple. cepa 333 liso liso+ tan acetato de etilo 36,1 ± 3,44 A B coeficientes de regresión(1) cepa 1042 SO2 SO2 + tan liso liso+tan SO2 SO2 + tan cepa 31,6 ± 3,61 A 25,0 ± 3,23 A 29,5 ± 5,13 A 33,1 ± 4,10 A 43,3 ± 5,78 AB 42,2 ± 11,9 AB 55,0 ± 11,3 B 0,608 -0,502 liso tan hexanoato de etilo 0,84 ± 0,06 D 0,76 ± 0,04 CD 0,70 ± 0,07 BC 0,63 ± 0,08 BC 0,75 ± 0,05 C 0,70 ± 0,03 BC 0,54 ± 0,10 AB 0,51 ± 0,03 A acetate de hexilo 0,15 ± 0,04 A 0,11 ± 0,01 A 0,23 ± 0,04 B 0,27 ± 0,03 B 0,24 ± 0,02 B 0,24 ± 0,02 B 0,13 ± 0,02 A 0,14 ± 0,01 A lactato de etilo 1,69 ± 0,20 A B 4,10 ± 3,04 B 1,04 ± 0,32 AB 0,96 ± 0,04 A 1,43 ± 0,14 AB 1,77 ± 0,15 AB 2,31 ± 0,24 AB 2,18 ± 0,03 AB octanoato de etilo 3-hidroxibutanoato de etilo decanoato de etilo 4-hidroxibutanoato de etilo acetato de 2feniletilo dodecanoato de etilo tioacetato de 3hidroxipropilo malato de dietilo hexadecanoato de etilo monosuccinato de dietilo Total ésteres (excepto acetato de etilo) 1,15 ± 0,14 C 1,11 ± 0,01 C 0,79 ± 0,16 B 0,68 ± 0,08 AB 0,69 ± 0,02 AB 0,64 ± 0,11 AB 0,50 ± 0,06 A 0,54 ± 0,04 AB -0,702 0,561 0,25 ± 0,01 D 0,23 ± 0,01 D 0,14 ± 0,01 AB 0,14 ± 0,01 AB 0,19 ± 0,01 C 0,17 ± 0,01 BC 0,12 ± 0,01 A 0,13 ± 0,01 A -0,422 0,809 0,06 ± 0,00 C 0,04 ± 0,00 B 0,04 ± 0,01 B 0,03 ± 0,00 AB 0,02 ± 0,00 A 0,03 ± 0,00 AB 0,01 ± 0,00 A 0,02 ± 0,00 A -0,855 0,231 1,04 ± 0,07 A 1,28 ± 0,17 A 0,65 ± 0,11 A 2,08 ± 0,30 B 0,77 ± 0,32 A 0,77 ± 0,11 A 2,00 ± 0,50 B 0,63 ± 0,03 A 1,65 ± 0,28 D 1,53 ± 0,11 CD 1,03 ± 0,36 BC 2,54 ± 0,17 E 0,48 ± 0,14 A 0,45 ± 0,04 A 0,61 ± 0,12 AB 0,80 ± 0,02 BC -0,826 0,201 0,10 ± 0,02 C 0,12 ± 0,04 C 0,08 ± 0,01 BC 0,11 ± 0,04 C 0,00 ± 0,01 A 0,01 ± 0,00 A 0,02 ± 0,01 AB 0,03 ± 0,01 AB -0,870 0,206 0,00 ± 0,00 A 0,00 ± 0,00 A 32,1 ± 2,98 C 37,0 ± 3,07 C 0,00 ± 0,00 A 0,00 ± 0,00 A 12,6 ± 1,01 B 14,4 ± 0,99 B -0,340 -0,847 0,07 ± 0,02 A 0,07 ± 0,03 A 0,05 ± 0,01 A 0,06 ± 0,03 A 0,06 ± 0,02 A 0,07 ± 0,01 A 0,12 ± 0,05 AB 0,19 ± 0,03 C 0,486 -0,383 0,01 ± 0,01 A 0,01 ± 0,01 A 0,01 ± 0,01 A 0,09 ± 0,06 C 0,00 ± 0,00 A 0,00 ± 0,00 A 0,01 ± 0,00 A 0,03 ± 0,00 AB 8,80 ± 1,20 A 9,73 ± 2,29 A 8,81 ± 3,18 A 13,5 ± 0,85 B 13,4 ± 6,55 AB 16,0 ± 2,50 C 9,80 ± 5,56 A 16,6 ± 4,05 C 0,488 0,426 15,8 ± 2,05 A 19,1 ± 5,76 B 13,6 ± 4,31 A 21,1 ± 1,71 C 18,0 ± 7,31 B 20,9 ± 3,01 C 16,2 ± 6,70 AB 21,5 ± 4,30 C 0,376 0,439 Liso.- lisozima; tan.- tanino. En la misma fila, diferentes letras denotas diferencias significativas con p < 0.01 (1) coeficientes de regresión estandarizados (valores beta) con p < 0.01 0,725 0,277 -0,488 0,377 Resultados y discusión Tomando en consideración los resultados obtenidos por Herraiz-Tomico (1990), en vinos fermentados sin SO2, el hexanoato de etilo estuvo presente en una elevada concentración. Bardi y col. (1998) postularon que durante la fermentación alcohólica, los ácidos grasos insaturados podrían ser sintetizados mediante oxidación de los ácidos grasos saturados libres, fomentado por la presencia de oxígeno libre. Si hubiera carencia de éste, el proceso de síntesis se pararía, con la correspondiente acumulación de acil-CoA. Bajo dichas condiciones, para recuperar la coenzima A libre, las levaduras promueven la formación de ésteres y el vino obtenido es más rico en los ésteres con grupo acil (Moio y col., 2004; Herraiz-Tomico, 1990; Bardi y col., 1998). En las muestras, la cantidad de SO2 añadido (80 mg/L) fue insuficiente para reducir de un modo significativo la disponibilidad del oxígeno libre durante la fermentación alcohólica. Por otro lado, los datos mostraron que el tanino, especialmente en presencia de SO2, incrementó la concentración de los ésteres etílicos C12-C16 (Tabla III.4), gracias al rápido descenso del oxígeno debido a la capacidad del tanino de capturar radicales libres que derivan del oxígeno molecular (Bosso y col., 2001). Por tanto, la capacidad antioxidante del tanino es por tanto superior a la del SO2. En lo que concierne a los acetatos, pudo observarse una influencia positiva de la cepa 1042 en el acetato de etilo, a diferencia del acetato de 2-feniletilo, que tuvo una concentración superior en vinos elaborados con la cepa 333. Estos datos están en concordancia con los obtenidos por Daudt y col. (1973), sobre el uso de diferentes cepas de levaduras en la producción de acetatos. III.3.2.3. Ácidos Las cantidades totales de ácidos (Tabla III.5) siguieron la misma tendencia que los correspondientes ésteres etílicos de ácidos grasos como consecuencia de sus rutas biosintéticas comunes que consiguen la producción de ácidos grasos insaturados de cadena larga (Soumalainen y col., 1979). En particular, los MCFA (ácidos octanoico, decanoico, dodecanoico y tetradecanoico) estuvieron directamente correlacionados para la cepa 333. Además, los ácidos hexanoico, octanoico y decanoico se encontraron influenciados positivamente por la presencia de lisozima. Por otro lado, la cepa 1042 estuvo relacionada con las cantidades superiores de ácido acético, butanoico e isovalérico. Para este grupo de 465 Tabla III.5. Concentración (mg/L) de ácidos en los vinos y la contribución de cada factor en su producción mediante el análisis de regresión múltiple. cepa 333 liso liso+ tan coeficientes de regresión(1) cepa 1042 SO2 + tan SO2 liso liso+tan SO2 SO2 + tan cepa liso ácido acético 3,07 ± 0,40 AB 3,99 ± 0,18 AB 1,85 ± 0,91 A 1,97 ± 0,12 A 3,92 ± 0,72 AB 6,06 ± 2,91 B 10,6 ± 1,30 C 10,5 ± 0,83 C ácido propanoico 0,64 ± 0,09 AB 0,98 ± 0,59 BC 0,31 ± 0,06 A 0,63 ± 0,26 AB 2,20 ± 0,77 C 0,49 ± 0,13 A 0,61 ± 0,22 AB 1,76 ± 0,67 BC ácido isobutírico 1,71 ± 0,17 C 2,30 ± 0,31 D 0,80 ± 0,25 AB 0,32 ± 0,20 A 1,05 ± 0,22 BC 1,35 ± 0,07 BC 1,57 ± 0,09 BC 1,27 ± 0,07 BC ácido butanoico 0,38 ± 0,04 AB 0,61 ± 0,04 B 0,32 ± 0,08 A 0,54 ± 0,11 AB 0,58 ± 0,03 AB 0,62 ± 0,09 B 0,63 ± 0,10 B 0,53 ± 0,20 AB 0,398 ácido isovalérico 0,33 ± 0,05 A 0,51 ± 0,19 A 0,82 ± 0,39 AB 0,75 ± 0,04 AB 0,77 ± 0,08 AB 1,20 ± 0,10 B 1,05 ± 0,10 B 1,10 ± 0,18 B 0,652 ácido hexanoico 4,52 ± 0,37 C 4,11 ± 0,41 BC 2,89 ± 0,34 A 2,75 ± 0,34 A 4,61 ± 1,27 C 3,80 ± 0,27 BC 2,07 ± 0,42 A 2,30 ± 0,15 A ácido octanoico 8,44 ± 0,60 C 8,57 ± 0,92 C 5,52 ± 0,60 AB 5,96 ± 0,26 AB 7,27 ± 3,25 B 6,06 ± 0,24 AB 2,97 ± 1,14 A 4,26 ± 0,31 AB -0,506 0,691 ácido decanoico 3,25 ± 0,33 B 3,67 ± 0,61 B 2,09 ± 0,75 AB 2,52 ± 0,42 AB 2,06 ± 1,06 AB 1,67 ± 0,16 AB 0,90 ± 0,45 A 1,35 ± 0,19 A -0,661 0,396 ácido dodecanoico 0,23 ± 0,06 AB 0,29 ± 0,10 B 0,18 ± 0,07 AB 0,20 ± 0,06 AB 0,13 ± 0,04 AB 0,11 ± 0,04 AB 0,10 ± 0,08 A 0,14 ± 0,05 A -0,480 ácido tetradecanoico 0,03 ± 0,01 ácido hexadecanoico 1,07 ± 0,89 C 0,96 ± 0,89 C 0,77 ± 0,66 B 0,63 ± 0,34 AB 0,35 ± 0,07 A 0,47 ± 0,12 A 0,36 ± 0,30 A 0,63 ± 0,29 AB Total ácidos 23,7 ± 3,01 B 26,1 ± 4,26 B 15,6 ± 4,15 A 16,3 ± 2,17 A 23,0 ± 7,50 B 21,9 ± 4,14 B 21,0 ± 4,22 B 22,6 ± 2,97 AB 0,04 ± 0,03 0,02 ± 0,02 0,03 ± 0,01 0,01 ± 0,00 0,02 ± 0,01 Liso.- lisozima; tan.- tanino. En la misma fila, diferentes letras denotas diferencias significativas con p < 0.01 (1) coeficientes de regresión estandarizados (valores beta) con p < 0.01 0,01 ± 0,01 0,02 ± 0,01 tan 0,668 0,544 -0,328 0,870 -0,518 0,358 -0,268 Resultados y discusión compuestos, la adición de tanino no tuvo ninguna influencia significativa. Los ácidos grasos contribuyen al flavor fresco del vino, aunque su exceso puede provocar defectos en el aroma, y modificar la percepción de otras sensaciones gustativas (Ribéreau-Gayon y col., 2007). La concentración total de ácidos grasos en los vinos objeto de estudio se situó sobre 15-25 mg/L, cuyo valor no afectó de manera perjudicial al aroma del vino (Miranda-López y col., 1992). Para intentar profundizar en los componentes volátiles que principalmente contribuyeron a caracterizar el vino final, se llevó a cabo el Análisis de Componentes Principales (Figura III.1). 2.5 D1 D1 2.0 D1 C1 CP-2Root (21,8 %) 2 (21.8%) 1.5 1.0 6 10 7 9 C1 C1 0.5 0.0 D2 D2 5 11 3 C2 D2 C2 C2 B2 B2B2 -0.5 2 A2 A2 B1 4 12 1 A2 8 B1 B1 A1A1 A1 -1.0 -2.0 -1.5 -1.0 -0.5 0.0 0.5 1.0 Root 1(31,2 (31.2%) CP-1 %) Figura III.1. Representación en el espacio de los dos componentes principales correspondientes a los compuestos volátiles de los vinos estudiados. Las siglas correspondientes a los diferentes vinos por triplicado (representados mediante rombos) están representadas en la Tabla III.1. Los triángulos representan las variables significativamente diferentes: 1, hexanoato de etilo; 2, octanoato de etilo, 3, ácido acético; 4, 3-hidroxibutanoato de etilo; 5, 2-furanmetanol; 6, 3-metiltio-1-propanol; 7, 3-etiltio1-propanol; 8, ácido hexanoico; 9, 2-feniletanol; 10, tioacetato de 3-hidroxipropilo; 11, malato de dietilo; 12, ácido octanoico. Tres grupos fueron claramente diferenciados en el espacio, formados por los dos primeros componentes principales (53% de varianza total como suma de ambos componentes). En la parte más baja situada a la derecha del gráfico, fueron agrupados los 467 Capítulo III. Sustitutos del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos vinos con adición de lisozima, independientemente de la presencia o ausencia de tanino. Para dichos vinos, las variables discriminantes fueron el ácido hexanoico y octanoico, junto con los ésteres etílicos (variables 8, 12, 1 y 2, respectivamente) y el 3-hidroxibutanoato de etilo (variable 4), con una concentración significativamente superior en comparación con los vinos con adición de SO2. Un segundo grupo incluye los seis vinos con adición de SO2 fermentados con la cepa 1042 (en la parte inferior izquierda del gráfico), que se caracterizaron por una mayor concentración de los compuestos 2-furanmetanol, malato de dietilo y ácido acético (compuestos 5, 11 y 3, respectivamente). Finalmente, para los vinos con adición de SO2 elaborados con la cepa 333, las variables discriminantes fueron los alcoholes sulfúricos 3metiltio-1-propanol y 3-etiltio-1-propanol (variables 6 y 7), junto con el 2-feniletanol y tioacetato de 3-hidroxipropilo (variables 9 y 10, respectivamente), con una concentración significativamente superior en dichos vinos. III.3.3. EVALUACIÓN SENSORIAL El análisis sensorial descriptivo muestra que las dos cepas de levadura utilizadas en las fermentaciones contribuyen de manera diferente en el perfil sensorial de los vinos obtenidos. En particular, valores superiores en los atributos afrutado, plátano y fruta tropical fueron atribuidos por los catadores en los vinos fermentados con la cepa 1042 (Figura III.2). En los vinos elaborados con la cepa 333, mayores intensidades en los atributos floral, afrutado, fruta tropical y plátano fueron obtenidos con las muestras fermentadas en presencia de lisozima. Respecto al atributo de cítricos, las dos cepas mostraron un comportamiento diferente en función del protocolo enológico llevado a cabo. Así, en muestras fermentadas con la levadura 1042, este atributo se vio incrementado con la adición de lisozima, mientras que en las muestras fermentadas con la cepa 333 sufrió una atenuación. En lo que concierne con el uso de tanino enológico, influyó de manera positiva en el atributo cítrico para los vinos elaborados con ambas cepas de levadura. Sin embargo, afectó negativamente a los atributos afrutado y plátano en el caso de los vinos fermentados con la 468 Resultados y discusión cepa 1042, contrariamente a los vinos elaborados con la cepa 333. El atributo de fruta tropical se vio incrementado con la adición conjunta de tanino y lisozima, hecho que no fue observado en el caso de las muestras con adición de SO2 para ambas cepas utilizadas. Cítricos a Astringencia 6 5 4 3 2 1 0 Plátano Floral Afrutado Fruta tropical SO2+tanino 2 lisozima+tanino SO2 2 lisozima Cítricos b Astringencia 6 5 4 3 2 1 0 Plátano Floral Afrutado Fruta tropical SO2+tanino 2 lisozima+tanino SO2 2 lisozima Figura III.2. Diagrama en tela de araña resultante del análisis sensorial descriptivo para los vinos elaborados con la cepa 333 (a) y 1042 (b). 469 Capítulo III. Sustitutos del anhídrido sulfuroso por lisozima y taninos enológicos III.4. CONCLUSIONES La composición volátil de los vinos se vio afectada en gran medida por los diferentes protocolos de vinificación y por la cepa de levadura utilizada. De manera particular, el efecto producido por la sustitución del anhídrido sulfuroso por lisozima en la elaboración de vinos blancos estuvo encaminado principalmente hacia un incremento en la concentración de los ésteres etílicos y los ácidos de los que derivan, así como a una atenuación de los alcoholes alifáticos. El tanino añadido de manera externa a los vinos poseía una capacidad antioxidante superior a la del anhídrido sulfuroso, afectando de manera positiva en la fracción de ésteres etílicos de los vinos blancos. La adición de lisozima a los vinos fermentados, de manera independiente a la cepa de levadura utilizada, produjo una mejora en el perfil sensorial de los mismos, traducido en un incremento de los atributos floral, fruta tropical, afrutado y plátano, y favorecidos positivamente por la adición externa de tanino enológico, sobre todo en los vinos elaborados con la cepa 333 en los dos últimos atributos. Se observó una controversia en el atributo cítricos, el cuál se vio favorecido positivamente por la adición de lisozima y, aún más con tanino enológico, en los vinos fermentados con la cepa 1042. La adición de lisozima y taninos enológicos durante la vinificación de los vinos blancos supuso una alternativa al uso del anhídrido sulfuroso, cuyo exceso podría ser perjudicial para la salud humana. De este modo, la adición de lisozima a los vinos blancos supuso la posibilidad de estandarización del perfil aromático de los vinos, de manera independiente a la cepa de levadura utilizada, traducido en un incremento en la concentración de ésteres C6 y C8 y ácidos, así como una menor concentración de alcoholes sulfúricos y menor concentración de ácido acético, cuyo exceso es indeseable. 470 Referencias bibliográficas III.5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Amati, A.; Arfelli, G.; Riponi, C.; Piva, A.; Chinnici, F. 1996. Emploi du lysozyme pour le controle de la fermentation malolactique des vins. In : Groupe d’expert code international des pratiques oenologiques, Oiv, Paris. Amati, A.; Chinnici, F.; Piva, A. 1994. Il lisozima in enologia per il controllo della fermentazione malolattica. Ind. Bevande, 23: 215-221. Amati, A.; Chinnici, F.; Piva, A.; Arfelli, G.; Riponi, C. 1996. Influence of enological operations on lysozyme activity in winemaking. Vitic. Enol. Sci., 51: 59-62. 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Generally, the hyperoxygenation treatment produced an improvement in the aromatic profile of wines made from hyperoxygenated musts, because of a more vigorous fermentation as a consequence of the external oxygen addition to must. The joint use of maceration and hyperoxygenation winemaking techniques produces a slight increase in the aromatic quality of wines as well as colour stabilization, the latter being more intense and showing more yellowish tonality. 3. Sensory profile of wines made from hyperoxygenated musts reached higher scores when they were submitted to sensory evaluation in almost all the studied attributes. These attributes reached even slightly higher scores for wines made by the joint use of maceration and hyperoxygenation. 4. Hyperoxygenation treatment applied to white grape musts generally gives rise to more stable wines over the time in relation to polyphenolic profile. It also induces an improvement in the aromatic quality. Thus, the resulting wines show higher fruity perceptions and lower astringency and bitterness. 5. The microoxygenation technique applied to red wines has a deep influence in the polyphenolic fraction of monomer anthocyanins, pyranoanthocyanins and anthocyanin-ethyl-flavan-3-ol pigments. Their evolution, which strongly depends on the used grape variety, was directly related to the stability of red wines colour. 479 General conclusions 6. The observed differences between control and microoxygenated wines with regards to monomer anthocyanins, pyranoanthocyanins and anthocyanin-ethyl-flavan-3-ol pigments contents, are maintained after the completion of malolactic fermentation during the storage time and also after the treatment with non-toasted American oak wood chips, for every studied single-variety wine. 7. Microoxygenation do not produce significant effects in the aromatic profile of red wines, although some variations are observed depending upon the grape variety; a similar behaviour is shown with regards to the effect of non-toasted American oak wood chips. The storage of microoxygenated wines produce looses in terpens, esters and C6 alcohols. 8. The application of microoxygenation to red wines produces a decrease in the herbaceous character and higher aroma quality and complexity. On the other hand, the addition of non-toasted American oak wood chips to microoxygenated wines produces a drop in the appreciation of the characteristic attributes of wood. 9. The exerted microoxygenation effects on red wines highly depend on the used grape variety. Generally, colour stabilization in red wines is produced without a negative effect on the volatile compounds profile. This provides wines with particular sensory characteristics. 10. The addition of lysozyme and oenological tannins during alcoholic fermentation could represent a promising alternative to the use of sulphur dioxide and a reliable starting point for the production of SO2-free wines. Wines produced in this way had a distinct sensory impact when compared to conventional production of wine from musts with sulphite addition. 480