Veterinary Medicine en Español Agosto

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Veterinary Medicine en Español Agosto - Septiembre 2009 Marque en la tarjeta de servicio al lector el No. 12
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Agosto - Septiembre 2009
Volumen 4, Número 1
5
Blastomicosis canina:
Diagnósticos y tratamientos actualizados
EC
M. Casey Gaunt, DVM y Susan M. Taylor, DVM, DACVIM
12
Esta enfermedad micótica, que infecta con facilidad a perros y
personas, inicia de manera típica fuera de los pulmones, pero puede
avanzar para invadir varios tejidos por todo el cuerpo. Identificarlo
con rapidez y aplicar un tratamiento antimicótico puede resultar en
un buen pronóstico.
Técnicas quirúrgicas de reconstrucción,
Parte 1: Presuturas para ajustar la piel
Steven F. Swaim, DVM, MS
Pág. 5
Cuando determinada lesión, sobre todo en la parte distal de las
extremidadades, es demasiado ancha para la aposición adecuada
de la herida en la piel, esta técnica que ajusta la porción de la piel
adyacente puede auxiliar a un buen cierre en dos tiempos.
16
Caso desafiante: Efusión abdominal en un perro
Mark D. Dunbar, DVM y A. Rick Alleman, DVM, PhD, DABVP, DACVP
La salida de contenido intestinal y medio de contraste a la cavidad
abdominal del perro resultó ser una combinación fatal.
Pág. 12
19
Equipo de radiografía digital: Conozca sus opciones
Sarah M. Puchalski, DVM, DACVR
¿Cambiar hacia la radiografía digital? Existen dos tipos básicos de
equipo de donde elegir. Ahora, ¿cuál es el más adecuado para usted?
22
Hidrocaminadora en medicina veterinaria:
beneficios y consideraciones
Christine Jurek, DVM y Laurie McCauley, DVM
Este tipo de tratamiento ayuda a que los pacientes recuperen más
rápido sus funciones luego de alguna lesión, mejora la potencia
muscular y el rango de movimiento de las articulaciones y aún a
perder peso. Así que, ¿es adecuado para su clínica?
Pág. 16
27
Cómo practicar una ovariectomía laparoscópica
con dos puertos de acceso
Tom McCabe, DVM
Aprenda más en cuanto a este procedimiento laparoscópico,
que ocasiona menos dolor y traumatismo tisular que la
ovariohisterectomía abierta de rutina.
Agosto - Septiembre 2009 Veterinary Medicine en Español
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CONTENIDO
38
Equinos
Oxitometría de pulso (SaO2) durante la anestesia
general en Equinos
Núñez HE, Ayala SC, García LAA
El objetivo del monitoreo anestésico es obtener información confiable
que pueda ser utilizada para maximizar la seguridad del paciente, y
así reducir los efectos depresivos de los anestésicos sobre la función
orgánica, logrando incrementar las posibilidades de realizar un
procedimiento exitoso, uno de estos parámetros es la Oximetría de
pulso, en el presente artículo se demuestra su importancia.
Pág. 22
Secciones
43
45
41
Congreso Veterinario de León
Programa de Conferencias “LAVECCS”
Programa de Conferencias “Absorbine Equine Day”
Investigación actual
Utilice pruebas de antígenos y anticuerpos para diagnosticar y
monitorear blastomicosis en perros y más.
Erika Meler, DVM, MS y Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM
44
Pág. 27
Aspectos prácticos
Estimule el juego adecuado y no la corrección física para tratar a un
cachorro que muerde
John Cribassi, DVM, DACVB
46
47
47
48
Pág. 44
FE DE ERRATAS
En nuestra edición anterior Junio - Julio 2009, se
anunció la participación de nuestro anunciante
MEDAMEX en el Congreso de León en el stand 56
Favor de visitarlos en el stand 9
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Intercambio de ideas
Un consejo para colocar suturas transcutáneas, haga un dispositivo para
crear portatubos de ensaye, y más consejos prácticos de sus colegas.
Recursos para lectores
Novedades
Calendario de Eventos
Índice de Anunciantes
Checa las Promociones, Descuentos y Regalos
en ésta edición …….. entre Pág. 24 y 25 (Cuponera)
Todos los artículos han sido revisados al menos por dos especialistas certificados del Panel de
Asesores, ó por expertos reconocidos, para asegurar exactitud, minuciosidad y conveniencia.
MISIÓN
Veterinary Medicine en Español es una revista pre-revisada dedicada a proporcionar
información concisa, fidedigna, y esencial sobre los problemas clínicos más comunes y
cruciales vistos en animales de compañía, animales de producción y animales exóticos.
Veterinary Medicine en Español Agosto - Septiembre 2009 8/20/09 9:05:37 AM
Agosto - Septiembre 2009
Volumen 4, Número 1
Panel de Asesores Editoriales
Líderes especialistas que dirigen el contenido de nuestra revista, y aseguran la calidad
editorial e integridad en cada edición.
Joseph W. Bartges, DVM, PhD,
DACVIM, DACVN
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Clinical Sciences
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David S. Bruyette, DVM,
DACVIM
VCA West Los Angeles Animal Hospital
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Clinical Medicine
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Urbana, Illinois
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Department of Clinical Sciences
College of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences
Colorado State University
Fort Collins, Colorado
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Veterinary Surgical Specialists Spokane,Washington
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Medicine University of Wisconsin
Madison, Wisconsin
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Animal Behavior Clinic
Portland, Oregon
Barrak Pressler, DVM, PhD,
DACVIM
Clinical Sciences
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West Lafayette, Indiana
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Clinical Sciences
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Practicantes progresivos que mantienen cada edición práctica, oportuna y pertinente
Mili Bass, DVM, DABVP
Bass Veterinary Consulting & Relief
Farragut, Tennessee
Robín Downing, DVM
Windsor Veterinary Clinic PC
Windsor, Colorado
Corey Entriken, DVM
Gladstone Animal Clinic
Gladstone, Missouri
Veterinary Medicine en Español V.4 No.1 Agosto - Septiembre 2009. Publicación bimestral, editada por Revistas para la Industria, S.A. de C.V.
Editor responsable: Ma Antonieta Guerrero Paz. No. de Certificado de Reserva otorgado por el Instituto Nacional del Derecho de Autor 04-2006083113261500-102. No. de Certificado de Licitud de Título 13592. No. de Certificado de Licitud de Contenido 11165. Domicilio de la Publicación: Av.
Universidad No. 1330, Edif. Versalles, Desp. C.902, Col. Del Carmen, Deleg. Coyoacán, C.P. 04100 México, D.F., Impreso en: Polymasters de México
S.A. de C.V. Distribuida por: Revistas para la Industria, S.A. de C.V., Av. Universidad No. 1330. Edif. Versalles Desp. C 902, Col. Del Carmen, Deleg.
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Toda la información y conceptos que aquí aparecen son responsabilidad exclusiva de cada uno de los autores y firmas comerciales.
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Thousand Oaks, California
Gary D. Norsworthy, DVM, DABVP
Alamo Feline Health Center
San Antonio, Texas
R. Wayne Randolph, VMD,
DABVP
Countryside Veterinary Hospital Flemington, New Jersey
Wayne L. Hunthausen, DVM
Westwood Animal Hospital
Westwood, Kansas
Michael H. Riegger, DVM, DABVP
Northwest Animal Clinic, Hospital
and Specialty Practice
Albuquerque, New Mexico
Thomas McCoy, DVM
Harvard Avenue Veterinary
Clinic
Tulsa, Oklahoma
David Robbins, DVM
VCA West Bernardo Animal
Hospital
San Diego, California
Jennifer McDermott, DVM
Banfield, The Pet Hospital
Overland Park, Kansas
Philip VanVranken, DVM
Dickman Road Veterinary Clinic
Battle Creek, Michigan
Melissa M. Mckendry, DVM
DABVP
Cooke Veterinary Medical Hospital
Chesapeake, Virginia
Laura L. Wade, DVM, DABVP
Boadway Veterinary Clinic
Lancaster, New York
Fred L. Metzger Jr., DVM, DABVP
Metzger Animal Hospital
State College, Pennsylvania
Con gran satisfacción hemos vivido a lo largo de estos años la aceptación
y posicionamiento de Veterinary Medicine en Español como el medio
informativo y de actualización más relevante para los médicos veterinarios.
Veterinary Medicine en Español no lo hubiese logrado sin el apoyo y confianza
de todos sus anunciantes, la invaluable ayuda de todos sus colaboradores, y
sin los valiosos y enriquecedores comentarios de sus lectores.
¡ Muchas gracias a todos por contribuir a nuestro éxito !
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ARTICULO ARBITRADO
EC
Blastomicosis canina:
Una actualización en el
diagnóstico y tratamiento
Esta enfermedad micótica, que infecta con facilidad a perros y personas, empieza
de manera típica en los pulmones pero puede dirigirse a invadir varios tejidos a
través de todo el cuerpo. Su pronta identificación y la aplicación de tratamiento
antimicótico pueden resultar en un buen pronóstico del paciente
M. Casey Gaunt, DVM, Susan M. Taylor, DVM, DACVIM
L
a blastomicosis es una enfermedad
micótica sistémica ocasionada por el
hongo dimórfico Blastomyces dermatitidis*. Es más probable que la forma infectante de este microorganismo, la fase de micelia, se encuentre en suelos arenosos y ácidos
cerca de mantos de agua fresca1-5. El alto
contenido orgánico en el suelo que contiene
subproductos de la madera en putrefacción o
las excretas de animales, junto con condiciones de humedad promueven el crecimiento
del microorganismo1. Blastomyces dermatitidis, tiene una distribución relativamente amplia en Estados Unidos, incluyendo los valles
de los ríos Misisippi, Missouri y Ohio; los
estados del Atlántico medio; suroeste de Saskatchewan; Manitoba; Québec; y Ontario1,4,6.
La blastomicosis se diagnostica de manera
más común en perros y personas1.
FACTORES DE RIESGO
Los perros que se encuentran en un mayor
riesgo de desarrollar blastomicosis clínica
tienen de 2 a 4 años de edad y son machos
de razas grandes, enteros y que viven en regiones endémicas1,2,3,5. Este grupo de perros tienen mayor tendencia a deambular y
a olisquear y escarbar en la tierra, resultando
en mayor exposición al microorganismo; se
encuentran predispuestos los perros deportistas o de razas cazadoras, debido a la mayor
M. Casey Gaunt, DVM
Susan M. Taylor, DVM, DACVIM
Clinical Sciences
Western College of Veterinary
Medicine
University of Saskatchewan
Saskatoon, SK S7N 5B4
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Blastomicosis canina
ARTICULO ARBITRADO
taquipnea, cianosis o dificultad respiratoria1-4,9. Las lesiones pulmonares también pueden ser clínicamente silenciosas, así que resulta
recomendable el examen radiográfico torácico en todos los perros
de quienes se sospeche que tengan blastomicosis1.
Ganglios linfáticos. El crecimiento de uno o más ganglios
linfáticos periféricos sucede en 30 a 50% de los perros afectados,
reflejando ya sea hiperplasia reactiva o la infección de los ganglios
linfáticos a los microorganismos Blastomyces con resultante inflamación piogranulomatosa1,2,10,11.
1. Panoftalmitis en un perro con blastomicosis ocular.
exposición a áreas con alto riesgo durante tales actividades4,5.
La residencia cerca de ríos o lagos y el acceso a sitios recientemente excavados han demostrado un mayor riesgo de infección7,8. Gran parte de los casos de blastomicosis canina se diagnostican hacia finales del verano o al principio del otoño2,5.
VÍA DE INFECCIÓN
De manera más frecuente la infección sucede luego de inhalar
esporas provenientes de suelo contaminado1-3. A la temperatura
corporal normal del perro, el microorganismo se transforma en
una levadura que puede infectar los pulmones y diseminarse de
manera sistémica. Aunque la infección casi siempre empieza en
los pulmones, en ocasiones las lesiones pulmonares se resuelven al momento en que las infecciones en los sitios se vuelven
aparentes, antes de diseminarse por la vía hematógena o linfática hacia otros tejidos corporales1-3. Los sitios más usuales
de infección aparentemente clínica en perros, incluyen pulmones, ganglios linfáticos, ojos, piel y huesos1,2,4,9. No es frecuente
que la infección se resuelva de manera espontánea o persista de
manera subclínica1.
DIAGNÓSTICO
Los hallazgos clínicos en perros con blastomicosis reflejan
la respuesta inflamatoria sistémica y el sitio o sitios de infección. Las anormalidades vistas en un hemograma y en la
química sérica por lo general resultan inespecíficos y señalan
inflamación crónica. Deberán hacerse imágenes torácicas en
todos los perros con sospecha de blastomicosis. Los exámenes
citológico o histológico de los tejidos infectados tal vez revelen los microorganismos. También se encuentran disponibles
las pruebas serológicas, de antígenos urinario y de reacción en
cadena de la polimerasa (PCR).
Signos clínicos
Se encuentran de manera común signos inespecíficos de enfermedad, incluyendo anorexia, pérdida de peso y letargia; y se
desarrolla fiebre (39.4 C) en 40 a 60% de los perros infectados1.
Pulmones. Hay daño en los pulmones en 65 a 85% de los
casos resultando a menudo en intolerancia al ejercicio, tos,
Ojos. Se identifican lesiones oculares en 20 a 50% de los casos,
con endoftalmitis como la anormalidad más común1,12,13. Resultan
esenciales el diagnóstico y tratamiento rápidos para preservar la
vista, así que debe investigarse de manera agresiva si hay blastomicosis en todos los perros de zonas endémicas con signos tempranos
de uveítis, incluyendo conjuntivitis, hiperemia del iris, flama acuosa y miosis. El glaucoma secundario a la obstrucción del ángulo iridocorneal puede manifestarse. Otras manifestaciones oculares de
blastomicosis pueden incluir edema de la córnea, coreorretinitis,
neuritis óptica, desprendimiento retinal seroso o granulomatoso e
hialitis y hemorragia del vitreo1-4,12. Asimismo puede desarrollarse
panoftalmitis con inflamación orbital y periorbital concomitantes
(Figura 1)1-4,12.
Piel. Las manifestaciones dermatológicas de la blastomicosis se
presentan en 30 a 50% de los perros infectados. Las más comunes
son las lesiones proliferativas granulomatosas en forma de masa y
lesiones ulcerativas drenando líquido serosanguinolento o purulento1-4,11. Las lesiones cutáneas implican de manera más frecuente
el plano nasal, la cara y los lechos de las uñas1-3,14,15. Se recomienda
un amplio examen de la piel en todo aquel perro con sospecha de
tener blastomicosis ya que los frotis de impresión a partir de lesiones cutáneas importantes pueden aportar un diagnóstico rápido.
Hueso. Las infecciones óseas solitarias ocasionando cojera se
dan hasta en 30% de los perros infectados1-3, implicando de manera
típica los huesos de las extremidades pélvicas. Desde el punto de
vista radiográfico, las lesiones por osteomielitis micótica son osteolíticas con proliferación periosteal e inflamación del tejido blando,
que requieren citología o biopsia para distinguir entre enfermedad
micótica o neoplástica.
Otros sitios. Otros sitios afectados de manera poco frecuente
incluyen próstata, riñones, testículos, articulaciones, pasajes nasales
y el cerebro. Solo se identifican infecciones en el sistema nervioso
central (SNC) en 3 a 6% de los casos2,3,16,17. Los hallazgos neurológicos reportados comprenden actividad mental deprimida, letargia,
dolor de cuello, caminar en círculos, déficit de nervios craneales,
andar en círculos, convulsiones, hipermetría, ataxia y tetraparesis4,9,18,19. Aquellos perros con blastomicosis en el sistema nervioso
central (SNC) casi siempre tienen una implicación aparentemente
clínica de los sitios extraneurales, haciendo que el diagnóstico sea
relativamente directo3,6,16,18,19.
Hallazgos de laboratorio
Es común encontrar una anemia no regenerativa normocítica,
normocrómica leve, así como leucocitosis moderada caracterizada
por neutrofilia madura o neutrofilia con desviación hacia la izquier-
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2A. Radiografía torácica lateral mostrando un patrón intersticial miliar difuso en
el pulmón de un perro con blastomicosis.
2B. Radiografía torácica ventrodorsal mostrando un patrón intersticial miliar
difuso en un perro con blastomicosis.
3. Radiografía torácica lateral mostrando un granuloma focal (flecha) en el
pulmón de un perro con blastomicosis.
da. También hay hipoalbuminemia (75% de los casos) e hiperglobulinemia (50% de los casos)1,3,20,21. La albúmina, como
una proteína de fase aguda negativa, a menudo se encuentra
disminuida en enfermedades inflamatorias. Se ha identificado
hipercalcemia en 2 a 10% de los perros con blastomicosis, tal
vez relacionada con la producción activa de vitamina D mediante los macrófagos estimulados1,3,20,21.
Radiografías torácicas
Realice un examen radiográfico torácico en todos los perros
con sospecha de blastomicosis, independientemente si hay
signos evidentes1. Los más comunes son los cambios pulmonares miliar difuso a intersticial nodular y broncointersticial
(Figuras 2A y 2B)22,23. Con menor frecuencia se identifica consolidación del lóbulo pulmonar o una masa solitaria dentro
del parénquima pulmonar (Figura 3)22. De manera ocasional es
evidente la linfadenopatía hilar1-4.
Los pulmones parecerán radiográficamente normales en unos
cuantos perros con enfermedad parenquimatosa pulmonar, dado
que los nódulos inflamatorios más pequeños de 5 mm de diámetro
no se detectan24,25. Obtenga placas laterales izquierda derecha y
derecha izquierda y una ventrodorsal siempre que sea posible en un
paciente estable, con el fin de aumentar la posibilidad de encontrar
pequeñas lesiones26. La tomografía computarizada es más precisa
en detectar nódulos pulmonares en personas que la radiografía y
puede ser de beneficio en perros con lesiones pulmonares leves25.
Diagnóstico citológico
Se diagnostica de manera más confiable la blastomicosis al demostrar al microorganismo en muestras citológicas o histológicas a
partir de tejidos infectados. Por lo general, las muestras de los sitios
infectados muestran la evidencia de inflamación piogranulomatosa
o purulenta, lo cual debe acelerar la búsqueda de levaduras11.
Ganglios linfáticos. La evaluación citológica de aspirado con
aguja fina a partir de ganglios linfáticos infectados y crecidos aporta
un diagnóstico en 67 a 82% de los casos (Figura 4)3,11. Los aspirados a
partir de ganglios linfáticos de tamaño normal también revelarán en
ocasiones a los microorganismos, así que se recomienda el aspirado
con aguja fina en todos los perros con sospecha de blastomicosis24.
Pulmones. El examen citológico de las muestras obtenidas a
partir de pulmones mediante aspiración transtraqueal, lavado bron-
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ARTICULO ARBITRADO
5. Microorganismos de Blastomyces que han
4. Examen citológico de un aspirado con aguja
fina a partir de un ganglio linfático crecido en un
perro con blastomicosis que revela microorganismos
Blastomyces (Tinción de Wright-Giemsa).
coalveolar y aspiración pulmonar transtorácica se han evaluado en el diagnóstico
de la blastomicosis pulmonar9,10,27,28. A
pesar de que los informes iniciales sugerían que no era probable identificar a
Blastomyces en las muestras de lavado
transtraqueal, dos estudios retrospectivos
recientes han demostrado al microorganismo en 69% y 76% de las muestras del
lavado transtraqueal provenientes de perros con evidencia radiográfica de blastomicosis pulmonar (Figura 5)9,27. El lavado
broncoalveolar aporta resultados similares y por lo general una muestra de células superior que el lavado transtraqueal,
pero requiere de anestesia general27. La
aspiración con aguja fina transtorácica de
lesiones pulmonares solitarias o difusas
proporciona diagnóstico en casi 80% de
los perros con blastomicosis pulmonar,
pero a veces requiere de evaluar múltiples
muestras10,28. La utilidad diagnóstica de la
evaluación citológica de muestras respiratorias obtenidas de pacientes con blastomicosis, pero sin enfermedad pulmonar
aparente desde el punto de vista radiográfico no se ha evaluado.
Ojos. Gran parte de los perros con blastomicosis ocular tienen implicaciones pulmonares, cutáneas o de ganglios linfáticos
concurrentes, permitiendo hacer el diagnóstico citológico con base en muestras
obtenidas de una manera menos invasiva
a partir de sus tejidos. En pacientes con
solo implicación ocular se ha recomendado los aspirados de vitreo y los aspirados
subretinales, pero estas técnicas pueden
amenazar a la vista en un ojo que todavía
no está ciego1,11,12. La evaluación citológica
de aspirados de vitreo resultan en identifi-
sido fagocitados por macrófagos en esta muestra
de lavado transtraqueal proveniente de un perro
con blastomicosis pulmonar. Resulta evidente la
inflamación piogranulomatosa (Tinción de WrightGiemsa; aumento 100X).
cación del microorganismo en 100% de 5
casos en un informe (Figura 6)3.
SNC. El diagnóstico definitivo con
base en el análisis del líquido cerebroespinal (CSF) pocas veces es posible en
perros con blastomicosis que implique al
cerebro o medula espinal16,18,19. El análisis
del CSF a partir de perros con blastomicosis del SNC revela de manera típica una
pleocitosis linfocítica a mixta, con una
concentración de neutrófilos que varía
de 5 a 40% de los leucocitos del CSF16,18,29.
Pero, en ocasiones, el CSF será normal o
notablemente neutrofílico10. Los microorganismos Blastomyces casi nunca se
identifican en CSF16,18,29. Sin embargo, la
blastomicosis del SNC sucede pocas veces
de manera aislada y la identificación citológica de los microorganismos en otros
tejidos infectados permite diagnosticar la
blastomicosis2,3,9,16,18,29.
Pruebas serológicas
Cuando las muestras citológicas a partir de tejidos infectados no resulta diagnósticas, a pesar de que usted sospeche de
blastomicosis, pueden aplicarse pruebas
serológicas. Los perros con blastomicosis
producen anticuerpos dirigidos en contra
de los antígenos Wisconsin-1 (WI-01) y A
de B. dermatitidis4.
La prueba de inmunodifusión en agar
gel para anticuerpos en contra del antígeno A de Blastomyces es la prueba serológica utilizada más a menudo y se informa de
una sensibilidad de 40 a 90% y una especificidad de 90 a 100%1,2,4,27. Los resultados
de las pruebas a menudo son negativos
al principio de la infección2,4,27,30, haciendo improbable que la prueba de inmu-
6. Examen citológico de un aspirado de vítreo de
un perro con blastomicosis ocular que resalta la
inflamación piogranulomatosa y microorganismos
Blastomyces (Tinción de Wright-Giemsa; 50X).
nodifusión en agar gel sea útil en perros
sin blastomicosis sistémica evidente. En
animales curados, los títulos de anticuerpos pueden persistir haciendo imposible
el uso de los resultados de la inmunodifusión en agar gel para monitorear la respuesta al tratamiento o recurrencia de la
enfermedad2,30. Datos sin publicar han
evaluado la duración de los títulos positivos persistentes luego del tratamiento.
Se ha reportado que una prueba de radioinmunovaloración que detecta anticuerpos séricos en contra de antígeno WI-01
en 92% de los perros infectados en tanto
que mantiene su 100% de especificidad,
pero esta prueba no se encuentra comercialmente disponible1,4.
Prueba de antígeno urinario
De manera reciente se ha descrito una
prueba de inmunovaloración de enzimas
para detectar antígenos de B. dermatitidis
en orina (MVista Blastomyces dermatitidis
Antigen EIA-MiraVista Diagnostics)31-33.
Se informa que esta prueba es muy sensible,
detectando antígenos en orina en 93% de
las personas y hasta el 100% en los perros
con blastomicosis sistémica o pulmonar.
Se reportan reacciones cruzadas con otros
agentes micóticos (sobre todo Histoplasma
capsulatum) y unos cuantos resultados
positivos falsos inespecíficos31-33.
Pruebas de PCR
Unos cuantos laboratorios veterinarios
ofrecen pruebas diagnosticas con base
en PCR para enfermedades micóticas. El
South Dakota Animal Disease Research
& Diagnostic Laboratory and HealthGene
ofrece pruebas específicas para veterinaria
para especies de Blastomyces. La técnica
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PCR ofrece mayor sensibilidad y velocidad de diagnóstico en comparación con
las pruebas diagnósticas convencionales,
pero la utilidad de la PCR en el diagnóstico inicial de la blastomicosis canina
no se ha evaluado30. Por el momento, las
pruebas de PCR deberán utilizarse como
una evidencia de apoyo para completar el
cuadro clínico en vez de un método aislado de diagnóstico.
TRATAMIENTO
Los medicamentos recomendados más
a menudo para tratar perros con blastomicosis son la amfotericina B y los antimicóticos azoles, incluyendo itraconazol,
ketoconazol, fluconazol y voriconazol. El
Cuadro 1 aporta un resumen de las dosis
recomendadas para los agentes antimicóticos utilizados con mayor frecuencia. Estos
fármacos están aprobados por la FDA con
fines de uso en veterinaria.
Amfotericina B
Este agente es un polieno que se une al
ergosterol, un elemento esencial de la
pared celular del hongo, interrumpiendo
por tanto la pared celular y causando la
muerte del microorganismo. La amfotericina B tiene como principal efecto adverso la nefrotoxicosis acumulativa, así que
debe monitorearse la función renal antes
de cada dosis4,11,34.
El desoxicolato de amfotericina B se
administra de manera más común como
una infusión intravenosa. La carga de soluciones con sodio antes del tratamiento
(20 ml/kg de solución de cloruro de sodio
a 0.9% administrada por vía intravenosa,
durante 60 minutos) y la administración
intravenosa lenta (durante 5 a 6 horas) de
la dosis de amfotericina B (0.5 mg/kg) diluida en dextrosa a 5% en solución acuosa
o dextrosa a 2.5% en 0.45% de solución
salina (500 ml para perros < 20 kg o 1,000
ml para perros > 20 kg) puede reducir la
nefrotoxicidad de esta presentación2,34.
De manera alternativa la dosis de amfotericina B puede diluirse en dextrosa a
2.5% en 0.45% de solución salina (500 ml
para perros < 20 kg o 1,000 ml para perros > 20 kg) y administrarse de manera
subcutánea35. Gran parte de los protocolos requieren que la amfotericina B se
administre cada dos días hasta una dosis
acumulada de 8 a 10 mg/kg o hasta que se
deteriore la función renal1,34. Cuando la
amfotericina B se administra junto con un
azol la dosis acumulativa de 4 a 6 mg/kg
puede ser adecuada.
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ARTICULO ARBITRADO
Puede administrarse la amfotericina B
durante el tratamiento inicial de perros
con blastomicosis intensa o progresiva
con rapidez con el fin de mejorar la tasa de
recuperación. El tratamiento combinado
de amfotericina B y un antimicótico azol
permite reducir la dosis total de amfotericina B por administrar, disminuyendo el
potencial de nefrotoxicidad.
Ahora se encuentra disponible una
presentación en complejo lípido de amfotericina B. Esta presentación, Abelcet (The
Liposome Company) es 8 a 10 veces menos nefrotóxica que el desoxicolato de amfotericina B, permitiendo que se administren dosis acumulativas mayores2,12,34,36. La
dosis administrada mayor y una mayor
captación de los complejos lípidos por
las células fagocíticas del sistema reticuloendotelial pueden aumentar la eficacia
nes plasmáticas pico no ocurren hasta 6 a
4 días después de que se empieza el tratamiento, lo cual resulta en cierta brecha de
tiempo antes de que haya una respuesta
clínica. El itraconazol se fija de manera
amplia a las proteínas plasmáticas además
de que es lipofílico llevando a una buena
distribución a través de gran parte de los
tejidos, pero las concentraciones en orina
y CSF son bajas. El itraconazol no atraviesa las barreras hematoencefálica, sangrepróstata y ojo-sangre, pero las infecciones
por organismos Blastomyces en estos sitios
responden a menudo bien a tratamiento
con itraconazol, tal vez debido a la mayor
penetración del medicamento cuando hay
inflamación34,36. El itraconazol se administra de manera típica a una dosis de 5 mg/
kg por vía oral dos veces al día durante
cinco días, seguidos de 5 mg/kg una vez
Cerca de 70% a 80% de los perros
con blastomicosis responden por
completo al tratamiento
con esta presentación36. Diluya Abelcet
en dextrosa a 5% en agua hasta una concentración de 1 mg/ml y administre a los
perros en una dosis de 1 a 3 mg/kg en una
infusión intravenosa de 1 a 2 horas cada
dos días hasta que se alcance la dosis acumulativa de 24 a 27 mg/kg.
Antimicóticos azol
Los antimicóticos azoles ketoconazol,
itraconazol, fluconazol y voriconazol interfieren con la síntesis de ergosterol. El
más accesible de los azoles es el ketoconazol pero tratar blastomicosis canina con
solamente ketoconazol resulta en una resolución de la enfermedad en < 50% de los
casos y se relaciona con una mayor tasa de
recurrencias y efectos adversos2,17,37.
Itraconazol. Este agente es el azol recomendado más a menudo para el tratamiento de los perros con blastomicosis,
ya que es tan eficaz como la amfotericina
B pero se relaciona con menos efectos
adversos y puede administrarse por vía
oral1,4,17,34,37. El itraconazol es una base
débil que se absorbe mejor cuando se administra con alimentos. Las concentracio-
10
al día o dividido en dos partes al día por
el resto del tratamiento1,2,17,34, gran parte
de los perros que reciben 5mg/kg/día de
itraconazol no desarrollan algún signo de
toxicosis. El incremento asintomático de
la alanino transaminasa (ALT) es común,
pero no deberá acelerar un cambio en el
tratamiento a menos que el perro muestre
anorexia, vómito o dolor abdominal1,34.
La mayoría de los efectos colaterales gastrointestinales se relacionan con la dosis
y se resolverán si se descontinúa el medicamento hasta que regrese el apetito del
perro y luego restituir a la mitad la dosis
anterior1,34.
La vasculitis que resulta en dermatitis
ulcerativa o inflamación de las extremidades se desarrollan en 7.5% de los perros
que reciben una dosis alta de itraconazol
(10 mg/kg/día) pero no se desarrolla en
perros que reciben 5 mg/kg/día. Asegúrese
de diferenciar entre esta reacción al medicamento de una manifestación de blastomicosis cutánea. Al reducir la dosis diaria
administrada de itraconazol a 5 mg/kg resulta por lo común una recuperación rápida de las lesiones ulcerativas y en una resolución de la edema de la extremidad17.
Fluconazol. Este es un antimicótico
azol que se fija de manera mínima a las
proteínas y que es muy hidrosoluble, penetrando las barreras hematoencefálicas,
sangre-próstata y sangre-ojo y logra las
mayores concentraciones en orina, CSF y
otros líquidos oculares4,23,24. El fluconazol
(2.5 a 5 mg/kg orales o intravenosos dos
veces al día) puede tener alguna participación en el tratamiento de la blastomicosis de SNC, prostático y urinario, pero el
itraconazol es más eficaz en gran parte de
los perros con blastomicosis4,37.
Voriconazol. Este es un derivado del
fluconazol que tiene un espectro de acción
más amplio, mejorando su eficacia contra
la blastomicosis en tanto que mantiene
una distribución tisular amplia y la habilidad para cruzar las barreras hematoencefálica, sangre-ojo y sangre próstata, la
dosis en perros no se ha establecido bien,
sin embargo 5 a 10 mg/kg orales o intravenosos dos veces al día es recomendable.
DURACIÓN DEL
TRATAMIENTO Y RESPUESTA
AL TRATAMIENTO
Casi 70 a 80% de los perros con blastomicosis responden por completo al tratamiento con itraconazol, amfotericina B
o la combinación de ambos medicamentos1,2,17,37. Cuando los medicamentos se
utilicen en combinación, se administran
de manera simultánea en principio y luego
se continúa con itraconazol, como agente
único, una vez que la dosis acumulativa de
amfotericina B se ha administrado.
Trate a los perros con implicación pulmonar intensa por lo menos durante 90
días. Aún con una duración adecuada de
tratamiento, 20 a 25% de los perros recaerá
luego del tratamiento con itraconazol. La
probabilidad de recaída se relaciona con
la severidad de la enfermedad pulmonar
inicial y sucede con frecuencia seis meses
después de finalizar el tratamiento11. El
tratamiento con un curso adicional de 60
a 90 días de itraconazol tiene una oportunidad de 80% de producir la curación.
Administre itraconazol u otro azol por
lo menos durante 60 días después en todos los perros infectados y continúe por
lo menos durante un mes, luego de que
toda evidencia clínica radiográfica de la
enfermedad se ha resuelto12,17. Trate a los
perros con implicación pulmonar grave
por lo menos a lo largo de 90 días. Aún
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8/20/09 9:06:09 AM
con la duración apropiada del tratamiento 20
a 25% de los perros recaerá luego del tratamiento con itraconazol. La probabilidad de
recaídas se relaciona con la severidad de la
enfermedad pulmonar inicial y sucede más a
menudo dentro de los seis meses después de
terminar el tratamiento1. El tratamiento de
nuevo con un curso adicional de 60 a 90 días
de itraconazol tiene una oportunidad de 80%
de producir la curación1.
PRONÓSTICO
Los dos factores pronósticos negativos más
importantes son la implicación del SNC y la
enfermedad pulmonar grave1,4,17. Gran parte
de los perros con implicación cerebral morirá
pero el tratamiento agresivo con amfotericina
B, fluconazol o voriconazol pueden resultar
eficaces en ocasiones1.
Aquellos perros con blastomicosis pulmonar difusa grave a menudo se deterioran
durante los primeros 2 o 3 días de tratamiento tal vez en relación a una respuesta inflamatoria dirigida en contra de los microorganismos muertos en los pulmones1,2,17. De estos
perros, 50% morirá dentro de los primeros
siete días de tratamiento1. Las dosis antiinflamatorias de dexametasona (0.25 mg/kg intravenosos una vez al día durante 2 o 3 días)
deberá administrarse de manera rutinaria a
perros con infiltrados pulmonares graves que
se desarrollan empeorando la dificultad respiratoria durante el tratamiento antimicótico1.
Aquellos perros que reciben glucocorticoides
y se recuperan, no deberán ser tratados por lo
menos durante 90 días con antimicóticos.
Aunque el itraconazol no alcanza por lo
normal altas concentraciones en el ojo, la
respuesta al tratamiento con una gran dosis
de itraconazol (5 mg/kg, dos veces al día) en
perros con enfermedad del segmento posterior leve sin separación de la retina completa
ha sido buena, logrando gran parte de los
perros su curación y recuperando la vista en
los ojos afectados13,38,39. Los ojos ciegos que
se encuentran afectados de manera intensa
con glaucoma o endolftalmitis no es probable
que recuperen la vista y con probabilidad deberán enuclearse para evitar que sirvan como
un foco persistente de infección12,14,15,40.
IMPLICACIONES DE
SALUD PÚBLICA
B. dermatitidis existe a 37º C o más en una
fase de levadura que resulta demasiado
grande para transmitirse como aerosol mediante la tos a otros perros o a las personas.
La inoculación cutánea a través de picaduras
de aguja o contaminación de heridas se
ha reportado1,4. La fase de micelia del
microorganismo puede desarrollarse
en lesiones cutáneas4 y puede formar
aerosoles e infectar a personas presentes durante el cambio de vendajes. Por
tanto, los tractos que drenan o las lesiones ulcerativas deberán dejarse sin
cubrir y quienes atiendan estas heridas
deberán portar ropa protectora incluyendo guantes tapabocas y máscaras
quirúrgicas cuando entren en contacto
con pacientes con este tipo de lesiones.
Solo deberá intentarse el cultivo de B.
dermatitidis en laboratorios que cuenten con instalaciones adecuadas y las
muestras deberán marcarse de manera
clara con el fin de minimizar el riesgo
al personal del laboratorio4, ya que el
cultivo promueve el crecimiento de la
fase de micelia altamente infectante.
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0.
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REFERENCIAS
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“Blastomicosis canina”
continúa en pág 21...
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8/20/09 9:06:11 AM
ARTICULO ARBITRADO
Técnicas de cirugía reconstructiva, Parte 1:
Precolocación de suturas para
afrontar la piel
Cuando una herida en una extremidad, es demasiado amplia para realizar un adecuado
afrontamiento de la piel, la precolocación permite un adecuado cierre de la herida.
P
ara la precolocación de suturas se
utiliza un patrón de sutura de Lembert en piel sana en ambos lados a
lo largo de la lesión. Estas por lo general
son colocadas varias horas antes del desbride o incisión, éstas suturas afrontan los
bordes de la herida. Estas por lo general
son colocadas de 8 a 12 horas antes del
cierre de la herida.
Este tipo de sutura esta indicado en
heridas de extremidades en donde de
manera inicial no es posible realizar el
afrontamiento de los bordes de la herida
(Figura 1), cuando se realiza la extirpación
de tumores que, dan como resultado una
gran pérdida de piel.
Este artículo es el primero de
una serie de procedimientos
de cirugía reconstructiva que
nos ayudará paso a paso en el
manejo de heridas y defectos en
la piel.
Cada artículo se
acompaña por un
vídeo que muestra
el proceso completo (Para ver el video de la
técnica visita www.dvm360.
com/Swaim1.)
En ediciones futuras busque revisiones acerca de cómo realizar
suturas de afrontamiento con
un patrón de sutura colchonero
horizontal, como realizar incisiones de relajación a lo largo de
una herida, injertos de grosor total en malla, avance de piel para
grandes defectos en el tronco, así
como colgajos de rotación.
12
La técnica esta indicada si a criterio
del cirujano la herida eventualmente no
será cerrada a través de injertos o colgajos. Si la precolocación de suturas es capaz
de ocasionar el desgarre de los tejidos por
el exceso de tensión (p. ej. herida, tumor),
se puede colocar un aposito primario o
secundario sobre los tejidos.
Profesor Emérito
Scott-Ritchey Research Center
Department of Clinical
Sciences
College of Veterinary
Medicine
Auburn University
Auburn University, AL 36849
1. Los bordes cutáneos no se pueden afrontar bien, para cerrar ésta herida en la extremidad
anterior distal de un perro.
8/20/09 9:06:15 AM
13
8/20/09 9:06:21 AM
Precolocación de suturas para afrontar la piel
ARTICULO ARBITRADO
Cómo precolocar suturas para ajustar la piel
Luego de administrar un tranquilizante o neuroleptoanalgésia; prepare la piel alrededor de la lesión para una
cirugía aséptica. A continuación inyecte algún analgésico
local de larga acción (por ejemplo, bupivacaína) alrededor
de la lesión.
Coloque las suturas en la piel de ambos lados de la lesión
o defecto, utilizando material de sutura monofilamentosa
sintética no absorbible 2-0 o 3-0 (nailon o polipropileno)
montados en una aguja cortante. Otra opción es utilizar un
material de sutura uno o dos medidas más grande del que
se utilizaría para cerrar la herida. Mientras mayor sea el
diámetro, la tensión se puede distribuir mejor y es menos
probable que corte los tejidos. Sin embargo, mientras
mayor sea el diámetro del nailon o polipropileno, mayor el
potencial de dificultades con la seguridad del nudo.
PASO 3
Antes de la primera sutura de Lembert. Tal vez se necesite un nudo
de cirujano como la primera parte del anudado de cada sutura.
PASO 1
Este esquema demuestra el patrón de las suturas de Lembert
colocado sobre una lesión (tumor). La tensión aplicada a cada
sutura depende de la experiencia y juicio clínico del cirujano.
Utilizando sutura de Lembert, coloque la primera puntada
entrando y saliendo de la piel, del mismo lado de la herida.
PASO 4
PASO 2
A
B
Luego de aplicar la primera puntada (A), ponga la segunda
puntada en el lado opuesto de la herida, entrando y saliendo
de la piel del mismo lado de la herida (B).
14
Aplique más suturas de Lembert a lo largo de la herida. Estas
suturas de Lembert, atadas con tensión, unen la lesión o
defecto. Por lo general estas suturas se colocan por la tarde
y se cubre el área con algún vendaje durante la noche. Se
recomienda el uso de un collar Isabelino para evitar que el
perro se lastime.
8/20/09 9:06:27 AM
PASO 5
A la mañana siguiente, anestesie o sede al animal, retire la precolocación de
suturas y prepare al área para cirugía aséptica.
PASO 6
Finalmente, remueva la lesión o desbride la herida, y cierre la misma utilizando suturas
interrumpidas simples. Sin embargo, si usted considera que está indicada algún otro
tipo de sutura que reduzca la tensión puede utilizarse.
Dependiendo de la forma de la herida, pueden existir sobresalientes en los vértices de
la herida (ear dog) al momento del cierre. Si esto ocurre deben corregirse quirúrgicamente. Posterior al cierre de la herida, aplique un apósito o vendaje y utilice cualquier
técnica que usted crea conveniente, para evitar daños en la herida.
“Precolocación de suturas para afrontar la piel”
15
8/20/09 9:06:31 AM
ARTICULO ARBITRADO
Un caso desafiante:
Efusión abdominal en un perro
La salida de contenido intestinal y medio de contraste a la cavidad abdominal
del perro resultó ser una combinación fatal.
Mark D. Dunbar, DVM, A. Rick Alleman, DVM, PhD, DABVP, DACVP
PRESENTACIÓN Y
EVALUACIÓN INICIAL
E
Estadísticas vitales
Reseña:
•
Se presentó a consulta a la
Universidad de Florida al
Centro Médico Veterinario
un paciente de 7 años de
edad, 5.3 kg de peso, de raza
Cairn Terrier y sexo Hembra
(esterilizada).
La Historia Clínica:
•
16
Dolor a la palpación
abdominal y anorexia de
cuatro días de duración.
Siete días antes, otro Médico
Veterinario le había realizado
una Cistostomía por urolitos
de Oxalato de calcio. Dos
días antes a que se presentara
a consulta el paciente, el
mismo Médico referido
con anterioridad le realizó
un estudio radiográfico
simple y de contraste para
descartar una obstrucción
gastrointestinal por cuerpo
extraño, ya que presentó
dolor abdominal y vómito;
pero el estudio no demostró
ninguna alteración.
n el examen físico, el paciente presentaba la mayoría de los signos
vitales normales; pero a la palpación
abdominal este se encontraba distendido
por líquido abdominal. Con historia clínica reciente de una cistostomía y los hallazgos en el examen físico, se planteó como
diagnostico presuntivo un posible uroabdomen secundario. Se realizo Abdominocentesis de la cual se obtuvo una cantidad
de 12 mililitros de un liquido opaco color
paja, una concentración de proteínas de 3,2
g/dl, glóbulos rojos 190/μl y un recuento de
leucocitos de 46.150 /μl.
Examen citológico
El frótis directo del liquido abdominal demostró la existencia de numerosas células
basofílicas en un fondo granular compatible con líquido altamente proteínico. En
un diferencial de 200 células el 99% fueron
neutrófilos y 1% de fagocitos mononucleares. Los neutrófilos se determinaron con
alta actividad de cariólisis, ya que existían
ocasionales bacilos intracelulares; además,
se identificaron partículas redondas a
ovaladas, de color amarillo pálido refractantes que son compatibles con gránulos
de sulfato de bario (Figura 1). El material
refractante extracelular también se observó
en el fondo. Los fagocitos mononucleares
fueron moderadamente reactivos. No se
identificaron células neoplásicas. La interpretación citológica fue de exudado séptico
que contenía material semejante a gránulos
de sulfato de bario, lo que sugiere la fuga
del tracto gastrointestinal.
Otras pruebas diagnósticas
Un hemograma reveló resultados normales
de un volumen celular (VC), del 45% (rango
de referencia= 37% a 54%) y un conteo de
1. Examen citológico del líquido abdominal de
la paciente en este caso revelando un contenido
neutrofílico que contiene bacterias intracelulares (flecha
chica) y gránulos refringentes de sulfato de bario (flecha
grande). También se observan gránulos de sulfato de
bario en el fondo (Wright’s-Giemsa; 100X).
glóbulos blancos normales total de 14.230/
μl (rango de referencia = 6.000 a 17.000/μl)
que se caracterizó por una leve desviación
izquierda por neutrófilia con toxicidad 2 +.
En la química sanguínea se encontró el incremento de la fosfatasa alcalina (ALP) (496
U/L, rango de referencia= 16 a 111 U/L) y
Aspartato aminotransferasa (AST) (68 U/L,
rango de referencia= 10 a 46 U/L) y la disminución de la concentración de albúmina
(2 g/ dl; rango de referencia = 2,9 a 3,7 g/dl)
y calcio (8,9 mg/dl; referencia rango = 9,5
a 11,6 mg / dl). Los resultados del CSC, el
aumento de la actividad de las enzimas he-
Mark D. Dunbar, DVM
A. Rick Alleman, DVM, PhD, DABVP,
DACVP
Department of Physiological
Sciences
University of Florida
Gainesville, FL 32610
8/20/09 9:06:36 AM
2. Radiografía lateral izquierda derecha de Tórax de la paciente, que muestra medio de contraste libre en el
abdomen (flecha chica) y captación de medio de contraste en el ganglio linfático esternal (flecha grande).
Cirugía exploratoria
Se realizo un procedimiento de anestesia,
y se consideró como emergencia y se realizó laparotomía exploratoria. Una cantidad
abundante líquido blanco a amarillo puru-
lento fue retirado de la cavidad abdominal.
Se observaron adherencias entre la vejiga
y la pared abdominal; entre las asas intestinales y entre el intestino y la vejiga. Se
encontró un trozo de madera que había
penetrado la pared del yeyuno y salido a la
cavidad abdominal. El palo fue eliminado;
y las porciones afectadas del intestino fueron resecadas y anastomosadas. La integridad de la anastomosis fue evaluada por la
inyección de solución salina estéril dentro
del lumen intestinal y se encontró que era
segura. El abdomen fue completamente
lavado con una solución salina caliente estéril. Un drenaje cerrado de aspiración de
Jackson-Pratt fue aplicado, y el paciente se
recuperó sin complicaciones de la anestesia. Un tratamiento agresivo posquirúrgico
se instauro con antibiótico y otras medidas
de apoyo.
páticas, la concentración y la disminución
de la albúmina indica inflamación activa con
posible infección. La hipocalcemia fue atribuida a la baja concentración de albúmina.
Estudios radiográficos de abdomen y
tórax demostraron sulfato de bario libre en la
cavidad abdominal y la presencia de un ganglio linfático esternal, que interviene para el
drenaje linfático del abdomen (Figura 2).
La concentración de glucosa en el suero (143 mg/dl; rango de referencia = 70 a
122 mg/dl) y líquido abdominal (80 mg/dl)
y la concentraciones de lactato en el suero
(2,1 mmol/L; rango de referencia = 0,22
a 1,44 mmol/L) y líquido abdominal (6,1
mmol/L) fueron compatibles con un exudado séptico peritoneal. Una diferencia de
>20 mg/dl entre suero y líquido abdominal
en la concentración de glucosa y una diferencia de <-2 mmol/L entre suero y líquido
abdominal en la concentración de lactato
son indicativos de un exudado séptico en
el abdomen.1 Por todo lo anterior se estableció un diagnóstico presuntivo de peritonitis séptica y fuga de sulfato de bario de
secundaria a una perforación gastrointestinal, de origen desconocido.
Resultados posoperatorios
Durante los siguientes nueve días el paciente
tuvo letargia y anorexia; presentando un abdomen tenso. En un cultivo de liquido abdominal obtenido por abdominocentesis se
obtuvo un gran crecimiento de Escherichia
coli.
Nueve días después de la cirugía, la
temperatura, el pulso y la respiración del
paciente fueron normales; pero un hemograma de control reveló PCV de un 32%,
una concentración de fibrinógeno de 700
17
8/20/09 9:06:39 AM
Un caso desafiante
ARTICULO ARBITRADO
mg/dl (rango de referencia = 100 a 400 mg/
dl), y un recuento de glóbulos blancos total
de 56.120/μl que se caracterizaba por una
neutrofilia con un marcado cambio hacia la
izquierda debida a mielocitos con 2 + a 3 +
de toxicidad. Estos resultados revelan un hemograma más dramático ante una respuesta
a un aparente proceso infeccioso. En una
química sanguínea de control se encontró
incremento de la ALP (353 U/L), AST (109
U/L) y la concentración de bilirrubina total
(12,1 mg/dl; referencia rango = 0 a 0,4 mg/
dl) y disminución de las concentraciones
de albúmina (1,8 g/dl) y calcio (8,7 mg/dl).
La elevada concentración de bilirrubina fue
probablemente el resultado funcional de
colestasis (colestasis asociada a sepsis). La
hipocalcemia se atribuye a la baja concentración de albúmina sérica.
Resultados
A pesar del agresivo tratamiento de fluidos y
antibiótico después de la cirugía, el paciente
desarrollado choque vascular agudo y paro
cardíaco en el postoperatorio tardío el día
9. El paciente fue reanimado con éxito, sin
embargo; sin embargo el propietario decidió
la eutanasia un par de horas más tarde, debido a un mal pronóstico, como consecuencia de la sospecha de clínica de sepsis y de
la progresión observada de las adherencias
abdominales observadas durante la cirugía.
La necropsia reveló indicios de fuga de la
anastomosis intestinal, peritonitis difusa y
adherencias en el abdomen entre el intestino delgado y epiplón.
DISCUSIÓN
Identificar rápidamente el sulfato de bario
en un cuerpo libre de la cavidad es fundamental para impulsar los procedimientos
de emergencia que pudiera evitar efectos
perjudiciales y posiblemente la muerte. En
este caso, los resultados iniciales del estudio
radiográfico en la clínica veterinaria de refe-
rencia no indican las fugas de sulfato bario
en la cavidad peritoneal. Esta falta evidente
de fuga pudo deberse a la posibilidad de que
el palo todavía no había perforado el tracto
gastrointestinal.
Efectos de la suspensión de sulfato
de bario
El Sulfato de bario en suspensión en la cavidad abdominal del animal provoca peritonitis, con devastadoras tasas de mortalidad
que aumentan dependiendo de la cantidad
libre de este.2-4 El sulfato de bario aglutina
rápidamente y se adhiere a las superficies
peritoneales.5 En estudios experimentales
en perros y conejos, el sulfato de bario en
suspensión inyectado intraperitoneal dio
lugar a alta mortalidad secundaria a peritonitis hemorrágica difusa con numerosas
adhesiones y granulomas en todo la cavidad
abdominal.3, 4
Cuando se mezcla con el contenido
intestinal y el sulfato de bario; tienen un
efecto perjudicial sinérgicamente ya que
las bacterias quedan atrapadas dentro de
granulomas que se forman rápidamente en
respuesta al sulfato de bario.3, 4 Se forman
adherencias fibrinosas viscerales dentro de
las seis primeras horas, y después de tres a
cinco días el sulfato de bario se encapsula
dentro de adherencias fibrinosas.5
En este caso, se desarrollaron una gran
cantidad de adherencias fibrosas a lo largo
del mesenterio y de muchas asas intestinales. Presumiblemente, estas adherencias
causaron retraso en la cicatrización en el sitio de la anastomosis quirúrgica observada
en la autopsia.
Prevención y tratamiento
Si es necesario utilizar medio de contraste
en un paciente con imagen o signos de peritonitis por perforación intestinal, es mejor
utilizar un medio de contraste yodado que
causa menor propensión para incitar a la irri-
tación peritoneal. Sin embargo, como se ha
visto en este caso, a veces no se identifican
perforaciones o sospechas antes de la administración medios de contraste.
Suponiendo que el sulfato de bario se
utilizara en un estudio radiográfico gastrointestinal y se hiciera una identificación citológica de este medio de contraste dentro
de un derrame abdominal, confirma la salida del contenido gastrointestinal y la presentación de una peritonitis séptica. Dado que
la combinación de sulfato de bario y contenido intestinal libre en la cavidad abdominal son en función del tiempo agresivos al
paciente, el tratamiento terapéutico agresivo
se justifica. Además de la rutina de lavado
abdominal con solución salina estéril tibia,
puede ser necesaria la eliminación física de
los contaminantes frotando suavemente la
superficie peritoneal con gasa estéril.
A pesar de un tratamiento rápido, el
pronóstico del paciente es reservado. Sin
embargo, el reconocimiento rápido y el
tratamiento inmediato son esenciales para
aumentar al máximo la oportunidad de
restablecer la salud del paciente.6
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18
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Fax: 52 (55) 5659-8879
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8/20/09 9:06:41 AM
Equipo radiográfico digital
Conozca sus opciones
¿Quiere cambiar a radiografía digital? Usted tiene dos tipos básicos de equipo
de los cuales elegir. Ahora, ¿cuál es el mejor para usted?
Sarah M. Puchalski, DVM, DACVR
U
no de los primeros pasos para
cambiar hacia radiografía digital
es decidir qué tipo de sistema va
a adquirir. Para veterinarios se encuentran
disponibles dos grandes tipos de equipo
radiográfico digital: con base en chasis, radiografía computadorizada (CR) y radiografías (captura) directas (DR)1,2.
Este artículo se centra en los dispositivos de captura primaria en vez de los
dispositivos de captura secundarios, tales
como los digitalizadores de imágenes (escaners) y cámaras digitales. En general, los
dispositivos de captura secundarios tienen
limitaciones importantes, tanto desde el
punto de vista médico legal como de calidad de imagen.
CR
CR fue el primer sistema de radiografía utilizado en imagenología médica. Estos sistemas tienen varias características análogas a
los sistemas tradicionales de película (Figura 1), debido a que se utiliza un chasis para
albergar una hoja fotográfica con fósforo: la
imagen latente se almacena en una hoja con
fósforo similar a cómo la película sin revelar
almacena la imagen latente (Figura 2). Las
radiografías CR se obtienen de una manera
tradicional: todas las vistas del estudio se toSarah M. Puchalski, DVM, DACVR
Department of Surgical and
Radiological Sciences
School of Veterinary Medicine
University of California
Davis, CA 95616
man y luego los chásises se trasladan hacia
un procesador digital. Cada chasis se pasa
entonces de manera individual hacia el procesador, donde se retira la hoja con fósforo y
se escanea mediante un láser. El láser imparte
energía a la hoja con fósforo, liberando luz
de la imagen latente almacenada ahí. La luz
emitida desde la hoja con fósforo se digitaliza para producir una radiografía digital. El
procesador requiere de 60 a 90 segundos para
producir una imagen por cada chasis y estos
se vuelven a utilizar en diversas ocasiones.
Durante este tiempo de proceso, no se puede ingresar el siguiente chasis aunque varios
procesadores aceptan varios chasises (2 a 4) a
la vez. CR puede ser un flujo de trabajo lento
si la cantidad de proyecciones radiográficas
excede la cantidad de receptáculos para chasis en el procesador3. Este problema puede
originarse en estudios con múltiples vistas,
tales como exámenes ortopédicos o pruebas
antes de comprar a un animal.
Por tanto, el flujo de trabajo de CR es
similar al de la película radiográfica tradicional4,5. Debido al retardo en el procesamiento de la imagen llevará varios minutos
identificar errores en la técnica radiográfica, sobre todo en el posicionamiento. En
la práctica de pequeñas especies tal vez sea
sencillo volver a colocar al animal, en tanto
que para los clínicos de equinos no reconocerán la necesidad de tomas nuevas hasta
que los chasises regresen del procesador, el
cual se encuentra las más de las veces en
una ubicación como una clínica. De manera más reciente, se encuentran disponibles
procesadores CR portátiles a nivel comercial para ayudar a evitar este inconveniente.
CR requiere que se compren chasises, un
procesador y equipo para visualizar y al-
macenar las imágenes. Los chasises tienen
las mismas dimensiones que los chasises
con base en película y no requieren ninguna modificación en cuanto al generador de
rayos X, tablas o rejillas. En general CR es
ligeramente menos caro que la modalidad
de radiografía digital, que proporciona varias de las ventajas de las imágenes digitales
a una practica veterinaria.
DR
DR o rayos X directos (DX) por lo general
se refiere a uno de tres tipos de sistema. Las
características unificadoras de estos sistemas son que una imagen se produce casi de
manera instantánea y que el mismo detector
de rayos X se utiliza para cada exposición1,2,6-8.
Dentro de esta categoría se encuentran dos
sistemas. Estos sistemas se utilizan de manera común en medicina veterinaria. El otro
tipo de sistema DR es la cámara con dispositivo acoplado de carga (CCD).
Detectores de panel plano
Los detectores DR de panel plano se subdividen en paneles que centellean (emiten
energía que se digitaliza y registra cuando
los fotones de los rayos X interactúan con
los elementos del detector) (Figura 3) y
aquellos que crean una corriente eléctrica
cuando los fotones de los rayos X interactúan con el detector; la corriente entonces
se convierte en una imagen radiográfica9.
En cualquier caso, este proceso es casi instantáneo y las imágenes pueden observarse
por lo general en cuestión de segundos
después de haberlas tomado. Los detectores de centelleo son el tipo más prevalente
del sistema DR veterinario10. En teoría, en
los equipos que no centellean la falta de
19
8/20/09 9:06:41 AM
Sección Especial Tecnología
Chasis
Pantalla
Película
Pantalla
Chasis
1. Esquema de una placa tradicional en un sistema de chasis de doble pantalla. Los fotones de los rayos X
pasan a través del chasis para interactuar con las pantallas que se encuentran en ambos lados de la placa.
Cuando un fotón de los rayos X interactúa con la pantalla se emite luz de manera instantánea lo cual expone
a la película.
Chasis
Fósforo
Chasis
2. Esquema de un chasis CR típico. Los fotones de rayos X pasan a través del chasis para interactuar con el
fósforo almacenado. La energía de los rayos X se almacena en la hoja con fósforo. Cuando se inserta el chasis
en el procesador un rayo láser pasa por encima del fósforo depositado liberando la energía almacenada como
luz. La computadora procesa esta luz para originar una imagen digital.
Detector
Detector de luz
Capa de detector
Electrónicos
Capa electrónica
3. Esquema de un estilo de centelleo en un detector DR de panel plano. Los fotones de rayos X pasan a
través del detector e interactúan con el cristal centelleante que emite luz. Cada píxel del detector alberga
hardware eléctrico, el cual mapea la luz conforme se emite.
20
una etapa productora de luz debe proveer
a estos sistemas con una resolución mejor.
La importancia clínica de esta diferencia
está todavía por determinarse1,7-9,11.
Los diversos vendedores de paneles
tienen diferentes dimensiones físicas, pero
todos tienen un área de detección activa
más pequeña que las dimensiones totales
del panel. La dimensión de la radiografía
está limitada al tamaño del detector y deberá tener cuidado al elegir el tamaño correcto del área de imagen para los tipos de
pacientes y estudios que están por obtenerse. Por lo general, las dimensiones de este
tipo de detector serán diferentes de aquellas de los chasises de película convencional,
requiriéndose en ocasiones alteraciones en
las tablas de examen radiográfico o chasises
preexistentes (en equinos). Además de sincronizar de manera electrónica el sistema
DR con el generador existente, se necesita
una pequeña modificación al sistema la
cual lo realiza por lo general el vendedor.
Como sucede con sistemas CR, todos los
sistemas DR necesitan que se compren los
medios para almacenaje de las imágenes y
revisarlas.
Cámaras CCD
Los sistemas radiográficos con cámara
CCD generan una imagen de rayos X cuando los rayos X interactúan con una pantalla
fluorescente que se encuentra fija por la
parte de debajo de la mesa de rayos X. La
luz producida a partir de esta interacción
se centra entonces mediante una lente y se
captura en el chip CCD. En esencia, la cámara CCD fotografía la luz producida de
los rayos X interactuando con la pantalla.
Los chips CCD son relativamente
pequeños (2.5 x 2.5 cm a 8 x 8 cm). El gran
factor de reducción necesario para reducir
el tamaño de la imagen del paciente al
tamaño del CCD puede resultar en pérdida de información, lo cual ha limitado la
calidad de las imágenes basadas en CCD en
tiempos pasados2,10. Los avances en la tecnología CCD, han rebasado esta limitación
y por el momento las máquinas con base
en CCD aceptan aplicaciones radiográficas humanas12-15. La experiencia veterinaria con cámaras CCD es más limitada
que con la CR y los detectores de DR de
panel plano. Las radiografías CCD se utilizan de manera amplia en humanos y en
radiografías dentales veterinarias debido a
su pequeño campo de visión.
8/20/09 9:06:43 AM
Este artículo proporciona un panorama de
las tecnologías utilizadas para la captación
primaria de información radiográfica. Antes que la información sea útil debe pasar
por un procesamiento de imágenes. Cada
vendedor tiene un diferente sistema de
procesamiento de imágenes, que puede
implicar varios pasos que pueden variar en
complejidad. Cuando se evalúa el producto
finalizado el procesamiento de imágenes
contribuye en gran parte a las diferencias
en la apariencia de las imágenes. A pesar
de que hay notables diferencias técnicas
entre los sistemas radiográficos a partir
de diferentes vendedores muchas de las
diferencias de la calidad de la imagen dependerán de la habilidad del vendedor para
procesar de manera efectiva la imagen y no
necesariamente el tipo de equipo utilizado
para obtener la imagen. CR es un sistema
relativamente accesible de radiografía digital que comparte un flujo de trabajo similar
a las radiografías pasadas en película. Las
tecnologías DR permiten que los veterinarios
generen imágenes radiográficas en unos
cuantos segundos de haberlas tomado.
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21
8/20/09 9:06:46 AM
Sección Especial
Tratamiento con Hidrocaminadora
en la práctica Veterinaria:
Beneficios y consideraciones
Este tratamiento puede ayudarle a que sus pacientes
recuperen su función total, luego de que han sufrido
lesiones de una manera más rápida, mejoren la
fortaleza muscular y el rango de movimiento de la
articulación y aún a que pierdan peso. ¿Es adecuada
esta técnica para su clínica?
Christine Jurek, DVM, y Laurie McCauley, DVM
L
a hidrocaminadora o banda caminadora bajo el agua, puede ser un
agregado de mucho valor en cualquier clínica. Pero es importante comprender sus usos y limitaciones, así como su
operación adecuada y mantenimiento para
lograr mayores beneficios.
En este artículo proporcionamos un
panorama de la hidrocaminadora, incluyendo su propósito, usos comunes para
trastornos específicos, técnicas básicas,
equipo necesario y consideraciones de
mantenimiento. Asimismo comentamos
un reporte de caso, a manera de ejemplo, de
cómo la hidrocaminadora puede utilizarse
en la rehabilitación de un paciente, luego
de la cirugía de ligamento cruzado anterior, que es uno de los usos más comunes.
A pesar de que este artículo se centra en
perros, esta modalidad también tiene un
uso cada vez más amplio en el campo de la
rehabilitación en equinos.
Christine Jurek, DVM
Laurie McCauley, DVM
TOPS Veterinary Rehabilitation
1440 E. Belvidere Road
Grayslake, IL 60030
22
INDICACIONES
El tratamiento con hidrocaminadora se
utiliza principalmente en pacientes veterinarios para que se recuperen de manera
más temprana y mejorar la fortaleza muscular luego de cirugías o lesiones en extremidades, cuello o espalda y con el fin
de mejorar el rango de movimiento de las
articulaciones afectadas. Esta técnica también se emplea de manera más frecuente en
animales para el condicionamiento atlético
o el control de peso.
Los pacientes ortopédicos y neurológicos pueden beneficiarse de un retorno más
temprano de sus funciones con la hidrocaminadora. Proporciona un ambiente con
menor carga de peso, que aumenta el uso
funcional de una extremidad sin la notable
carga de peso y malestar resultantes en una
articulación postquirúrgica1. Los pacientes
que sanan de fracturas, en las cuales es necesario inmovilizarlos, a menudo se desempeñan bien cuando al principio se inicia el
ejercicio en el agua. La viscosidad del agua
también proporciona, mayor estimulación
propioceptiva y táctil2.
Además, gran parte de los pacientes
postquirúrgicos y neurológicos tienen cierto
grado de atrofia muscular o pérdida de fortaleza. Del mismo modo se desarrolla atrofia
muscular secundaria a osteoartritis y, en un
menor grado, como resultado del envejeci-
miento normal. Caminar en una hidrocaminadora una vez a la semana o más puede
ayudarles a sus pacientes a mejorar la fortaleza de la atrofia muscular y en su movilidad,
debido a una mayor resistencia al movimiento hacia adelante. Mientras más frecuente
sean las sesiones, tanto como cada dos días,
puede fortalecerlos aún más rápido.
Muchos perros que no desean utilizar
su extremidad luego de alguna lesión, empezarán a usarla para ayudar a mantener
el balance y estabilidad en el agua a causa
de mayor bienestar y debido a la resistencia a los movimientos hacia delante en las
extremidades funcionales, lo cual reduce
el patrón de marcha. El tratamiento con
hidrocaminadora es útil en particular en
pequeños perros que han pasado por osteotomía de la cabeza femoral. En estos pacientes deseamos más la formación de una
seudoarticulación sana, que excesivo tejido
cicatrizal que conduzca a un movimiento
restringido. Una hidrocaminadora permite
el movimiento en un ambiente de bajo
peso, que ayudará a fortalecer los músculos
y tendones que rodean esta nueva articulación, así como a mantener la fortaleza y
el balance en el resto del cuerpo. El menor
estrés de llevar peso en las fases iniciales
de la formación de la seudoarticulación
parece ayudar a reducir la cantidad de discrepancia longitudinal funcional de la extremidad, relacionada con desplazamiento
dorsal del fémur en estos pacientes.
Las articulaciones lesionadas a menudo muestran un rango de movimiento
menor. Caminar en una hidrocaminadora
permite un patrón de marcha correcto,
pero exagerado lo cual mejora la flexión
de la articulación y, en un menor grado,
su extensión3. El ejemplo más común de
un paciente que podría beneficiarse de este
patrón de marcha exagerado es un paciente
con flexión limitada de la rodilla y corve-
8/20/09 9:06:47 AM
jón, luego de pasar una cirugía para reparar
alguna lesión en el ligamento cruzado anterior (véase “Caso ejemplo de rehabilitación
física en un perro, luego de cirugía bilateral
de rodilla”.
El alivio del dolor proporcionado por el
agua caliente facilita la relajación muscular
y la fortaleza de los tendones en situaciones en las cuales ha habido entablillado,
protección o contractura1.
Los atletas se benefician del acondicionamiento en una hidrocaminadora, tanto
en la fortaleza muscular como en la resistencia cardiovascular debido a la mayor
resistencia del agua.
Por último aquellos pacientes obesos o
con sobrepeso pueden ejercitarse de manera más segura en un ambiente de flotación
que en la tierra. La flotación del agua reduce el estrés por soportar el peso mien-
tras que al mismo tiempo su resistencia
aumenta la demanda metabólica y mejora
la fortaleza muscular1.
NATACIÓN
También puede utilizarse la natación como
un modo de tratamiento acuático. Sus usos
y beneficios resultan similares a aquellos
de una hidrocaminadora, pero tiene unas
cuantas diferencias claves1,4. Los perros que
Caso ejemplo de rehabilitación física en un perro,
luego de cirugía bilateral de rodilla
Bella, una perra labrador esterilizada
de un año de edad se presentó para
tratamiento de rehabilitación, luego de
rotura bilateral del ligamento cruzado
anterior y a subsecuente reparación
extracapsular de ambas rodillas. En un
principio Bella cojeaba de la extremidad pélvica izquierda, pero la cojera
pasó a la extremidad pélvica derecha
a la siguiente semana. Las radiografías
mostraron inflamación, pero no una
enfermedad articular degenerativa evidente. Se había practicado cirugía tres
semanas antes de la presentación, la
cual fue cuatro semanas posterior a que
se detectara la cojera inicial. La recuperación era ligeramente complicada, por
una infección en la incisión del lado
izquierdo, pero la incisión había sanado
para el momento de la presentación.
Bella recibía suplementos de glucosalina, así como aceite de pescado.
Los hallazgos iniciales incluyeron
una calificación de condición corporal
de 4/5 (sobrepeso), una longitud de la
zancada bilateral acortada en ambas
extremidades pélvicas y una ligera rotación interna en la fase de contacto y
una postura de sentado deficiente con
las extremidades posteriores hacia un
lado, mostrando además xifosis toracolumbar. Las mediciones de rango
de movimiento revelaron una notable
restricción en la flexión del corvejón
(izquierda, 66 grados; derecha, 72
grados) y extensión de la cadera (135
grados bilateralmente) y una moderada restricción en la flexión de la
rodilla (izquierda, 50 grados; derecha,
46 grados) y restricción moderada de
las rodillas (en menos de 5 grados). Se
observaron apoyo medial lateral con
engrosamiento de la cápsula articular
y derrame, y la rodilla izquierda tenía
en la incisión excesivo tejido de cicatrización. No se observó alguna diferencia
estadísticamente de valor en la circunferencia muscular entre los lados izquierdo
y derecho.
El programa de rehabilitación inicial
incluía ejercicios pasivos de rango de
movimiento, ejercicios terapéuticos
diarios y tratamiento en la hidrocaminadora, 2 o 3 veces por semana. No se
utilizó tratamiento con láser para reducir
el tejido cicatrizal en la rodilla izquierda.
El propósito del tratamiento era que Bella
retornara a su estilo de vida previamente
activo. Se utilizaría el mejoramiento en el
rango de movimiento como una indicación medible de mejoría, mientras que
los análisis de la postura y de la marcha
serían indicadores subjetivos de retorno a
la función.
De inmediato se inició el programa
de Bella en la hidrocaminadora. Se
colocó en agua caliente (33.3º C) a una
profundidad que alcanzara su hombro
(por debajo de trocánter mayor y por arriba de su rodilla). Caminó durante cuatro
minutos a una velocidad de 4.5 k/h lo
cual resultó en una marcha dinámica.
Ella hizo algunos pasos, incluso con ambas extremidades posteriores mostrando
una zancada correcta, sin rotación interna. Demostró la típica flexión exagerada
de las extremidades posteriores. La sesión
terminó hasta el momento de fatiga
indicada al sentarse (no mantener el paso
de la caminadora). Luego de la sesión
se aplicó un masaje de cinco minutos,
Bella se secó mediante aire para prevenir
infección en la piel. Durante las sesiones
subsecuentes, el tiempo de ejercicio se
incrementó en 30 segundos a 1 minuto
con base en su nivel de fatiga.
Un mes después de que se inició el
tratamiento, Bella mostraba cierta mejoría
en el rango de movimiento (Izquierda,
flexión del corvejón relativamente sin
cambios a 65 grados; derecha, notable
mejoría a los 55 grados; izquierda,
mejoría ligera de la rodillas a los 46
grados; derecha, mejoría a los 40
grados; y mejoría en caderas a los 155
grados bilateralmente en extensión).
La marcha de Bella se había convertido de alguna manera dispareja con
una zancada más corta y una rotación
interna continua del lado izquierdo,
pero con un movimiento más fluido
en el lado derecho. Para ahora, la circunferencia de su extremidad posterior
izquierda era de 25 cm más pequeña
que la derecha. Su postura no se había
modificado. Se revisó su protocolo de
tratamiento para mejorar la simetría y
rango de movimiento.
Se cambiaron las sesiones con la
hidrocaminadora para incorporar el
uso de un balón alrededor de su pata
trasera izquierda con el fin de exagerar
aún más la flexión. La duración del
ejercicio continuó aumentándose con
base en su tolerancia y promedió 1
o 2 minutos adicionales cada sesión.
También se recomendó tratamiento
con calor antes del ejercicio pasivo
del rango de movimiento del lado
izquierdo. Se revisaron los ejercicios
para incluir nuevas actividades. Un
mes después Bella estaba de nuevo
caminando de manera uniforme. Finalmente, fue capaz de sentarse y había
mejorado de manera muy notable la
flexión de la rodilla y del corvejón (izquierda, corvejón 50 grados; derecha,
46 grados; ambas rodillas 38 grados
todo normal o dentro de los 5 grados
de rango normal). Se le dio de alta del
tratamiento, ocho semanas después de
su presentación inicial.
23
8/20/09 9:06:47 AM
nadan utilizan un patrón diferente que la marcha al caminar,
así que tal vez no sea ideal para volver a entrenar la marcha en
un perro con lesión neurológica5. En gran parte de los tanques
el agua puede ajustarse a una suficiente profundidad como para
que permita que los grandes perros puedan nadar de manera
libre. Algunos equipos permiten utilizar chorros para proporcionar resistencia.
Ciertas instalaciones utilizan una tina por separado para
tratamiento con natación, permitiendo así más espacio para
un ambiente natural. En ciertos casos, puede practicarse la natación en lagos o en el océano, pero estos son ambientes con
menor control y, por tanto, más riesgosos.
CONTRAINDICACIONES Y
PRECAUCIONES
Algunos pacientes pueden ser temerosos del agua, pero gran
parte de ellos estará deseoso por ejercitarse en una hidrocaminadora, si se les acostumbra con paciencia al equipo y al agua.
Si el paciente se encuentra temeroso de la hidrocaminadora,
coloque recompensas en la rampa lo cual a menudo motiva a
los pacientes a ingresar y tomar la posición para caminar.
Aquellos pacientes con enfermedades cardiacas o respiratorias pueden experimentar cierta dificultad al ejercitarse en
agua más que al hacerlo en tierra. Sin embargo, la mayoría de
estos pacientes pueden ejercitarse en una hidrocaminadora si
se les monitorea de manera apropiada y se ejercitan de manera
conservadora. La mayor resistencia en el agua ocasiona mayor
demanda cardiovascular y respiratoria. Breves sesiones de ejercicio seguidas por sesiones de descanso (caminando en principio
un minuto, descansando luego dos minutos y repitiéndolo dos
veces) puede ser más apropiado para estos pacientes. Al individuo nunca se le ejercita al punto de fatiga y su tasa respiratoria se
monitorea de manera cercana, terminando el ejercicio antes de
que haya jadeos.
Como sucede con cualquier tratamiento activo, debe evaluarse la salud general de cada paciente antes de iniciar el tratamiento,
con el fin de asegurarse de que es capaz de desarrollar de manera
segura y a gusto la actividad. El clínico debe determinar si el nivel
de dolor del paciente es demasiado grande como para iniciar un
ejercicio de tipo activo, además de los aspectos de salud general.
En muchas ocasiones los pacientes con dolor sienten alivio durante la actividad acuática1. En principio, el terapista debe elegir
entre desarrollar rangos pasivos de movimiento o ejercicios fijos
con el paciente en el agua y progresar hacia caminatas activas
cuando el paciente se sienta más a gusto.
Antes de iniciar el tratamiento con hidrocaminadora, tal vez
sea necesario resolver ciertas inestabilidades (tales como inestabilidades de la columna vertebral). Algunos pacientes con inestabilidad tal vez puedan ejercitarse de manera más segura bajo el
agua3. Muchos clínicos con experiencia iniciarán el tratamiento
con hidrocaminadora antes de la cirugía del ligamento cruzado
anterior y en ciertos casos cuando no es posible su corrección
quirúrgica.
También es mejor evitar sumergir un área recién suturada,
una herida grande, pacientes incontinentes o pacientes con diarrea. Los puntos calientes sanarán más rápido debido al sistema
de sanitización en el agua, en tanto que al paciente se le seca de
manera amplia en el área afectada. Como regla general, cual-
24
1. Paciente que camina por hidrocaminadora que cuenta con chorros de agua
para agregar resistencia, bajo la guía de Sierra Nash, asistente de tratamiento.
quier enfermedad que necesite precaución al ejercitarse en tierra,
también requiere precaución en el agua.
En caso de que el perro sea tetraparético deberá haber por lo menos 2 o 3 personas en la tina con él, una para trabajar las extremidades
pélvicas, otra para trabajar las extremidades torácicas y, en caso de
que el paciente no pueda controlar el movimiento del cuello, una tercera persona para evitar la inmersión de la cabeza. Muchas tinas son
demasiadas pequeñas para acomodar a esta cantidad de personas,
así que necesitará considerarse a la hora de la compra, en caso que la
clínica trabaje con pacientes neurológicos de manera frecuente.
VARIABLES EN LA
HIDROCAMINADORA
Muchos parámetros de la hidrocaminadora, tales como profundidad
del agua, turbulencia y velocidad y dirección de la caminata necesitan
determinarse en cada sesión, con el objetivo de lograr el mejor resultado posible para el paciente. También varía la temperatura del agua,
pero esta variación ocurre con menos frecuencia en la práctica que en
el caso de los otros parámetros.
Profundidad del agua
Modificar la profundidad del agua puede alterar de manera notable
el movimiento y nivel de ejercicio del paciente. Un nivel de agua bajo,
justo por arriba de los carpos (91% de de la carga de peso) incrementa
más la flexión de los carpos y corvejón, que otro nivel lo podría hacer
y es útil en pacientes con flexión reducida de estas articulaciones6.
Cuando el agua se encuentra a nivel del hombro hay una resistencia
importante con flotación mínima (85% de la carga de peso)6 ya que
el tórax no se está desplazando en el agua. Este nivel resulta excelente
para aquellos perros en los que usted quiere aumentar la fortaleza,
como en el caso de los atletas. Los niveles de agua justo en el, o por
arriba del, hombro tienen una flotación máxima para fortalecer las
extremidades con mínima carga articular (38% de la carga de peso) y
resultan más benéficos en pacientes con osteoartritis o en recuperación de alguna cirugía en la cual resulta contraindicada la carga de
peso6. Los niveles de agua por arriba de este nivel ocasionan que los
perros reduzcan su zancada, lo cual puede afectar los beneficios del
ejercicio.
8/20/09 9:06:50 AM
intensa que sin los chorros. En nuestra práctica se utilizan los chorros con cualquier paciente que pueda caminar durante 20 minutos
en la hidrocaminadora sin que se fatigue. Unos cuantos ejemplos de
cuando se pueden aplicar agregar los chorros al protocolo son los
atletas, pacientes con enfermedad articular degenerativa, pacientes
geriátricos que se han debilitado por inactividad y pacientes con displasia de cadera. No deben utilizarse los chorros con pacientes que
tienen una rodilla inestable o que han tenido de manera reciente alguna cirugía de ligamento cruzado, ya que los chorros pueden incrementarla fuerza del desgarro aplicado a la tibia.
Temperatura del agua
2. Nótese la posición del paciente en el tratamiento en tanto que el paciente
camina hacia atrás en la hidrocaminadora.
Velocidad de la hidrocaminadora
Incrementar la velocidad de la hidrocaminadora aumenta el esfuerzo del paciente debido a la turbulencia y resistencia. Las velocidades bajas (0.5 a 2.7 km/h) se utilizan en perros que tienen
problemas neurológicos, puesto que la viscosidad del agua le da
al paciente más tiempo de reacción y es más probable que ellos
caminen de manera correcta en vez de arrastrar sus pies. Las velocidades moderadas (4.5 a 9 km/h) se emplean para gran parte
de los pacientes postquirúrgicos y artríticos de manera inicial,
así como para que calienten y enfríen los atletas. Se emplean
velocidades rápidas (9 a 22 km/h) para los atletas y pacientes
más fuertes que se encuentran en una etapa más avanzada de
su rehabilitación.
Para determinar las velocidades de inicio se utilizan la fortaleza de las extremidades y, por tanto, la longitud de la zancada.
En nuestra experiencia, un perro de talla media que recién empiece en la hidrocaminadora lo hace mejor con velocidades de
4.5 a 6 km/h lo cual resulta en una marcha dinámica.
Tanto el agua fría como el agua caliente tienen diferentes efectos fisiológicos. El agua fría (29.4 C) tiende a reducir la frecuencia cardiaca,
lo cual puede ser benéfico cuando se ejercita para acondicionamiento. En tanto que el agua caliente (30-34.4 C) ejerce efectos mínimos
en los parámetros cardiorrespiratorios y en el esfuerzo, pero aumenta
la circulación y flexibilidad reduciendo por tanto el malestar7.
Repeticiones
Lo prolongado y la cantidad de repeticiones dependen de la habilidad atlética del paciente y de los objetivos del terapeuta. Si el paciente
tiene alguna lesión que ya ha sanado, pero que todavía se rehúsa a
apoyarse en la extremidad, lo pondremos en la hidrocaminadora con
la intención de cansar las otras tres extremidades y estimular al paciente a que utilice la cuarta. Esto puede ser durante 5 a 10 minutos.
Esta técnica a menudo elimina la conducta anormal en 2 a 4 sesiones. Por otra parte, los pacientes debilitados pueden empezar con tres
repeticiones de 45 segundos con descansos de dos minutos entre los
primeros. El paciente promedio empieza con tres repeticiones de 1 o
2 minutos y trabaja hasta por 20 minutos. Cuando este protocolo ya
no representa un desafío, se modifican otras variables.
PARTICIPACIÓN DEL TERAPISTA
Aunque utilizada con menor frecuencia que la caminata hacia
delante, la caminata hacia atrás fortalece el bíceps femoral y
los músculos semitendinoso, semimembranoso y glúteos superficial, medio y profundo, los cuales son los músculos que
se debilitan notablemente en pacientes mayores, pacientes con
enfermedad metabólica o musculoesquelética y pacientes con
mielopatía degenerativa. Estos músculos también son importantes para brincar, así que la caminata hacia atrás es un excelente ejercicio para atletas. La duración de la caminata hacia
atrás es notablemente más breve que cuando se camina hacia
delante, ya que resulta más difícil de hacerlo. Por lo general,
empezamos con 30 a 45 segundos y pocas veces no más allá de
5 a 6 minutos, aún con pacientes atléticos.
La inversión más importante que puede hacer cuando empieza un
programa de tratamiento con hidrocaminadora es el entrenamiento
del terapista y resulta más ventajoso antes de comprar la unidad. Un
mejor entrenamiento y una mejor capacitación aseguran una compra
educada y es un signo de su compromiso para un amplio programa
de tratamiento con hidrocaminadora. Un terapista experto tiene un
repertorio de técnicas que pueden utilizarse en beneficio del paciente: dónde poner y colocar las manos, cuándo utilizar dispositivos
asistentes y qué dispositivos utilizar, son factores que pueden afectar
el éxito de una sesión o programa de tratamiento.
Contar con un clínico experimentado que entrene a un nuevo
terapista es la mejor manera de asegurar un nivel adecuado de conocimientos. Dos programas de certificación enseñan rehabilitación
animal: Animal Rehabilitation Institute y Northeast Seminars (por
parte de The University of Tennessee). Ambas capacitan a veterinarios, técnicos veterinarios y terapistas físicos y constituyen un
buen recurso de capacitación para entrenar al personal ya presente o
contratar a un terapista experimentado.
Turbulencia del agua
Posición corporal
Dirección de la caminata
Otra opción disponible con algunas hidrocaminadoras es aumentar la turbulencia a través del uso del chorros (Figura 1).
La turbulencia aumenta el nivel de esfuerzo haciendo que el
sistema cardiovascular y los músculos trabajen de manera más
La posición corporal del terapista puede afectar la actitud y atención
del paciente. El terapista puede alentar un progreso hacia delante,
quedándose enfrente a un lado o atrás del paciente (Figura 2). Para
una marcha incierta, el paciente deberá encontrarse hacia el frente en
25
8/20/09 9:06:53 AM
3. El paciente porta un balón para aumentar la flexión de la rodilla e incrementar el área superficie
para incrementar la resistencia.
todo momento.
El terapista le puede ayudar al paciente
en tanto se encuentre en la hidrocaminadora de muchas maneras. Por ejemplo,
sostener en alto la cola con una ligera tracción puede ayudar al paciente modifique su
pelvis y haga mejor su ejercicio. También
puede asistir al paciente neurológicamente
débil al permanecer atrás de él y estimular
los músculos del corvejón al final de la fase
posterior de la zancada, a fin de lograr un
movimiento hacia delante más intenso en
la fase anterior. En un paciente escoliótico
con cavidad espinal hacia la derecha colocar una mano del lado derecho de la pelvis
y en el lado izquierdo de la caja torácica
puede ayudar a que el paciente camine de
manera más intensa.
Dispositivos de asistencia
Cuando la flotabilidad del agua no es adecuada para mantener una biomecánica
apropiada se puede utilizar un arnés (por
ejemplo, Walkabout Harnesses-Walkabout
Harnesses; Help ‘Em Up Harness-Blue Dop
Designs; arneses proporcionados por los
fabricantes de las hidrocaminadoras). Este
arnés se puede fijar mediante una tira de
nailon u alguna cuerda de bungee al techo
o alguna barra cerca de la tina. Los arneses
permiten aumentar la dificultad al permitir
movimientos de lado a lado y de arriba hacia abajo. Los dispositivos más asistentes
que ayudan a los pacientes a mejorar su
caminata en tierra también pueden utilizarse bajo el agua, pero esté alerta de que los
efectos pueden diferir. Por ejemplo, aunque
26
se pueden utilizar pesos fuera del agua para
alcanzar una mejor flexión o resistencia, resultan más apropiados los balones o las alas
acuáticas (Figura 3).
EQUIPO
Se encuentran disponibles varias hidrocaminadoras comerciales. La mejor manera de evaluar cierta hidrocaminadora es
trabajar con una unidad funcional luego de
recibir entrenamiento apropiado. Además,
los clínicos experimentados que ya han utilizado las hidrocaminadoras pueden resultar excelentes fuentes de información acerca de la facilidad de uso y mantenimiento
de una unidad en particular.
Las empresas que producen o distribuyen los modelos disponibles a nivel comercial o que fabrican sobre medida incluyen:
Ferno Veterinary Systems ( http://
•
www.fernovetsystems.com/)
Shor-Line ( http://www.shor-line.com/)
•
HydroHound ( http://www.hydrohound.
•
com/)
Musculoskeletal Therapies for Ani•
mals ( http://www.mtavet.com/hydro/
hydrotread.htm)
Westcoast Animal Rehabilitation
•
Equipment ( http://www.animalrehab.
co.uk/animalrehab/)
Hedo/Focus It ( http://www.eswt.net/)
•
Therapy for Dogs ( http://www.thera•
pyfordogs.com/)
Milestone Equipment ( http://www.
•
milestoneequipment.com/).
La vestimenta adecuada (por ejemplo, trajes de neopreno (wetsuit), zapatos
antiderrapantes) es una buena inversión
para mantener al terapista seguro y cálido.
En climas más fríos resulta fundamental
una secadora de aire para los pacientes y
en áreas más cálidas será suficiente algunas toallas. También serán útiles algunos
juguetes y arneses para los pacientes.
Otras consideraciones para tomar en
cuenta cuando se compre una hidrocaminadora incluyen el espacio adecuado para
la tina y el sistema de filtración, una fuente
de agua para llenar la tina y la disponibilidad de drenaje cuando se necesite vaciar la
tina de manera parcial o total. Si no existe disponible una base para almacenar el
sistema de filtración en algunas áreas del
país puede colocarse el tanque fuera de las
instalaciones, con un sistema de tubería
entrando hacia la clínica y reduciendo los
requerimientos de espacio. Las tinas llenas
de agua también son más bien pesadas así
que es importante fortalecer el piso.
MANTENIMIENTO
Cada unidad tiene requerimientos de mantenimiento únicos, pero todas requieren
cierto mantenimiento y saneamiento similares. Las hidrocaminadoras pueden utilizarse con agua salada o agua fresca y pueden
sanitizarse con cloro (que puede provocar
vómito o que tengan diarrea los perros si
la ingieren en cierta cantidad), bromuro o
cobre. Puede agregarse ozono con el fin de
desinfectar y disminuir la cantidad de satinizador primario y mantener seguro el ambiente. Los filtros de arena o en caja pueden
utilizarse pero necesitan ser grandes debido
a la cantidad de aceite y partículas que se
desprenden del pelaje de los perros. Alguna
tienda local de albercas tendrá la habilidad
de probar su agua en busca de partículas, así
como de químicos. Si les permite saber cuantos galones hay en su tanque ellos tienen un
sistema de computadora que le dirá cuanto
tiene que agregar. Por lo general es un servicio gratuito.
CONCLUSIÓN
En nuestra experiencia, la hidrocaminadora puede ser no solo benéfica en pacientes
con lesiones, sino también en pacientes con
osteoartritis y obesidad. Además puede
utilizarse para acondicionamiento de salud
en perros atletas. Esta amplia variedad de
“Tratamiento con Hidrocaminadora
en la práctica Veterinaria”
8/20/09 9:06:56 AM
Sección Especial
Cómo realizar una
ovariectomía laparoscópica
usando dos puertos de acceso
Aprenda más acerca de este procedimiento laparoscópico, que produce menos dolor
y traumatismo tisular que la ovariohisterectomía abierta de rutina. Entonces, considere
usted si debe tener lo necesario para ofrecer este procedimiento en su clínica.
Tom McCabe, DVM
E
xisten varias razones para practicar
ovariectomías en vez de ovariohisterectomía en perras sanas. En comparación con la ovariectomía, la ovariohisterectomía en perras es técnicamente
más complicada y lleva más tiempo y probablemente se relaciona con mayor morbilidad (incisión más grande, más traumatismo intraoperatorio, mayor malestar)1. No
se han observado diferencias de importancia entre los dos procedimientos en cuanto
a la incidencia de problemas urogenitales a
largo plazo, incluyendo endometritis, piometra e incontinencia urinaria1.
Además no existe algún beneficio, ni por
tanto indicación para retirar el útero durante
la esterilización rutinaria en perras sanas1.
Aún más, un estudio reciente concluyó
que la ovariohisterectomía asistida por laparoscopia ocasiona menos estrés quirúrgico
y hasta 65 % menos dolor postoperatorio
que la cirugía tradicional de esterilización2.
De este modo, realizar ovariectomías por
medios laparoscópicos reduce además
el tamaño de la incisión, traumatismo a
los tejidos y el nivel en general de dolor
experimentado por la paciente en comparación de realizar una ovariectomía u
ovariohisterectomía abiertas. Y debido a la
amplificación de la imagen laparoscópica
por video, ciertos cirujanos piensan que es
más sencillo visualizar al ovario durante la
laparoscopia que durante un procedimiento abierto ayudando de este modo para
asegurar la remoción completa del tejido
ovárico3. Yo aliento a todos los veterinarios
interesados en incorporar la laparoscopia
en sus clínicas a que tomen cursos básicos
y avanzados ofrecidos por The University
of Georgia, Colorado State University y, en
cualquier otro lugar, antes de aplicar esta
técnica en una paciente. Espero que la descripción detallada de esta técnica ayude a
facilitar su aceptación y uso en las clínicas
y que se logren mayores avances. Ojalá que
mi experiencia con esta técnica ayude a los
veterinarios a evitar ciertos errores que he
aprendido por malas experiencias.
EQUIPO NECESARIO
El equipo e instrumentos necesarios para
practicar una ovariectomía laparoscópica
en perras y gatas se enlista más adelante.
Todo el personal implicado en practicar
cirugía laparoscópica necesitará un entrenamiento adecuado en los procedimientos,
así como al limpiar, desinfectar, esterilizar
y mantener los instrumentos y equipo.
•
Un laparoscopio y conjunto de
cánulas, cánulas/trocares. En mi
clínica utilizo un endoscopio rígido de
Figura 1
Tom McCabe, DVM
Northeast Veterinary Clinic
9405 Dyer St.
El Paso, TX 79924
27
8/20/09 9:06:59 AM
Ovariectomía Laparoscópica
5 mm de diámetro, 0 a 30 grados de campo con un largo de
28 a 33 cm con la cánula Ternamian EndoTIP (Karl Storz)
roscada de 6 mm para el acceso primario, en perros y gatos.
La cánula Ternamian EndoTIP roscada metálica se utiliza
sin trocar y, por tanto, ofrece una técnica de entrada más
segura y reduce la perdida de insuflación4,5.
Para el acceso craneal en gatos y perros pequeños (< 10 kg) yo
utilizo un equipo de cánula-trocar de 5 mm. En pacientes pequeños en los cuales estoy preocupado acerca de hacer interferencia
entre los instrumentos utilizo el PassPort trocar (Patton Surgical), el cual es más corto (55 x 5 mm), para el acceso craneal. En
perros medianos y grandes (> 10 kg), utilizo un equipo cánulatrocar de 10 a 14 mm. He visto que utilizar un equipo cánula-trocar de mayor diámetro en pacientes grandes, facilita la extracción
del ovario y es menos probable que el cirujano deje caer el ovario
o siembre el abdomen con tejido ovárico durante su extracción.
Utilizo el equipo cánula-trocar Autosuture de Versaport, equipado con Versaseal (Covidien) como el acceso craneal en perras
medianas y grandes debido a que a menudo permite la extracción
del ovario sin perder el neumoperitoneo.
Una mesa quirúrgica ajustable que permita volver
•
a posicionar al paciente durante el intraoperatorio, rotándolo hacia la izquierda o derecha para elevarlo de un lado.
Yo utilizo el TT Endoscopic Positioner (Apexx Equipment)
(Figura 1).
Una torre de laparoscopia con un monitor de video,
•
cámara y una computadora con hardware y software de
filmación (utilizo AIDA Vet software [Karl Storz]), una cabeza de cámara, un insuflador, un cilindro de gas de dióxido de carbono (con un tanque de repuesto disponible),
una manguera para el insuflador, una fuente de luz (con
un foco de repuesto) y cable para la luz. Me aseguro que la
cabeza de la cámara, línea del insuflador y el cable de luz
se hallan esterilizado con gas o que hay disponibles fundas
estériles para la cámara (por ejemplo, Karl Storz). Cuando
coloque una funda estéril en el cable de luz, asegúrese que
la cinta que asegura la funda al cable no evite la liberación
donde el cable se fija al laparoscopio.
Una gran caja para esterilizar por medio de gas
•
(utilizo Stack and Store Tool Box [Plano Molding] con
agujeros de ventilación de 0.5 pulgadas; Figura 3) que contiene al laparoscopio y otros instrumentos quirúrgicos y
dispositivos necesarios para el procedimiento: cuatro toallas (adentro), un campo quirúrgico desechable grande
(externa, encima, lo suficientemente grande como para
cubrir por completo al paciente, gabinete de instrumental
al extremo de la mesa quirúrgica), una aguja Veress, una
manguera de insuflación, una cabeza para la cámara, un cable para la luz, un portaagujas grande, una sutura de nailon
2-0 con una aguja grande (por ejemplo, Ethilon 2 con aguja
cortante LR [Ethicon]) y cánula enroscada EndoTIP de 6
mm, un equipo cánula-trocar de 5 mm, un equipo Versaport de 10 a 14 mm o equivalente, pinzas Babcock endoscópicas o sujetadores de diente de ratón (por ejemplo,
V. Mueller Endolap de 5 mm sujetador de dientes de cobra
[Cardinal Health]). Todas las cánulas deberán tener una
llave de paso de insuflación para darle mayor flexibilidad.
Utilizo líneas aisladas con cortes para proteger los lapa-
28
Figura 2
•
•
•
•
•
roscopios y las cánulas de EndoTIP dentro de la caja. Además,
la gran envoltura utilizada para esta caja puede extenderse en la
parte alta para colocar instrumental endoscópico.
Un paquete de cirugía general y una hoja de bisturí Núm.
11 en caso de utilizar Storz EndoTIP; de otro modo utilice una hoja de bisturí Núm. 15.
Una unidad electroquirúrgica bipolar o su equivalente.
Aunque este procedimiento puede desarrollarse con otros instrumentos de coagulación o de ligadura endoquirúrgica, incluyendo lásers y bisturís armónicos yo utilizo LigaSure Vessel
Sealing System (Valleylab) con un pieza de mano LigaSure V
Sealer/Divider de 5 mm para gatos y perros pequeños a medianos y una pieza de mano LigaSure Atlas Sealer/Divider de 10
mm para perros medianos a grandes. Dado que este sistema de
sellado y corte de vasos es bipolar no se requiere de una placa
que haga tierra. El sellador de vasos se activa con el botón de
energía en el instrumento manual o en el pedal del pie y se desactiva de manera automática, una vez que se ha liberado la cantidad necesaria de energía selladora.
Clips vasculares Autosuture Endo Clips (Covidien) de
10 mm. Mantenga estas pinzas vasculares en reserva en el caso
poco usual de hemorragia severa.
Una unidad de succión o de irrigación laparoscópica.
2 Monitores montados en la pared a cada lado de la mesa
quirúrgica, facilitarán en mucho el procedimiento.
8/20/09 9:07:01 AM
Instrucciones generales de preparación
1. Antes de esterilizar mediante gas
disponga los instrumentos endoscópicos dentro de la caja del laparoscopio.
Encima de los instrumentos, coloque
cuatro campos quirúrgicos y seis pinzas
para campos. Adentro de la caja ponga
un indicador de esterilización por gas.
Una vez que la caja está arreglada,
ciérrela y coloque una toalla de mano
adicional encima para que el cirujano
seque sus manos antes de ponerse los
guantes. También incluya el campo
quirúrgico para el paciente, encima de
la caja. Utilice un gran cuadro de papel
de envoltura para material o su equivalente para envolver la caja. Etiquete,
ponga fecha e iniciales en la envoltura
más externa y coloque otro indicador
de esterilización de gas en la parte
externa de la caja. En caso de que su
clínica tenga más de una caja de laparoscopio, numere cada una de ellas
para referencias futuras, que deberán
tenerse en caso de cualquier problema
con el equipo o instrumento.
2. Conecte la torre y encienda todos
los componentes, incluyendo el gas
de bióxido de carbono (asegúrese que
la válvula de presión enfrente del
insuflador se encuentre en la zona
verde). Verifique que el programa
de filmación de su computadora
aparezca en el monitor. Si se dispone
de monitores en la pared enciéndalos.
Registre los nombres del cliente y paciente y otros datos pertinentes en el
programa de filmación de la computadora y asegúrese de que aparezcan en
todos los monitores antes del procedimiento.
3. Si es posible conecte los monitores
de la pared al sistema utilizando un
cable Súper video a partir de la parte
trasera del monitor de la torre.
4. Asegúrese de que hay suficiente
espacio para que el cirujano se movilice alrededor de la parte posterior de
la mesa de cirugía, de tal modo que
pueda llegar al otro lado de la mesa
de manera fácil.
5. Rasure de manera amplia al
paciente anestesiado y recumbente
de manera dorsal, desde el cartílago
xifoides hasta la pelvis, siguiendo el
borde caudal de la caja torácica hasta
casi la mitad del dorso del área lumbar (lateral a la tercera o cuarta glándula mamaria) y directamente a través
de manera caudal cuando el muslo
se encuentra con el resto del cuerpo
(véase foto abajo). Resulta importante
contar con un campo estéril en el
área donde se colocarán las agujas de
sutura para los ovarios o en caso de
que el cirujano requiera convertir a
un procedimiento abierto.
6. Asegúrese que se ha vaciado la
vejiga de la paciente.
Durante el procedimiento hay que
asegurarse que la presión abdominal
no exceda los 15 mm Hg durante la
inserción inicial de la aguja Veress y
de las cánulas primaria y secundaria,
dado que esta presión podría interferir con la respiración del paciente.
Inmediatamente después de colocar
la segunda cánula reduzca la presión
abdominal a 8 a 10 mm Hg durante
el resto del procedimiento.
29
8/20/09 9:07:04 AM
masa ovárica, tal vez a través de un acceso pequeño existe el riesgo
de romper al útero o sembrar el abdomen con células tumorales. Sin
embargo si el útero enfermo o grávido puede retirarse con seguridad
por medios laparoscópicos, tal vez usted necesite un tercer acceso,
justo anterior al borde de la pelvis o en la línea media y se podrá
retirar el útero con ambos ovarios a través de este portal más caudal
(véase “Ovariohisterectomía asistida por laparoscopia: panorama en la
página 35). Las contraindicaciones para la laparoscopias se enlistan
en la Tabla 1.
TÉCNICA PARA LA OVARIECTOMÍA
LAPAROSCÓPICA USANDO 2 PUERTOS
DE ACCESO
Antes de iniciar la ovariectomía laparoscópica infórmele al propietario acerca del procedimiento y haga que firme un permiso para el
tratamiento (incluyendo permiso para que en caso necesario practicar un procedimiento abierto) y una forma también donde ha entendido lo que es la ovariectomía laparoscópica. Así mismo asegúrese de
que todo el equipo se encuentre esterilizado y que el paciente se halle
preparado, incluyendo el vaciado de la vejiga (véase Instrucciones generales de preparación en página 104). También solicito que se administren 20 mg/kg intravenosos de cefalotina durante la inducción,
en caso de que se perciba alguna variación de la esterilidad durante el
procedimiento y luego continúo el tratamiento antibiótico apropiado
por unos días.
PRECAUCIONES Y CONTRAINDICACIONES
Si existe una enfermedad uterina (piometra o masa) o en caso
de que el animal se encuentre gestante es mejor practicar un
procedimiento abierto. Cuando retire un útero agrandado o una
Paso 1: Posicione al paciente
Coloque al paciente con el rasurado amplio como se menciono, en
recumbencia dorsal en un posicionador para pacientes endoscópicos, que se ha fijado de manera segura a la mesa quirúrgica. Asegure
al paciente con las correas y hebillas, asegurándose de que las co-
Figura 3
30
8/20/09 9:07:08 AM
rreas del muslo están aseguradas, ya que mantendrán abiertas
las patas del paciente cuando se le gire hacia una posición lateral. No utilice las ligaduras de la mesa quirúrgica para asegurar
las patas del paciente. Ajuste la parte frontal del posicionador,
de tal manera que el área abierta entre la V frontal deslizable y
la V caudal fija sea suficientemente amplia, como para permitir
un fácil acceso a las áreas de acceso y a los sitios de laterales
entre la tercera y cuarta glándula mamaria. Tal vez sea necesaria
alguna cinta adhesiva para asegurar a los pacientes más pequeños en vez de utilizar las correas. Verifique que haya suficiente
espacio para moverse con facilidad hacia el otro lado, alrededor
del extremo posterior de la mesa de cirugía. Coloque de manera temporal el gabinete de los instrumentos al lado de la mesa
quirúrgica. Prepare de manera aséptica el campo quirúrgico de
la manera protocolaria.
torácica un poco antes del borde preparado (cerca de la última costilla) y coloque la pinza para el campo final, asegurándola en el campo
caudal. Haga lo mismo en el lado opuesto.
Paso 2: Cubra el área
Permita que un asistente mueva la charola de instrumentos hacia el
extremo posterior de la mesa quirúrgica y que coloque la torre en
la cabecera de la mesa. Por lo general no uso la mesa de cirugía con
inclinación hacia abajo (posición de Trendelenburg8) a menos que
tenga dificultad en localizar los ovarios. Coloque la envoltura sobre el
área con los campos y cubra el área desde la cabeza del paciente hacia
donde está la charola de los instrumentos.
Permita que un asistente abra la envoltura externa del paquete
quirúrgico y que coloque el paquete en un gabinete de de instrumentos envueltos (el peso el paquete ayuda a conservar la envoltura en
su sitio cuando se mueve al paciente de lado a lado). A continua-
Permita que un asistente no estéril abra la cubierta del paquete
de la caja estéril y que la coloque hacia abajo para disponer de
espacio. Luego de de que el cirujano se ha puesto una máscara,
un gorro bata quirúrgica y guantes estériles, retira la envoltura
de papel grande de la parte superior de la caja y lo coloca por
el lado estéril del papel. Se utiliza los cuatro campos y las seis
pinzas de Backhaus para cubrir el área abdominal. Coloque
primero los campos craneal y caudal, y luego ponga las pinzas
en el campo lateral, hacia el campo craneal. A continuación
pinze de nuevo más allá de manera dorsal, siguiendo la caja
Paso 3: Arregle los instrumentos
Disponga los instrumentos por uso cronológico en el mostrador
quirúrgico (Figura 3) de izquierda a derecha: la aguja Veress, la
manguera de insuflación, la aguja núm. 11 o 15 (no ilustradas), paquete de sutura, cánula Storz EndoTIP de 5 mm y otro equipo de
cánula-trocar de 5 a 14 mm (dependiendo de la talla del paciente).
Retire el trocar del equipo de cánula-trocar y colóquelo en la cánula.
Coloque la cabeza de la cámara y el cable de luz cerca y el fijador
endoscópico hacia el laparoscopio.
Paso 4: Posicionamiento y preparación del
sitio adicionales*
31
8/20/09 9:07:12 AM
Figura 4
ción corte la envoltura sobre las áreas de acceso. Coloque la
manguera de insuflación, del cable de luz y de la cabeza de la
cámara a través de las pinzas de campo (utilice las cajas) para
ayudar a conservar la línea en el campo estéril (Figura 4). Que
el asistente le proporcione el filtro final de la línea de insuflación
para conectarlo a la línea de insuflación.
Paso 5: Insufle el abdomen en el acceso primario
Utilizando una de sus manos, tome la porción externa movible de la aguja Veress (todavía sin conectar a la manguera de
insuflación), y con su mano posicionada en la parte craneal del
paciente, sostenga cuidadosamente la pared abdominal en la
línea media, al nivel del área umbilical, y elévela sin incorporar
ninguna parte del intestino o del bazo. Coloque la punta de la
aguja Veress perpendicular hacia la pared abdominal elevada,
casi una cuarta parte de la distancia caudal desde el ombligo
hasta el borde pélvico. Yo coloco la aguja Veress en este acceso
Figura 5
32
caudal, con el fin de disminuir algún daño inadvertido o insuflar el
estómago bazo o hígado. Coloque el dedo índice y pulgar de su mano
hacia caudal en la aguja y coloque su dedo anular en la parte central
de la aguja suficientemente lejos como para permitir la penetración
abdominal. Esta posición de los dedos evita una penetración abdominal excesiva.
A continuación dirija la aguja en una dirección dorsal craneal a
través de la pared abdominal elevada (Figura 5). Cuando considere
que ha sido penetrado el abdomen utilice la prueba de la gota colgante para verificar: ponga la válvula de la aguja Veress en posición
abierta, coloque 1 o 2 gotas de solución salina estéril en el cono de la
aguja y observe si la solución salina pasa por la aguja, como resultado
de la presión abdominal negativa. En caso de que las gotas no desaparezcan dentro de la aguja, avance cuidadosamente la aguja 1 mm
en tanto observa la gota en el cono.
Una vez que desaparece la solución salina dentro de la aguja, fije
la manguera de insuflación a la aguja Veress encienda el gas de dióxido de carbono y comience la insuflación. Se guarda la aguja Veress,
de modo que el obturador de seguridad cubra el punto de la aguja
una vez en el abdomen10. Una vez que el neumoperitoneo alcanza 15
mm Hg cierre la válvula de paso en la aguja Veress y retire la aguja del
abdomen. En caso de que la presión sea mayor a 15 mm Hg desconecte la conexión de insuflación y utilice la válvula de paso del lado
de la aguja Veress para bajar la presión del abdomen hasta 15 mm
Hg. Si la presión abdominal excede esta cifra puede interferir con la
respiración del paciente.
Paso 6: Coloque el laparoscopio en el acceso caudal
Luego de retirar la aguja Veress, utilice una hoja de bisturí Núm. 11
para hacer una cuidadosa incisión en el centro del acceso caudal.
Luego de hacer una pequeña fenestración en el abdomen coloque
la cánula EndoTIP roscada en la incisión y rótela en sentido de las
manecillas del reloj con su válvula abierta hasta que oiga que se libera
el gas a través de la válvula.
Entonces cierre su válvula y rote la punta de la cánula de una a
tres rotaciones más para colocarla por completo de manera intraabdominal. Fije la manguera de insuflación a esta cánula y restablezca
la presión del neumoperitoneo a 12 a 15 mm Hg.
Si no cuenta con una cánula EndoTIP, utilice un equipo cánula-trocar Versaport de 5 mm o equivalente con una válvula de tres
pasos de insuflación. Retire el trocar y, en el sitio pensado para el
acceso, haga una impresión en la línea media con la cánula en la piel,
de manera caudal a un cuarto de la distancia entre el ombligo y el
borde de la pelvis. Con la hoja de bisturí Núm. 15 haga una pequeña
incisión que atraviese la piel por completo sobre la impresión de la
cánula en la línea media, más 2 mm (el total del largo de la incisión
deberá ser de casi 7 mm, suficientemente largo para que pase la unidad cánula-trocar).
Entonces, utilice la misma técnica que para la incisión del acceso caudal y haga una incisión en la piel para el acceso craneal (para
lograr la incisión correcta en su longitud, agregue 2 mm al diámetro
de la cánula) en la línea media, en un punto exactamente entre el
ombligo y el proceso xifoides.
En el sitio de acceso caudal y con el trocar en su lugar, angule
el instrumento hacia la vejiga y diríjalo cuidadosamente en el abdomen con la combinación cánula-trocar. Cuando utilice dispositivos
cánula-trocar de tipo Versaport con hojas cortantes, asegúrelas adecuadamente de tal modo que estén armadas. Para hacerlo, apriete
8/20/09 9:07:16 AM
tanto la porción superior (trocar) e inferior
(cánula) al mismo tiempo, de modo que la
aguja protuirá con presión en la punta. De
nuevo utilice su mano libre para sostener la
cánula y proporcionar un alto en la profundidad segura, así que usted no penetrará
demasiado profundo. Mantenga la hoja
centrada y paralela y no perpendicular a la
línea alba. Fije la línea de insuflación a la
válvula de paso y mantenga la presión de
insuflación abdominal a 12 a 15 mm Hg.
A continuación, fije la cabeza de la cámara y el cable de la luz al laparoscopio (la
cabeza de la cámara la cual tiene un cable
que la conecta hacia unidad de la cámara
en la torre, se fija con una montura C al
laparoscopio, en tanto que el cable de luz
se conecta directamente a la línea de luz
del laparoscopio) y siempre mantenga la
cámara apuntando hacia el piso. Con un
laparoscopio de 30 grados mantenga la
luz dirigida hacia las 12 del reloj (con el
fin de conservar el campo visual hacia los
ovarios) y para ayudar en la orientación.
Con un aparato de 0 grados, la posición
de la luz no es importante, pero la cabeza
de la cámara deberá estar dirigida hacia el
piso (6 horas en el reloj) con el propósito de
ayudar a mantener la orientación. Coloque
la punta del laparoscopio en una pieza de
gasa estéril y solicite que hagan un ajuste
en el balance del blanco. Entonces, coloque
el laparoscopio a través del acceso caudal
de la cámara y dirija el laparoscopio cranealmente hasta que se observe la vía de
entrada craneal.
Paso 7: Haga el acceso craneal
El acceso de este puerto no requiere una válvula de paso de insuflación, pero se recomienda en caso de remoción inadvertida de la vía
de acceso de la cámara, que el puerto caudal
tenga la válvula de paso de insuflación.
Establezca el acceso craneal donde se
hizo la incisión craneal de la piel antes (entre el xifoides y el ombligo, en la línea media)
utilizando la misma técnica que se uso para
la primera vía de entrada. Con la cámara dirigida hacia el segundo acceso y utilizando
la combinación armada cánula-trocar, entre
con cuidado en el abdomen en un movimiento craneal y caudal, angulando el trocar
de manera caudal y alejándose del estómago
y bazo. Cuando introduzca una unidad de
cánula-trocar en el abdomen utilizando solamente una mano, extienda su dedo medio a
lo largo del eje para evitar la penetración excesiva. Utilice la cámara con el fin de observar
que la punta del trocar evita el bazo y otros
órganos (Figura 6). Entonces, que alguien reduzca la presión abdominal a 8 a 10 mm Hg
por el resto del procedimiento.
Figura 6
33
8/20/09 9:07:21 AM
Paso 8: Ajuste la posición
del paciente
Permanezco al lado izquierdo del paciente
para remover de una manera más sencilla
el ovario derecho, el cual se localiza primero. Utilizando el posicionador del paciente,
giro al paciente de tal modo que el ovario
derecho se encuentra en la parte superior
(con el lado izquierdo hacia abajo). Observo el monitor de la pared y mantengo
una orientación de tipo diamante de béisbol. Tengo “el ovario en el home”, yo me encuentro en la “segunda base”, y los accesos
son la “segunda y tercera base” y utilizo el
monitor opuesto de la pared o en el techo
opuesto a mí, para observar cómo desarrollo el proceso.
Paso 9: Fije el ovario derecho
a la pared abdominal
Pase unas pinzas Babcock endoscópicas
de 5 mm o equivalente a través del acceso
craneal y diríjalas junto con el laparoscopio
de manera caudal hacia el riñón derecho
con el objetivo de localizar el ovario. Con
frecuencia es necesario encontrar primero
el ovario y fijar el ligamento suspensorio
ovárico o la unión ovario-uterina y aplicar
una ligera tracción para levantar el ovario
hacia el campo visual y hacia la pared abdominal lateral del mismo lado (Figura 8).
Un asistente puede sostener con cuidado al
paciente a lo largo de la línea media dorsal y levantarlo ligeramente y agitarlo cuidadosamente, con el fin de asistir al cirujano a que visualice el ovario o ligamento
suspensorio. Evite pinzar el ovario con el
fin de evitar rotura del ovario y diseminar
el abdomen con tejido ovárico. En caso de
que no pueda localizar el ovario, pero solamente observar lo que parece ser el ligamento suspensorio ovárico, su paciente tal
vez ya haya sido esterilizada. Pinze el ligamento y levántelo para seguirlo de manera
caudal hacia donde debe estar el ovario. Si
todavía no lo localiza dirija el laparoscopio
de manera caudal hacia el canal pélvico. Si
el animal se encuentra intacto o ha tenido
una ovariectomía deberá verse la bifurcación uterina en la parte superior o ventral al colon y el cuerpo dorsal uterino de
la vejiga12.
La posición ideal de fijación del ovario
por lo general es entre los accesos y más allá
lateralmente para permitir una aplicación
sencilla de sus instrumentos endoscópicos
y evitar la interferencia entre las cánulas y
los instrumentos. Una vez que se determina
esta posición ideal retire su mano de las
34
Figura 7
pinzas Babcock endoscópicas y mueva el
laparoscopio (con su fuente de luz) hacia el
punto ideal con el fin de permitir la transiluminación (apague las luces de la habitación)
(Figura 9). Utilice un portaagujas largo para
pasar con cuidado la aguja directo hacia el
abdomen hacia el punto ideal, desde lateral
a medial bajo observación directa (Figura
10). De manera alterna utilice un gancho
de ovariectomía de Tankersley (Karl Storz)
o una aguja larga cruzada en vez de la aguja
armada con una sutura de nailon núm. 2. En
gatas y perras más pequeñas use una aguja
de sutura y materiales regulares. Retraiga el
laparoscopio a una distancia breve, con el
fin de evitar dañarlo con la aguja y evitar la
punción inadvertida de algún órgano.
Entonces que un asistente utilice una
toalla estéril o envoltura de papel, como
una barrera para sostener la cámara en la
posición elegida, manteniendo la aguja
centrada en la pantalla del monitor. Con
cuidado deslice su mano izquierda sobre el
portaagujas para pasarlo a su mano derecha. Retome los sujetadores endoscópicos
con su mano derecha penetrando de manera gentil por debajo del mesovario y cerca
al ovario con la aguja, e inclínela para evitar que el ovario se escabulla. Evite pasar la
aguja directamente hacia el tejido ovárico,
ya que esto puede provocar que se disperse
tejido ovárico y al síndrome de remanente
ovárico13. Debido al gran tamaño de la aguja, tal vez quiera retirarla de manera parcial,
conforme usted mantiene un punto cercano a la pared abdominal y entonces forzar
el punto a través de la pared abdominal.
Una vez que el mesovario se encuentra
en la aguja, retire su mano de las pinzas
endoscópicas. Tome el portaagujas con su
mano derecha y utilice los dedos de su mano
izquierda ampliamente para ayudar a pasar
de regreso el punto de la aguja a través de
la pared abdominal. Con cuidado, destrabe
las pinzas y retírelas del ligamento suspen-
Figura 8
sorio ovárico para evitar incorporarlo en la
ligadura. Utilice un doble nudo en la sutura
y jale el ovario hacia arriba contra la pared
abdominal y remueva toda falta de tensión.
No haga un nudo, sino que asegure el material de sutura con el portagujas cerca de
su doble nudo para fijar temporalmente el
ovario a la pared abdominal (Figura 11).
Retire los sujetadores del acceso.
Etapa 10: Retire el
ovario derecho
Antes de remover el ovario, para asegurar la
hemostasis usará el LigaSure para coagular
y sellar, presionará el botón de la hoja cortadora sólo después que el tono de señales del
ciclo de energía de la unidad LigaSure haya
terminado. Siempre intente pinzar la misma
cantidad (profundidad) de tejido cada vez
que avance la secuencia. Con el fin de evitar
atascamientos, utilice gasas humedecidas en
solución salina para limpiar cualquier escara de las hojas de los instrumentos y para
limpiar el extremo del laparoscopio.
El LigaSure posee una gráfica de seis
barras o niveles de energía; yo utilizo tres
barras para grandes perros, dos barras para
Figura 9
8/20/09 9:07:24 AM
perros medianos y una barra para gatos y
perros pequeños. Pase el LigaSure a través
del acceso craneal y diríjalo hacia el ovario
fijado. El mango del LigaSure puede rotarse
en cualquier dirección y el bisel ayuda a
facilitar la colocación del instrumento en
el tejido por coagular y cortar. Sólo retire
una pequeña cantidad de tejido en cada
lado del ovario para acelerar el proceso y
facilitar la remoción del tejido a través del
Figura 10
Una vez que se ha liberado el ovario,
verifique de inmediato por restos de tejido
(pedículos ováricos) buscando hemorragias, que son poco usuales, pero si llegara
a encontrarse alguna, pinze el vaso sangrante con la punta del LigaSure, y con sólo
una barra de a energía, selle el vaso. De
modo alterno, puede aplicarse una sonda
endoscópica roma (o la punta del LigaSure) para aplicar presión suave al área sangrante. Si esto fracasa, puede recurrir a una
esponja de compresión de gelatina absorbible (Gelfoam-Pfizer) o clips Autosuture
de 10 mm. Si piensa que tiene un sangrado
mayor sin control, modifique a un procedimiento a abierto.
Figura 11
acceso. Utilice el LigaSure tan cerca como
sea posible a la pared abdominal, tan seguramente como sea posible.
Coloque el laparoscopio en su mano que
se encuentra hacia caudal del paciente y el
LigaSure en su mano hacia craneal y sostenga el ligamento suspensorio del ovario
y pinze el ligamento, del ancho de una hoja
del instrumento más allá del ovario. Cierre
el LigaSure apretando el mango frontal hacia la unidad de mano, hasta que haga clic,
y presione el botón de energía hasta que el
tono se detenga (Figura 12). Entonces avance
la hoja de corte empujando la palanca en
el frente de la pieza de mano. El tejido en
ambos lados de las hojas del instrumento se
vuelve blanco y se genera una corriente. Libere el control LigaSure al apretar el mango
y abriendo las hojas. Con cuidado, mueva el
instrumento hacia el ovario, de modo que la
próxima posición se sobreponga a la primera. Active de nuevo la energía y cuando el
tono se detenga avance la hoja de corte presionando el botón al frente del instrumento
de mano. Otra vez abra con suavidad las hojas del LigaSure y libere.
Continúe esta técnica secuencial hasta
que todo el ligamento suspensorio del
ovario y el aporte sanguíneo al ovario se
han cortado y coagulado con precisión. Entonces, dirija el LigaSure a la unión ovariouterina y, usando la misma técnica, separe
el ovario del útero. De nuevo, al aplicar leve
tracción al LigaSure, asegúrese de que no
dañará la pared corporal.
a resellar el acceso si tuvo que agrandar la
apertura para retirar el ovario.
Paso 11: Encuentre y retire el
ovario izquierdo
Camine alrededor de la mesa, y que un
asistente modifique el posicionador del paciente, de modo que usted pueda utilizar la
misma técnica para retirar el ovario izquierdo. Los límites son el estómago, bazo, riñón y ligamento suspensorio ovárico. Con
frecuencia, el ovario izquierdo descansa
justo en el borde lateral del bazo. En caso
de sea así, pase con gentileza sus pinzas
endoscópicas cerradas entre el bazo y la
pared abdominal, para desplazar el bazo de
manera medial con el propósito de visualizar al ovario. Recuerde verificar cualquier
sangrado antes de retirar el LigaSure. Siempre constate el tejido que ha retirado para
asegurarse de que ha removido todo el
tejido ovárico (Figura 15).
Figura 12
A continuación, reemplace el LigaSure
con las pinzas endoscópicas en el acceso
craneal y agarre y cierre en el ligamento
suspensorio o en el tejido de unión ovariouterina que se fija a cada lado del ovario
(Figura 13). Una vez que lo tenga, libere el
portaagujas sosteniendo la sutura (retírela)
y atraiga el ovario hacia el acceso craneal.
Tal vez sea necesario agrandar ligeramente
el acceso para permitir la remoción del
ovario. Puede ser más sencillo remover el
ovario y la cánula al mismo tiempo (Figura
14). Puede utilizarse un hemóstato para
agarrar el tejido ovárico conforme sale de
la pared corporal a fin de evitar su pérdida.
A menudo, el tejido ovárico, si es suficientemente pequeño, puede atraerse hacia
la cánula por medio de su apéndice.
En caso de utilizar Versaport con el dispositivo Versaseal, desatornille con cuidado la porción Versaseal al hacerla girar en
sentido contrario a las manecillas del reloj,
conforme sostiene la cánula con la mano
opuesta. Entonces, usted puede retirar las
pinzas endoscópicas, ovario y Versaseal en
un solo movimiento y reemplace el Versaseal sin perder neumoperitoneo. Puede
ser que necesite colocar una pinza de Allis
para tejido cerca del acceso para ayudarle
Paso 12: Cierre las incisiones
Finalmente, retire la insuflación, retire ambas cánulas y cierre los dos accesos. Utilice
sutura Monocryl (Ethicon) absorbible o
similar (por ejemplo, polidioxanona, Maxon [Covidien], Dexon [Covidien]) -2-0 para
perros medianos a grandes y 3-0 para gatos
y perros más pequeños- para cerrar la línea
alba profundamente, ya sea con un patrón
interrumpido o cruzado. Además, coloque
una o dos suturas o grapas en piel. También
sello la piel con pegamento de tejidos.
OVARIOHISTERECTOMÍA
ASISTIDA CON
LAPAROSCOPIA: PANORAMA
En caso de encontrar alguna enfermedad
uterina durante la parte inicial del procedimiento, usted debe ya sea remover el útero
completo a través de un tercer acceso colocado justo craneal al borde pélvico (ovariohisterectomía asistida por laparoscopia2 u
ovariohisterectomía completamente laparoscópica) o proceder con una técnica abier-
35
8/20/09 9:07:26 AM
Figura 13
ta. Para efectuar una ovariohisterectomía
asistida por laparoscopia, la tercera unidad
cánula-trocar deberá ser de 5 mm en gatos o
perros pequeños y de 10 a 14 mm en perros
medianos a grandes.
Proceda, como ya se describió, a coagular y cortar a través de los ligamentos suspensorios ováricos y mesoovario, pero sin
separar los ovarios del útero. Evite las arterias y venas uterinas y sea cuidadoso para
evitar el útero, puesto que cursan cerca de
la vejiga en aquella zona. Una vez que se han
coagulado y cortado ambos ovarios, utilice
las pinzas Babcock endoscópicas para traccionar un ovario junto con su cuerno a través
del tercer acceso recién hecho. Ya alcanzada
la bifurcación uterina, remueva el otro cuerno y ovario utilizando tracción externa. Entonces realice una ligadura extracorpórea o
sellarlo con LigaSure y seccione las arterias
y venas uterinas, así como el cuerpo, en la
zona entre la bifurcación y el cuello uterino.
Cuando utilice el LigaSure de manera extracorpórea, coloque una pinza por debajo del
LigaSure con el fin de que el muñón uterino
se retraiga, y selle y corte distal a las pinzas.
Coloque en su sitio el muñón uterino y
cierre este acceso del mismo modo que se
cerraron los otros accesos.
MANEJO POSTOVARIECTOMÍA
Déle a los propietarios instrucciones por
escrito, como si se tratara de una esterilización abierta, pero adviértales por escrito que debido a que el útero todavía se
encuentra intacto no deberán utilizarse
hormonas progestacionales (por ejemplo,
acetato de megestrol) o estrógenos en la
paciente, ya que esto podría aumentar el
riesgo de piometra o inducir signos de estro. Dígales que regresen en 10 a 14 días
para una evaluación o que regresen antes
si encuentran algún problema. También
recete algún analgésico postoperatorio durante tres días. Al igual que con la ovariohisterectomía tradicional, las complicaciones postoperatorias potenciales incluyen
infección, dehiscencias y herniación en los
sitios de acceso.
CONCLUSIÓN
La ovariectomía laparoscópica utilizando
dos puertos de acceso proporciona una alternativa viable a la ovariohisterectomía
convencional y pueden practicarla la mayoría de los clínicos que realizan endoscopia
rígida. No sólo esteriliza perras o gatas, sino
que es menos invasiva y ayuda a minimizar el dolor postoperatorio. Las desventajas
son el costo inicial del equipo y el tiempo y
entrenamiento necesarios para adquirir las
destrezas necesarias. Una vez que el veterinario se ha entrenado, este procedimiento
Figura 14
36
8/20/09 9:07:29 AM
puede realizarse en 30 a 60 minutos, dependiendo del caso y habilidad del cirujano. Ajustar el equipo y preparar al paciente requiere de más tiempo que con la ovariohisterectomía convencional.
Figura 15
.
.
.
.
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0.
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Cirugía laparoscópica
Para mayor información acerca de
procedimientos laparoscópicos,
visite cualquier página en dvm.com y busque
por “laparoscopia”.
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“Precolocación de suturas para afrontar la piel”
En ciertas circunstancias no es recomendable la precolocación de suturas. Por ejemplo, si la presión de las suturas podría ocasionar degranulación de un tumor de células cebadas,
no es recomendable la utilización de este procedimiento. Así
como en donde no sea posible el cierre primario de la piel, en
estos casos deberá considerarse el manejo abierto de la herida
o la colocación de injerto.
VENTAJAS Y DESVENTAJAS
La precolocación de suturas afronta la piel para permitir el
cierre de la herida. Pueden utilizarse solas o en combinación
con otras técnicas que alivian la tensión, como la sutura de
colchonero horizontal ajustable o múltiples incisiones de relajación, en caso de que estas no aporten suficiente relajación
por sí solas.
Una desventaja de la precolocación de suturas es que pueden ocasionar un torniquete biológico, en donde la piel ocasiona una tensión circunferencial. Si esto ocurre el efecto de
torniquete se evita retirando la sutura. Si se observan signos clínicos que indiquen una circulación inadecuada como: hipotermia de
los dedos, no seria recomendable el cierre primario de la herida y
es necesario la reconstrucción de la herida a través de colgajos e
injertos.
Nota del Editor: Esta técnica se demostró en un perro obtenido de
una empresa que proporciona animales.
Reconocimiento
Gracias a Lori Lind, RVT, Gladstone Animal Clinic, Gladstone,
Mo., por su ayuda durante la demostración.
REFERENCIAS
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Wilkins, 1997;173-175.
“Tratamiento con Hidrocaminadora en la práctica Veterinaria”
usos puede hacer que las hidrocaminadoras sean de gran valor
agregado en las clínicas.
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37
8/20/09 9:07:32 AM
EQUINOS
Oximetría de pulso (SaO2)
durante la anestesia general
en Equinos
Núñez HE, Ayala SC, García LAA
1
L
Introducción:
a anestesia general debe ser un procedimiento reversible,
capaz de ofrecer inconsciencia, amnesia, analgesia e inmovilidad con el mínimo riesgo para el paciente. Los anestésicos
y fármacos adyuvantes, pueden comprometer la homeostasis del
equino y en ocasiones pueden inducir efectos impredecibles. Desafortunadamente las crisis anestésicas tienden a presentarse en
forma súbita, lo que puede tener efectos devastadores para el paciente. El objetivo del monitoreo anestésico es obtener información
confiable que pueda ser utilizada para maximizar la seguridad del
paciente, y así reducir los efectos depresivos de los anestésicos sobre
la función orgánica, logrando incrementar las posibilidades de realizar un procedimiento exitoso.
Desarrollo:
El monitoreo anestésico incluye la vigilancia de una gran variedad
de parámetros, que involucran principalmente los aparatos cardiovascular y respiratorio.
TRANSPORTE DE OXÍGENO
Después de atravesar la membrana alvéolo-capilar, el oxígeno es
transportado hacia los tejidos de dos formas que sumadas, representan el contenido total de oxígeno en la sangre.
El 98% del oxígeno es transportado en combinación química
con la hemoglobina de los eritrocitos, el 2% restante está disuelto
en el agua del plasma y de las células.
Por lo tanto el contenido total de O2 de la sangre es la suma del
escaso contenido de oxígeno en solución, más el contenido del O2
unido a la hemoglobina.
Debido a su baja solubilidad en el agua sólo una pequeña proporción de oxígeno viaja disuelto, sin embargo, esta pequeña cantidad es la que produce la presión parcial de este gas en la sangre. El
O2 mezclado con la hemoglobina no ejerce presión parcial.
MVZ MC Enrique Núñez Hernández. Departamento de Medicina,
Cirugía y Zootecnia para Équidos. Facultad de Medicina Veterinaria
y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México.
México D.F. C.P. 04510. [email protected]
MVZ ESP Carlos Ayala Sánchez. Departamento de Medicina,
MVZ MC Alma A. García Lascurain. Departamento de Medicina,
1
38
La Hemoglobina es el componente más abundante del eritrocito y constituye poco más
del 30% de su volumen. La
concentración normal de hemoglobina en el caballo adulto
oscila entre 12 y 16 gr. por cada
100 ml de sangre y cada gramo
de hemoglobina tiene la capacidad de transportar 1.34 ml
de oxígeno. La razón de este
excelente desempeño de la hemoglobina en cuanto al transporte de oxígeno se refiere, es
su estructura química.
La hemoglobina es una proteína que resulta de la unión
de cuatro moléculas del núcleo
HEM y una molécula de gloFigura 1
bina. (figura 1)
En el interior del grupo Hem
viaja el oxígeno, está unido por enlaces electroquímicos reversibles
que dependen directamente de la tensión de oxígeno en los tejidos
que rodean al eritrocito; dando como resultado una curva denominada de afinidad o disociación de la hemoglobina.
La hemoglobina es una molécula especializada en el transporte
de oxígeno y se encuentra alojada en el interior de los eritrocitos.
Si se presentara libre en el plasma (como la albúmina) ejercería
efectos negativos: como una fuerza oncótica extremadamente alta
e interferiría con la función del endotelio. Es por eso, que se encuentra ubicada dentro de un transporte especializado como son las
células rojas de la sangre. En medio acuoso, la hemoglobina se encuentra en solución como proteína globular, lo cual normalmente
es una condición espontánea; sin embargo, cuando su estructura es
modificada se convierte en una molécula insoluble que puede precipitar o incluso hacerse filamentosa como en el caso de la hemoglobina
S, lo que induce la destrucción del eritrocito. La hemoglobina se encuentra en 2 diferentes formas: Como Oxihemoglobina (HbO2) que
es la hemoglobina combinada con oxígeno y la Desoxihemoglobina
(HbCO) o hemoglobina reducida.
La hemoglobina tiene alta afinidad por las moléculas de O2, las
atrae desde el alveolo hasta el interior del eritrocito a la manera de un
poderoso imán, por lo que se considera un excelente transportador.
Este fenómeno contrasta con la baja capacidad de transporte que posee el plasma, por la insolubilidad del O2 en los líquidos.
El fenómeno de combinación del O2 con la hemoglobina es reversible: así como hay asociación, también hay disociación, es decir
liberación de oxígeno. Cuanto más fuerte es la atracción o afinidad de
8/20/09 9:07:33 AM
la hemoglobina por el O2, más difícil es la liberación o disociación.
Cuanto más débil sea la atracción, mayor es la facilidad de disociación.
CURVA DE DISOCIACIÓN
DE LA HEMOGLOBINA
La función particular de la hemoglobina de transportar O2 desde los
pulmones hasta los tejidos depende de 2 propiedades:
a) De su capacidad para pasar del estado de hemoglobina reducida al de oxihemoglo bina en una fracción de segundo,
durante su exposición al aire alveolar.
b) De su capacidad de disociación, es decir de la liberación de
oxígeno hacia los teji dos, lo cual se ve influenciado por algunas variaciones metabólicas y condiciones fisiológicas locales.
Al difundir por la membrana alvéolo capilar el oxígeno puede unirse a la hemoglobina o quedar disuelto en la sangre. En un
principio la mayor parte del gas se une a ésta, hasta saturar su
capacidad de transporte y sólo una pequeña proporción del gas
queda disuelto en la sangre. La hemoglobina tiene una capacidad
máxima para combinarse con el oxígeno. Por debajo de este límite
que es la saturación al 100%, la oxigenación de la hemoglobina, se
realiza en base a una relación bien definida con la presión parcial
que ejerce el oxígeno en solución (PaO2). Por encima de la capacidad máxima, el incremento de la PaO2, sólo se presentará por
el aumento de la concentración del oxígeno en solución, puesto
que la hemoglobina ya está saturada al 100%. A partir de este momento la fracción de oxígeno disuelto (PaO2) aumenta progresivamente ya que el oxígeno, no encontrará sitio de unión disponible
con la hemoglobina. Por lo tanto la fracción de oxígeno disuelto es
quien determina la presión sanguínea de este gas.
En base a este efecto, existe una correlación entre la saturación
de la hemoglobina (Oximetría: % SaO2) y la presión de oxígeno
(Gasometría: PaO2). Esta relación se manifiesta con una curva sigmoidea, denominada CURVA DE SEVERINGHAUS; con los porcentajes de saturación (Oximetría) sobre la ordenada (eje y) y las
presiones parciales de oxígeno (Gasometría) sobre la abscisa (eje
x). Utilizando esta curva se determina cual es el porcentaje de Hb
que está como HbO2 (saturación), y las distintas tensiones de O2
(PaO2) a las que equivale él porcentaje que está asociado.
La curva consta de 2 partes: una plana, llamada meseta, por
encima de 60 mm Hg y otra muy empinada, casi vertical, llamada
pendiente, entre 10 y 50 mm Hg. Ambas son el reflejo de las diferencias en la afinidad de la hemoglobina por el oxígeno.
Figura 2
El inicio de la curva representa la exposición inicial de la sangre a la PaO2, fase en la que la saturación de hemoglobina aumenta
vertiginosamente mientras que la presión sanguínea de oxígeno
lo hace muy poco; esto produce la parte “vertical” de la curva;
en esta parte cuando la saturación alcanza el 50% existe una presión de oxígeno de 27 mm Hg, a este valor se le denomina P50,
es el punto indica la desviación a la izquierda (P50 bajo) o a la
derecha (P50 alto). Luego, al alcanzar una saturación del 90% la
curva toma una forma plana, porque a partir de esta saturación
la presión de oxígeno aumenta significativamente mientras que la
saturación de hemoglobina lo hace en menor proporción. La explicación a este fenómeno es la alta afinidad de la hemoglobina por el
oxígeno, lo que hace que inicialmente esta sea la forma preferida
para su transporte; después, cuando está casi completamente saturada, deja pocos sitios para la fijación del oxígeno y este difundirá
preferiblemente hacia el plasma aumentado la presión sanguínea
del gas (Fig. 2).
En la figura 2 se observa la curva de disociación en condiciones
normales, se puede ver la parte plana de la curva, por encima de PaO2
de 60-70 mm Hg correspondiente a saturaciones superiores a 90%.
Grandes elevaciones de la presión parcial de oxígeno, apenas elevan
levemente la saturación. Por debajo de 60 mm Hg, y especialmente
de 50 mm Hg, en la parte vertical de la curva, las disminuciones de
la PaO2 resultan en notorias disminuciones de la saturación. Es fácil
recordar la forma de la curva si se registran o memorizan las equivalencias siguientes:
Tabla 1
DESVIACIÓN DE LA CURVA
Está curva es la de la sangre normal, en donde la P50 es de 27 mm Hg.
Sin embargo, diversos factores como el pH sanguíneo, CO2, temperatura y el 2,3 difosfoglicerato pueden desplazar esta curva en una u otra
dirección, cambiando el valor de la P50.
Si la curva se desvía hacia la izquierda la P50 disminuye, esto
significa que con menor presión sanguínea de oxígeno se alcanza
mayor saturación de la hemoglobina que en condiciones normales.
Esto produce el aumento del contenido total de oxígeno sanguíneo.
Sin embargo, esta mayor afinidad de la hemoglobina por el oxígeno
hace que la entrega a los tejidos periféricos esté reducida. Los factores
que desplazan la curva de disociación de la hemoglobina hacia la izquierda son: La alcalosis, la hipotermia, la disminución de la PCO2 y
el descenso del 2,3 difosfoglicerato (DPG).
Si la curva se desvía a la derecha la P50 aumenta; lo que resulta en
menor saturación de la hemoglobina con una determinada presión
sanguínea de oxígeno. Así, el contenido total de oxígeno en la sangre
disminuye. Esta menor afinidad de la hemoglobina por el oxígeno
39
8/20/09 9:07:35 AM
EQUINOS
Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos
produce una mejor entrega del mismo a los tejidos. Los factores que
desvían la curva de disociación de la hemoglobina hacia la derecha
son: la acidosis, la hipercapnia, el aumento de la temperatura y del 2,3
DPG (Fig. 3).
Figura 3
EFECTO BOHR
El efecto Bohr hace referencia a los desplazamientos de la curva de
disociación de la hemoglobina de acuerdo a las concentraciones de
dióxido de carbono y pH sanguíneos. El dióxido de carbono que viaja
en la sangre difunde hacia los alvéolos al pasar por los pulmones, ello
disminuye la presión de CO2 sanguínea y produce alcalosis. Ambos
factores desvían la curva de disociación hacia la izquierda y aumentan
la captación de oxígeno por la hemoglobina. El resultado es un mayor
transporte de oxígeno en la sangre desde los pulmones hacia los tejidos. Posteriormente, cuando la sangre llega a la periferia, recibe CO2
de los tejidos, lo que aumenta la presión de CO2 sanguínea y produce
acidosis. Esto desvía la curva hacia la derecha facilitando la entrega de
oxígeno a los tejidos.
2-3 DIFOSFOGLICERATO (2-3 DPG)
Cuantitativamente, el 2-3 DPG es el mayor fosfato orgánico contenido
en el eritrocito. El aumento del 2-3 DPG provoca la disminución de la
afinidad de la hemoglobina por el oxígeno y una aceleración de la disociación, debido a que éste se combina con la hemoglobina reducida,
produciendo una mayor estabilidad de la desoxihemoglobina. En esta
forma, se hace necesaria una PaO2 más elevada para lograr una determinada saturación de la hemoglobina, es decir que se produce una
desviación a la derecha.
Una vez que el oxígeno es transportado y entregado a la célula, se
produce el proceso de fosforilación oxidativa en la mitocondria, del
cual se obtienen ATP, CO2 y H2O. En razón del gradiente de presión
que se establece entre la célula y la sangre capilar, el bióxido de carbono difunde de la primera a la segunda obedeciendo a la ley de Henry.
Como la velocidad de difusión del CO2 es unas 20 veces mayor que la
del O2 (ley de Graham), su difusión no presenta problemas. El CO2 es
un producto de desecho que en condiciones fisiológicas es efectivamente transportado por la sangre a los sitios de eliminación mediante
varios mecanismos:
1.- Como CO2 disuelto en el plasma (dCO2):
40
2.- Como bicarbonato (HCO3)
3.- Como compuestos carbaminos
Las técnicas de monitoreo de la oxigenación arterial en caballos
adultos y potros anestesiados, así como en pacientes críticos en las
unidades de cuidados intensivos son: Determinación de gases sanguíneos (Gasometría), Capnografía (concentración de CO2 en la
vía aérea de un paciente durante su ciclo respiratorio) y Oxímetría
de pulso (saturación de la hemoglobina por el oxigeno en la sangre
arterial) son técnicas especializadas asociadas con el incremento de
la supervivencia.
La oximetría de pulso o pulsioximetría es una herramienta indispensable en la vigilancia de los pacientes que se encuentran en terapia
intensiva y durante la anestesia general, ya que provee información
inmediata, continua y no invasiva del grado de oxigenación de la sangre, es decir es el reflejo de la eficiencia de oxigenación pulmonar. La
información clínica derivada de la medición de saturación de la hemoglobina (SaO2), es similar al obtenido de la medición de la PaO2,
ambas son una medida de la habilidad que tienen los pulmones para
liberar oxigeno a la sangre.
La PaO2 normal es de 80 a 110 mm de Hg. Si la PaO2 es menor de
80 mm de Hg, se considera la definición más común de hipoxemia.
Si la PaO2 es de 50 – 60 mm de Hg representa un serio problema de
hipoxemia y requiere tratamiento inmediato. El contenido de oxigeno
arterial es dependiente de la concentración de hemoglobina y la PO2.
El oxímetro de pulso es un monitor perioperatorio ideal ya que ofrece
vigilancia continua, automática y audible de la función cardiopulmonar. Específicamente mide la frecuencia cardiaca y la saturación de
hemoglobina, requiriendo de una función cardiovascular y pulmonar
razonable.
La relación entre la PaO2 y la SaO2 es expresada por la curva sigmoidea de disociación oxigeno – hemoglobina:
El oxímetro provee un estimado de la saturación de oxígeno basado en la absorción relativa de luz roja e infrarroja. Cuando 2 luces
de diferentes longitudes de onda son dirigidas a través de los tejidos,
la cantidad absorbida dependerá de los niveles de hemoglobina oxigenada (oxihemoglobina) y de la hemoglobina no saturada o reducida (desoxihemoglobina).
Los oxímetros de pulso se componen de un sensor o transductor
electro-óptico y un monitor basado en un microprocesador. El transductor debe ser colocado en el paciente, en un tejido con flujo pulsátil
dado por sangre arterial (Fig 4). Cada transductor tiene dos diodos
emitiendo luz y un foto detector. La luz es emitida de los diodos con
una longitud de onda de 660 nm (rojo) y 940 nm (infrarrojo). La luz
del diodo pasa a través del sitio de unión y tejidos subyacentes, parte
de está luz es absorbida. El foto detector mide la luz transmitida de
“Oximetría de pulso (SaO2) durante
la anestesia general en Equinos”
8/20/09 9:07:37 AM
Investigación Actual
Revisión y comentarios de estudios
Pruebas de antígenos y anticuerpos
para diagnosticar y monitorear
blastomicosis en perros
Erika Meler, DVM, MS, Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM
L
Erika Meler, DVM, MS
Barrak Pressler, DVM, PhD, DACVIM
La información para
“Investigación actual”
fue proporcionada
por Erika Meler, DVM,
MS y Barrak Pressler,
DVM, PhD, DACVIM,
Clinical Sciences, School
of Veterinary Medicine,
Purdue University, West
Lafayette, IN 47907.
a inmunodifusión en agar gel
es la prueba comercial más
ampliamente disponible a nivel
comercial para detectar anticuerpos de
Blastomyces dermatitidis, a pesar de que
no es sensible o específica en particular.
Sin embargo, la inmunovaloración enzimática es muy sensible para detectar
antígeno de B. dermatitidis (galactomanano) en personas y también puede
utilizarse para detectar anticuerpos
anti-B. dermatitidis.
En este estudio multicéntrico, se
sometieron a prueba a 46 perros con
blastomicosis confirmada mediante
inmunovaloración enzimática (MVista
Blastomyces dermatitidis antigen
EIA—MiraVista Diagnostics) en
búsqueda de antígenos de B. dermatitidis e inmunodifusión en agar gel
(Meridian Bioscience) e inmunovaloración enzimática (MVista Blastomyces
dermatitidis antibody EIA—MiraVista
Diagnostics) para anticuerpos anti-B.
dermatitidis. Se probaron muestras
urinarias de estos perros a través de
inmunovaloración enzimática para antígeno de B. dermatitidis. Como grupo
control se utilizaron 44 perros sin
infecciones micóticas. Se determinaron
las concentraciones de antígeno en
suero y orina en muestras secuenciales
provenientes de 23 perros infectados al
inicio y durante el tratamiento.
La inmunovaloración enzimática y
la inmunodifusión en agar gel detectaron anticuerpos anti-B. dermatitidis en 76.1% y 17.4% de los perros
infectados, respectivamente. Se detectó
antígeno de Blastomyces dermatitidis por medio de inmunovaloración
enzimática en 93.5% de las muestras
de orina y en 87% de las muestras de
suero. Los resultados demostraron que
la detección de antígenos de B. dermatitidis con base en la inmuovaloración
“Investigación Actual”
41
8/20/09 9:07:41 AM
EQUINOS
Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos
“Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos”
éste modo, dando un indicativo de absorción de luz roja e infrarroja.
La oxihemoglobina (HbO2) difiere de la desoxihemoglobina (HHb)
por su relativa capacidad en la absorción de luz. La mayoría de los
cambios que ocurren en la absorción de luz en las longitudes de onda
utilizadas por un oxímetro de pulso, son atribuibles a cambios en las
concentraciones de HbO2 y HHb. A 660 nm, la oxihemoglobina absorbe menos luz que la desoxihemoglobina; a 940 nm la HHb absorbe
menos luz que la HbO2. La absorción de luz es constante dentro de un
tejido excepto durante la sístole cuando el plexo vascular es perfundido con sangre arterial pulsátil. La absorción de luz que es medida
cuando la sangre pulsátil no está presente (diástole) refleja la absorción por los tejidos y sangre no pulsátil. Con cada latido cardíaco, una
pulsación de sangre oxigenada fluye a través de los tejidos la que es detectada por el transductor. La cantidad de luz que se absorbió durante
la sístole es comparada con la de la diástole, la diferencia representa
la absorción de luz de la sangre arterial. La saturación de oxígeno de
la hemoglobina determina la proporción de luz roja e infrarroja absorbida, el oxímetro de pulso puede calcular un estimado de la SaO2
midiendo los cambios en señales rojas/infrarrojas durante el flujo sanguíneo pulsátil. Además de proveer un estimado de la SaO2, casi todos
los oxímetros de pulso proveen una lectura digital de la frecuencia del
pulso y la intensidad de cada pulsación. También tienen un sonido
que varia en tono según los cambios reflejados en la saturación de la
Hb, el sonido sube con el incremento en la saturación y disminuye
con el decremento en ésta. El signo pulsátil es usado por el microprocesador para determinar el porcentaje de saturación de la hemoglobina de la sangre arterial. Esta característica clínica permite detectar
los cambios relativos en la SpO2 basado en el tono de los sonidos, sin
ver las lecturas actuales. El sistema de alarma es audible y es activado
para proveer una indicación temprana de que la frecuencia del pulso
o la SpO2 esta elevada o disminuida, lo cual se ha predeterminado en
el aparato. Los límites de la alarma pueden ser ajustados a diferentes
rangos en los valores de SpO2 y frecuencia del pulso, o bien la alarma
puede mantenerse inactivada (Fig 3).
La oximetría de pulso ha sido evaluada extensamente en medicina y se considera un método seguro y no invasivo, en la vigilancia
continua de la saturación de la hemoglobina. Sin embargo después
de 2 décadas de encontrar en la oximetría de pulso una herramienta
útil para vigilar a los pacientes durante terapia intensiva o en un pro-
Figura 4 Tejido con flujo pulsatil dado
por sangre arterial.
42
cedimiento anestésico, aún se discute si garantiza en forma total la
seguridad de los pacientes. Algunas investigaciones afirman que la
oximetría de pulso puede cambiar el tratamiento pero no cambia la
mortalidad. Actualmente la oximetría de pulso es una herramienta
de monitoreo indispensable, que ha sido adoptada y exigida por las
sociedades de anestesiología más importantes a nivel mundial como
la American Society of Anesthesiologists (ASA) y también es parte de
la NORMA OFICIAL MEXICANA 170.
Figura 5 Oximetros de Pulso.
Aún cuando la oximetría es una herramienta indispensable y
confiable, existen algunos factores que pueden alterar los resultados
haciendo imposible que se garantice totalmente la seguridad de los
pacientes en anestesia, estos son:
1) Factores que afectan la liberación de oxigeno a las células.
a) Cantidad de hemoglobina: 1g de Hb puede contener 1.36 a
1.39 ml de O2; por lo tanto la sangre media de los caballos con
12 a 16g de Hb/dl tiene una capacidad de 13.6 a 21ml de O2/dl
(volumen porcentual) cuando la Hb esta saturada.
La reducción en el número de glóbulos rojos circulantes (anemia), y de la cantidad de hemoglobina en la sangre disminuye
dicha capacidad. En el caso contrario cuando la hemoglobina
aumenta, también lo hace la capacidad del O2 (esto último
ocurre durante el ejercicio; la contracción del bazo aporta más
glóbulos rojos a la circulación).
b) Perfusión tisular (hipoperfusión): Palpar el pulso, verificar la
frecuencia y su carácter es muy importante. Los oxímetros
miden la SpO2 al pasar la luz por un tejido pulsátil, por ello los
factores que modifican la naturaleza de estas pulsaciones incluyendo a las arteriolas, como la presión de riego sanguíneo y
vasoconstricción pueden modificar la señal. La depleción del
5% del volumen sanguíneo se acompaña de la disminución en
la percepción del pulso periférico y puede ser un índice más
sensible del estado volumétrico del paciente, que la frecuencia
cardíaca o presión arterial. Las manifestaciones más sutiles
de pérdida de presión son registradas en el pulso, y es la oximetría la que depende precisamente de la intensidad de éste,
si no ocurre, es porque no se registra la suficiente presión en
las arteriolas. Las condiciones de monitoreo de la oximetría
“Oximetría de pulso (SaO2) durante la anestesia general en Equinos”
continúa entre pág. 24 y 25 (Cuponera)...
8/20/09 9:07:43 AM
Programa de Conferencias
CONGRESO LAVECCS
Septiembre 2009
Salón 2
Miércoles 2
Salón 1
Jueves 3
Viernes 4
Sábado 5
08:00 a 09:00
Registro
09:00 a 10:00
Como me preparo
para emergencias
López (Uru)
Trauma espinal y
de la cabeza
Mazaferro (USA)
pH, Electrolitos…
Tan complejo?
López (Uru)
Trauma tóraxico
Bruhl-Day
(Arg-USA)
10:00 a 11:00
Oxigenoterapia
en UCI
Rabelo (Bra)
Líquidos en ER,
cuando, cuales, cuanto ?
Tello (Chi-USA)
Gatos: definitivamente
no son perros !
Tello (Chi-USA)
Manejo de heridas
Bruhl-Day
(Arg-USA)
11:00 a 12:00
Abdomen agudo
Bruhl-Day
(Arg-USA)
Receso
Receso
Receso
12:00 a 13:00
Consensos
en Sepsis
Rabelo (Bra)
Radiografías
de tórax en ER
Mazaferro (USA)
Nutrición enteral
en UCI
Rabelo (Bra)
Fluidoterapia
en sepsis
Rabelo (Bra)
13:00 a 14:00
Drenajes en emergencias
Bruhl-Day
(Arg-USA)
El Paciente con distress
respiratorio
Mazaferro (USA
CID:
podemos con ella?
López (Uru)
LUNCH
Trauma de
abdomen
Tello (Chi-USA)
LUNCH
Monitoreando
al paciente crítico
Mazaferro (USA)
LUNCH
Paciente
en shock
Rabelo (Brasil)
Casos clínicos:
Ud que haria?
Tello (Chi-USA)
Clausura
Vólvulo gástrico:
algo nuevo?
Bruhl-Day (Arg-USA)
Receso
Porque sangra
mi paciente ?
López (Uru)
Quemaduras
en pequeños animales
Tello (Chi-USA)
Receso
Ruptura diafragmática
Bruhl-Day
(Arg-USA)
Transfusiones
en emergencias
López (Uru)
Receso
Shock séptico
Tello
(Chi-USA)
19:30 a 20:30
Errores comunes
en cirugía de emergencias
Bruhl-Day (Arg-USA)
CPR
Mazaferro
(USA)
Edema pulmonar
y su manejo
Rabelo (Bra)
20:30 a 21:30
Inauguración
14:00 a 15:30
15:30 a 16:30
16:30 a 17:30
17:30 a 18:30
18:30 a 19:30
Receso
Patrocinadores
43
8/20/09 9:07:46 AM
Aspectos prácticos Consejos clínicos y recordatorios de sus colegas
ARTICULO ARBITRADO
Estimule el juego adecuado, no la corrección
física, para tratar un cachorro que muerde
T
engo una perspectiva única acerca
de los aspectos de conducta que
vemos cada día, debido a los casos
rutinarios en mi práctica general y a los casos que me envían. Uno de estos aspectos
son los cachorros que muerden además de
cómo apoyar mejor a nuestros clientes a
manejar esta situación.
Morder en cachorros es una conducta
normal, aunque indeseable. A menudo utilizan sus hocicos para exploración y juego,
y esta conducta puede extenderse hacia la
familia humana. Mi mayor preocupación
en estas situaciones es que los propietarios
pueden estar utilizando, o se les ha dicho
que usen, correcciones físicas (corregir
mediante trailla, mantenerles cerrado el
hocico, pincharles la lengua o emplear bozales) como estrategia de tratamiento. Al
utilizar este medio se puede provocar una
respuesta de temor y que el cachorro utilice
la agresión de una manera escalonada. Un
enfoque mejor es tratar la tarascada al momento en que ocurre y evitarla, como una
opción para el cachorro.
Si durante algún examen el cachorro
lanza una cantidad exagerada de tarascadas
considere darle un juguete al cachorro con
el fin de mantenerlo ocupado. Utilice este
momento para comentar temas de salud y
conducta con el cliente.
Presuponiendo que no hay anormalidades físicas que contribuyan a esta conducta, incluyo algunas ideas que puede
comentar con sus clientes.
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John Ciribassi, DVM, DACVB
Chicagoland Veterinary Behavior Consultants
1042 Mountain Glen Way
Carol Stream, IL 60188
44
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A partir del Día 1 trabaje con órdenes
de obediencia sencillas. Una vez que
el cachorro se ha sentado, quedado
quieto y venido varias veces durante el
día y utilizando recompensas en cada
repetición, puede ser que el cachorro y
la familia tengan algo positivo en que
trabajar y ayudarle al cachorro a que
tenga menos tiempo para morder.
Acostumbre al cachorro en actividades
de juego regularmente fijadas, varias
veces al día. Un juego apropiado significa no utilizar partes del cuerpo y no
pelear o luchar, lo cual puede estimular
un juego sobreactivo que a menudo incluye jugar con el hocico.
Tome frecuentes caminatas con correa.
Redirija los episodios de tarascadas
hacia juguetes masticables apropiados
(juguetes que sean firmes, suaves o de
peluche o rellenos de recompensas.
En mi experiencia, el juego de estira
y afloja no provoca agresión y es un
juego divertido para gran parte de
los perros. Puede jugarse con éxito en
tanto el propietario consiga la posesión final del juguete utilizando una
orden de “dámelo” y luego premiar
al cachorro con una recompensa y el
juguete por haber cumplido1.
Aísle al cachorro cuando se encuentre
demasiado activo y que no responderá a las sugerencias ya mencionadas.
Utilizar una jaula o área cerrada puede ser útil mientras que a la familia se
le instruye que coloque con calma al
cachorro en ella (el perro no debe relacionar el confinamiento con castigo) y
no interactuar con el cachorro mientras esté ahí2.
Aísle al cachorro cuando se encuentre
demasiado activo y no responda a las
sugerencias ya mencionadas. Utilizar
una jaula o área cercada puede resultar eficaz, en tanto se le instruye a la
familia que coloque con calma ahí al
cachorro (el perro de deberá relacionar el confinamiento con castigo) y
que no interactúe con él cuando se encuentre allí2.
Sugiérale a los propietarios que inscriban al cachorros en una clase apro-
piada de sociabilización antes e las 14
semanas de edad, con objeto de tomar
ventaja de su periodo crítico de sociabilización (6 a 14 semanas de edad)3.
El mensaje es proporcionar la asesoría
apropiada para ayudar a que los clientes sobrepasen este periodo de desarrollo normal
del cachorro, en tanto que se desalientan
otros enfoques de confrontación.
Para mayor información, visite la página web de la American Veterinary Society
of Animal Behavior ( http://www.avsabonline.org/), haga click en AVSAB Position
Statements, y descargue lo referente a sociabilización, castigo y dominancia.
En caso de que persista el problema de
mordisqueo, considere enviar al cliente y
mascota con algún conductista veterinario
o algún veterinario que maneje adecuadamente este tipo de conductas. Visite la página Web del American College of Veterinary Behaviorists ( http://www.dacvb.org/)
para acceder a una lista de Veterinarios
certificados o la página de la AVSAB para
una lista de veterinarios con interés en la
conducta animal.
REFERENCIAS
.
.
.
Rooney NJ, Bradshaw JW. Links between play and
dominance and attachment dimensions of dog-human
relationships. J Appl Anim Welf Sci 2003;6(2):67-94.
Koda N. Inappropriate behavior of potential guide dogs for
the blind and coping behavior of human raisers. Appl Anim
Behav Sci 2001;72(1):79-87.
Seksel K, Mazurski EJ, Taylor A. Puppy socialization
programs: short and long term behavioral effects. Appl
Anim Behav Sci 1999;62:335-349.
8/20/09 9:07:51 AM
Programa de Conferencias
Absorbine Equine Day
4 de Septiembre-Salón 8
09:00 a 10:00 Cólicos por Impactación Fecal
Dr. Sergio Main
15:30 a 16:30 Enfermedades respiratorias de los Equinos
Dra. Lynne Johnson
10:00 a 11:00 Cólicos por impactación del colon – 1ª parte
Dr. Sergio Main
16:30 a 17:30 Enfermedades parasitarias de los equinos
Dra. Lynne Johnson
11:00 a 12:00 Receso
17:30 a 18:30 Receso
Cólicos por impactación del colon – 2ª parte
12:00 a 13:00 Dr. Sergio Main
La bioseguridad en la clínica de equinos
18:30 a 19:30 Dra. Lynne Johnson
Diagnóstico de edad gestacional por ultrasonido
13:00 a 14:00 en Yeguas gestantes
Dr. Sergio Main
14:00 a 15:30 Libre
Enfermedades de tendones y ligamentos en equinos
19:30 a 20:30 Dr. Sergio Main
“Investigación Actual”
enzimática resulta más sensible, que las pruebas de anticuerpos
inmunovaloración enzimática o la inmunodifusión en agar gel,
para diagnosticar blastomicosis en perros.
Además, la concentración de antígeno de B. dermatitidis disminuyó con el tiempo, tanto en el suero como en la orina de los
perros infectados durante el tratamiento.
COMENTARIO
La blastomicosis es una enfermedad que se encuentra comúnmente en
la clínica de pequeñas especies. El diagnóstico requiere por lo general de
la identificación de los microorganismos mediante examen citológico
o histológico de tejidos o, con menor frecuencia, por medio del cultivo
de exudados o líquidos corporales. En un estudio reciente, la aspiración
con aguja fina o el lavado transtraqueal identificaron con éxito microorganismos de B. dermatitidis en 80.7% y 69.2% de los casos, respectivamente, mientras que se detectaron anticuerpos anti-B. dermatitidis
utilizando inmunodifusión en agar gel tan sólo en 50% de los casos.1
El estudio comentado aquí, demuestra que la detección de antígeno de B. dermatitidis empleando inmunovaloración enzimática es
un agregado importante al arsenal de pruebas diagnósticas. De hecho,
finalmente las pruebas de antígenos demostrarán su utilidad en el diagnóstico temprano de blastomicosis, así como la prueba más precisa
para el diagnóstico y monitoreo terapéutico de esta enfermedad, con
menos complicaciones potenciales, que el muestreo directo del árbol
respiratorio. Debe explorarse más a fondo la participación de la inmunovaloración enzimática de antígenos para monitorear la respuesta al
tratamiento, sin dejar de comprobar los resultados.
Desafortunadamente, la inmunovaloración enzimática no puede
distinguir entre el galactomanano de la histoplasmosis y blastomicosis,
reduciendo así la especificidad de esta prueba. También hay reacciones
cruzadas en personas con otras micosis. Con estudios futuros pendientes para determinar la especificidad de la inmunovaloración enzimática, las pruebas para antígenos de B. dermatitidis deberán considerarse
como una prueba diagnóstica complementaria en perros con sospecha
de infección.
REFERENCIA
.
Crews LJ, Feeney DA, Jessen CR, et al. Utility of diagnostic tests for and medical treatment of
pulmonary blastomycosis in dogs: 125 cases (1989-2006). J Am Vet Med Assoc 2008;232(2):222-227.
45
8/20/09 9:07:53 AM
Intercambio de ideas Consejos desde las trincheras
Ayude a los propietarios de gatos a esconder las pastillas
cuando les den medicamentos
Todos sabemos lo difícil que es medicar a un gato. Aquí, en el Spring Mill Veterinary
Hospital, tenemos nuestro propio método. Utilizamos un cortauñas para retirar la porción
de la punta de una jeringa de 3 cm.
A continuación, jalamos el émbolo
y aspiramos un poco de Felovite II
(suplemento de vitaminas y minerales
en pasta sabor atún) (Vétoquinol)
hacia la jeringa. Entonces escondemos
la pastilla, tableta o cápsula en el
Felovite II. Abrimos el hocico del gato y
administramos rápidamente la pastilla
y el Felovite II por vía oral. La jeringa
además evita que el gato muerda sus
dedos. Con el fin de ayudarles a los
clientes cuando se envía el gato a casa
con medicación, le damos jeringas
al cliente, Felovite II e instrucciones.
Siempre tenemos buenos comentarios
de nuestros clientes luego de que han
aplicado esta técnica en casa.
Los protectores térmicos
(koozies) ayudan a
mantener frías las latas
y el vendaje de las
extremidades vendadas
Bree Dager, asistente veterinario
Malvern, Pa.
Un consejo para colocar suturas transcutáneas
Para mantener secos los vendajes
cuando salen los perros a exteriores,
cubrimos el vendaje con una bolsa
de plástico y luego colocamos la pata
en un protector térmico (koozie), con
el fin de que no se rompa la bolsa. El
protector térmico proporciona tracción
adicional para evitar que se resbale.
Por lo común coloco suturas transcutáneas en pacientes muy críticos para asegurar
sondas nasoesofágicas, sondas nasales para oxígeno y catéteres urinarios. Descubrí que gran parte de los pacientes toleran la colocación de la sonda luego de la
administración sistémica de un analgésico opioide, con o son benzodiacepina, para
ansiólisis. Pero con la sedación, muchos pacientes no toleran el paso transcutáneo de
una aguja y de la sutura. No obstante, la mayoría de los pacientes tolera el paso de
una aguja hipodérmica 22 ga por el mismo sitio. Una vez que la aguja hipodérmica ha
pasado, puede pasarse cualquier material de sutura 3-0 y asegurarlo una vez que se
retira la aguja.
Dr. Howard Fischer
Dr. Todd Duffy, DACVECC
Huntington Beach, Calif.
Madison, Wis.
Portatubos de ensaye hecho a mano
Con el fin de evitar que los tubos con muestras de sangre rueden
por la mesa, construí atractivos portatubos de madera para cada
consultorio. Hice agujeros en un pedazo de madera de una pulgada
con buen acabado (también funcionan las piezas de ¾ de pulgada,
pero los agujeros no son tan profundos) y apliqué una tinta y dos
o tres capas de uretano o poliuretano. Los agujeros para este
portatubos se hicieron para los tubos de coagulación de mayor
diámetro, pero también detiene bien los delgados tubos color lavanda.
Los portatubos contienen tanto tubos llenos como vacíos, para
recordarnos de que debemos tomar una muestra.
Dr. John S. Parker
Novi. Mich.
46
8/20/09 9:07:55 AM
CALENDARIO DE EVENTOS
AGOSTO 2009
25-29 II Congreso Latinoamericano de Neurología Veterinaria - Neurolatinvet y Laboratorios
Pfizer. Lugar: Bogota Colombia. E-mail: [email protected]; [email protected]; [email protected] Página Web: www.neurolatinvet.com
26-29 XXXI CONGRESO ANUAL AMMVEE 2009 - Asociación Mexicana de Médicos Veterinarios
Especialistas en Equinos A.C. Lugar: Hotel NH Cristal, Puerto Vallarta, Jalisco. Info: Patricia
Hernández. Víctor Hugo # 89-A, Oficina 8, Col. Portales, Delegación Benito Juárez, C.P. 03300,
México, D.F. Tel. (55) 5672.0907, (55) 3539.2916, Fax. (55) 5243.3954, E-mail: [email protected]; [email protected], Página Web: www.ammvee.org.mx
28 “Mitos y realidades en el mantenimiento en cautiverio de animales de compañía no convencionales” – Erizos. Hospital Veterinario de Especialidades en Fauna Silvestre, Departamento
de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio de la Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia de la Universidad Autónoma de México. Lugar: Salón 3203. Info: www.fmvz.unam.mx
31- 04 de September 10th World Congress of Veterinary Anesthesia. Lugar: Glasgow, Scotland. Info: R&W Communications, Tel: 44 1638 667600, Página Web: http://www.wcva2009.
com
SEPTIEMBRE 2009
2-5 XIV Congreso Veterinario de León. Lugar: POLIFORUM LEÓN. Blvd. Adolfo López Mateos
esq. Blvd. Francisco Villa s/n Col. Oriental, C.P. 37510. León, Guanajuato. Info: www.cvdl.info
2-4 XVIII Congreso Nacional de Patología Veterinaria. Lugar: Hotel Hola Puerto Vallarta Club
& SPA, Puerto Vallarta Jalisco. Info: UNAM Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Dra.
Elizabeth Morales, Tel. (55) 5622.5888, E-mail: [email protected]; [email protected], Página Web: www.fedmvz.com
10-20 Expo-Can México 2009. Lugar: World Tarde Center D.F. Info: Zapotecas #29, Col. Tlalcoligia, Del. Tlalpan, C.P. 14430, México, D.F. Tel: 5655 9330, E-mail: [email protected], Página
Web: www.fcm.org.mx
25 “Mitos y realidades en el mantenimiento en cautiverio de animales de compañía no
convencionales” – Pequeños Roedores. Hospital Veterinario de Especialidades en Fauna Silvestre, Departamento de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio de la Facultad de
Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Autónoma de México. Lugar: Salón 3203.
Info: www.fmvz.unam.mx
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OCTUBRE 2009
12-14 VI Congreso Internacional de Epidemiología. Lugar: Hotel Ixtapan, Ixtapan de la Sal.
Info: www.uaemex.mx/fmvz, www.fedmvz.com
24-25 Exotic Animal Medicine for the Clinical Practitioner. Lugar: Tulsa, OK USA. Renaissance Tulsa Hotel and Convention Center. Info: American Association of Zoo Vete-rinarians Yulee,
FL. Tel: 904-225-3289, Página Web: www.aazv.org, E-mail: [email protected]
30 “Mitos y realidades en el mantenimiento en cautiverio de animales de compañía no convencionales” – Tortugas. Hospital Veterinario de Especialidades en Fauna Silvestre, Departamento de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio de la Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia de la Universidad Autónoma de México. Lugar: Salón 3203. Info: www.fmvz.unam.mx
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CONGRESO VETERINARIO DE LEÓN
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