RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO SOBRE EL

Transcripción

ESCUELA POLITÉCNICA DEL EJÉRCITO
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS DE LA VIDA
CARRERA DE INGENIERÍA EN CIENCIAS AGROPECUARIAS
HACIENDA “EL PRADO” IASA
RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO
SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA
ACEITERA (Elaeis guineensis Jacq.) EN LA PARROQUIA
MONTERREY, CANTÓN LA CONCORDIA.
Previa a la obtención de Grado Académico o Título de:
INGENIERO AGROPECUARIO
ELABORADO POR:
RAÚL EDUARDO GALLARDO PÉREZ.
SANGOLQUÍ, 31 de Enero de 2013
II
RESUMEN.
Dentro de la producción nacional de Palma Aceitera uno de los puntos más importantes en
el manejo del cultivo es la fertilización. En la actualidad se cuenta con técnicas que
permiten conocer los niveles nutrimentales de las plantas, como por ejemplo el análisis
foliar, sin embargo esta metodología demanda tiempo de ejecución, recepción y una
interpretación que no siempre está de acuerdo a las condiciones de cada sembrío.
Actualmente, en varios cultivos se está empleando técnicas de diagnóstico del contenido de
clorofila foliar (CCF) o del verdor para estimar el estado de nutrientes de un cultivo.
Se evaluó la concentración de clorofila en las hojas (CCF), Emisión Foliar (EF), Área
foliar (AF), Peso Seco Foliar (PSF), las cuales fueron monitoreadas cada tres meses, y la
Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF) fueron evaluadas al inicio y al final del
estudio.
Los resultados de este estudio mostraron que la CCF, no permitió observar cambios en los
niveles de nutrientes aplicados, para las condiciones presentes en la Cooperativa
Agropecuaria Orellana, debido a la falta de correlación entre las variables, a pesar de haber
existido correlación entre la CCF y las CNF del 2011, y los niveles de nutrientes aplicados
con las CNF en K. Además existieron tendencias las cuales indican que el N y Mg influyen
directamente aumentando la EF, el N, K y Mg pero especialmente este último aumentaron
AF y, el N y K aumentaron el PSF.
III
SUMMARY.
In the domestic production of oil palm, one of the most important points in the
management of the crop is fertilization. At present we have techniques to estimate the
nutritional levels within plants, such as leaf analysis, but the difficulty of this technique lies
in the execution time, delays in reception and difficulties of interpretation that hinder an
appropriate use of fertilizers in each field.
Nowadays, in several crops there is more use of technologies to measure chlorophyll leaf
level (CLL) or greenness as indicators of nutrient status of a crop.
We evaluated the chlorophyll leaves level (CLL), leaf emission (LE), leaf area (LA), leaf
dry weight (LDW), which were monitored every three months, and the nutrimental leaf
level (NLL) which was evaluated at the beginning and end of study.
The results of this study showed that CLL, not allowed observe changes in the levels of
nutrients applied, to the conditions present in the Agricultural Cooperative Orellana, due to
the lack of correlation between variables, despite have existed correlation between the CLL
and NLL of 2011, and the levels of nutrients applied with the CLL in K. In addition there
were trends which indicate that N and Mg directly influence increasing LE, the N, K and
Mg but especially the latter increased LA and, N and K increased the LDW.
IV
CERTIFICACION
Ing. M. Sc. NORMAN SORIA.
Ing. M. Sc. FREDDY ENRIQUEZ.
Certifican:
Que el trabajo titulado “RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO
SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA ACEITERA (Elaeis guineensis
Jacq.) EN LA PARROQUIA MONTERREY, CANTÓN LA CONCORDIA.”,
realizado por Raúl Eduardo Gallardo Pérez, ha sido guiado y revisado periódicamente y
cumple normas estatutarias establecidas por la ESPE, en el Reglamento de Estudiantes de
la Escuela Politécnica del Ejército.
Debido a los contenidos y resultados científicos obtenidos que se obtuvieron en esta
investigación se recomiendan su publicación.
El mencionado trabajo consta de un documento empastado y un disco compacto el cual
contiene los archivos en formato portátil de Acrobat (pdf). Autorizan a Raúl Eduardo
Gallardo Pérez que lo entregue a la Ing. Patricia Falconí, en su calidad de Coordinador de
la Carrera.
Sangolquí, 31 de Enero de 2013.
Ing. M. Sc. NORMAN SORIA.
DIRECTOR
Ing. M. Sc. FREDDY ENRIQUEZ.
CODIRECTOR
V
DECLARACIÓN DE RESPONSABILIDAD
Raúl Eduardo Gallardo Pérez.
Declaro que:
El proyecto de grado denominado “RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO
CLOROFÍLICO SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA ACEITERA
(Elaeis guineensis Jacq.) EN LA PARROQUIA MONTERREY, CANTÓN LA
CONCORDIA.”, ha sido desarrollada con base a una investigación exhaustiva, respetando
derechos intelectuales de terceros, conforme las citas que constan al pie de las páginas
correspondientes, cuyas fuentes se incorporan en la bibliografía.
Consecuentemente este trabajo es de mi autoría.
En virtud de esta declaración, me responsabilizo del contenido, veracidad y alcance
científico del proyecto de grado en mención.
Sangolquí, 31 de Enero de 2013
Raúl Eduardo Gallardo Pérez
VI
AUTORIZACIÓN
Yo, Raúl Eduardo Gallado Pérez.
Autorizo a la Escuela Politécnica del Ejército la publicación en la biblioteca virtual de la
Institución del trabajo “RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO
SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA ACEITERA (Elaeis guineensis
Jacq.) EN LA PARROQUIA MONTERREY, CANTÓN LA CONCORDIA.”, cuyo
contenido, ideas y criterios son de mi exclusiva responsabilidad y autoría.
Sangolquí, 31 de Enero de 2013
VII
DEDICATORIA
A Dios, el eje y motor de mi vida, junto a ti todo lo puedo.
A mis padres Raúl Gallardo y Yolanda Pérez mis pilares, aunque a la distancia me han
brindado su amor incondicional, han sabido inculcarme valores y principios, y mediante
sus consejos has logrado guiarme durante las diferentes etapas de mi vida. Significan
mucho para mí.
A mis hermanos, Cristina, Viviana y Diego, porque han sido mi apoyo durante toda mi
vida estudiantil, y que por medio de sus consejos y palabras de aliento he conseguido
superar todo inconveniente, los amo ñaños.
A mis sobrinos, Emilie, Ariel, Camila, Emilio y Giuliana, por ser bendiciones que han
llenado de amor y cariño mi vida.
A mis abuelos Elicio †, Cristina †, Magdalena † y Eduardo, por haberme inculcado
mediante su ejemplo la lucha constante de superación y han velado por mi desde el cielo y
la tierra. Los amo.
VIII
AGRADECIMIENTO
A Dios, por ser mi compañero y brindarme la fortaleza para superar toda adversidad.
A mis padres, por brindarme su apoyo moral y económico de forma incondicional para el
cumplimiento de todas mis metas y estar siempre pendientes de mí.
A mi familia, por acogerme bajo su seno y enseñarme que el esfuerzo y la lucha constante
de superación conllevan al cumplimiento de objetivos gratos.
A la Asociación Nacional de Cultivados de Palma (ANCUPA), al International Plant
Nutrition Institute (IPNI) y la Cooperativa Agropecuaria Orellana (CAO) por haberme
brindado la oportunidad de trabajar con ellos.
Al Dr. Gustavo Bernal Director de investigaciones-ANCUPA, por haberme brindado su
confianza e invitarme a ser parte del presente trabajo.
Al Dr. Raúl Jaramillo Director de la Oficina Norte de Latinoamérica del IPNI, por haberme
ayudado desinteresadamente mediante sus sugerencias y acertados aportes en el presente
trabajo.
Al Ing. Diego Escobar Gerente de la CAO, por abrirme las puestas de la empresa y
haberme apoyado en todas las necesidades logísticas y económicas.
A los Ingenieros Norman Soria, Freddy Enríquez y Cristian Vega por sus valiosas
sugerencias y contribuciones en esta investigación.
A una persona ejemplar Johanna, por darme su apoyo y día a día palabras de aliento,
compartiendo conmigo su amor. Dios te bendiga por buscar lo mejor para mí.
A todos aquellas personas que aportaron con su granito de arena para la realización del
presente trabajo.
IX
AUTORÍA
Las ideas expuestas en el presente trabajo de investigación, así como los resultados,
discusión y conclusiones son de exclusiva responsabilidad del autor.
X
ÍNDICE DE CONTENIDO
CONTENIDO
I.
Pág.
INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 1
1.1.
OBJETIVO GENERAL .................................................................................... 4
1.2.
OBJETIVOS ESPECIFICOS ............................................................................ 4
II. REVISIÓN DE LITERATURA ........................................................................ 6
2.1.
GENERALIDADES DEL CULTIVO DE PALMA ACEITERA .................... 6
2.1.1.
Origen de la Palma Aceitera ...................................................................... 6
2.1.2.
Importancia de la Palma Aceitera .............................................................. 6
2.1.3.
Clasificación Botánica de la Palma Aceitera ............................................. 7
2.1.4.
Morfología de la Palma Aceitera ............................................................... 7
2.1.4.1. Raíz ........................................................................................................ 7
2.1.4.2. Estipe o estípite ...................................................................................... 8
2.1.4.3. Hojas o follaje ........................................................................................ 8
2.1.4.4. Inflorescencia ......................................................................................... 9
2.1.4.5. Racimos o frutos .................................................................................. 10
2.1.5.
2.2.
Requerimientos Edafoclimáticos ............................................................. 10
FERTILIZACIÓN EN PALMA ..................................................................... 11
2.2.1.
Dosis de elementos necesarios para el cultivo. ........................................ 11
2.2.2.
Función de los Nutrientes y Efectos Fisiológicos .................................... 12
2.2.2.1. Función y efecto fisiológico del nitrógeno........................................... 14
2.2.2.2. Función y efecto fisiológico del potasio .............................................. 16
2.2.2.3. Función y efecto fisiológico del magnesio........................................... 18
2.2.3.
Deficiencias Nutrimentales ...................................................................... 19
2.2.3.1. Síntomas de deficiencia de nitrógeno .................................................. 19
2.2.3.2. Síntomas de deficiencia de potasio ...................................................... 20
2.2.3.1. Síntomas de deficiencia de magnesio .................................................. 21
2.3.
FOTOSÍNTESIS Y CLOROFILA .................................................................. 21
2.3.1.
Fotosíntesis .............................................................................................. 21
2.3.2.
Factores Relacionadas a la Fotosíntesis ................................................... 21
2.3.2.1. Radiación solar ..................................................................................... 21
2.3.2.2. Calidad espectral .................................................................................. 22
XI
2.3.2.3. Intensidad de la radiación..................................................................... 22
2.3.2.4. Aire ....................................................................................................... 23
2.3.2.5. Temperatura ......................................................................................... 23
2.3.3.
Pigmentos Fotosintéticos: Los Receptores de Luz .................................. 23
2.3.4.
Clorofila ................................................................................................... 24
2.3.5.
Medidor de Clorofila ............................................................................... 24
III. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................... 27
3.1.
UBICACIÓN DEL LUGAR DE INVESTIGACIÓN..................................... 27
3.1.1.
3.2.
Ubicación Política y Geográfica .............................................................. 27
MATERIALES ............................................................................................... 27
3.2.1.
Material de Siembra de Palma Aceitera .................................................. 27
3.2.2.
Fertilizantes Utilizados ............................................................................ 28
3.2.3.
Pesticidas ................................................................................................. 28
3.2.4.
Herramientas ............................................................................................ 28
3.2.5.
Equipo ...................................................................................................... 28
3.2.6.
Materiales................................................................................................. 28
3.3.
MÉTODOS ..................................................................................................... 29
3.3.1.
Diseño Experimental................................................................................ 29
3.3.1.1. Factores evaluados ............................................................................... 29
3.3.1.2. Dosis evaluada de los elementos .......................................................... 29
3.3.1.3. Tratamientos comparados .................................................................... 31
3.3.1.4. Tipo de diseño ...................................................................................... 31
3.3.1.5. Características de las UE ...................................................................... 31
3.3.1.6. Distribución en el campo de las UE ..................................................... 32
3.3.2.
Análisis Estadístico .................................................................................. 32
3.3.3.
Variables A Medir ................................................................................... 33
3.3.3.1. Concentración de Clorofila en las Hojas (CCF) .................................. 33
3.3.3.2. Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF)............................... 33
3.3.3.3. Emisión Foliar (EF).............................................................................. 33
3.3.3.4. Área Foliar (AF). .................................................................................. 33
3.3.3.5. Peso Seco Foliar (PSF)......................................................................... 33
3.3.4.
Métodos Específico de Manejo del Experimento .................................... 35
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................... 40
XII
4.1.
CONCENTRACIÓN DE CLOROFILA EN LAS HOJAS (CCF) ................. 40
4.2.
CONCENTRACIONES NUTRIMENTALES DE LA HOJA (CNF). ........... 41
4.3.
EMISIÓN FOLIAR (EF). ............................................................................... 44
4.4.
ÁREA FOLIAR (AF). ..................................................................................... 48
4.5.
PESO SECO FOLIAR (PSF) .......................................................................... 52
V. CONCLUSIONES ............................................................................................ 57
VI. RECOMENDACIONES .................................................................................. 59
VII. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................. 60
XIII
LISTA DE CUADROS
CUADRO
Pág.
Cuadro 2.1:
Dosis para plantaciones de dos años de edad……..............…………..…….11
Cuadro 2.2:
Dosis para plantaciones de tres años de edad……….………………..........12
Cuadro 2.3:
Dosis para plantaciones de cuatro años de edad ……............……………..12
Cuadro 3.1:
Ubicación Ecológica de la CAO……….......…….….….………….……….27
Cuadro 3.2:
Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados un año antes
de la evaluación…………………..……………………………………….30
Cuadro 3.3:
Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados en el año de
evaluación……………………………………………………………… ...30
Cuadro 4.1:
Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la
concentración de clorofila y nutrimentos aplicados en palma aceitera
utilizando un modelo saturado, para las lecturas de octubre 2011, enero,
abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La
Concordia …………………………………….……………………………40
Cuadro 4.2:
Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el
análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y la
concentración de clorofila en las hojas de palma, para las lecturas de
octubre 2011, enero, abril y julio del 2012. Monterre- LaConcordia….......41
Cuadro 4.3:
Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el
análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y
los nutrimentos aplicados en palma aceitera, para las lecturas de octubre
2011 y octubre 2012. Monterrey-La Concordia…………………… ...…...43
Cuadro 4.4:
Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la emisión
foliar (hojas/ 3 meses) y el estado nutrimental en palma aceitera
utilizando un modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio
del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia…...44
Cuadro 4.5:
Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la emisión
foliar (hojas/ 3 meses) y el estado nutrimental en palma aceitera
utilizando un modelo optimizado, de acuerdo a los valores
marginalmente significativos para las lecturas de enero, abril y julio del
2012, en pares de factores de nutrientes.Monterrey-La Concordia…..…....45
Cuadro 4.6:
Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del área
foliar (m2) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un
modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en
pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia………………....48
XIV
Cuadro 4.7:
Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del área
foliar (m2) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un
modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente
significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares
de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia….………..…………..49
Cuadro 4.8:
Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de peso seco
foliar (kg) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un
modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en
pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia……………........52
Cuadro 4.9:
Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del peso
seco foliar (kg) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un
modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente
significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares
de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia…..…………...............53
XV
LISTA DE FIGURAS
FIGURA
Pág.
Figura 2.1:
Absorción de luz en los cloroplastos de las plantas………………………..24
Figura 2.2:
Medidor de clorofila Apogee CCM-200 plus……………………………...25
Figura 2.3:
Transmitancia de la clorofila. ……………………………………………...26
Figura 3.1:
Toma de la CCF, en foliolos intermedios………………………………….36
Figura 3.2:
Marcado de la hoja N° 1 en plantas evaluadas…………………………….36
Figura 3.3:
Medición del largo de foliolos (AF)……………………………………….37
Figura 3.4:
Medición del ancho de foliolos (AF)……………………………………...38
Figura 3.5:
Fertilización de plantas…………………………………………………….39
Figura 4.1:
Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses)
para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por
año (kg) (abril)………………………………………………………....….45
Figura 4.2:
Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para
los factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año
(kg) (julio)……………………………………………………………….…46
Figura 4.3:
Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para
los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año
(kg) (julio)…………………….…………………………………………....47
Figura 4.4:
Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)……...……..49
Figura 4.5:
Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y Mg en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)…………….50
Figura 4.6:
Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en dosis
de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)…………………....50
Figura 4.7:
Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores K y Mg en dosis
de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)…………………..51
Figura 4.8:
Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)……....……..53
Figura 4.9:
Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y Mg
en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)…………54
Figura 4.10:
Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)......…………54
XVI
Figura 4.11:
Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg
en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (abril)…….....…55
Figura 4.12:
Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg
en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)...………..56
XVII
LISTA DE ANEXOS
ANEXO
Pág.
Anexo A:
Plantación de palma aceitera de la Cooperativa Agropecuaria Orellana…..67
Anexo B:
Caminos entre parcelas…………………………………………………….67
Anexo C:
Poste de identificación de parcelas………………………………………...68
Anexo D:
Letreros de identificación de parcelas……………………………………..68
Anexo E:
Parcelas evaluadas…………………………………………………………69
Anexo F:
Fertilización de parcelas...…………………………………………………75
Anexo G:
Toma valores de clorofila y variables……………………………………...76
Anexo H:
Preparación de muestras foliares y de suelo……………………………….76
Anexo I:
Dosis de fertilizantes…...…………………………………………………..77
Anexo J:
Regresiones………………………………………………………………...78
1
I.
INTRODUCCIÓN
La palma aceitera es una oleaginosa originaria de África occidental, de la región del Golfo
de Guinea. Su existencia data de tiempos remotos y sólo a partir del siglo XX se
transforma en un cultivo comercial, estableciéndose en un inicio en varios países africanos,
para en lo posterior ser introducida a lo largo de todo el continente americano (Acupalma,
2003).
El cultivo de la palma tarda entre 2 a 3 años para producir los primeros frutos, pero
mantiene su capacidad productiva hasta 25 años. Dentro de los cultivos de semillas
oleaginosas, la palma es la que mayor cantidad de aceite produce por hectárea. Con un
contenido del 50% en el fruto, puede rendir de 3,000 a 5,000 kilogramos (kg.) de aceite de
pulpa por hectárea, más de 600 a 1,000 kg. de aceite de palmiste (Grupo el Chao citado por
Ayala, 2008).
El cultivo de palma aceitera es uno de los principales cultivos dentro del Ecuador.
Su ubicación dentro del país le permite contar con condiciones climáticas privilegiadas
para el cultivo de palma africana. La fruta llegó al país alrededor de 1953, tiempo en el que
se establecieron los primeros cultivos a pequeña escala en Santo Domingo de los Tsáchilas
y en Quinindé; En el país, el cultivo y procesamiento de palma africana son actividades
que cobran cada vez mayor importancia en la economía, al ser ejes de desarrollo social, a
través de la creación de fuentes de empleo y de generación de divisas (Ayala, 2008).
2
La palma aceitera es el cultivo que produce la mayor cantidad de aceite por unidad de área.
Debido a esto, la planta demanda una cantidad relativamente alta de nutrientes, y al no
tenerlos a su disposición, se producen desequilibrios nutricionales provocando
rendimientos por debajo del potencial del cultivo (Corley y Tinker, 2009).
La evaluación de las deficiencias en el campo se efectúa considerando la incidencia de
plantas con síntomas relacionados para cada elemento. Estas valoraciones se basan en la
capacidad, entrenamiento y experiencia del personal de campo para evaluar las
deficiencias, las que normalmente se pueden identificar solamente en estados avanzados
cuando la pérdida de rendimiento ya no puede corregirse completamente (Fairhurst, 1998;
Rankine y Fairhurst, 1999).
Dentro de la producción de palma aceitera uno de los puntos más importantes en el manejo
es la fertilización, ya que de esta depende el buen desarrollo nutricional del cultivo, por
esta razón su ejecución debe ser manejada de forma eficiente y técnica, cosa que en la
actualidad no se viene realizando en gran parte de los cultivos de palma aceitera dentro del
país.
En opinión del autor, existen técnicas que permiten conocer los niveles nutrimentales
dentro de las plantas, que permiten orientar la fertilización como es el caso del análisis
foliar, pero está técnica demanda una interpretación temporal y calibración local lo cual no
siempre está disponible e involucra una interpretación que estás sujeta a muchas
subjetividades, lo cual dificulta los procesos de fertilización y conlleva a disminución de
los rendimientos.
3
Procurando encontrar alternativas al uso de los análisis foliares, se ha iniciado un estudio
de mediano plazo en colaboración con el International Plant Nutrition Institute (IPNI), la
Cooperativa Agropecuaria Orellana y la Asociación de Cultivadores de Palma del Ecuador
(ANCUPA), para desarrollar estándares de contenido de clorofila en respuesta al manejo
de nitrógeno, potasio y magnesio, debido a que estos elementos están directamente
relacionados con los procesos fotosintéticos de la planta.
Nuevas alternativas como el medidor de clorofila, o las estimaciones del verdor con tablas
comparativas, como las desarrolladas por el Instituto Internacional del Arroz (IRRI) se han
utilizado exitosamente para medir la presencia de deficiencias minerales en maíz y otros
cultivos. Esto se ha probado con éxito especialmente para el caso del nitrógeno, cuya
deficiencia está directamente asociada con cambios en verdor y contenido de clorofila.
Más recientemente esta metodología se ha validado para el azufre en maíz y se ha
extendido a otros cultivos como el fréjol (Amaral Filho et al. 2003; Godoy y Villas Boas,
2003; Carvalho et al., 2004; García, 2008; Loewy y Ron, 2009).
Por tal motivo, se debe obtener una técnica de campo para la determinación rápida de los
niveles de nitrógeno, potasio y magnesio dentro de las plantas que sea de fácil y rápida
aplicación para los agricultores, con la finalidad de tener una mayor eficiencia en la
fertilización de los cultivos de Palma Aceitera.
4
1.1. OBJETIVO GENERAL

Determinar la relación o relaciones entre el contenido de clorofila asociado con
las deficiencias nutrimentales de nitrógeno, potasio y magnesio para los
materiales en renovación de palma aceitera (Elaeis guineensis Jacq.) en la
Cooperativa Agropecuaria Orellana con el propósito de beneficiar a los socios
y productores en general.
1.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS

Analizar el contenido de clorofila asociado con los tratamientos de fertilización.

Realizar análisis foliares para determinar valores nutrimentales presentes en el
campo experimental.

Determinar valores críticos de contenido de clorofila para calificar plantas
deficientes en nitrógeno, potasio y magnesio correlacionando los resultados.

Correlacionar los resultados de la medición de clorofila con las concentraciones
nutrimentales de los análisis.
5

Difundir los resultados obtenidos en la presente investigación para el
conocimiento de los productores, mediante ANCUPA.
6
II.
2.1.
REVISIÓN DE LITERATURA
GENERALIDADES DEL CULTIVO DE PALMA ACEITERA
2.1.1. Origen de la Palma Aceitera
La palma aceitera fue introducida en nuestro país en 1953, en la provincia de
Esmeraldas, cantón La Concordia, por Roscoe Scott; en esa época las plantaciones eran
relativamente pequeñas. No es sino hasta el año de 1967 cuando comienza a entrar en auge
con más de 1.000 hectáreas sembradas (Muñoz, 2010).
En la actualidad, el cultivo de Palma africana es uno de los principales cultivos en el país
debido a los múltiples usos de esta planta y así también a su uso como biocombustible. Se
cultiva principalmente en la provincias de Esmeraldas, Los Ríos, Pichincha, Santo
Domingo y la provincias Orientales de Sucumbíos y Orellana (Muñoz, 2010).
Son nativas del Occidente de África Ecuatorial, donde se conoce que los nativos ya
realizaban la extracción de su aceite hace 5 000 años (Muñoz, 2010).
2.1.2. Importancia de la Palma Aceitera
Según el IICA (2006), para los países tropicales, la palma aceitera (Elaeis
guineensis Jacq) representa una alternativa de excelente perspectivas para el futuro. Este
cultivo produce 10 veces más del rendimiento de aceite proporcionado por la mayoría de
los otros cultivos oleaginosos y con materiales genéticos más recientes la diferencia en
rendimiento es cada vez mayor y los problemas de salud achacados a las grasas
hidrogenadas tendrán que abrirle paso al aceite de palma para la fabricación de productos a
base de origen vegetal.
Esta planta produce dos importantes aceites: (1) aceite de palma, el que es blando y se
utiliza extensamente en oleomargarina, manteca y grasas para la cocina y en la fabricación
7
industrial de muchos otros productos para la alimentación humana, y (2), aceite de
almendra de palma (palmiste) el que posee un alto contenido de ácido láurico y el cual a su
vez produce jabones de excelente espuma y además los productos arriba mencionados,
también los aceites vegetales están siendo transformados en muchos otros productos para
uso técnico como: biocarburantes y aceites biológicas naturales (IICA, 2006).
El manejo agrícola e industrial de la palma aceitera. Es un cultivo de alta rentabilidad
y es una buena opción para las tierras bajas en las regiones tropicales (IICA, 2006).
2.1.3. Clasificación Botánica de la Palma Aceitera
REINO: Plantae
CLASE: Liliopsida
SUBCLASE: Arecidae
ORDEN: Arecales
FAMILIA: Arecaceae
GÉNERO: Elaeis
ESPECIE: Elaeis guineensis Jacq.
2.1.4. Morfología de la Palma Aceitera
2.1.4.1.
Raíz
La parte inferior del tallo de la palma aceitera es una estructura cónica de la cual
surgen hasta 10000 raíces primarias, estas raíces crecen de forma más o menos horizontal y
su función es la de anclaje. Las raíces primarias dan origen a las secundarias que miden
entre 2 y 5 mm de diámetro y pocos metros de longitud; estas dan origen a las terciarias de
1 a 2 mm de diámetro y hasta 15 cm de longitud; también existen raíces cuaternarias muy
pequeñas. En general, estas raíces cumplen funciones de absorción de agua y nutrientes.
8
Además, existen raíces aéreas que se desarrollan en la base de las primeras hojas cuya
función es poco conocida (Ortiz y Fernández, 2000).
2.1.4.2.
Estipe o estípite
Según Ortiz y Fernández (2000), durante los primeros tres años de edad, el estipe se
caracteriza por su forma de cono invertido, de cuyo ápice brotan las hojas y, de la base,
numerosas raíces adventicias. A partir de esa edad el tronco se alarga conforme emergen
las hojas y puede alcanzar entre 15 y 20 m de alto, con un diámetro que oscila entre 30 y
50 cm.
La palma aceitera posee un solo punto de crecimiento o meristema apical que se
encuentra en la parte central del tronco. El meristema apical llega a producir de 30 a 40
hojas nuevas por año. Las funciones principales del tronco son:
1.- Soporte de hojas e inflorescencias
2.- Almacenamiento y transporte de agua y nutrientes
3.- Almacenamiento de carbohidratos y minerales
2.1.4.3.
Hojas o follaje
El follaje se forma a partir de los primordios florales localizados en la parte superior
del estipe del que nacen hojas e inflorescencias. El estipe de una palma adulta en
condiciones normales posee entre 30 y 40 hojas, las cuales pueden alcanzar entre 5 y 7 m
de longitud y pesan de 5 a 8 kilogramos (Ortiz y Fernández, 2000).
La filotaxia o arreglo de las hojas en el estipe es muy importante en el cultivo de
palma aceitera. Las hojas están dispuestas en dos espirales, una que corre de derecha a
izquierda, en la cual hay ocho hojas colocadas entre la que está en la misma línea vertical,
9
otra de izquierda a derecha, con cinco hojas intermedias. Los primordios foliares están
separados uno del otro en la espiral genética por un ángulo de divergencia de
aproximadamente 137.5 grados. Dentro de una misma planta este ángulo está dirigido
consistentemente hacia la izquierda o hacia la derecha del primordio previo (Ortiz y
Fernández, 2000).
Cada hoja madura está compuesta de un raquis, foliolos lineales y espinas. La parte
proximal del raquis se ensancha en el pseudo tallo y se conoce como pecíolo y es ahí
donde aparece la mayor parte de las espinas. La producción de hojas tiene gran
importancia para determinar el rendimiento de fruta a corto plazo. A cada hoja le
corresponde una inflorescencia cuyo tamaño y desarrollo depende del estado de la planta
(Ortiz y Fernández, 2000).
2.1.4.4.
Inflorescencia
La palma aceitera es monoica, por tal motivo se forman separadamente inflorescencias
masculinas y femeninas. En las inflorescencias femeninas las flores se disponen en espiral
alrededor del raquis de las espiguillas cada una en una cavidad superficial y circundada por
una bráctea. Las inflorescencias masculinas constan de espiguillas largas digitiformes
(Corley y Tinker, 2009).
Según Ortiz y Fernández (2000), generalmente existen ciclos de producción de
inflorescencias masculinas y femeninas que varían estacionalmente la producción. La
inflorescencia masculina está constituida por un pedúnculo largo o eje central, alrededor
del cual se distribuyen cerca de cien espigas que poseen forma de dedos de 10 a 20 cm de
largo. Cada espiga puede albergar alrededor de un millar de 21 flores. El perianto está
formado por seis estambres. El polen posee un atractivo olor a anís. La inflorescencia
femenina es un racimo globoso, cubierto al principio por dos espatas coriáceas y protegido
10
en la base con 5 a 10 brácteas duras y puntiagudas que pueden medir hasta 15 cm de largo.
El racimo es sostenido por un pedúnculo corto y fuerte sobre el que se insertan cerca de un
centenar de espigas. La flor femenina tiene un perianto doble y el pistilo está compuesto
por un ovario tricarpelar y un estigma sésil.
2.1.4.5.
Racimos o frutos
El fruto es una drupa sésil cuya forma varía desde casi esférica a ovoide o alargada y
algo abultada en el ápice, su longitud varia de 2 a más de 5 cm y en peso de 3 a más de 30
g; el racimo es un conjunto de frutos el cual es de forma ovoide y puede alcanzar 50 o más
cm de largo y 35 cm de ancho (Corley y Tinker, 2009).
Su peso puede variar de 2 a 3 kg en palmas jóvenes y alcanzar hasta 100 kg por racimo
en adultas. El racimo está compuesto de un raquis central, espiguillas, frutos normales,
partenocárpicos y abortados. (Ortiz y Fernández 2000).
2.1.5. Requerimientos Edafoclimáticos
La palma aceitera se ha ubicado desde sus orígenes, tanto de forma natural como
cultivada, en una franja distribuida entre los 15 grados norte y sur del Ecuador. Las palmas
requieren climas húmedos, con una alta precipitación bien distribuida durante el año y
periodos de sequía menores a 5 meses (Ortiz y Fernández, 2000).
Como lo indica Chávez y Rivadeneira (2003), el desarrollo del cultivo de palma
aceitera se lo debe realizar en suelos franco-limosos a franco-arcillosos, adecuados para el
mejor desarrollo y rendimiento del cultivo; la profundidad del suelo debe ser por lo menos
de 0,60 m. El rango de pH adecuado para el cultivo es de 5 a 6,5. La topografía debe ser
semiondulada, ya que los casos extremos como son totalmente planas y de significativa
irregularidad, demandan mayores inversiones.
11
Como lo indica Ortiz y Fernández (2000), la aptitud de un suelo para el cultivo de
palma aceitera depende de sus propiedades físicas, químicas y biológicas.
Es necesario realizar análisis de suelo para determinar las cantidades de los principales
elementos químicos existentes (Chávez y Rivadeneira, 2003).
Dentro de los nutrientes esenciales el nitrógeno, fosforo y potasio son macronutrientes
que la palma aceitera requiere en mayor cantidad, pero que se encuentran en menor
proporción en el suelo; el calcio, magnesio y azufre, denominados secundarios, son
necesarios para el adecuado desarrollo. Los micronutrientes más importantes para el
cultivo de palma aceitera son el cloro y boro (Ortiz y Fernández, 2000).
2.2.
FERTILIZACIÓN EN PALMA
2.2.1. Dosis de elementos necesarios para el cultivo.
Según el INIAP Estación Experimental “Santo Domingo”, citado por Chávez y
Rivadeneira (2003), para el cultivo de palma aceitera se recomienda la aplicación de las
siguientes tablas de fertilización previo análisis de suelo y foliar.
Cuadro 2.1: Dosis para plantaciones de dos años de edad.
Gramos / Planta / Año
Análisis
foliar
Bajo
Medio
Alto
N
500
350
220
P2O5
220
160
80
K2O
700
500
370
MgO
170
100
80
Fuente: INIAP Estación Experimental “Santo Domingo”, citado por Chávez y
Rivadeneira (2003).
12
Cuadro 2.2: Dosis para plantaciones de tres años de edad.
Análisis
foliar
Bajo
Medio
Alto
N
690
460
270
P2O5
270
180
90
K2O
1100
550
370
MgO
280
110
90
Rivadeneira (2003).
Cuadro 2.3: Dosis para plantaciones de cuatro años de edad.
Análisis
suelo
Bajo
Medio
Alto
N
1150
530
460
P2O5
460
370
180
K2O
1500
1200
900
MgO
480
220
110
Rivadeneira (2003).
Rankine y Fairhurst (1999), indican que para cultivos jóvenes los valores medios o
centrales para incrementar las cantidades de fertilizantes en cultivos jóvenes son de 0.5 kg
N, 300 g de MgO y 2.0 kg K2O por planta año.
2.2.2. Función de los Nutrientes y Efectos Fisiológicos
Corley y Mok, citados por Corley y Tinker (2009) demostraron que los fertilizantes
con nitrógeno y potasio aumentaban la producción de materia seca y el rendimiento,
además Breure, citado por Corley y Tinker (2009) observó un aumento en la tasa de
crecimiento del cultivo en respuesta a una aplicación combinada de nitrógeno, potasio y
magnesio.
Según datos de ensayos realizados por Corley, citado por Corley y Tinker (2009),
mostraron que la deficiencia de nitrógeno reducía el contenido foliar de clorofila, la
13
conductancia estomática y la taza de fotosíntesis saturada de luz, mientras que la
deficiencia de potasio redujo la conductancia estomática, además Gerritsma, citado por
Corley (2009), encontró que las palmas con deficiencia de magnesio tenían tazas
fotosintéticas más bajas.
Según Chan citado por por Goh y Härdter (2012), indica en investigaciones realizadas
que en ausencia de N, con aumento en la cantidad de K aplicado dio como resultado una
disminución del rendimiento, pero no tuvo efecto en el crecimiento vegetativo de la palma.
La interacción entre el efecto del N y Mg sobre la longitud de la hoja, posterior a la 4
años de aplicación indicaron que la longitud de la hoja decreció cuando se aplicó solo Mg,
pero tuvo un aumento cuando tanto se aplicaron N y Mg.
Chan y Rajaratnam citados por
Goh y Härdter (2012), muestran que en
investigaciones realizadas para la interacción de K y Mg, la adición de Mg causó una
disminución del rendimiento en ausencia del K, y esto puede explicarse por el
desplazamiento de K+ de los sitios de intercambio por el Mg2+. Pero el rendimiento
aumentó significativamente cuando se aplicaron tanto el Mg como el K.
Entre le K y Mg existe una relación antagónica, puesto que la dosis creciente del K
disminuye la absorción del Mg, además existe una correlación positiva altamente
significativo entre el contenido de K en el suelo, con el de la hoja y una clara correlación
negativa entre el contenido del K en el suelo y el de Mg en la hoja (Morin, 1980).
León (1998), indica que si la relación Mg:K es menor a 1.0 probablemente el K
impedirá la toma del Mg por las plantas, pero si es mayor a 70.0 es muy posible que el
exceso del Mg con relación al K impida la captación este último. Aunque este proceso
14
antagónico es menos frecuente y tiene menor importancia según Kampfer, del Rivero,
Embleton citados por Morin (1980).
2.2.2.1.
Función y efecto fisiológico del nitrógeno
Ng et al. citados por Goh y Härdter (2012), indican que las plantas jóvenes de vivero
contienen alrededor de 1.4% de N, mientras que la concentración global promedio en el
tejido de la palma aceitera adulta es de 0.44 – 0.65% de N.
El crecimiento de todos los organismos está determinado por la disponibilidad de
nutrientes minerales, cabe resaltar dentro de estos últimos la participación del nitrógeno
(N) al ser uno de los elementos esenciales para la vida. La importancia del nitrógeno se
evidencia en la demanda de grandes cantidades del mismo como un componente esencial,
sobre todo, de las proteínas y los ácidos nucleicos (Abela, 2012). Según Thompson y
Troeh, (1988) la mayor parte de los compuestos orgánicos vegetales contienen nitrógeno.
Entre los compuestos nitrogenados se encuentran los aminoácidos, los ácidos nucleicos,
numerosas enzimas y materiales transportadores de energía como la clorofila, ADP, ATP.
Las plantas no pueden realizar sus procesos vitales si carecen de nitrógeno para construir
esos compuestos esenciales.
Como lo indica Fairhurst et al. (2005), el nitrógeno es un elemento orgánico, y como
tal sirve de catalizados en reacciones bioquímicas dentro de la planta. Por tal motivo el
Nitrógeno es esencial para casi todos los procesos fisiológicos.
El N es componente esencial de la clorofila, unidad básica en la absorción de energía
lumínica para la fotosíntesis, la formación de hidratos de carbono que junto con
condiciones favorables del ambiente, conducen a la formación de proteínas y
posteriormente para la producción de masa protoplasmática (Donald, 1998).
15
Según reportan Marschner y, San Clemente y Pena citados por Calderón et al. (2011),
debido a que más del 75% del nitrógeno orgánico total se encuentra en los cloroplastos,
principalmente en forma de enzimas, un aporte limitado del nitrógeno afecta la tasa
fotosintética debido a la disminución en la síntesis y contenido de clorofila y en la
actividad de la Rubisco.
Las plantas absorben la mayoría del N en forma de iones de amonio (NH4+) o nitrato
(NH3). El nitrógeno es importante para la síntesis de clorofila y como parte de la molécula
de la clorofila está involucrada en el proceso de fotosíntesis. La carencia de clorofila no
permite que la planta utilice la luz solar como fuente de energía en el proceso de la
fotosíntesis y la planta pierde la habilidad de ejecutar funciones esenciales cono la
absorción de nutrientes (Instituto de la Potasa y Fósforo, 1997).
Según Corley y Mok, citados por Goh y Härdter (2012), la aplicación de N aumenta el
área foliar y mejora la producción de hojas y la tasa de asimilación neta de las palmas
aceiteras, lo cual coincide con lo expuesto por von Uexkull y Fairhurst (1991), que indican
que el N afecta el área foliar, el color de las hojas, la tasa de producción de hojas y la tasa
de asimilación neta.
En varios ensayos realizados por Gurmit; Kee y Chew, citados por Corley y Tinker
(2009), demostraron que la que el N aumentaba el área foliar, el peso seco de la hoja y el
largo del raquis.
Generalmente hay una buena respuesta al N, siempre y cuando el índice de área foliar
(IAF) es inferior a 5. Por esta razón palmas jóvenes tienden a responder muy bien a la
aplicación de N. Con palmas adultas una respuesta al N puede estar ausente si el IAF está
16
por encima de 6, lo que indica una fuerte competencia entre las plantas por la luz (von
Uexkull y Fairhurst, 1991).
En experimentos con clones de palma de aceite realizados por Donough et al. citados
por Goh y Härdter (2012), se descubrió que los componentes del rendimiento responden de
manera diferente a la aplicación del N. Se presentó una respuesta significativo de la
relación almendra:racimo y una disminución en la de aceite:racimo. Sin embargo, el
rendimiento total de aceite aumentó significativamente, debido a un aumento del
rendimiento de racimos de frutos.
2.2.2.2.
Función y efecto fisiológico del potasio
Para Ng et al. citados por Goh y Härdter (2012), indican que el contenido de K en la
materia seca vegetativa de la palma aceitera, permanece bastante constante durante el ciclo
de vida desde el vivero hasta la madurez a (1 – 1.3%).
Según Mengel; Suelter y Huber, citados por Espinoza. (s.f.), indican que a diferencia
del N, P y otros nutrientes, el K no forma parte de la estructura química de la planta y una
gran parte aparece como constituyente del jugo celular. Sin embargo, el K participa en
procesos como la activación de las enzimas, regulación del funcionamiento de los estomas,
regulación de los procesos de ósmosis, fotosíntesis y transporte de los productos de la
fotosíntesis.
Fairhurst et al. (2005), indica que el potasio es un elemento que desempeña un
importante papel en la conversión de la luz a energía bioquímica en la fotosíntesis.
El K interviene en la absorción de N, una adecuada concentración de K dentro de la
planta estimula la absorción de N (Donald, 1998).
17
Ruer y Varechon citados por Corley y Tinker (2009), demostraron que la aplicación de
fertilizante potásico aumentó la sección transversal del peciolo.
Según Gurmit citado Corley y Tinker (2009), en un ensayo de fertilización
la
aplicación de K causó una ligera reducción de la tasa de producción de hojas, lo cual indica
que no se debió por a la deficiencia de Mg, ya que el contenido foliar de este elemento fue
bastante alto.
En evaluaciones realizadas por Corley y Mok; Foster y Prabowo; Gurmit; Kee y
Chew, citados por Corley y Tinker (2009), la fertilización potásica estuvo asociada con .un
incremento del AF.
El potasio es absorbido del suelo en forma de ión (K+). El potasio es vital para la
fotosíntesis, al existir deficiencia de K, la fotosíntesis se reduce y la respiración de la plata
se incrementa. Estas características presentes cuando existe deficiencia de K, reduce la
acumulación de carbohidratos, con consecuencias adversas en el crecimiento y producción
de la planta (Instituto de la Potasa y Fósforo, 1997).
Goh y Härdter (2012), indican que el K desempeña un papel importante en la
conversión de la luz e energía bioquímica durante la fotosíntesis y por esto es requerido
para la fijación de CO2.
Von Uexkull y Fairhurst (1991), indican que el K afecta el tamaño y el número de
racimos, lo cual concuerda con los resultados obtenidos en un experimento de fertilización
realizado en Sumatra por Kusnu, et al, citado por Goh y Härdter (2012), en donde se indica
que el K aumentó el rendimiento, el peso y el número de racimos.
18
2.2.2.3.
Función y efecto fisiológico del magnesio
Según Ng y Tamboo citado por Goh y Härdter (2012), indican que la concentración de
Mg en las palmas aceiteras varia de 0.16% en palmas adultas a 0.22% en palmas de vivero.
El Mg es un elemento sumamente móvil dentro de la planta, (Donald, 1998). Además
de ser una parte integral de la clorofila, el magnesio interviene en la reacción de
carboxylasa de la fotosíntesis, como una coenzima en la fijación de CO2 (Ross, s.f.).
Fairhurst et al. (2005), Ng y Tamboo citado por Goh y Härdter (2012), indican que el
magnesio es el principal contribuyente en la molécula de clorofila, el cual, es un pigmento
verde que convierte la luz en energía bioquímica durante el proceso de fotosíntesis; además
es componente esencial de la enzima que cataliza la síntesis de la clorofila.
Según Goh y Härdter (2012), entre el 10 - 35% del contenido total de Mg de la palma
se encuentra en la clorofila, el Mg también es un componente esencial de la enzima que
cataliza la síntesis de clorofila y funciona como un elemento de conexión de las
subunidades del ribosoma en la síntesis de proteína.
Para Ng et al. citados por Goh y Härdter (2012), existe una gradiente de concentración
de Mg dentro de la biomasa de la palma con grandes concentraciones en el tejido joven
(p.ej. ‘cogollo’ de la copa), y concentraciones más pequeñas en las raíces.
El Mg es absorbido por las plantas como un catión Mg++. El Mg es el átomo central de
la molécula de clorofila, por lo cual está directamente involucrado activamente en la
fotosíntesis. El Mg y N son los únicos nutrientes provenientes del suelo que son parte de la
clorofila, y por esta razón, la mayoría del Mg en las plantas se encuentra en este compuesto
(Instituto de la Potasa y Fósforo, 1997).
19
El magnesio Mg interviene en varias funciones vitales para la planta. Los procesos
metabólicos y procesos en las cuales interviene el Mg son: 1) Fotofosforilación (formación
de ATP en los cloroplastos), 2) fijación fotosintética del dióxido de carbono (CO2), 3)
síntesis de proteínas, 4) formación de clorofila, 5) recarga del floema, 6) partición y
asimilación de los productos de la fotosíntesis, 7) generación de las formas reactivas de
oxígeno y 8) fotooxidación de los tejidos de las hojas (Cakmak y Yuzici, 2010).
Para Foster citado por Goh y Härdter (2012), el peso seco de la hoja, el área foliar, la
producción de hojas y los rendimientos son más pequeños en palmas con aguda deficiencia
de Mg.
2.2.3. Deficiencias Nutrimentales
A diferencia de muchos otros cultivos, un deficiente suplemento de la mayoría de
nutrientes en la palma aceitera se manifiesta en síntomas de deficiencia de la hoja y
deficiencias medibles en los parámetros de crecimiento vegetativo (Fairhurst et al., 2005).
2.2.3.1.
Síntomas de deficiencia de nitrógeno
El principal síntoma de deficiencia de nitrógeno consiste en clorosis de hojas,
principalmente adultas, aunque también se presentan en jóvenes. Las hojas se tornan de
color verde pálido que cambian paulatinamente a amarillo pálido, y finalmente, a amarillo
paja, y en algunos casos, pueda presentarse necrosis. En palma joven se observa que en
casos más severos, las hojas nuevas son más angostas y muestran tendencias a envolverse
Fairhurst et al.(2005), indican que la deficiencia de nitrógeno se presenta cuando las
hojas tienen un color verde pálido o amarillento y son más pequeñas de lo normal, además
indica que en plantas jóvenes antes de que cierren las hileras se presenta como clorosis en
20
los folíolos superiores o inferiores de las hojas. La severidad de los síntomas es
demostrado por el grado de amarillamiento, las palmas con un ligero síntomas son de color
verde pálido, mientras que con severas deficiencias son de color amarillo claro, y las
puntas de los foliolos pueden tornarse de color café purpura. Una muy severa deficiencia
produce el amarillamiento del raquis y de la nervadura central y los foliolos son angostos y
se enrollan hacia adentro.
2.2.3.2.
Síntomas de deficiencia de potasio
La hojas con deficiencia de potasio presentan manchas anaranjadas que transmiten la
luz, los síntomas se manifiestan en hojas viejas, debido a que el potasio se trasloca de las
hojas viejas a las más jóvenes, especialmente cuando existe deficiencia. Es muy común
observar plantas con una apariencia plana en la parte superior en plantaciones jóvenes
inmaduras sembradas en suelo bajos de potasio, además las hojas pueden o no mostrar los
síntomas de deficiencia más allá de la apariencia plana de la hoja (Fairhurst et al., 2005).
El síntoma más común consiste en la presencia de manchas de color verde pálido que
luego se tornan amarillas y finalmente de color naranja, de forma rectangular. Estas
manchas aparecen predominantemente en los foliolos de las hojas adultas. Cuando las
manchas se unen y forman manchas compuestas de color naranja se produce un síntoma
conocido como moteado amarillento confluente. Cuando las deficiencias son más severas
se presenta el síntoma conocido como amarillamiento medio de la corona, el cual consiste
en un amarillamiento de las hojas intermedias de la corona que se encuentran cerca de la
posición 10 de la filotaxia. Las hojas más viejas y más jóvenes se mantienen verdes,
aunque por lo general, también presentan algunas manchas de color naranja o amarillo
21
2.2.3.1.
Síntomas de deficiencia de magnesio
Los foliolos de las partes inferiores de las hojas con deficiencia de magnesio son
amarillentos, pero los foliolos de la parte superior permanecen verdes. Los síntomas a
menudo empiezan con manchas de color verde aceituna difuso a ocre en los foliolos más
viejos (Fairhurst et al., 2005).
Generalmente, ocurre una decoloración uniforme de color amarillo a amarillo claro en
los foliolos de hojas más viejas. El síntoma típico se caracteriza por el efecto de “sombra”
que consiste en que la decoloración ocurre en los foliolos expuestos a la luz, mientras que
los tejidos de los foliolos que se encuentran debajo de los que están expuestos se
mantienen de color verde (Ortiz y Fernández, 2000).
2.3.
FOTOSÍNTESIS Y CLOROFILA
2.3.1. Fotosíntesis
Fotosíntesis es el proceso en el cual la planta adsorbe energía radiante y la utiliza para
crear compuestos orgánicos a partir de compuestos inorgánicos. Los productos de la
fotosíntesis no solo proporcionan el material para los procesos básicos del metabolismo,
sino también los compuestos
y la energía necesaria para la síntesis de sustancias
orgánicas, como lípidos, proteínas, polisacáridos, etc., que son necesarios para el
crecimiento (Müler, 1964).
2.3.2. Factores Relacionadas a la Fotosíntesis
2.3.2.1.
Radiación solar
Gonzales (s.f.), indica que la energía solar es la fuente primaria de energía para la
fotosíntesis. Las plantas interceptan, para la fotosíntesis, menos del 5% de la radiación
solar incidente (constante solar), la cual también afecta el crecimiento y el desarrollo.
22
La captación de la luz solar por una superficie foliar está influenciada por su tamaño,
forma, edad, ángulo de inserción, separación vertical, arreglo horizontal, y por la absorción
de las estructuras no foliares. El ángulo de inserción de las hojas sobre el tallo es muy
importante en la producción de cultivos, ya que de él depende la exposición de las láminas
foliares a los rayos del sol y la distribución más uniforme de la luz a través del dosel
vegetal, determinando que la actividad fotosintética sea más eficiente en los estratos
medios e inferiores de la planta (Cayón, citado por Gonzales, s.f.).
2.3.2.2.
Calidad espectral
El espectro visible, comprendido entre las radiaciones azules (400 nm) y roja distante
(710 nm), es considerado como radiación fotosintéticamente activa (RFA), la energía
radiante disponible para la fotosíntesis. Alrededor de un 85% de esta RFA puede ser
absorbida por las hojas superiores de las plantas, dependiendo de la estructura foliar y de la
edad de las hojas. De toda la RFA absorbida por la planta, más del 95% generalmente, se
pierde en forma de calor, mientras que solo el 5% es capturada definitivamente durante la
fotosíntesis (Salisbury y Ross, citado por Gonzales, s.f.).
2.3.2.3.
Intensidad de la radiación
La intensidad de la radiación solar influye directamente sobre el proceso de
fotosíntesis, determinando su eficiencia e inclusive bloqueándolo si la radiación sobrepasa
de ciertos límites. La agricultura empresarial solo es posible durante los meses del año en
que la radiación solar es del orden de 250 cal/cm2 /día. La palma aceitera requiere por lo
menos 5 horas de sol cada día de todo el año. El nivel de fotosíntesis está estrechamente
relacionado con la temperatura y la concentración de CO2 en el medio. La radiación
fotosintéticamente activa debe bordear las 500 calorías-g/ cm2 al día. Los productos finales
23
del proceso fotosintético parecen formarse bajo condiciones diferentes de intensidad
luminosa y de concentraciones de CO2 y oxígeno (Gonzales, s.f.).
2.3.2.4.
Aire
Influye sobre la fotosíntesis. Cuando las hojas están expuestas a brisas suaves los
estomas se pueden cerrar parcialmente porque más CO2 está siendo llevado cerca de éstos,
incrementando su difusión hacia el interior de la hoja, saturando la concentración de CO2en
el mesófilo (Salisbury y Ross, citado por Gonzales. s.f.).
2.3.2.5.
Temperatura
Dwyer et al. citados por Sainz y Echeverría (1998), reportaron un fuerte incremento en
la concentración de clorofila en hojas de maíz cuando la temperatura aumentó de 16 a 23
°C. Cuando la temperatura aumenta en el rango de 15 y 20 °C se produce un fuerte
incremento en la concentración de clorofila, mientras que por encima de 20 °C, la tasa de
aumento en la concentración de clorofila decrece abruptamente con su incremento.
2.3.3. Pigmentos Fotosintéticos: Los Receptores de Luz
Cuando la luz se encuentra con la materia puede ser reflejada, transmitida o
absorbida. Las sustancias que absorben luz visible se conoce como pigmentos, los mismos
que absorben diferentes longitudes de onda y las longitudes de onda que absorben
desaparecen (Figura 2.1). Si se ilumina un pigmento con luz blanca, el color que vemos es
el color más reflejado o transmitido por el pigmento. Percibimos el verde cuando
observamos una hoja debido a que la clorofila absorbe azul-violeta y la luz roja mientras
que transmite y refleja la luz verde (Campbell y Reece, 2007).
24
Figura 2.1: Absorción de luz en los
cloroplastos de las plantas.
2.3.4. Clorofila
Para que pueda ser utilizada la energía radiante, es necesario pigmentos que la
absorban, la clorofila es el pigmento verde de las plantas, la cual absorbe la luz en el
espectro violeta, azul y rojo (García et al., 2006).
Ciganda et al., citado por Aucique et al (2009), indican que la materia seca de los
cultivos está determinada por el contenido de clorofila, debido a que está relacionada
directamente con los procesos fotosintéticos.
Sainz y Echavarría, Rodríguez et al., La Bail et al., Arregui et al., Huang et al., citados
por Aucique et al. (2009), indican que el contenido de clorofila en las plantas esta
correlacionado con los rendimientos y la calidad de la cosecha, según estudios realizados
en cereales y hortalizas.
2.3.5. Medidor de Clorofila
El medidor de CCM – 200 plus (Figura 2.2) es un equipo portátil, no destructivo, que
determina el contenido de clorofila presente en las hojas, el cual cumple la misma función
25
que el modelo SPAD el cual ha sido evaluado en la detección del contenido de nitrógeno
en plantas de maíz (Sainz y Echavarria, Zebarth et al., citados por González et al.,2009).
Figura 2.2: Medidor de clorofila
Apogee CCM-200 plus.
Castillo y Ligarreto (2010), en la investigación realizada sobre la relación entre el N
foliar y el contenido de clorofila en maíz, determinaron que existe una buena relación entre
el N foliar y el índice de verdor del medidor de clorofila.
Para Bullock y Anderson, Argenta et al. y Zotarelli et al. citados por Castillo y
Ligarreto (2010), en las plantas de maíz el contenido de N foliar y el contenido de clorofila
medido mediante el clorofilómetro SPAD 502 está positivamente correlacionada. Pero
cuando la disponibilidad de N es grande, las lecturas del contenido de clorofila con SPAD
502 y el N foliar son poco correlacionadas.
26
En trabajos realizados en trigo por Echeverría y Studdert, y Bergh. et al. citados por
Darwich (2005), han demostrado que el índice de verdor determinado con el lector de
clorofila, puede predecir la concentración de N en hoja bandera.
En el estudio realizado por Ribeiro et al. (2011), se demostró que las lecturas tomadas
con el medidor de clorofila SPAD 502 correlacionaron significativamente (≤ 0.01) con los
niveles de los nutrientes N, P, Ca, Mg, Cu y Zn, en plantas de palma aceitera, en
plantaciones localizadas en el municipio de Tomé-Açú, región nordeste del estado de Pará,
Brasil.
El Medidor de clorofila Apogee CCM-200 plus utiliza absorbancia para estimar
el contenido de clorofila en el tejido foliar. Dos longitudes de onda se utilizan para la
determinación de la absorbancia, existe una mayor absorbancia en la gama de color azul y
rojo mientras que en la gama verde e infrarroja es menor (Figura 2.3). El medidor mide la
absorción
de las
longitudes
de
onda y
calcula un
índice
de concentración
de
clorofila (CCI), valor que es proporcional a la cantidad de clorofila en la muestra (Manual
de Medición de Clorofila CCM-200 plus, s.f.).
Figura 2.3: Transmitancia de la clorofila.
27
III.
3.1.
MATERIALES Y MÉTODOS
UBICACIÓN DEL LUGAR DE INVESTIGACIÓN
3.1.1. Ubicación Política y Geográfica
La Cooperativa Agropecuaria Orellana (CAO), donde se realizó la presente
investigación se encuentra ubicada en la parroquia Monterrey, cantón La Concordia,
provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas. Con coordenadas 00º01’32’’ S y 79º30’35’’
E.
3.1.2. Parámetros Ambientales
Cuadro 3.1: Ubicación Ecológica de la CAO.
Altitud
Temperatura
HR %
Precipitación media anual
Textura del suelo
205 msnm
28.8 ° a 21.6° C
86 %
2751.1 mm
Franco Limoso
Fuente: CAO (2011)
3.2.
MATERIALES
3.2.1. Material de Siembra de Palma Aceitera
La plantación escogida para esta investigación son lotes de cultivo año 2009, de
materia genético proveniente del CIRAD anteriormente conocida cono semillas IRHO,
cruce Deli x La Mé, con código genético “0731”.
28
3.2.2. Fertilizantes Utilizados
 Urea (46% N)
 MAP (Fosfato monoamónico. 11% N y 51% P2O5)
 KMag (Sulfato de Potasio y Magnesio. 22% K2O, 18% MgO y 22% S)
 Sulfato de Magnesio (27% MgO, 22% S)
 Muriato de Potasio (60% K2O)
3.2.3. Pesticidas
El uso de pesticidas se lo realizó de acuerdo al manejo de la CAO y se basó en la
presencia de plagas y enfermedades en los lotes.
3.2.4. Herramientas
 Palilla
 Machete
 Barreno
3.2.5. Equipo
 Medidor de clorofila marca Apogee – modelo ccm 200
 Computadora
3.2.6. Materiales
 Cinta métrica
 Fundas
 Postes
 Piola
 Brocha
 Planchas metálicas
29
 Pintura esmalte
 Resma de papel
 Esferos
 Cuaderno
 Tablero
 Archivador
3.3.
MÉTODOS
Con el objetivo de estimar la correlación, si existe, entre el contenido clorofílico de las
hojas de palma de aceite con el estado nutrimental de nitrógeno, potasio y magnesio en los
materiales sembrados en la CAO, se estableció la metodología que a continuación se
describe.
3.3.1. Diseño Experimental
3.3.1.1.
Factores evaluados
a) Nutrimentos
F1: Nitrógeno
F2: Potasio
F3: Magnesio
3.3.1.2.
Dosis evaluada de los elementos
La dosificación de nutrimentos aplicados para la presente evaluación se basó en la
siguiente dosificación, correspondiente al primer año de fertilización (Cuadro 5), lo
concerniente a la evaluación se lo realizó ajustando la fertilización para el segundo año de
evaluación (Cuadro 6).
30
Cuadro 3.2: Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados
un año antes de la evaluación.
Cantidad de elemento por planta por año
Coeficiente*
N (kg)
MgO (kg)
K2O (kg)
1.633
0.80
0.400
1.53
1
0.64
0.332
1.40
0
0.50
0.225
1.20
-1
0.38
0.118
1.00
-1.633
0.20
0.500
0.87
* El coeficiente indicado, se refiere al valor de aumento o disminución de la dosis utilizada de acuerdo al
Diseño Central Compuesto.
Cuadro 3.3: Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados
en el año de evaluación.
Cantidad de elemento por planta por año
Coeficiente*
N (kg)
MgO (kg)
K2O (kg)
1.633
1.00
0.400
2.13
1
0.84
0.332
1.88
0
0.60
0.225
1.50
-1
0.35
0.118
1.11
-1.633
0.20
0.500
0.87
* El coeficiente indicado, se refiere al valor de aumento o disminución de la dosis utilizada de acuerdo al
Diseño Central Compuesto.
31
3.3.1.3.
Tratamientos comparados
Número de
Parcelas
Código
N
K
Mg
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
-1
1
-1
1
-1
1
-1
1
-1.633
1.633
0
0
0
0
0
-1
-1
1
1
-1
-1
1
1
0
0
-1.633
1.633
0
0
0
1
-1
-1
1
-1
1
1
-1
0
0
0
0
-1.633
1.633
0
3.3.1.4.
Tipo de diseño
La investigación se realizó bajo un Diseño Central Compuesto (DCC), Verdooren
(2012) de 3 factores a 5 niveles, el cual permite ajustar un modelo de segundo orden para
pares de factores. Los diseños centrales compuestos se usan ampliamente para construir
modelos de superficies de respuesta de segundo orden (Fernández y Piñeiro. sf.).
3.3.1.5.
Características de las UE
El número de unidades experimentales fueron 24 parcelas.

Unidad experimental:
36 plantas

Unidad experimental neta:
16 plantas

Área total de la parcela:
2565 m2

Área total del experimento:
61560 m2

Forma de la parcela:
Rectangular
32
3.3.1.6.
Distribución en el campo de las UE
Croquis Ensayo Clorofila
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
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x
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x
x
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x
x
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x
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x
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x
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x
x
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x
x
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x
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x
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x
x
x
x
x
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x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
H
40
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
LOTE D1
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
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x
x
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x
x
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x
x
x
x
x
H
Plantas
Plantas eliminadas
Unidad experimental neta
Parcelas Experimentales
Número de Hilera
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
H
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
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x
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LOTE D2
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x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
Croquis Ensayo Clorofila
x
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x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
Plantas
Plantas eliminadas
Unidad experimental neta
Parcelas Experimentales
Número de Hilera
3.3.2. Análisis Estadístico
Se usó modelos de superficie de respuesta de segundo orden (Fernández y Piñeiro.
sf.).
Modelo: y = β0 + ∑ βi Xi + ∑∑ βijXiXj + E
33
Los puntos óptimos (estacionarios) o de máxima respuesta, para cada par de factores,
fueron encontrados resolviendo el modelo anterior, para las variables Concentración de
Clorofila en las Hojas (CCF), Emisión Foliar (EF), Área Foliar (AF) y Peso Seco Foliar
(PSF). Además, se realizó regresiones múltiples lineales para los tres factores N, K y Mg
con las Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF).
Se ajustó el modelo de regresión, para eliminar los factores con poca respuesta y
acentuar las tendencias cercanas a 0.05 encontradas.
Se desarrollaron gráficos de contorno con el fin de expresar la máxima respuesta de
cada variable analizada frente a los factores en estudio con el programa estadístico
MINITAB ver. 15 (Minitab Inc.).
3.3.3. Variables A Medir
Las variables que se midieron en la presente investigación fueron:
3.3.3.1.
Concentración de Clorofila en las Hojas (CCF)
Con la finalidad de poder manejar los valores de la clorofila y evaluar la influencia de
los diferentes tratamientos a aplicar, se midió el contenido de clorofila utilizando el
medidor Apogee CCM-200, las lecturas se realizaron cada 3 meses en 6 folíolos del tercio
medio de la hoja 9 en las dieciséis plantas seleccionadas dentro de cada lote. Sobre estos
datos se calculó el promedio y distribución del contenido de clorofila para cada parcela.
3.3.3.2.
Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF).
Con la finalidad de poder manejar la fertilidad dentro del lote, y evidenciar su
influencia en el contenido de clorofila en base a los diferentes tratamientos a aplicar, se
tomó una
muestra del tejido de la hoja número 9 en cada tratamiento, este análisis se
34
realizó al inicio y al final del ensayo tomando una muestra compuesta de foliolos utilizados
para la estimación del contenido de clorofila.
3.3.3.3.
Emisión Foliar (EF)
Se identificó y pintó la base peciolar de la hoja número uno la cual está más cercana a
la flecha que tiene más del 50 % de los foliolos abiertos, posteriormente se ubicó la hoja
cada tres meses a partir de inicio del experimento recomendaciones realizadas por Vega
(2011) y se determinó el número de hojas emitidas durante el periodo trascurrido. La
evaluación se realizó en todas las plantas medidas con el Clorofilómetro de cada lote. La
variable se expresó en hojas/mes.
3.3.3.4.
Área Foliar (AF)
Se tomaron los tres folíolos centrales de cada lado de la hoja nueve y con la ayuda de
una cinta métrica se midió largo y ancho. Con estos datos se hizo un promedio, al que se
lo multiplicó por el número de foliolos totales de la misma hoja; medidas que serán
expresadas en metros, a este resultado se lo volvió a multiplicar por el número total
promedio de hojas de la misma planta, este último valor se multiplicó por el factor, que
varía de 0.51 a 0.59 y según Corley citado por Revelo (2002) el valor más común y
apropiado para palma (0.55). El valor se expresó en metros cuadrados (m2) y las medidas
fueron tomadas a los tres, seis y doce meses después de haberse iniciado el ensayo.
Área foliar (m2) = K x F (L x A),
Dónde:
K = Constante variable entre 0.51 y 0.59 (0.55 la más común).
F = Número de folíolos por hoja (hoja 9 en plantas menores de 4 años y hoja 17 en
plantas mayores de 5 años)
L = Promedio de la longitud de 6 foliolos centrales de la hoja 9.
35
A = Promedio de ancho de 6 foliolos centrales de la hoja 9.
3.3.3.5.
Peso Seco Foliar (PSF)
Se identificó la hoja 9 según la edad del cultivo y se cortó la misma. Se midió el ancho
(w) y el grosor (d) del peciolo en el punto de inserción de los foliolos rudimentarios
(sección transversal del pecíolo ‘STP’; Fairhurst y Härdter, 2012) y los resultados se
expresaron en kilogramos de peso seco. Los datos fueron tomados a los tres, seis y doce
meses de iniciado el ensayo.
Para los cálculos respectivos se utilizó la siguiente fórmula (Fairhurst y Härdter,
2012):
PSF= 0.1023 x P + 0.2062
Dónde:
PSF= Peso seco foliar (kg)
P= Sección Transversal del Peciolo = Ancho del peciolo en cm (w) x espesor del
pecíolo en cm (d).
3.3.4. Métodos Específico de Manejo del Experimento
La investigación se desarrolló en una plantación sembrada el mes de julio del año
2009, asociada con Pueraria (Pueraria phaseoloides) como cobertura.
Se realizó el etiquetado de las plantas borde de cada una de las unidades
experimentales de investigación.
A continuación, se tomaron análisis de muestras foliares y de suelo; conjuntamente
con la CCF correspondiente a la primera evaluación (Figura 3.1) y se marcó las hojas N° 1
de cada una de las plantas evaluadas (Figura 3.2), para medir posteriormente la EF.
36
Figura 3.1: Toma de la CCF, en foliolos
intermedios.
Figura 3.2: Marcado de la hoja N° 1 en
plantas evaluadas.
Tanto al inicio (octubre 2011) como al final de este proyecto (octubre 2012) se
tomaron muestras de suelo con un barreno metálico tipo Edelman, el cual se colocó a nivel
del suelo y se lo introdujo hasta 20 cm, se sacó el suelo y se eliminó los primeros 5 cm de
la parte superior y los 5 cm de la parte inferior. Posteriormente, el suelo se colocó en una
funda identificada; en total se tomaron 48 sub-muestras de la corona. Se preparó las
37
muestras y enfundó con su respectiva etiqueta para su envío al laboratorio de la Estación
Experimental Pichilingue del INIAP.
Posterior al marcado de la hoja 9 se procedió a recoger seis foliolos de la parte central
para el análisis foliar, tomando tres foliolos de cada uno de los lados de la hoja. Luego se
preparó la muestra, lo cual consistió en la limpieza de los foliolos, corte de la parte media
de los mismos, eliminación de bordes y nervaduras, y por ultimo secado. Debidamente
etiquetadas fueron enviadas al Laboratorio de la Estación Experimental Pichilingue del
INIAP, lo cual se realizó al inicio (octubre 2011) y fin del proyecto (octubre2012).
Luego de tres meses de la primera evaluación se tomaron los valores de AF (Figura
3.3 y 3.4), PSF, EF correspondientes a la primera evaluación y CCF correspondiente a la
segunda evaluación; y se procedió con el marcado de las hojas N° 1. Conjuntamente con
estas actividades se procedió a la fertilización del ensayo.
Figura 3.3: Medición del largo de foliolos (AF).
38
Figura 3.4: Medición del ancho de foliolos (AF).
Tres meses posteriores se tomó la CCF correspondiente a la tercera evaluación y AF,
PSF y EF correspondiente a la segunda evaluación; y se marcó las hojas N° 1.
Luego de tres meses se tomaron los valores de AF, PSF y EF correspondientes a la
tercera evaluación y CCF correspondiente a la cuarta evaluación; y se procedió con el
marcado de las hojas N° 1.
Se aplicó la fertilización correspondiente para cada una de las parcelas de evaluación,
con las dosificaciones de nutrimentos (Anexo I) como elemento puro basadas en los
coeficientes del experimento.
La aplicación de los fertilizantes se realizó tratando de distribuir de forma uniforme a
toda la corona de la planta, a partir de los 50 cm del estípite (Figura 3.5).
39
Figura 3.5: Fertilización de plantas.
Además se realizaron actividades propias del manejo del cultivo como son chapias,
mantenimiento de caminos entre unidades experimentales y coronas se las realizó cada 2
meses.
El control de plagas y enfermedades fue realizada por el personal de la Cooperativa
Agropecuaria Orellana, la cual tuvo un intervalo de 15 días entre cada control, los
agroquímicos y dosis aplicadas fueron de manejo interno de la empresa.
40
IV.
4.1.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
CONCENTRACIÓN DE CLOROFILA EN LAS HOJAS (CCF)
En el análisis de regresión de CCF correspondiente a las evaluaciones a los meses de
octubre 2011, enero 2012, abril 2012 y julio 2012, no se encontró una respuesta
significativa, para las relaciones N-K, N-Mg y K-Mg (Cuadro 4.1). Esto indica que el
contenido clorofílico, no permitió dilucidar cambios en los niveles de nutrimentos
aplicados en las plantas, para las condiciones presentes dentro la CAO (Cooperativa
Agropecuaria Orellana), parroquia Monterrey.
Los resultados completos de las regresiones y los análisis de varianza correspondientes se
incluyen en el Anexo J.
CUADRO 4.1: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la
concentración de clorofila y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando
un modelo saturado, para las lecturas de octubre 2011, enero, abril y julio del 2012,
en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia.
CCF
Oct.
N
0.688
K
0.685
Factores (N - K)
N^2
K^2
0.831
0.667
NK
0.758
Pr>F
0.899
Ene.
Abr.
Jul.
0.844
0.253
0.535
0.444
0.910
0.621
0.926
0.861
0.625
0.768
0.150
0.271
0.539
0.465
0.619
CCF
N
Mg
N^2
Mg^2
NMg
Pr>F
Oct.
Ene.
Abr.
0.823
0.986
0.856
0.415
0.641
0.947
0.821
0.883
0.879
0.392
0.498
0.704
0.982
0.854
0.852
0.914
0.918
0.986
Jul.
0.787
0.487
0.588
0.405
Factores (K - Mg)
0.961
0.861
CCF
K
Mg
K^2
Mg^2
KMg
Pr>F
Oct.
0.568
0.434
0.689
0.392
0.858
0.720
Ene.
Abr.
0.456
0.585
0.394
0.69
0.432
0.522
0.427
0.707
0.503
0.734
0.304
0.711
Jul.
0.349
0.575
0.310
0.392
0.985
0.868
0.473
0.490
0.312
Factores (N - Mg)
41
4.2.
CONCENTRACIONES NUTRIMENTALES DE LA HOJA (CNF).
Los análisis de regresión de CNF se realizó con los análisis foliares correspondientes al
mes de octubre 2011 y 2012. En el análisis de regresión de CCF-CNF para el mes de
octubre del 2011, se encontró respuestas significativas en las evaluaciones realizadas
correspondientes a los meses de octubre y abril en las relaciones CCF-K y CCF-Mg, enero
para la relación CCF-Mg, y julio para las relaciones CCF-N y CCF-K (Cuadro 4.2). No se
encontró respuestas significativas en las evaluaciones correspondientes al análisis de
regresión de CCF-CNF para el 2012.
CUADRO 4.2: Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el
análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y la
concentración de clorofila en las hojas de palma, para las lecturas de octubre 2011,
enero, abril y julio del 2012. Monterrey-La Concordia.
Concentraciones Nutrimentales (2011)
N
K
Mg
CCF
Oct
2011
Ene
2012
Abr
2012
Jul
2012
CR
Pr>F
CR
Pr>F
CR
-0.29
0.885
34.1
0.029*
-2.25
0.359
19.3
-1.48
0.385
32.7
-5.16
0.006**
Pr>F
Concentraciones Nutrimentales (2012)
N
K
Mg
CR
Pr>F
CR
Pr>F
CR
Pr>F
-198 0.010**
4.90
0.486
-2
0.911
10.4
0.902
0.341
-197
0.044*
-10.3
0.231
32
0.138
-14
0.893
0.014*
-161
0.016*
1.7
0.781
5.5
0.721
24.1
0.741
42.5 0.006** -120
0.145
2.06
0.775
-18.4
0.308
-21.5 0.802
* significancia al 5 %, ** significancia al 1%.
Los valores de CCF tomados durante la evaluación expresan diferencias relacionadas con
la concentración nutrimental del N medido en el 2011 en solo una de las lecturas de
clorofila tomadas en julio (2012), a pesar de que este elemento está relacionado
directamente con la CCF. Según Marschner, y San Clement y Peña citados por Calderón et
al. (2011), más del 75 % del N orgánico se encuentra en los cloroplastos, y asociado
42
directamente con la clorofila, además factores ambientales pueden estar afectando el CNF
como lo indica Dwyer et al. citados por Sain y Echeverría (1998).
Los resultados muestran diferencias estadísticas al 5 % para la CNF de K realizada en 2011
sólo para la CCF tomada en octubre del 2011 y abril del 2012, mientras que hubo
diferencias al 1% para la CCF de julio del 2012, lo cual indica que a mayor concentración
de K foliar existe mayores CCF, debido al signo positivo de CR.
La concentración de Mg tomada en el 2011 mostró diferencias estadísticas al 1% para la
CCF tomada en octubre del 2011 y al 5% para las analizadas en enero y abril del 2012, lo
cual indicó que a mayor Mg foliar, disminuye la CCF, debido al signo negativo del CR.
Si bien la literatura indica, Carvalho et. al. (2004), Reeves et al. citado por Alcántar
(2007), que el medidor de clorofila sirve solo para determinar deficiencias de N, sin
embargo el Mg y K podrían estar presentándose como elementos influyentes debido a que
en situaciones de deficiencias, el tejido foliar presenta amarillamiento, tal como indica
Fairhurst et. al. (2005), en el sentido de que la deficiencia de estos elementos disminuye la
concentración de clorofila. Al respecto, existen resultados de estudios relacionados con el
azufre en el cultivo de maíz, como el estudio de Pagani y Echeverría (2011) , el cual
indica la relación entre el S y la CCF; y del N, Mg y Fe con la CCF como lo indican
Sachdchina y Dimitrieva citados por Alcántar (2007). Probablemente, exista también una
relación con el Mg y K, principalmente con el primero porque este elemente es
componente estructural de la clorofila y el segundo interviniendo en la formación de los
carbohidratos, proceso que se relaciona con la fotosíntesis (Soria 2013-Com. Pers).
El análisis de CCF mantiene relación con el tenor de nutrientes previos, y aparentemente
no tiene capacidad de predicción sobre los contenidos foliares expresados posteriormente.
Nota:
 Soria, N. 2013. Com. Pers. Fisiólogo – Catedrático en la Escuela Superior Politécnica del Ejército.
43
De manera opuesta a lo encontrado con la CCF, las CNF en el 2012 sí reflejan una
respuesta a la aplicación de K y el Mg presenta una diferencia marginalmente significativa
(diferencia cercana al 0.05 %), tal como se observa en el Cuadro 4.3.
CUADRO 4.3: Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el
análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y los
nutrimentos aplicados en palma aceitera, para las lecturas de octubre 2011 y octubre
2012. Monterrey-La Concordia.
N
CNF 2011
CNF 2012
CR
1.61
0.082
Pr>F
0.141
0.678
Nutrimentos Aplicados
K
CR
Pr>F
-0.130
0.204
-0.099
0.039*
Mg
CR
0.0299
0.063
Pr>F
0.438
0.088 T
* significancia al 5%; marginalmente significativos T
De acuerdo a (Jaramillo 2013- Com. Pers), lo anterior permite indicar que el medidor de
clorofila es una herramienta potencial para estimar el efecto del manejo de estos nutrientes,
sobre las condiciones “actuales” de la clorofila en la hoja (Cuadro 8).
Los resultados obtenidos en el primer año de estudio permiten aseverar que se puede
determinar las condiciones posteriores del contenido de clorofila en la hoja, lo cual deberá
ser comprobado con las evaluaciones de los próximos años ya que este estudio tiene una
duración aproximada de 5 años. En cuanto a los análisis foliares convencionales, estos
tienen la capacidad de estimar el efecto del manejo de nutrientes sobre las condiciones
nutrimentales del cultivo, tal como se observa en el manejo del K y Mg (Cuadro 4.3), que
presentó significancia al (5%) para K, y una respuesta marginalmente significativa
(aproximadamente al 10%) para Mg.
Nota:
 Jaramillo, R. 2013. Com. Pers. Director de la oficina Norte de Latinoamérica del IPNI.
44
4.3.
EMISIÓN FOLIAR (EF).
En el análisis de regresión de EF, no se encontró respuestas significativas en las
evaluaciones realizadas para las tres relaciones. Pero sí se presentó diferencias
marginalmente significativas (diferencias cercanas al 0.05 %) en los meses de abril para la
relación N-K y julio para las relaciones N-Mg y K-Mg (Cuadro 4.4).
emisión foliar y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un
modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de
factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia.
EF
Ene.
Abr.
Jul.
N
0.511
0.396
0.213
K
0.995
0.907
0.135
EF
N
Mg
Ene.
Abr.
Jul.
0.685
0.705
0.999
0.992
0.542
0.379
EF
Ene.
Abr.
Jul.
K
0.713
0.389
0.265
Mg
0.702
0.820
0.210
Factores (N - K)
N^2
K^2
0.541
0.416
0.621
0.697
0.773
0.338
Factores (N - Mg)
N^2
Mg^2
0.571
0.714
0.625
0.450
0.791
0.075 T
Factores (K - Mg)
K^2
Mg^2
0.425
0.697
0.670
0.418
0.342
0.070 T
NK
0.145
0.092 T
0.179
Pr>F
0.397
0.276
0.528
NMg
Pr>F
0.844
0.782
0.527
0.921
0.875
0.438
KMg
0.541
0.435
0.751
Pr>F
0.554
0.466
0.288
marginalmente significativos T
La presencia de varios valores marginalmente significativos justifica el uso de un modelo
ajustado (optimizado) que se presenta en el Cuadro 4.5.
45
emisión foliar y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo
optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas
de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La
Concordia.
EF
Abr.
N
0.088 T
K
EF
Jul.
N
Mg
0.158
EF
Jul.
K
0.301
Mg
0.097 T
Factores (N - K)
N^2
K^2
0.208
Factores (N - Mg)
N^2
Mg^2
0.061 T
Factores (K - Mg)
K^2
Mg^2
0.057 T
NK
0.062 T
Pr>F
0.095 T
NMg
0.467
Pr>F
0.187
KMg
Pr>F
0.147
En base a los resultados obtenidos (Cuadro 4.5) con respuestas marginalmente
significativas, podemos interpretar el efecto del manejo nutrimental con base a los gráficos
de contorno generados por MINITAB en las relaciones correspondientes.
Figura 4.1: Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para los
factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (abril).
La figura 4.1, indica que la EF tiende a ser mayor en niveles bajos de N e intermedios de
K, con EF superiores a 9 hojas cada 3 meses. Además, los valores mínimos de EF
estuvieron asociados con las dosis más elevadas de N y K.
46
Igualmente se observó que niveles intermedios y altos de N asociados con niveles bajos de
K, dan una EF de entre 8.50 - 8.75 hojas cada 3 meses, que concuerda con los expresado
por Corley y Mok, citados por Goh y Härdter (2012) y por von Uexkull y Fairhurst (1991),
quienes indican que la producción de hojas se ve afectada por la aplicación de N, el mismo
que está asociado con el K como lo manifiesta Donald (1998), quien indica que con una
adecuada concentración de K dentro de la planta se estimula la absorción de N.
factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio).
La figura 4.2, manifiesta que para este periodo la relación entre N y Mg permite obtener la
máxima EF cuando los niveles de N tienden a encontrarse bajos y el Mg cerca del máximo
utilizado. Al igual indica que el N en niveles altos y bajos asociados con niveles cercanos
al máximo de Mg, producen una buena EF.
47
factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio).
El gráfico de contorno para la respuesta con K y Mg (Figura 4.3), revela que para este
periodo la relación entre estos dos nutrimentos permite obtener altos niveles de EF, cuando
los niveles de Mg están en niveles cercanos al máximo utilizado.
Las figuras 4.2 y 4.3 manifiesta que el Mg en niveles cercanos al máximo utilizado influye
directamente sobre la EF durante este periodo, lo cual está relacionado con lo expresado
por Foster citado por Goh y Härdter (2012), quien indica que la producción de hojas junto
con otras características de la planta de palma aceitera son influenciadas por la aplicación
de Mg.
Las figura 4.3, indica que en concentraciones altas de K asociadas con concentraciones
medias de Mg la EF disminuyó, lo cual concuerda con lo obtenido en el ensayo realizado
por Gurmit citado Corley y Tinker (2009), en el cual la aplicación de K causó una ligera
reducción de la tasa de producción de hojas. Es bien conocido el efecto antagónico entre
estos dos nutrientes, es muy común en palma aceitera que el exceso de K restringa la
absorción del Mg con los consiguientes efectos sobre el desarrollo de la planta.
48
4.4.
ÁREA FOLIAR (AF).
En el análisis de regresión de AF, no se encontró respuestas significativas en las
marginalmente significativas en el mes de enero para las relaciones N-K, N-Mg y K-Mg
(Cuadro 4.6).
CUADRO 4.6: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del
área foliar (m2) y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un
modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de
factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia.
AF
Ene.
Abr.
Jul.
N
0.665
0.536
0.537
K
0.066 T
0.190
0.870
AF
Ene.
Abr.
Jul.
N
0.891
0.462
0.853
Mg
0.074 T
0.587
0.817
AF
Ene.
Abr.
Jul.
K
0.283
0.346
0.611
Mg
0.808
0.803
0.934
Factores (N - K)
N^2
K^2
0.421
0.175
0.571
0.355
0.386
0.393
Factores (N - Mg)
N^2
Mg^2
0.423
0.096 T
0.614
0.884
0.406
0.339
Factores (K - Mg)
K^2
Mg^2
0.187
0.094 T
0.384
0.845
0.420
0.347
NK
0.195
0.225
0.130
Pr>F
0.362
0.660
0.516
NMg
0.292
0.386
0.379
Pr>F
0.426
0.864
0.730
KMg
0.350
0.708
0.502
Pr>F
0.204
0.935
0.817
49
CUADRO 4.7: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del área
foliar (m2) y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo
optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas
de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La
Concordia.
AF
Ene.
Jul.
N
K
0.066 T
AF
N
Mg
0.053
Ene.
AF
Ene.
K
0.282
Mg
Factores (N - K)
N^2
K^2
0.140
0.162
0.056 T
0.082 T
Factores (N - Mg)
N^2
T
NK
0.143
0.071 T
Pr>F
0.249
0.274
Mg^2
NMg
Pr>F
T
0.188
0.284
KMg
0.078 T
Pr>F
0.118
0.190
0.088
Factores (K - Mg)
K^2
0.147
Mg^2
0.049*
significancia al 5 %* ; marginalmente significativos T
significativas y significativo en Mg cuadrático (evaluación de enero 2012), podemos
interpretar el efecto del manejo nutrimental con base a los gráficos de contorno generados
por MINITAB en las relaciones correspondientes.
Figura 4.4: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en dosis de
elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero).
50
Figura 4.5: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y Mg en dosis
de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero).
Los gráficos de contorno para AF (Figura 4.4 y 4.5) indican que, cuando se presentaron
niveles intermedios de N y altos de Mg se produjo la mayor AF, como lo manifiestan Von
Uexkull y Fairhurst (1991) en el sentido del control del N en la producción de área foliar, y
Foster citado por Goh y Härdter (2012), el cual indica que el AF aumenta por la aplicación
de Mg.
Figura 4.6: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en dosis de
elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio).
51
En el gráfico de contorno para la lectura de julio (Figura 4.6), se observa que la mayor AF
se encuentra cuando el K está en niveles intermedios del rango evaluado. A su vez, el N en
concentraciones medias asociado con el K en concentraciones bajas manifiesta buena AF y
presenta una respuesta parecida cuando las concentraciones de N y K se encuentran en
niveles cercanos al máximo lo cual es semejante a lo encontrado en la Figura 4.4, al
parecer podría estar relacionado con los resultados obtenidos por Corley y Mok; Foster y
Prabowo; Gurmit; Kee y Chew, citados por Corley y Tinker (2009), quienes encontraron
un aumento en el AF a partir de fertilizaciones potásicas, y cuya aplicación ayuda a la
absorción adecuada del N, elemento influyente en el AF.
Figura 4.7: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores K y Mg en dosis
de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero).
En La figura 4.7 el gráfico de contorno para el mes de enero muestras que el AF es mayor
con niveles altos y medios de Mg asociado a niveles bajos y medios de K respectivamente,
lo cual indica que se puede obtener buena AF cuando el Mg está por encima o igual al
nivel de K.
52
Al igual, este gráfico sugiere un antagonismo entre el K y Mg, demasiada concentración de
K en relación al Mg tendería a reducir el AF, lo cual ratifica lo expuesto por Morin (1980),
acerca del antagonismo presente entre estos dos elementos, debido a que dosis crecientes
de K disminuye la absorción de Mg.
4.5.
PESO SECO FOLIAR (PSF)
En el análisis de regresión de PSF, no se encontró respuestas significativas en las
marginalmente significativas en los meses de enero para las relaciones N-K y N-Mg, en
abril para la relación K-Mg y julio para la relación N-K (Cuadro 4.8).
CUADRO 4.8: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de peso
seco foliar (kg) y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo
saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de
nutrientes. Monterrey-La Concordia.
PSF
Ene.
Abr.
Jul.
N
0.818
0.368
0.269
K
0.060 T
0.423
0.089 T
PSF
Ene.
Abr.
Jul.
N
0.068 T
0.845
0.891
Mg
0.582
0.960
0.765
PSF
Ene.
Abr.
Jul.
K
0.152
0.354
0.143
Mg
0.376
0.142
0.217
Factores (N - K)
N^2
K^2
0.174
0.158
0.826
0.807
0.714
0.319
Factores (N - Mg)
N^2
Mg^2
0.206
0.662
0.835
0.881
0.772
0.878
Factores (K - Mg)
K^2
Mg^2
0.217
0.751
0.805
0.884
0.345
0.909
NK
0.115
0.148
0.068 T
Pr>F
0.285
0.783
0.376
NMg
0.124
0.980
0.792
Pr>F
0.483
0.958
0.999
KMg
0.412
0.052 T
0.142
Pr>F
0.751
0.391
0.560
53
CUADRO 4.9: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del
peso seco foliar (kg) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un
modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para
las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes.
Monterrey-La Concordia.
PSF
Ene.
Jul.
N
0.070 T
PSF
Ene.
N
0.073 T
PSF
Abr.
Jul.
K
0.051 T
0.091 T
K
0.053 T
0.043*
Mg
Mg
0.068 T
0.132
Factores (N - K)
N^2
K^2
0.043*
0.145
Factores (N - Mg)
N^2
Mg^2
0.192
0.178
Factores (K - Mg)
K^2
Mg^2
NK
0.038*
0.061 T
Pr>F
0.175
0.226
NMg
0.119
Pr>F
0.373
KMg
0.041*
0.130
Pr>F
0.145
0.381
* significancia al 5% ; marginalmente significativos T
significativas y significativas en N cuadrático, NK (evaluación de enero 2012) y KMg
(evaluación abril 2012), podemos interpretar el efecto del manejo nutrimental con base a
los gráficos de contorno generados por MINITAB en las relaciones correspondientes.
Figura 4.8: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero).
54
Figura 4.9: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y Mg en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero).
Figura 4.10: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio).
Los gráficos de contorno PSF (Figura 4.8 y 4.10) correspondientes a la relación N-K, nos
indican que el mayor PSF está relacionado con niveles intermedios de N y bajos de K, la
misma tendencia podemos observar en el gráfico de contorno PSF (Figura 4.9)
55
correspondiente a la relación N-Mg, esto nos manifiesta mayor respuesta del PSF a la
aplicación de N con relación al K y Mg; lo que nos permite determinar que los valores de
K y Mg no parecen jugar un rol en esta variable durante estos periodos; ratificando lo
señalado por Gurmit; Kee y Chen citados por Corley y Tinker (2009), quienes indican que
el N aumenta el PSF en las plantas de palma aceitera.
Figura 4.11: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (abril).
Como se observa en el gráfico de contorno para la relación de PSF con el uso de K y Mg
(Figura 4.11), cuando el Mg está en niveles máximos y el K está en niveles intermedios y
altos se produce el mayor PSF, resultados que concuerdan con los obtenidos por Ruer y
Varechon citados por Corley y Tinker (2009), quienes demostraron que la sección
transversal del peciolo aumento con la aplicación de K, logrando incrementar PSF, el cual
está directamente asociado con el desarrollo vegetativo de la planta. A mayor PSF se tiene
un mejor desarrollo de la planta y por lo tanto un incremento de la productividad del
cultivo.
56
Figura 4.12: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg en
dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio).
Los gráficos de contorno PSF (Figura 4.11 y 4.12) de la relación K-Mg, manifiesta que
existe un antagonismo entre estos dos elementos debido a que a dosis altas de un elemento
asociadas con dosis bajas del otro elemento producen menor PSF, pero es mayor con K
alto y Mg bajo, y como lo indica Morin (1980) existe una correlación positiva altamente
significativa entre el contenido de K en el suelo, con el de la hoja y una clara correlación
negativa entre el contenido de K en el suelo y el de Mg en la hoja. También manifiesta que
un abonamiento potásico sólo puede llegar a un efecto completo, si simultáneamente se
mejora la reserva del Mg.
57
V.
CONCLUSIONES
 La concentración de clorofila en las hojas (CCF) no tuvo relación con los niveles de
nutrientes aplicados en el periodo evaluado y en las condiciones agroclimáticas de
la zona de estudio.
 No se detectaron valores clorofílicos que se correlacionen con los niveles de
nitrógeno, potasio y magnesio; aunque se observó respuestas entre la CCF y las
concentraciones nutrimentales de la hoja (CNF) del 2011, deduciéndose que la CCF
posee relación con los tenores de nutrientes previos de las plantas.

A pesar de no poseer relaciones entre los niveles de nutrientes aplicados con la
CCF, existe correlación entre los niveles de nutrientes aplicados y las CNF en K, lo
cual nos manifiesta que las aplicaciones de nutrientes están influenciando
directamente las concentración de este elemento en las hojas de palma, aunque sin
llegar a alterar el estado de la CCF de modo significativo.

No se pudo determinar valores críticos de contenido de clorofila para calificar
plantas deficientes en nitrógeno, potasio y magnesio correlacionando los resultado,
debido a que no existió diferencias estadísticas entre la CCF y los niveles de
nutrientes aplicados, durante el primer año de evaluación del ensayo.

En el factor Emisión Foliar (EF), se pudo determinar que la aplicación de N y Mg
influye en la variable aumentando la producción de hojas.
58

En el factor Área Foliar (AF), se pudo determinar que el N, Mg y K influyeron en
esta variable aumentando la producción de área foliar, siendo el efecto de la dosis
de Mg más determinante.

En el factor Peso Seco Foliar (PSF), se identificó que el N y K influyeron
directamente sobre la variable aumentando el peso seco foliar.

Al parecer los gráficos de contorno muestran que entre el K y Mg existe un efecto
antagónico, debido a que dosis altas de potasio con dosis bajas de Mg repercutirían
sobre el área y peso seco foliar, lo cual indica que debe existir un balance entre
estos elementos.
59
VI.
RECOMENDACIONES
 Al ser este un ensayo exploratorio, ANCUPA, el IPNI y la CAO deberá continuar
con la investigación, lo que permitirá ratificar o descartar las tendencias
presentadas en este trabajo.
 Realizar los análisis foliares, si es factible, a la par de la medición de la
concentración de clorofila, lo que permitirá establecer correlaciones más reales
entre las dos variables y evaluar la tendencia en el tiempo.
60
VII.
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