Diversidad genética y dinámica de Campylobacter

Diversidad genética y dinámica de Campylobacter

COM-08
Diversidad genética y dinámica de Campylobacter
termófilos en granjas de pollos de engorde en
Cataluña
G. CANTERO*y M. CERDÀ-CUÉLLAR
Centre de Recerca en Sanitat Animal (CReSA), IRTA, Campus UAB, 08193-Bellatera,
Barcelona, España;
*email: [email protected]
La campilobacteriosis es una infección gastrointestinal aguda causada por Campylobacter
termófilos. La principal fuente de infección es la carne de ave contaminada y la mayoría de
granjas de aves de engorde (broilers) son positivas a Campylobacter. Con el objetivo de
determinar la dinámica y diversidad de cepas de Campylobacter en granjas de broilers, se llevó a
cabo el genotipado de una selección de los aislados obtenidos en todos los lotes positivos criados a
lo largo de dos años en dos granjas (granja A y E) de Cataluña, distantes entre sí. En la granja A
se analizaron un total de 55 aislados (27 C. jejuni y 28 C. coli) provenientes de 7 lotes positivos.
En la granja E se analizaron 85 aislados (74 C. jejuni y 11 C. coli) provenientes de 10 lotes
positivos. El genotipado se llevó a cabo mediante electroforesis en campo pulsado (PFGE)
utilizando los enzimas SmaI y KpnI. En la granja A, se detectó una elevada diversidad genética,
identificándose un total de 15 perfiles diferentes de macroresctrición con una similitud superior
al 90%. Se detectaron entre 1 y 6 perfiles diferentes por lote; únicamente se observó un mismo
perfil en dos lotes consecutivos. En la granja E, se identificaron un total de 24 perfiles diferentes,
detectándose entre 1 y 5 cepas diferentes por lote; se detectó un mismo perfil en 4 lotes
diferentes no consecutivos y otro común a dos lotes consecutivos. No se detectó ninguna cepa
común a las dos granjas estudiadas. La colonización de diversos lotes con una misma cepa
apunta a una insuficiente bioseguridad en la granja, especialmente a nivel de nave, donde
algunas cepas que se mantienen en el ambiente exterior de las naves a lo largo de diversas
crianzas son introducidas a las naves de forma sucesiva. Así mismo, la diversidad genética
detectada en ambas granjas puede ser un reflejo de una diversidad de fuentes de Campylobacter
en el medio ambiente exterior de las naves, que directa o indirectamente, pueden introducir
dicho agente en las naves de pollos.
Campylobacteriosis is an acute gastrointestinal infection caused by thermophilic Campylobacter
bacteria. The major source of infection is contaminated poultry meat and most broiler chicken
farms are positive for Campylobacter. With the aim to determine the dynamics and genetic
diversity of Campylobacter strains in broiler farms, genotyping of isolates obtained from all
positive flocks reared throughout two years in two distant broiler farms (farm A and E) from
Catalonia was performed. Overall, 55 isolates from 7 positive flocks were analysed from farm A
(27 C. jejuni and 28 C. coli) and 85 isolates (74 C. jejuni and 28 C. coli) from 10 positive flocks
were analysed from farm E. Genotyping was conducted using pulsed field gel electrophoresis
(PFGE) using SmaI and KpnI enzymes. A high genetic diversity was detected in farm A, with an
191
overall 15 different macrorestriction profiles with a similarity over 90%. Between 1 and 6
different profiles per flock were detected; only one profile was detected in two consecutive
flocks. Overall, 24 different profiles were identified in farm E, with 1 to 5 strains per flock. The
same profile was detected in 4 non-consecutive flocks, while one profile was found in 2
consecutive flocks. No common strain to the two studied farms was detected. The colonization of
different flocks with a common strain points out to an inadequate biosecurity at the farm,
especially at the house level. Thus, some strains that survive in the external environment of the
farm during the downtime, are introduced into broiler houses in consecutive flocks. Also, the
genetic diversity detected in both farms may reflect diverse Campylobacter sources of infection
from the external environment that directly or indirectly can introduce the pathogen into the
broiler houses.
Palabras clave: Campylobacter; genotipado; PFGE; granjas de broilers
Keywords: Campylobacter; genotyping; PFGE; broilers farms
Introducción
La campilobacteriosis es actualmente la principal infección zoonótica entérica bacteriana en la UE
y en el resto de países industrializados (EFSA and ECDC, 2015; WHO, 2012). La principal fuente de
infección es la carne de ave contaminada y la mayoría de granjas de aves de engorde son positivas a
Campylobacter (EFSA and ECDC, 2015).
Con el objetivo de determinar la dinámica y diversidad de cepas de Campylobacter en granjas de
broilers, se llevó a cabo el genotipado de una selección de los aislados obtenidos en todos los lotes
positivos criados a lo largo de dos años en dos granjas (granja A y E) de Cataluña.
Material y métodos
Las dos granjas estudiadas (granja A y granja E), distantes entre sí, poseían ventilación natural y
una capacidad máxima por nave de 15.500 y 28.500 pollos (granja A y E, respectivamente). Los
aislados objeto de estudio proceden de un estudio longitudinal previo, en el que se identificaron y
conservaron 5 aislados por muestreo de cada lote positivo del total de lotes criados a lo largo de dos
años (Urdaneta et al., 2013). En la granja A se analizaron un total de 55 aislados (27 C. jejuni y 28 C.
coli) provenientes de 7 lotes positivos del total de 12 lotes criados. En la granja E se analizaron 85
aislados (74 C. jejuni y 11 C. coli) provenientes de 10 lotes positivos de un total de 12 lotes. El
genotipado se llevó a cabo mediante electroforesis en campo pulsado (PFGE) utilizando los enzimas
SmaI y KpnI.
Resultados y discusión
En la granja A, se detectó una elevada diversidad genética, identificándose un total de 15 perfiles
diferentes de macroresctrición (Figura 1). Se detectaron entre 1 y 6 cepas diferentes (perfiles
192
diferentes) por lote; únicamente se observó un mismo perfil de macroresctrición en dos lotes
consecutivos (lotes 6 y 7).
PFGEPFGE
SmaI+PFGE
KpnI KpnI KpnI
SmaI+PFGE
PFGE SmaI+PFGE
SmaI&KpnI
SmaI&KpnI
SmaI&KpnI
PFGE
SmaI
PFGE
PFGE
SmaI SmaI
PFGE
KpnI
PFGE
PFGE
KpnI KpnI
100
95
KpnI
Aislado Especie Edad/Lote
100
90
85
95
95
90
100
85
80
90
75
70
80
80
75
85
65
60
70
70
65
75
55
50
60
60
55
65
50
50
55
SmaI
.
A11
.A11
jejuni
C. jejuni
. L7L728d,
.
L7
.A11
C.C.
jejuni
. 28d,
28d,
.
.A2A2
.A2C.C.
jejuni
C. jejuni
. L2L226d,
.
L2
jejuni
. 26d,
26d,
.
.A3A3
.A3C.C.
jejuni
C. jejuni
. L2L226d,
.
L2
jejuni
. 26d,
26d,
.
.A1A1
.A1C.C.
. L1L137d,
.
L1
colicoli C. coli
. 37d,
37d,
.
.A4A4
.A4C.C.
jejuni
C. jejuni
. L2L226d,
.
L2
jejuni
. 26d,
26d,
.
A14
.A14
jejuni
C. jejuni
. L12
L12
.
19d,
L12
.A14
C.C.
jejuni
. 19d,
19d,
.
A15
.A15
jejuni
C. jejuni
. L12
L12
.
19d,
L12
.A15
C.C.
jejuni
. 19d,
19d,
.
.A9A9
.A9C.C.
jejuni
C. jejuni
. L7L728d,
.
L7
jejuni
. 28d,
28d,
.
.A7A7
.A7C.C.
. L6L630d,
.
L6
colicoli C. coli
. 30d,
30d,
.
.A8A8
.A8C.C.
. L6L630d,
.
L6
colicoli C. coli
. 30d,
30d,
.
A16
.A16
. L7L728d,
.
L7
.A16
C.C.
colicoli C. coli
. 28d,
28d,
.
A10
.A10
jejuni
C. jejuni
. L7L728d,
.
L7
.A10
C.C.
jejuni
. 28d,
28d,
.
A13
.A13
jejuni
C. jejuni
. L7L732d,
.
L7
.A13
C.C.
jejuni
. 32d,
32d,
.
A12
.A12
. L7L732d,
.
L7
.A12
C.C.
colicoli C. coli
. 32d,
32d,
.
.A6A6
.A6C.C.
. L4L414d,
.
L4
colicoli C. coli
. 14d,
14d,
.
.A5A5
.A5C.C.
. L3L335d,
.
L3
colicoli C. coli
. 35d,
35d,
Figura 1. Dendrograma de PFGE de los aislados de C. jejuni y C.coli de la granja A. La similitud entre aislados se
evaluó mediante el coeficiente de Dice (tolerancia 1%, optimización 1%) y el método UPGMA. Los recuadros señalan
los clusters que agrupan aislados con un nivel de similitud ≥ 90%.
En la granja E se identificaron un total de 24 perfiles diferentes de macroresctrición (Figura 2),
detectándose entre 1 y 5 cepas diferentes por lote; se detectó un mismo perfil en 4 lotes diferentes no
consecutivos (lotes 2, 4, 7 y 9) y otro común a dos lotes consecutivos (lotes 11 y 12). No se detectó
ninguna cepa común a las dos granjas estudiadas.
PFGE SmaI+PFGE KpnI
PFGE SmaI+PFGE KpnI
SmaI&KpnI
SmaI&KpnI
PFGE SmaI
PFGE SmaI
PFGE KpnI
PFGE KpnI
KpnI
SmaI&KpnI SmaI&KpnI
Aislado
Especie
.
ES12
C.
. jejuni
ES12
C.
. jejuni
22d,
L4
.
22d,
L4
.
ES15
C.
. jejuni
ES15
C.
. jejuni
28d,
L4
.
28d,
L4
.
ES20
C.
. jejuni
ES20
C.
. jejuni
23d,
L9
.
23d,
L9
.
ES14
C.
. jejuni
ES14
C.
. jejuni
28d,
L4
.
28d,
L4
.
ES13
C.
. jejuni
ES13
C.
. jejuni
28d,
L4
.
28d,
L4
.
ES23
C.
. coli
ES23
C.
. coliL10
25d,
.
25d,
L10
.
ES18
C.
. jejuni
ES18
C.
. jejuni
21d,
L5
.
21d,
L5
.
ES7
C.
. jejuni
ES7
C.
. jejuni
28d,
L2
.
28d,
L2
.
ES8
C.
. jejuni
ES8
C.
. jejuni
28d,
L2
.
28d,
L2
.
ES6
C.
. jejuni
ES6
C.
. jejuni
28d,
L2
.
28d,
L2
.
ES16
C.
. jejuni
ES16
C.
. jejuni
28d,
L4
.
28d,
L4
.
ES21
C.
. jejuni
ES21
C.
. jejuni
28d,
L9
.
28d,
L9
.
ES19
C.
. jejuni
ES19
C.
. jejuni
20d,
L7
.
20d,
L7
.
ES17
C.
. jejuni
ES17
C.
. jejuni
21d,
L5
.
21d,
L5
.
ES4
C.
. jejuni
ES4
C.
. jejuni
27d,
L1
.
27d,
L1
.
ES9
C.
. jejuni
ES9
C.
. jejuni
28d,
L2
.
28d,
L2
.
ES10
C.
. jejuni
ES10
C.
. jejuni
33d,
L3
.
33d,
L3
.
ES11
C.
. jejuni
ES11
C.
. jejuni
33d,
L3
.
33d,
L3
.
ES1
C.
. jejuni
ES1
C.
. jejuni
23d,
L1
.
23d,
L1
.
ES3
C.
. jejuni
ES3
C.
. jejuni
27d,
L1
.
27d,
L1
.
ES2
C.
. jejuni
ES2
C.
. jejuni
23d,
L1
.
23d,
L1
.
ES25
C.
. jejuni
ES25
C.
. jejuni
31d,
L11
.
31d,
L11
.
ES26
C.
. jejuni
ES26
C.
. jejuni
25d,
L12
.
25d,
L12
.
ES27
C.
. jejuni
ES27
C.
. jejuni
25d,
L12
.
25d,
L12
.
ES28
C.
. jejuni
ES28
C.
. jejuni
29d,
L12
.
29d,
L12
.
ES22
C.
. coli
ES22
C.
. coliL9
28d,
.
28d,
L9
.
ES24
C.
. coli
ES24
C.
. coliL10
25d,
.
25d,
L10
.
ES23
C.
. coli
ES23
C.
. coliL9
28d,
.
28d,
L9
.
ES5
C.
. jejuni
ES5
C.
. jejuni
27d,
L1
.
27d,
L1
Edad/Lote
100
90
95
80
95
85
100
85
70
90
75
80
65
70
55
75
60
60
65
50
50
55
SmaI
Figura 2. Dendrograma de PFGE de los aislados de C. jejuni y C.coli de la granja E. La similitud entre aislados se
evaluó mediante el coeficiente de Dice (tolerancia 1%, optimización 1%) y el método UPGMA. Los recuadros señalan
los clusters que agrupan aislados con un nivel de similitud ≥ 90%.
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La diversidad de cepas detectada en ambas granjas puede ser un reflejo de una diversidad de
fuentes de Campylobacter en el medio ambiente exterior de las naves, que directa o indirectamente,
pueden introducir dicho agente en las naves de pollos. Por otro lado, la colonización de diversos lotes
con una misma cepa es indicativa de una insuficiente bioseguridad en la granja, especialmente a nivel
de nave, donde algunas cepas que se mantienen en el medioambiente exterior de las naves a lo largo
de diversas crianzas son introducidas a las naves de forma sucesiva. Se descarta la posibilidad de que
alguna cepa sobreviva dentro de la nave entre crianzas, puesto que la limpieza y desinfección que se
realiza en cada vacío sanitario elimina cualquier Campylobacter presente. Por otro lado, los pollitos de
un día procedentes de las incubadoras, que se crían en cada nave están libres de dicho agente
zoonótico. Así pues, un primer paso para el control de Campylobacter en granjas de pollos de engorde
sería establecer unas sencillas pero estrictas medidas de bioseguridad, tanto a nivel de granja como a
nivel de nave.
Referencias
EFSA (European Food Safety Authority) and ECDC (European Centre for Disease Prevention
and Control) (2015) The European Union summary report on trends and sources of zoonoses,
zoonotic agents and food-borne outbreaks in 2013. EFSA Journal 2015; 13(1):3991
URDANETA S., R. DOLZ, S. LÓPEZ-SORIA, M. CERDÀ-CUÉLLAR. (2013) Dynamics of
Campylobacter spp. infection in Spanish broiler farms: a longitudinal 18-months study. 17th
International Workshop on Campylobacter, Helicobacter and Related Organisms (CHRO 2013).
Aberdeen, p. 100.
WHO. (2012). The global view of campylobacteriosis. Report of an expert consultation. Utrecht,
Netherlands, 9-11 July 2012.
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