Revista Laboratorio Actual Current Laboratory Journal
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Revista Laboratorio Actual Current Laboratory Journal www.abj.org.co/revista-digital.html Vol. 2015, No. 46, Págs 26 - 35 REVISIÓN SICI:1794-6220(201501/09)2015:46<126:AEIDCO>2.0.TS;2-N Editado por: Revista LABORATORIO ACTUAL CURRENT LABORATORY Asociación de Bacteriólogos Javerianos · ISSN: 1794-6220 Volumen 2015 · Número 46 Recibido: 12.09.15 • Aceptado: 15.09.15 • Publicado Online: 30.09.15 Activadores e inhibidores de calcificación ósea Activators and inhibitors of bone calcification Martha Guerra López1*, Patricia Hernández-Rodríguez2* 2 Grupo de Investigación BIOMIGEN. Programa de Biología. Departamento de Ciencias Básicas. Universidad de La Salle. Bogotá, D.C., Colombia. *E-mail: [email protected] *E-mail: [email protected] ABSTRACT. Vascular calcification was usually considered a passive and degenerative process that often occurred with ageing, atherosclerosis, genetic changes and metabolic alterations such as diabetes mellitus and terminal stages of renal disease. However, recently, vascular calcification is being considered as an active and regulated process, similar to mineralization and bone metabolism with diverse bone proteins involved in the process. Recent results question the classical separation of vascular calcification in calcification of the intima and media, at least in the capacitance arteries. Pro and anti-calcifying mechanisms play an active role in calcium deposition in vascular cells; therefore, their study has become a very active research area. The identification of therapeutic targets, that may perhaps reverse vascular calcification, could mean a significant advance on therapeutic strategies for patients affected by this condition. Key words: medial calcification, intimal calcification, vascular calcification, activators, inhibitors. I. INTRODUCCIÓN El avance en los estudios moleculares y la incesante búsqueda de nuevas opciones terapéuticas sitúan en el inicio de una nueva era en el estudio y entendimiento del metabolismo y remodelado del tejido óseo (Manolagas 2000; Zhu et al., 2012). La salud ósea es consecuencia de los procesos de remodelado que en ellos se suceden a lo largo de la vida, encabezados por una controlada y permanente etapa de resorción llevada a cabo por los osteoclastos, y seguida en un perfecto equilibrio por una etapa de formación protagonizada por los osteoblastos (Matsuo and Irie, 2008; Sims and Gooi, 2008; Henriksen et al., 2009; Martin et al., 2009) Cualquier desequilibrio en este balance resorciónformación conduce a pérdida de tejido óseo si la resorción excede a la formación (osteoporosis, osteopenia, entre otros), o a un exceso del mismo, y no por ello con mayor calidad, si es la formación la que supera en gran medida a la resorción (osteopetrosis,...), (Woitge and Seibel, 2000; Gallagher and Sai, 2010). El control de esta homeostasis parece estar influenciado por gran número de citocinas, hormonas y factores de crecimiento, tanto en la puesta en escena de dos principales protagonistas, osteoblastos y osteoclastos, por diferenciación a partir de sus precursores inmaduros, como en cualquiera de las dos etapas del remodelado (Kostenuik and Shalhoub, 2001; Sun et al., 2005; Lenora et al., 2010). 26 En la calcificación ósea, la deposición de fosfato cálcico, en forma de cristales de bioapatita (similar al hueso), puede ocurrir en los vasos sanguíneos y en las válvulas cardíacas (Giachelli, 2004). Clásicamente, se han distinguido los tipos de calcificación arterial dependiendo de dónde se deposita el calcio (Ca+2). Así, ésta se ha dividido en calcificación de la íntima (asociada a la placa de ateroma), y de la media (conocida como esclerosis de Mönckeberg), ligada a la rigidez vascular por mineralización de las fibras elásticas y la arteriosclerosis observada con la edad, la diabetes y la enfermedad renal crónica (ERC), (Burke et al., 2000). La primera, estaría relacionada con incremento de la deposición de lípidos y el infiltrado de células inflamatorias; en contraste, en la segunda, tendría más influencia el cambio de fenotipo de las células de músculo liso vascular hacia células similares a osteoblastos (Moe et al., 2002). En pacientes con ERC se observa una mezcla de ambas calcificaciones (Schwarz et al., 2000; Jara, 2012). Sin embargo, investigaciones recientes parecen sugerir que esta calcificación no sería tan clara y que ambas serían manifestaciones del proceso aterosclerótico (McCullough et al., 2008), al menos en arterias grandes, en investigación previa Mönckeberg., 1903 se detallaba la existencia de calcificaciones en la capa media de las arterias de pacientes sin placa evidente. Sin embargo, la descripción se hizo sin ayuda de técnicas precisas para medir deposición de lípidos, matriz extracelular, entre otros. Por ello, este proceso Journal Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al. Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 podría sugerir distintos grados de evolución de la placa aterosclerótica (Hadjidakis and Androulakis, 2006; Martin and Seeman, 2008). En la última década han surgido nuevos biomarcadores para detectar la calcificación ósea, con sensibilidad alta y especificidad (Zeni et al., 2001; Seibel, 2006; Camozzi et al., 2007; Reynaga Montecinos and Zeni, 2009). La mayoría de estos novedosos biomarcadores están respaldados por múltiples estudios que buscan mostrar su aplicación clínica en la detección más temprana de la calcificación ósea (activadores e inhibidores) y en la realización de intervenciones más precoces y efectivas (Seibel et al., 2001; Álvarez et al., 2006; Allende, 2007; Barba, 2011; Valdivielso, 2011). Entre los marcadores de activación de la calcificación se destacan: la fosfatasa alcalina (FAL), marcador fenotípico de los osteoblastos y considerada esencial en el proceso de calcificación (Shioi et al., 2000); las proteínas morfogenéticas del hueso (BMPs: bone morphogenic proteins), grupo de proteínas que reciben este nombre por sus propiedades osteoinductivas (Canalis et al., 2003; Chen et al., 2004; De Biase et al., 2005); el factor de unión al núcleo (Cbfa1: Core binding factor alpha 1), principal regulador de la diferenciación ósea (Jono et al., 2000); el ligando receptor activador para el factor nuclear κB (RANKL: Receptor Activator for Nuclear Factor κB Ligand), que promueve la formación, fusión, diferenciación, activación y supervivencia de osteoclastos, permitiendo aumento de la resorción y pérdida de hueso (Hruska et al., 2005; Vega et al., 2007; Neyro et al., 2011). Entre los inhibidores de la calcificación estudiados recientemente se destacan: la proteína de la matriz Gla (MGP: Matrix Gla Protein), proteína dependiente de vitamina K, se expresa constitutivamente en células musculares lisas (CMLV) y endoteliales de vasos normales, sin embargo, su expresión está disminuida en arterias calcificadas (Tyson et al., 2003); la fetuína A, glicoproteína sérica que inhibe la calcificación vascular ectópica (Heiss et al., 2003; Chen et al 2004); la osteopontina (OPN), fosfoproteína que se encuentra fisiológicamente en los tejidos mineralizados, por ejemplo en huesos y dientes, y está implicada en la regulación de la mineralización al actuar como inhibidor del crecimiento de los cristales de apatita (Giachelli and Steitz, 2000; Giachelli and Steitz, 2004); la osteoprotegerina (OPG), miembro de la familia de receptores de los factores de necrosis tumoral (TFN: tumor necrosis factor), ha sido identificada como regulador de la resorción ósea (CollinOsdoby, 2004). Mecanismos de calcificación vascular Proceso activo y regulado en el que intervienen diferentes mecanismos no excluyentes entre si (Speer et al., 2004). Activadores de la calcificación Además de la hiperfosfatemia y de la hipercalcemia (Lorenzo et al., 2002) existen estudios que sugieren la presencia de sustancias en suero de algunos pacientes, capaces de estimular la calcificación. En la actualidad los más investigados son: Fosfatasa alcalina Las FAL (ALP: alkaline phosphatase) u orto-fosfóricomonoéster hidrolasa (E.C. 3.1.3.1 PM: 50 - 60 kDa) son metaloenzimas homodiméricas unidas a la membrana celular por grupos glicosilfosfatidilinositol. Hidrolizan fosfatos unidos a nucleótidos, proteínas, y muchos otros sustratos (Koutsioulis et al., 2010), a pH entre 8 - 11 en presencia de iones Zn+2 y Mg+2 (Zalatan et al et al., 2008) y ocasionalmente de Co+2 (Chen et al., 2008; Koutsioulis et al., 2010). Sus funciones fisiológicas principales incluyen fosforilación y desfosforilación de diversos metabolitos en el hígado e intervención en el proceso de mineralización ósea. Presentan diversas isoenzimas enzimas con propiedades catalíticas similares, pero genéticamente diferentes, codificadas en loci independientes y que sufren modificaciones posteriores a su síntesis, características del tejido de origen. En humanos, se han aislado cuatro tipos: las no específicas a tejido (TNAP: tissuenonspecific alkaline phosphatase) se expresan en todo el organismo con mayor proporción en hígado (LALP: liver alkaline phosphatase), riñón (KALP: kidney alkaline phosphatase) y hueso (BALP: bone alkaline phosphatase) y las específicas: placental (PALP: Placental alkaline phosphatase), la de células germinales (GCALP: germinal cell alkaline phosphatase) y la intestinal (IALP: intestinal alkaline phosphatase (Llinas et al., 2006). El gen responsable de las TNAP presenta 12 exones y se localiza en el brazo corto del cromosoma 1 (1p36. 1p34). La región 5´no traducida difiere entre las isoformas ósea y hepática. La actividad de las estas isoenzimas está deprimida en la hipofosfatasia autosómica recesiva; muestran termoestabilidad similar y sensibilidad a inhibidores; exhiben reactividad cruzada inmunoquímica y patrón electroforético similar luego de la digestión por neuraminidasa. Todo esto indica que las diferencias halladas entre ellas se deberían a modificaciones postraduccionales, principalmente en el contenido de ácido siálico (Llinas et al., 2006). Las isoformas específicas de tejido muestran homología entre 90-98%; sin embargo, se identifican por su composición glicosilada (Seibel, 2005); sus genes se ubican en el cromosoma 2 (2q34 - 37; 6 exones) del humano (50 - 60% idéntica a la TNAP). Por su parte, la intestinal y placentaria, muestran homología del 87%, comparten algunos determinantes antigénicos, termoestabilidad y sensibilidad a inhibidores, pero manifiestan diferencias en la corrida electroforética. 27 Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 Por ello se planteó que debían ser originadas en genes diferentes (Orimo et al., 2010). Existen otras isoformas en neutrófilos y en secreciones, por ejemplo la leche. En la mayoría de los tejidos cada FAL se encuentra asociada a las membranas celulares con su centro y capacidad catalítica orientadas al citoplasma hueso: membrana del osteoblasto cuando estos se diferencian a partir de células progenitoras y secretada a la circulación; hígado: membrana de los canalículos biliares; riñón: membrana apical de los túbulos contorneados distales (TCD); intestino: ligada a la membrana apical de los enterocitos; en placenta en el sinciciotrofoblasto; en los neutrófilos forma parte de los denominados fosfosomas (Seibel, 2005). En suero, más del 95% de la actividad de la FAL es de origen hepático y óseo, con predominio en éstos; por ello, en niños y adolescentes en crecimiento está fisiológicamente elevada. Así, en neonatos, fundamentalmente en prematuros se observa un pico de actividad enzimática que perdura hasta los seis meses de vida. Durante la adolescencia ocurre incremento significativo, más precoz y de menor magnitud en mujeres que en varones, alcanzando ambos géneros al final de la pubertad las concentraciones características de la población adulta. En ambos casos, el aumento de la FAL es a expensas de la fracción ósea originada por actividad mayor osteblástica característica de estas etapas. La separación cuantitativa de las isoformas hepática y ósea, se logró con el uso de anticuerpos monoclonales dirigidos a la isoforma ósea. Esta técnica mejoró significativamente la sensibilidad del marcador para evaluar el recambio óseo de la mujer posmenopáusica, respecto a la determinación de fosfatasas alcalinas totales (Brown et al., 2009). Sin embargo, el inmunoensayo para la isoforma ósea mantiene todavía una reactividad cruzada del 15 a 20% con la isoforma hepática, que limita su utilidad en presencia de lesión hepática (Torres et al., 2003). En el tercer trimestre de embarazo la placentaria cobra importancia. La contribución de la FAL intestinal a la actividad de la FAL sérica total es poca, aun en condiciones patológicas (Seibel, 2005; Romero Barco et al., 2012). Las isoformas difieren en sus propiedades fisicoquímicas, antigénicas y catalíticas (Miao and Scutt, 2002). También se pueden presentar otras formas atípicas: fracción biliar (hepática rápida o alfa rápida). Esta se origina por unión entre sí de la isoenzima hepática con otras moléculas lipídicas característica de los procesos colestásicos. Además, existe la neoplásica de migración lenta, complejos moleculares de gran tamaño constituidos por la enzima y una molécula de IgG (Banik, 2009). El papel fisiológico de FAL es parcialmente conocido. Su localización sugiere ingerencia en el movimiento de moléculas a través de membranas. En ausencia de 28 enfermedad hepática, el incremento de la enzima en plasma obedece a actividad osteoblástica aumentada. Lo más frecuente no es la osteoporosis; sino también, la metástasis ósea, osteomalacia o enfermedad de Paget (Seibel, 2005). Algunas investigaciones sugieren que la isoenzima ósea tendría funciones en la mineralización. Este proceso (en cartílago y en hueso) requiere la presencia de vesículas en la matriz que son el sitio de acumulación de calcio (Ca 2+ ) y fosfato (Pi). La FAL crea ambiente favorable para la deposición de este material y la formación del núcleo del cristal de hidroxiapatita (HA). Luego de alcanzar los cristales cierto tamaño, se rompería la membrana de las vesículas y se liberarían los cristales de HA a la matriz. Posteriormente, la matriz extracelular que contiene suficiente Ca+2 y Pi, mantienen el proceso de nucleación y propaga la mineralización (Shioi et al., 2002). Por ello, se considera marcador fenotípico de los osteoblastos y se considera esencial en el proceso de calcificación vascular, por que se ha detectado su presencia en estas calcificaciones, como también, en válvulas cardíacas. FAL expresada en la superficie celular puede actuar sobre los liberadores de fosfato, liberando Pi. Las citocinas inflamatorias y la vitamina D inducen su autorregulación (aumento en el número de receptores en la superficie de las células diana, haciendo que sean más sensibles a una hormona u otro agente) (up–regulation) y la mineralización (Shioi et al., 2002; Singe et al., 2008). Proteínas morfogenéticas del hueso (BMPs) Los estudios sobre biología molecular han facilitado el análisis de algunos factores de transformación del crecimiento tipo ß I (TGF-ß: transforming growth factor-βI), entre los que destaca una familia de proteínas morfogenéticas óseas (BMPs: BMPs: bone morphogenic proteins). Las técnicas de ingeniería genética han permitido replicar alguno de estos factores y localizar los genes que codifican dichas proteínas (Rengachary, 2002; Bae et al., 2012). Las BMPs son el producto de una gran familia de genes cuyos miembros se relacionan unos con otros por cierta similitud de secuencia pero con un amplio espectro de funciones biológicas. La acción de las BMPs secretadas también puede determinar la presencia de antagonistas extracelulares (Anderson et al., 2002; Reddi, 2005). Son un grupo de aproximadamente 30 proteínas que reciben este nombre por sus propiedades osteoinductivas. La historia de estas proteínas comenzó en 1889 con las investigaciones del cirujano norteamericano Nicolás Senn, que utilizaba implantes óseos desmineralizados en la cirugía ósea restauradora. A mediados de la década de los sesenta, el profesor M.R. Urist, de la Universidad de California en Los Ángeles, descubrió que los huesos alógenos desmineralizados implantados entre el músculo formaban hueso nuevo (Reddi, 2001; Wozney, 2002). Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al. Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 Las BMPs desempeñan papel decisivo en la diferenciación embrionaria de tejidos y órganos, así como en su capacidad osteoinductiva posfetal y conforman la superfamilia TGF-β, proteínas con capacidad de inducir fuertemente la formación de hueso nuevo, cartílago y tejido conjuntivo (Young, 2003; Bessa et al., 2008). Poseen un peso molecular alrededor de 30 kDa. Hasta 2014, se han aislado y clonado más de 40 variedades de BMPs de diferentes tejidos. Las de mayor potencial osteogénico son las 2, 4, 5, 6, 7 y 9. La 2 y la 4, y la 5, 6 y 7, se encuentran estrechamente relacionadas. Con excepción de la 7, todas se han encontrado en sitios de calcificación vascular. En general, la 2 y 4 se asocian más con arteriopatía calcificada; sin embargo, debe destacarse que la 7 ejerce función inhibitoria. La 1 a 7 están presentes en tejidos óseos humanos, y las 2 a 7 tienen propiedades osteoinductivas (localizadas en la matriz ósea), como también la 14; Además, la 2 es potente morfogénico óseo y su expresión desencadena programas de regulación transcripcional osteogénica en el árbol arterial (Hruska et al., 2005). Desde hace algún tiempo se las reconoce como mediadores de la calcificación vascular: BMP2 y BMP4 están implicadas en la mineralización y en la inducción de la inflamación local; en contraste, BMP7 retrasa la calcificación vascular (Hruska et al., 2005; Sálica, 2006). Con excepción de la BMP-1, que es idéntica a la proteinasa de procolágenos C, todas las BMPs presentan restos de cisteína en su extremo C7 terminal. Constituidas por dos cadenas polipeptídicas idénticas. Tras la disociación de las correspondientes secuencias de propéptidos se origina la proteína biológicamente activa. Actúan a través de la unión a un complejo heterodímero de receptores de transmembrana (BMP: Bone morphogenetic protein I y II) que trimeriza después de la señal. La unión de una BMP a su receptor específico II promueve activación de los receptores tipo I. Esto induce fosforilación y translocación nuclear de los factores de transcripción de proteínas Smad (mothers against dpp) modificando así la tasa de transcripción de los genes diana. Inducen la formación ectópica de hueso. Las proteínas smad han sido identificadas como las principales transductoras de la señalización del TGF–β, median la señalización del receptor en la superficie celular a los genes blanco en el núcleo (Chen et al., 2004). Las BMPs se expresan en gran variedad de células con lesiones ateroscleróticas, por ejemplo, endoteliales y en las células de músculo liso vascular (CMLV). Desde hace algún tiempo se las reconoce como mediadores de la calcificación vascular (Shin et al., 2004). Estas proteínas, tienen papel relevante durante el desarrollo de los patrones embrionarios y la formación temprana del esqueleto. Cualquier disrrupción de la señalización por BMPs puede afectar al plan corporal del embrión. Por ejemplo, BMP4 y sus inhibidores nogina (noggin) y cordina (chordin) participan en la determinación de la parte posterior y anterior del embrión. Las mutaciones en otras BMPs, como la esclerostina, están asociadas con varias enfermedades esqueléticas (Zebboudj et al., 2002; Einhorn, 2003). Intervienen además de la morfogénesis del hueso y corazón, en la determinación del área ventral de vertebrados, en la dorsal en tubo nervioso y en la determinación en el origen de la cresta neural. Su expresión determina la diferenciación de la epidermis si se encuentra en concentraciones altas o de la placa neural si esta en bajas. Niveles intermedios de BMP promueven la diferenciación de las crestas neurales (Shin et al., 2004; Lorz Ulloa et al., 2005). Ligando receptor activador para el factor nuclear κB (RANKL) Los conocimientos actuales acerca de la regulación de la osteoclastogénesis se basan en la existencia de 3 moléculas clave: OPG (osteoprotegerina, proteína sintetizada por osteoblastos y preosteoblastos); el ligando receptor activador para el factor nuclear κB (RANKL: Receptor Activator for Nuclear Factor κ B Ligand) situado en la superficie de osteoblastos y preosteoblastos, y el receptor del anterior, situado en la membrana de osteoclastos y preosteoclastos (RANK: Receptor Activator for Nuclear kB), (Kong et al., 2000; Neyro et al., 2011). La OPG (receptor señal) o factor inhibidor de la osteoclastogénesis es un nuevo miembro de la superfamilia de receptores del TNF. Funciona como factor soluble segregado por los osteblastos no anclados a la membrana, por ello no tiene dominio transmembrana (Sánchez and Sedlinsky, 2001). El RANKL antiguamente llamado ODF (osteoclast differentiation factor) es una proteína de 316 AA con un peso molecular de 38 kDa. Importante molécula del metabolismo óseo. Su expresión está modulada por varias citocinas, glucocorticoides y PTH. RANKL se genera por células de la línea osteoblástica y células T activadas. Se localiza en la superficie de la membrana de los osteoblastos, de las células del estroma y de los linfocitos T, siendo estos últimos los únicos en los que se ha demostrado la capacidad de secretarla. Su función principal es la activación de los osteoclastos, células implicadas en la resorción ósea (Whyte, 2006; Neyro et al., 2011). Promueve la formación, fusión, diferenciación, activación y supervivencia de osteoclastos, permitiendo aumento de la resorción y pérdida de hueso. RANKL estimula a su receptor específico RANK, que se expresa en un número más reducido de células como los progenitores y osteoclastos maduros, las células T activadas y las células dendríticas. La activación de RANK por RANKL inicia la cascada de señalización intracelular de NFκB (Lorenz et al., 2000). El paso final de activación de 29 Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 RANK es la translocación al núcleo de NF-κB, el cual puede tener lugar por la vía clásica o por la alternativa del complemento. Ambas, están reguladas por sus cinasas que son, respectivamente, IKKβ e IKKα. La translocación al núcleo de NF-κB modula la expresión de diferentes genes, por ejemplo, BMP4 (Kong et al., 2000). La superproducción de RANKL está implicada en gran variedad de enfermedades degenerativas del tejido óseo, por ejemplo, la artritis reumatoide o la artritis soriásica (Hofbauer and Schoppet, 2004; Whyte, 2006). Los efectos del RANKL están mediados por su unión a un receptor altamente específico: el RANK, al cual activan. Este es una proteína transmembrana tipo I expresada en la superficie de los osteoclastos, así como de las células dendríticas (Kong et al., 2000). La interacción entre RANKL y su receptor RANK produce activación de la diferenciación y de la actividad osteoclástica, aumentando la resorción. Asimismo, los efectos del RANKL tanto in vivo, como in vitro son inhibidos por la OPG. Cuando se unen OPG y RANKL se inhibe la unión de RANKL a RANK y la diferenciación osteoclástica. Por ello OPG, RANK y RANKL son importantes reguladores de la osteoclastogénesis (Kong et al., 2000; Sánchez and Sedlinsky, 2001). Para diferenciarse y madurar las células de estirpe osteoclástica deben tener contacto directo con los osteoblastos, interrelación mediante la unión de un receptor a su ligando presentes en las respectivas membranas. Si hay suficiente OPG en el medio se unirá al RANKL de los osteoblastos impidiendo su interacción con el RANK de los precursores osteoclásticos lo que frena el proceso de funcionalización osteoclástica. Los efectos biológicos de OPG son opuestos a los mediados por RANKL, por que OPG actúa como inhibidor soluble que previene la interacción de RANKL y la subsiguiente estimulación de su receptor RANK (Kong et al., 2000; Indumati and Patil, 2010). La comprensión de este complejo sistema de señales se basa en que el RANKL induce la activación del RANK constituyendo un sistema de segundo mensajero, ambos necesarios y suficientes para la funcionalización osteoclástica, así como también, cambios en la relación RANKL/OPG son la base que está asociada con la diferenciación y activación osteoclástica (Aubin and Bonnelye, 2000). Si bien, la mayoría de los estudios realizados actualmente son de tipo experimental en roedores, han aumentado las evidencias de que las mismas vías operan en humanos: algunos precursores de osteoclastos en sangre periférica pueden ser diferenciados a osteoclastos por RANKL; la OPG esta presente en la circulación de adultos sanos y tanto ella como el RANKL se expresan en tejidos humano (Aubin et al., 2000). Siguiendo esta línea de estudios, a futuro, seguramente 30 se establecerán nuevos caminos en el tratamiento de enfermedades severas del metabolismo óseo, ya sea por exceso (osteoporosis) o déficit (osteopetrosis) de la función osteoclástica (Osako et al., 2010). Factor nuclear de unión a la subunidad alfa 1 al núcleo (CBFA1) Grupo de heterodiméricos factores de transcripción. Proteínas miembros de la familia de factores de transcripción RUNX también llamados factores de unión al núcleo (CBFα). En mamíferos, el factor de transcripción RUNX2 es un regulador central de la formación ósea y tiene dominio de unión a ADN-Runt. Promueve el compromiso de linaje y la diferenciación mediante la activación de genes de fenotipo óseo en osteoblastos posproliferativos. Sin embargo, recientemente se ha descrito que RUNX2 tiene función antiproliferativa en osteoblastos y preosteoblastos, sustentando la salida del ciclo celular desde la fase G1 (Levanon et al., 2001). Esencial regulador de la diferenciación ósea (osteoblástica y esquelético morfogénesis); actúa como andamio para los ácidos nucleicos y factores reguladores implicados en la expresión génica esquelética. Los ratones deficientes en Cbfa1 tienen complicaciones en la formación de cartílago y mineralización del hueso. Interviene como factor de transcripción que dispara la expresión de genes importantes de la línea osteoblástica osteocalcina, la osteopontina, la FAL o el colágeno tipo I. El fosfato y las toxinas urémicas ejercen up–regulation en su expresión (Jono et al., 2000). La proteína CBFA1 puede unirse al ADN tanto como un monómero o, con más afinidad, como una subunidad heterodimérica compleja. Variantes de la transcripción del gen que codifican diferentes isoformas de proteínas, son el resultado de la utilización de promotores alternativos, así como empalme alternativo (splicing), (Green et al., 2010). Las diferencias en RUNX2 son la hipótesis de la causa de las diferencias esqueléticas entre humanos modernos y tempranos, por ejemplo, los neandertales (especie extinta del género Homo). Estas diferencias incluyen una forma diferente del cráneo, un cofre en forma de campana en neandertales, etc. Las interacciones de unión de cambio RUNX2 como células pasan a través de mitosis, con aumento de la afinidad de unión como los cromosomas se condensan y luego a través de la disminución de las fases mitóticas posteriores. El incremento de la residencia de RUNX2 en los cromosomas mitóticos puede reflejar su función epigenética en “marcadores” de genes diana en las células del cáncer (Tyson et al., 2003). Inhibidores de la calcificación En condiciones fisiológicas las células de los vasos expresan moléculas inhibidoras de la mineralización. La pérdida de su expresión, como sucede en la ERC, Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al. Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 promueve “pérdida de la inhibición natural”, induciendo calcificación espontánea e incremento de mortalidad (Yao et al., 2013). Mediante análisis mutacionales en ratones se ha elaborado una lista con estas moléculas inhibidoras. En el presente, las proteínas-Gla han sido caracterizadas por el nivel de su estructura primaria: los factores de coagulación II (protrombina), VII, IX, y X, las proteínas anticoagulantes: proteína C y S, y el Factor proteína Z. La proteína Gla ósea (osteocalcina) inhibitoria de calcificación (MGP: Matriz Gla-proteína MGP) puede funcionar como un factor de crecimiento que activa el receptor Axl de tirosina cinasa y estimula la proliferación celular o previene la apoptosis en algunas células. En todos los casos en los cuales su función es conocida, la presencia de residuos Gla en estas proteínas resulta ser esencial para la actividad funcional. Diecisiete de ellas, son proteínas dependientes de vitamina K e involucradas en la regulación de la calcificación de los tejidos blandos. Osteocalcina, proteína de la matriz Gla (MGP), y la proteína, posiblemente Gla-ricos, son los inhibidores de la calcificación de los tejidos blandos y necesitan carboxilación dependiente de la vitamina K para la actividad. Una característica común es su peso molecular bajo, y se ha postulado que su tamaño reducido es esencial para la inhibición de la calcificación dentro de los tejidos. MGP y la osteocalcina son proteínas que unen Ca+2 que pueden participar en la organización del tejido óseo. Ambos tienen residuos de glutamato que se encuentran después de la traducción carboxilada por la enzima gamma glutamil carboxilasa en una reacción que requiere vitamina K hidrocinasa. Este proceso también se produce con proteínas implicadas en la coagulación: protrombina, factor VII, factor IX y el factor X, proteína C, proteína S y la proteína Z. Proteína de la matriz Gla (MGP: Matriz Gla protein) Proteína pequeña, gamma-carboxilada extracelular que tiene afinidad por la hidroxiapatita. Miembro de una familia de la vitamina K- dependiente. Fue el primer inhibidor de la calcificación identificado, actúa como inhibidor de la mineralización vascular y desempeña papel relevante en la organización ósea (Yao et al., 2013). En el hueso, favorece la formación ósea y, en la arteria, inhibe la calcificación (Zebboudj et al., 2002). En 1990 el MGP se relacionó con el brazo corto del cromosoma 12 (Pinto et al., 2003). Su mRNA está presente en hueso, cartílago, corazón y riñón. En los primeros, su generación incrementa por la vitamina D. Se expresa en numerosos tejidos que requieren vitamina K para su función óptima (mamíferos, aves y peces), constitutivamente en células musculares lisas vasculares (CMLV) y en células endoteliales de vasos normales, pero su expresión está marcadamente disminuida en arterias calcificadas (Tyson et al., 2003). También se ha observado que su expresión disminuye en modelos in vitro de calcificación. Las concentraciones séricas de MGP son menores en pacientes con calcificaciones que en los que no la tienen. Además, los ratones knock out para MGP desarrollan calcificaciones severas de la media y mueren por ruptura aórtica (Jono et al., 2004). Debido a la carboxilación de estas proteínas se reconocen dos tipos: las llamadas esenciales se localizan en el hígado, y las menos esenciales en tejidos extrahepáticos. Sorprendentemente, las proteínas Gla extrahepáticas sólo son carboxiladas parcialmente en la población adulta saludable, lo que sugiere insuficiencia de la vitamina K. Un sistema de transporte ha evolucionado para asegurar la distribución preferencial de la vitamina K en el hígado cuando esta es limitante. Es por ello, que los primeros signos carenciales de vitamina K son vistos como carboxilación baja (undercarboxylation) de las proteínas Gla extrahepáticas. La MGP inhibe la actividad de la BMP2a, proteína procalcificante. El ratón deficiente en MGP muestra calcificaciones arteriales difusas (Shearer 2000). Fetuína A Glucoproteína secretora del hígado, α2-HeremansSchmid (Ahsg) o proteína fetuína A. Esta proteína sérica es importante inhibidor de calcificaciones extraóseas (calcificaciones vasculares ectópica). Se considera inhibidor potente de la formación de hidroxiapatita, reduciendo la formación de cristales en soluciones que contienen calcio y fósforo in vitro, sin afectar a los formados (Schafer et al., 2003; Fernández Giráldez, 2008). La concentración disminuye en situaciones de inflamación (respuesta celular immunitaria). El ratón deficiente en fetuína muestra calcificaciones arteriales difusas, como también, en tejidos blandos por ejemplo, miocardio, riñón, lengua y piel (Schafer et al., 2003). La importancia clínica de esta proteína quedó ilustrada en un trabajo reciente que demostró asociación entre mortalidad cardiovascular y concentraciones bajas de fetuína en pacientes en hemodiálisis (Rodríguez Portillo, 2009; Jandal et al., 2013). Más recientemente, se ha descubierto el complejo proteico fetuína/MGP, que inhibe la precipitación de sales de calcio y la formación de hidroxiapatita (Pateinakis et al., 2013). Se indica que la inhibición de la calcificación por fetuína depende de la formación de complejos proteicos estables que incorporan los núcleos de mineral (Heiss et al., 2003). Osteopontina (OPN) La osteopontina (OPN), también conocida como sialoproteína ósea (BSP-1: Bone sialoprotein o BNSP),] es un componente importante de la matriz mineralizada del hueso, dentina, cemento y cartílago calcificado. Fosfoproteína secretada de la matriz extracelular de 31 Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 hueso. En humanos está codificada por el gen SPP1 (fosfoproteína 1). Corresponde a un pequeño péptido de 49 aminoácidos sintetizado por los osteoblastos en los últimos estadios de la formación ósea como molécula precursora llamada proosteocalcina y bajo el control de la vitamina D (Rincón et al., 2006; Bahrambeigi et al., 2012). OPN con carga altamente negativa, carece de una estructura secundaria extensa. Constituye aproximadamente el 8% de todas las proteínas no colágenas de hueso y cemento radicular. Fue aislada a partir de hueso cortical con un peso aproximado de 23kDa. Presenta en su estructura un contenido alto de ácido siálico el cual le da un pKa de ~ 3,9. Además, gran cantidad de residuos de ácido glutámico (~22%). Estas características dividen a la BSP en dominios específicos cuya función son la unión a la fibra de colágeno y permite la unión a integrinas por el motivo RGD cerca del carboxilo terminal. Se encuentra asociada a la generación nueva de tejido mineral, parte esencial durante los movimientos ortodóncicos, los cuales al aplicar fuerzas causan tensión en las células promoviendo adaptación que se traduce en respuestas celulares y moleculares que pueden afectar la matriz extracelular (Reynaga Montecinos and Zeni, 2009). Juega papel relevante en la biomineralización en la matriz extracelular regulando la maduración de los cristales de hidroxiapatita, al actuar como inhibidor del crecimiento de los cristales de apatita (deposición de hidroxiapatita en cultivos de células VSMC). Además, protege a las células endoteliales de la apoptosis que se origina por deprivación de factores de crecimiento (Giachelli and Steitz, 2000). Si bien, no se ha detectado en arterias sanas, algunos autores han determinado su expresión en placas ateroscleróticas y válvulas aórticas calcificadas. Giachelli et al., (2004) para examinar el papel de OPN en la calcificación vascular cruzaron ratones OPN-/- (que no mostraban manifestaciones vasculares) con ratones MGP-/- (que sí desarrollaban calcificaciones vasculares). Los ratones OPN-/- MGP-/- exhibieron calcificación más acelerada que los que sólo eran deficientes en MGP (MGP-/- OPN+/+), por lo que estos estudios indican que OPN es un inhibidor inducible de la calcificación vascular “in vivo” (Speer et al., 2002). Osteoprotegerina (OPG: to protect bone) Proteína de 316 aminoácidos con peso molecular de 38 kD. Su extremo N-Terminal contiene 4 dominios ricos en cisteína, relacionado con el receptor 2 de TNF y con el CD40. El extremo C-Terminal posibilita la homodimerizacion de la molécula. Miembro de la familia de receptores de TNF; ha sido identificado como regulador de la resorción ósea. Generada por variedad de tejidos, incluidos el sistema cardiovascular, pulmón, riñón, 32 corazón, hígado, intestino, estómago, cerebro, glándula tiroides, médula espinal, sistema inmune y huesos. En éstos, es importante inhibidora de la maduración y activadora de los osteoclastos (Collin-Osdoby, 2004). Su expresión está modulada por varias citocinas, glucocorticoides y PTH (González Macias et al., 2010). En lesiones calcificadas avanzadas, la OPG se muestra alrededor del área afectada. Los ratones deficientes de esta proteína desarrollan osteoporosis severa y calcificación de la media, dejando clara su función como inhibidor de la calcificación vascular. Por ello, su concentración en suero se incrementa con la severidad del proceso. Además, se ha estudiado el potencial de OPG como marcador de la enfermedad cardiovascular (Jono et al., 2002; Neyro et al., 2013). La OPG funciona como receptor soluble, ligando señal (RANKL) del receptor activador del factor nuclear κB (RANK). RANKL es producido por las células T activadas y estimula RANK, y esta activación permite, entre otras, incremento de expresión de los mediadores de inflamación. OPG es, además, receptora del ligando inductor de la apoptosis relacionada con el factor de la necrosis tumoral (TRAIL: tumor necrosis factorrelated apoptosis-inducing ligand), potente inductor de apoptosis. TRAIL se encuentra en gran variedad de tejidos, incluyendo las CMLV y las células endoteliales. En lesiones ateroscleróticas humanas, TRAIL se ha localizado en torno a las áreas calcificadas (Corallini et al., 2011; Neyro Bilbao et al., 2011). A diferencia de RANKL y el RANK cuya expresión es restringida, la OPG es expresada en concentraciones altas en variedad de tejidos y tipos de células. En hueso, la OPG es generada principalmente por células de la línea osteoblástica, con aumento de la producción en células más diferenciadas (Lorenz et al., 2000; Boyce and Xing, 2008). Los efectos biológicos de OPG son opuestos a los mediados por RANKL, por que OPG actúa como inhibidor soluble que previene la interacción de RANKL y la subsiguiente estimulación de su receptor RANK (Muñoz-Torres et al., 2004; Kobayashi et al., 2009; Neyro Bilbao et al., 2011). OPG actúa como receptor señal uniéndose al RANKL y neutralizándolo, ocupa e impide su unión con el RANK. In vitro la OPG inhibe la diferenciación, sobrevida y fusión de los precursores de osteoclastos, bloquea la activación de los osteoclastos maduros e induce a su apoptosis. La sobreexpresión de OPG en ratones transgénicos es asociado con osteopetrosis severa (huesos demasiado densos), como también, calcificación arterial severa, lo que sugiere el papel protector de la osteoprotegerina en el sistema vascular, similar a lo que sucede en ratones sin RANK y sin RANKL (Kong et al., 2000). La administración parenteral de OPG recombinante en roedores sanos promueve aumento de la masa ósea y previene la pérdida inducida por ovariectomía sin los Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al. Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 efectos colaterales esqueléticos y extraesqueléticos. Esta acción también es mediada por la leptina, proteína que secretada por la masa grasa corporal y estimula la producción de OPG (Burguera et al., 2000; Chou et al., 2008; Chen et al., 2010). La producción de OPG es máxima en las células indiferenciadas del estroma y se reduce a medida que madura el fenotipo osteoblástico. Estimula la diferenciación, sobrevida y fusión de las células precursoras de osteoclastos, activa los osteoclastos maduros y prolonga su vida útil. Como resultado, permite expansión de la masa osteoclástica activa capaz de formar sitios de resorción ósea (Speer et al., 2002; Whyte, 2006). II. CONCLUSIONES En el pasado la inexistencia de biomarcadores precoces había obstaculizado la capacidad para traducir prometedoras terapias para la salud humana, induciendo dificultad en la identificación, estratificación de riesgo, diagnóstico precoz y la orientación de tratamiento con rapidez y precisión; promoviendo dificultades significativas en la atención médica, en el desarrollo de fármacos, retraso en la iniciación de terapias (detección, monitoreo, pronóstico y terapias) y seguimiento de la calcificación ósea. Los resultados recientes consideran que en grandes arterias, el fenómeno de calcificación va siempre asociado a la existencia de placa de ateroma, más que a anomalías del metabolismo mineral. Esto no excluye que las alteraciones de este metabolismo puedan agravar el fenómeno de calcificación. Mecanismos procalcificantes y anticalcificantes desempeñan papel relevante en la fisiopatología de la calcificación. Las terapias orientadas a disminuir la calcificación deberían ir encaminadas tanto a hacer descender la carga aterosclerótica como a restaurar los mecanismos anticalcificantes o inhibir los procalcificantes. III. REFERENCIAS Álvarez H, Santana M, Casas E. (2006) Variabilidad analítica y biológica de los marcadores de osteoporosis. Revista Cubana de Reumatología 8 (9,10): 86 - 7. Allende Vigo MZ. The use of biochemical markers of bone turnover in osteoporosis. P R Health Science Journals. 2007; 26: 91- 5. Anderson HC, Hodges PT, Aguilera XM, Missana L, Moylan PE. (2000) Bone morphogenetic protein (BMP) localization in developing human and rat growth plate, metaphysis, epiphysis and articular cartilage. Journal Histochemistry & Cytochemistry 48: 1493 - 502. Aubin JE, Bonnelye E. (2000) Osteoprotegerin and its ligand: a new paradigm for regulation of osteoclastogenesis and bone resorption. Osteoporosis International 11: 905 - 13. Bae SE, Choi J, Joung YK, Park K, Han DK. (2012) Controlled release of bone morphogenetic protein (BMP)-2 from nanocomplex incorporated on hydroxyapatite-formed titanium surface. Journal Control Release 160(3): 676 - 684. Bahrambeigi V, Salehi R, Hashemibeni B, Esfandiari E. (2012) Transcriptomic comparison of osteopontin, osteocalcin and core binding factor 1 genes between human adipose derived differenciated osteoblasts and native osteoblasts. Advanced Biomedical Research 1: 8. Banik, R. (2009) Selection of metals salts for alkaline phosphatase production using response surface methodology. Food Research International 42: 470 - 475. Barba Evia JR. (2011) Marcadores de remodelado óseo y osteoporosis. Revista Mexicana de Patología Clínica 58(3): 113 - 137. Bessa PC, Casal M, Reis RL. (2008) Bone morphogenetic proteins in tissue engineering: the road from laboratory to clinic, part II (BMP delivery). Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2(2 - 3): 81- 96. Boyce BF, Xing L. (2008) Functions of RANKL/RANK/OPG in bone modeling and remodeling. Archives Biochemistry and Biophysics 473: 139 - 146. Brown JP, Albert C, Nassar BA, Adachi JD, Cole D, K.S. Davison KS. (2009) Bone turnover markers in the management of postmenopausal osteoporosis. Clinical Biochemistry 42: 929 - 942. Burguera B, Hofbauer LC, Thomas T, Gori F, EvansGL, Khosla S, Riggs BL, Turner RT. (2001) Leptin reduces ovariectomy-induced bone loss in rats. Endocrinology 142: 3546 - 3553. Burke AP, Taylor A, Farb A, Malcom GT, Virmani R (2000) Coronary calcification: insights from sudden coronary death victims. Zeitschrift Fur Kardiologie 89 (S2): 49 - 53. Camozzi V, Tossi A, Simoni E, Pagani F, Francucci CM, Moro L. (2007) Role of biochemical markers of bone remodelling in clinical practices. Journal of Endocrinological Investigation 30: 13-17. Canalis E, Economices AN, Gazzerro E. (2003) Bone morphogenetic proteins, their antagonists, and the skeleton. Endocrine Reviews 24: 218 - 235. Chen D, Zhao M, Mundy GR. (2004) Bone morphogenetic proteins. Growth Factors 22: 233 - 41. Chen F, Liu G, Xu Z. and Seng Z. (2008) Effect of metal ions on the secondary structure and activity of calf intestine phosphatase. BMB Reports 41(4): 305 - 309. Chen J, Liu C, You L, Simmons C. (2010) Boning up on Wolff’s Law: Mechanical regulation of the cells that make and maintain bone. Journal of Biomechanics 43(1): 108 - 118. Chou H, Jagodnik J, Müftü S. (2008) Predictions of bone remodeling around dental implant systems. Journal of Biomechanics 41(6): 1365 - 1373. Collin-Osdoby P. (2004) Regulation of vascular calcification by osteoclast regulatory factors RANKL and osteoprotegerin. Circulation Research 95: 1046 - 1057. Corallini F, Celeghini C, Rimondi E, di Iasio MG, Gonelli A, Secchiero P, Zauli G. (2011) Trail down-regulates the release of osteoprotegerin (OPG) by primary stromal cells. Journal of Cellular Physiology 226(9): 2279 - 2286. De Biase P, Capanna R. (2005) Clinical applications of BMPs. Injury 36 (S3): 43 - 46. Einhorn TA. (2003) Clinical applications of recombinant human BMPs: Early experience and future developement. The Journal of Bone & Joint Surgery 85: 82 - 88. Fernández Giráldez E. (2008) Avances clínicos en calcificación vascular. Nefrología 28(S5): 33 - 37. Gallagher J, Sai A. (2010) Molecular Biology of bone Remodeling: Implications for New Therapeutic Targets for Osteoporosis. Maturitas 65(4): 301-307. Giachelli CM, Steitz S. (2000) Osteopontin: a versatile regulator of inflammation and biomineralization. Matrix Biology 19: 615 - 622. Giachelli CM. (2004) Vascular calcification mechanisms. Journal of the American Society of Nephrology 15: 2959 - 2964. González Macias J, Olmos Martínez JM. (2010) Fisiopatología de la osteoporosis y mecanismo de acción de la PTH. Revista de Osteoporosis y Metabolismo Mineral 2(2): 5-17. Hadjidakis DJ, Androulakis II. (2006) Bone remodeling. Annals of the New York Academy of Sciences 10(92): 385 - 396. 33 Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 Heiss A, DuChesne A, Denecke B, Grotzinger J, Yamamoto K, Renne ́ T, Jahnen-Dechent W. (2003) Structural basis of calcification inhibition by alpha 2-HS glycoprotein/fetuin-A. Formation of colloidal calciprotein particles. The Journal of Biological Chemistry 278:13333 - 13341. Henriksen K, Neutzsky-Wulff AV, Bonewald LF, Karsdal MA. (2009) Local communication on and within bone controls bone remodelling. Bone 44: 1026 - 1033. Hruska KA, Mathew S, Saab G. (2005) Bone morphogenetic proteins in vascular calcification. Circulation Research 97: 105 -114. Indumati V, Patil V. (2010) Biochemical markers of bone remodeling in osteoporosis current concepts. Journal of Clinical and Diagnostic Research 4: 2089 - 2097. Jandal K, Krzanowski M, Chowaniec E, Kuśnierz-Cabala B, Dumnicka P, Kraśniak A, Podolec P, Sułowicz W. (2013) Osteoprotegerin as a marker of cardiovascular risk in patients on peritoneal dialysis. Polskie Archiwum Medycyny Wewnętrznej 123 (4): 149 - 155. Jara C. A. (2012) Vascular calcifications in patients with chronic renal disease. Revista Médica Clínica Las Condes 23 (6): 601- 605. Jono S, Ikari Y, Shioi A, Katsuhito M, Takami M, Kazuhiro H, Yoshiki N. (2002) Serum osteoprotegerin levels are associated with the presence and severity of coronary artery disease. Circulation 106: 1192 - 1194. Jono S, Ikari Y, Vermeer C, Dissel P, Kotaro H, Shioi A, Taniwaki H, Kizu A, Nishizawa Y, Saito S (2004). Matrix Gla protein is associated with coronary artery calcification as assessed by electron-beam computed tomography. Thrombosis and Haemostasis 91: 790 - 794. Jono S, Mckee MD, Murry CE, Shioi A, Nishizawa Y, Mori K, Morii H, Giachelli CM. (2000) Phosphate regulation of vascular smooth muscle cell calcification. Circulation Research 87: E10 - E17. Kobayashi Y, Udagawa N, Takahashi N. (2009) Action of RANKL and OPG for osteoclastogenesis. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression 19: 61 - 72. Kong YY, Boyle WJ, Penninger JM. (2000) Osteoprotegerin ligand: a regulator of immune responses and bone physiology. Immunol Today 21: 495 - 502. Kostenuik PJ, Shalhoub V. (2001) Osteoprotegerin: a physiological and pharmacological inhibitor of bone resorption. Current Pharmaceutical Design 7 (8): 613 - 635. Koutsioulis D, Lyskowski A, Mäki S, Guthrie E, Feller G, Bouriotis V, Heikinheimo P. (2010) Coordination sphere of the third metal site is essential to the activity and metal selectivity of alkaline phosphatases. Protein Science 19 (1): 75 - 84. Lenora J, Ivaska K, Gerdhem P. (2010) Use of bone turnover markers in osteoporosis. Clinical Reviews in Bone and Mineral Metabolism 8: 1 - 14. Levanon D, Brenner O, Negreanu V, Bettoun D, Woolf E, Eilam R, Lotem J, Gat U, Otto F, Speck N, Groner, Y. (2001) Spatial and temporal expression pattern of Runx3 (Aml2) and Runx1 (Aml1) indicates non-redundant functions during mouse embryogenesis. Mechanisms of Development 109: 413 - 417. Llinas P, Masella M, Stigbrand T, Ménez A, Stura EA, Le Du MH. (2006) Structural studies of human alkaline phosphatase in complex with strontium: Implication for its secondary effect in bones. Protein Science 15 (7): 1691 - 1700. Hofbauer LC, Heufelder AE. (2000) The role of receptor activator of nuclear factor-KB ligand and osteoprotegerin in the pathogenesis and treatment of metabolic bone diseases. Journal of Endocrinology and Metabolism 85: 2355 - 2363. Lorenzo Sellares V, Rodríguez Portillo M, Cannata Andía J, Torres Ramírez A. (2002) Alteraciones metabolismo fosfocálcico. En: Manual de nefrología. Madrid: Editorial Harcourt, p: 503-518. Lorz Ulloa P, Trujillo Robles E. (2005) Bone morphogenetic proteins in osseointegration: a systematic review of the literature. Revista de la Federación Odontológica Colombiana 23: 19 - 25. Manolagas SC. (2000) Birth and death of bone cells: basic regulatory mechanisms and implications for the pathogenesis and treatment of osteoporosis. Endocrine Reviews 21: 11 - 37. 34 Martin T, Gooi JH, Sims NA. (2009) Molecular mechanisms in coupling of bone formation to resorption. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression 19: 73 - 88. Martin TJ, Seeman E. (2008) Bone remodelling: its local regulation and the emergence of bone fragility. Best Practice & Research Clinical Endocrinology 22: 701 - 722. Matsuo K, Irie N. (2008) Osteoclast-osteoblast communication. Archives of Biochemistry and Biophysics 473: 201 - 209. McCullough PA, Chinnaiyan KM, Agrawal V, Danielewicz E, Abela GS. (2008) Amplification of atherosclerotic calcification and Monckeberg’s sclerosis: a spectrum of the same disease process. Advances in Chronic Kidney Disease 15: 396 - 412. Miao D, Scutt A J. (2002) Histochemical localization of alkaline phosphatase activity in decalcified bone and cartilage. Cytochemistry 50 (3): 333 - 340. Moe S, O´Neill K, Duan D, Sadiq A, Chen N, Leapman SB, Fineberg N and Kopecky K. (2002) Medial artery calcificacion in ESRD patients is associated with deposition of bone matrix proteins. Kidney International 61: 638 - 647. Mönckeberg JG. (1903) Ueber die reine Mediaverlakalkung der Extremitaetenarterien und ihr Verhalten zur Arteriosklerose. Virchows Archiv. A, Pathological anatomy and histology 171: 141 - 167. Muñoz-Torres M, Higuera López-Frías M, García DF. (2004) Advances in ostheochlast biology: the osteoprotegerin-RANK ligand system. Medicina Clínica 122 (2): 75 -77. Neyro Bilbao JL, Cano Sánchez A, Palacios Gil-Antuñano S. (2011) Regulación del metabolismo óseo a través del sistema RANKRANKL-OPG. Revista de Osteoporosis y Metabolismo Mineral 3 (2): 2173 - 2345. Neyro JL, Cancelo MJ, Palacios S. (2013) Inhibición del RANK-L en la fisiopatología de la osteoporosis. Evidencias clínicas de su empleo. Ginecología y Obstetricia de México 81: 146 -157. Orimo H. (2010) The mechanism of mineralization and the role of alkaline phosphatase in health and disease. Journal of Nippon Medical School 77 (1): 4 - 12. Osako M, Nakagami H, Nobutaba K, Shimizu H, Nakagami F, Koriyama H, Shimamura M, Miyake T, Rakugi H, Morishita R. (2010) Estrogen Inhibits Vascular Calcification Via Vascular RANKL System. Common Mechanism of Osteoporosis and Vascular Calcification. Circulation Research 107 (4): 466 - 475. Pateinakis A, Papagianni A, Douma S, Efstriatiadis G, Memmos D. (2013) Associations of fetuin-A and osteoprotegerin with arterial stiffness and early atherosclerosis in chronic hemodialysis patients. BMC Nephrology 14: 122. Pinto JP, Conceição N, Gavaia PJ, Cancela ML. (2003) Matrix Gla protein gene expression and protein accumulation colocalize with cartilage distribution during development of the teleost fish Sparus aurata. Bone 32 (3): 201-210. Reddi AH. (2005) BMPs: from bone morphogenetic proteins to body morphogenetic proteins. Cytokine Growth Factor Reviews 16 (3): 249 - 250. Reddi AH. (2001) Bone morphogenetic proteins: from basic scienceto clinical aspplications. The Journal of bone and joint surgery 83 (S 1): 1 - 6. Rengachary SS. (2002) Bone morphogenetic proteins: basic concepts. Neurosurgical Focus 13: 34 - 61. Reynaga Montecinos B, Zeni SN. (2009) Biochemical markers of bone remodelling. Clinical utility. Acta Bioquímica Clínica Latinoamericana 43 (2): 177 - 193. Rincón J, Young W, Bartold M. (2006) The epithelial cell rests of Malassez: a role in periodontal regeneration? Journal of Periodontal Research 41 (4): 245-252. Rodríguez Portillo JM. (2009) Calcificaciones vasculares y arteriosclerosis en el paciente urémico. Medicina Clínica 132 (S1): 43 - 47. Romero Barco CM, Manrique Arija S, Rodríguez Pérez M. (2012) Biochemical markers in osteoporosis: usefulness in clinical practice. Reumatología Clínica 8(3): 149 - 152. Sálica D. (2006) Vascular disease, atherosclerosis and osteoporosis: Opportunities and challenges. Medwave 6 (9): e819. Activadores e inhibidores de calcificación ósea Guerra López, et al. Vol.2015 No. 46, Págs 26 - 35 Sánchez A, Sedlinsky C. (2001) La osteoprotegerina y otros factores reguladores de la resorción ósea. Osteology 4: 456 - 460. Schafer C, Heiss A, Schwarz A, Westenfeld R, Ketteler M, Floege J, Muller-Esterl W, Schinke T, Jahnen-Dechent W. (2003) The serum protein alpha 2-Heremans-Schmid glycoprotein/fetuin-A is a systemically acting inhibitor of ectopic calcification. The Journal of Clinical Investigation. 112: 357 - 366. Schwarz U, Buzello M, Ritz E, Schwarz U, Buzello M, Ritz E (2000) Morphology of coronary atherosclerotic lesions in patients with end-stage renal failure. Nephrology Dialysis Transplantation 15: 218 - 223. Seibel, MJ. (2005) Biochemical markers pf bone turnover: Part 1: biochemistry and variability. Clinical Biochemistry 26 (4): 97 - 122. Seibel MJ. (2006) Biochemical markers of bone turnover. Part II: Clinical applications in the management of osteoporosis. The Clinical Biochemist Reviews 27: 123 - 138. Seibel MJ, Lang M, Geilenkeuser WJ. (2001) Interlaboratory variation of Biochemical Markers of Bone Turnover. The Clinical Biochemist Reviews 47: 1443 - 1450. Shearer MJ. (2000) Role of vitamin K and Gla proteins in the pathophysiology of osteoporosis and vascular calcification. Current Opinion in Clinical Nutrition & Metabolic Care 3: 433 - 438. Shin V, Zebboudj AF, Bostrom K. (2004) Endothelial cells modulate osteogenesis in calcifying vascular cells. Journal of Vascular Research 41:193 - 201. Shioi A, Katagi M, Okuno Y, Mori K, Jono S, Koyama H, Nishizawa Y. (2002) Induction of bone-type alkaline phosphatase in human vascular smooth muscle cells: roles of tumor necrosis factor-alpha and oncostatin M derived from macrophages. Circulation research. 91: 9 - 16. Sims NA, Gooi JH. (2008) Bone remodeling: Multiple cellular interactions required for coupling of bone formation and resorption. Seminars in Cell & Developmental Biology 19: 444 - 451. Singe MD, FrederickR, Eyre D, David R. (2008) Using biochemical markers of bone turnover in clinical practice. Cleveland Clinic Journal of Medicine 75: 739 - 750. Speer MY, Giachelli CM. (2004) Regulation of cardiovascular calcification. Cardiovascular Pathology 13: 63 - 70. Speer MY, Mckee MD, Guldberg RE, Liaw L, Yang HY, Tung E, Karsenty G, Giachelli CM. (2002) Inactivation of the osteopontin gene enhances vascular calcification of matrix Gla protein–deficient mice: evidence for osteopontin as an inducible inhibitor of vascular calcification in vivo. The Journal of experimental medicine 196: 1047 - 1055. Sun JS, Wu SY, Lin FH. (2005) The role of muscle-derived stem cells in bone tissue engineering. Biomaterials 26 (18): 3953 - 3960. Torres E, Mezquita P, De la Higuera M, Fernández D, Muñoz M. (2003) Actualización sobre la determinación de marcadores de remodelado óseo. Endocrinología y Nutrición 50: 237 - 243. Tyson KL, Reynolds JL, McNair R, Zhang Q, Weissberg PL, Shanahan CM. (2003) Osteo/chondrocytic transcription factors and their target genes exhibit distinct patterns of expression in human arterial calcification. Arteriosclerosis, thrombosis, and Vascular Biology 23: 489 - 94. Urist MR. (1965) Bone: formation by autoinduction. Science 12 (150): 893 - 899. Valdivielso JM. (2011) Calcificación vascular. Tipos y mecanismo. Nefrología 31 (2): 142 - 147. Vasikaran SD. (2008) Utility of biochemical markers of bone turnover and bone mineral density in management of osteoporosis. Critical Reviews in Clinical Laboratory Sciences 45: 221 - 258. Vega D, Maalouf NM, Sakhaee K. (2007) The role of receptor activator of nuclear factor-kappa B (RANK)/RANK ligand/osteoprotegerin: clinical implications. Journal of Endocrinology and Metabolism 92: 4514 452 Green RE, Krause J, Briggs AW, Maricic T, Stenzel U, Kircher M, Patterson N, Li H, Zhai W, Fritz MH, Hansen NF, Durand EY, Malaspinas AS, Jensen JD, Marques-Bonet T, Alkan C, Prüfer K, Meyer M, Burbano HA, Good JM, Schultz R, Aximu-Petri A, Butthof A, Höber B, Höffner B, Siegemund M, Weihmann A, Nusbaum C, Lander ES, Russ C, Novod N, Affourtit J, Egholm M, Verna C, Rudan P, Brajkovic D, Kucan Z, Gusic I, Doronichev VB, Golovanova LV, Lalueza-Fox C, de la Rasilla M, Fortea J, Rosas A, Schmitz RW, Johnson PL, Eichler EE, Falush D, Birney E, Mullikin JC, Slatkin M, Nielsen R, Kelso J, Lachmann M, Reich D, Pääbo S. (2010). A draft sequence of the Neandertal genome. Science. 328(5979):710-722. Whyte M. (2006) The long and the short of bone therapy. New England Journal of Medicine 354(8): 860 - 863. Woitge HW, Seibel MJ. (2000) Risk assessment for osteoporosis. II. Biochemical markers of bone turnover: bone resorption indices. Clinical Laboratory Medicine 20: 503 - 525. Wozney JM. (2002) Overview of bone morphogenetic proteins. Spine 27: S2 - S8. Yao Y, Jumabay M, Ly A, Radparvar M, Cubberly MR, Boström KI. (2013) A role for the endothelium in vascular calcification. Circulation Research 113(5): 495 - 504. Young MF. (2003) Bone matrix proteins: their function, regulation, and relationship to osteoporosis. Osteoporosis International 14 (S3): 35 42. Zalatan, JG, Fenn, TD, Herschlag D. (2008) Comparative enzymology in the alkaline phosphatase super family to determine the catalytic role of an active site metal ion. Journal of Molecular Biology 384 (5): 1174 - 1189. Zebboudj AF, Imura M, Bostrom K. (2002) Matrix GLA protein, a regulatory protein for bone morphogenetic protein-2. The Journal of Biological Chemistry 277: 4388 - 4394. Zeni S, Wittich A, Di Gregorio S, Casco C, Oviedo A, Somoza J, Gomez C; Bagur A, Gonzalez D, Portela L, Mautalén C. (2001) Utilidad clínica de los marcadores de formación y resorción ósea. Acta Bioquímica Clínica Latinoamericana 35: 3-36. Zhu D, Mackenzie NCW, Farquharson C, MacRae VE. (2012) Mechanisms and clinical consequences of vascular calcification. Endocrinology 3(2): 1 - 12. RESUMEN: Clásicamente se consideraba que la calcificación vascular era un proceso pasivo y degenerativo que frecuentemente ocurría con la edad avanzada, aterosclerosis, cambios genéticos y alteraciones metabólicas como diabetes mellitus y estados terminales de enfermedad renal. Sin embargo, desde hace algunos años, la calcificación vascular es considerada un proceso activo y regulado de manera semejante a la mineralización y metabolismo del hueso con implicaciones de diversas proteínas óseas. Resultados recientes cuestionan la separación de la calcificación vascular clásica en calcificación de la íntima y de la media, al menos en arterias de capacitancia. Mecanismos procalcificantes y anticalcificantes desempeñan un papel activo en la deposición de calcio en las células vasculares, por ello, su estudio se ha convertido en un área muy activa de investigación. La identificación de dianas terapéuticas que puedan revertir la calcificación vascular podría suponer avance relevante en estrategias terapéuticas para los pacientes afectados con esta condición. Palabras clave: calcificación de la media, calcificación de la íntima, calcificación vascular, activadores, inhibidores. 35