Oxidación de metano en un biorreactor de membrana utilizando una

Transcripción

PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DE VALPARAÍSO
FACULTAD DE INGENIERÍA
ESCUELA DE INGENIERÍA BIOQUÍMICA
Oxidación de metano en un biorreactor de
membrana utilizando una biopelícula mixta
metanotrófica-desnitrificante
TESIS PARA OPTAR AL GRADO DE MAGISTER EN CIENCIAS DE LA INGENIERIA
MENCIÓN EN INGENIERIA BIOQUÍMICA
María José Cárdenas Espinosa
PROFESOR GUÍA:
Germán Aroca Arcaya
2015
II
AGRADECIMIENTOS
Gracias a la Secretaría Nacional de Educación Superior, Ciencia, Tecnología e
Innovación (SENESCYT) de la República del Ecuador por su apoyo a través del
Programa de Becas “Convocatoria Abierta 2012 - Fase I” y a todas las personas
que estuvieron junto a mí en esta travesía.
IV
RESUMEN
El metano (CH4) es un gas de efecto invernadero con un alto potencial de
calentamiento global 34 veces mayor que el CO2 en un período de 100 años. Se
estima que alrededor del 70% de metano que se emite globalmente pertenece a
varias actividades antropogénicas: extracción de carbón y petróleo, cultivo de
arroz, ganadería (fermentación entérica), vertederos y generación de lixiviados.
Existen varias tecnologías para mitigar las emisiones de metano, sin embargo el
55% de las emisiones antropogénicas están por debajo del límite de inferior de
explosividad (5% v/v) y no pueden usarse como combustible. Bajo esta condición,
la bio-oxidación de metano es una alternativa que utiliza organismos metanótrofos
capaces de consumir el metano como única fuente de carbono y energía.
Recientemente, la bio-oxidación de metano acoplada a desnitrificación ha sido
utilizada para remover nitrato en aguas residuales y lixiviados de vertederos en
reactores de membrana con biopelícula, pero no hay reportes sobre el efecto de la
desnitrificación sobre la velocidad de oxidación de metano. El objetivo de este
trabajo fue evaluar el rendimiento de un reactor de membrana con una biopelícula
mixta metanotrófica desnitrificante (Methylomicrobium album e Hyphomicrobium
vulgare) sobre la velocidad de oxidación de metano bajo distintos flujos de gas,
cargas de entrada específica y concentraciones de nitrato (1 y 2 [g L-1]).
Los resultados mostraron que una mayor carga específica de entrada mejora la
transferencia de masa a través de la membrana, quedando más disponible a la
oxidación por parte de la biopelícula y por ende es posible alcanzar una mayor
capacidad de remoción específica. Sin embargo, el área de membrana limita la
eficiencia de remoción del sistema, lo que podría indicar que el sistema está
condicionado por la transferencia de masa a través de la membrana.
Índice
V
ÍNDICE GENERAL
AGRADECIMIENTOS.............................................................................................................. III
RESUMEN .............................................................................................................................. IV
INDICE GENERAL ................................................................................................................... V
INDICE DE FIGURAS ................................................................................................. VIII
INDICE DE TABLAS ..................................................................................................... XI
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................... XIII
1.1. HIPÓTESIS ..........................................................................................................XVI
1.2. OBJETIVOS ........................................................................................................XVII
2. ANTECENDENTES BIBLIOGRÁFICOS............................................................................. 18
2.1. CALENTAMIENTO GLOBAL Y EMISIONES DE METANO ................................... 18
2.2.
ORGANISMOS METANÓTROFOS ................................................................... 21
2.2.1 Transporte de electrones en la oxidación de metano .................................. 24
2.2.2. Methylomicrobium álbum ............................................................................ 25
2.3 TRATAMIENTO DE EMISIONES DE METANO ..................................................... 26
2.3.1 Biocapa ....................................................................................................... 26
2.3.2 Biofiltro ........................................................................................................ 27
2.3.3 Biotrickling .................................................................................................. 29
2.3.4 Reactores de Membrana con Biopelícula (MBfR) ....................................... 30
2.4
POLÍMEROS DE MEMBRANA .......................................................................... 31
2.5. FORMACIÓN DE BIOPELÍCULA ......................................................................... 32
2.6 REMOCIÓN DE NITRATO Y DESNITRIFICACIÓN............................................... 34
2.6.1 Hyphomicrobium vulgare ........................................................................... 35
2.7 OXIDACION DE METANO ACOPLADA A DESNITRIFICACIÓN .......................... 36
3. MATERIALES Y MÉTODOS .............................................................................................. 40
3.1 MATERIALES....................................................................................................... 40
3.2 METODOLOGÍA ANALÍTICA ............................................................................... 42
3.2.1. Determinación de la concentración celular de Methylomicrobium
álbum
en matraces.......................................................................................................... 42
3.2.2. Determinación de la concentración de metano (CH4) y dióxido de carbono
(CO2) en matraces mediante cromatografía de gases .......................................... 42
3.2.3 Determinación de la concentración de gases en el reactor de membrana
con biopelícula utilizando un detector de gases infrarrojo ..................................... 43
VI
3.2.4
Determinación de la concentración de metanol en el medio de cultivo de
Hyphomicrobium vulgare ...................................................................................... 43
3.2.5 Cuantificación de iones nitrato con el método colorimétrico MQuant® ....... 44
3.2.6 Cuantificación de iones nitrito con el método colorimétrico MQuant® ........ 45
3.3. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL ...................................................................... 46
3.3.1 Experiencias en matraces........................................................................... 46
3.3.2
Implementación del reactor de membrana .............................................. 47
3.3.3 Establecimiento de la biopelícula metanotrófica ........................................ 48
3.3.4 Experiencias de crecimiento anaeróbico de Hyphomicrobium vulgare ........ 50
3.3.5 Establecimiento de la biopelícula mixta ..................................................... 51
3.3.6
Variación de las concentraciones de nitrato (NO3-) en la oxidación de
metano ................................................................................................................. 52
4. RESULTADOS................................................................................................................... 53
4.1 BIO-OXIDACIÓN DE METANO EN MATRACES ................................................... 53
4.2 ESTABLECIMIENTO DE LA BIOPELÍCULA METANOTRÓFICA .......................... 54
4.2.1 Comportamiento cinético del reactor de membrana .................................... 54
4.3. CRECIMIENTO ANAERÓBICO DE Hyphomicrobium vulgare ............................. 59
4.4
VARIACIÓN DE LAS CONCENTRACIONES DE NO3- EN LA OXIDACIÓN DE
METANO...................................................................................................................... 60
4.4.1
Efecto de NO3- en la oxidación de metano para una carga de entrada
específica 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min-1]. .............................................. 61
4.4.2
específica 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 L min-1 ..................................... 66
4.5 COMPARACIÓN ESTADÍSTICA ENTRE ENSAYOS ............................................ 72
4.5.1
Prueba T- student para capacidad de remoción específica para una carga
de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min-1]. ....................... 72
4.5.2
Prueba T- student para eficiencia de remoción para una carga de entrada
específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min-1] .......................................... 73
4.5.3
Prueba T- student para capacidad de remoción específica para una carga
de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,9 [L min-1]. ..................... 74
4.5.4
Prueba T- student para eficiencia de remoción para una carga de entrada
específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,9 [L min-1]. ....................................... 76
5. DISCUSIÓN ....................................................................................................................... 78
5.1 OXIDACIÓN DE METANO EN MATRACES ......................................................... 78
Índice
VII
5.2
ESTABLECIMIENTO DE LA BIOPELÍCULA METANOTRÓFICA ........................ 80
5.2.1 Comportamiento cinético del reactor a un flujo de 0,1 [L min-1] .................. 80
5.2.2 Comportamiento cinético del reactor a un flujo de 0,4 [L min-1] .................. 81
5.2.3
Comportamiento cinético del reactor a un flujo de 0,9 [L min-1] ................ 81
5.3
Cinética de crecimiento de Hyphomicrobium vulgare .......................................... 84
5.4
VARIACIÓN EN LAS CONCENTRACIONES DE NO3- EN LA BIO-OXIDACIÓN DE
METANO...................................................................................................................... 85
5.4.1
Efecto de NO3- en la oxidación de metano para una carga específica de
entrada de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min-1]. ............................................. 85
5.4.2
Efecto de NO3- en la oxidación de metano para una carga específica de
entrada de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 L min-1 .................................... 86
5.5.
PRUEBA ESTADÍSTICA ENTRE ENSAYOS..................................................... 89
5.5.1
Prueba T- student para capacidad de remoción específica y eficiencia de
remoción para una carga específica de entrada de 95,76 [g CH4 m-2 h-1 ] y flujo 0,4
[L min-1]. ............................................................................................................... 89
5.5.2
Prueba T- student para capacidad de remoción específica y eficiencia de
remoción para una carga específica de entrada de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,9
[L min-1]. ............................................................................................................... 90
6. CONCLUSIONES .............................................................................................................. 91
7. RECOMENDACIONES ...................................................................................................... 92
8. DIFUSIÓN DE RESULTADOS ........................................................................................... 93
8.1
PRESENTACIONES A CONGRESOS ................................................................ 93
8.2 PUBLICACIONES .................................................................................................. 93
9. REFERENCIAS ................................................................................................................. 94
10.
APÉNDICE ............................................................................................................. 103
APENDICE A. CURVA DE CALIBRADO DE METANOL ............................................ 103
APENDICE B. RELACIÓN DE ÁREAS ENTRE METANOL Y ETANOL ..................... 104
APENDICE C. ECUACIONES DE CÁLCULO ............................................................ 105
VIII
INDICE DE FIGURAS
Figura 1.1: Esquema general del reactor de membrana con biopelícula………...……….XIV
Figura 2.1 Estructura molecular del metano………………………………….………18
Figura 2.2 Emisiones globales de metano……………………………………..…..…19
Figura 2.3 Esquema general de oxidación y rutas de asimilación de carbono en
metanotrófos tipo I y II…………………………………………………………………..22
Figura 2.4 Cadena transportadora de electrones parcial en la membrana interna
mitocondrial. Cyt c: Citocromo c; (CIV): complejo respiratorio mitocondrial IV…...24
Figura 2.5 Conversión de metano a metanol por la enzima metano monooxigenasa
(MMO)……………………………………………………………………………………..25
Figura 2.6 Biocapa con sistema de distribución de gas…………………….……….27
Figura 2.7 Diseño integrado de un Biofiltro…………………………………..………28
Figura 2.8 Esquema de un filtro “biotrickling”………………………………..……….29
Figura 2.9 Esquema integral de un reactor de membrana con biopelícula………..30
Figura 2.10 Mecanismo de generación de biopelícula……………………………....33
Figura 2.11 Mecanismo general de desnitrificación anaeróbica…………………...35
Figura 2.12 Oxidación aeróbica de metano acoplada a desnitrificación………......37
Figura 3.1
Graduación de la escala colorimétrica para cuantificación de
nitratos………………………………………………………………………………….…44
Figura 3.2
nitritos………………………………………………………………………………….….45
Figura 3.3 Diseño del sistema de implementación continuo para biooxidación de
metano en un reactor de membrana………………………………………….……….48
Figura 3.4 Sistema de biooxidación de metano utilizando una biopelícula
metanotrófica…………………………………………………………………….……….49
Figura 4.1 Cinética de crecimiento de Methylomicrobium álbum………………..…53
Figura 4.2 Capacidad de remoción específica y eficiencia de remoción para la
condición de flujo 0,1 L min-1………………………………………………………..….54
condición de flujo 0,4 L min-1………………………………………………………..….55
Índice
IX
condición de flujo 0,9 L min-1……………………………………………………………56
Figura 4.5 Carga de entrada específica y eficiencia de remoción específica para
cada condición de flujo (0,1; 0,4 y 0,9 L min-1 )……………………………………....57
Figura 4.6 Cinética de crecimiento de Hyphomicrobium vulgare y consumo de
metanol como sustrato…………………………………………………………………..59
Figura 4.7 Esquema general de las condiciones de flujo, carga de entrada
específica y concentraciones de nitrato para cada ensayo…………………………60
Figura 4.8 Consumo de NO3- y generación de NO2- durante la oxidación de metano
y desnitrificación de la biopelícula mixta en el reactor con una condición de flujo de
0,4 L min-1 y una concentración inicial de 1 [g L-1] NO3-…………………………….61
Figura 4.9 Consumo de NO3- y generación de NO2- durante la oxidación de metano
y desnitrificación de la biopelícula mixta en el reactor con una condición de flujo de
0,4 L min-1 y una concentración inicial de 2 [g L-1] NO3-…………………………62
Figura 4.10 Comparación entre la capacidad de remoción específica de la
biopelícula metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L-1] y 2 [g L-1]
de NO3- para una carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo
de 0.4 L min-1……………………………………………………………………………..64
Figura 4.11 Comparación entre la eficiencia de remoción de la biopelícula
metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L-1 ] y 2 [g L-1 ] de NO3
para una carga de entrada específica 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.4 L min1
…………………………………………………………………………………………….65
Figura 4.12 Consumo de NO3- y generación de NO2- durante la oxidación de
metano y desnitrificación de la biopelícula mixta en el reactor con una condición de
flujo de 0,9 L min-1 y una concentración inicial de 1 [g L-1] NO3-…………………..66
metano y desnitrificación de la biopelícula mixta en el reactor con una condición de
flujo de 0,9 L min-1 y una concentración inicial de 2 [g L-1] NO3-…………………67
biopelícula metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L-1] y 2 [g L-1]
X
de NO3- para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo
de 0.9 L min-1……………………………………………………………………………..68
metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L-1] y 2 [g L-1] de NO3para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 L
min-1………………………………………………………………………………………70
Índice
XI
INDICE DE TABLAS
Tabla 3.1: Medio de cultivo NMS modificado…………………………………………46
Tabla 3.2: Solución quelada de Hierro (Medio NMS)………………………………..46
Tabla 3.3: Solución traza (Medio NMS)……………………………………………….47
Tabla 3.4 Parámetros evaluados para cada condición de flujo durante el
establecimiento de la biopelícula metanotrófica……………………………………50
Tabla 3.5 Medio de cultivo de Hyphomicrobium……………………………………...51
Tabla 4.1 Comportamiento cinético de reactor para cada condición de flujo y una
concentración de metano de 0,15 g CH4 m-2…………………………………………58
Tabla 4.2 Capacidad de remoción específica para una carga de entrada específica
de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.4 [L min-1]………………………………….63
Tabla 4.3 Eficiencia de remoción para una carga de entrada específica de 95,76 [g
CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.4 [L min-1]…………………………………………………65
de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 [L min-1]………………………………….68
Tabla 4.5 Eficiencia de remoción para una carga de entrada específica de 205,87
[g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 [L min-1]………………………………………………69
de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y 205,87 [g CH4 m-2 h-1] a las 24 horas de operación…..71
Tabla 4.7 Eficiencia de remoción para una carga de entrada específica de 95,76
[g CH4 m-2 h-1] y 205,87 [g CH4 m-2 h-1] a las 24 horas de operación…………...71
Tabla 4.8. Prueba T- student para la capacidad de remoción específica de la
biopelícula metanotrófica y mixta con una concentración inicial de NO3- 1 [g L-1]
para una carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1]…………………….72
para una carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1]…………………….73
XII
Tabla 4.10. Prueba T- student para eficiencia de remoción de la biopelícula
metanotrófica y mixta con una concentración inicial de NO3- 1 [g L-1] para una
carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1]……………….……………….73
carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1]………………….…………….74
Tabla 4.12. Prueba T- student para capacidad de remoción específica de la
para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1]…………………...75
para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1]…………………...75
carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1]…………………….………...76
1. Introducción
XIII
1. INTRODUCCIÓN
El metano (CH4) es el segundo gas de efecto invernadero (GEI) más abundante
después del dióxido de carbono (CO2) ya que representa el 14% de las emisiones
totales a nivel mundial (Global Methane Initiative, 2010). Su tiempo de vida media
en la atmósfera es ~8.28 años (Sonnemann & Grygalashvyly, 2014) y está
considerado como uno de los responsables del aumento de la temperatura de la
superficie del planeta (Yusuf et al, 2012).
Tomando en cuenta que el 70% de las emisiones globales de metano son de
origen antropogénico (producción y transporte de carbón, gas natural y petróleo,
descomposición de materia orgánica en vertederos, cultivos de arroz, sistemas
para el tratamiento de aguas residuales, ganadería, etc.) es necesario buscar
alternativas innovadoras para mitigar y reducir sus emisiones evitando un mayor
efecto sobre el cambio climático.
Actualmente, diversas tecnologías de remediación y atenuación ambiental utilizan
microorganismos
para
degradar
contaminantes
gaseosos,
llamadas
genéricamente biofiltración de gases, lo que ha generado expectativas a nivel
industrial por su bajo costo de implementación, seguridad y sustentabilidad en
comparación con tecnologías tradicionales como la absorción, filtración por carbón
activado, reactores catalíticos, etc.
La oxidación biológica de metano representa una opción eficaz para tratar
emisiones gaseosas utilizando microorganismos metanótrofos, capaces de utilizar
el metano como única fuente de carbono y energía. Éstos se encuentran
ampliamente distribuidos en distintos entornos y desempeñan un rol importante en
la oxidación de metano en el mundo natural (Jiang, 2010).
Dentro de las distintas tecnologías de oxidación biológica que se han propuesto,
los reactores de membrana con biopelícula (MBfR) presentan una configuración
prometedora debido a que se pueden lograr altas tasas de transferencia de los
XIV
sustratos poco solubles en agua hacia la biopelícula que metaboliza los
contaminantes.
El gas se difunde a través de la membrana hidrofóbica hasta ponerse en contacto
con la biopelícula que se forma en la cara opuesta, la cual contiene una fase
líquida con los nutrientes necesarios para el crecimiento y desarrollo de los
microorganismos (Figura 1.1).
CH4
Reactor
Figura 1: Esquema general del reactor de membrana con biopelícula.
El uso de este sistema acoplado a organismos desnitrificantes ha sido utilizado
para remover nitrato (NO3-) de aguas residuales, vertederos y lixiviados con
resultados favorables bajo distintas condiciones de operación (Modín et al, 2008).
La desnitrificación dependiente de metano en presencia de oxígeno ocurre debido
a la coexistencia de bacterias metanotróficas, que producen compuestos
orgánicos, que los desnitrificantes utilizan como donadores de electrones para
desencadenar el proceso utilizando nitrato como elemento receptor (Modín et al,
2008).
Varias
comunidades
microbianas
desnitrificantes
capaces
de
degradar
compuestos de un solo carbono han sido identificadas en efluentes industriales,
sistemas de tratamiento de lodos activados y aguas residuales (Layton, 1999).
1. Introducción
XV
El reactor de membrana con biopelícula contiene una zona aerobia donde se oxida
el metano y regiones anóxicas que promueven la desnitrificación, lo que hace que
esta configuración sea ideal para este propósito (Modín et al, 2010)
El objetivo de esta investigación es establecer un sistema de oxidación de metano
utilizando una biopelícula mixta metanotrófa-desnitrificante y determinar el efecto
que el proceso de desnitrificación tiene sobre la velocidad de oxidación de metano.
XVI
1.1. HIPÓTESIS
La oxidación de metano es efectuada en forma natural por bacterias
metanotróficas que se encuentran en distintos ecosistemas y que son la base del
desarrollo de tecnologías biológicas de mitigación de estas emisiones.
Varios factores influyen en la capacidad de oxidación de metano (pH, temperatura,
disponibilidad de nutrientes, etc) los cuales pueden ser controlados en reactores
de membrana con biopelícula (MBfR). Estudios recientes indican que, organismos
metanótrofos asociados a desnitrificantes son utilizados para remover nitrato en
aguas residuales, pero no existe información sobre el efecto de estos
microorganismos en la oxidación de metano
Por lo tanto se plantea la siguiente hipótesis:
La
capacidad
de oxidación
de
metano
de
una
biopelícula
mixta
metanotrófica-desnitrificante es mayor a la de una biopelícula metanotrófica
en un sistema de bio-oxidación de metano en un biorreactor de membrana
con biopelícula.
1. Introducción
XVII
1.2. OBJETIVOS
El objetivo general de esta investigación es evaluar el proceso de oxidación de
metano en un biorreactor de membrana que posee una biopelícula mixta
metanotrófica-desnitrificante en comparación con una biopelícula metanotrófica.
Los objetivos específicos son:

Establecer
y
caracterizar
un
reactor
de
membrana
con
biopelícula
metanotrófica para evaluar el comportamiento cinético del reactor.

Establecer un reactor de membrana con una biopelícula mixta metanotrófica y
denitrificante.

Determinar el efecto de la concentración de nitrato (NO3-) en la capacidad de
oxidación de metano en un reactor de membrana con biopelícula mixta.
2. Antecedentes Bibliográficos
18
2. ANTECENDENTES BIBLIOGRÁFICOS
2.1. CALENTAMIENTO GLOBAL Y EMISIONES DE METANO
Actualmente, la problemática mundial sobre el calentamiento global ha motivado a
la comunidad científica a buscar alternativas para contrarrestar el cambio
climático.
De acuerdo con el último análisis térmico realizado por la NASA1(2014), la
temperatura media global del planeta ha aumentado en aproximadamente 0,8 ° C
desde 1880. Dos terceras partes de este calentamiento se han producido desde
1975, a un ritmo de aproximadamente 0,15 a 0,20 ° C por década.
Este ascenso constante de temperatura se produce por la acumulación de gases
de efecto invernadero (GEI) en la atmósfera. En condiciones normales, la
radiación del sol es absorbida por la superficie terrestre y reflejada en forma de
calor al exterior. Sin embargo, el 90% de este calor es retenido en la atmósfera
por los GEI: Dióxido de carbono (CO2), Metano (CH4), Óxido Nitroso (N2O) y
Clorofluorocarbonos (CFCs), calentando la atmósfera y la superficie terrestre.
El metano (CH4) atmosférico constituye uno de los principales gases causantes de
este efecto. Éste es un hidrocarburo (Fig. 2.1), incoloro e inodoro que se genera
abundantemente en la naturaleza y es el principal constituyente del gas natural
(GMI2, 2010). Es poco soluble en agua (0.0023 g gas disuelto/100 g agua) y su
coeficiente de partición es alto (33.5) (Zenhao et al., 1992).
Figura 2.1 Estructura molecular del metano
1
2
National Aeronautics and Space Administration
Global Methane Iniciative
19
En la industria química, el metano es la materia prima necesaria para fabricar
metanol (CH3OH), formaldehído (CH2O), nitrometano (CH3NO2), cloroformo
(CH3Cl) y tetracloruro de carbono (CCl4).
Sin embargo, su combustión es altamente exotérmica (Ec. 1) por lo que la energía
liberada de este proceso es utilizada principalmente en procesos de calefacción y
generación de energía eléctrica (Shakhashiri, 2012).
CH4 (g) + 2O2 (g)
CO2 (g) + 2H2O (l)
ΔH =- 891 kJ
(Ec. 1)
Se estima que alrededor del 70% de metano que se emite globalmente pertenece
a varias actividades antropogénicas: extracción de carbón y petróleo, cultivo de
arroz, ganadería (fermentación entérica), vertederos y generación de lixiviados
(NASA, 2014) (Fig. 2.2), mientras que las fuentes naturales de emisión como las
termitas, los océanos y los humedales aportan sólo el 30%.
Figura 2.2 Emisiones globales de metano (NASA, 2014)
20
Actualmente, el metano contribuye con el 14% del total de las emisiones de gases
de efecto invernadero a nivel mundial. Según datos recientes de la Agencia de
Protección Ambiental de los Estados Unidos (EPA, 2010), la concentración global
atmosférica de metano aumentó desde la era pre-industrial, desde 715 partes por
billón (ppb) a 1,782 ppb.
La totalidad de las emisiones anuales de metano se han incrementado en los
últimos años en aproxidamente (450-500 Tg3) (NASA, 2014).
El metano es un gas altamente contaminante debido a su potencial de
calentamiento global (capacidad del gas para atrapar el calor en la atmósfera) el
cual es 34 veces mayor que el CO2 en un período de 100 años según el último
informe del IPCC4, 2013.
Durante la última década, el desarrollo mundial de actividades como la agricultura,
ganadería y la extracción de petróleo y carbón han generado mayores emisiones
de CH4 por lo que se calcula que éstas aumentarán en un 23% para el año 2020
(EPA, 2010).
Varias opciones de tratamiento se han desarrollado para mitigar o tratar emisiones
de metano, tomando en cuenta la concentración de éste en la mezcla gaseosa.
Cuando la concentración de metano en una mezcla gaseosa es mayor que el 30%
esta constituye una importante fuente de energía, mientras que, si su valor es
menor ya no es económicamente viable su aprovechamiento como fuente de
energía y se propone solo su combustión hasta CO2 cuando su concentración es
alrededor del 20% para aliviar el efecto invernadero que provoca (Haubrichs et al,
2006).
Sin embargo, 55% de las emisiones antropogénicas están debajo del límite inferior
de explosividad (5% metano y 95% aire) y no pueden ser oxidadas térmicamente
(Ávalos Ramírez et al, 2012).
En estos casos, la oxidación biológica puede ser una alternativa efectiva de
mitigación mediante el consumo de metano como fuente de carbono y energía por
3
Teragramo 10 g
4
Intergovernmental Panel on Climate Change
12
21
parte de organismos metanótrofos que están presentes en una amplia variedad de
entornos (Jiang, et al 2010). La disminución del impacto ambiental de las
emisiones de metano constituiría un valioso aporte hacia la reducción de los
efectos nocivos de la emisión de GEI y el logro parcial de las recomendaciones del
tratado de Kyoto de 1997. La oxidación de metano libera CO2, biomasa y agua;
productos menos perjudiciales que los componentes iniciales del gas (Nikiema et
al, 2005).
Las emisiones de CO2 aún son contaminantes y uno de los principales GEI, sin
embargo debido a que parte del carbono es utilizado para crecimiento (biomasa)
en procesos de bio-oxidación, las emisiones de CO2 son menores comparadas
con tecnologías como la incineración donde todo el carbono se utiliza en
producción de CO2 (Nikiema et al, 2005).
2.2. ORGANISMOS METANÓTROFOS
Estos microorganismos procariontes y aeróbicos que oxidan metano y generan
CO2, pertenecen a un amplio grupo de microorganismos denominados
metilotróficos, los cuales oxidan compuestos de un solo carbono como metanol,
metilamina, formato, monóxido de carbono y sulfuro de dimetilo. Varios
metanótrofos crecen oxidando metano a metanol y también son capaces de oxidar
una gran variedad de otros sustratos, incluyendo compuestos aromáticos (Canfield
et al, 2005).
Los metanótrofos juegan un papel primordial en el balance de metano atmosférico
debido a que la oxidación de este gas en el suelo representa el 80% del metano
que se consume a nivel mundial (Reeburgh et al., 1993 & Chi, et al., 2011).
Los metanótrofos fueron clasificados según rasgos morfológicos y ruta de
asimilación de carbono en dos grupos: gamma- (Metanótrofos tipo I) y alfaproteobacteria (Metanótrofos tipo II) (Bürgmann, 2011).
Los tipo I pertenecen a la familia Methylococcaceae y la mayoría de éstos son
mesófilos y psicrófilos. Se caracterizan por un complejo sistema de membranas
internas que consiste en vesículas aplanadas compactas, mientras que,
organismos tipo II son miembros de la familia Methylocystaceae con una relación
22
distante con metilotróficos facultativos. Su sistema de membranas presenta
laminillas periféricas a lo largo de toda la célula, lo que diferencia ambos grupos a
nivel estructural (Canfield et al, 2005).
Dentro del esquema general de oxidación de metano, existen varios intermediarios
que participan en el proceso: metanol (CH3OH), formaledehído (HCHO) y formato
(HCOOH) hasta la formación final de CO2. El carbono se asimila a través de
fomaldehído.
Los organismos tipo I utilizan la ruta de la Ribulosa monofostato (RuMP) donde
tres moléculas de formaldehído son asimiladas formando un intermediario de tres
carbonos (gliceraldehído-3-fosfato) en comparación con microorganismos tipo II
que utilizan la ruta de la Serina en la cual dos moléculas de formaldehído y una de
CO2 generan
un
intermediario
de
tres
carbonos
(2-fosfoglicerato).
Los
intermediarios de cada ruta producirán nuevo material celular (Figura 2.3).
Figura 2.3 Esquema general de oxidación y rutas de asimilación de carbono
en metanotrófos tipo I y II (Binnerup, 2005).
23
La ruta de la Ribulosa Monofosfato es energéticamente más eficiente, requiriendo
sólo 1/3 de una molécula de ATP por molécula de formaldehído fijada, en
comparación con la ruta de la Serina que utiliza una molécula de ATP para el
mismo propósito. Esto corrobora las tasas de crecimiento más altas en
metanótrofos tipo I en comparación con los tipo II (Madigan, 2003).
Dentro del proceso de oxidación biológica, el primer paso es la conversión de
metano a metanol por la enzima Metano monooxigenasa (MMO). Ésta presenta
dos formas distintas: (sMMO) enzima soluble en el citoplasma celular,
generalmente asociada a organismos metanotróficos tipo II, excepto el género
Methylosinus, y particulada (pMMO) presente en membranas intracelulares,
relacionada a todos los organismos tipo I (Schaehcter, 2009; Hanson & Hanson,
1996).
El sitio activo de pMMO contiene cobre (Lieberman & Rosenzweig, 2004), por lo
tanto microorganismos que expresan solo pMMO son dependientes del este
elemento en el entorno. La concentración de la forma particulada de la enzima
aumenta con el incremento de las concentraciones de cobre, siendo 60 μM/L el
límite máximo de concentración en el medio de cultivo. Si la concentración en el
medio excede ese límite se produce una disminución en la concentración de
pMMO y si existe deficiencia se expresa la sMMO (Choi, et al 2003).
Organismos metanótrofos que contienen pMMO tienen mayor afinidad por el
metano que aquellos microorganismos que contienen sMMO, debido a que esta
enzima necesita el cofactor (NADH+ + H+) como donador de electrones, mientras
la enzima pMMO emplea un donador de electrones de alto potencial. La
concentración de NAD+ es un factor limitante del crecimiento microbiano cuando
se utiliza metano como sustrato (Hanson & Hanson, 1996).
La síntesis de sMMO por parte de algunos metanótrofos puede ser un mecanismo
de supervivencia en distintos ambientes donde el cobre limita el crecimiento de
microorganismos capaces de sintetizar solo pMMO (Hanson & Hanson, 1996).
La diferencia más importante entre estas dos enzimas es que la enzima sMMO es
menos específica que pMMO. Ésta última tiene afinidad por compuestos de uno y
24
dos carbonos, muchos de los cuales son de interés ambiental. Esta diferencia de
afinidad presenta diferentes capacidades de remoción de metano y otros
compuestos tóxicos a nivel ambiental (Binnerup, 2005).
2.2.1 Transporte de electrones en la oxidación de metano
En la primera etapa de oxidación de metano a metanol es necesario generar
energía para romper el doble enlace del O2 (Binnerup, 2005). Esta energía se
produce a través de la oxidación del CH4, el cual dona electrones hacia la cadena
trasnportadora de electrones que los traslada desde el Citocromo c (para pMMO o
NADH+ para sMMO) hasta el complejo respiratorio III (CIII), el cual finalmente los
transfiere hacia el oxígeno molecular (Bürgmann, 2011) (Fig. 2.4).Uno de los
átomos de oxígeno será utilizado para formar H2O mientras que el átomo restante
se incorporará al metanol (CH3OH) a través de la enzima MMO que cataliza la
reacción (Fig. 2.5) (Binnerup, 2005).
ē
Cyt c
2H+
ē
Periplasma
ē
CH4
Membrana
Citoplasmática
CIII
Citoplasma
O2
H2O
Figura 2.4 Cadena transportadora de electrones parcial en la membrana
citoplasmática. Cyt c: Citocromo c; (CIII): complejo respiratorio III (Bürgmann,
2011).
25
O-
2H+
MMO
Metano
(Gas)
Reacción
enzimática
Metanol
(Líquido)
Figura 2.5 Conversión de metano a metanol por la enzima metano
monooxigenasa (MMO) (National Institute of General Medical Sciences).
2011).
La energía de la reacción se conserva en pasos subsecuentes de oxidación desde
Metanol (Metanol dehisdrogenasa), Formaldehído (Formaldehído deshidrogenasa)
y Formiato (Formiato deshidrogenasa). En este caso, los reductores equivalentes
(ej. NADH+) producidos por la oxidación de los sustratos liberan electrones que
son movilizados a través de la cadena transportadora presente en la membrana
citoplasmática, generando un gradiente de protones capaz de producir la fuerza
motriz necesaria para formar ATP por el complejo ATPasa. Finalmente, el O 2
actúa como el receptor terminal de electrones (Burgmann, 2011) obteniendo CO2 y
H2O.
2.2.2. Methylomicrobium álbum
Ésta especie en particular pertenece a la familia Gammaproteobacteria. Se
caracteriza por la formación de colonias blancas opacas o amarillas en medio de
cultivo NMS (Nitrate Medium Salts) con forma de bacilo de 0,5 - 0,15 µm de ancho
y 1,5 -2,5 µm de largo. Su movilidad la proporciona un flagelo polar. Posee una
pared celular Gram-negativa y una cápsula delgada que rodea a la célula
(Dworkin, 2006). Éstos microorganismos son aerobios estrictos que se reproducen
por fisión binaria con una temperatura óptima de crecimiento entre 25-30°C.
Pierden viabilidad a los pocos días de exposición a una atmósfera libre de metano
(Dworkin, 2006).
26
2.3 TRATAMIENTO DE EMISIONES DE METANO
Hoy en día existen varias operaciones para la remoción de metano presente en
emisiones gaseosas, sin embargo se postula que los procesos biológicos son más
sustentables en comparación con las técnicas convencionales como la
incineración o la adsorción (Devinny et al, 1999; Delhomenie et al, 2005).
Según la Iniciativa Global de Metano (2013), el 7% del metano que se emite a
nivel mundial proviene del manejo y tratamiento de aguas residuales municipales a
través de la descomposición anaeróbica de la materia orgánica. Se espera estas
emisiones crezcan hasta un 19% para el 2030 debido al aumento de la población
mundial en los próximos años. Esto indica la importancia de generar tecnologías in
situ eficientes de bio-oxidación de metano con perspectivas a extender su
utilización en distintos sectores
Las operaciones de bio-oxidación propuestas y en estudio para la remoción de
metano son: Biocapas, Biofiltros, Biofiltros de escurrimiento “Biotrickling filters” y
Biorreactores de membrana con biopelícula (MBfR). La aplicación de cada
tecnología dependerá de la fuente de emisión, la eficiencia de remoción del
tratamiento y de factores económicos, entre otros (Abushammala, 2014).
2.3.1 Biocapa
Este sistema es el más usado en suelos de vertederos. Consiste en una capa de
distribución de gas (CDG) altamente porosa (grava o vidrio triturado) sobre
residuos, seguido de una capa superficial que contiene compost.
El espesor de la capa de distribución de gas oscila entre 10 a 30 cm (Jugnia et al,
2008 & Stern et al, 2007) mientras que la capa de compost alcanza los 100 cm o
más, para obtener una mayor capacidad de oxidación (Fig. 2.6).
27
Aire
Gas de salida
CAP
CAPA DE
A DE
COMPOST
COM
Compost (Biocapa)
CAPAPOS
DE COMPOST
T
CDG
CAPA DE COMPOST
Gas
Vertedero
Residuos
Figura 2.6 Biocapa con sistema de distribución de gas (Abushammala et al,
2014).
La capa de distribución de gas sobre los desechos resulta en flujos uniformes del
gas hacia la biocapa, la cual permite que la actividad biológica ocurra
(Abushammala, 2014).
2.3.2 Biofiltro
Recientemente esta tecnología ha sido aplicada a la oxidación de metano y
eliminación de olores en vertederos. Utiliza material de filtro el cual sirve de
soporte para cultivos bacterianos lo que posibilita la sorción del gas contaminado.
Los materiales de un biofiltro son principalmente de origen biológico: turba, abono,
trozos de corteza, aserrín, etc. (Huber-Humer et al, 2008; Figueroa, 1996), sin
embargo arcilla expandida, poliestireno, lava y carbono activado pueden ser
añadidos para mejorar la estructura del material y aumentar su eficiencia de
remoción (Abushammala, 2014).
A diferencia de la biocapa, los biofiltros requieren un suministro de gas, que por lo
general es proporcionado por un sistema de drenaje o acumulación de gas. El
suministro puede ser pasivo mediante la diferencia de presión dentro de un
28
vertedero como resultado del proceso de generación de gas, o activa por el uso de
sistema de bombeo (Kjeldsen & Scheutz, 2014) (Fig. 2.7).
Gas de entrada
+ Aire
Biofiltro
CAPA DE COMPOST
Gas de salida
Lixiviados
CAPA DE
Figura 2.7 Diseño integrado de un Biofiltro (Abushammala et al, 2014).
COMPOST
De acuerdo con varios autores (Nikiema et al, 2007; Bajic & Zeiss, 2001; Jorio,
1999 y Stein & Hettiarachi, 2001) los parámetros operacionales como la
temperatura, pH, material del biofiltro y tiempo de residencia son esenciales en la
biofiltración de metano. La cantidad de nutrientes disponibles para la biopelícula y
la presencia de inhibidores también influencia el comportamiento de los
microorganismos en el biofiltro.
Nikiema et al (2007) demostraron que biofiltos trifásicos con sistemas de
circulación de gas constantes utilizados para mitigar emisiones de metano
provenientes de vertederos alcanzaban una eficiencia de conversión del 90%.
Biofiltros a escala laboratorio utilizando piedra volcánica como material de biofiltro
alcanzaron un 95% de oxidación después de 2 meses de operación. Cuando el
flujo de entrada de metano se duplicó (27.8 g CH4 m-3 h-1) la remoción de metano
se mantuvo sobre el 90% (Pratt, 2012).
29
2.3.3 Biotrickling
Los biofiltros de escurrimiento o percolación (“biotrickling filters”) o de percolación
utilizan un material de empaquetamiento inerte (espuma sintética, lava o plástico
estructurado) al cual se adhiere la biopelícula sobre la cual escurre una fase
acuosa que se recircula constantemente proporcionando los nutrientes necesarios
para la biopelícula a la vez que se retira los productos de bio-oxidación.
En esta operación es posible controlar las condiciones ambientales como pH y
temperatura del medio, generando una operación más estable en comparación
con los biofiltros. El exceso de biomasa se arrastra por lixiviación y luego se purga.
Los componentes contaminantes del gas se absorben en la fase líquida y son
descompuestos por la biopelícula establecida que se encuentra sobre el material
de empaquetamiento (EMIS, 2015)
Esta tecnología es ampliamente utilizada en la remoción de otros contaminantes
como: H2S, hidrocarburos, mercaptanos, estireno, amonio y disulfuro de carbono
con porcentajes de eficiencia entre el 70 y el 99% (Figura 2.8) (Álvarez-Hornos et
al, 2011).
Gas de salida
Recirculación de
fase líquida
Material
inerte
Gas de entrada
Figura 2.8 Esquema de un filtro “biotrickling” (Álvarez-Hornos et al, 2011).
30
2.3.4 Reactores de Membrana con Biopelícula (MBfR)
El reactor de membrana con biopelícula es una configuración que se ha propuesto
para procesos de biorremediación. En este biorreactor, el sustrato gaseoso
(oxígeno, hidrógeno o metano) difunde a través de una membrana sobre la cual se
adhiere una biopelícula que está en contacto con una fase líquida que contiene los
nutrientes necesarios para su desarrollo. En el caso de compuestos de muy baja
solubilidad, esta configuración permite mayores tasas de transferencia de los
compuestos poco solubles a través de membranas hidrofóbicas sobre la cual
crece una biopelícula que contiene microorganismos que degradarán los
contaminantes (Modín, et al 2008) previniendo la pérdida de gas a la atmósfera o
al líquido efluente (Fig. 2.9).
La diferencia de concentración del contaminante entre la fase gaseosa y líquida
proporciona la fuerza motriz para su difusión a través de la membrana.
La membrana provee un área específica para el desarrollo de la biopelícula. Esta
característica aumenta la densidad de los microorganismos en la superficie de la
membrana y por ende la remoción del sistema (Nerenberg, 2005).
El uso de reactores de membrana con biopelícula ha sido descrito previamente en
la remoción de nitrato, perclorato, cromato, selenato y bromato (Modín, et al 2010).
Gas de entrada
Recirculación
Membrana
fase líquida
Gas de salida
Figura 2.9 Esquema integral de un reactor de membrana con biopelícula
(Iuvara & Fisher, 2013).
31
En un MBfR la membrana es un elemento que genera una resistencia adicional a
la transferencia de masa. En comparación con los biofiltros convencionales, éstos
presentan altas tasas de transferencia de masa debido al contacto directo gasbiopelícula. Sin embargo, en el caso de compuestos con alto coeficiente de
partición como el metano, la resistencia causada por el líquido en un biofiltro es
superior a la resistencia impuesta por la membrana del reactor (Javaid, 2005)
El coeficiente global de transferencia de masa Ko para una inerfase gas-líquido es
una combinación de varias resistencias en serie (Winston & Sirkar, 1992):
Dónde:
kg = coeficiente de transferencia de masa en la fase gaseosa.
km= coeficiente de transferencia de masa en la membrana.
kl= coeficiente de transferencia de masa en la fase liquida.
Según ensayos anteriores, esta tecnología ha obtenido resultados importantes en
tratamientos de sustratos gaseosos con baja solubilidad. Clifford et al (2012)
usaron tres reactores de membrana de flujo horizontal para tratar emisiones de
metano (8.6 g CH4 m-3 h-1). Los resultados mostraron la eficiencia de remoción
alcanzó un 96%. Mientras que, Lee & Ritmann (2012) realizaron ensayos con
hidrógeno (H2) en la fase gaseosa, mejorando la baja solubilidad de este gas y
generando reacciones de reducción; un mecanismo muy poco considerado en
tratamiento de aguas.
2.4
POLÍMEROS DE MEMBRANA
Una membrana es simplemente una interfase que divide dos fases y restringe el
transporte de compuestos de manera selectiva. De acuerdo con Javaid (2005),
este sistema de separación ha sido ampliamente utilizado durante los últimos 30
32
años en procesos de micro, ultra y nano-filtración, osmosis reversa y
electrodiálisis. Esta tecnología tiene bajo costo de operación y es ambientalmente
amigable comparada con los procesos convencionales para separar de
hidrocarburos de gases simples (Khanbabaei et al, 2011).
El componente clave en cualquier sistema de separación con membrana es el
polímero del cual está fabricada la membrana. Existen varios criterios de selección
sobre los polímeros que forman la membrana: (1) Alta selectividad para los
componentes a separar, (2) alta permeabilidad para los componentes permeantes
y (3) altas expectativas de vida bajo condiciones de operación (Strathman et al,
1986).
La clasificación de materiales de membrana es muy amplia, sin embargo existen
dos tipos de polímeros los cuales son diferentes en cuanto a permeabilidad de
gases: (1) Polidimetilsiloxano (PDMS) o caucho de silicona (polímero orgánico
basado en silicio más extensamente usado) que tiene una alta permeabilidad para
todos los gases pero baja selectividad para distintos componentes, (2) polímeros
cristalinos como el poliestireno (éste se obtiene de la polimerización del estireno
monómero) que
presenta
baja
permeabilidad
pero
alta
selectividad
en
comparación con el PDMS (Strathman et al, 1986).
De acuerdo con Khanbabaei et al (2011) el PDMS ha sido descrito como la mejor
opción para una membrana selectiva de hidrocarburos en los últimos años. Este
material ha sido ampliamente investigado para la remoción de diferentes solventes
desde aire o nitrógeno.
2.5. FORMACIÓN DE BIOPELÍCULA
Una biopelícula es una comunidad de microorganismos que crecen adheridas a
una superficie o interfase rodeada de sustancias poliméricas extracelulares que
forman una matriz (Solano, et al 2014).
En la biopelícula, los microorganismos crecen protegidos del estrés ambiental,
agentes antimicrobianos, agresión de otros microorganismos, etc. El proceso de
generación de biopelículas se realiza en tres fases: (1) adhesión irreversible a la
33
superficie, (2) división bacteriana y producción de polímeros extracelulares, y
finalmente; (3) disociación de la matriz y dispersión celular (Figura 2.10).
1
2
3
Figura 2.10 Mecanismo de generación de biopelícula. (1) Adhesión
irreversible a la superficie; (2) división bacteriana y producción de polímeros
extracelulares que forman la matriz; (3) disociación de la matriz y dispersión
celular (Emeryville, 2013).
El mecanismo que genera la formación de una biopelícula se da a través de un
proceso de coordinación comunicacional entre células, denominado Quorum
Sensing (QS) que confiere a los microorganismos la capacidad de reconocer
densidades poblacionales mediante la detección de una molécula específica de
señalización que los miembros de la comunidad secretan. Cuando la densidad
poblacional es alta, la concentración de la señal en el ambiente extracelular es
suficiente para activar la respuesta (Solano, et al 2014).
Moléculas de señalización de QS presentan bajo peso molecular y pertenecen a
un amplio rango de sustancias químicas que incluye: acil-homoserinas lactonas
(AHLs), di ésteres furanosil borato (AI2), ácidos grasos cis-no saturados (DSF) y
péptidos (Solano, et al 2014).
34
La dispersión de la biopelícula permite a los microorganismos colonizar nuevos
nichos cuando existe limitación de nutrientes y los productos de desecho
comienzan a acumularse.
El transporte de masa está influenciado por la estructura de la biopelícula, de ésta
depende la disponibilidad de sustratos. El transporte de solutos es impulsado por
movimiento convectivo a través de poros, canales de agua y agregados densos.
Además, la matriz muestra un alto grado de microheterogeneidad debido a los
numerosos microambientes que coexisten en ella.
2.6 REMOCIÓN DE NITRATO Y DESNITRIFICACIÓN
La contaminación por nitrato (NO3-) en fuentes de agua se ha convertido en un
problema ambiental generado por efluentes industriales, basura y desechos
humanos. Esta sustancia es altamente tóxica y puede causar cáncer,
metahemoglobinemia (síndrome del bebé azul), hipertensión, hipertrofia de la
glándula tiroides y la eutrofización en plantas (Naik & Setty, 2012).
Durante los últimos años, la remoción de nitrato de aguas residuales, vertederos y
lixiviados a través de desnitrificación biológica se ha perfilado como una técnica
eficaz y rentable en comparación con otros procesos como: intercambio iónico,
osmosis reversa, electrodiálisis y desnitrificación catalítica (Naik & Setty, 2012),
debido al bajo costo de operación y facilidad de implementación del sistema.
La desnitrificación es un proceso de respiración anaeróbica en el cual el nitrato se
reduce. Los organismos desnitrificantes son autótrofos aeróbicos o heterótrofos
que pueden cambiar este mecanismo a uno anaeróbico cuando el nitrato es
utilizado como receptor de electrones.
35
El proceso de desnitrificación anaeróbico contiene varios intermediarios: nitrito
(NO2-), óxido nítrico (NO) y óxido nitroso (N2O) (Fig. 2.11).
Nitrato
Nitrito
Ox. Nítrico
Ox. Nitroso
Di- Nitrógeno
Nitrito
Productos acuosos
Productos gaseosos
Figura 2.11 Mecanismo general de desnitrificación anaeróbica (Farquharson
Además,
los2008).
organismos desnitrificantes requieren la presencia de materi
&
Baldock,
Además los organismos desnitrificantes requieren la presencia de materia
orgánica (fuente de carbono) para que ésta actúe como donadora de electrones.
Algunos compuestos como el metanol sirven para este propósito. Sin embargo,
éste es tóxico y sólo puede ser oxidado por organismos especializados por lo que
su uso está altamente limitado (Nerenberg, 2005).
Bajo esta perspectiva, otras moléculas orgánicas como el citrato (Rhee & Fuhs,
1978) acetato (Costa et al, 2000) y proteínas (Eisentraeger et al, 2001) son
utilizadas para donar electrones en sistemas acoplados a desnitrificación y
disminuir costos de operación en sistemas de tratamiento de aguas residuales
(Liu, 2013).
2.6.1 Hyphomicrobium vulgare
Esta bacteria gram negativa, con forma ovalada presenta una prosteca polar cuya
longitud puede variar entre 0.2 y 0.3 µm en diámetro. La prosteca es una
prolongación semi-rígida derivada de la envoltura celular que se puede extender
por ambos polos de la célula. La reproducción se produce por gemación a través
de los extremos maduros de las prostecas (hifas). Éstas se separan de la célula
“madre” generando flagelos subpolares que brindan movilidad a las células “hijas”.
Esta es una ventaja particular que les permite adherirse a superficies u otras
células para formar agregados (Garrity, 2005).
36
Estos microorganismos pueden utilizar una gran variedad de compuestos como
fuente de carbono y energía incluyendo metilamina, di y trimetilamina,
diclorometano y metilsulfato (Garrity et al, 2006; McDonald et al, 2001).
Según Holm et al (1995) y Layton et al (2000), la capacidad de desnitrificación de
Hyphomicrobium fue contrastada en condiciones anaeróbicas en presencia de
metanol y nitrato.
2.7 OXIDACION DE METANO ACOPLADA A DESNITRIFICACIÓN
El metano es una fuente de carbono alternativa muy utilizada en procesos
biológicos de desnitrificación asociados a oxidación por su amplia disponibilidad in
situ en vertederos y plantas de tratamiento (Modín, 2008).
Recientemente, la combinación de estos procesos ha sido considerada como una
alternativa eficiente de remoción de nitrato por su bajo costo. Amaral et al, 1995;
Houbron, 1999 y
Thalasso et al, 1997 sugirieron que esta asociación puede
llevarse a cabo por un consorcio de dos diferentes bacterias: metanótrofos que
sean capaces de producir compuestos orgánicos bajo condiciones limitadas de
oxígeno y desnitrificantes que utilicen los compuestos orgánicos como donadores
de electrones (Figura 2.12).
Los organismos metanótrofos pueden excretar al medio algunos compuestos
orgánicos (Amaral & Knowles, 1994; Megraw & Knowles 1989, Roy & Knowles,
1994).
La identidad de la sustancia liberada ha sido propuesta por varios autores como
metanol (Werner & Kayser, 1991; Thalasso et al, 1997), citrato (Rhee & Fuhs,
1978), acetato (Costa, et al 2000; Eisentraeger et al, 2010) proteínas (Eisentraeger
et al, 2010) y ácidos nucleicos (Linton & Buckee, 1977)
37
Asimilación
CH4 + O2
MMO
CH3OH
MD
HCHO
FD
Metanótrofos
HCOOH
FDH
CO2 + H2O
Compuestos orgánicos solubles
Acetato, Citrato, Lactato, etc.
Desnitrificantes
NO3-
RDN
NO2--
RDNI
NO
RON
N 2O
RDON
Figura 2.12 Oxidación aeróbica de metano acoplada a desnitrificación. MMO:
(Metano monooxigenesa; MD: Metanol dehisdrogenasa; FD: Formaldehído
deshidrogenasa;
FDH:
Formato
deshidrogenasa;
RDN:
Reductasa
disimilatoria de NO3-; RDNI: Reductasa disimilatoria de nitrito; RON:
Reductasa de óxido nítrico; RDON: Reductasa disimilatoria de ox. Nitroso
(Modín, 2007).
Aunque el proceso de desnitrificación no ha sido determinado en metanótrofos,
éstos participan indirectamente liberando compuestos orgánicos que pueden ser
utilizados como donadores de electrones y consumiendo el oxígeno del medio,
creando microambientes anóxicos favorables para esta condición (Amaral et al,
1995; Knowles, 2005).
La asociación entre bacterias metanotróficas y desnitrificantes ha sido corroborada
por varios autores: Rhee & Fuhs (1978) aislaron por primera vez bacterias
(Methylomonas
y Pseudomonas stutzeri) de una columna de lecho fluidizado
operada con metanol en una planta de tratamiento de aguas residuales. Los
-
N2 + OH + CO2
38
resultados del proceso demostraron la presencia de citrato en el medio,
concluyendo que organismos desnitrificantes reducen nitrato usando el citrato
liberado por los metanótrofos en el proceso de oxidación de metano a metanol.
Meschner & Hamer (1985) estudiaron asociaciones de Hyphomicrobium sp en
cultivos mixtos de metanótrofos bajo condiciones de oxígeno, metano y helio. El
espacio cabeza en los ensayos reveló consumo de metano, oxígeno, nitrato y
producción de nitrógeno molecular.
Eisentraeger et al, 2001 utilizaron cultivos mixtos, demostrando consumo de
metano, remoción de nitrato y producción de nitrito, óxido nitroso y nitrógeno
molecular.
Modin, et al (2007) establecieron un modelo hipotético sobre el flujo de electrones
en un sistema aeróbico de oxidación de metano acoplado a desnitrificación,
asumiendo que el metanol es el metabolito orgánico liberado por metanótrofos. A
partir de esta teoría, se plantearon dos ecuaciones estequiometricas (1) - (2) que
describen el proceso de oxidación de metano a partir del número de electrones.
3CH4 + 3O2 + 6H+ + 6ē
CH3OH + H2O
3CH3OH + 3H2O
CO2 + 6H+ + 6ē
(1)
(2)
La oxidación de un mol de metano a metanol está mediada por la enzima metano
monooxigenasa y requiere de 2 ē por cada mol de metano (1), mientras que en el
proceso completo de oxidación de CH3OH a CO2 participan otras enzimas que son
responsables de la formación de energía y asimilación de biomasa, produciendo 6
ē por mol de metanol (2).
Tomando en cuenta que el sistema de oxidación de metano acoplado a
desnitrificación ha sido demostrado por varios autores, Osaka, et al 2008
identificaron las poblaciones microbianas que intervienen en la desnitrificación
dependiente de metano (DDM) en muestras de lodos activados de plantas de
tratamiento, mediante al análisis de polimorfismos de longitud de fragmentos de
39
restricción en el gen 16Sr RNA combinado con ADN-SIP5, revelando una
asociación predominante de organismos metanotrófos y metilotróficos apoyando la
teoría que Methylococcaceae y Hyphomicrobiaceae son las comunidades
microbianas ideales en los sistemas con DDM.
Liu, et al (2013) corroboraron la información filogenética sobre poblaciones
microbianas en sistemas de oxidación de metano acoplados a desnitrificación en
condiciones micro-aeróbicas utilizando marcadores funcionales como el gen
pmoA, que codifica para la subunidad α de la enzima metano monooxigenasa
particulada (pMMO) e identifica bacterias metanotróficas (Holmes, et al 1995),
mientras que el gen nirK que codifica para la enzima nitrito reductasa determina la
reducción de NO2- a NO- y actúa como un marcador funcional de bacterias
desnitrificantes.
5
Sondeo de isótopos estables de ADN
40
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 MATERIALES
Equipos










Cromatógrafo Perkin Elmer Clarus® 500 (Columna Equity-1)
Sensor infrarrojo IR Dräger X-am® 5600
Bomba peristática Masterflex® 115 VAC
Electrodo de pH Hanna® HI 111
Espectrofotómetro Shimadzu UV-150-02
Rotámetros Cole-Parmer® 65mm (0-1 L min-1)
Termocirculador Techne®
Incubadora Mermmet® BE-500
Balanza analítica OHAUS EP64
Shaker Thermo Scientisit Shz-82a
Programas computacionales

Statdisk 10.1 (EEUU)
Reactivos
















Sulfato de magnesio heptahidratado (MgSO4* 7H2O) (Sigma, EEUU)
Cloruro de calcio hexahidratado (CaCl2*6H2O) (Sigma, EEUU)
Nitrato de potasio (KNO3) (Sigma, EEUU)
Fosfato de potasio monobásico (KH2PO4) (Sigma, EEUU)
Fosfato disódico dodecahidratado (Na2HPO4*12H2O), Merck (Alemania)
Sulfato de cobre heptahidratado (CuSO4*7H2O) (Sigma, EEUU)
Cloruro férrico (FeCl3), Merck (Alemania)
Ácido etildiaminotetraacético (EDTA), Merck (Alemania)
Ácido clorhídrico (HCl), Merck (Alemania)
Sulfato de hierro heptahidratado (FeSO4* 7H2O) (Sigma, EEUU)
Sulfato de zinc heptahidratado (ZnSO4* 7H2O) (Sigma, EEUU)
Cloruro de manganeso tetrahidratado (MnCl2*4H2O) (Sigma, EEUU)
Cloruro de Calcio dihidratado (CaCl2*2H2O) (Sigma, EEUU)
Ácido trioxobórico (H3BO3), Merck (Alemania)
Cloruro de cobalto hexahidratado (CoCl2*6H2O) (Sigma, EEUU)
Cloruro de calcio dihidratado (CaCl2*2H2O) (Sigma, EEUU)
41









Cloruro de níquel hexahidratado (NiCl2*6H2O) (Sigma, EEUU)
Molibdato sódico dihidratado (Na2MoO4*2H2O), Merck (Alemania)
Fosfato dipotásico (K2HPO4) (Sigma, EEUU)
Metanol (MeOH), Merck (Alemania)
Etanol (EtOH), Merck (Alemania)
Metano (99.9% pureza), Indura (Chile)
Test nitratos MQuant® (NO3-), Merck (Alemania)
Test nitritos MQuant® (NO2-), Merck (Alemania)
Ácido aminosulfúrico, Merck (Alemania)
Cepas microbianas:


Methylomicrobium album (ATCC® 33003TM)
Hyphomicrobium vulgare (ATCC® 27499TM)
Membrana:

Membrana hidrofóbica de polidimetilsiloxano (PDMS). Institut für Polymer
forschung. Berlín, Alemania.
Área efectiva: 80[cm]2
Reactor:

Reactor con módulos de polietileno y cobertura de acrílico.
Dimensiones: 29.4 [cm] largo; 12.0 [cm] ancho
Área externa: 352.8 [cm]2
Volumen de cada módulo: 40[cm]3.
42
3.2 METODOLOGÍA ANALÍTICA
3.2.1. Determinación de la concentración celular de Methylomicrobium
álbum en matraces
La biomasa presente en los matraces fue calculada con un espectrofotómetro
Shimadzu UV-150-02 con una longitud de onda de 600 [nm] y valores de
absorbancia entre 0.2 y 0.6. Éstos fueron contrastados en una curva de calibrado
junto con la concentración celular cuyo rango estuvo entre 0.10 y 0.25 [g L -1].
Cada muestra fue cuantificada por triplicado. Las condiciones de incubación de los
matraces fueron 30 C° y 200 rpm.
3.2.2.
Determinación de la concentración de metano (CH4) y dióxido de
carbono (CO2) en matraces mediante cromatografía de gases
Las concentraciones gaseosas en el espacio-cabeza de cada matraz fueron
evaluadas usando el Cromatógrafo Perkin Elmer Clarus® 500 equipado con un
detector de conductividad térmica (TCD). Los gases fueron identificados mediante
una columna Equity-1 con un sistema de inyección a 250 [°C]. El Helio fue el gas
portador con un flujo de 25 [ml min-1].
Los tiempos de retención para metano y dióxido de carbono fueron 2,44 [min] y
4,12 [min] respectivamente.
Los resultados se representaron mediante un cromatograma que relacionó el
porcentaje de área de los gases con una muestra de gas estándar que contenía
15% de CH4 y 30% CO2.
La concentración de cada gas se calculó utilizando la siguiente ecuación:
Donde:
Xgas: Fracción volumétrica del gas
43
P: Presión del sistema [atm]
PMgas: Peso molecular del gas [g mol-1]
R: Constante universal de los gases [atm L mol-1 K-1]
T: Temperatura del sistema [K].
3.2.3
Determinación de la concentración de gases en el reactor de
membrana con biopelícula utilizando un detector de gases infrarrojo
El metano y dióxido de carbono fueron cuantificados a la entrada (E) y salida (S)
de la recámara gaseosa del reactor a distintas condiciones de flujo (0.1; 0.4 y 0.9 L
min-1) con una concentración inicial de metano (5%) y tiempos de residencia (24, 6
y 2,7 s) respectivamente. La concentración de estos gases se calculó como la
diferencia entre la E y S a distintos tiempos de operación. El equipo utilizado fue el
detector de gases Dräger X-am® 5600 equipado con un sensor infrarrojo IR. El
resultado de cada gas se expresó en [% v/v].
3.2.4
Determinación de la concentración de metanol en el medio de cultivo
de Hyphomicrobium vulgare
Para la cuantificación del metanol se construyó una curva de calibrado mediante
una solución madre de metanol de 39,5 [g L -1]. De esta solución se realizaron 8
diluciones (0.20 - 1.6 [g L-1]) por duplicado que se mezclaron con una
concentración de 1,58 [g L-1] de etanol (estándar interno) para una razón final de
muestra 1:1.
La concentración de metanol fue determinada mediante la evaporación de este
compuesto a través del FID (Detector de ionización de llama) a 200 °C
incorporado en el Cromatógrafo Perkin Elmer Clarus® 500. La columna utilizada
fue Equity-1 y el gas portador Nitrógeno con un flujo de 5 [ml min -1] con un sistema
de inyección a 200 [°C]. El tiempo de retención del metanol y etanol fue de 1,7 y
1,9 [min] respectivamente. Finalmente se graficó la relación de área entre
metanol/etanol vs la concentración de metanol para obtener una pendiente cuya
ecuación cuantifica el metanol presente en la muestra. Estos datos se describen
en el Apéndice A y B.
44
Tomando en cuenta la concentración total y consumo de metanol presente en la
muestra se obtuvo la concentración de biomasa mediante la ecuación de
rendimiento de sustrato en biomasa descrita por Wilkinson (1974) para dinámica
poblacional entre especies consumidoras de hidrocarburos y alcoholes.
Yx/s= 0,3 g Hyphomicrobium/g metanol consumido
3.2.5 Cuantificación de iones nitrato con el método colorimétrico MQuant®
La concentración de nitratos en la muestra se determinó semi-cuantitativamente
mediante tiras de ensayo que se compararon visualmente con una escala
colorimétrica que posee 7 concentraciones de nitrato establecidas (Figura 3.1).
Las tiras se utilizaron en muestras extraídas de la salida de fase líquida (por
duplicado) a 30 °C evaluadas a distintos tiempos de operación.
Muestras con concentraciones mayores a 500 [mg L-1] fueron diluidas y analizadas
tomando en cuenta este factora:
a
Resultado del análisis = valor de medición * factor de dilución
Se añadieron 5 gotas de ácido aminosulfúrico para eliminar los iones nitritos
interferentes en la muestra.
MQuantTM
0
10
25
50
100
-1
(mg L
Figura 3.1
nitratos.
250
500
NO3-)
45
3.2.6 Cuantificación de iones nitrito con el método colorimétrico MQuant®
Los iones nitrito fueron evaluados en las mismas muestras extraídas para
determinar nitrato, mediante la prueba de coloración semi-cuantitativo que
describió la presencia de iones nitrito mediante una reacción de color rojo
anaranjado. La escala colorimétrica indica 6 valores establecidos que varían entre
0 y 3 [g L-1] (Figura 3.2). Al igual que en la cuantificación de nitrato, las muestras
con concentraciones mayores a este valor fueron diluidas y analizadas tomando
en cuenta esta correccióna.
0
0,1
0,3
0,6
(g L
-1
1,0
2,0
3,0
NO2-)
Figura 3.2 Graduación de la escala colorimétrica para cuantificación de
nitritos.
46
3.3. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL
3.3.1 Experiencias en matraces
Se realizaron cultivos microbianos en 8 matraces de 125 [ml] con válvulas
mininert® para evaluar la biooxidación de metano y crecimiento celular durante 96
horas (4 días).
En esta etapa se utilizaron 20 [ml] de medio de cultivo NMS suplementado con 5.6
µM de CuSO4*7H2O (Tabla 3.1; 3.2 y 3.3) para asegurar la expresión de la enzima
pMMO en metanótrofos, y 10 [ml] de inóculo (Methylomicrobium album ATCC®
33003).
Tabla 3.1: Medio de cultivo NMS modificado
Elementos
Concentración
MgSO4* 7H2O
1 [g L-1]
CaCl2*6H2O
0,20 [g L-1]
Solución quelada Hierro
2 [ml]
KNO3
1 [g L-1]
KH2PO4
0,272 [g L-1]
Solución traza
0,5 [ml]
Na2HPO4*12H2O
0,717 [g L-1]
CuSO4*7H2O
0,00152 [g L-1]
Tabla 3.2: Solución quelada de Hierro (Medio NMS)
Elementos
Concentración
Fe Cl3
0,1 [g]
EDTA
0,20 [g]
HCl
0,3 [ml]
Agua destilada
100 [ml ]
47
Tabla 3.3: Solución traza (Medio NMS)
Elementos
Concentración [mg L-1]
EDTA
500
FeSO4*7H2O
200
ZnSO4*7H2O
10
MnCl2*4H2O
3
H3BO3
30
CoCl2* 6H2O
20
CaCl2* 2H2O
1
NiCl2* 6H2O
2
Na2MoO4*2H2O
3
La inoculación se llevó a cabo en la campana de flujo laminar, donde el material a
utilizar fue desinfectado durante 20 minutos bajo luz ultravioleta. La concentración
inicial del cultivo fue 0.1 [g L-1].
En cada matraz se generó una atmósfera de 50% metano y 50% aire inyectados a
través de las válvulas mininert® e incubados a 200 rpm y 30°C. La biomasa fue
calculada por densidad óptica a 600 nm durante varios puntos de medición.
A continuación se analizó la cinética de crecimiento y se realizó un cultivo
posterior que fue utilizado para inocular el reactor al alcanzar los ¾ de la fase
exponencial.
3.3.2
Implementación del reactor de membrana
El reactor a escala laboratorio fue diseñado usando una membrana hidrofóbica de
polidimetilsiloxano (PDMS) con un área efectiva de 80 cm2. La membrana divide la
fase líquida y gaseosa creando dos módulos en el reactor. El volumen total de
cada módulo es de 40 [cm]3. Se recirculó el medio de cultivo a un flujo de 5 ml min1
, el tiempo de residencia fue de 6 [s] y el flujo inicial de gas fue 0.4 [L min-1] con
una mezcla de ~5% metano y 95% aire a través de un mezclador de [8,6 L].
48
Los puntos de muestreo estuvieron ubicados a la entrada y a la salida del sistema
(Figura 3.3). Se utilizó un sensor infrarrojo para determinar la medición de metano
a la entrada y salida del reactor. Este sistema permitió establecer un sistema
continuo (respecto a la fase gaseosa) mientras que el medio de cultivo se recirculó
permanentemente
para
suministrar
los
nutrientes
necesarios
a
los
microorganismos adheridos a la membrana.
Figura 3.3 Diseño del sistema de implementación continuo para biooxidación
de metano en un reactor de membrana: 1. Línea Metano, 2. Línea Aire, 3.
Rotámetro, 4. Mezclador, 5. Manómetro, 6. Membrana, 7. Toma de muestra, 8.
Bomba peristáltica, 9. Medio Líquido, 10. Termocirculador.
3.3.3 Establecimiento de la biopelícula metanotrófica
Durante la formación de la biopelícula sobre la membrana se utilizaron 300 [ml] de
medio de cultivo NMS y 60 [ml] de inóculo con una concentración de 0,45 [g L -1]
que recircularon constantemente a través de una bomba peristáltica Masterflex® a
un flujo de 5 [ml min-1].
El cultivo mantuvo una temperatura de 30°C en agitación continua. La corriente
gaseosa estuvo compuesta por un ~5% de metano circulando a un flujo de 0.4 [L
min.1].
49
Esta fase se mantuvo durante 3 meses (90 días) hasta que se obtuvo una
biopelícula uniforme a lo largo de la membrana (Figura 3.4).
Figura 3.4 Sistema de biooxidación de metano utilizando una biopelícula
metanotrófica.
Tras la formación completa de la biopelícula se utilizaron tres flujos de entrada
(0,1; 0,4 y 0,9) [L min-1] y tiempos de residencia de (24, 6 y 2.7 [s]) en la corriente
gaseosa para determinar el comportamiento cinético del reactor a distintos flujos.
Cada experiencia tuvo una duración de 3 días y se realizaron pruebas por
duplicado. Las muestras se tomaron desde el punto de entrada y salida gaseosa
del reactor. Una vez que se obtuvieron los resultados, se analizó la capacidad
específica de remoción [g CH4 m-2 h-1], la eficiencia de remoción [%], el tiempo de
residencia y la carga de entrada específica [g CH4 m-2 h-1].
Las ecuaciones se encuentran descritas en el Apéndice C. Estos valores fueron
registrados hasta que el sistema se estabilizó, es decir, alcanzó valores
constantes a través del período de evaluación (Tabla 3.4)
50
Tabla 3.4 Parámetros evaluados para cada condición de flujo durante el
establecimiento de la biopelícula metanotrófica.
Parámetros
Unidades
Capacidad específica de remoción
[g CH4 m-2 h-1]
Eficiencia de remoción
[%]
Carga específica de entrada
[g CH4 m-2 h-1]
Tiempo residencia
[s]
Tiempo estabilización
[H]
3.3.4 Experiencias de crecimiento anaeróbico de Hyphomicrobium vulgare
Se realizaron 6 cultivos bacterianos de Hyphomicrobium vulgare (ATCC®
27499TM) tomando en cuenta las recomendaciones de ATCC® para activación de
cultivos liofilizados:
1. Usando una pipeta Pasteur, añadir asépticamente 0.5 [ml] del medio de
cultivo recomendado para crecimiento al material liofilizado. Mezclar bien.
2. Transferir la suspensión entera a un tubo de prueba que contenga de 5 a 6
[ml] del medio de cultivo recomendado. Adicionalmente, transferir algunas
gotas de la suspensión a un cultivo inclinado de agar.
3. Incubar los cultivos bajo la temperatura apropiada y condiciones
atmosféricas de acuerdo a las especificaciones de ATCC. Adicionalmente
los tubos de prueba pueden ser inoculados transfiriendo 0.5 [ml] de los
cultivos primarios a cultivos secundarios adicionales.
51
4. Después de la recuperación, algunas cepas bacterianas pueden exhibir una
fase de latencia larga. Estas cepas podrían requerir un período de
incubación extendido.
5. Posteriormente, se inocularon tubos de ensayo de 25 [ml] con 10 [ml] de
medio de cultivo de Hyphomicrobium modificado (Tabla 3.5) y 2 [ml] de
inóculo proveniente del proceso de activación realizado previamente.
Tabla 3.5 Medio de cultivo de Hyphomicrobium
Elemento
Concentración
KH2PO4
3 [g L-1]
K2HPO4
3 [g L-1]
MgSO4*7H2O
0.5 [g L-1]
KNO3
3 [g L-1]
FeSO4*7H2O
0.01 [g L-1]
Metanol
2 [ml]
3.3.5 Establecimiento de la biopelícula mixta
Una vez que se estableció el comportamiento cinético de reactor y los valores
máximos de cada variable con la biopelícula metanotrófica, se ingresó al sistema
el microorganismo desnitrificante para el desarrollo de la biopelícula mixta es
decir, organismos metanótrofos y desnitrificantes capaces de interactuar sobre la
biooxidación de metano. El volumen de inóculo fue 60 [ml] con una concentración
inicial de 0,67 [g L-1].
El sistema recirculó el medio de cultivo con ambos microorganismos durante 1
semana. A partir de este tiempo, se realizaron 2 cultivos posteriores para
52
garantizar la adherencia de los organismos desnitrificantes a las zonas
anaeróbicas del reactor.
Posteriormente, se realizaron cultivos por duplicado para las tres condiciones de
flujos establecidas anteriormente (0,1; 0,4 y 0,9) [L min-1] en las cuales se
evaluaron los parámetros descritos en el punto 3.3.3.
3.3.6
Variación de las concentraciones de nitrato (NO3-) en la oxidación de
metano
Se establecieron dos diferentes concentraciones de nitrato (1 y 2) [g L-1] en el
medio de cultivo para determinar su influencia sobre la velocidad de oxidación de
metano al actuar como receptor de electrones en el proceso de desnitrificación y
como fuente de nitrógeno para organismos metanótrofos. Éstas se evaluaron sólo
para dos condiciones de flujo (0,4 y 0,9) [L min-1] debido a la baja carga específica
de entrada y los resultados similares entre la biopelícula metanotrófica y mixta
para la condición de flujo 0,1 L min-1. Para las condiciones restantes se analizaron
las variables establecidas en el punto 3.3.3 (por duplicado) tomando en cuenta
cada punto de medición registrado anteriormente para la biopelícula metanotrófica.
La comparación de las experiencias podría demostrar una dinámica poblacional
competitiva como respuesta a la necesidad de nitrato como nutriente esencial para
cada microorganismo.
4. Resultados
53
4. RESULTADOS
4.1 BIO-OXIDACIÓN DE METANO EN MATRACES
Para conocer la capacidad de oxidación de metano de Methylomicrobium álbum
se realizaron cultivos en medio NMS con 5.6 µM de CuSO4* 7H2O y una atmósfera
controlada de 50% metano y 50% aire. La cinética de crecimiento de esta
experiencia fue seguida durante 96 horas (4 días) alcanzando la biomasa un valor
de 0,62 g L-1. La concentración inicial de metano fue de 0,84 g L -1, la cual fue
decreciendo hasta alcanzar un valor final de 0,25 g L -1. El 70,23% del metano se
consumió en 96 horas, mientras que el CO2 fue aumentando su concentración
como producto del proceso de bio-oxidación del sustrato hasta alcanzar un valor
de 0,30 g L-1. El rendimiento de sustrato en biomasa (Yx/s) fue 0,22 [g biomasa g-1
CH4].
En la figura 4.1 se presenta de la cinética de crecimiento.
1,0
0,8
0,6
0,4
CO2 (g L-1)
Metano (g L-1)
0,6
0,4
Biomasa (g L--1)
0,8
0,2
0,2
0,0
0,0
0
20
40
60
80
100
Tiempo (Horas)
Figura 4.1 Cinética de crecimiento de Methylomicrobium álbum (
consumo de metano (
) y generación de CO2 (
) en matraces.
),
54
4.2 ESTABLECIMIENTO DE LA BIOPELÍCULA METANOTRÓFICA
4.2.1 Comportamiento cinético del reactor de membrana
Para determinar el comportamiento cinético del reactor se determinó el efecto de
la carga específica de entrada [g CH4 m-2 h-1] sobre la capacidad específica de
remoción [g CH4 m-2 h-1] y eficiencia de remoción [%]. El tiempo de residencia
quedó determinado por el flujo de operación. La concentración de metano se
mantuvo constante en la fase gaseosa en ~5% (v/v) (0,15 g CH4 m-2).
Bajo la primera condición de flujo de gas 0,1 [L min-1] el reactor alcanzó una
capacidad específica de remoción de 2,97 [g CH4 m-2 h-1] y una eficiencia de
remoción de 13,21% luego de 120 horas continuas de operación (5 días) (Figura
4.2), siendo éste el tiempo más largo de estabilización en comparación con otras
condiciones de flujo. Luego de las 120 horas se mantuvieron los valores máximos
de capacidad específica de remoción y eficiencia. Estos fueron los valores más
3,0
16
14
2,5
12
2,0
10
1,5
8
6
1,0
Eficiencia de Remoción (%)
.
Capacidad de Remoción específica (g CH4m-2h-1)
bajos de todos los ensayos realizados
4
0,5
2
0,0
0
0
20
40
60
80
100
120
140
Tiempo (horas)
Figura 4.2 Capacidad de remoción específica (((
remoción (
) para la condición de flujo 0,1 L min
) y eficiencia de
-1
4. Resultados
55
La carga de entrada específica y tiempo de residencia de los ensayos se
calcularon en base al flujo de entrada del sustrato gaseoso (m 3 h-1) y volumen del
reactor (m3) considerando la membrana. De acuerdo a estas variables, la carga de
entrada específica y el tiempo de residencia fueron 22,5 [g CH4 m-2 h-1] y 24 [s]
respectivamente,
En el caso de la segunda condición de flujo 0,4 [L min-1], manteniendo una
concentración de metano de ~5% (v/v) (0,15 g CH 4 m-2), la capacidad de remoción
del sistema fue 15,72 [g CH4 m-2 h-1] y la eficiencia de remoción alcanzó un valor
18
20
16
14
15
12
10
10
8
6
5
4
Capacidad de Remoción específica (gCH4 m-2h-1)
de 15,09% (Figura 4.3).
2
0
0
0
20
40
60
80
100
Tiempo (Horas)
Figura 4.3 Capacidad de remoción específica (
(
) y eficiencia de remoción
) para la condición de flujo 0,4 L min-1.
Ambas variables aumentaron en relación a la primera condición de flujo. El tiempo
de estabilización del sistema fue 72 horas y después de este tiempo los
parámetros permanecieron constantes. La carga específica y tiempo de residencia
de esta experiencia fueron 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y 6 [s] respectivamente.
56
Para el caso de la condición de flujo más alta: 0,9 L min-1 y manteniendo la
concentración de metano de ~5% (v/v) (0,15 g CH4 m-2), los valores de capacidad
de remoción específica y eficiencia de remoción fueron: 34,29 [g CH4 m-2 h-1] y
40
20
30
15
20
10
10
Capacidad de Remoción específica (g CH 4m-2h-1)
16,66% respectivamente (Figura 4.4).
5
0
0
0
10
20
30
40
50
60
Tiempo (Horas)
Figura 4.4 Capacidad de remoción específica (
(
) y eficiencia de remoción
-1
) para la condición de flujo 0,9 L min .
El tiempo de estabilización fue 48 horas (2 días), el menor de todas las
experiencias. En este caso, la carga de entrada específica fue la más alta
registrada de todos los ensayos 205,87 [g CH4 m-2 h-1], mientras que el tiempo de
residencia fue menor, con un valor de 2,7 [s].
La carga de entrada específica se contrastó con la capacidad de remoción
específica de cada ensayo para determina la influencia del flujo de entrada
gaseoso (0,1; 0,4 y 0,9 L min-1) sobre la capacidad de remoción del sistema.
4. Resultados
57
La eficiencia de remoción de la biopelícula metanotrófica fue comparada con una
curva de operación con un 100% de remoción. Los resultados se presentan en la
Capacidad de remoción específica [g CH4 m-2 h-1]
Figura 4.5.
40
100 % remoción
30
16 % remoción
20
10
0
0
50
100
150
200
Carga específica de entrada [g CH4 m-2 h-1]
Figura 4.5 Carga de entrada específica y eficiencia de remoción específica
para cada condición de flujo (0,1; 0,4 y 0,9 L min-1).
Finalmente, los resultados de las variables evaluadas en la fase de
establecimiento de la biopelícula se resumen en la Tabla 4.1.
58
Tabla 4.1 Comportamiento cinético de reactor para cada condición de flujo y
una concentración de metano de 0,15 g CH4 m-2.
Flujo de entrada gaseoso (L min-1)
Capacidad
de
remoción
específica [g CH4 m-2 h-1]
Eficiencia de remoción [%]
Carga de entrada específica
[g CH4 m-2 h-1]
0,1
0,4
0,9
2,97
15,09
34,29
13,23
15,72
16,66
22,56
95,76
205,87
4. Resultados
59
4.3. CRECIMIENTO ANAERÓBICO DE Hyphomicrobium vulgare
La cinética de crecimiento se evaluó en un período de 36 horas (1,5 días)
alcanzando un valor de 0,90 g/L de biomasa (Figura 4.6). El 20,66% del metanol
se consumió en 36 horas. Los cultivos de
Hyphomicrobium crecieron
anaeróbicamente para garantizar el proceso de desnitrificación.
No se observó incremento de biomasa ni consumo de metano después del
período de evaluación. Al determinar la cinética se estableció el tiempo necesario
para alcanzar los ¾ de la fase exponencial, dato importante para la inoculación del
reactor. El establecimiento de la biopelícula mixta tuvo una duración de tres
semanas.
13
1,0
0,8
0,6
11
0,4
Biomasa (g L-1)
Metanol (g L-1)
12
10
0,2
9
0,0
0
10
20
30
40
Tiempo (h)
Figura 4.6 Cinética de crecimiento de Hyphomicrobium vulgare (
consumo de metanol como sustrato (
).
) y
60
4.4
VARIACIÓN DE LAS CONCENTRACIONES DE NO3- EN LA
OXIDACIÓN DE METANO
En esta etapa se evaluaron dos concentraciones iniciales de nitrato 1 y 2 [g L -1] en
el medio líquido y dos flujos de gas (0,4 y 0,9) [L min -1] con una concentración de
metano de ~5% (v/v)
(0,15 g CH4 m-2)
para establecer si la presencia de
organismos desnitrificantes tiene algún efecto sobre la velocidad de oxidación de
metano.
Las variables que se evaluaron fueron capacidad específica de remoción [g CH4
m-2 h-1], eficiencia de remoción [%]. El efecto de cada concentración de NO3- y
condición de flujo se evaluó en ensayos por duplicado. La figura 4.7 describe los
parámetros correspondientes para cada condición.
Figura 4.7 Esquema general de las condiciones de flujo, carga de entrada
específica y concentraciones de nitrato para cada ensayo.
4. Resultados
4.4.1
61
específica 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min-1].
Las concentraciones de NO3- y NO2- se determinaron en los mismos períodos que
los ensayos anteriores para esta condición. Durante el proceso de desnitrificación
con una concentración inicial de 1 [g L-1] se observó una mayor capacidad de
remoción específica y eficiencia de remoción en el sistema. Sin embargo, a las 48
horas se observó un descenso considerable en la concentración de nitritos (< 0.1
[g L-1]) que lo llevo al límite de detección del sistema colorimétrico de medición
(Figura 4.8)
Al aumentar la concentración inicial de nitrato a 2 [g L-1], se registró desnitrificación
hasta las 48 horas de evaluación. Después de este tiempo (72 horas), el sistema
colorimétrico de cuantificación no evidenció desnitrificación (Figura 4.9)
1,2
0,4
0,3
0,8
0,6
0,2
0,4
Concentración de NO2
Concentración incial de NO3
1,0
0,1
0,2
0,0
0,0
0
10
20
30
40
50
Tiempo [H]
Nitrato (NO3)
Nitrito (NO2)
metano y desnitrificación de la biopelícula mixta en el reactor con una
condición de flujo de 0,4 L min-1 y una concentración inicial de 1 [g L-1] NO3-.
62
Concentración inicial de NO 3 [g L-1]
2,0
0,3
1,5
0,2
1,0
Concentración de NO2 [g L-1]
0,4
0,1
0,5
0,0
0,0
0
20
40
60
Tiempo [H]
Nitratos (NO3-)
Nitritos (NO2-)
En el caso de la variable capacidad de remoción específica, los puntos de
medición fueron los mismos utilizados para los ensayos anteriores realizados a
esta condición de flujo. A las 24 horas, con una concentración inicial de 1 [g L -1],
se observaron incrementos de esta variable alcanzando 6,75 [g CH 4 m-3 h-1] en
comparación con los 6,37 [g CH4 m-2 h-1] de la biopelícula metanotrófica. Después
de este tiempo no se registraron cambios en las variables evaluadas.
Al incrementar la concentración inicial de nitrato a 2 [g L -1], esta variable alcanzó
valores superiores para los tiempos de operación 12, 24 y 48 horas en
comparación con los ensayos anteriores, lo que concuerda con la extensión del
tiempo de desnitrificación (Tabla 4.2 y Figura 4.10) y el efecto de éste sobre la
velocidad de oxidación de metano. Después de las 48 horas no se registró
4. Resultados
63
desnitrificación y los valores para la variable capacidad de remoción específica
fueron iguales a los establecidos en la biopelícula metanotrófica.
Tabla 4.2 Capacidad de remoción específica para una carga de entrada
específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.4 [L min-1].
Tiempo
[H]
Biopelícula
metanotrófica
[g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula mixta
1g L-1 [ NO3-]
[g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula mixta
2 g L-1 [ NO3-]
[g CH4 m-2 h-1]
12
3,25
3,3+1.5%
3,87+19%
24
6,37
6,75+6%
6,94+9%
48
13,56
13,56+0%
14,10+4%
72
15,05
15,06+0%
15,06+0%
64
16
14
12
10
8
6
4
2
0
12
24
48
Tiempo [H]
72
Biopelícula metanotrófica
Biopelícula mixta 1 [g NO3 L-1]
biopelícula metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L -1] y 2
[g L-1] de NO3- para una carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y
un flujo de 0.4 L min-1.
En el caso de la eficiencia de remoción (Tabla 4.3), se observaron valores
superiores en la actividad de la biopelícula mixta con 1 [g L -1] a las 12 y 24 horas
de operación, mientras aún existía desnitrificación, en comparación con la
biopelícula metanotrófica, sin embargo los mejores resultados se registraron con la
concentración inicial de nitrato 2 [g L-1] a las 48 horas de operación (Figura 4.11).
Después de este tiempo no se registró desnitrificación para 2 [g L -1] de nitrato y los
valores de esta variable fueron iguales a los establecidos por la biopelícula
metanotrófica.
4. Resultados
65
Tabla 4.3 Eficiencia de remoción para una carga de entrada específica de
95,76 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.4 [L min-1].
Tiempo
[H]
Biopelícula
metanotrófica
[%]
Biopelícula mixta
1g L-1 [ NO3-]
[%]
Biopelícula mixta
2 g L-1 [ NO3-]
[%]
12
3,52
3,87+10%
4,03+14.4%
24
6,65
6,86+3.1%
7,25+9%
48
14,02
14,02+0%
14,71+5%
72
15,72
15,72+0%
15,72+0%
18
Eficiencia de remoción (%)
16
14
12
10
8
6
4
2
0
12
24
48
72
Tiempo [H]
Biopelícula mixta 1[g NO3 L-1]
Biopelícula mixta 2 [g NO3 L-1 ]
metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L-1] y 2 [g L-1] de
NO3- para una carga de entrada específica 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de
0.4 L min-1.
66
4.4.2
específica 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 L min-1
En este primer ensayo se utilizó un flujo de entrada de 0,9 L min -1 y una
concentración inicial de nitrato de 1 [g L-1]. El período de desnitrificación se
registró hasta las 24 horas de evaluación del sistema. A partir de este tiempo no
se observó desnitrificación, según la escala colorimétrica para cuantificación de
NO2- (Figura 4.12). En el segundo ensayo se utilizó una concentración inicial de
NO3- de 2 [g L-1] y se registró un mayor tiempo de desnitrificación (72 horas) que el
ensayo anterior. Sin embargo, al comparar estos resultados con los obtenidos
para la condición de flujo 0.4 L min-1, se pudo observar que a mayor flujo, mayor
consumo de nitrato, sin variación en las concentraciones de nitrito detectadas en
el sistema (Figura 4.13).
0,4
1,0
0,3
0,8
0,6
0,2
0,4
0,1
Concentración de NO2 [g L-1]
Concentración inicial de NO3 [g L-1]
1,2
0,2
0,0
0,0
0
10
20
30
40
50
Tiempo [H]
Nitrato (NO3-)
Nitrito (NO2-)
4. Resultados
67
2,0
1,5
0,2
1,0
0,1
Concentración de NO2
Concentración inicial de NO 3
0,3
0,5
0,0
0,0
0
20
40
60
Tiempo [H]
Nitratos (NO3-)
Nitritos (NO2-)
Tomando en cuenta la capacidad de remoción específica, se evaluaron los
cambios en la actividad de la biopelícula mixta a 1 y 2 [g NO 3 L-1] en comparación
con la biopelícula metanotrófica.
Para el ensayo con la concentración inicial más baja de NO3- se registraron
incrementos en los valores de esta variable a las 12 y 24 horas de operación
alcanzando 11,74 y 12,55 [g CH4 m-3 h-1] respectivamente. En el caso del ensayo
con 2 [g L-1], el valor máximo alcanzado fue las 48 horas de desnitrificación (37,32
[g CH4 m-2 h-1]), siendo éste valor superior a los observados en los ensayos
anteriores (Tabla 4.4 y Figura 4.14)
68
específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 [L min-1]
Biopelícula
metanotrófica
[g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula mixta
1g L-1 [NO3-]
[g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula mixta
2 g L-1 [ NO3-]
[g CH4 m-2 h-1]
12
10,42
11,74+12.66%
12,55+20.44%
24
19,00
20,38+7.26%
21,73+14.36%
48
34,29
34,29+0%
37,32+8.83%
72
34,29
34,29+0%
34,29+0%
Tiempo
[H]
40
30
20
10
0
12
24
48
Tiempo [H]
72
biopelícula metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L -1] y 2
4. Resultados
69
[g L-1] de NO3- para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1]
y un flujo de 0.9 L min-1.
Para la eficiencia de remoción se registraron incrementos durante el período de
desnitrificación durante la actividad de la biopelícula mixta con una concentración
inicial de 2 [g L-1] en comparación con los ensayos anteriores (Tabla 4.5 y Figura
4.15). Los ensayos con 0.9 L min-1y 2 [g NO3- L-1] presentaron los mejores
resultados para ambas variables.
205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 [L min-1]
Tiempo
[H]
Biopelícula
metanotrófica
[%]
Biopelícula mixta
1g L-1 [ NO3-]
[%]
Biopelícula mixta
2 g L-1 [ NO3-]
[%]
12
5,06
5,69+12.45%
6,11+20.75%
24
9,17
9,91+20.75%
10,54+14.94%
48
16,66
16,66+0%
18,14+8.88%
72
16,66
16,66+0%
16,66+0%
70
Eficiencia de remoción (%)
20
15
10
5
0
12
24
48
72
Tiempo [H]
Biopelícula mixta 1[g NO3 L-1]
Biopelícula mixta 2 [g NO3 L-1 ]
metanotrófica, mixta con una concentración inicial de 1 [g L-1] y 2 [g L-1] de
NO3- para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo
de 0.9 L min-1.
De acuerdo a los resultados reportados, la concentración inicial de nitrato tuvo un
efecto sobre el tiempo de desnitrificación.
Al comparar los ensayos de la biopelícula metanotrófica y mixta a las 48 horas de
operación, se observaron incrementos en las variables capacidad de remoción
específica y eficiencia de remoción, sólo para la concentración inicial de nitrato de
4. Resultados
71
2 [g L-1], mientras que para la concentración inicial de nitrato de 1 [g L-1], se
registraron variaciones de estas variables para los tres ensayos (Tabla 4.6 y 4.7).
específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y 205,87 [g CH4 m-2 h-1] a las 24 horas de
operación.
Capacidad de remoción específica [g CH4 m-2 h-1]
B.
Metanotrófic
a
B. Mixta
1 [g NO3- L-1]
B. Mixta
2 [g NO3- L-1]
Carga de entrada
específica
95,76 [g CH4 m-2 h-1]
6,37
6,75
6,94
Carga de entrada
específica
205,87 [g CH4 m-2 h-1]
19,00
20,38
21,73
95,76 [g CH4 m-2 h-1] y 205,87 [g CH4 m-2 h-1] a las 24 horas de operación.
Eficiencia de remoción [%]
B.
Metanotrófica
B. Mixta
1 [g NO3- L-1]
B. Mixta
2 [g NO3- L-1]
Carga de entrada
específica
95,76 [g CH4 m-2 h-1]
6,65
6,86
7,25
Carga de entrada
específica
205,87 [g CH4 m-2 h-1
9,17
9,91
10,54
72
4.5 COMPARACIÓN ESTADÍSTICA ENTRE ENSAYOS
Para determinar la diferencia significativa entre ensayos se utilizó la Prueba TStudent para muestras de dos medias emparejadas con un valor α de 0.05
utilizando el software Statdisk versión 10.1. Se compararon los resultados de las
variables capacidad de remoción específica y eficiencia de remoción de la
biopelícula metanotrófica con cada biopelícula mixta 1 y 2 [g L-1] inicial de nitrato
de acuerdo al flujo de entrada gaseoso de cada ensayo.
4.5.1
Prueba T- student para capacidad de remoción específica para una
carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min1
].
Los datos contrastados entre la biopelícula metanotrófica y mixta con una
concentración inicial de 1 [g L-1] determinaron un valor P de 0,35, el cual está por
encima del valor de α y dentro de la zona de no rechazo de la hipótesis nula (1.20) (Tabla 4.8).
biopelícula metanotrófica y mixta con una concentración inicial de NO3- 1 [g
L-1] para una carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1].
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 1 [g L-1]
Media
7,726
7,87
Varianza
27,95
27,25
P(T) dos colas
0,35
Valor crítico de t (dos colas)
4,30
Datos estadísticos
En el caso de los ensayos con la concentración máxima de NO 3-, el valor de P fue
de 0.016 el cual se encuentra por debajo del valor de α y dentro de la zona de
rechazo de hipótesis nula (-2,40) (Tabla 4.9).
4. Resultados
73
L-1] para una carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1].
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 2 [g L-1]
Media
7,726
8,30
Varianza
27,95
27,55
P(T) dos colas
0,01
4,30
Datos estadísticos
4.5.2
Prueba T- student para eficiencia de remoción para una carga de
entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min-1]
La comparación entre datos sobre la eficiencia de remoción para ambas
biopelículas (metanotrófica y mixta 1 [g L-1]) determinó un valor de P de 0,20.
Tomando en cuenta el valor de α, este se encuentra sobre el nivel de significancia
y dentro de la zona de no rechazo de la hipótesis nula (-1,83) (Tabla 4.10).
carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1].
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 1 [g L-1]
Media
8,06
8,25
Varianza
29,06
27,20
P(T) dos colas
0,20
4,30
Datos estadísticos
74
Al aumentar la concentración de nitrato, los resultados estadísticos determinaron
un valor de P de 0,0074, el cual está por debajo del valor de α, y en la zona de
rechazo de la hipótesis nula (Tabla 4.11)
carga de entrada específica de 95,76 [g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 2 [g L-1]
Media
8,06
8,66
Varianza
29,06
30,01
P(T) dos colas
0,0074
Datos estadísticos
4.5.3
4,30
Prueba T- student para capacidad de remoción específica para una
carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,9 [L min1
].
De acuerdo con los datos obtenidos para esta variable con la biopelícula
metanotrófica y mixta [1 g L-1], estos mostraron un valor de P de 0,009, el cual es
superior al nivel de significancia establecido para la prueba (0.05) y el valor de
estadístico T (-1.99) ubicó al ensayo en la zona de no rechazo de la hipótesis nula
(Tabla 4.12).
4. Resultados
75
L-1] para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 1 [g L-1]
Media
21,23
22,13
Varianza
146,19
129,44
Datos estadísticos
P(T) dos colas
0,09
4,30
En el caso de los ensayos con una concentración de nitrato 2 [g L-1] y la
biopelícula metanotrófica, el valor de P estuvo por debajo del nivel de α,
ubicándose en la zona de rechazo de la hipótesis nula, corroborado por el
estadístico t (-9,94) (Tabla 4.13).
L-1] para una carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 2 [g L-1]
Media
21,23
23,86
Varianza
146,19
156,81
P(T) dos colas
0,009
4,30
Datos estadísticos
76
4.5.4
Prueba T- student para eficiencia de remoción para una carga de
entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,9 [L min-1].
Al comparar la biopelícula metanotrófica y mixta 1 [g L -1] para los datos de la
variable eficiencia de remoción, estos demostraron un valor de P de 0,18, el cual
se encuentra sobre el nivel de significancia establecido (0.05) y un valor
estadístico de t de -1.98, ubicando al ensayo en la zona de no rechazo de la
hipótesis nula (Tabla 4.14)
carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1]
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 1 [g L-1]
Media
10,29
10,75
Varianza
34,59
30,61
P(T) dos colas
0,18
4,30
Datos estadísticos
Finalmente, al incrementar la concentración de nitrato en el medio en contraste
con la biopelícula metanotrófica se observó un valor de P de 0.009 el cual está por
debajo del valor de α, y un estadístico t de -10,07, ubicando al ensayo en la zona
de rechazo de la hipótesis nula (Tabla 4.15).
4. Resultados
77
carga de entrada específica de 205,87 [g CH4 m-2 h-1].
Biopelícula
Biopelícula
metanotrófica
mixta 2 [g L-1]
Media
10,29
11,59
Varianza
34,59
37,01
P(T) dos colas
0,009
4,30
Datos estadísticos
78
5.
DISCUSIÓN
5.1 OXIDACIÓN DE METANO EN MATRACES
El medio de cultivo NMS fue suplementado con 5.6 µM de CuSO 4* 7H2O para
garantizar la expresión de la enzima metano monooxigenasa (pMMO). De acuerdo
con Lieberman & Rosenzweig (2004) el sitio activo de ésta contiene cobre, lo que
genera la dependencia de este elemento en el medio por parte de algunos
microorganismos metanótrofos. Si la concentración de cobre en el medio de
cultivo excede 60 µM, se produce una disminución la concentración de la pMMO
(Choi., et al 2003).
Hanson & Hanson (1996) determinaron que la enzima pMMO tiene mayor afinidad
por el metano en comparación con sMMO, debido a que esta última cataliza una
reacción que requiere NADH+ + H+ como donador de electrones, mientras que
pMMO emplea un donador de electrones de alto potencial (CH 4). El suministro de
NADH+ es usualmente un limitante del crecimiento cuando se usa metano como
sustrato.
La cinética de crecimiento detallada en el punto 4.1 muestra que al final de la fase
exponencial (72 horas) el cultivo alcanzó 0,62; 0,3 y 0,25 [g L -1] de biomasa, CO2 y
CH4 respectivamente. A partir de este tiempo el ensayo llegó a Fase Estacionaria
y no se detectaron variaciones en las variables observadas.
Según Dion & Shekhar (2008) los metanótrofos tipo I crecen favorablemente en
condiciones limitadas de CH4 y ricas en O2. En este caso, el metano se encuentra
en exceso (50%) en el espacio cabeza del matraz, por lo que se podría sugerir
que el oxígeno fue un factor limitante dentro del sistema, lo que impidió un mayor
porcentaje de consumo de metano.
Al final del segundo día de ensayo, se observó un aglomerado celular sobre la
interfase líquido- gas que podría relacionarse con la formación de sustancias
poliméricas extracelulares (EPS) dentro del matraz.
5. Discusión
79
De acuerdo con Czaczyk & Myszka (2007), estas sustancias son importantes en la
formación de la biopelícula ya que participan en el proceso de fijación y
agregación celular; permiten el intercambio de material genético entre las células y
mejora la resistencia a condiciones ambientales adversas.
80
5.2
ESTABLECIMIENTO DE LA BIOPELÍCULA METANOTRÓFICA
5.2.1 Comportamiento cinético del reactor a un flujo de 0,1 [L min-1]
Respecto a los primeros resultados obtenidos en el punto 4.2.1, la capacidad de
remoción específica registrada por el reactor de membrana fue 2,97 [g CH4 m-2 h1
]. Al ser el valor más bajo observado para esta variable en todos ensayos, ésta
está influenciada por el flujo de entrada gaseoso, y por ende por el tiempo de
residencia y la carga específica de metano. Dado que la concentración de metano
en la fase gaseosa se mantiene constante, una mayor carga específica de entrada
mejora la transferencia de masa a través de la membrana, quedando más
disponible a la oxidación por parte de la biopelícula.
El tiempo de estabilización del sistema fue de 120 horas, esto podría estar
relacionado con carga de entrada, que por ser la menor de todos los ensayos
(22,50 [g CH4 m-2 h-1]), la biopelícula necesitó más tiempo para llegar a un estado
estacionario de biooxidación al existir menor velocidad de transferencia del
metano a través de la membrana
La eficiencia de remoción fue de 13,21%, y al igual que la variable anterior fue el
valor más bajo registrado, sin embargo este valor fue similar a los alcanzados en
experiencias con flujos de entrada mayores, por lo que se podría señalar que el
área de transferencia-en este caso el área de membrana-limita la eficiencia de
remoción del sistema. Si se aumentara el área del sistema, manteniendo el área
específica (m2 m-3), se podría incrementar la capacidad y eficiencia de eliminación
del sistema.
De acuerdo con ensayos anteriores, Gómez & Madrid (2012) evaluaron la
capacidad de oxidación de metano en un reactor de membrana a distintos flujos
(0.3-0.9 L min-1). En la condición de flujo 0.3 L min-1 el sistema presentó la menor
capacidad de remoción (1800 [g CH4 m-3 h-1] y eficiencia de remoción (17%)
respectivamente, lo que concuerda con los resultados obtenidos en la primera
condición de flujo de este ensayo.
5. Discusión
81
5.2.2 Comportamiento cinético del reactor a un flujo de 0,4 [L min-1]
Los datos reportados en el punto 4.2.1 con respecto a los ensayos con 0,4 [L min 1
] mostraron incrementos en la capacidad de remoción específica y eficiencia de
remoción, que concuerdan con el aumento de flujo de gas en la entrada del
sistema en comparación con el flujo de 0,1 [L min -1], que genera un tiempo de
residencia de 6 [s].
La carga específica de entrada este ensayo se incrementó a 95,76 [g CH 4 m-2 h-1]
en comparación con el ensayo de menor flujo (22,50 [g CH4 m-2 h-1]), lo que
permitiría un mayor potencial de transferencia a través de la membrana y así
mejorar la capacidad de remoción del sistema.
En este caso, la eficiencia de remoción fue del 15,72%, siendo este valor 1,92%
mayor que el ensayo anterior. El tiempo de estabilización para el sistema también
fue menor, siendo estos resultados esperados de acuerdo al comportamiento
cinético observado para el flujo 0.1 [L min-1]
Iuvara y Fisher (2013) utilizaron un reactor de membrana con biopelícula
metanotrófica para oxidar metano. Este sistema operó bajo distintas condiciones,
siendo el tiempo de residencia (5.43 min) y una tasa de carga promedio de 84.46
[g CH4 m-3 h-1] aquellas que mostraron los porcentajes más altos de remoción
(20%).
5.2.3
Comportamiento cinético del reactor a un flujo de 0,9 [L min-1]
Según los datos registrados en el punto 4.2.1 para este flujo, los valores obtenidos
en este ensayo fueron los más altos de todo el proceso de establecimiento de la
biopelícula metanotrófica. La capacidad de remoción específica obtuvo un valor de
34,29 [g CH4 m-2 h-1] para una carga específica de entrada de 205, 87 [g CH4 m-2
h-1].
De acuerdo con Modin et al (2008), los reactores de membrana con biopelícula
presentan la ventaja, hasta cierto punto, de auto regular el suministro de sustrato.
La transferencia de sustrato a través de la membrana está gobernada por difusión
y es parcialmente dependiente de la tasa de consumo dentro de la biopelícula.
82
Esto significa que a mayor tasa de consumo, mas sustrato podrá penetrar la
membrana.
Esta teoría concuerda con los resultados presentados anteriormente donde a
medida que transcurre el tiempo de estabilización, más g de CH4 se consumen
hasta llegar a un valor máximo relacionado con los parámetros de diseño del
reactor de membrana con biopelícula.
El tiempo de residencia de esta experiencia fue 2,7 [s] siendo éste el valor más
bajo de todos los ensayos, lo que concuerda con los resultados obtenidos
anteriormente, donde se observó que a medida que aumenta la carga específica
de entrada, existe un mayor potencial de transferencia, lo que disminuye el tiempo
dentro del sistema
Finalmente, la eficiencia del reactor (16%) fue contrastada con una curva de
operación (Figura 4.5), demostrando que el comportamiento del sistema se aleja
del 100% de remoción. lo que podría sugerir limitación por transferencia de masa,
descartando la posibilidad de limitación por cinética microbiana.
De acuerdo con (Shen, 2013) la limitación por transferencia de masa produce baja
disponibilidad de sustrato hacia los microorganismos que forman la biopelícula, lo
que genera baja productividad en el sistema, mientras que, la limitación por
cinética microbiana se produce en condiciones de baja densidad celular o baja
actividad metabólica.
Según varios autores (Casey et al, 2000; Shareefdeen et al, 2005 y Cerqueira, et
al 2013) la membrana es un elemento que genera resistencia en reactores de
membrana con biopelícula. Sin embargo, el material de la membrana es una
condición que influye sobre el rendimiento del sistema, por lo que es necesario
conocer la permeabilidad de la membrana, la solubilidad y el coeficiente de
difusión del sustrato gaseoso para minimizar los problemas de operación (Long,
2013).
Varias revisiones bibliográficas y ensayos experimentales en procesos de
biofiltración de metano muestran que la optimización de los nutrientes en el medio
líquido, tasas de carga y configuraciones del equipo pueden disminuir los tiempos
5. Discusión
83
de residencia e incrementar las tasas de carga, sin comprometer la eficiencia de
remoción.
Otras tecnologías ampliamente utilizadas para oxidar metano presentan varias
desventajas en comparación con los MBfR. En biofiltros, tiempos de residencia
extensos (20-480 min) son necesarios para lograr eficiencias sobre el 90%
(Nikiema et al, 2007). Filtros biopercoladores utilizan goteo continuo del medio de
cultivo, lo que genera mayor resistencia de masa y mejores porcentajes de
eficiencia de remoción (Li et al, 2008). Algunos autores (Rocha-Ríos et al, 2009)
indican que añadir compuestos tensoactivos no iónicos en el medio líquido como:
Brij 35 o Tween 20 mejora la eficiencia de remoción (hasta 65%), mientras que el
aceite de silicona tiene el mismo efecto mejorando la solubilidad del metano en la
fase líquida.
84
5.3
Cinética de crecimiento de Hyphomicrobium vulgare
De acuerdo a los resultados obtenidos en la sección 4.3 la concentración de
biomasa alcanzó un valor de 0,9 [g L-1], aunque el metanol presente en el medio
de cultivo no se consumió por completo, quedando 9,75 [g L -1] en el medio. Esto
podría sugerir que en el medio de cultivo para Hyphomicrobium existió limitación
por algún otro nutriente, en este caso KNO3. Esto puede ser consecuencia de la
modificación del medio de cultivo en el cual se redujo la sustancia receptora de
electrones de 8,5 [g L-1] a 3 [g L-1] para adaptar a los microorganismos a esta
condición, ya que al ingresar al reactor, la generación de altas concentraciones de
NO2- inhibe el consumo de metano por parte de organismos metanótrofos
(Nyerges., et al 2010).
La biomasa generada es similar a la obtenida en el cultivo metanótrofo 0,62 [g L -1],
sin
embargo
el
tiempo
al
cual
se
alcanzó
dicha
concentración
fue
considerablemente menor (1,5 días).
La presencia de metanol (donador de electrones) y NO 3- (receptor de electrones)
junto con un ambiente anaeróbico generan el proceso de desnitrificación. De
acuerdo con Dworkin (2006) sólo cuatro especies de desnitrificantes son capaces
de crecer en estas condiciones, entre ellas Hyphomicrobium vulgare.
5. Discusión
5.4
85
VARIACIÓN EN LAS CONCENTRACIONES DE NO3- EN LA
BIO-OXIDACIÓN DE METANO
5.4.1
Efecto de NO3- en la oxidación de metano para una carga específica
de entrada de 95,76 [g CH4 m-2 h-1] y flujo 0,4 [L min-1].
Según los resultados presentados en la sección 4.4.1 para estas condiciones de
ensayo, la desnitrificación fue constate hasta las 24 horas de experimentación.
Durante este tiempo se observó un leve incremento en la capacidad de remoción
específica y eficiencia de remoción utilizando una concentración inicial de 1 [g L -1]
Sin embargo, los valores finales para estas variables se mantuvieron iguales a los
generados por la biopelícula metanotrófica (Figura 4.10 y 4.11).
Tomando en cuenta que el NO3- es un nutriente común para ambos
microorganismos, la competencia por éste es un posible mecanismo de
supervivencia. De acuerdo con Nyerges., et al (2010), resultados de cultivos
mixtos en medio NMS con NaNO2 como fuente de nitrógeno demostraron que
Methylomicrobium álbum desplazó a Methylocystis sp en presencia de 0,11 [g L-1]
de nitrato M. álbum representó del 94 al 97% de la población a las 60 horas de
crecimiento.
Este resultado podría sugerir que los metanótrofos fueron dominantes en la
biopelícula no sólo por su mecanismo de competencia sino por su alto número
microorganismos presentes los cuales se desarrollaron en un período de tres
meses previo al ingreso de los organismos desnitrificantes.
El incremento en las variables capacidad de remoción específica (6,75[g CH4 m-2
h-1]) y eficiencia de remoción (6,86%) durante las 24 horas de operación de la
biopelícula mixta con una concentración inicial de 1 [g L-1] podría ser resultado del
flujo de electrones generado por la desnitrificación sobre el sistema de oxidación
de metano en organismos metanótrofos. Es importante recalcar que este ensayo
se realizó con la menor concentración de NO3- en el medio y el flujo más bajo [0,4
86
L min-1] lo que podría haber generado un aumento poco representativo las
variables analizadas.
El aumento en la concentración inicial de nitrato a 2 [g L -1] tuvo un efecto en el
tiempo de desnitrificación, duplicando su valor en comparación con los ensayos
que contenían 1 [g L-1]. La presencia de más nitrato en el medio sugiere una
mayor disponibilidad de éste para ambos microorganismos, lo que generaría la
extensión de la desnitrificación, sin embargo la limitación de la sustancia donadora
de electrones es la que podría restringir nuevamente el tiempo de desnitrificación.
La capacidad de remoción específica y la eficiencia de remoción presentaron un
aumento de 0,54 g [g CH4 m-2 h-1] y 0,69% respectivamente a las 48 horas de
operación en comparación con los ensayos con una concentración inicial de 1 [g L 1
] (Tabla 4.2 y 4.3)
Estos resultados podrían indicar que el aumento de la concentración de NO 3genera una extensión en el tiempo de desnitrificación y libera electrones que
actúan sobre la asimilación de la fuente de carbono, pero no se registró mayor
capacidad de oxidación de metano como se creía posible al inicio de la
experimentación al duplicar la concentración de nitrato.
El consumo de NO3- con una concentración inicial de 2 [g L-1] fue un proceso más
lento (Figura 4.8) que en los ensayos anteriores (1 [g L -1]) (Figura 4.9), aunque al
final de la desnitrificación el valor fue estuvo en el límite de detección para todas
las experiencias (< 0,1 [g L-1]). Esto podría ser resultado de la duplicación de la
concentración de nitrato en el sistema que necesitó más tiempo para degradar
este compuesto.
5.4.2
Efecto de NO3- en la oxidación de metano para una carga específica
de entrada de 205,87 [g CH4 m-2 h-1] y un flujo de 0.9 L min-1
El aumento de flujo gaseoso y carga específica de entrada en comparación con el
ensayo anterior, produjo mayores incrementos para la capacidad de remoción
5. Discusión
87
específica y eficiencia de remoción. Esto podría indicar que a mayor flujo de
entrada se produce mayor permeación y por ende mayor la disponibilidad de
metano para la biopelícula.
A las 24 horas de operación, la capacidad de remoción específica alcanzó un valor
de 20,38 [g CH4 m-2 h-1] y la eficiencia de remoción de 9,91%. Este tiempo
concuerda con el período de desnitrificación del sistema bajo estas condiciones,
sin embargo se podría concluir que la concentración inicial de nitrato 1 [g L-1] no
es suficiente para actuar como receptora de electrones en el mecanismo de
oxidación de metano acoplada a desnitrificación. A las 48 horas de operación, no
se registró desnitrificación y los valores de capacidad de remoción específica y
eficiencia de remoción fueron los mismos que los alcanzados en la biopelícula
metanotrófica (Figura 4.14 y 4.15)
En el caso de la biopelícula mixta con una concentración inicial de 2 [g L -1], la
capacidad de remoción específica y eficiencia de remoción a las 48 horas de
operación fueron: 37,32 [g CH4 m-2 h-1] y 18,14%, lo que concuerda con los
resultados anteriores, donde al aumentar la concentración inicial de nitrato se
duplicó el tiempo de desnitrificación (Tabla 4.4 y 4.5).
A las 72 horas de experimentación, se observó un descenso en los valores de
ambas variables (capacidad de remoción específica y eficiencia de remoción), lo
que podría sugerir que al finalizar la desnitrificación el sistema consumió su poder
oxidante generando un comportamiento igual al de la biopelícula metanotrófica.
En este caso, se podría considerar como una variación considerable entre la
actividad de la biopelícula metanotrófica y la biopelícula mixta para una
concentración inicial de 1 y 2 [g L-1] con los valores obtenidos para ambas
variables, pero es necesario recalcar que posiblemente tanto el incremento del
flujo de entrada gaseoso y la concentración de NO3- son necesarios para obtener
mejores resultados sobre el sistema de balance de electrones y así generar mayor
velocidad de oxidación de metano.
El consumo de NO3- con una concentración inicial de 2 [g L-1] fue un proceso más
lento al aumentar el flujo de entrada y carga específica de entrada (Figura 4.12 y
88
4.13) que en los ensayos anteriores (1 [g L-1]), aunque al final de la desnitrificación
el valor fue estuvo en el límite de detección para todas las experiencias (< 0,1 [g L 1
]).
5. Discusión
89
5.5. PRUEBA ESTADISTICA ENTRE ENSAYOS
5.5.1
Prueba T- student para capacidad de remoción específica y eficiencia
de remoción para una carga específica de entrada de 95,76 [g CH4 m-2
h-1 ] y flujo 0,4 [L min-1].
Los datos presentados en la tabla 4.8 mostraron que al comparar los resultados de
la variable capacidad de remoción específica entre la biopelícula metanotrófica y
mixta con una concentración inicial de nitrato de 1 [g L -1], el valor P indica que
ambos ensayos están dentro de la zona de no rechazo de la hipótesis nula. Los
valores de capacidad de remoción específica entre ambas biopelículas son
iguales.
Mientras que, al aumentar la concentración inicial de nitrato a 2 [g L -1], el valor P
se ubicó en la zona de rechazo de la hipótesis nula, lo que significa que hay
diferencias significativas entre los ensayos. La capacidad de remoción de la
biopelícula metanotrófica y mixta con una concentración inicial de nitrato de 2 [g
L-1] son diferentes, por lo que se podría sugerir que esta concentración de nitrato
tiene un efecto sobre la oxidación de metano (Tabla 4.9).
En el caso de la variable eficiencia de remoción, el valor de P (0,20) estuvo dentro
de la zona de no rechazo de la hipótesis nula para los ensayos con una
concentración inicial de nitrato de 1 [g L-1], es decir no hay diferencias
significativas entre ensayos. La eficiencia de remoción de la biopelícula mixta y
metanotrófica son iguales (Tabla 4.10).
La biopelícula mixta con una concentración inicial de nitrato de 2 [g L -1] fue
contrastada con la biopelícula metanotrófica para la variable eficiencia de
remoción. La prueba T-student determinó un valor P (0,0074) el cual está debajo
del nivel de significancia (0,05), demostrando que hay diferencias significativas
entre los ensayos, lo que sugiere la desnitrificación a esa concentración de nitrato
tiene un efecto sobre la eficiencia de remoción (Tabla 4.11).
90
5.5.2
Prueba T- student para capacidad de remoción específica y eficiencia
de remoción para una carga específica de entrada de 205,87 [g CH4 m2
h-1] y flujo 0,9 [L min-1].
De acuerdo a los resultados de la prueba T- student presentados en la tabla 4.12
para la variable capacidad de remoción específica, la comparación entre los
ensayos con biopelícula metanotrófica y mixta con una concentración inicial de
nitrato de 1 [g L-1] mostraron un valor de P de 0,09, el cual se ubicó en la zona de
no rechazo de la hipótesis nula, lo que significa que no hay diferencias
significativas entre los ensayos, es decir, los valores de capacidad de remoción
específica son iguales para ambas biopelículas.
Al contrastar la biopelícula metanotrófica y mixta con una concentración inicial de
nitrato de [g L-1] para la variable anterior, el valor de P estuvo dentro de la zona de
rechazo de la hipótesis nula (0,009), lo que significa que hay diferencias
estadísticas entre los ensayos. La capacidad de remoción específica es diferente,
es decir que la concentración de nitrato 2 ([g L -1]) tiene un efecto sobre la
velocidad de oxidación (Tabla 4.13).
En el caso de la variable eficiencia de remoción, al comparar la biopelícula
metanotrófica con la mixta con una concentración inicial de nitrato de 1 [g L -1], el
valor P estuvo en la zona de no rechazo de la hipótesis nula, lo que significa que
no hay diferencias significativas entre ensayos, por lo que la eficiencia de
remoción es igual para ambas biopelículas (Tabla 4.1.4).
Finalmente, al contrastar la biopelícula metanotrófica con la mixta con una
concentración inicial de nitrato de 2 [g L-1], la variable eficiencia de remoción
mostró un valor P de 0,009, el cual estuvo fuera de la zona de rechazo de la
hipótesis nula, lo que significa que hay diferencias significativas entre ensayos, por
lo que la eficiencia de remoción se ve afectada por la concentración de nitrato
tiene un efecto sobre la biopelícula metanotrófica y la oxidación de metano.
6. Conclusiones
6.

91
CONCLUSIONES
La eficiencia de remoción se mantuvo en un rango pequeño (13,21 - 16,66%)
para un amplio rango de cargas de entrada (20,65 - 205,87 [g CH4 m-2 h-1], lo
que indicaría que el sistema está condicionado por la transferencia de masa a
través de la membrana.

En el rango de cargas de entrada de metano probadas, la capacidad de
remoción específica es proporcional a la carga de entrada.

La desnitrificación tuvo un efecto sobre la velocidad de oxidación de metano,
incrementando la capacidad de remoción específica y la eficiencia de remoción.
Sin embargo, esta variación fue registrada sólo durante las primeras horas de
operación debido a la limitada disponibilidad de la sustancia donadora de
electrones en el sistema de estudio.

El aumento de la concentración inicial de NO3- no es proporcional al efecto
capacidad de remoción específica y eficiencia de remoción del sistema.
7. Recomendaciones
92
7. RECOMENDACIONES

La eficiencia de remoción fue una variable que no superó el 20% en los
ensayos realizados en ambas biopelículas. Tomando en cuenta el área de
transferencia de membrana, esta podría favorecer la capacidad de remoción
del sistema obteniendo mejores resultados para esta variable.

Los métodos de detección de NO3- y NO2- deben ser más precisos que los
ensayos colorimétricos utilizados en los ensayos. Al tener una mejor referencia
de cómo se consume el NO3- y se genera NO2- se puede cuantificar
correctamente la actividad de la biopelícula metanotrófica-desnitrificante.

La cuantificación y caracterización de los metabolitos excretados por los
organismos
metanótrofos
podría
no
sólo
corroborar
la
información
bibliográfica, sino determinar la presencia de éstos en el medio, su
concentración e identificación para establecer si tienen influencia o no sobre el
tiempo de desnitrificación.

De acuerdo a los resultados, con 7 reactores de membrana en serie con las
mismas características de diseño utilizadas se podría alcanzar una eficiencia
de remoción superior al 80%, siendo un mecanismo alternativo para emisiones
de gases contaminantes con baja concentración de entrada. Esta es una
alternativa que debería ser probada.
8. Difusión de Resultados
8.
DIFUSIÓN DE RESULTADOS
8.1
PRESENTACIONES A CONGRESOS
93
 Resultados del comportamiento cinético fueron presentados oralmente en el
IV Simposio Internacional de Biotecnología Ambiental e Ingeniería
(4ISEBE). 9-12 Septiembre 2014. Zacatenco-México y en el XIX Congreso
Chileno de Ingeniería Química. 15-17 Octubre 2014. Concepción-Chile.
8.2 PUBLICACIONES
 Publicación en proceso para Journal of Chemical Technology and
Biotechnology.
94
9.
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102
10. Apéndice
10.
103
APÉNDICE
APENDICE A. CURVA DE CALIBRADO DE METANOL
Relación área [metanol/etanol]
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
Concentración metanol (g L-1)
Regresión lineal
1,8
104
APENDICE B. RELACIÓN DE ÁREAS ENTRE METANOL Y ETANOL
Concentración metanol
Área (%)
Relación estándar
[g L-1]
(metanol/etanol)
(metanol/etanol)
0,20
15,59/78,33
0,20
0,40
33,45/61,15
0,54
0,60
41,88/53,48
0,78
0,80
47,20/48,60
0,97
1,00
48,00/41,18
1,16
1,20
55,93/37,84
1,48
1,40
59,08/35,21
1,68
1,60
64,20/32,05
2
10. Apéndice
APENDICE C. ECUACIONES DE CÁLCULO6
1. Carga de entrada (Inlet Mass Load)
Dónde:
Qe = Flujo de entrada gaseoso [m3 min-1]
Ce = Concentración del contaminante [g contaminante m-3]
Vr= Volumen del reactor [m3]
2. Capacidad de eliminación (Elimination capacity)
Dónde:
Q = Flujo de entrada gaseoso [m3 min-1]
Cgi = Concentración de entrada del contaminante [g contaminante m -3]
Cgo = Concentración de salida del contaminante [g contaminante m-3]
3. Eficiencia de remoción (Removal efficiency)
Dónde:
Cgi = Concentración de entrada del contaminante [g contaminante m -3]
6
Biotechnology for Odor and Air Pollution Control. Biological Methods. Terminology
105
106
Cgo = Concentración de salida del contaminante [g contaminante m-3]
4. Tiempo de Residencia (Empty Bed Residence Time)
Dónde:
Q = Flujo de entrada gaseoso [m3 min-1]

Oxidación de metano en un biorreactor de membrana utilizando una

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