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INSTITUTO TECNOLÓGICO DE SONORA
DIRECCIÓN DE RECURSOS NATURALES
EFECTO TÉRMICO DE LA SOLARIZACIÓN
EN POBLACIÓN DE HONGOS EN UN SUELO DE
BARRIAL COMPACTADO DEL VALLE DEL YAQUI
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRA EN CIENCIAS EN
RECURSOS NATURALES
PRESENTA
JORGE ENRIQUE PEÑA CEBALLOS
CD. OBREGÓN, SONORA
MAYO DE 2003
DEDICATORIA
A DIOS
Por darme la oportunidad de vivir y lograr esta meta.
A MI ESPOSA E HIJOS
Lucy, Doreen y Jorge que son lo más valioso que tengo, gracias por su apoyo,
amor y comprensión. Para mi esposa ya que este es un logro de ambos y para mis
hijos que sea un ejemplo en su vida. Los quiero.
A MI PADRE
En su memoria póstuma que se fue de nuestro lado durante mis estudios. Padre,
seguro te enterarás que alcanzamos la meta. Para ti con todo mi amor.
A MI MADRE Y HERMANOS
Les dedico este pequeño triunfo con todo mi cariño, considérenlo como parte de
ustedes.
AGRADECIMIENTOS
AL INSTITUTO TECNOLÓGICO DE SONORA
Por haberme brindado los servicios necesarios para la culminación de la maestría.
A MI MAESTRO ASESOR: M. en C. Ignacio Ruiz Hernández
Por su ayuda en la realización de este trabajo, su orientación e impulso.
Al M.en C. Alejandro Javalera Rembao
Por el tiempo dedicado a la revisión de la tesis.
Al M. en C. Enrique Motaño Salas
Por su dedicación tanto en el aula y como revisor de este trabajo.
Al M.I. Luis Carlos Valdez Torres
Por iluminarme el camino en la búsqueda de mi trabajo de tesis.
Al Dr. Ricardo Álvarez Zamorano
Por su valiosa orientación en la identificación y caracterización de hongos, así como en la
revisión del trabajo.
AL PERSONAL DE LOS LABORATORIOS DE INVESTIGACIÓN DE LA DIRECCIÓN
DE RECURSOS NATURALES.
Por todas las facilidades otorgadas para la realización del trabajo.
A TODOS MIS MAESTROS
Por su profesionalismo y dedicación en el trabajo docente.
A MIS COMPAÑEROS
Ramses, Jorge Cabrera, Jorge Robles, Claudia, Paty, Dulce, Manuel, Elizabeth, por
brindarme su valiosa amistad, apoyo en los tiempos de trabajo, comprensión en los
tiempos de tristeza, aliento en los tiempos de esfuerzo y alegría en los tiempos de logros.
Gracias.
RESUMEN
El presente estudio se realizó en el campo experimental del Instituto Tecnológico de
Sonora, localizado en la manzana 910, lotes 19 y 20 del Valle del Yaqui durante el
período del 16 de Julio al 14 de Octubre de 2001, en el cual se probaron 5 tratamientos
de solarización: 40, 50, 60, 70 y 80 días, comparándolo con un tratamiento testigo en el
cual no se aplicó la solarización. Al término de cada período se realizó un muestreo en los
estratos de 5, 10, 15 y 20 cm para llevar a cabo el análisis microbiológico donde se
determinó el número de colonias de hongos para cada muestra así como los géneros
presentes.
Los resultados en cuanto a las temperaturas registradas muestran que a los 5 cm de
profundidad subieron por arriba de los 50 oC y a los 10 cm de profundidad subieron
alrededor de los 45 oC., lográndose diferencias hasta de 12 oC a los 5 cm de profundidad
con respecto al testigo y de 9.7 oC de diferencia a los 10 cm de profundidad. El análisis
microbiológico muestra que el período de 60 días de solarización presenta una
consistencia de mortalidad por arriba del 80 % para todos los estratos muestreados, sin
embargo el análisis estadístico indica que no hay diferencia entre los tratamientos de 50,
60 y 70 días hasta los 15 cm de profundidad.
La técnica de solarización representa una alternativa útil para la desinfección del suelo
que permite una disminución en el empleo de sustancias químicas y que por las
características climáticas de la región se puede adaptar satisfactoriamente. Se
recomienda realizar la investigación con periodos de 30 días o menos para el caso de
desinfectar estratos superficiales, así como otros períodos intermedios con la finalidad de
disminuir los tiempos. Evitar la recontaminación del suelo arando únicamente los primeros
estratos, y el manejo sustentable de los materiales plásticos utilizados.
ÍNDICE GENERAL
Página
RESUMEN .....................................................................................................................
i
ÍNDICE GENERAL .........................................................................................................
ii
ÍNDICE DE CUADROS ..................................................................................................
iv
ÍNDICE DE FIGURAS .....................................................................................................
v
I.
Introducción ..............................................................................................................
1
1.1
Antecedentes...................................................................................................
1
1.2
Planteamiento del problema ...........................................................................
4
1.3
Objetivo ...........................................................................................................
5
1.4
Hipótesis ..........................................................................................................
5
1.5
Justificación .....................................................................................................
5
II. Fundamentación ......................................................................................................
7
2.1
Enfermedades de las plantas .........................................................................
7
2.1.1 Importancia de los hongos fitopatógenos ...............................................
8
2.1.2 Características de las enfermedades más comunes causadas por
hongos ....................................................................................................
2.2
8
Causas que generan una enfermedad ............................................................ 11
2.2.1 Factores abióticos .................................................................................. 12
2.2.1.1 Factor genético.......................................................................... 12
2.2.1.2 Factor enzimático y hormonal ................................................... 12
2.2.1.3 Factor ambiente......................................................................... 13
2.2.2 Factores bióticos parasitarios-infecciosos ............................................. 13
2.3
Control de enfermedades ................................................................................ 14
2.3.1 Exclusión ................................................................................................ 15
2.3.2 Protección .............................................................................................. 15
2.3.3 Erradicación ........................................................................................... 15
2.3.4 Inmunización........................................................................................... 16
2.4
Técnica de solarización .................................................................................. 16
2.4.1 Concepto ................................................................................................ 16
iii
2.4.2 Características térmicas del suelo .......................................................... 16
2.4.3 Características térmicas del suelo acolchado ........................................ 17
2.4.4 Aplicación de la solarización................................................................... 17
2.4.5 Beneficios de la solarización ............................................................................. 18
III. Método ...................................................................................................................... 20
3.1
Descripción del área de estudio ..................................................................... 20
3.1.1 Localización ............................................................................................ 20
3.1.2 Clima....................................................................................................... 21
3.2
Actividades de campo...................................................................................... 21
3.2.1 Preparación del terreno ......................................................................... 21
3.2.2 Instalación del sistema de riego ............................................................. 22
3.2.3 Instalación del plástico............................................................................ 22
3.2.4 Riegos..................................................................................................... 22
3.3
Tratamientos y distribución del terreno............................................................ 22
3.3.1 Tratamientos .......................................................................................... 22
3.3.2 Distribución del terreno .......................................................................... 23
3.3.3 Variables a medir ................................................................................... 24
3.3.3.1 Temperatura del suelo............................................................... 24
3.3.3.2 Análisis microbiológico .............................................................. 24
IV. Resultados y discusión ............................................................................................ 26
4.1
Temperaturas del suelo ................................................................................... 26
4.2
Análisis microbiológico .................................................................................... 30
4.3
Análisis estadístico .......................................................................................... 34
V. Conclusiones ............................................................................................................. 39
Bibliografía ..................................................................................................................... 41
ÍNDICE DE CUADROS
CUADRO
Página
1
Descripción de los tratamientos evaluados en el experimento.........................
23
2
Épocas de lecturas de temperatura..................................................................
24
3
Temperaturas en
o
C registradas en los tratamientos con y sin solarización
16 Agosto 2001.................................................................................................
4
Temperaturas en OC registradas en los tratamientos con y sin solarización
Septiembre 2001...............................................................................................
5
32
Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 70
días. Tomada el 4 de Octubre de 2001...........................................................
10
31
Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 60
días. Tomada el 20 de Septiembre de 2001.....................................................
9
31
Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 50
días. Tomada el 6 de Septiembre de 2001.......................................................
8
31
Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 40
días. Tomada el 27 de Agosto de 2001............................................................
7
27
Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra
testigo...............................................................................................................
6
27
32
Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 80
días. Tomada el 14 de Octubre de 2001........................................................
32
11
Total de colonias por estrato para cada tratamiento por gramo de suelo.......
33
12
Análisis de varianza..........................................................................................
35
13
Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 5 cm.................
36
14
Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 10 cm...............
37
15
Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 15 cm...............
37
16
Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 20 cm...............
38
ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURA
Página
1
Relación entre los factores que causan una enfermedad........................
14
2
Distribución de los tratamientos...............................................................
23
3
Temperaturas de solarización en la superficie del plástico......................
29
4
Temperaturas de solarización a 5 cm......................................................
29
5
Temperaturas de solarización a 10 cm...................................................
30
6
Total
de
colonias
para
cada
tratamiento
en
los
diferentes
estratos......................................................................................................
7
Porcentajes
de
mortalidad
en
cada
tratamiento
para
33
cada
estrato........................................................................................................
34
8
Colonias de hongos promedio por estrato.................................................
35
9
Colonia de hongos por tratamiento...........................................................
36
I. INTRODUCCIÓN
1.1 Antecedentes
Los fitopatógenos del suelo son la causa de la disminución de la producción en los
cultivos, de un 20-30%. Las enfermedades más importantes, económicamente hablando,
que se presentan en el Sur de Sonora son: Tizón temprano causado por Alternaria Solani,
Tizón tardío por Phytophthora infestans, Pudrición de la corona y raíz por Fusarium
Oxysporum f.sp. radicis-lycopersici, Marchitez sureña por Sclerotium rolfsii y Damping-off
por Pythium, Phythophthora, Rhizoctonia y Fusarium (INIFAP, 2000).
La repetición de un cultivo en la misma parcela, que es una práctica habitual en los
cultivos
más
rentables,
acaba
seleccionando
en
el
suelo
una
población
de
microorganismos rica en los patógenos más especializados que fuerza a los agricultores a
cambiar de parcela o a cambiar de cultivo (Cebolla, et al., 1993).
2
La técnica de solarización es uno de los descubrimientos más importantes que han
surgido para el control de patógenos, malas hierbas e insectos del suelo. Las plantas
desarrolladas en los suelos solarizados son con frecuencia más vigorosos, (Ramírez,
1996).
Cebolla, et al, (1993), reporta que las enfermedades más importantes en muestras de
cultivo de clavel sigue siendo la fusariosis vascular producida por Fusarium oxysporum
f.sp. dianthi. y que la solarización combinada con pequeñas cantidades de fumigantes
(metam sodio o bromuro de metilo) mejora ostensiblemente su eficacia.
Por otro lado, Mitidieri (2002), indica que se realizaron numerosos ensayos de
solarización a campo abierto, bajo invernadero, en almacigueras y sustratos, en donde se
obtuvieron excelentes controles de Sclerotinia sclerotiorum, S. Minor, Rhizoctonia solani,
Sclerotium rolfsii, Pythium y Phytophthora. Dentro de estos mismos ensayos se busca
mejorar la técnica, aumentando su eficacia y acortando el tiempo de exposición al sol, aún
en días nublados, con el empleo de polietilenos especiales a campo, invernadero y con
sustratos con los que se están logrando aumentos de temperatura entre 2 y 3 oC.
Según Pérez (1998), la solarización a través de carpas de nylon sobre el sustrato de
semilleros tradicionales durante un período de 45 días logró una reducción total de los
nemátodos de las agallas en las raíces y con sólo 30 días eliminó más del 70% de la
infestación residente en el suelo. Las malezas también fueron controladas excepto
Cyperus rotundus, que logró sobrevivir, perforar y traspasar el naylon. Los resultados
indican que el método es factible de emplearse, como una opción más en las áreas de
semilleros de tabaco y hortalizas, donde no se pueda tratar con productos químicos.
La técnica de solarización en suelo también ha demostrado ser de gran utilidad como
tratamiento previo a la introducción de controles biológicos. Un reporte de la Agricultural
Research Service (2001), indica que con la solarización, muchos microorganismos del
suelo son suprimidos, esto beneficia a algunas bacterias haciéndolas más competitivas,
por la reducción de la población nativa de bacterias, y la muerte de plagas dañinas como
el nemátodo ring. Introduciendo la bacteria benéfica después del tratamiento de la
solarización ayudará a reducir la dependencia de nematicidas.
3
Cuando se aplica la solarización es importante estudiar los rangos de temperaturas
alcanzados a diferentes profundidades en la capa de suelo arable, especialmente
aquellas donde se desarrollará la raíz del cultivo de interés, ya que la mayor parte de los
patógenos atacan a esta. Montealegre (2002), reporta que solarizó por 31 días durante
enero-febrero de 1995, suelos que habían tenido monocultivos de tomate. Se investigó el
grado de control del inóculo artificial de Rhizoctonia solani localizado a diferentes
profundidades (10, 20, 30 y 40 cm). La solarización se comparó con un tratamiento de
suelo descubierto y otro fumigado con Metabromo 980 (44, 42 g/m2 de bromuro de
metilo). Los resultados se expresaron como porcentaje de viabilidad del inóculo de R.
solani. Se registró la temperatura a las diferentes profundidades. Con 31 días se logró una
viabilidad de inóculo de 20.8; 58.8; 90.4 y 100% mientras que con Metabromo 980 fue de
6.7; 6.7; 18.6 y 66.6% a los 10, 20, 30 y 40 cm de profundidad respectivamente. Las
temperaturas máximas registradas en el tratamiento de solarización fueron 42.9; 40.9;
38.7 y 36.7 oC, a los 10, 20, 30 y 40 cm, superando a los testigos respectivos en 9.2; 7.8;
8.6 y 7.7 0C. Los resultados obtenidos permiten concluir que mediante la solarización se
puede lograr un control adecuado de R. solani a los 10 cm de profundidad.
El color y el espesor del polímero a emplear en la solarización es también importante
para alcanzar las temperaturas adecuadas para un control eficiente.
Siti et al. ( citado por Leyva, 1997), indica que el control de nemátodos con la solarización
se compara con aquél obtenido por medio de productos químicos; observando un
excelente control con plástico transparente colocados antes de la siembra.
Ramírez (1996), cita que el plástico debe ser transparente (no pigmentado) para que
permita el paso de la mayor parte de la radiación solar que calentará el suelo y lo más
delgado posible (25-50 micras), ya que es más económico y efectivo porque hay mejor
transmisión de radiación solar que en los plásticos más gruesos.
El período de solarización es una de las variables que mas se cuantifican ya que es
importante para el agricultor, desde el punto de vista operacional y económico, el tiempo
que habrá de invertir con esta técnica. Por esta razón, por ejemplo, Leyva (1997), evaluó
tres períodos de solarización para el control de maleza en el Valle del yaqui, 30, 45 y 60
4
días. Cebreros (1997), también probó diferentes períodos de solarización en maleza y
población de microorganismos del suelo con riego por goteo en el Valle del Yaqui. López
(1994), ensayó un período de siete semanas (49 días) para el control de nemátodos.
La solarización del suelo reduce las poblaciones de nematodos, pero menos
drásticamente que hongos y maleza. Los nematodos son más tolerantes al calor y su
control es menos efectivo en profundidades del suelo mayores de 30 cm. La solarización
podrá por esta razón ser más útil y económicamente factible para cultivos de raíces poco
profundas y en jardines, (Ramírez, 1996).
1.2 Planteamiento del problema
El grupo de patógenos que se encuentran en el suelo principalmente son hongos
(Fusarium, Guananomycetos, Pythium y Rhizotocnia spp.), nemátodos y en mayor grado
las bacterias, las cuales infectan a la raíz incluyendo la rizosfera y su área cercana. Los
patógenos responsables de las enfermedades vasculares, (Fusarium Oxisporum
y
Verticillium), se encuentran en la capa de suelo entre los 20 y 30 cm de profundidad.
La capa de los 10 a 30 cm del suelo es donde reside la mayor parte del área de la raíz y
es donde los residuos de los cultivos se encuentran más concentrados.
Los patógenos que causan la pérdida de las raíces y su disminución, limitan la eficiencia
en la toma de nutrientes, el crecimiento de hojas y área foliar. Esto resulta en una captura
menor de los rayos solares, por lo tanto una menor fotosíntesis y transpiración por planta
y menor consumo de la humedad del suelo.
En un estudio en el Valle del Yaqui, donde se aplicó tres períodos de solarización (30, 45
y 60 días), iniciando en el mes de agosto y concluyendo en octubre, utilizando polietileno
transparente y midiendo las temperaturas a 5, 10 y 15 cm de profundidad. El análisis
microbiológico mostró una disminución en la cuenta total viable a los 30 días, pero se
vuelve a incrementar en los períodos de 45 y 60 días.
5
La información anteriormente planteada, así como los trabajos ya realizados y expuestos
en los antecedentes nos lleva a plantear la siguiente pregunta ¿Cuál es el período de
solarización mas óptimo para el control de la población de hongos del suelo en el Valle del
Yaqui?.
1.3 Objetivo
Evaluar diferentes períodos de solarización para determinar cuál es el que reduce al
menos el 80% de la población de hongos del suelo.
1.4 Hipótesis
Con un período de solarización de 40 días durante el verano se asegura el control de al
menos el 80% de hongos del suelo.
1.5 Justificación
El Valle del Yaqui es una región agrícola la cual es susceptible a la contaminación de su
suelo por microorganismos patógenos que pueden dañar los cultivos, principalmente de
hortalizas.
Las enfermedades más importantes, desde el punto de vista económico y de la calidad
del producto, causadas por fitopatógenos, ya han sido expuestas de manera general en
los antecedentes.
La mayor parte de la producción de hortalizas del Valle del Yaqui se destina al mercado
de exportación y en virtud de que las restricciones del Acta de Protección a la Calidad
Alimenticia (QFPA), se están orientando a obtener productos con la menor residualidad de
6
plaguicidas, es necesario generar tecnología con un enfoque de seguridad alimentaria y
mínimo riesgo ambiental.
Las características climáticas del Valle del Yaqui, según la SARH, INIFAP y CIRNO
(1992), se clasifican como muy cálido y desértico con temperaturas máximas de 43 a 48
o
C durante junio, julio y agosto. Esto permite que la técnica de solarización se vuelva
factible durante esta época del año.
El presente trabajo permitirá encontrar un período adecuado de solarización que asegure
un mejor control en la población de hongos y que pueda ser aplicado en suelos de cultivo
del Valle del Yaqui, beneficiando de esta manera a los productores y que además, al
tratarse de un control no químico, contribuirá a disminuir el uso de fumigantes. Por otro
lado, los efectos de la solarización permiten un mejor aprovechamiento de los nutrientes
por parte de las plantas.
La no búsqueda de nuevas alternativas para el control preventivo de las enfermedades,
puede provocar un uso desmedido de las sustancias químicas y frenar el camino hacia un
manejo integral y sustentable de los recursos.
II. FUNDAMENTACIÓN
2.1 Enfermedades de las plantas
El estudio de las enfermedades en las plantas se inicia con el diagnóstico y
reconocimiento de los agentes que las originan, procedimiento que consiste, en el caso de
una enfermedad conocida, en una mera observación de los síntomas y signos, llamadas
manifestaciones patológicas, o bien abarca una serie de pasos tendientes a probar la
patogenicidad de los organismos involucrados de acuerdo con los postulados de Koch.
(Sharvelle, 1979).
El síndrome de una enfermedad es el resultado de la alteración de las funciones
fisiológicas de las plantas. De acuerdo a la función fisiológica alterada, las enfermedades
se pueden clasificar en la forma siguiente: a) las que destruyen las reservas alimenticias;
b) alteran el metabolismo de las plántulas; c) interfieren en el aprovechamiento de los
nutrientes; d) interfieren en el aprovechamiento acrópeto de agua y nutrimentos; e)
8
interfieren en la elaboración de nutrimentos y f) desvían los nutrimentos a un uso anormal.
(Agrios, 1991).
Existen fitopatógenos completamente
diferentes que afectan una planta de manera
similar, y que alteran las mismas funciones fisiológicas. Por ejemplo, virus y hongos
pueden ocasionar una alteración similar de la fotosíntesis; algunas bacterias y hongos
fitopatógenos pueden ocasionar manchas foliares de varias formas y tamaños, mientras
que los fitopatógenos no infecciosos pueden también ocasionar síntomas que pueden ser
confundidos con los usados por patógenos infecciosos. (Sharvelle, 1979).
2.1.1 Importancia de los hongos fitopatógenos
Los hongos fitopatógenos, es el grupo de organismos causantes de las mayores pérdidas
económicas agrícolas por el gran número de enfermedades que ocasiona. Se considera
que todas las plantas son susceptibles al ataque de por lo menos un hongo, y muchas son
afectadas por un gran número de estos organismos, que las invaden desde la semilla
hasta la planta adulta.
Los hongos constituyen el grupo de fitopatógenos que han recibido mayor atención desde
que se realizaron los primeros trabajos con orientación fitopatológica; tal hecho demuestra
tanto su frecuencia como su importancia, como factores decisivos en la producción
agrícola del país. (Malaguti, 1997).
2.1.2 Características de las enfermedades más comunes causadas por
hongos
Las podredumbres de la corteza de las raíces y tallos son causadas todas ellas por
hongos que están asociados con el suelo. Algunos (Rhizoctonia solani, por ejemplo), son
habitantes del suelo, mientras que otros (Thielaviopsis basicola), son invasores del suelo.
Los invasores del suelo pueden producir estructuras de larga duración, tales como
9
clamidiosporas, que son capaces de persisitir más de 10 años. Además, pueden vivir
bien en el estado micelial creciendo saprofíticamente en materia orgánica en
descomposición en el suelo, por períodos muy largos. Las bacterias y hongos que
inducen a la podredumbre blanda pueden atacar todos los tejidos carnosos
parenquimatosos de la planta, y el hongo de la “marchitez o podredumbre de las plantitas
de semillero” ataca los tallos de las plantitas, los hongos de la podredumbre de la raíz
están especializados en el sentido de que sólo los tejidos corticales les proveen de un
medio conveniente para sus actividades. Phytophtora produce una grave enfermedad de
podredumbre en las raíces de muchas plantas leñosas, y aparece comúnmente en los
trópicos y las regiones más cálidas de la zona templada. (Roberts, 1972).
Las plantas afectadas pueden reaccionar en una o dos formas: degradación rápida de las
raíces que llevan al amarillamiento del follaje y una repentina muerte de la planta,
mientras que los daños menos graves de la raíz provocan un declinar caracterizado por la
marchitez progresiva de las ramas. Bajo tierra, la enfermedad está caracterizada por la
aparición de chancros en la conjuntura de la raíz y tallo. La podredumbre negra de la raíz,
es exclusiva de las plantas ya establecidas, los tejidos corticales infectados de la raíz
primaria y de las raíces laterales se vuelven necróticos y pardo obscuro o negros. El
agente causante es el hongo imperfecto Thielaviopsis basicola. (Roberts, 1972).
La Pudrición de la corona y raíz, es una enfermedad persistente y destructiva, sobre todo
en campos de cultivo intensivo de tomate. Los primeros síntomas se presentan durante la
fructificación. Comienza con un amarillamiento unilateral en las hojas viejas, cuando la
enfermedad es severa las hojas se marchitan y mueren rápidamente, y permanecen
adheridas a la planta. En un corte longitudinal en la base del tallo, se observa una
necrosis vascular, la cual no rebasa los 25 cm; Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici
produce una necrosis que se extiende por toda la planta. Cuando la severidad es leve se
observa una marchitez general de la planta en las horas más soleadas y calientes del día,
y cuando la severidad es alta se presenta un marchitamiento repentino de toda la planta.
(INIFAP,2002).
Otras enfermedades que no son específicamente de la raíz, pero que de igual forma son
provocadas por hongos son las siguientes.
10
Tizón Temprano es una enfermedad que se presenta en casi todos los ciclos , es causada
por Alternaria solani. Se presentan manchas de forma irregular de color café oscuro con
anillos concéntricos en su interior, estas lesiones pueden ocurrir en hoja, tallo o fruto,
preferentemente en tejido más viejo, la lesión se expande en función del ambiente
favorable y puede alcanzar hasta 1.5 cm de diámetro; frecuentemente, la lesión se rodea
por un halo amarillento y si las lesiones son numerosas pueden coalescer tornando la
hoja clorótica en su totalidad, la cual rápidamente muere. (INIFAP, 2002).
En los tallos y pecíolos, las lesiones pueden aparecer como áreas hundidas, alargadas,
de color café oscuro y también presentan anillos concéntricos. Cuando la lesión aparece
al nivel del suelo, normalmente rodea y estrangula al tallo. En el fruto la lesión aparece
generalmente en el cáliz. El Tizón Tardío es una enfermedad provocada por Phytophthora
infestans y se presenta ocasionalmente debido a sus requerimientos específicos de clima,
sin embargo cuando se presenta, se disemina dentro de las 24 a 48 horas y la severidad
puede ser del 100%. Se presenta un doblamiento del pecíolo de hojas infectadas hacia
abajo. Las lesiones en hojas y tallos son de tamaño variable, de forma irregular, de color
verde oscuro con margen pálido, apariencia húmeda y rápidamente se tornan café con
consistencia papelosa. Cuando la humedad relativa prevalece alta (90%), en el envés se
observa la esporulación blanquecina del hongo. Si el ambiente continúa favorable puede
ocurrir un diseminación total de la enfermedad en pocos días. (INIFAP, 2002).
Las lesiones en el fruto son firmes, grandes, irregulares, de color café, de apariencia
rugosa y grasosa. Cenicilla (Leveillula taurica), se presenta regularmente causando daños
mínimos, sin embargo, cuando la variedad es susceptible el daño puede ser significativo.
Se presentan manchas verde-amarillentas en el haz de las hojas inferiores. Puede
presentarse fructificación del hongo en una o ambas partes de la hoja. A medida que la
lesión progresa se vuelve color amarillo brillante hasta volverse necróticas y pueden
afectar a toda la hoja. Las hojas secas permanecen adheridas a la planta. Cuando la
enfermedad es muy severa se presenta una deshidratación parcial o casi completa de las
hojas en forma ascendente. Esto ocasiona debilitamiento general de la planta, reducción
en rendimiento, frutos pequeños y quemaduras de fruta por el sol. La enfermedad de la
Marchitez Sureña es causada por Sclerotium rolfsii, la cual es muy destructiva en suelos
muy infestados, específicamente en las siembras tardías, debido a que el hongo requiere
11
de temperaturas muy altas (35 oC) para iniciar el proceso de infección. Se puede causar
estrangulamiento en la base del tallo y pudrición de raíz, corona y fruto. El primer síntoma
es una lesión café obscura en la base del tallo, que lo puede circundar y causar un
marchitamiento y muerte de la planta sin cambiar drásticamente la coloración del follaje.
Si el ambiente es favorable, la lesión se puede expandir sobre el tallo hasta 10 a 15 cm y
se puede observar el crecimiento fungoso con aspecto algodonoso-blanquecino, pocos
días después es posible observar los esclerocios de color café-dorado que son
estructuras de resistencia del hongo; los esclerocios son visibles a simple vista, miden de
1 a 2 mm de diámetro. (INIFAP, 2002).
Los frutos que están en contacto con el suelo son invadidos rápidamente mostrando el
crecimiento fungoso y los esclerocios. Damping-Off, es una enfermedad causada por
Pythium, Phythophtora, Rhizoctonia y Fusarium, provocan la muerte de plántulas en
invernadero y campo; limitan la densidad de plantas, causan desuniformidad en el cultivo
y disminuyen el rendimiento. La semilla se puede afectar antes de germinar y la plántula
puede morir antes de emerger dando la apariencia de una germinación pobre. Después
de la emergencia, las plántulas presentan lesiones en la base del tallo, el tejido se
ablanda, se marchita y muere. Las especies de Phytium y Phythophthora cuando causan
Damping-off preemergente, el síntoma es una pudrición blanda y lesiones café-obscuras
de apariencia húmeda que rápidamente se extienden por toda la plántula. Los síntomas
del Damping-off
postemergente son lesiones obscuras de apariencia húmeda que
empiezan en la raíz y se extienden hasta la base del tallo. La lesión continúa creciendo y
eventualmente rodea y estrangula el tallo causando marchitamiento y muerte de plántulas.
Los síntomas que induce Rhizoctonia son similares a los anteriores, sólo que la coloración
de las lesiones son con tonalidades rojizas. (INIFAP, 2002).
2.2 Causas que generan una enfermedad
No se puede pensar en un agente causal único y específico, sino en la existencia de un
complejo patogénico de factores. Cualquier entidad o condición determinada, por si
misma, no es causa de la enfermedad; es un simple factor que forma parte con muchos
12
otros, de un complejo biológico que puede volverse o no patogénico. Por lo general es
difícil determinar cuándo un complejo normal se vuelve patogénico, dependiendo dicha
determinación de los conocimientos personales, de los límites aplicados al concepto
mismo de enfermedad, síntomas visibles, métodos de estudio, etc., en muchos textos se
habla de causas de las enfermedades, o agentes causales, separándolos en: causas
abióticas, bióticas, infecciosas, parasitarias y no parasitarias (Malaguti, 1997).
2.2.1 Factores abióticos
2.2.1.1 Factor genético
Se sabe que cultivos de una misma especie, pueden tener un aspecto completamente
diferente, así como dos especies del mismo género. También es frecuente que dos
cultivos de la misma especie no puedan vivir en la misma área geográfica; o que difieran
mucho en aspecto y producción. Por otra parte, la misma variedad puede producir
diferentemente en diversas áreas, o bajo condiciones diferentes de suelo, iluminación,
fertilizante, riego y demás prácticas culturales (Malaguti, 1997).
2.2.1.2 Factor enzimático y hormonal
Si por algún factor, incluyendo el genético, no pueden formarse o no pueden actuar
determinadas enzimas entonces no podrán formarse ciertos compuestos, sino otros,
provocando una modificación del metabolismo con alteraciones fisiológicas de tipo
patológico (enfermedad). Otros compuestos importantes son las hormonas, producidas en
cierta partes de la planta (raíces y hojas) y que influyen sobre el desarrollo de otras partes
(raíces, hojas, tallo, flores ,etc.). (Malaguti, 1997).
13
2.2.1.3 Factor ambiente
El ambiente es importante para inducir una selección de la macro y microflora de una
región, mucho más importante es la influencia que el mismo ejerce sobre el hospedante
(planta susceptible), el patógeno (el organismo parásito), y sobre la relación huéspedparásito, determinando si va a haber o no el proceso infeccioso (enfermedad parasitaria).
El ambiente de una planta consiste del aire que la circunda y del suelo en el cual está
sembrada. El ambiente aéreo está relacionado con los factores climáticos (temperatura,
humedad, viento, luz, lluvia, rocío, nubosidad, presión atmosférica, etc.); el ambiente
suelo depende no sólo de las condiciones climáticas del aire, sino también del tipo de
suelo en cuanto a su capacidad de retener humedad o calor. La superficie del suelo, su
exposición, su contenido en humedad, su color, etc., así como la presencia de plantas,
influyen sobre la temperatura del aire cerca del suelo, dando lugar a un sin número de
“microclimas” (Agrios, 1991).
En ciertos momentos pueden presentarse condiciones o factores totalmente diferentes
que alteran notablemente el clima, durante períodos más o menos largos, influenciando
todo el complejo biológico, en particular el desarrollo de las plantas, de los parásitos y las
relaciones plantas-parásitos. De aquí la posibilidad de que ocurran de repente ciertas
enfermedades, sin que se hayan podido predecir o prever. Hay patógenos que atacan a
su hospedante solamente en climas determinados. De la misma manera, el clima puede
ser también una defensa, una barrera que impide que una enfermedad, presente en un
sitio, pueda desarrollarse en otro. El clima influye también en el ciclo vital de un patógeno,
su forma de sobrevivencia, formación de esporas, abundancia del inóculo, formación de
un estado u otro de reproducción (Malaguti, 1997).
2.2.2 Factores bióticos parasitarios-infecciosos
Muchos son los agentes parásitos o infecciosos que pueden entrar en el complejo
biológico y alterar o afectar la vida normal de la planta. Ellos pueden ser de origen vegetal
14
(hongos, bacterias, Rickettsias, micoplasmas, plantas parásitas superiores), o entidades
infecciosas (virus, viroides), o de origen animal (ácaros, insectos y otros), (Roberts, 1972).
2.3 Control de enfermedades
Se emplea el término control para indicar, en sentido amplio, la lucha o combate que se
efectúa contra los agentes causantes de enfermedades. Esto no implica, necesariamente,
la eliminación completa del fenómeno patogénico y sus causas. Cuando nos damos
cuenta de que la enfermedad “controlada” persiste o reaparece, tenemos que concluir
que ese “control” no se ha logrado. Sin embargo creemos que el término es aceptable y
valedero en su acepción más amplia, que incluye las acciones previas o concomitantes de
“lucha y combate” que indican: La realización de una acción continua y constante para
que la enfermedad sea mantenida en los límites de un daño económico aceptable y la
necesidad de efectuar eventuales modificaciones y ajustes, según las situaciones
variables del cultivo y de las condiciones ambientales (Malaguti, 1997).
Ya se ha dicho que existe una relación entre el ambiente, el patógeno y la planta. Si
cualquiera de los componentes de estas tres entidades es modificado, espontáneamente
o por intervención del hombre, el proceso patológico se paraliza o no ocurre. Es evidente
que las medidas de combate, en la mayoría de los casos, se concretan actuando sobre
alguno de estos componentes, para evitar que se cierre el triángulo, o sea, que ocurra la
enfermedad:
PATÓGENO
AMBIENTE
ENFERMEDAD
PLANTA
Fuente: Malaguti 1997.
Figura 1. Relación entre los factores que causan una enfermedad.
15
2.3.1 Exclusión
Agrios (1991), los llama métodos reguladores y Malaguti (1997), dice que consiste en
prevenir que un patógeno entre y se establezca en un área donde no existe. Se basa,
principalmente, en disposiciones o leyes “cuarentenarias” que exigen la inspección y
eliminación de materiales infectados, impiden la entrada de ciertos materiales vegetales
desde el exterior o el traslado de materiales, en el país, desde áreas donde existe la
enfermedad a otras que están libres de las mismas.
2.3.2 Protección
Tiende a colocar algún tipo de barrera entre el patógeno y el hospedero, para evitar la
infección. La barrera más conocida y usada es la química, colocando una capa funguicida
a la semilla antes de la siembra para protegerla de los patógenos del suelo, o al follaje,
para matar a los propágulos de hongos y bacterias, o impedir su germinación y
penetración. El principio (protección), incluye también varias prácticas agronómicas tales
como selección de área y época de siembra, ajuste del pH del suelo, nutrición y humedad
apropiadas, barreras físicas (cortinas rompe vientos o envoltura para frutos), (Malaguti,
1997).
2.3.3 Erradicación
Incluye la eliminación o destrucción del patógeno en el área o en la planta, o parte de la
planta, en la cual se ha establecido. Esto implica la erradicación o entresaque de plantas
enfermas, la destrucción de los residuos de siembras enfermas, rotación de cultivos para
reducir la población de los patógenos, la desinfección del suelo, la desinfección o
desinfestación de materiales vegetales (semilla sexual o vegetativa), por medio de
tratamientos químicos o por el calor, así como la destrucción de los huéspedes colaterales
o alternos (Agrios, 1991).
16
2.3.4 Inmunización
Es el proceso tendiente a cambiar la naturaleza física o fisiológica de la planta, para
ponerla en grado de prevenir, rechazar o resistir la infección (Malaguti, 1997).
2.4 Técnica de solarización
2.4.1 Concepto
Según Ramírez (1996), la técnica de solarización consiste en cubrir el suelo húmedo con
plástico transparente delgado durante el verano, a fin de incrementar las temperaturas
que permitan destruir a la mayoría de los fitopatógenos, insectos y malas hierbas. La
radiación solar pasa a través del plástico transparente, se convierte en calor, e induce
cambios físicos, químicos y biológicos en el suelo. Un manejo satisfactorio depende de la
duración del tratamiento, intensidad de la radiación solar y de la conductividad térmica del
suelo. Esto coincide con la información proporcionada por INFOAGRO (2002) , donde se
explica que la solarización consiste en cubrir el suelo a desinfectar, una vez mullido y
regado durante los días de máxima temperatura. Ambos coinciden también en el período
de aplicación de cuatro semanas.
2.4.2 Características térmicas del suelo
El suelo tiene una capacidad calorífica alta, entre 0.27 y 0.28 cal/g/oC, lo que significa que
es un buen acumulador de calor, y una baja conductividad térmica, que hace que la
penetración del calor en el suelo sea lenta, al igual que su enfriamiento. La energía que
llega al suelo a través de la radiación solar, penetra en él en función de sus propiedades
térmicas, capacidad calorífica, conductividad térmica, difusividad térmica etc., que a su
vez dependen de las características físicas del propio suelo, y de su contenido de
17
humedad, y sufre una serie de pérdidas por radiación, conducción, convección y
evaporación. Por la noche el suelo tiene un proceso de enfriamiento, de modo que la
temperatura a lo largo del tiempo describe un curva cíclica parecida a una sinusoide
(Cebolla, 2002).
2.4.3 Características térmicas del suelo acolchado
Cuando el suelo esta húmedo y acolchado con polietileno, el balance de energía se
modifica, debido por una parte a que la humedad aumenta la conductividad y sobre todo
la difusividad térmicas, haciendo posible un calentamiento más rápido hacia el interior, y
por otra, hay una reducción de la radiación solar incidente debido a la transmitancia y
reflexión del plástico, y una disminución notable de pérdidas caloríficas por conducción y
convección, y sobre todo una eliminación de pérdidas de calor latente de evaporación a
causa de la barrera impuesta por el acolchado. Asimismo las pérdidas nocturnas por
radiación calorífica, se hacen menores por la condensación del agua en la superficie
interna del plástico. En un suelo, en estas condiciones de alto contenido de humedad y
acolchado, da como resultado un aumento progresivo de su temperatura, con diferencias
que superan al suelo no solarizado en unos 10 oC (Cebolla, 2002).
2.4.4 Aplicación de la solarización
Para la aplicación de la técnica de solarización, y que esta tenga buenos resultados,
varios autores (Ramírez, 1996, Jiménez, 2002 y Cebolla, 2002), coinciden en las
siguientes recomendaciones:
a). El terreno debe estar preparado y mullido, lo cual facilitará la penetración del único
riego que se aplicará y al estar libre de terrones, residuos de cosecha y malezas se
evitará que el plástico se rompa.
b). El plástico debe ser lo mas transparente posible, esto permitirá el paso de la mayor
18
parte de la radiación y por razones económicas se considera que el material más apto es
el polietileno normal: menor precio, mayor resistencia mecánica, buena transmitancia y
gran anchura de fabricación. En cuanto a su espesor, el polietileno de 25 a 50 micras se
considera el material más adecuado, ya que plásticos más gruesos reflejan más la luz. Si
el plástico está formulado con inhibidores ultravioleta, mejorará su resistencia al deterioró
y será susceptible a reutilizarse.
c). El plástico debe aplicarse durante los períodos de temperaturas más altas, días más
largos y radiación solar intensa.
d). El suelo puede cubrirse total o parcialmente en camas o surcos. El cubrimiento total
del suelo con el plástico, retarda la reinfección.
e). La aplicación del plástico puede ser manual o mecánica, lo importante es quede bien
sellado con el mismo suelo y que entre la película y la superficie haya un espacio mínimo,
para evitar bolsas de aire y retardo del calentamiento del suelo.
f). La labranza, después del solarizado, debe ser superficial, menor a 5 cm, para evitar la
circulación de esporas desde los estratos más profundos.
2.4.5 Beneficios de la solarización
La técnica de solarización permite elevar la temperatura en los primeros estratos del
suelo, pero a diferencia de otras técnicas de calentamiento artificial como la utilización de
vapor,
que eleva la temperatura a 60 – 100 oC, la solarización permite alcanzar
temperaturas relativamente más bajas, por lo tanto el efecto es menos drástico sobre la
población microbiana. Este efecto permitirá que la recolonización sea menor después de
la desinfección ya que el vacío biológico no será tan intenso (Cebolla, 2002).
Industrias de Culiacán S.A. de C.V. en la revista “Hortalizas, Frutas y Flores” (noviembre
2000), indican que en Israel, en 1975, se demostró que la solarización puede controlar
19
patógenos y malas hierbas. Desde entonces se ha demostrado que la solarización
controla efectivamente muchos patógenos del suelo, como son: Alternaria, Dydimella,
Fusarium spp, Phymatotrichum, Phytophthora, Plasmodiophora, Pyrenochaeta spp,
Pythium spp, Bipolaris, Rhizoctonia, Rosellinia, Sclerotinia, Sclerotium spp, Thielaviopsis,
Verticillium, Agrobacterium, Streptomyces, Orobanche y nematodos. En algunos casos, el
control de patógenos ha durado más de un año; en otros, se han logrado efectos
sinergísticos cuando se ha combinado la solarización con residuos de plantas o
fumigantes de suelo. Su efectividad también se ha incrementado mediante el uso de
plástico avejentado o con la utilización de dos capas de película de polietileno.
La solarización también es efectiva contra la maleza (Cebreros, 1997). En la revista
“Hortalizas, Frutas y Flores” (noviembre 2000) se indica que las malas hierbas son más
susceptibles que los patógenos a la solarización. En general, la mayoría de las especies
de maleza anuales y perennes pueden controlarse.
Ramírez (1996), señala que durante la solarización se acumulan gases como el bióxido
de carbono y el etileno lo cual permite que se incremente el control de los patógenos y
que además en algunos suelos solarizados se han incrementado seis veces las
concentraciones de nitratos (NO-3) y amonio (NH+4), comparados con suelos no
solarizados, así como también las concentraciones de fósforo, calcio, magnesio y la
conductividad eléctrica. También nos dice que la solarización no ha afectado
consistentemente las concentraciones disponibles de potasio, fierro, manganeso, zinc,
cobre, cloro, pH del suelo o materia orgánica total.
Otras ventajas que trae consigo la aplicación de este método de desinfección, es que al
tratarse de un método físico, disminuye el empleo de fumigantes y por lo tanto la calidad
de la cosecha se incrementa, así como la prevención de la contaminación de los suelos.
Una fumigación convencional con metam-sodio, requiere 900 litros por hectárea, pero
cuando este fumigante se combina con la solarización, la dosis puede bajarse hasta 400 o
200 litros por hectárea (Ramírez,1996).
III. MÉTODO
3.1 Descripción del área de estudio
3.1.1 Localización
El estudio se realizó en los laboratorios de microbiología de la DIEP-ITSON y en el
Campo Experimental del Instituto Tecnológico de Sonora, localizado en la manzana 910,
lotes 19 y 20 del Valle del Yaqui Municipio de Cajeme Sonora, México; durante el verano
de 2001.
El Valle del Yaqui se localiza geográficamente en las coordenadas 26o 45´ y 27o 40´
latitud norte y en los meridianos 108o 25´ y 110o 35´ de longitud oeste del meridiano de
Greenwich. Se encuentra en la región Sur del Estado de Sonora, limita al norte con el
21
municipio de Suaqui Grande, al este con Rosario y Navojoa, al Sureste con Etchojoa al
Suroeste con el Golfo de California, y al oeste con los municipios de Guaymas y Bácum
(SARH, INIFAP y CIRNO, 1992).
La topografía generalmente es plana, la altura sobre el nivel del mar varia de 39 m en
Ciudad Obregón y 30 m en promedio; cuenta con una superficie de 372,873 hectáreas y
se utilizan aproximadamente 220,000 para cultivo. La presa “General Álvaro Obregón”
(Oviáchic) es la principal fuente de agua para riego a través de dos canales: el canal
principal alto y el canal principal bajo, los cuales distribuyen al agua a una amplia red de
canales secundarios (SARH, INIFAP y CIRNO, 1992).
3.1.2 Clima
El clima del Valle del Yaqui se define como muy cálido y desértico, con una temperatura
media anual de 23 a 27 oC con máximas de 43 a 480C durante junio, julio y agosto, y
mínimas de 3.5 a 4oC en diciembre y enero. La precipitación media anual es de 279 y 436
mm, la evaporación media anual es de 2600 mm y humedad relativa media anual es de
58% (SARH, INIFAP y CIRNO, 1992).
3.2 Actividades de campo
3.2.1 Preparación del terreno
Para la preparación del terreno, donde se aplicó la solarización, se utilizaron labores de
barbecho, rastreo, elaboración de camas, paso con cultivadora rotativa lillingston para
suavizar el terreno. Esta actividad se llevo a cabo en el mes de julio de 2001.
22
3.2.2 Instalación del sistema de riego
Se colocaron, de forma manual, cintas de polietileno de baja densidad con emisores a
cada 30 cm a lo largo de la cama y conectadas a la red de tuberías secundarias por
medio de adaptadores, sellándose la cinta al final de la cama.
3.2.3 Instalación del plástico
Una vez colocada la cinta de riego, se procedió a la colocación del plástico transparente,
el cual tiene un ancho de 1.3 m por 60 m de la largo y un calibre de 150 micras, la
instalación fue manual sellándose con la misma tierra por los lados para evitar la entrada
de aire. El tratamiento inició el 16 de julio de 2001.
3.2.4 Riegos
Se aplicó un solo riego en todos los módulos cubiertos con plástico con una duración de
20 h humedeciéndose un ancho aproximado de la cama de 1 m.
3.3 Tratamientos y distribución del terreno
3.3.1 Tratamientos
Se instaló el plástico en cinco módulos de ocho camas cada uno, las camas tienen un
ancho aproximado de 1 m y 60 m de largo. El experimento inicio el 16 de julio de 2001 y
finalizó el 14 de octubre de 2001 aplicándose los períodos de solarización como se
muestra en el cuadro.
23
Cuadro 1. Descripción de los tratamientos evaluados en el experimento.
TRATAMIENTO
(MÓDULO)
DURACIÓN
(DIAS)
FECHAS
1
40
INICIO
16-Julio-2001
TÉRMINO
27-Agosto-2001
2
50
16-Julio-2001
6-septiembre-2001
3
60
20-Julio-2001
20-septiembre-2001
4
70
24-Julio-2001
4-octubre-2001
5
80
24-Julio-2001
14-Octubre-2001
3.3.2 Distribución del terreno
Se utilizó un arreglo de cinco módulos en línea con ocho camas cada uno, de 1 m de
ancho por 60 m de largo, totalizando un área experimental aproximada de 1920 m2, como
se muestra en la figura.
Camas 1m
60 m
M1
M2
M3
M4
Figura 2. Distribución de los tratamientos.
M5
24
3.3.3 Variables a medir
3.3.3.1 Temperatura del suelo
La temperatura se midió en la superficie del plástico y en las profundidades de 5 y 10 cm.
Se utilizaron termómetros manuales de bulbo en forma de aguja y de sensor para
superficie. Las fechas y horarios de toma de temperaturas se muestran en la tabla. Las
lecturas se hicieron a intervalos de 1 hora desde las 7:00 A.M. hasta las 18:00 P.M.
durante días soleados, se realizaron tres mediciones en cada módulo, alternando las
camas en cada hora y a diferentes longitudes a lo largo de las mismas, también se tomo
la temperatura del suelo descubierto.
Cuadro 2. Épocas de lecturas de temperatura
FECHA
16-AGOSTO-2001
9-SEPTIEMBRE-2001
HORARIO
7:00 AM a 18:00 PM
7:00 AM a 18:00 PM
3.3.3.2 Análisis microbiológico
Para llevar a cabo el análisis microbiológico se procedió primeramente al muestreo del
módulo. Primero se muestreo el suelo sin solarizar y después cada módulo, conforme se
fueron cumpliendo las fechas de los tratamientos. El suelo se muestreó en cuatro niveles
de profundidad: 5, 10, 15 y 20 cm para esto se utilizaron vasos de vidrio tapados con
papel aluminio y espátulas, ambos estériles, se seleccionaron cuatro sitios de muestreo
dentro del módulo alternando las camas y las longitudes a lo largo de las mismas. En
cada sitio de muestreo se levantó el plástico y se hizo una excavación de
aproximadamente 30 cm de profundidad, se tomó la muestra correspondiente al estrato
de 5 cm de la superficie hacia abajo y se colocó en el vaso correspondiente, cubriéndose
inmediatamente. Se retiró una porción del primer estrato y se procedió a tomar la muestra
correspondiente al estrato de 10 cm de profundidad, colocándose en su vaso
correspondiente; de la misma manera se hizo para las muestras de los estratos de 15 y
25
20 cm, de tal manera que al final del muestreo se tuvo una muestra compuesta de cada
uno de los estratos donde, para cada uno de ellos, se tomó muestra de cada uno de los
cuatro sitios. Las muestras se trasladaron inmediatamente al laboratorio para su análisis.
El análisis microbiológico se realizó en los laboratorios de la Dirección de Investigación y
Estudios de Postgrado del Instituto Tecnológico de Sonora.
El método utilizado para la determinación de microorganismos por gramo de suelo fue el
de vaciado en placa, el cual es el más ampliamente utilizado para aislar microorganismos.
Se prepararon diluciones con 10 g de muestra homogénea y seca utilizando tubos de
cultivo y pipetas estériles. Las diluciones preparadas fueron 10!, 102, 103, 104 y 105. En
seguida se sembró por triplicado para cada dilución, en placa, utilizando agar dextrosa de
papa acidificado con ácido tartárico. Se homogenizaron las placas con movimientos
oscilatorios sobre la mesa y se dejaron solidificar para posteriormente incubar a 300C
durante 72 h.
A los tres días se contabilizaron las colonias en cada dilución, y se procedió a su
caracterización
al
microscopio;
para
esto
se
tomó
una
muestra
del
micelio
correspondiente utilizando un trozo de cinta adhesiva transparente, de tal manera que la
muestra quedara adherida a la misma y en seguida se colocó, la cinta con la muestra en
el portaobjeto previa aplicación de una gota de agua destilada. Se buscaron morfologías
y cuerpos reproductivos característicos de los diferentes grupos de hongos que
normalmente habitan en el suelo.
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Temperaturas del suelo
Las temperaturas que se registraron el 16 de Agosto de 2001 se muestran en los cuadros
3 y 4. Se puede observar que en la primer fecha, la diferencia más alta de temperatura se
da alrededor de las 15:00 P.M. entre el testigo y el estrato de 5 cm con una diferencia de
12 oC, también se observa que las temperaturas más altas son arriba de los 50
0
C, se
incrementan rápidamente y permanecen altas, la mayor parte del día, como lo muestran
las figuras 3, 4 y 5.
27
o
Cuadro 3. Temperaturas en
2001.
C registradas en los tratamientos con y sin solarización. Agosto
SUPERFICIE
5 Cm
10 Cm
No
No
No
Hr Solarizado solarizado Diferencia Solarizado solarizado Diferencia Solarizado solarizado Diferencia
07:00
36.9
39
-2.1
35.6
30.8
4.8
36.7
32.1
4.6
08:00
46.8
47.5
-0.7
37.9
32.5
5.4
37.5
32.4
5.1
09:00
50.4
51
-0.6
39.9
35.3
4.6
38.1
33.0
5.1
10:00
56.9
57
-0.1
43.3
36.9
6.4
39.4
34.1
5.3
11:00
58.2
58.5
-0.3
45.2
38.0
7.2
41.0
35.0
6.0
12:00
59.9
59.5
0.4
47.6
40.8
6.8
42.8
36.2
6.6
13:00
62.6
66.5
-3.9
50.0
39.7
10.3
43.5
35.7
7.8
14:00
62.2
64.5
-2.3
53.3
41.5
11.8
46.0
36.3
9.7
15:00
58.8
59.5
-0.7
54.3
42.1
12.2
46.3
38.2
8.1
16:00
53.4
53.5
-0.1
52.8
44.2
8.6
45.8
39.3
6.5
17:00
49.3
50
-0.7
51.2
42.3
8.9
46.7
39.5
7.2
18:00
44.5
43.5
1.0
49.2
42.4
6.8
45.3
39.5
5.8
19:00
39.6
39.5
0.1
47.7
41.2
6.5
45.3
39.3
6.0
Las temperaturas registradas el día 9 de Septiembre de 2001 se muestran en la siguiente
tabla.
Cuadro 4. Temperaturas en
2001.
SUPERFICIE
O
C registradas en los tratamientos con y sin solarización. Septiembre
5 Cm
10 Cm
No
No
No
Hr Solarizado solarizado Diferencia Solarizado solarizado Diferencia Solarizado solarizado Diferencia
07:00
37.5
37
0.5
35.5
32
3.5
36.4
33
3.4
08:00
39.8
38
1.8
36.9
33.5
3.4
37.4
34.4
3.0
09:00
44.5
42
2.5
38.6
35.3
3.3
37.7
33.5
4.2
10:00
52.0
49.5
2.5
41.0
35.3
5.7
38.3
33.5
4.8
11:00
59.9
57
2.9
44.5
35.3
9.2
39.4
33.5
5.9
12:00
65.0
53
12.0
48.6
40.9
7.7
41.4
35.4
6.0
13:00
51.0
53
-2.0
49.3
43
6.3
41.9
37.3
4.6
14:00
54.9
55
-0.1
50.5
41.5
9.0
43.9
37
6.8
15:00
57.1
53
4.1
52.1
44.2
7.9
45.5
37.5
8.0
16:00
49.9
47.5
2.4
51.2
42.6
8.6
46.3
38
8.3
17:00
45.0
41
4.0
51.0
41.3
9.7
46.3
38.6
7.7
18:00
37.3
34.5
2.8
48.9
39.8
9.1
46.0
38.2
7.8
19:00
35.4
35
0.4
46.6
39.2
7.4
44.5
38
6.5
28
La diferencia máxima entre el estrato de 10 cm y el testigo no solarizado es de 9.7 oC que
se da alrededor de las 14:00 horas. Las temperaturas máximas alcanzadas en este
estrato están por arriba de los 40 0 C.
En la segunda fecha el comportamiento es similar, sin embargo las temperaturas son
ligeramente más bajas que en la primera, considerando que la diferencia entre una y otra
es de 23 días.
En la revista “Hortalizas, Frutas y Flores” de noviembre 30 de 2000 se publicó un artículo
sobre solarización donde se muestra un gráfica de temperaturas tomadas a 10 cm
durante el período del 5 de Junio al 25 de Julio de 1990 donde las temperaturas máximas
alcanzadas alrededor de las 16:00 hrs es de 46 0C con una diferencia de 10 0C con
respecto al no solarizado. Por otro lado Jiménez F (2002), indica que la solarización
permite calentar el suelo a temperaturas entre 44 y 50 0C , a profundidades comprendidas
entre 5 y 20 cm, significando una media térmica de 8 a 12 0C por encima de los suelos no
solarizados. Montealegre (2002) registra una temperatura de 43 0C a los 10 cm durante
Enero-Febrero de 1995 con una diferencia de 9.2 0C con respecto al no solarizado. Los
resultados obtenidos concuerdan también con los de Cebreros (1997)
quien tomó
lecturas en el mismos sitio durante el periodo del 22 de agosto al 17 de Octubre de 1996.
En el mes de Agosto obtuvo la diferencia más altas a las 16:00 horas, a 5 cm con 15 0 C
y a los 10 cm con 11
0
C de diferencia. En Septiembre registro las mayores diferencias a
las 16:00 horas con 19 0C a los 5 cm y 18 0C a los 10 cm. En Octubre, tienden a
reducirse significativamente, por lo que los meses mas viables son de Julio a Septiembre.
Sin embargo Jiménez (1996) señala que en el Estado de Sinaloa, en los meses de Abril a
Octubre las temperaturas del suelo oscilan de 48 a 55 oC a 10 cm de profundidad.
Otro aspecto importante para resaltar en estos resultados es la duración de las
temperaturas mas altas . En la lectura de Agosto las temperaturas superiores a 50 0C
permanecieron durante 4 horas a 5 cm, mientras que a 10 cm no se registraron
temperaturas tan altas; las temperaturas arriba de 40 0C permanecen durante 4 horas a 5
cm y a 10 cm más de 8 horas. En la lectura de Septiembre, las temperaturas arriba de 50
0
C , a los 5 cm duraron 3 horas y a los 10 cm no se registraron. Temperaturas arriba de 40
0
C a los 5 cm duran 5 horas y a los 10 cm 7 horas.
29
70
TEMPERATURAS
65
60
55
50
45
40
35
19
:0
0
18
:0
0
17
:0
0
16
:0
0
15
:0
0
14
:0
0
13
:0
0
12
:0
0
11
:0
0
10
:0
0
09
:0
0
08
:0
0
07
:0
0
30
HORA
SUPERFICIE SOLARIZADA
SUPERFICIE NO SOLARIZADA
Figura 3. Temperaturas de solarización en la superficie del plástico.
60
TEMPERATURA
50
40
30
20
10
0
07:00 08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00 17:00 18:00 19:00
HORA
solarizado 5 Cm
No solarizado 5 Cm
Figura 4. Temperaturas de solarización a 5 cm.
30
50
45
TEMPERATURAS
40
35
30
25
20
15
10
5
0
07:00 08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00 17:00 18:00 19:00
HORA
SOLARIZADO
NO SOLARIZADO
Figura 5. Temperaturas de solarización a 10 cm.
4.2 Análisis microbiológico
Después de muestrearse los cuatro tratamientos junto con el testigo, en los estratos de 5,
10, 15 y 20 cm de profundidad, el comportamiento en el número y especie de colonias se
presentan en las siguientes tablas.
En el cuadro 5 se presentan los resultados para la muestra testigo donde se puede
observar que la mayor población se encuentra en los estratos de 10 y 15 cm donde las
condiciones de temperatura y oxigenación son más benéficas, en el primer estrato la
temperatura es más alta y por lo tanto menos humedad; en los estratos más profundos
disminuye la oxigenación. Se identificó Pythium, el cual es considerado como patógeno y
el más abundante después de Aspergillus.
31
Cuadro 5. Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra
testigo.
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
ASPERGILLUS
9,000
22,000
20,000
12,000
PYTHIUM
7,000
6,000
3000
2,000
PENICILLIUM
0
2,000
0
3,000
TOTAL
16,000
30,000
23000
17,000
En el cuadro 6 se muestran los resultados del primer tratamiento a los 40 días de
solarización mostrándose una disminución del 100% en el estrato de 5 cm y en el de 10
cm la disminución fue también de casi el 100%.
Cuadro 6. Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 40
días. Tomada el 27 de Agosto de 2001.
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
ASPERGILLUS
0
1,000
13,000
18,000
PYTHIUM
0
0
2,000
1,000
PENICILLIUM
0
0
1,000
1,000
TOTAL
0
1,000
16,000
2,0000
En el cuadro 7 se muestran los resultados del tratamiento de los 50 días donde se puede
observar una efectividad del 100% en los dos primeros estratos 5 y 10 cm, sin embargo
en los estratos de 15 y 20 cm todavía se muestra un crecimiento de colonias.
Cuadro 7. Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 50
días. Tomada el 6 de Septiembre de 2001.
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
ASPERGILLUS
0
0
3,000
3,000
PYTHIUM
0
0
0
2,000
PENICILLIUM
0
0
0
0
TOTAL
0
0
3,000
5,000
En la muestra de los 60 días, cuyos resultados están en el cuadro 8 el comportamiento en
los dos primeros estratos es similar a la de los 50 pero en los estratos de los 15 y 20 cm
muestra un comportamiento irregular con respecto a las muestras de los 50 y 70 días.
32
Cuadro 8. Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 60
días. Tomada el 20 de Septiembre de 2001.
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
ASPERGILLUS
0
1,000
3,000
3,000
PYTHIUM
0
0
1,000
0
PENICILLIUM
0
0
0
0
TOTAL
0
1,000
4,000
3,000
En el cuadro 9 se encuentran los resultados del tratamiento de los 70 días donde se
observa que el control en los dos primero estratos permanece, pero en los estratos de 15
y 20 cm se incrementan ligeramente las colonias con respecto a la muestra de los 60
días.
Cuadro 9. Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestra 70
días. Tomada el 4 de Octubre de 2001.
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
ASPERGILLUS
0
0
4,000
4,000
PYTHIUM
0
0
1,000
0
PENICILLIUM
0
0
0
0
TOTAL
0
0
5,000
4,000
En el cuadro 10 se presentan los resultados del último muestreo correspondiente al
tratamiento de los 80 días, comparándolo con los anteriores se puede observar que en los
primeros dos estratos existe un ligero crecimiento de colonias, sin embargo en los dos
últimos disminuye considerablemente mostrándose un control más uniforme en todos los
estratos.
Cuadro 10. Colonias de hongos para cada estrato por gramo de suelo en la muestras 80
días. Tomada el 14 de Octubre de 2001.
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
ASPERGILLUS
1,000
1,000
1,000
1,000
PYTHIUM
0
1,000
0
0
PENICILLIUM
0
0
0
0
TOTAL
1,000
2,000
1,000
1,000
En el cuadro 11 se muestra el total de colonias para cada tratamiento en los diferentes
estratos, comparados con los resultados de la muestra testigo y se puede observar una
33
disminución considerable en los estratos de 5 y 10 cm en todos los tratamientos con un
ligero aumento en el tratamiento de los 80 días. Por otro lado en los estratos de 15 y 20
cm, que son los estratos que reciben menos calor, presentan un mejor control por el
tratamiento de los 80 días con el inconveniente de que este presenta crecimiento en 5 y
10 cm, también se puede destacar un comportamiento irregular en los niveles 15 y 20 cm
a partir de los 50 días.
Cuadro 11. Total de colonias por estrato para cada tratamiento por gramo de suelo.
Colonias de hongos por gramo de
suelo (103)
5 cm
10 cm
15 cm
20 cm
40 días
0
1,000
16,000
20,000
50 días
0
0
3,000
5,000
60 días
0
1,000
4,000
3,000
70 días
0
0
5,000
4,000
80 días
1,000
2,000
1,000
1,000
Testigo
16,000
30,000
23,000
17,000
35
30
30
23
25
20
20
16
17
16
15
10
5
0
1
3
0
5
0
0
1
5 4
4 3
0
0
1
2 1 1
0
0 días
40 días
50 días
60 días
70 días
80 días
TRATAMIENTO
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
Figura 6. Total de colonias para cada tratamiento en los diferentes estratos.
En la figura número 7 se muestran los porcentajes de mortalidad para cada tratamiento
advirtiéndose que se mantienen altos en todos los tratamientos para los estratos de 5 y 10
34
cm, pero en el tratamiento de 80 días se mantiene por arriba del 90% en todos los
PORCENTAJES
estratos.
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
40 días
50 días
60 días
70 días
80 días
TRATAMIENTOS
5 Cm
10 Cm
15 Cm
20 Cm
Figura 7. Porcentajes de mortalidad en cada tratamiento para cada estrato.
4.3 Análisis estadístico
Para el análisis estadístico se utilizó un arreglo de bloques completamente al azar de tipo
factorial con dos factores y tres repeticiones. Los datos fueron transformados según la
fórmula raíz cuadrada de x+1. Donde x es el número de colonias observadas en cada
repetición.
En el cuadro número 12 se presenta el análisis de varianza para los dos factores donde
el factor A son las diferentes profundidades del suelo que se muestrearon y el factor B los
diferentes períodos de solarización. En este cuadro se puede observar que existe
diferencia altamente significativa en ambos factores, por lo que se procedió a llevar cabo
una comparación de medias.
35
Cuadro 12. Análisis de varianza.
FV
Factor A
Factor B
Error
Total
GL
3
20
48
71
SC
16.800995
119.248169
1.652924
137.702087
CM
5.600332
5.962409
0.034436
F
0.9393 *
173.1451**
P>F
0.558
0.000
C.V. = 8.46%
La comparación de medias para el factor A que corresponde a los estratos se presenta
en la figura número 8, donde se observa que el mejor control es a 5 y 10 cm y que los
Colonias por gramo de
3
suelo 10
estratos de 15 y 20 cm son estadísticamente iguales.
3
2.5
2
1.5
1
0.5
0
5 cm
dms = 0.1245
10 cm
15 cm
20 cm
ESTRATOS DE SUELO
Figura 8. Colonias de hongos promedio por estrato.
La comparación de medias para el factor B que corresponde a los tratamientos, se
presenta en la figura número 9 donde se puede observar que las disminución más
marcada en el número de colonias se da a partir del tratamiento de 50 días, no existiendo
mucha diferencia con respecto a los tratamientos más prolongados de 60, 70 y 80 días.
36
COLONIAS DE HONGOS
POR GRAMO SUELO (103)
5
4.5
4
3.5
3
2.5
2
1.5
1
0.5
0
0 días
40 días
50 días
60 días
70 días
80 días
TRATAMIENTO (días)
Dms= 0.1525
Figura 9. Colonia de hongos por tratamiento.
Se realizó también un comparación de medias para el factor B (tratamientos), dentro de
cada uno de los niveles del factor A (estratos).
En el cuadro número 13 se muestra la comparación de medias para los tratamientos en el
estrato de 5 cm, en este los tratamientos son estadísticamente iguales.
Cuadro 13. Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 5 cm.
Tratamientos
(días)
0
80
50
60
70
40
Nivel de significancia = 0.05
DMS = 0.3050
Medias
(colonias por gramo de suelo
103)
3.9547
1.2760
1.0000
1.0000
1.0000
1.0000
A
B
B
B
B
B
37
En el cuadro número 14 se muestra la comparación de medias para los tratamientos en el
estrato de 10 cm, las medias más bajas son para 50 y 70 días pero los tratamientos de
40, 50, 60 y 70 días son estadísticamente iguales, el de 80 días muestra una media más
alta.
Cuadro 14. Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 10 cm.
Tratamientos
(días)
0
80
Medias
(colonias por gramo de suelo
103)
5.4763
1.6260
60
40
70
50
Nivel de significancia = 0.05
A
B
1.2760
1.1380
1.0000
1.0000
C
C
C
C
DMS = 0.3050
La comparación de medias para los tratamientos en el estrato de 15 cm se muestra en el
cuadro número 15 donde las medias más bajas son para 80 y 50 días pero entre los
tratamientos de 50, 70 y 60 días no hay diferencia estadística, el tratamiento de 80 días si
presenta diferencia estadística con respecto a los anteriores, el tratamiento de 40 días
presenta una media más elevada.
Cuadro 15. Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 15 cm.
Tratamientos
(días)
0
40
60
70
50
80
Nivel de significancia = 0.05
DMS = 0.3050
Medias
(colonias por gramo de suelo
103)
4.8287
3.7760
2.0787
2.0603
1.9107
1.2760
A
B
C
C
C
D
38
En el cuadro número 16 se muestra la comparación de medias para los tratamientos en el
estrato de 20 cm, la media más baja es para el tratamiento de 80 días y estadísticamente
diferente a los demás tratamientos, después le siguen los tratamientos de 60 y 70 días los
cuales son estadísticamente iguales entre si el de 50 días presenta una media más alta y
el 40 días es estadísticamente igual al testigo.
Cuadro 16. Comparación de medias de los tratamientos en el estrato de 20 cm.
Tratamientos
(días)
40
0
Medias
(colonias por gramo de suelo
103)
4.3940
4.1217
50
70
60
80
Nivel de significancia = 0.05
DMS = 0.3050
2.2993
1.9000
1.8213
1.4140
A
A
B
C
C
D
V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
La técnica de solarización es un método físico para desinfección de suelos que se aplica
muy bien en climas cálidos, permitiendo una disminución en el uso de métodos químicos.
Las tendencias actuales en cuanto al empleo de invernaderos y los estándares de calidad
del producto permitirá un incremento en su utilización.
En cuanto a los resultados obtenidos en el presente trabajo
podemos decir que la
solarización permite un excelente control en los estratos superficiales de 5 y 10 cm y no
tanto en los estratos de 15 y 20 cm.
Los períodos de 40, 50 y 70 días presentan bajo porcentaje de mortalidad en los estratos
de 15 y 20 cm con respecto al de 60 días.
40
El tratamiento de 80 días presenta un mejor control en los estratos de 15 y 20 cm, sin
embargo en los estratos superiores indica un posible reestablecimiento de las condiciones
térmicas adecuadas para el desarrollo de colonias.
El período de 60 días puede considerarse adecuado ya que en este se alcanza una
efectividad muy alta en los primeros dos estratos y en los estratos de 15 y 20 cm se
mantiene por arriba del 80% de efectividad. Sin embargo el análisis estadístico indica que
no hay diferencia entre los tratamientos de 50, 60 y 70 cm hasta los 15 cm de
profundidad.
Es recomendable llevar a cabo una investigación sobre el comportamiento del desarrollo
de colonias en los estratos de 15 a 20 cm , debido a los resultados obtenidos en este
trabajo, que presentan una irregularidad en el transcurso de los tratamientos.
Con la finalidad de mejorar los tiempos y costos para los productores se recomienda
probar tratamientos intermedios. Si se desea una desinfección en los dos primeros
estratos, será suficiente probar tratamientos menores a 30 días. Jiménez (1996), indica
que para lograr una efectividad del 90-100%, en los primeros 10 cm se requieren menos
de 10 días para controlar esclerocios de Verticillium dahliae en el Estado de Sinaloa.
Es recomendable, después de la solarización, evitar la recontaminación, arando
únicamente los primeros estratos.
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