Productividad acuática, muestreo y análisis de plantas

Transcripción

Módulo 25
Métodos para el estudio de la biomasa y la producción en el agua
Introducción
La biomasa autotrófica se determina a través del método de la clorofila a. Para la determinación cuantitativa
de la clorofila a y de otras formas de clorofila se emplean los métodos espectrofotométricos.
La producción primaria se determina por el método del oxígeno empleando botellas claras para simular la
actividad fotosíntética y oscuras para simular la respiración acuática. A pesar de ser un método aproximado,
es una herramienta valiosa para determinar la producción primaria bruta en el agua.
La biomasa algal es una variable o parámetro hidrobiológico, en tanto la producción
primaria es un proceso .
Mire en el mapa conceptual de la multimedia, en el botón BIOMASA
Y PRODUCCIÓN, el video “Producción primaria“.
Capítulo 6. Métodos de campo y de laboratorio en hidrobiología sanitaria
Contenido
25.1 Biomasa autotrófica: clorofila a
25.2 Métodos de campo y de laboratorio para la determinación de la producción primaria
158
25.1 Biomasa autotrófica: clorofila a
Para la determinación cuantitativa de la clorofila a y de otras formas de clorofila se emplean los
métodos espectrofotométricos. Entre estos figuran métodos monocromáticos como el propuesto por
Talling y Driver (1963, en Ramírez, 1991a):
Cl a =
11, 9 [(A6650 - A7500) - (A665d - A750d)] * v
,
Vz
donde:
A6650 en la absorbancia a 665 nm antes de acidificar el extracto.
A7500 en la absorbancia a 750 nm antes de acidificar el extracto.
A665d en la absorbancia a 665 nm después de acidificar el extracto.
A750d en la absorbancia a 750 nm después de acidificar el extracto.
v = volumen del extracto (en ml).
V = volumen filtrado (en l).
Z = ancho de la celda de cuarzo (en cm).
En la figura 25.1 se presenta el método de determinación de la clorofila a.
Y PRODUCCIÓN, la animación “Métodos de estudio de la biomasa“.
La cantidad de agua que debe filtrarse depende de las observaciones de campo y de microscopio
sobre la densidad algal esperada. Un volumen suficiente para ambientes ricos en fitopláncteres
puede ser 500 ml, y 1000 ml para ambientes de aguas transparentes. Después de la extracción de la
muestra, la filtración del agua debe efectuarse lo más rápido posible, evitando incidencia de luz muy
fuerte y altas temperaturas. La presión durante la extracción no debe exceder de 0,5 atmósferas.
Los filtros más utilizados para filtrar las muestras de agua son H. A. Millipore de celulosa con poro de
0,45 mm (Ramírez, 1991a).
Para la extracción de la clorofila a se sugiere emplear el Et-OH (etanol grado analítico en baño María). Por su parte, se sugiere un tiempo de centrifugación de 5 minutos a una velocidad de 3500 rpm.
Valores mayores que 10 mg/l de clorofila a pueden considerarse altos.
Hidobiología sanitaria - Universidad de Antioquia-Programa de Educación Virtual —Ude@—
Módulo 25. Métodos para el estudio de la biomasa y la producción en el agua
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Figura 25.1. Método para determinar la concentración de clorofila a en el agua.
Lectura sugerida:
Ramírez, J. J. (1991a), “Determinación de biomasa por clorofila”, Revista Ainsa 1:53-63.
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25.2 Métodos de campo y de laboratorio para la determinación de la producción primaria
En la figura 25.2 se presentan los métodos de campo y de laboratorio para la determinación de la
producción primaria acuática por el método del oxígeno, propuesto por Gaarder y Gran (1927).
Inicio
160
Productividad primaria
se basa en el método
determinar ambiente Botellas claras y
lumínico con
oscuras, medición O2
(Gaarder y Gran.
1927)
2 botellas
tomar muestra de agua t
zona eufótica (100%, 50%, i
oscuras (C2) y 2
25%, 10%, 1%) con
medir
claras (C3)
O2
Disco Secchi:
cuantómetro
Botella
Kemmerer
analizar resultados
llenar
6 botellas Winkler
por cada Z
PPB =
C3 - C2
PPN =
C3 - C1
ResP. =
C1 - C2
determinar C1 = concentración O2
Botella inicial
R=2
¿Regla de
decisión?
incubar t0
Botella Winkler:
en Z elegida
Figura 25.2. Método para determinar la producción primaria en el agua.
El método del oxígeno empleando botellas claras para simular la actividad fotosíntética, y oscuras
para simular la respiración acuática, fue desarrollado por Gaarder y Gran en 1927, y a pesar de ser
un método aproximado, es una herramienta valiosa para determinar la producción primaria bruta en
el agua.
El método consiste en tomar la muestra de agua a analizar en una determinada profundidad. Esta
profundidad se obtiene mediante la medición previa de la transparencia Secchi y estimando la profundidad de la zona fótica. Luego se eligen las profundidades de extinción de la luz a las que se
incubarán las botellas que contienen las muestras de agua.
Y PRODUCCIÓN, la animación “Métodos de estudio de producción“.
Se deben llenar seis botellas con las precauciones necesarias para determinar el oxígeno disuelto.
Las botellas tipo Winkler pueden ser de 100 a 300 ml de capacidad. Dos de las botellas estarán pin-
tadas de negro o recubiertas con papel aluminio para evitar la entrada de luz (botellas oscuras); las
otras dos estarán en su condición normal (botellas claras). En la quinta y sexta botellas debe determinarse la concentración inicial de oxígeno en el agua (C1). Las botellas deben emplearse teniendo
en cuenta las réplicas que permitan controlar el error experimental.
Luego del llenado de las botellas, todas excepto las que contienen el agua para la medición de la
concentración inicial de oxígeno se incuban in situ en el agua a la misma profundidad de extracción
donde se tomó la muestra. Todo esto debe hacerse rápidamente y manteniendo las botellas resguardadas de la luz directa para evitar el “shock” lumínico de las algas. Si se trabaja a tres profundidades,
se tendrán entonces seis botellas claras, seis botellas oscuras y seis botellas para la concentración
de oxígeno inicial (Ramírez, 1991b).
El tiempo de exposición de las botellas cambiará según la cantidad de plancton que contenga el
agua (sistemas eutróficos = 30-60 minutos; sistemas oligotróficos = 1-4 horas). Después del tiempo
de exposición se determina la concentración de oxígeno en cada una de las botellas mediante el
método de Winkler o directamente mediante un oxímetro. En la botella clara se mide la producción
de oxígeno por fotosíntesis (C3) y su aumento se interpreta como una medida del carbono asimilado
por la comunidad allí existente. En la botella oscura se mide el consumo de oxígeno por respiración
(C2) (Ramírez, 1991b). Los cálculos de PPB en mg C/m3/h se obtienen así:
PPB mg C/m3/h = 0,312 * (C3 - C2) * 1000/T * PQ,
donde:
Cole (1983)
T = tiempo de incubación de las botellas en horas.
PQ = cociente fotosintético = 1,2.
Regla de decisión (ver Margalef, 1983; Esteves, 1998):
Valores entre 0-75 mg C/m3/h corresponden a ambientes oligoproductivos.
Valores entre 75-250 mg C/m3/h corresponden a ambientes mesoproductivos.
Valores mayor que 250 mg C/m3/h corresponden a ambientes euproductivos.
A continuación se presentan los hallazgos más relevantes de una investigación que sobre producción primaria se realizó en el sistema cenagoso de Ayapel, Colombia (Aguirre, 2012).
Entre 2005 y 2009, en el sistema cenagoso de Ayapel (Caribe colombiano) se determinó la productividad primaria. Para ello se hicieron mediciones de la producción primaria neta a través del
método del oxígeno en ensayos in situ, coleccionando muestras en cuatro biotopos del sistema
cenagoso: tres litorales y uno limnético. La variabilidad espacial de la producción primaria neta
estuvo asociada a la diversidad de biotopos colonizables por los microorganismos productores
primarios.
Zona de estudio. El sistema cenagoso de Ayapel tiene una extensión media de 117,3 km2 con un
promedio histórico máximo de 140,1 km2 y mínimo de 20,6 km2 y se encuentra ubicado en las
coordenadas N 8° 19’8,50’’ y W 75° 8’ 17,70’’.
161
162
Métodos. Durante los meses de septiembre y noviembre de 2004, y febrero, marzo, abril y junio
de 2005, se realizaron ensayos de producción primaria en agua subsuperficial en la zona limnética de la ciénaga de Ayapel en el sitio E-2 frente al casco urbano de Ayapel (coordenadas N 8°
18´ 57,3´´ W 75° 7´ 34,5´´), siguiendo el protocolo de medición propuesto por Gaarder y Gran
(1927). Para la determinación de la producción primaria se emplearon botellas claras y oscuras,
midiendo la tasa de consumo y de producción de oxígeno disuelto en un periodo de cuatro horas.
El oxígeno disuelto en las botellas fue medido al menos con una repetición empleando una celda
WTW dispuesta con una nueva membrana y calibrada in situ. En todos los casos el tiempo de
exposición de los ensayos fue mayor de dos horas. Con el balance de oxígeno se determinó la
producción primaria neta según Cole (1983).
Producción primaria pleustónica. Para la medición de la productividad primaria asociada a las
raíces de E. crassipes se tomaron plantas adultas de un parche de macrófitas en el sitio “Mi Ranchito” (N 8° 19´ 17,4´´ W 75° 8´ 26,9´´). De cada planta se tomaron 100 g de raíz y se introdujeron en cilindros de acrílico que contenían agua del sitio. Los cilindros fueron incubados cuatro
horas siguiendo un procedimiento similar al empleado en la zona pelágica. Estos ensayos fueron
realizados en los meses de noviembre de 2004, y febrero, marzo, abril, junio y julio de 2005.
Producción primaria litoral. Como una aproximación a la determinación de la productividad primaria asociada a las raíces de Coccoloba caracasana o “manglar de agua dulce” y de gramíneas
litorales, se tomaron fragmentos de raíces de C. caracasana provistos de biofilm verdoso y hojas
sumergidas de pasto inundable (N 8° 17´ 21,67´´ y W 75° 06’ 58,13´´). En ambos casos fueron
tomados 5 g de material y dispuestos en botellas Winkler. Las botellas fueron incubadas cuatro
horas siguiendo un procedimiento similar al empleado en la zona pelágica. Estos ensayos fueron
realizados en mayo de 2009.
Para el análisis de los datos relacionados con la productividad primaria neta se realizó el balance
de oxígeno teniendo en cuenta los valores promedio de las repeticiones de los ensayos in situ.
También se calcularon los valores promedio de PPN obtenidos dentro de cada escenario hidrológico: aguas altas, aguas en descenso, aguas bajas, aguas en ascenso. Con el fin de comparar
los diferentes ambientes de productividad primaria neta PPN planctónica vs. PPN pleuston-radicular se empleó la prueba no paramétrica de Mann-Whitney (Wilcoxon) test W de comparación
entre medianas. Se efectuó un análisis comparativo entre los valores de PPN para los cuatro
escenarios hidrológicos empleando una prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis.
Resultados. Con respecto a la producción primaria asociada al fitoplancton y a los protistas de
las raíces de E. crassipes, se hallaron los valores que se reportan en la tabla 25.1.
Tabla 25.1. Valores promedio de PPN en mg C/m3/h para el fitoplancton y protistas asociados a la raíz de E. crassipes.
Muestreo
Nivel del agua
PPN fitoplancton
PPN en raíces de
E. crassipes
Septiembre de 2004
Aguas altas
195,0
-
Noviembre de 2004
Aguas altas
0,0
78,0
Febrero de 2005
Aguas en descenso
86,5
358,0
Marzo de 2005
Aguas bajas
325,0
44,2
Abril de 2005
Aguas bajas
71,50
0,0
Junio de 2005
Aguas en ascenso
474,5
0,0
Julio de 2005
Aguas en ascenso
-
0,0
192,1
80,0
Promedio
En general, puede afirmarse que los valores promedio de PPN fitoplanctónica y radicular-pleustónica son propios de un ambiente mesoproductivo. Al comparar las dos distribuciones de datos mediante la prueba de Mann-Whitney, esta arrojó un resultado de W = 9,5 con un valor p = 0,192224,
lo que significa que ambas distribuciones de datos no presentan diferencias estadísticamente
significativas.
Al efectuar la prueba de Kruskal-Wallis para comparar la PPN entre los cuatro niveles de
agua, se encontró que no se presentaron diferencias estadísticamente significativas de PPN
fitoplanctónica (T = 2,42857, p = 0,488335). Igualmente, la PPN radicular-pleustónica no
mostró diferencias estadísticamente significativas entre los diferentes momentos o niveles de
agua (T = 4,35484, p = 0,225606).
Discusión. Comparando los valores de PPN fitoplanctónica y la PPN protista asociada a raíces
de E. crassipes, se encontró, grosso modo, que el sistema es mesotrófico en ambos casos pero
la relación entre ambos grupos en cuanto a la PPN fue de 2:1. En aguas bajas la presencia del
pleuston es baja y es cuando el fitoplancton desarrolla su rol como principal productor del sistema acompañado por E. azurea, que a nivel litoral soporta una fracción importante de la PPN en
su sistema radicular.
Los pastos inundables también aportaron a la PPN del sistema en el período de aguas altas.
Ensayos de producción primaria neta de algas epifíticas asociadas a pastos inundados mostraron valores altos de producción (660,27 mg C/m3/h), mientras que la PPN asociada a las
algas epifíticas asociadas al sistema radicular de Coccoloba caracasana exhibió valores medios
(199, 45 mg C/m3/h).
El valor más alto de PPN se halló en el material algal asociado a las gramíneas o pastos inundables; sin embargo, los demás valores de PPN del fitoplancton y otras comunidades perifíticas
fueron medios. Así, podría afirmarse que en el sistema cenagoso hay una oferta de productores
primarios que llevan el sistema a la mesotrofia pero con unos altos niveles de exportación de esta
biomasa autotrófica hacia el río San Jorge.
Margalef (1983) plantea que en la mayoría de los casos la productividad primaria exhibe valores
entre 50-1000 mg C/m3/día. La integración por unidad de superficie/año conduce a valores de
20-100 g C/m2/año para lagos oligotróficos y mayores de 100 para lagos mesotróficos y eutróficos, superando raramente los 600 g C/m2/año.
163
Esteves (1998) indica que para ambientes tropicales los cuerpos de agua oligoproductivos presentan valores menores de 200 g Cm-2 año-1, y los mesoproductivos 200-500 g Cm-2 año-1, en
tanto los euproductivos muestran valores superiores a 500 g Cm-2 año-1. Con base en esta tipología, Montoya y Aguirre (2010) encontraron que la ciénaga Escobillitas es un ambiente con valores contrastantes entre oligoproductivo y euproductivo (148,9 y 7944,4 g Cm-2 año-1) de PPB.
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Si se comparan los valores de PPN obtenidos en los cuatro biotopos con la tipología propuesta
por Esteves (1998), se tendría que la PPN del fitoplancton es de 1495,82 g Cm-2 año-1, la PPN
asociada a raíces de E. crassipes es de 662,93 g Cm-2 año-1. En el caso de la PPN neta de
algas epifíticas asociadas a pastos inundados se encontró un valor de 5140,97 g Cm-2 año-1,
mientras que la PPN asociada a las algas epifíticas asociadas al sistema radicular de Coccoloba
caracasana mostró un valor de 1553,05. En los cuatro biotopos estudiados la PPN corresponde
a un sistema euproductivo.
Conclusión. La PPN en el sistema cenagoso de Ayapel se caracterizó por presentar valores
que se pueden asociar a ambientes oligoproductivos hasta hiperproductivos. Estos valores están asociados a los cambios en el nivel del agua y los diferentes biotopos colonizables por los
productores primarios. Sin embargo, los cálculos de PPN en g Cm-2 año-1 muestran un sistema
hiperproductivo. Estos valores son atenuados por el alto grado de exportación de organismos
productores a otros sistemas como el río San Jorge, con lo cual el sistema muestra en el ciclo
anual diversos estados de trofía.
Lectura sugerida:
Ramírez, J. J. (1991b), “Medición de la productividad primaria en ecosistemas acuáticos lénticos por
el método de la botella clara y oscura”, Revista Ainsa 2:21-40.
Módulo 26
Métodos para el estudio de plantas acuáticas y macroinvertebrados
acuáticos
Introducción
Las plantas acuáticas pueden distribuirse en diferentes lugares de los biotopos acuáticos. Así, se pueden
encontrar plantas emergentes, de hojas flotantes, sumergidas y flotantes libres.
Las plantas acuáticas se pueden muestrear sobre líneas transectas de 100 m sobre las que se registra el
espécimen. Si se requiere un análisis cuantitativo de cobertura, se dispone de un cuadrante de 1 m de lado
cada 10 m sobre la línea transecta. El material vegetal incluido en este cuadrante se cuenta registrando el
número de individuos por taxa, y se pesan al menos cuatro ejemplares de cada especie para registrar la
biomasa húmeda.
Para el muestreo de los macroinvertebrados acuáticos se emplea un red tipo Surber con la cual se obtienen
muestras cuantitativas. Adicionalmente, se toman muestras cualitativas empleando redes triangulares y de
pantalla. También se obtienen muestras cualitativas capturando manualmente los organismos adheridos a
sustratos como piedras, troncos, hojarasca y plantas acuáticas.
Los macroinvertebrados acuáticos colectados se fijan en alcohol y se transportan al laboratorio en recipientes
plásticos rotulados. Se recomienda tener en cuenta información adicional para análisis de resultados, como
la hora del día en que se realizó el muestreo, la altitud, la descripción general del sitio, características del
entorno, registro de lluvias, entre otros aspectos.
Las plantas y los macroinvertebrados
acuáticos se analizan en detalle en un estereomicroscopio .
Contenido
26.1 Plantas acuáticas
26.2 Macroinvertebrados acuáticos
166
26.1 Plantas acuáticas
Las plantas acuáticas pueden distribuirse en diferentes lugares de los biotopos acuáticos. Así, se
pueden encontrar plantas emergentes, de hojas flotantes, sumergidas y flotantes libres (Aguirre et al.,
2011).
Las plantas acuáticas se pueden muestrear sobre líneas transectas de 100 m sobre las que se registra el espécimen. Si se requiere un análisis cuantitativo de cobertura, se dispone de un cuadrante
de 1 m de lado cada 10 m sobre la línea transecta (figura 26.1). El material vegetal incluido en este
cuadrante se cuenta registrando el número de individuos por taxa y se pesan al menos cuatro ejemplares de cada especie para registrar la biomasa húmeda (Aguirre et al., 2011).
Metodología de campo
línea transecta de 100 m
Cuadrantes
1 m2 n = 10
determinar
Un ejemplar
por taxa
contar
Taxa /
cuadrante
determinar
r = riqueza
de taxa
Número de individuos
por cuadrante
determinar
p = densidad
Figura 26.1. Método de campo para el estudio de las plantas acuáticas.
Las plantas acuáticas se pueden determinar directamente en campo con el empleo de claves taxonómicas. Sin embargo, algunas especies de difícil identificación deben colectarse teniendo en cuenta
su sistema radicular, tallo, hojas y estructuras florales, con el fin de ser determinadas en un herbario.
Si la muestra debe conservarse con formaldehído o alcohol, se procede a prensar y secar el material
en campo. La prensa consiste en listones de madera cruzados y sujetados con correas. Las plantas
pueden recibir por aspersión o inyección formaldehído o alcohol, con el fin de conservar el material
hasta su arribo al herbario (figura 26.2).
Módulo 26. Métodos para el estudio de plantas acuáticas y macroinvertebrados acuáticos
Metodología de laboratorio
colectar y registrar
fotográficamente
Un ejemplar
de taxa
167
disponer
En papel
periódico
inyectar y rociar
Formaldehído
4%
determinar
no
Prensar
llevar a
Herbario
sí
Prensar
llevar a
Colección
hidrobiológica
Figura 26.2. Método de laboratorio para el estudio de las plantas acuáticas.
Además de las instrucciones generales, Schmidt-Mumm (2002) también propone recomendaciones
sobre colecta y preservación de material macrofítico específico para cada grupo. A las plantas errantes emergentes de mayor tamaño, como Eichhornia crassipes, se les debe eliminar hojas, tallos y
raíces excesivas, además de efectuar una incisión en las hojas y pecíolos inflados para lograr el
aplanamiento de la planta. Plantas acuáticas de menor talla, como las errantes Lemna, Spirodela,
Azolla y Salvinia, se deben colectar empleando una red de acuario. Las plantas acuáticas pequeñas
se conservan en recipientes plásticos con alcohol al 75%.
Lectura sugerida:
Aguirre, N., O. Caicedo y E. González (2011), Las plantas acuáticas del sistema cenagoso de Ayapel Córdoba (Colombia), texto de divulgación científica, Medellín, Sello Editorial Universidad de
Medellín, 49 p.
26.2 Macroinvertebrados acuáticos
Para el muestreo de los macroinvertebrados acuáticos se emplea un red tipo Surber con la cual se
obtienen muestras cuantitativas. Adicionalmente se toman muestras cualitativas empleando redes
triangulares y de pantalla. También se obtienen muestras cualitativas capturando manualmente los
organismos adheridos a sustratos como piedras, troncos, hojarasca y plantas acuáticas (figura 26.3).
Metodología de campo
muestreo
Cualitativo
Cuantitativo
colectar organismos
168
colectar
organismos
Manualmente:
piedra, hojarasca,
plantas acuáticas,
troncos y otros
Red de
pantalla
Red de
mano
Red de
Surber
fijar organismos
fijar
organismos
Alcohol
rotular
Recipientes
plásticos
Figura 26.3. Método de campo para el estudio de los macroinvertebrados acuáticos.
Los macroinvertebrados acuáticos colectados se fijan en alcohol y se transportan al laboratorio en
recipientes plásticos rotulados. Adicionalmente se determina la velocidad de la corriente, el perímetro
húmedo y el caudal del ambiente lótico. Se recomienda tener en cuenta información adicional para
análisis de resultados, como la hora del día en que se realizó el muestreo, la altitud, la descripción
general del sitio, características del entorno y registro de lluvias, entre otros aspectos.
En el laboratorio, la muestra a analizar se deposita con suficiente alcohol en una caja de petri. Se
separan con pinzas los diferentes taxa con base en afinidades morfológicas y luego se procede a
la determinación de las taxa con un estereomicroscopio y claves taxonómicas. Se esquematiza y
analiza la relación de cada uno de los taxa observados con la calidad del agua (figura 26.4).
Metodología de laboratorio
analizar muestras
Estereomicroscopio
depositar muestras
Caja de petri +
alcohol
separar
Organismos
por grupos
determinar cada
grupo con
análisis
cualitativo
r = total taxa
N = número total de
individuos
Claves taxonómicas
y registro fotográfico
análisis
cuantitativo
r = total taxa /
muestra p = nº
individuos / área
Figura 26.4. Método de laboratorio para el estudio de los macroinvertebrados acuáticos.
Módulo 26. Métodos para el estudio de plantas acuáticas y macroinvertebrados acuáticos
Los principales niveles empleadas generalmente en la identificación de los taxa se ajustan a la
siguiente jerarquización taxonómica: reino, filo, clase, orden, familia, género y especie. Cada una
de estas categorías o niveles taxonómicos pueden formar subcategorías. El nombre científico de un
organismo consta del género y de un segundo término en minúscula que es la especie. Los trabajos
especializados de Roldán (1988 y 2003) son fuentes de consulta utilizadas para la determinación de
los macroinvertebrados en el laboratorio y el análisis de la calidad de agua basada en bioindicadores.
Mire en el mapa conceptual de la multimedia, en el botón
MICROORGANISMOS, el video y la animación titulados “Aspectos
bióticos (macroinvertebrados acuáticos)“.
Lectura sugerida:
Milán, W., O. Caicedo y N. Aguirre (2011), “Quebrada La Popala: un análisis de calidad del agua
desde algunas variables fisicoquímicas, microbiológicas y los macroinvertebrados acuáticos”,
Revista Gestión y Ambiente, mayo de 2011: 14 (1): 85-94.
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Productividad acuática, muestreo y análisis de plantas

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