Manni D.

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Manni D.
2do Encuentro de Jóvenes Investigadores en Ciencia y Tecnología de Materiales – Posadas – Misiones, 16 - 17 Octubre 2008.
DESARROLLO DE BIOMATERIALES A PARTIR DE
ALMIDÓN DE AMARANTO MODIFICADO
Diego Manni (1), Liliana Santiago(1)
Director/es: Oscar Andrich(1), Carlos Grosso(2)
(1)
Grupo de Coloides - Instituto de Tecnología de Alimentos - Fac. de Ing. QuímicaUniversidad Nacional del Litoral – 1º de Mayo 3250 – (3000) Santa Fe
(2)
Facultad de Ingeniería de Alimentos, Universidad Estadual de Campinas, Brasil
Email: [email protected]
TÓPICO: BIOMATERIALES
RESUMEN
El almidón es un biomaterial importante en la textura de los alimentos, sin embargo han surgido
nuevas aplicaciones como la microencapsulación de compuestos bioactivos. El gránulo de almidón de
amaranto presenta características funcionales únicas debido a su pequeño tamaño (0,75-1,5µm) y forma. El
objetivo de este trabajo fue modificar químicamente este almidón para utilizarlo como material de pared de
microcápsulas. Las modificaciones aplicadas fueron esterificaciones con Octenil Succinil Anhídrido (OSA)
en condiciones alcalinas y con un agente fosfatante monofuncional como el ortofosfato de sodio. La
caracterización de las modificaciones fue realizada a nivel estructural y molecular empleando Microscopía
Electrónica de Barrido (SEM), Difracción de Rayos X (DRX), Espectroscopia Infrarroja (FTIR) y
Calorimetría Diferencial de Barrido (DSC).
Los resultados más relevantes surgieron de las micrografías, revelando un cambio significativo en la
estructura del almidón modificado por ambos agentes. Los patrones de difracción mostraron una
significativa destrucción de la estructura cristalina en el caso del almidón fosfatado, mientras que en el caso
del modificado con OSA la estructura cristalina fue conservada. Los ensayos preliminares de formación de
microcápsulas con estos almidones mostraron resultados satisfactorios en cuanto a la eficiencia de
encapsulación.
Palabras Claves: Amaranto, Almidón modificado, Microencapsulaciòn.
1. INTRODUCCIÓN
El almidón de amaranto presenta características propias de composición, tamaño y forma de los
gránulos. Los mismos son relativamente pequeños (0,75 a 1,5 µm de diámetro) comparados con los gránulos
de otros almidones. Esta propiedad sumada a la presencia mayoritaria de amilopectina (almidón waxy) y su
conformación morfológica (poligonal) le otorgan características funcionales únicas que permitirían su
aplicación en la industria alimentaria, principalmente como sustitutos de grasas, y en otras áreas como ser
papel, plástico, biofilms y farmacéutica [1, 2].
Además, es conocido que las modificaciones físicas, químicas y enzimáticas permiten variar la
estructura y las propiedades funcionales del almidón nativo. Sin embargo son escasos los trabajos realizados
sobre almidón de amaranto [3, 4, 5, 6, 7, 8, 9].
Por otro lado, el creciente empleo de aromas en la industria de alimentos, junto con la inestabilidad
característica de sus compuestos volátiles, tornó necesario el desarrollo de nuevas técnicas para reducir dicha
inestabilidad y prolongar la vida útil de estos compuestos. En ese sentido, la microencapsulación pasó a ser
la alternativa tecnológica más viable para proteger sustancias sensibles como “flavours”, enzimas, lípidos,
vitaminas, medicamentos, etc, así como diferentes tipos de microorganismos [10, 11, 12].
El principal propósito de encapsular un compuesto es atrapar los componentes sensibles o lábiles
dentro de un material sólido llamado pared, de manera de aumentar la protección contra las condiciones del
medio, reducir la evaporación, proteger de la acción de la luz, promover la fácil manipulación y controlar la
liberación del mismo durante el momento de su aplicación [13, 14].
El objetivo del presente trabajo fue modificar por sustitución el almidón de amaranto, analizar los
cambios producidos en su estructura morfológica y evaluar su comportamiento como material de pared en el
caso específico de la microencapsulación de limoneno.
D. Manni, L.Santiago
MATERIALES Y MÉTODOS
OBTENCIÓN DE LOS ALMIDONES SUSTITUÍDOS
Extracción y purificación del almidón de amaranto: El almidón nativo fue obtenido a partir de granos de
Amaranthus mantegazzianus, por una técnica desarrollada en el Instituto de Tecnología de Alimentos (ITA),
consistente en molienda seca, desgrasado de la harina, extracción en medio alcalino, separación de insolubles,
centrifugación del almidón, purificación por lavado y secado spray [15].
El mismo mostró los siguientes componentes: humedad 6,47±0,35%; proteínas (Nx6.25) 1,47±0,69 %;
cenizas 1,14±.0,01%; materia grasa 0,27±0,01%, determinados según AOAC [16] y Bligh y Dyer [17].
Hidrólisis ácido-alcohólica: El almidón de amaranto nativo fue hidrolizado según la técnica descripta por
Lin et al [18] con algunas modificaciones.
Fosforilación del almidón hidrolizado: La fosforilación se realizó conforme al método descripto por
Pascall, modificado por Sitohy et al [19].
Succinilación del almidón hidrolizado: La obtención del almidón de amaranto modificado con octenil
succinil anhídrido (OSA) fue llevada a cabo según la técnica descripta por Bhosale y Singhal [7]. La
determinación del grado de sustitución fue realizada según lo indicado por los mismos autores.
MICROENCAPSULACIÓN
Materiales de pared utilizados como patrones: Para comparar resultados en la formación de las
microcápsulas se utilizaron dos materiales de pared adquiridos comercialmente: CAPSUL (almidón de maíz
de National Starch Food Innovation) e Instant Gum IRX 49345 (goma arábiga de Colloïdes Naturels
Internacional).
Material de relleno: Limoneno: 4isoprenil-1-metil-ciclo-hexeno (grado analítico)
Preparación de las microcápsulas: Las soluciones fueron preparadas con un total de 20% de sólidos
(material de pared + material de relleno). La proporción de material de relleno en la mezcla fue establecida
en un 20% en relación al peso total de sólidos en cada sistema (peso/peso). Las emulsiones de limoneno con
las suspensiones de almidón en agua destilada fueron homogeneizadas en un agitador Ultra-Turrax IKA
modelo T18-Basic, a 14000 rpm por tres minutos y a temperatura ambiente.
Secado spray: El equipo utilizado fue un secadero spray de laboratorio Labplant modelo SD-05. La
emulsión fue mantenida en agitación suave con un agitador magnético a temperatura ambiente durante todo
el procesamiento. Las condiciones de secado se muestran en la Tabla 1.
Tabla 1: Condiciones de procesamiento de las muestras.
Capsul G. Arábiga Fosforilado Succinilado
200
200
200
200
T. entrada (ºC)
5
5
5
5
Presión de aire (Kg/cm2)
123-133
125-134
117-128
127-134
T. salida (ºC)
14
14
14
14
Caudal (ml/min)
1,5
1,5
2,0
1,5
Diam. boquilla atomiz.
Eficiencia de encapsulación: A fin de determinar la cantidad verdadera de material de relleno contenido en
las microcápsulas, se recuperó el limoneno encapsulado mediante un equipo de hidrodestilación con
extractor Clevenger y refrigerante con circulación de agua helada. Las muestras dispersadas en agua
(5g/250ml) fueron calentadas durante 2 horas.
La eficiencia de encapsulación se determinó a partir del volumen de limoneno recuperado:
%E.E=
g de aceite extraído / g de polvo
g de aceite / g de sólidos del sistema
x 100
MORFOLOGÍA Y MICROESTRUCTURA
Microscopía electrónica de barrido (SEM): La observación de la morfología y la microestructura de los
almidones se realizó por esta técnica, fijando las muestras sobre pequeños trozos de cinta adhesiva de cobre
de doble fase, previamente adherida sobre soportes de aluminio de 1 cm de diámetro por 1 cm de altura.
Posteriormente fueron recubiertas con una fina capa de oro utilizando un evaporador Balzer mod. SCD50 por
un tiempo de 75 seg a una corriente de 400mA. La observación se realizó en un microscopio Jeol mod. JSM5800LV con un voltaje de 10kv.
Difracción de rayos X (DRX): La estructura cristalina de las muestras se examinó mediante un
difractómetro Shimadzu DX – 1, operado en modo de reflexión a 30 Kv y 40 mA. Las muestras se colocaron
formando una delgada capa en un porta muestra de vidrio, tan densamente como fue posible, y fueron
expuestas a radiación de Cu-Kα a un ángulo de difracción (2θ) desde 10 a 30º con una velocidad de barrido
de 0,5º/min. Los difractogramas de cada muestra fueron realizados por duplicado.
D. Manni, L.Santiago
Espectroscopia Infrarroja (FTIR): Las muestras se analizaron en un IR Prestige-21 - Shimadzu - Japan.
Análisis térmico por calorimetría diferencial de barrido (DSC): Se prepararon suspensiones de las
muestras de manera de obtener aproximadamente un 20% de sólidos. La temperatura de gelatinización de
dichas suspensiones fue analizada en un calorímetro TA-Instruments conectado a un sistema de enfriamiento
con nitrógeno líquido. Los termogramas fueron obtenidos empleándose una tasa de calentamiento de
10ºC/min, barriendo una temperatura de 30 a 100 ºC. Los valores de To, Tp, Tc y ∆Hg fueron obtenidos
utilizando el software Termal Analyst. [20].
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
GRADO DE SUSTITUCIÓN
Debido a que la USA-FDA ha permitido un nivel máximo de agregado de OSA como agente
modificante de almidones para su utilización en alimentos del 3 % w/w (en relación al peso de almidón), este
valor de reemplazo fue elegido para el tratamiento del almidón de amaranto.
El grado de sustitución (DS) obtenido a partir del método anteriormente descripto fue de 0.025±0.009.
Estos resultados están de acuerdo con los obtenidos por Bhosale y Singhal [7] para el tratamiento de almidón
de amaranto de la especie paniculatus.
MORFOLOGÍA Y MICROESTRUCTURA POR SEM
Las micrografías del almidón de amaranto nativo obtenido por secado spray (Figura 1) permiten
distinguir claramente la aglomeración de los gránulos polihédricos formando partículas aproximadamente
esféricas. Estas características fueron señaladas por varios autores [21, 22, 23, 24]. Al respecto, es
particularmente interesante el análisis de Wilhelm et al [25], quienes concluyeron que la forma esférica del
aglomerado es consecuencia del secado spray.
Figura 1: Almidón nativo
Figura 2: Almidón hidrolizado
Figura 3: Almidón fosfatado
Figura 4: Almidón succinilado
En cambio, la micrografía correspondiente al almidón hidrolizado, producto intermedio en la
obtención de los almidones sustituidos (Figura 2), muestra aglomerados irregulares, con pérdida parcial de la
forma característica polihédrica y puntos de penetración (pitting) de la hidrólisis.
En el caso del almidón fosfatado (Figura 3) se verifica una mayor destrucción de la estructura
polihédrica junto a una mayor dispersión de tamaño de los aglomerados.
El almidón succinilado (Figura 4) presenta una estructura tipo “laminar”, también con gran dispersión
de tamaño de partículas. Este cambio estructural podría ser consecuencia de la diferente metodología de
obtención, en particular en relación a las etapas de secado y molienda del mismo.
DIFRACCIÓN DE RAYOS X (DRX)
En la Figura 5 se presentan los diagramas de difracción de rayos X para el almidón nativo, fosfatado y
succinilado. Los almidones nativo y sustituido con OSA corresponden al patrón cristalino tipo A, con fuerte
D. Manni, L.Santiago
reflexión a 15º, 17º, 18º y 23º aproximadamente, de manera similar a lo determinado por Choi et al [26], Chi
et al [27] y Bhosale y Singhal [8]. Por el contrario, el almidón fosfatado presenta un diagrama con menores
intensidades, lo que estaría indicando pérdida de la estructura cristalina.
30000
25000
20000
Intensidad
Fosfatado
15000
Nativo
10000
Osa
Succinilado
5000
Nativo
0
0
10
20
30
40
50
60
70
80
Fosfatado
2θ
Figura 5: Diagramas de DRX
Figura 6: Espectros FTIR
ESPECTROSCOPÍA INFRARROJA (FTIR)
En la Figura 6 se muestran los espectros FTIR correspondientes al almidón de amaranto nativo,
fosfatado y succinilado. En los tres se destaca la absorción a 3380-3420 cm-1 correspondiente a los grupos OH, 2930 cm-1 a los -CH, entre 1640 y 1650 cm-1 asignada al agua ligada.
En la región de “huella dactilar”, en el espectro del almidón nativo aparecen los picos a 1151, 1078 y
1024 cm-1, correspondientes a las vibraciones de las uniones -C-O-C- de la glucosa y 931, 862, 769, 710, 608
y 578 cm-1 atribuidas al anillo piranósico [27]. En los diagramas correspondientes a los almidones sustituidos
se puede observar desaparición parcial de picos en la zona comprendida entre 500 y 1000 cm-1,
especialmente en el caso del almidón fosfatado.
CALORIMETRÍA DIFERENCIAL DE BARRIDO (DSC)
En la Tabla 2 se resumen las temperaturas iniciales (T0), de los picos endotérmicos (Tp), finales (Tc) y
el ∆Hg para los tres almidones.
Tabla2: Parámetros térmicos de los almidones analizados
T0 (ºC) Tp (ºC) Tc (ºC) ∆Hg (J/g)
67.90
75.40
82.35
2.73
Nativo
66.00
82.45
2.32
Succinilado 50.50
Fosfatado
Los valores del rango de gelatinización para el almidón nativo fueron muy semejantes a los
informados por Hoover et al [2], Radosavljevic et al en almidón obtenido por tratamiento alcalino [23], Choi
et al [26] y Bhosale y Singhal [8] y algunos grados mayores a los determinados por Uriyapongson y RayasDuarte [28], Baker y Rayas-Duarte [29] y Marcone [24]. El ∆Hg obtenido resultó en el orden del
determinado por Bhosale y Singhal [22], pero marcadamente inferior al resto de los valores reportados (1018 J/g) [2, 23, 24, 26, 28].
Por otra parte, los valores de T0 y Tp del almidón octenil-succinilado fueron menores (unos 18 y 9 ºC
respectivamente) a los del almidón nativo, pero los Tc fueron coincidentes. El ∆Hg resultó ser algo menor al
correspondiente al almidón nativo.
Se interpreta que ambos efectos se deben a la introducción de los grupos hidrofóbicos octenil-succinil,
los cuales provocan separación de las cadenas de amilopectina en distintas zonas de la estructura, con
disminución del número de enlaces puente H intercadenas y la pérdida consecuente de cristalinidad. Un
resultado similar, pero menos marcado fue destacado por Bhosale y Singhal [8].
En cambio, el almidón fosfatado no presentó ningún pico endotérmico, lo cual se puede atribuir a una
importante pérdida de la estructura cristalina como consecuencia de la incorporación de los grupos fosfatos.
MORFOLOGÍA Y MICROESTRUCTURA DE LA MICROCÁPSULAS.
A partir de las micrografías de las microcápsulas obtenidas se puede observar que el almidón fosfatado
presenta una apariencia lisa similar a las microcápsulas con goma arábiga y Capsul (materiales de
D. Manni, L.Santiago
referencia); por el contrario, las microcápsulas logradas a partir del almidón succinilado presentaron una
superficie con mayor irregularidad y aparente porosidad.
Figura 7: Microcápsulas con almidón succinilado Figura 8: Microcápsulas con Capsul
Figura 9: Microcápsulas con almidón fosfatado
Figura 10: Microcápsulas con goma arábiga
EFICIENCIA DE ENCAPSULACIÓN:
Los resultados obtenidos para la eficiencia de encapsulación se muestran en orden decreciente: Goma
Arábiga (83,02 %) ~ Capsul (82,38 %) > Fosfatado (65,40 %) > Succinilado (34,50 %). El almidón fosfatado
demostró una eficiencia de encapsulación de limoneno bastante alta en relación a los materiales de
referencia; esto podría ser atribuido a la pérdida de estructura cristalina de este derivado, dando lugar a una
molécula más flexible y por lo tanto con mayor capacidad de formación de la película interfacial y posterior
recubrimiento del material de relleno. Por el contrario, el bajo valor de eficiencia del almidón octenilsuccinilado sería consecuencia de un recubrimiento parcial con pérdida de limoneno durante el proceso de
secado, lo cual se correlaciona con las fallas e irregularidades superficiales de las microcápsulas
correspondientes (Figura 7).
CONCLUSIONES
Las micrografías y los métodos instrumentales empleados (DRX, FTIR, DSC) mostraron cambios
significativos en la estructura de los almidones sustituidos con respecto al almidón nativo, destacándose una
mayor pérdida de estructura cristalina y de las propiedades térmicas en el caso del almidón fosfatado.
El análisis de las micrografías de las microcápsulas de limoneno reveló para el caso del almidón
fosfatado una apariencia lisa muy semejante a las de referencia. En cambio, se observó un recubrimiento
irregular posiblemente poroso para el almidón succinilado. La eficiencia de encapsulación resultó ser
bastante elevada en las microcápsulas con almidón fosfatado y marcadamente baja para el almidón
succinilado (en comparación con los materiales de referencia).
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